Praktische Krankenhaushygiene und Umweltschutz

Franz Daschner (Hrsg.) Markus Dettenkofer (Hrsg.) Uwe Frank (Hrsg.) Martin Scherrer (Hrsg.) Praktische Krankenhaushygiene und Umweltschutz 3., vollständig überarbeitete und erweiterte Auflage

Franz Daschner (Hrsg.) Markus Dettenkofer (Hrsg.) Uwe Frank (Hrsg.) Martin Scherrer (Hrsg.)

Praktische Krankenhaushygiene und Umweltschutz Mit 31 Abbildungen und 123 Tabellen

123

Prof. Dr. med. Franz Daschner Priv.-Doz. Dr. med. Markus Dettenkofer Prof. Dr. med. Uwe Frank Dipl.-Ing (FH) Martin Scherrer Institut für Umweltmedizin und Krankenhaushygiene Klinikum der Albert-Ludwigs-Universität Hugstetter Straße 55 79106 Freiburg

ISBN-10 3-540-23746-1 ISBN-13 978-3-540-23746-4 Springer Medizin Verlag Heidelberg Bibliografische Information der Deutschen Bibliothek Die Deutsche Bibliothek verzeichnet diese Publikation in der Deutschen Nationalbibliografie; detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über http://dnb.ddb.de abrufbar. Dieses Werk ist urheberrechtlich geschützt. Die dadurch begründeten Rechte, insbesondere die der Übersetzung, des Nachdrucks, des Vortrags, der Entnahme von Abbildungen und Tabellen, der Funksendung, der Mikroverfilmung oder der Vervielfältigung auf anderen Wegen und der Speicherung in Datenverarbeitungsanlagen, bleiben, auch bei nur auszugsweiser Verwertung, vorbehalten. Eine Vervielfältigung dieses Werkes oder von Teilen dieses Werkes ist auch im Einzelfall nur in den Grenzen der gesetzlichen Bestimmungen des Urheberrechtsgesetzes der Bundesrepublik Deutschland vom 9. September 1965 in der jeweils geltenden Fassung zulässig. Sie ist grundsätzlich vergütungspflichtig. Zuwiderhandlungen unterliegen den Strafbestimmungen des Urheberrechtsgesetzes. Springer Medizin Verlag springer.com © Springer Medizin Verlag Heidelberg 2006 Printed in Germany Die Wiedergabe von Gebrauchsnamen, Handelsnamen, Warenbezeichnungen usw. in diesem Werk berechtigt auch ohne besondere Kennzeichnung nicht zu der Annahme, dass solche Namen im Sinne der Warenzeichen- und Markenschutz-Gesetzgebung als frei zu betrachten wären und daher von jedermann benutzt werden dürften. Produkthaftung: Für Angaben über Dosierungsanweisungen und Applikationsformen kann vom Verlag keine Gewähr übernommen werden. Derartige Angaben müssen vom jeweiligen Anwender im Einzelfall anhand anderer Literaturstellen auf ihre Richtigkeit überprüft werden. Planung: Hinrich Küster Projektmanagement: Gisela Zech Lektorat: Rainer Zolk, Heidelberg Design: deblik Berlin Titelbild: Institut für Umweltmedizin und Krankenhaushygiene, Universitätsklinikum Freiburg SPIN 10819095 Satz: Fotosatz-Service Köhler GmbH, Würzburg Druck: Stürtz GmbH, Würzburg Gedruckt auf säurefreiem Papier

2126 – 5 4 3 2 1 0

V

Vorwort zur dritten Auflage Liebe Kolleginnen und Kollegen, wir haben uns wieder bemüht, für Sie ein stark praxisorientiertes Buch zu schreiben. Die vorliegende dritte Auflage wurde vollständig überarbeitet und enthält neben den notwendigen theoretischen Grundlagen zur Krankenhaushygiene viele praktische Hinweise. Im Unterschied zu den vorhergehenden Auflagen wurden die Buchkapitel nicht nur von den eigenen Mitarbeitern des Instituts für Umweltmedizin und Krankenhaushygiene, sondern auch von namhaften externen Krankenhaushygienikern verfasst. Hierdurch wurden die evidenzbasierten Empfehlungen, die in den einzelnen Buchkapiteln durch entsprechende wissenschaftliche Literatur belegt sind, um einen breiten Erfahrungsschatz ergänzt. Die dritte Auflage unseres Lehrbuchs soll dazu beitragen, krankenhaushygienische Problemlösungen anzubieten und darüber hinaus wichtige Fortbildungsanreize zu geben. Vor allem aber möge sie ein Stimulus für junge MedizinstudentInnen sein, sich mit diesem praxisrelevanten und modernen Gebiet der Medizin auseinanderzusetzen. Wir sind sehr daran interessiert, von Ihnen zu erfahren, ob unser Anspruch, ein gleichermaßen wissenschaftlich fundiertes wie praktisch orientiertes Buch zu schreiben, erfüllt wurde. Bitte melden Sie sich auch dieses Mal wieder bei uns, wenn Sie Kritik, Anregungen oder Änderungswünsche haben. Herausgeber und Autoren danken dem Springer-Verlag, besonders Frau Zech, Herrn Küster und Herrn Zolk, für die gute Zusammenarbeit und die ausgezeichnete Ausstattung des Buches.

Für die Herausgeber und Autoren F. Daschner

Freiburg, im März 2006

VII

Verzeichnis der Reinigungs- und Desinfektionspläne Allgemeinstation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Operative Abteilungen . . . . . . . . . . . . . . . . . Intensivstation und Anästhesie . . . . . . . . . . . . Pädiatrie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Dialyse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Abteilungen mit immunsupprimierten Patienten . Augenheilkunde . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Zahnmedizin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Endoskopie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

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318 342 356 371 397 410 418 431 440

Radiologie . . . . . . . . Apotheke. . . . . . . . . Transfusionsmedizin . . Laboratorien. . . . . . . Physiotherapie . . . . . Krankenhausküche. . . Wäscherei . . . . . . . . Rettungsdienst . . . . . Alten- und Pflegeheim

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446 454 460 467 474 484 494 503 514

IX

Inhaltsverzeichnis 16 Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 197

Allgemeiner Teil

J.P. Pietsch

17 Technische Hygiene . . . . . . . . . . . . . . . . . . 218 1

Rechtliche Grundlagen . . . . . . . . . . . . . . . .

3

2

Organisation der Krankenhaushygiene . . . . . .

M. Scherrer, H. Rüden

18 Das krankenhaushygienische Labor . . . . . . . . 233

A. Schneider

13

F. Daschner

D. Jonas, I. Engels, D. Hartung, E. Schmidt-Eisenlohr, M. Schuhmacher

19 Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion . . . . . . . . . . . . . . . . . . 247 A. Schuster, M. Dettenkofer

I Epidemiologie und Prävention nosokomialer Infektionen

20 Umweltschutz und Abfallentsorgung . . . . . . . 261 M. Scherrer

21 Herkunft, Vorkommen, Verhalten und Verbleib von Arzneimitteln in der aquatischen Umwelt 3

Epidemiologische Grundlagen . . . . . . . . . . .

19

22 Baumaßnahmen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 291

R.-P. Vonberg

4

Harnwegsinfektionen . . . . . . . . . . . . . . . . .

36

Pneumonien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

M. Dettenkofer, E. Tabori

23 Kosten nosokomialer Infektionen . . . . . . . . . 298

M. Dettenkofer, M. Eikenberg

5

285

K. Kümmerer

48

U. Frank

U. Frank, W. Krüger

6

Postoperative Wundinfektionen . . . . . . . . . .

62

S.J. Harbarth

7

Infektion und Sepsis durch intravaskuläre Katheter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

Spezieller Teil 78

A. Widmer

8

Gastrointestinale Infektionen . . . . . . . . . . . .

88

E. Meyer, W. Ebner

9

Durch Luft übertragbare Erkrankungen . . . . .

99

24 Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken . . . . . . . . . . . 307 S. Wenzler-Röttele

H. Häfner, S.W. Lemmen

10 Durch Wasser übertragbare Infektionen . . . . . 107 D. Jonas

III Prävention nosokomialer Infektionen in speziellen Fachbereichen des Krankenhauses

II Aspekte der Prävention und des Umweltschutzes 25 Operative Medizin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 327 B. Grossart

11 Surveillance . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 119 P. Gastmeier

12 Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 140 M. Scherrer, M. Bauer, C. Zinn

13 Isolierungsmaßnahmen . . . . . . . . . . . . . . . . 162 H.-M. Just, R. Ziegler

14 Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime . . . . 174 R.Geisel, F.J. Schmitz, M. Dettenkofer

15 Tuberkulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 188 M. Eikenberg, S. Wenzler-Röttele

26 Intensivmedizin und Anästhesiologie . . . . . . . 349 S. Lemmen

27 Neonatologie und Pädiatrie . . . . . . . . . . . . . 361 C. Zinn, W. Ebner

28 Gynäkologie und Geburtshilfe . . . . . . . . . . . 375 E. Tabori

29 Dialyse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 388 H. Gartmann, M. Dettenkofer

30 Immunsuppression . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 400 A. Conrad, M. Dettenkofer

31 Augenheilkunde . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 413 W. Schleipen, H.-M. Just

X

Inhaltsverzeichnis

32 Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde . . . . . . . . . . . . 420 W. Ebner

33 Zahnmedizin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 426 U. Frank

34 Endoskopie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 433 R. Scholz, W. Ebner

IV Prävention von Infektionen in Einrichtungen außerhalb des Krankenhauses und vorbeugende Maßnahmen im Hinblick auf Bioterrorismus

35 Radiologie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 443 T. Hauer

36 Krankenhausapotheke . . . . . . . . . . . . . . . . . 449 R. Trittler, M. Sutter, E. Strehl,

37 Transfusionsmedizin . . . . . . . . . . . . . . . . . . 457 R. Scholz, C. Wilson

38 Laboratorien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 462 T. Fenner

39 Physiotherapie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 469 M. Bußmann, B. Hartmann

40 Krankenhausküchen . . . . . . . . . . . . . . . . . . 476 D. Mlangeni, C. Zinn

41 Krankenhauswäsche . . . . . . . . . . . . . . . . . . 487 R. Babikir, F. Daschner

42 Krankentransport . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 499 M. Bußmann

43 Ambulantes Operieren . . . . . . . . . . . . . . . . 506 D. Mlangeni

44 Alten- und Pflegeheime . . . . . . . . . . . . . . . . 510 W. Gärtner, R. Scholz, M. Dettenkofer

45 Komplementärmedizinische Therapieverfahren 516 J. Naumann, J. Mutter

46 Bioterrorismus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 520 C. Zinn, G. Dziekan

XI

Autorenverzeichnis Autoren des Instituts für Umweltmedizin und Krankenhaushygiene Universitätsklinikum Freiburg, Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg Babikir, Regina, Dipl.-Sozialarb. (FH), Krankenschwester Bauer, Manuela, Dipl.-Biol. Bußmann, Matthias, Dipl.-Biol., Krankenpfleger Conrad, Andreas, Dr. med. Daschner, Franz, Prof. Dr. med. Dettenkofer, Markus, Priv.-Doz. Dr. med. Ebner, Winfried, Dr. med. Engels, Inge, MTA Frank, Uwe, Prof. Dr. med. Hartung, Doris, MTA Jonas, Daniel, Priv.-Doz. Dr. med.

Kümmerer, Klaus, Prof. Dr. rer.-nat. Meyer, Elisabeth, Dr. med. Mlangeni, Dennis, Dr. med. Mutter, Joachim, Dr. med. Naumann, Johannes, Dr. med. Scherrer, Martin, Dipl.-Ing. (FH) Schmidt-Eisenlohr, Elke, MTA Scholz, Regina, Hygienefachschwester Schuhmacher, Margarete, MTA Schuster, Armin, Dipl.-Biol. Wenzler-Röttele, Sibylle, Dr. med.

Externe Autoren Dziekan, Gerald, Dr. med.

Grossart, Brigitte, Dr. med.

Infection Control Specialist WHO Regional Office for the Western Pacific P.O. Box 2932, Manila, Philippines

Poliklinik für Allgemein- und Viszeralchirurgie Universitätsklinikum Freiburg Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg

Eikenberg, Martin, Arzt

Häfner, Helga, Dr. med.

Institut für Hygiene und Umweltmedizin Abt. Krankenhaushygiene und Infektionskontrolle Justus-Liebig-Universität Friedrichstraße 16, 35385 Gießen

Zentralbereich für Krankenhaushygiene Universitätsklinikum Aachen 52057 Aachen

Harbarth, Stephan, Dr. med. Fenner, Thomas, Dr. med. Labor Dr. Fenner Bergstr. 14, 20095 Hamburg

Hôpitaux Universitaires de Genève Rue Micheli-du-Crest 24, 1211 Genève 14, Schweiz

Hartmann, Bernd, Priv.-Doz. Dr. med Gartmann, Hannjörg, Arzt

Herbert-Hellmann-Allee 12, 79189 Bad Krozingen

Beratungszentrum für Hygiene GmbH Stühlinger Str. 21, 79106 Freiburg

Hauer, Thomas, Dr. med.

Gärtner, Wolfgang, Dr. med.

Beratungszentrum für Hygiene GmbH Stühlinger Str. 21, 79106 Freiburg

Beratungszentrum für Hygiene GmbH Stühlinger Str. 21, 79106 Freiburg

Just, Heinz-Michael, Priv.-Doz. Dr. med.

Gastmeier, Petra, Prof. Dr. med. Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene Medizinische Hochschule Hannover Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover

Geisel, Roland, Dr. med. Universitätsklinikum Düsseldorf Universitätsstr. 1, 40225 Düsseldorf

Institut für Klinikhygiene, Medizinische Mikrobiologie und Klinische Infektiologie, Klinikum Nürnberg Prof.-Ernst-Nathan-Str. 1, 90419 Nürnberg

Krüger, Wolfgang, Priv.-Doz. Dr. med. Klinik für Anästhesiologie u. Intensivmedizin Universität Tübingen Hoppe-Seyler-Str. 3, 72076 Tübingen

XII

Autorenverzeichnis

Lemmen, Sebastian, Priv.-Doz. Dr. med.

Wilson, Christine, Dr. med.

Zentralbereich für Krankenhaushygiene Universitätsklinikum Aachen 52057 Aachen

Zwischenweg 7, 79108 Freiburg

Pietsch, Jürgen, Dr. med. Medizinischer Arbeitsschutz Berliner Allee 6, 79110 Freiburg

Ziegler, Renate, Dr. med. Institut für Klinikhygiene, Medizinische Mikrobiologie und Klinische Infektiologie, Klinikum Nürnberg Prof.-Ernst-Nathan-Str. 1, 90419 Nürnberg

Zinn, Christian, Dr. med. Rüden, Henning, Prof. Dr. med. Institut für Hygiene und Umweltmedizin Charité, Universitätsmedizin Berlin Hindenburgdamm 27, 12203 Berlin

Schleipen, Waltraud, Hygienefachschwester Beratungszentrum für Hygiene GmbH Stühlinger Str. 21, 79106 Freiburg

Schmitz, Franz-Josef, Prof. Dr. med. Institut für Laboratoriumsmedizin, Mikrobiologie, Hygiene, Umweltmedizin und Transfusionsmedizin Klinikum Minden Friedrichstr. 17, 32427 Minden

Schneider, Alfred, Dr. jur. Poststraße 1, 75172 Pforzheim

Strehl, Egid, Dr. rer.-nat. Klinikumsapotheke, Universitätsklinikum Freiburg Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg

Sutter, Martin, Dr. rer.-nat. Klinikumsapotheke, Universitätsklinikum Freiburg Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg

Tabori, Ernst, Dr. med. Beratungszentrum für Hygiene GmbH Stühlinger Str. 21, 79106 Freiburg

Trittler, Rainer, Dr. rer.-nat. Klinikumsapotheke, Universitätsklinikum Freiburg Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg

Vonberg, Ralf-Peter, Dr. med. Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Medizinische Hochschule Hannover Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover

Widmer, Andreas, Prof. Dr. med. Klinik für Infektiologie & Spitalhygiene Universitätsspital Basel Petersgraben 10, 4031 Basel, Schweiz

Bioscientia Institut für Medizinische Diagnostik Konrad-Adenauer-Str. 17, 55218 Ingelheim

1 1 Rechtliche Grundlagen A. Schneider 1.1

Zuordnung hygienerelevanter Vorschriften – 3

1.2

Hygiene und Qualitätssicherung

1.3.5 Unfallverhütungsvorschriften und technische Regeln – 9 1.3.6 Richterrecht – 10

–3

1.2.1 Hygiene und Medizinprodukterecht – 4 1.2.2 Hygiene und Infektionsschutzgesetz – 4

1.4

Empfehlungen

– 11

Literatur – 11 1.3

Weitere hygienerechtlich relevante Bestimmungen – 7

1.3.1 1.3.2 1.3.3 1.3.4

Standards – 7 Richtlinien – 7 Leitlinien – 8 Normungswerke

–8

Neben der eigentlichen Arbeit bestimmen heute zunehmend finanzielle und nicht zuletzt auch rechtliche Aspekte den Klinikalltag. Den Beschäftigten im Krankenhaus sind eine Vielzahl von Vorschriften bekannt, denen hygienerechtliche Bedeutung zukommt. Einzelvorschriften mit hygienerelevantem Bezug finden sich beispielsweise im Infektionsschutzgesetz, im Lebensmittel- und Bedarfsgegenständegesetz, im Medizinproduktegesetz, in der Gefahrstoff- und Biostoffverordnung, in den Ausbildungsverordnungen für die Fachberufe im Gesundheitswesen, in den Landeskrankenhausgesetzen und – soweit erlassen – in den Hygieneverordnungen der Länder sowie in zahlreichen (Unfallverhütungs-)Vorschriften der Berufsgenossenschaft, einschließlich sog. Technischer Regeln (TR) wie etwa derjenigen über »Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege« (TRBA 250). Im weitesten Sinne zählen hierzu auch die Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention des Robert Koch-Instituts (RKI), europäische Richtlinien und Normungswerke.

die deutsche Rechtsordnung kein geschlossenes bundeseinheitliches Hygienerecht kennt (Schneider 2003). Der Versuch einer Zuordnung einzelner aus Teilbereichen der Bundes- bzw. Landesgesetzgebung gegriffener Hygienevorschriften lässt allenfalls die Feststellung zu, dass derartige Regelungen überwiegend dem Recht der Arbeitssicherheit oder dem Gesundheitsschutzrecht im weiteren Sinne zuzurechnen sind. Daneben lässt sich eine weitere Feststellung treffen: In der Regel befassen sich die einzelnen Hygienevorschriften nicht mit Rechtsfolgeaussagen im Falle eines schadensstiftenden Hygienezwischenfalls, sie besitzen also keinen – etwa für die zivilrechtliche Beurteilung eines Haftungsanspruchs – spezifischen Aussagewert. Dies ist auch nicht erforderlich, da die im Bürgerlichen Gesetzbuch (BGB) niedergelegten allgemeinen Haftungsregeln ausreichen. Mit wenigen Ausnahmen, etwa im Medizinprodukterecht und Infektionsschutzgesetz, gilt Ähnliches für die strafrechtliche Beurteilung von Hygienezwischenfällen, in welchen Bereichen des Krankenhauses oder der Arztpraxis sie auch immer vorkommen mögen.

1.2 1.1

Zuordnung hygienerelevanter Vorschriften

Die Aufzählung dieser bei weitem nicht abschließenden hygienerechtlich bedeutsamen Einzelregelungen zeigt, dass

Hygiene und Qualitätssicherung

Um Hygienezwischenfälle mit zivil- und/oder strafrechtlichen Folgen möglichst zu vermeiden, sind die Maßnahmen der Krankenhaushygiene in zumindest zweierlei Richtungen denkbar: Sie können sich sowohl auf (Medizin-)Pro-

4

Kapitel 1 · Rechtliche Grundlagen

dukte wie auf (ärztliche/pflegerische) Dienstleistungen beziehen (Schneider 2001a). > Zudem sind alle infektionsvermeidenden Maßnahmen als Teil eines vom Sozialgesetzgeber geforderten Qualitätsmanagements im Gesundheitswesen zu verstehen.

Dies gilt in besonderem Maße für die fachübergreifende Hygiene als integralem Bestandteil medizinischen Handelns. Gesetze, Verordnungen, Richtlinien, aber auch die Rechtsprechung sind hier vor allem zu nennen.

1.2.1

Hygiene und Medizinprodukterecht

Einer Minimierung der von Medizinprodukten möglicherweise ausgehenden Infektionsrisiken dient das seit dem 01.01.1995 geltende Medizinproduktegesetz (MPG) in der Neufassung vom 07.08.2002 nebst einer Vielzahl von Verordnungen dazu. Ausgerichtet ist das Gesetz u. a. an dem Ziel der Qualitätssicherung von Medizinprodukten und ihren medizinischen Anwendungen. Die Produktsicherheit soll dabei dem Patienten, dem Anwender und dritten Personen dienen. Unter Bezugnahme auf die »Grundlegenden Anforderungen der europäischen Richtlinie des Rates über Medizinprodukte« (93/42/EWG), auf die Richtlinie des Rates über aktive implantierbare medizinische Geräte (90/385/EWG) sowie die Richtlinie über In-vitro-Diagnostika (98/79/EG) gilt aufgrund des Medizinproduktegesetzes beispielsweise: 4 Produkte und ihre Herstellungsverfahren müssen so ausgelegt sein, dass das Infektionsrisiko für Patienten, Anwender und Dritte ausgeschlossen oder soweit wie möglich verringert wird. Die Auslegung muss eine leichte Handhabung erlauben und die Kontamination des Produkts durch den Patienten oder umgekehrt während der Anwendung so gering wie möglich halten. 4 In sterilem Zustand gelieferte Produkte müssen so ausgelegt, hergestellt und in einer nicht wiederverwendbaren Verpackung und/oder unter Verwendung geeigneter Verfahren so verpackt sein, dass die Sterilität beim Inverkehrbringen unter den vom Hersteller vorgesehenen Lager- und Transportbedingungen erhalten bleibt, bis die Sterilverpackung beschädigt oder geöffnet wird. 4 In sterilem Zustand gelieferte Produkte müssen nach einem geeigneten, validierten Verfahren hergestellt und sterilisiert worden sein. 4 Produkte, die sterilisiert werden sollen, müssen unter angemessenen überwachten Bedingungen (z. B. Umgebungsbedingungen) hergestellt sein. 4 Verpackungssysteme für nichtsterile Produkte müssen so geschaffen sein, dass die vorgesehene Reinheit des Produkts unbeschadet erhalten bleibt und, wenn das Produkt vor seiner Anwendung sterilisiert werden soll, das Risiko einer mikrobiellen Kontamination soweit wie möglich verringert wird; das Verpackungssystem

muss sich für das vom Hersteller angegebene Sterilisationsverfahren eignen. 4 Verpackung und/oder Kennzeichnung des Produkts müssen eine Unterscheidung von gleichen oder ähnlichen Produkten erlauben, die sowohl in steriler als auch nichtsteriler Form in Verkehr gebracht werden. Diese grundlegenden Anforderungen muss der Hersteller von Medizinprodukten erfüllen, entweder auf eigenem Weg oder wahlweise über die Anwendung von europäischen harmonisierten Normen. Zum Nachweis der Übereinstimmung des Medizinprodukts mit den grundlegenden Anforderungen beispielsweise bezüglich einer Infektionsminimierung dient das sog. Konformitätsbewertungsverfahren. Ohne die Einhaltung eines solchen Verfahrens darf ein Medizinprodukt mit CE-Kennzeichnung nicht mehr auf den Markt gebracht werden. Eine Überwachung dieser Voraussetzungen erfolgt zum einen durch die sog. benannten Stellen, zum anderen durch entsprechend zuständige Landesbehörden. Neben dem Medizinproduktegesetz ist – vornehmlich für den Betreiber und Anwender von Medizinprodukten – die Medizinprodukte-Betreiberverordnung (MPBetreibV) von Bedeutung. Hier wird u. a. – mit Verweis auf Empfehlungen des RKI – geregelt, unter welchen Voraussetzungen die Aufbereitung von bestimmungsgemäß keimarm oder steril zur Anwendung kommenden Medizinprodukten durchgeführt werden kann (§ 4). Verstöße gegen die Vorgaben können als Ordnungswidrigkeit geahndet werden (§ 13). Die Vorschriften des Gesetz- bzw. Verordnungsgebers zu den Maßnahmen der Aufbereitung von Medizinprodukten unterscheiden nicht nach Mehrfach- oder Einmalprodukten. Allerdings differenziert die RKI-Empfehlung zur Aufbereitung zwischen unkritischen, semikritischen und kritischen Medizinprodukten (Schneider 2002; 7 Kap. 12).

1.2.2

Hygiene und Infektionsschutzgesetz

So wie das Medizinprodukterecht als Teil des vom Gesetzgeber geforderten Qualitätsmanagements zu verstehen ist, gilt Ähnliches für das seit Juli 2000 geltende Infektionsschutzgesetz (IfSG). Das Infektionsschutzgesetz konkretisiert aus infektionshygienischer Sicht die sozialgesetzliche Qualitätssicherungspflicht (Schneider 2001c). Ausweislich der Gesetzesmaterialien zielt das Infektionsschutzgesetz auf eine Verbesserung des Schutzes der Bevölkerung vor Infektionskrankheiten ab. Diese soll durch eine frühzeitige Erkennung bekannter, aber auch neuer Infektionskrankheiten erfolgen. Die verbesserte Infektionsepidemiologie dient einer schnelleren und zielgerichteteren Einleitung von Bekämpfungsmaßnahmen. Zur Erreichung dieses Zieles wurden u. a. das Bundesseuchengesetz, das Geschlechtskrankheitengesetz, die Laborberichtverordnung für positive HIV-Bestätigungstests sowie weitere mel-

5 1.2 · Hygiene und Qualitätssicherung

derechtliche Verordnungen zu einem einheitlichen Regelwerk strukturell zusammengefasst. > Das Robert Koch-Institut (RKI) wurde als epidemiologisches Zentrum institutionalisiert.

Die beim RKI zusammenlaufenden Fäden erleichtern dessen Aufgabe, Konzeptionen zur Vorbeugung übertragbarer Krankheiten sowie zur frühzeitigen Erkennung und Verhinderung der Weiterverbreitung von Infektionen zu entwickeln und noch intensiver als bisher als Partner zur Beratung des öffentlichen Gesundheitsdienstes zur Verfügung zu stehen (Kurth 2000).

Leitgedanken des Gesetzgebers 4 Stärkung der Prävention übertragbarer Krankheiten, insbesondere auch Verbesserung der Infektionsepidemiologie 5 Wiederbelebung der klassischen Aufgabenfelder des öffentlichen Gesundheitsdienstes 5 Stärkung der Eigenverantwortlichkeit von Personen in infektionsgefährdeten Bereichen 5 Minimierung nosokomialer Infektionen und von (Multi-)Resistenzen (Schneider 2001b)

Der infektionshygienische Regelungsbedarf auf dem Gebiet der nosokomialen Infektionen wird u. a. zurückgeführt auf die im Jahre 1995 veröffentlichte Prävalenzstudie NIDEP-I (Rüden et al. 1995), nach deren Ergebnis bei rund 3,5% aller im Krankenhaus behandelten Patienten eine im Krankenhaus erworbene Infektion zu beobachten war. Da jährlich ca. 15 Millionen Menschen in Krankenhäusern behandelt werden, wurde hochgerechnet, dass mehr als 525.000 Patienten pro Jahr von einer nosokomialen Infektion betroffen sein können. Ein Drittel der Infektionen könnte nach Ansicht der Wissenschaft vermieden werden. Hinsichtlich der Kosten wird geschätzt, dass nosokomiale Infektionen jährlich Kosten in Höhe von ca. 1,28–1,53 Mrd. € verursachen, wobei die sozialen Folgekosten, z. B. durch Verdienstausfall infolge verlängerter Liegezeiten, nicht eingerechnet sind. Um der geschilderten Entwicklung vorzubeugen, sind Krankenhäuser und Einrichtungen für ambulantes Operieren seit dem 01.01.2001 verpflichtet, dort erworbene nosokomiale Infektionen sowie bestimmte Resistenzen von Erregern zu erfassen (§ 23). Diese Vorschrift richtet sich in erster Linie an die Leiter von Krankenhäusern und Einrichtungen für ambulantes Operieren. Da der Begriff »Leiter« der genannten Einrichtungen nicht gesetzlich definiert ist, muss er von der Einrichtung selbst festgelegt werden. Dabei kann es sich – vorzugsweise – um den ärztlichen Leiter, aber auch um den Verwaltungsleiter handeln. In der Regel wird die Festlegung der Eigenschaft als »Leiter« eine zulässige Delegation der Aufgaben

nach § 21 Abs. 1 zur Folge haben. Die Delegation darf jedoch nur auf andere qualifizierte Mitarbeiter (z. B. Krankenhaushygieniker oder Hygienebeauftragte) erfolgen. Mit der Delegation geht keine Enthaftung einher. Es ist anerkannt, dass fahrlässig auch der handelt, der das fehlerhafte Handeln eines anderen nicht verhindert, obwohl ihm dies bei Beachtung der von ihm zu verlangenden Sorgfalt möglich gewesen wäre. Der organisatorisch festgelegte Leiter im Sinne des § 23 Abs. 1 bleibt letztendlich verantwortlich dafür, dass die entsprechenden Aufzeichnungen und Bewertungen vorgenommen werden. Das Gesetz verpflichtet den Normadressat (Leiter), bestimmte nosokomiale Infektionen und Krankheitserreger mit speziellen (Multi-)Resistenzen aufzuzeichnen und zu bewerten. Die Aufzeichnungen müssen in einer gesonderten Niederschrift erfolgen. > Den Anforderungen an eine gesonderte Niederschrift wird nur eine Aufzeichnung als eigenständige Dokumentation gerecht; eine Aufzeichnung nur in den jeweiligen Krankenakten des Patienten ist nicht ausreichend!

Wie die gesonderte Niederschrift zu erfolgen hat, schreibt das Gesetz nicht ausdrücklich vor. Aus der Art und Weise der Niederschrift muss sich jedoch die Entwicklung der vom RKI festgelegten nosokomialen Infektionen bzw. das Auftreten der vom RKI festgelegten (Multi-)Resistenzen herleiten lassen. Neben der Aufzeichnungspflicht besteht eine gesonderte Bewertungspflicht. Eine Bewertungspflicht setzt die Erfassung relevanter einrichtungsinterner Bezugsdaten sowie die Schaffung einrichtungsübergreifender Referenzdaten voraus, z. B. angelehnt an »KISS« (2000) (7 Kap. 11). Die vom Gesetzgeber geforderte Aufzeichnung und Bewertung wird in den Gesetzesmaterialien als »Erfassung« nosokomialer Infektionen und (Multi-)Resistenten bezeichnet. Die Infektionserfassung ist Teil eines eigenverantwortlichen Qualitätsmanagements, das eine erhöhte Beachtung bestehender Hygieneanforderungen ebenso zum Ziel hat wie die notwendige Intensivierung der Kommunikation hausintern und hausübergreifend, beispielsweise im Falle einer Verlegung zwischen verlegender und aufnehmender Einrichtung. Die Erfassung, also das Aufzeichnen und Bewerten, führt schließlich zu einer surveillancebasierten Selbstkontrolle, dient der Verbesserung des Hygienemanagements, hat ggf. eine Änderung des Antibiotikaeinsatzes (Kosten!) zur Folge, kann dazu beitragen, arbeitsmedizinische Erkenntnisse und Maßnahmen zu verbessern und wird – eine entsprechende einrichtungsinterne Organisation vorausgesetzt – zur Haftungsbegrenzung wegen Organisationsverschuldens bei Infektionsschäden beitragen (Schneider u. Bierling 2002). Die Aufzeichnungs- und Bewertungspflicht betrifft nosokomiale Infektionen gemäß § 2 Nr. 8. Allerdings sind nicht alle nosokomialen Infektionen und Krankheitserre-

1

6

Kapitel 1 · Rechtliche Grundlagen

ger mit speziellen (Multi-)Resistenzen zu erfassen, sondern nur diejenigen, die das RKI entsprechend den jeweiligen epidemiologischen Erfordernissen festgelegt hat und die im Bundesgesundheitsblatt veröffentlicht wurden (RKI 2000). Hierzu zählen z. B. deviceassoziierte Infektionen und postoperative Wundinfektionen. > Die Vorgaben des Robert Koch-Instituts sind für die Aufzeichnung und Bewertung verbindlich!

Die organisatorisch festgelegten Leiter der Krankenhäuser und Einrichtungen für ambulantes Operieren sind demnach verpflichtet, zumindest eine der vorgegebenen nosokomialen Infektionen – vorzugsweise unter Berücksichtigung der einrichtungsspezifischen Gegebenheiten – zu erfassen. Die in gesonderten Niederschriften zu fertigenden Aufzeichnungen sind 10 Jahre aufzubewahren. Auf Verlangen ist dem zuständigen Gesundheitsamt jederzeit Einsicht in diese Aufzeichnungen zu gewähren (§ 23 Abs. 1). Diese Pflicht zur Einsichtsgewährung dient ausschließlich der Kontrolle der Aufzeichnungspflicht. Dem Gesundheitsamt wird mit dem Einsichtsrecht nicht eine inhaltliche Interpretation und Überprüfung der internen Bewertungen übertragen. Neben der Erfassung nosokomialer Infektionen und (Multi-)Resistenzen bleibt die Meldepflicht bei gehäuftem Auftreten aller (nicht nur der vom RKI festgelegten) nosokomialen Infektionen im Sinne von § 2 Nr. 8 bestehen, bei denen ein epidemiologischer Zusammenhang wahrscheinlich ist oder vermutet wird. Ein entsprechender Ausbruch ist dem Gesundheitsamt unverzüglich zu melden. Erfolgt eine nach § 23 Abs. 1 geforderte Aufzeichnung nicht, nicht richtig oder unvollständig, so handelt es sich um eine Ordnungswidrigkeit, ebenso wie bei einem Verstoß gegen die 10-jährige Aufbewahrungspflicht (§ 37 Abs. 1 Nr. 9). Gleiches gilt bei Nichtgewährung des Einsichtsrechts (§ 73 Abs. 1 Nr. 10). Die jeweilige Ordnungswidrigkeit kann mit einer Geldbuße (bis 25.000 €) belegt werden. Nicht bußgeldbewehrt ist dagegen ein Verstoß gegen die Bewertungspflicht nach § 23 Abs. 1. Nicht ausschließbar ist jedoch, dass im Falle eines zivilrechtlichen Schadensersatzanspruches eines Patienten einer unterlassenen Bewertung besondere Bedeutung zugemessen wird. Die Bewertungspflicht – wenngleich nicht sanktioniert – dürfte als vertragliche Nebenpflicht des Behandlungsvertrages anzusehen sein. Im Zusammenhang mit nosokomialen Infektionen stehen auch arbeitsmedizinische Fragen. Der Personenkreis, der eine nosokomiale Infektion erwerben kann, wird in § 2 Nr. 8 nicht definiert. Sicherlich zählen hierzu in erster Linie Patienten im engeren Sinne, d. h. also Kranke. Mit erfasst sind nach dem Wortlaut der Vorschrift aber auch Beschäftigte, die sich im Zusammenhang mit stationären oder ambulanten Maßnahmen infiziert haben. Auch wenn von einer Infektion die Rede ist, »die im zeitlichen Zusammenhang mit einer stationären oder ambulanten medizinischen Maßnahme steht«, bedeutet dies

nicht, dass bei dem Infizierten selbst eine medizinische Maßnahme durchgeführt wurde (Bales u. Baumann 2001). Eine Erregerübertragung ist möglich von Patient zu Patient, von Patient zu Personal, von Personal zu Patient ebenso wie über Instrumente oder durch ungenügende Lebensmittelund Wasserhygiene. Damit kommen grundsätzlich alle Personen für eine nosokomiale Infektion in Betracht, die im zeitlichen Zusammenhang mit einer stationären oder einer ambulanten medizinischen Maßnahme eine entsprechende Infektion im Krankenhaus erwerben können. Schon § 8a des früheren Bundesseuchengesetzes erfasste das Krankenhauspersonal. Unter Präventionsgedanken wäre deshalb eine Eingrenzung nosokomialer Infektionen im Sinne des heutigen Infektionsschutzgesetzes ausschließlich auf den Patienten nicht sachgerecht, zumal Infektionen beim Krankenhauspersonal auch auf Hygieneprobleme in der jeweiligen Gesundheitseinrichtung hinweisen können. > Zu Recht wird deshalb darauf hingewiesen, dass medizinischer Arbeitsschutz und allgemeiner Infektionsschutz untrennbar miteinander verbundene Rechtsbereiche sind (Bales u. Baumann 2001; 7 Kap. 16).

Dies wiederum bedeutet eine enge Zusammenarbeit im Krankenhaus und in Einrichtungen für ambulantes Operieren zwischen Hygienebeauftragten und Hygienefachkräften einerseits und den betreuenden Arbeitsmedizinern andererseits, ggf. unter Einbeziehung der Beschäftigtenvertretung (Personalrat/Mitarbeitervertretung) nach den Personalvertretungsgesetzen der Länder. Ebenso wie mit der Erfassung nosokomialer Infektionen wird mit der Verpflichtung zur Aufstellung von Hygieneplänen zur Infektionshygiene (§ 36) dem Qualitätssicherungsgedanken Rechnung getragen. Zudem dehnt diese gesetzliche Vorschrift die Verpflichtung durch die zuständige Berufsgenossenschaft in den (noch) geltenden Unfallverhütungsvorschriften auf die im § 36 genannten Einrichtungen aus. Als Grundlagen zur Erstellung von Hygieneplänen (Hygienestandards; Reinigungs- und Desinfektionspläne) bieten sich die Empfehlungen der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention des RKI ebenso wie Anhang 4 der Technischen Regeln für Biologische Arbeitsstoffe (TRBA 250) und die Präventionsguidelines der Centers for Disease Control and Prevention (CDC) an. Hygienepläne sind auf die Gegebenheiten vor Ort abzustellen, sodass sich generelle, allgemeingültige Hygienepläne verbieten. Sie sollten der Analyse von Infektionsgefahren dienen, eine Bewertung der Risiken enthalten mit dem Ziel einer Risikominimierung, Überwachungsverfahren festlegen, eine regelmäßige Überprüfung zum Inhalt haben, Dokumentationen beschreiben und Schulungsmaßnahmen vorschreiben. Aufgrund der infektionshygienischen Überwachungspflichten und -rechte des Gesundheitsamts empfiehlt sich hier eine enge Abstimmung und Zusammenarbeit.

7 1.3 · Weitere hygienerechtlich relevante Bestimmungen

Weitere hygienerechtlich relevante Bestimmungen

1.3

Neben den genannten gesetzlichen und damit für den jeweiligen Adressaten verbindlichen Vorschriften mit Hygienebezug finden sich zahlreiche weitere Regelungen, die auf eine Beachtung der Sorgfaltspflichten in der Hygiene hinweisen. Sie finden sich z. B. in Richtlinien, Leitlinien, Standards – etwa von medizinischen Fachgesellschaften –, Normungswerken u. a. wieder. Ihre rechtliche Beurteilung als »verbindlich« oder »empfehlend« ist unterschiedlich.

1.3.1

Standards

Im medizinischen Haftungsrecht umschreibt der Begriff Standard das, was der Gesetzgeber mit der »im Verkehr erforderlichen Sorgfalt« (§ 276 BGB) bezeichnet. Als Standard kann in diesem Zusammenhang »die gute, verantwortungsbewusste ärztliche/pflegerische Übung« bezeichnet werden, »die auf einem gesicherten Kernbereich wissenschaftlicher Erkenntnisse ebenso basiert, wie auf praktischer Erfahrung und der Anerkennung durch Fachangehörige als zweifelsfrei richtig und zuverlässig«. Was »Standard« in diesem Sinne bedeutet, obliegt mangels Sachkompetenz nicht der Feststellung durch die Rechtsprechung, sondern ist das Ergebnis medizinwissenschaftlicher, ärztlicher, pflegerischer Auseinandersetzung. Die Gerichte prüfen erst in der Folge – sachverständig beraten – ob unter Zugrundelegung eines außerrechtlich gefundenen »Standards« die abstrakte Gesetzesvorgabe der »verkehrserforderlichen Sorgfalt« berufsspezifisch erfüllt wurde oder nicht. Die berufsspezifische Sorgfaltspflicht richtet sich daher an medizinischen ärztlichen/pflegerischen Maßstäben aus. In diesem Zusammenhang sind die Ausführungen des Oberlandesgerichts Hamm (1999) beispielhaft. Es heißt dort: Die regelgerechte Behandlung wird nicht, jedenfalls nicht allein durch Richtlinien bestimmt. Vielmehr beurteilt sich die zu beachtende Sorgfalt nach dem Erkenntnisstand der medizinischen Wissenschaft zur Zeit der Behandlung. Die Richtlinien – und für die Leitlinien gilt nichts anderes – können diesen Erkenntnisstand … nur (deklaratorisch) erklärend wiedergeben, nicht aber konstitutiv begründen. Der Arzt muss, um den erforderlichen Erkenntnisstand zu erlangen, die einschlägigen Fachzeitschriften des entsprechenden Fachgebiets, in dem er tätig ist, regelmäßig lesen.

Aus dieser Entscheidung ergeben sich möglicherweise wesentliche Schlussfolgerungen: 4 Die Selbstregulierungskompetenz der Berufsangehörigen (Profession) bindet nicht Gerichte (Normanwendungsebene). 4 Ein Verstoß gegen Leitlinien begründet nicht zwangsläufig eine grobe Verletzung berufsspezifischer Sorgfaltspflichten (grober Behandlungsfehler). 4 Haftungsrechtlich macht es keinen Unterschied, in feiner Semantik zwischen Standard, Leitlinie und Richt-

linie zu unterscheiden. Inhaltlich wie in ihrer Funktion sind sie Orientierungshilfen für den Richter und konkretisieren den gesetzlichen Fachbegriff der »im Verkehr erforderlichen Sorgfalt«. 4 Die Beurteilung der verkehrserforderlichen Sorgfalt ist haftungsrechtlich jeweils im konkreten Einzelfall zu prüfen. Zutreffend wird daher höchstrichterlich formuliert, dass »in Grenzen … der zu fordernde medizinische Standard je nach den personellen und sachlichen Möglichkeiten verschieden ist. Er kann in einem mittleren oder kleineren Krankenhaus gewahrt sein, wenn jedenfalls die Grundausstattung modernen medizinischen Anforderungen entspricht. Erst eine deutliche Unterausstattung müsste zur Haftung führen, wenn es deswegen zu einer vermeidbaren Schädigung des Patienten kommt.« Die aufgezeigten Schlussfolgerungen schließen jedoch nicht grundsätzlich mögliche Verbindlichkeitsgrade von Standards aus, wie sie national oder international für Richtlinien (Directives), Leitlinien (Guidelines) und Empfehlungen (Recommendations) angenommen werden.

1.3.2

Richtlinien

Hinsichtlich der Verbindlichkeit von Richtlinien ist ebenfalls zu differenzieren. Die Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention des Robert Koch-Instituts, die durch eine Reihe von Anlagen für besondere Sachgebiete ergänzt wird, enthält ihrem sachlichen Inhalt nach Empfehlungen an private Personen (z. B. Ärzte) und öffentliche Einrichtungen (z. B. Krankhausträger). Als solche werden sie von den jeweiligen Kommissionen des RKI selbst bezeichnet. Gegenüber den verpflichtenden Vorgaben zur Aufzeichnung haben Hinweise des RKI zur Prävention nosokomialer Infektionen sowie zu betrieblichorganisatorischen und baulich-funktionellen Maßnahmen der Hygiene in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen empfehlenden Charakter (§ 23 Abs. 2). Auch das Infektionsschutzgesetz spricht im Rahmen der gesetzlichen Verankerung der Ständigen Impfkommission (STIKO, § 20 Abs. 2 IfSG) sowie der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO, § 23 Abs. 2 IfSG) von Empfehlungen. Ihnen fehlt demnach grundsätzlich die rechtliche Verbindlichkeit. Dies gilt auch für die neuen Mitteilungen des RKI, wie beispielsweise die Empfehlung zur Prävention und Kontrolle katheterassoziierter Harnwegsinfektionen sowie zur Prävention und Kontrolle von MRSA, die kategorisiert sind z. B. nach Maßgabe 4 der jeweiligen wissenschaftlich abgesicherten Beweiskraft (Evidenz), 4 der theoretischen Begründung, Anwendbarkeit bzw. Praktikabilität, 4 der entsprechenden ökonomischen Auswirkungen.

1

8

Kapitel 1 · Rechtliche Grundlagen

Da im zivilrechtlichen Haftungsrecht ebenso wie im Strafrecht die Einzelfallbetrachtung im Vordergrund steht, wird deshalb zu Recht die Auffassung vertreten, dass auf der Normanwendungsebene – also bei Gericht – wissenschaftliche Evidenz in der »Fallanwendung« der »Übersetzung« bedarf (Hart 2000). Das heißt, dass etwa Maßstäbe für eine »gute Organisation« im Krankenhaus nicht durch die Selbstregulierungskompetenz der Berufsangehörigen gedeckt ist (Laufs 1999), auch wenn das medizinisch Gebotene in der Regel mit der rechtlich geforderten medizinischärztlichen/pflegerischen Sorgfalt übereinstimmt. Anders verhält es sich mit Empfehlungen des RKI, auf die durch Gesetz bzw. Rechtsverordnung ausdrücklich Bezug genommen wird, etwa bei der Erfassung von nosokomialen Infektionen und (Multi-)Resistenzen (§ 23 Abs. 1 IfSG). Durch den gesetzlichen Bezug werden die Maßnahmen verbindlich für den Adressaten. Ähnliches gilt im Rahmen des Medizinprodukterechts. Die Verweisung auf die RKIEmpfehlung etwa zur Aufbereitung von Medizinprodukten (§ 4 Abs. 2 MPBetreibV) führt zu einer Anhebung des Regelungsniveaus über den Empfehlungscharakters hinaus, da die Empfehlung sehr stringente Vorgaben zur Aufbereitung enthält. Und schließlich ist hinzuweisen auf die Verbindlichkeit von Richtlinien des Gemeinsamen Bundesausschusses nach dem Sozialrecht (§ 91 SGB V). Bei diesen Richtlinien handelt es sich um Regelungen des Handelns oder Unterlassens, die von einer rechtlich legitimierten Institution konsensiert, schriftlich fixiert und veröffentlicht werden, für den Rechtsraum dieser Institution verbindlich sind und deren Nichtbeachtung definierte Sanktionen nach sich zieht.

1.3.3

Leitlinien

Demgegenüber haben Leitlinien keine unmittelbare rechtliche Wirkung, sind keine Rechtsnormen. Sie werden zum einem nicht von gesetzlich legitimierten Institutionen erlassen und ziehen zum anderen keine Sanktionen nach sich. 4 Leitlinien sind systematisch entwickelte Entscheidungshilfen über die angemessene ärztliche/pflegerische Vorgehensweise bei speziellen gesundheitlichen Problemen. 4 Leitlinien sind wissenschaftlich begründete und praxisorientierte Handlungsempfehlungen. 4 Leitlinien sind Orientierungshilfen im Sinne von »Handlungs- und Entscheidungskorridoren, von denen in begründeten Fällen abgewichen werden kann oder sogar muss«. Im Regelfall geben Leitlinien den aktuellen Stand der medizinischen (ärztlichen/pflegerischen) Wissenschaft und Erkenntnis wieder. Unter dem Aspekt der Qualitätssicherung leisten sie dem Adressaten eine Hilfestellung, um sein Handeln sicherer, messbarer und berechenbarer zu machen.

Für den Adressaten haben nach derzeitiger Rechtslage ärztliche Leitlinien unbeschadet ihrer wissenschaftlichen Fundierung lediglich Informationscharakter (OLG Naumburg 2001). Weitere – nützliche – Nebeneffekte sind: 4 mehr Transparenz bei der Krankenbehandlung, 4 intensivere Kommunikation zwischen Patient und behandelnden Personen, 4 ökonomische Einspareffekte, 4 Erleichterung für den Juristen im »Sachverständigenprozess«. Aus rechtlicher Sicht sind Leitlinien eine Entscheidungshilfe für den Richter, der in eigener Verantwortung über das Vorliegen eines Behandlungsfehlers zu urteilen hat. Sie fließen in seine Beweiswürdigungen ein, entbinden ihn aber nicht von der Verpflichtung, das ganze Meinungsspektrum der ärztlichen Wissenschaft in der Prüfung des Sorgfaltspflichtverstoßes einzubeziehen. Leitlinien stellen eine Verlagerung der Entscheidung von der individuellen auf die kollektive Ebene dar, sind also auf eine »typisierte Problemlage« ausgerichtet. Im Haftungs- bzw. Strafverfahren sind aber die Besonderheiten des jeweiligen Einzelfalls, insbesondere auch die Eigenheiten und der Wille, also die Individualität des Patienten zu berücksichtigen. Daher bilden Leitlinien nur einen – mehr oder weniger gewichtigen – Mosaikstein zur näheren Bestimmung dessen, was der Gesetzgeber mit der »im Verkehr erforderlichen Sorgfalt« formuliert. Unter dieser Voraussetzung kann – im Einzelfall – einer Leitlinie mittelbare Bindungswirkung nur dann zukommen, wenn sie eine gefestigte allgemein anerkannte ärztliche/pflegerische Überzeugung so wiedergibt, dass eine »Behandlungswahlfreiheit auf Null reduziert« ist. > Unter Zugrundelegung der zur Zeit geltenden Rechtsprechung bleibt festzuhalten: 4 Die Befolgung der Standards/Leitlinien hat keine grundsätzlich haftungsbefreiende Wirkung. 4 Die Abweichung von Standards/Leitlinien führt zu einer Begründungspflicht. 4 Die Abweichungsbegründung ist dokumentationspflichtig. Das Abweichen begründet nicht zwangsläufig einen groben Behandlungsfehler.

1.3.4

Normungswerke

Wie den Richtlinien des RKI kommen den nationalen Normen des Deutschen Instituts für Normung (DIN), den europäischen harmonisierten Normen des Comité Européen de Normalisation (CEN), aber auch den internationalen Normen der International Organization for Standardization (ISO) Bedeutung zu, insbesondere bei der Feststellung des

9 1.3 · Weitere hygienerechtlich relevante Bestimmungen

»allgemein anerkannten Standes der medizinischen (medizintechnischen) Erkenntnisse«.

DIN-Normen Zur Qualität von DIN-Normen vertritt die höchstrichterliche Rechtsprechung grundsätzlich die Auffassung, dass sie »zunächst den Charakter von Empfehlungen« haben. »Sie sollen der Sicherheit von Mensch und Sache sowie der Qualitätsverbesserung in allen Lebensbereichen dienen« (BGH 1991). Generalisierend wird weiter ausgeführt, dass eine der Sicherheit eines technischen – demnach wohl auch eines medizintechnischen – Arbeitsmittels dienende DINNorm den Stand der für die betroffenen, bei der Erarbeitung der Norm beteiligten Kreise geltenden anerkannten Regeln der Technik widerspiegelt, wenn sie unter Beteiligung der betroffenen Fachkreise erarbeitet wurde, um ein erkanntes Unfallrisiko auszuschließen. »Unter diesen Voraussetzungen« – so der BGH weiter – »ist eine DIN-Sicherheitsnorm regelmäßig mit ihrem Inkrafttreten als eine verbindliche, allgemein anerkannte Regel der Technik anzusehen.« Die BGH-Entscheidung beschränkt sich ausschließlich auf Sicherheitsnormen, die – neben weiteren Voraussetzungen – ein anerkanntes Unfallrisiko ausschließen wollen. Nur für diesen Fall soll es auf die allgemeine Handhabung einer DIN-Norm als Voraussetzung ihrer Qualifikation als allgemein anerkannte Regel der Technik zunächst nicht ankommen. Grundsätzlich gilt also weiter, dass »eine DINNorm für ihre Qualifikation als allgemein anerkannte Regel der Technik in ihrer Handhabung einer Branchenüblichkeit und der Durchsetzung bei den beteiligten Verkehrskreisen bedarf« (Schneider 1993). Daraus resultiert, dass im Schadensfall ein Richter zwar grundsätzlich auch DIN-Normen zur Beurteilung des jeweiligen Sorgfaltsmaßstabes heranziehen kann, er jedoch zur eigenen Prüfung und Bewertung verpflichtet ist (Palandt 2003).

Harmonisierte CEN-Normen Harmonisierte Normen sind solche, für die die Kommission der Europäischen Union in der Regel auf der Basis von Richtlinien des Rates (z. B. der Richtlinie für Medizinprodukte 93/42/EWG) Normungsaufträge erteilt hat, die insbesondere von den europäischen Normungsinstitutionen CEN/CENELEC in Zusammenarbeit mit den nationalen Normungsgremien erstellt werden und deren Fundstelle dann von der Europäischen Kommission im Amtsblatt der Europäischen Gemeinschaften als harmonisierte Normen bekannt gemacht worden sind. Die harmonisierten Normen werden in deutsche Normen überführt und als harmonisierte Normen gekennzeichnet (z. B. DIN-EN). Normen dieser Art konkretisieren die gesetzlichen Anforderungen an Produkte und Verfahren (z. B. klinische Prüfung, Überwachung), Institutionen (z. B. sog. benannte Stellen) und Personen (z. B. Prüfer). Die Wirkung der Normen ist eine widerlegliche Vermutung, wie beispielsweise

§ 8 MPG ausweist, in dem es heißt: »Stimmen Medizinprodukte mit harmonisierten Normen überein, wird insoweit vermutet, dass sie die Bestimmungen dieses Gesetzes einhalten.« Die harmonisierten Normen sind folglich nicht verbindlich, sie behalten für den Anwender freiwilligen Charakter und begründen ausschließlich eine Vermutung, die widerlegt werden kann. Demnach kann der Hersteller eines Produkts von den Vorgaben harmonisierter Normen abweichen, trägt aber das Risiko, nachweisen zu müssen, dass das Sicherheitsniveau seines Produkts ebenso hoch ist wie bei Zugrundelegung der harmonisierten Normen.

ISO-Normen ISO-Normen werden von den Gremien der International Organisation for Standardization zur weltweiten Beachtung erarbeitet. Sie haben für den Anwender ebenfalls freiwilligen Charakter, können aber wie jedes andere Regelwerk ebenfalls von den Gerichten zur Beurteilung des Sorgfaltsmaßstabes herangezogen werden. Der Gesetzes- oder Verordnungsgeber kann seinerseits im Rechtstext auf Normungswerke verweisen und auf sie ausdrücklich Bezug nehmen, wobei dies entweder »auf die jeweils gültige Fassung« (sog. dynamische Verweisung) oder »auf die Fassung von« einem bestimmten Datum (sog. statische Verweisung) erfolgen kann. Der Gesetzgeber übernimmt in diesem Fall das Normungswerk und macht sich den Inhalt zu eigen. Er will die Geltung dieser Bestimmung. Die rechtliche Bedeutung und Befolgungspflicht folgt dann nicht aus dem Normungswerk, sondern aus der höherrangigen Geltungsanordnung der in Bezug nehmenden Rechtsvorschrift (Klindt 2004).

1.3.5

Unfallverhütungsvorschriften und technische Regeln

Unfallverhütungsvorschriften werden zum Zwecke der Verhütung von Arbeitsunfällen und Berufskrankheiten von den Trägern der gesetzlichen Unfallversicherung erlassen. In ihnen sind im wesentlichen Bestimmungen über Einrichtungen und Verhalten am Arbeitsplatz enthalten. Sie wenden sich an den Arbeitgeber einerseits und die Arbeitnehmer als Versicherte andererseits (7 Kap. 16). > Die von den Berufsgenossenschaften erlassenen Unfallverhütungsvorschriften haben den Rechtscharakter einer Satzung, sind also autonome Rechtsnormen.

Beschlossen werden die Vorschriften von der Vertreterversammlung der einzelnen Berufsgenossenschaften, die sich je zur Hälfte aus Vertretern der Arbeitgeber und der Versicherten zusammensetzt. Bevor eine Unfallverhütungsvorschrift wirksam werden kann, bedarf sie der Genehmigung durch das zuständige Bundesministerium. Die Vorschriften zeigen typische Gefährdungsmöglichkeiten innerhalb eines

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10

Kapitel 1 · Rechtliche Grundlagen

Betriebes auf und verlangen vom Unternehmer (Arbeitgeber) und von den Versicherten (Arbeitnehmer), diese Gefahren durch die geforderten Sicherheitsmaßnahmen auszuschalten. Sie lassen für ein abweichendes Ermessen der Arbeitgeber und Arbeitnehmer grundsätzlich keinen Raum, vielmehr stellen die Unfallverhütungsvorschriften »den von der zuständigen Behörde kraft öffentlicher Gewalt festgelegten Niederschlag der in einem Gewerbe gemachten Berufserfahrungen dar und sind von dem Unternehmer zu beachten«. Aber nicht nur für den Arbeitgeber sind die Unfallverhütungsvorschriften bindend. Sie konkretisieren zugleich arbeitsvertragliche Nebenpflichten des versicherten Arbeitnehmers. Nach den Unfallverhütungsvorschriften (»Allgemeine Vorschriften«) hat jeder Versicherte die Pflicht, die Unfallverhütungsvorschriften zu befolgen und unter gewissenhafter Beachtung der ihm zur Verhütung von Unfällen und Berufskrankheiten gegebenen besonderen Anweisungen und Belehrungen für seine und seiner Mitarbeiter Sicherheit zu sorgen. Er hat namentlich die vorgeschriebenen Einrichtungen zu benutzen und die vom Arbeitgeber getroffenen Anordnungen zu befolgen. Dies gilt vor allem auch für die Nutzung der ihm vom Arbeitgeber zur Verfügung gestellten persönlichen Schutzausrüstung. Die Unfallverhütungsvorschrift (UVV) »Gesundheitsdienst« (VBG 103/BGV C8) wurde im Jahre 2004 wie viele weitere Regelwerke der Berufsgenossenschaft für Gesundheitsdienst und Wohlfahrtspflege außer Kraft gesetzt. An deren Stelle ist nunmehr die Unfallverhütungsvorschrift »Grundsätze der Prävention« (BGV A1) getreten. In diesem Zusammenhang wurde auch die »Technische Regel Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege« (TRBA 250) veröffentlicht (Schneider 2004). Sie entstand im Rahmen eines Kooperationsmodells zwischen dem Fachausschuss »Gesundheitsdienst und Wohlfahrtspflege« der Berufsgenossenschaften und dem Ausschuss für biologische Arbeitsstoffe (ABAS). Die »Technischen Regeln für Biologische Arbeitsstoffe« (TRBA) geben den Stand der sicherheitstechnischen, arbeitswissenschaftlichen Anforderungen bei Tätigkeiten mit Biologischen Arbeitsstoffen wieder. Der zugrunde liegende Verordnungstext ist die Biostoffverordnung vom 27.01.1999. Auf deren Grundlage beschreibt die Technische Regel für Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege (TRBA 250) Schutzmaßnahmen für Beschäftigte in diesen Bereichen. Diese Schutzmaßnahmen sind in der Regel tätigkeitsbezogen anzuwenden. Ziel der TRBA 250 ist es, dem Arbeitgeber (z. B. Krankenhausträger, Arzt, Laboratorien, Rettungsdiensten etc.) Handlungsanweisungen für den Umgang mit biologischen Arbeitsstoffen an die Hand geben. Unter Berücksichtigung auch des Infektionsschutzgesetzes und der Richtlinien des RKI richtet sich die derzeitige Zielsetzung der TRBA auf eine signifikante Reduzierung von Infektionsrisiken für Beschäftigte im Gesundheitswe-

sen und in der Wohlfahrtspflege aus. Dies erfolgt durch die Unterstützung des Sicherheitsmanagements bei der Einrichtung von Präventionsstrategien u. a. zur Vermeidung von Nadelstichverletzungen, der Optimierung von Strategien zur postexpositionellen Prophylaxe sowie durch Aufklärungspflichten mit Hilfe von Informationsmaterial für Beschäftigte sowie Personal- und Betriebsräte. Dies gilt insbesondere für Schutzmaßnahmen im Umgang mit biologischen Arbeitsstoffen der (Infektions-)Risikogruppen 1–4 nach der Biostoffverordnung (§ 3), aber auch für solche für besondere Arbeitsbereiche und Tätigkeiten wie z. B. Reinigung, Desinfektion, Umgang mit benutzter Wäsche, Abfallentsorgung bis hin zur Gliederung eines Hygieneplanes. Rechtsdogmatisch gilt für technische Regeln, dass auch sie keine unmittelbare rechtliche Verbindlichkeit besitzen. Eine Rechtsverbindlichkeit ergibt sich allenfalls aus Rechtsnormen, die ihrerseits auf technische Regeln Bezug nehmen (OVG NRW 1993).

1.3.6

Richterrecht

Neben den Bundes- und Ländergesetzen, Verordnungen, Richtlinien, Normen und Unfallverhütungsvorschriften ist ebenfalls auf die von der Rechtsprechung – in der Regel unter Einbeziehung von Gutachten fachspezifischer Sachverständiger – entwickelten Grundsätze im Hygienebereich aufmerksam zu machen. Auch sie geben unter forensischem Blickwinkel Anhaltspunkte zu dem, was zu den anerkannten Anforderungen an die Sorgfaltspflichten im Rahmen der (Krankenhaus-)Hygiene gehört (Schneider u. Bierling 2003). So sind bei Vornahme von Injektionen Ärzte und nachgeordnetes nichtärztliches Personal verpflichtet, den Anforderungen an die Händedesinfektion mit äußerster Sorgfalt nachzukommen, andernfalls ist eine zivilrechtliche Haftung für eingetretene Schäden nicht auszuschließen. Zur Beachtung der aseptischen Kautelen gehört aber nicht nur die Händedesinfektion, sondern auch die Desinfektion der Einstichstelle und je nach Umständen das Tragen von Handschuhen und Schutzkleidung. Auch die längere Ablage einer Spritze samt Kanüle auf der nichtsterilen Nierenschale entspricht nach der Rechtsprechung nicht den Anforderungen an die Sterilität. Zudem darf es in einem Krankenhaus nicht dazu kommen, »dass zur Krankenbehandlung bestimmte Chemikalien« zufällig »mit anderen sie zersetzenden Stoffen vermischt werden«. Vom Bundesgerichtshof (BGH) anerkannt wurde schließlich die Verletzung der gebotenen Sorgfalt im Einzelfall »wenn es zu einer Verabreichung unsteriler Infusionsflüssigkeit deshalb kommt, weil die Lösung nicht, wie es den Anforderungen an die Hygiene entspricht, erst kurz vor der Applikation, sondern länger als eine Stunde davor zubereitet wurde«.

11 Literatur

> Es ist deshalb zu empfehlen, dass der Krankenhausträger durch entsprechende Regelungen (vor allem Hygienestandards) gewährleistet, dass bakterielle Kontaminationen der Infusionslösungen ausgeschlossen sind.

Der Organisationsbereich, in dem die Kontamination entsteht, wird in der Regel von dem Krankenhaus beherrscht, sodass alle erforderlichen Maßnahmen zu treffen sind, um derartige Fehler zu vermeiden. Wird dem nicht in ausreichendem Maße Rechnung getragen, ist eine Haftung des Krankenhausträgers wegen Organisationsverschuldens nicht ausgeschlossen. Kann ein Krankenhausträger aus sachlichen und/oder personellen Gründen dem geschuldeten Hygienestandard nicht nachkommen, so ist er grundsätzlich verpflichtet, hierauf hinzuweisen, es sei denn, die hygienischen Defizite werden durch anderweitige hygienische Vorkehrungen kompensiert. Besteht die Gefahr einer Tuberkuloseinfektion durch einen Mitpatienten, so darf vom Arzt verlangt werden, »dass dieser alle, auch entfernte, Gefahrmöglichkeiten in den Kreis seiner Erwägungen einbezieht und sein Verhalten bei der Behandlung des Patienten hiernach einrichtet – vor allem auf einer Tuberkulose-Station«. Grundsätzlich wird nach der Rechtsprechung zu gelten haben, dass den erhöhten Sorgfaltsanforderungen im Hygienebereich nur dann Genüge getan ist, wenn Bedingungen vorliegen, »die nach dem Stand der Hygiene in jeder Hinsicht befriedigen«. Ist also im Einzelfall strittig, welches Maß an Vorsicht nötig ist, um eine Infektion zu vermeiden, so ist grundsätzlich die Vorsichtsmaßnahme zu treffen, die nach dem Stand der medizinischen Wissenschaft am ehesten eine Infektionsgefahr vermeidet (Schneider u. Bierling 2003). Anhaltspunkte für das, was Stand der Wissenschaft ist, bieten etwa Richtlinien des RKI, die Guidelines der CDC, ggf. auch deutsche, europäische und internationale Normungswerke, technische Regeln der zuständigen Berufsgenossenschaft und Empfehlungen fachspezifischer Gesellschaften. Kommt es allerdings trotz Beachtung der gebotenen Sorgfalt zu einer Keimübertragung, die aus einem hygienisch nicht beherrschbaren Bereich resultiert, dann ist eine vertrags- und rechtswidrige Gesundheitsverletzung zu verneinen. In einem solchen Fall, beispielsweise bei der Infizierung einer Operationswunde durch einen Keimträger aus dem Operationsteam, zählt die (Wund-)Infektion zu den Krankheitsrisiken des Patienten. Da dem Laien geläufig, besteht auch keine Aufklärungspflicht über ein allgemeines Wundinfektionsrisiko.

1.4

Empfehlungen

Um einer haftungsrechtlichen Inanspruchnahme, sei es des Arztes, des nachgeordneten nichtärztlichen Personals, aber auch des Krankenhausträgers, oder einem persönlichen

strafrechtlichen Vorwurf wegen eines hygienerelevanten Fehlverhaltens vorzubeugen, ist deshalb zumindest folgendes erforderlich: > 5 Aufstellung klarer Dienstanweisungen und Kompetenzregeln 5 Einhaltung von Hygieneregeln (-standards), die Bestandteil der ärztlichen bzw. gesundheitsfachberuflichen Aus- und Weiterbildung sind 5 Einhaltung von Reinigungs- und Desinfektionsplänen für Räume und Geräte 5 Beachtung der neuesten gesicherten Erkenntnisse von Wissenschaft und Technik 5 Einhaltung der verschiedenen Arten der Desinfektion, wie etwa Hände-, Flächen- und Instrumentendesinfektion 5 Beachtung der Anweisungen des verantwortlichen Arztes bzw. des verantwortlichen Hygienefachpersonals

Bei der Umsetzung vorgenannter Empfehlungen bieten sich Regelwerke, wie beispielsweise die RKI-Richtlinien, die CDC-Guidelines, nationale wie europäische und internationale Normen, auch Empfehlungen fachspezifischer Gesellschaften und nicht zuletzt die von der Rechtsprechung entwickelten Grundsätze zur Hygienebeachtung, an.

Literatur Bales S, Baumann HG (2001) Infektionsschutzgesetz, § 2 Rdnr. 18. Kohlhammer, Stuttgart BGH (1991) Urteil v. 06.06.1991, Az: 1ZR 234/89 Bundesarbeitsblatt (2003) Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege, TRBA 250. Heft 11: 53 ff Hart D (2000) Evidenz-basierte Medizin und Gesundheitsrecht. MedR 1: 1–5 »KISS« (2000) Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System. Bundesgesundheitsblatt 11: 887 ff Klindt T (2004) Ausfüllung staatlicher Rechtsvorschriften durch Regeln der Technik. Die BG 01: 20–25 Kurth R (2000) Bundesgesundheitsblatt 11: 835 Laufs A (1999) Zur Freiheit des Arztberufes, Festschrift für E. Deutsch. Heymanns, Köln OLG Hamm (1999) NJW 52: 1801 ff OLG Naumburg (2001) MedR (2002) 9: 471–472 OVG NRW (1993) Zur Geltung von Technischen Regeln für Gefahrstoffe (TRGS). NVwZ-RR 1994: 263 (zit. nach Klindt, Fn 19) Palandt O (2003) Kommentar, BGB, 62. Aufl. Beck, München RKI: Robert Koch-Institut (2000) Bundesgesetzblatt 11: 887 (www.rki.de) Rüden H, Daschner F, Schumacher M (1995) Nosokomiale Infektion in Deutschland – Erfassung und Prävention (NIDEP-Studie), Teil I. Nomos, Baden-Baden Schneider A (1993) Sicherheitstechnische DIN-Normen als allgemein anerkannte Regeln der Technik. Hygiene Medizin 19: 487–491 Schneider A (2001a) Qualitätsmanagement im medizinischen Versorgungssystem. In: Kramer A, Heeg P, Botzenhardt K (Hrsg) Krankenhaus- und Praxishygiene. Urban & Fischer, München Schneider A (2001b) Das Infektionsschutzgesetz, Teil I: Einführung, Epidemiologisches Informationssystem. Hygiene Medizin 26: 84–88

1

12

Kapitel 1 · Rechtliche Grundlagen

Schneider A (2001c) Das Infektionsschutzgesetz, Teil III: Persönliche Eigenverantwortlichkeit, nosokomiale Infektionen und (Multi-)Resistenzen. Hygiene Medizin 26: 192–195 Schneider A (2002) Die Aufbereitung und Wiederverwendung von (Einweg-)Medizinprodukten, Hygiene Medizin 27: 80–83 Schneider A (2003) Staatsbürgerkunde-, Gesetzes- und Berufkunde für Fachberufe im Gesundheitswesen, 6. Aufl. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Schneider A (2004) Die neue technische Regel »Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege« (TRBA 250) – Arbeitsschutz in neuem Gewand. Hygiene Medizin 29: 456–460 Schneider A, Bierling G (2003) Hygiene und Recht (HuR). Entscheidungssammlung, Richtlinien und Empfehlungen (Loseblattsammlung, Kap. 2.2: Theoretische Grundlagen, Zivilrechtliches Arzthaftungssystem). mhp, Wiesbaden

2 2 Organisation der Krankenhaushygiene F. Daschner 2.1

Hygienekommission – 13

2.2

Krankenhaushygieniker – 13

2.3

Hygienefachkraft – 14

2.4

Hygienebeauftragter – 15

2.5

Krankenhausbetriebsingenieur – 15

2.6

Desinfektor – 15

2.7

Mikrobiologisches Labor – 15

Ohne klare Organisationsstruktur ist effektive Krankenhaushygiene nicht möglich. Wie in einem modernen Staat lassen sich auch hier zwei prinzipielle Funktionen, nämlich eine Legislative und eine Exekutive unterscheiden. Die Legislative ist die Hygienekommission, die Exekutive sind der Hygienebeauftragte, die Hygienefachkraft und der Krankenhausbetriebsingenieur (. Tab. 2.1). Die Organisationsform der Krankenhaushygiene in Deutschland ist im Wesentlichen von der Expertenkommission des ehemaligen Bundesgesundheitsamts vorgegeben worden.

2.1

Hygienekommission

Die Hygienekommission ist gewissermaßen das »gesetzgebende Organ«. Sie dient vor allem der Beratung und Unterstützung des Ärztlichen Direktors, der für die Hygiene einer Klinik die Verantwortung trägt. Diese Verantwortung sollte in großen Kliniken mit den einzelnen Abteilungsleitern geteilt werden. In der Regel ist der Ärztliche Direktor auch der Vorsitzende der Hygienekommission. Der Verwaltungsleiter muss im Einvernehmen mit der Ärztlichen Direktion die personellen und finanziellen Voraussetzungen schaffen, damit die notwendigen krankenhaushygienischen Maßnahmen überhaupt durchgeführt werden können. Die Hygienekommission trifft sich in regelmäßigen Abständen. In ihr werden sämtliche hygienischen Probleme

. Tab. 2.1. Verantwortlichkeiten und Zuständigkeiten in der Krankenhaushygiene Verantwortlichkeit, Weisungsbefugnis

Beratende Funktion, Durchführung der Maßnahmen

Ärztlicher Direktor

Krankenhaushygieniker

Abteilungsleiter

Hygienefachkraft

Verwaltungsdirektion

Hygienebeauftragter

Pflegedienstleitung

Krankenhausbetriebsingenieur

einer Klinik bzw. Abteilung diskutiert; es wird festgelegt, welche Maßnahmen zu treffen sind, und auch überwacht und überprüft, ob die Maßnahmen durchgeführt wurden (. Tab. 2.2).

2.2

Krankenhaushygieniker

Jede Klinik braucht den fachlichen Rat eines Krankenhaushygienikers. Er hat jedoch grundsätzlich nur beratende Funktion. In den Bundesländern, die Landeshygieneverordnungen verabschiedet haben, sind die Krankenhäuser verpflichtet, mit einem Krankenhaushygieniker zusammenzuarbeiten. Im bundesweit geltenden Infektionsschutzgesetz wird allen Krankenhäusern eine solche Zusammenarbeit empfohlen. Es wäre sinnvoll, wenn für Akutkrankenhäuser mit mehr als 450 Betten ein hauptamtlicher Krankenhaus-

14

Kapitel 2 · Organisation der Krankenhaushygiene

Firma, die durch entsprechende Beratung ihren Umsatz steigert).

. Tab. 2.2. Beispiel für eine Hygienekommission Zusammensetzung

Aufgaben

5 5 5 5

5 Analyse der hygienischen Situation 5 Organisation der Fortbildung des Personals 5 Festlegung von Verhütungsund Bekämpfungsmaßnahmen 5 Überwachung der Durchführung der Maßnahmen

5 5 5 5 5 5

Ärztlicher Direktor Krankenhaushygieniker Hygienefachkraft Abteilungsleiter/ leitende Ärzte Verwaltungsdirektor Pflegedienstleitung Technischer Betriebsleiter Apotheker Infektiologe, Mikrobiologe Krankenhausbetriebsingenieur

hygieniker bestellt werden könnte. Dies scheitert allerdings in der Praxis daran, dass nicht genügend Fachärzte für Hygiene und Umweltmedizin zur Verfügung stehen und die Krankenhäuser selten bereit sind, die damit verbundenen Kosten zu tragen. Die Weiterbildung zum Arzt für Mikrobiologie und Infektionsepidemiologie allein ist keine ausreichende Qualifikation für einen hauptamtlichen Krankenhaushygieniker. Der entsprechende Arzt muss zumindest eine mehrjährige praktische Erfahrung in Krankenhaushygiene unter qualifizierter Anweisung nachweisen können, um diese Aufgabe mit zu übernehmen. Krankenhäuser, die keinen hauptamtlichen Krankenhaushygieniker haben, müssen sich der fachlichen Beratung durch eine externe Beratungseinrichtung versichern. An eine solche Einrichtung sind folgende Voraussetzungen zu stellen: 4 qualifizierte fachärztliche Leitung, 4 direkte Verbindung zu einer wissenschaftlichen Forschungseinrichtung zur Sicherung der Aktualität, 4 umfassende Fortbildungsangebote für die betreuten Krankenhäuser; 4 ausreichende personelle Ausstattung in Relation zu den Aufgaben: 5 Ärzte für die Krankenhausbegehung und -beratung, 5 Hygienefachkräfte für Umsetzung, Spezialaufgaben und Akutinterventionen, 5 Ingenieure und Techniker für Spezialbereich; 4 Erfahrung in allen wichtigen Fragen der Krankenhaushygiene (z. B. auch Baubetreuung, lnfektionserfassung etc.), 4 unmittelbare lnterventionsfähigkeit z. B. im Fall eines Ausbruchs, 4 leistungsfähige Hotline zur raschen Problemlösung, 4 Schwerpunkt auf pragmatischen, umweltfreundlichen und kostengünstigen Hygienekonzepten, 4 keine wirtschaftlichen Interessenkonflikte (z. B. Hygieneberatung durch ein Labor, das hierdurch mikrobiologische Untersuchungen generiert, oder durch eine

Private »Hygieneinstitute« sind meist fachlich nicht ausreichend qualifziert. Häufig führen sie unnötige Hygieneuntersuchungen (z. B. Abklatschuntersuchungen) an Stellen durch, von denen nie oder kaum eine Infektionsgefahr ausgeht, die aber häufig positive Befunde erbringen. Damit werden aufwendige Folgeuntersuchungen und Desinfektionsmaßnahmen gerechtfertigt.

Hygienefachkraft

2.3

Die Hygienefachkraft ist Krankenschwester (Krankenpfleger) mit möglichst langjähriger (mindestens 3-jähriger) Praxiserfahrung und spezieller Eignung zu selbständiger Tätigkeit. Sie ist die wichtigste Person des Krankenhaushygieneteams. Zu bevorzugen sind Pflegekräfte, die eine Zusatzausbildung haben, z. B. als Intensiv- oder Stationsschwester. Der Bedarf an Hygienefachkräften ist vom Infektionsrisiko innerhalb des Krankenhauses bzw. der Abteilung abhängig. Es gelten folgende Anhaltszahlen: 4 Eine Verhältniszahl von 300 Betten/Hygienefachkraft gilt für Bereiche mit meist hoher lnfektionsgefährdung, z. B. Intensivmedizin, Chirurgie, Neurochirurgie, Urologie, Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Neonatologie, Kinderheilkunde, operative Orthopädie, Dialyse, innere Medizin. 4 Eine Verhältniszahl von 600 Betten/Hygienefachkraft gilt z. B. für Zahnkliniken, Kliniken für Hals-NasenOhren-Heilkunde, Augenheilkunde, Nuklearmedizin, Strahlentherapie, Neurologie, Akutpsychiatrie und Gerontopsychiatrie. 4 Eine Verhältniszahl von 1000 Betten/Hygienefachkraft gilt für die Psychiatrie, Geriatrie, Rehabilitations- und Kurkliniken. Die Hygienefachkraft hat ebenso wie der Krankenhaushygieniker nur beratende Funktion. Sie ist aber ebenso wie dieser verantwortlich für die Richtigkeit ihrer Empfehlungen.

Wichtigste Tätigkeiten einer Hygienefachkraft 5 Analyse von Krankenhausinfektionen 5 Veranlassung von Isolierungsmaßnahmen 5 Begehung aller Bereiche des Krankenhauses, insbesondere der Stationen 5 Überwachung von Pflegetechniken 5 Erstellung, Fortschreibung und Überwachung der Einhaltung von Hygieneplänen, Desinfektionsplänen und Arbeitsanleitungen 6

15

2.7 · Mikrobiologisches Labor

5 Mitwirkung bei der Auswahl hygienerelevanter Verfahren und Produkte (z. B. Desinfektionsmittel, Einwegartikel, technische Geräte, Versorgungs- und Entsorgungsverfahren) 5 Mitwirkung bei der Planung funktioneller und baulicher Maßnahmen 5 Durchführung gezielter Umgebungsuntersuchungen bei der Aufklärung von Epidemien 5 Routinemäßige Umgebungsuntersuchung von Gerätschaften (z. B. Endoskope, Dialysegeräte, sterile Werkbänke usw.) zur Infektionsprävention 5 Beratung und Überwachung bei Sterilisations- und Desinfektionsmaßnahmen 5 Schulung und praktische Anleitung des Personals

Die vollzeitbeschäftigte Hygienefachkraft sollte die Regel sein. In Kliniken, in denen eine Hygienefachkraft nicht über die volle Zeit beschäftigt werden kann, sind folgende Alternativen möglich: 4 Teilzeitbeschäftigung einer hauptamtlichen Hygienefachkraft; 4 Beschäftigung einer hauptamtlichen Hygienefachkraft in mehreren Krankenhäusern (z. B. bei einem gemeinsamen Krankenhausträger); 4 Beschäftigung von integrierten Hygienefachkräften (in diesem Fall sollte diese zusätzliche Aufgabe jedoch nur Schwestern oder Pflegern übertragen werden, die eine leitende Funktion innerhalb des Krankenhauses ausüben). Die integrierte Hygienefachkraft arbeitet teilweise in ihrer Funktion als Hygienefachkraft, teilweise in anderen Funktionsbereichen. Um eine ausreichende Effektivität ihrer Arbeit zu sichern, sollte die Hygienefachkraft folgende Zuordnung erhalten: Die Hygienefachkraft sollte dem hauptamtlichen Krankenhaushygieniker unterstellt sein. In Krankenhäusern ohne hauptamtlichen Krankenhaushygieniker ist die Hygienefachkraft dem ärztlichen Leiter des Krankenhauses direkt unterstellt. Der Ärztliche Leiter kann die Weisungsbefugnis auf diesem Gebiet an den Hygienebeauftragten delegieren.

2.4

Hygienebeauftragter

Jedes Krankenhaus hat einen oder mehrere Hygienebeauftragte zu bestimmen. Der Hygienebeauftragte muss ein erfahrener Arzt sein, der seiner Tätigkeit entsprechend über Kenntnisse in Hygiene oder Mikrobiologie verfügt. Er ist für die Verhütung und Bekämpfung von Krankenhausinfektionen in dem ihm zugewiesenen Krankenhausbereich zuständig und muss der Erfassung und Klärung der Ursache einzelner oder epidemisch auftretender Krankenhaus-

infektionen nachgehen, um gemeinsam mit dem leitenden Arzt entsprechende Gegenmaßnahmen einzuleiten. Bei größeren Kliniken sollte für jeden Fachbereich ein Hygienebeauftragter bestimmt werden. Der Hygienebeauftragte führt seine Aufgaben im Einvernehmen mit dem Krankenhaushygieniker und in Zusammenarbeit mit der Hygienefachkraft durch. Die Verantwortung für die Krankenhaushygiene in seinem Bereich trägt jedoch nicht er, sondern der zuständige Leiter der Abteilung bzw. der Ärztliche Direktor der Klinik. Zur Verantwortung des Letzteren gehört auch, dass er dem Hygienebeauftragten genügend Freiraum gibt, damit dieser seiner Aufgabe nachkommen und vor allem sich weiterbilden kann. In vielen Kliniken haben die Hygienebeauftragten nur Alibifunktion, weil sie nicht genügend Zeit haben und sie kein weiteres Personal, z. B. Hygienefachkräfte, unterstützt. Die Arbeit eines Hygienebeauftragten bleibt ineffektiv, wenn ihm nicht der Rat eines Krankenhaushygienikers zur Verfügung steht.

2.5

Krankenhausbetriebsingenieur

Einige hygienische Probleme im Krankenhaus stehen im Zusammenhang mit technischen Anlagen (z. B. Wasserversorgung, Klimaanlage; 7 Kap: 17). Für die dabei auftretenden technischen Fragen ist innerhalb des Klinikhygieneteams ein Ingenieur als Ansprechpartner notwendig. Dieser sollte nach Möglichkeit ein Krankenhausbetriebsingenieur oder Hygiene- und Umwelttechnikingenieur mit einer speziellen Weiterbildung in Krankenhaushygiene sein. In kleineren Kliniken kann diese Aufgabe auch von einem Beauftragten des technischen Betriebs übernommen werden.

2.6

Desinfektor

Spezielle Desinfektionsmaßnahmen, die nur von einem Desinfektor durchgeführt werden können, sind äußerst selten geworden. Auf die Beschäftigung eines hauptamtlichen Desinfektors kann verzichtet werden; die Funktion des Desinfektors kann von Mitarbeitern des Reinigungsdienstes nach entsprechender Schulung übernommen werden.

2.7

Mikrobiologisches Labor

Unerlässlich ist eine gute, schnelle und vertrauensvolle Zusammenarbeit mit dem mikrobiologischen Labor. Etwa 80% aller Krankenhausinfektionsepidemien lassen sich allein aufgrund der Laborergebnisse frühzeitig erkennen. Auch das Auftreten multiresistenter Keime oder eine Veränderung des Resistenzspektrums werden meist zuerst im

2

16

Kapitel 2 · Organisation der Krankenhaushygiene

mikrobiologischenLabor bemerkt. Viele bakteriologische Laboratorien verfügen inzwischen über computergestützte Patientendateien, teilweise mit speziellen Epidemiologieprogrammen. Die Hygienefachkraft muss mit den Abfragebefehlen dieser Programme vertraut sein und auf diese Weise auch selbständig eine Recherche, z. B. nach bestimmten Erregern, durchführen können. Am wichtigsten ist jedoch der persönliche Kontakt zum Laborpersonal. Die Hygienefachkraft muss bei besonders auffälligen Befunden direkt vom Labor telefonisch benachrichtigt werden – es sollte festgelegt werde, bei welchen Erregern dies unbedingt erfolgen muss.

Erreger, bei deren Isolierung das mikrobiologische Labor sofort die zuständige Hygienefachkraft/den Hygienebeauftragten/Krankenhaushygieniker informieren muss 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4

Oxacillinresistenter Staphylococcus aureus (MRSA) Vancomycinresistente Enterokokken (VRE) Polyresistente Erreger (auch ESBL) A-Streptokokken im Rachen- oder Wundabstrich Salmonellen Shigellen Campylobacter spp. und andere Durchfallerreger Rotaviren Clostridium difficile Mycobacterium tuberculosis Legionellen Noroviren Meningokokken

Das mikrobiologische Labor, das auch den krankenhaushygienischen mikrobiologisch-diagnostischen Service bietet, sollte einige Minimalanforderungen erfüllen: 4 mehrmals täglich Hol- und Bringdienst, 4 schriftliche Anleitungen zu Materialentnahme und Materialtransport, 4 Übermittlung wichtiger Befunde per Telefon oder Fax, 4 regelmäßige, mindestens halbjährliche Resistenzstatistik der wichtigsten Erreger von Krankenhausinfektionen ohne Copystrains, 4 keine »Laborgroßfabrik«.

Die Zusammenarbeit mit sog. Laborgroßfabriken ohne Krankenhaushygieniker sollte vermieden werden. Sie sind meist billig (was nicht notwendigerweise gleichzusetzen ist mit preiswert), häufig aber weit von der Klinik entfernt, sodass lange Transportzeiten notwendig sind. Mit der räumlichen Distanz zur Klinik gehen auch der Kontakt und insbesondere das Verständnis für die Probleme vor Ort in einer bestimmten Klinik verloren.

3 3 Epidemiologische Grundlagen R.-P. Vonberg 3.1

Terminologie

– 20

3.1.1 Epidemiologie – 20 3.1.2 Nosokomiale Infektion, Kolonisation, Kontamination, Transmission – 20 3.1.3 Prävalenz, Inzidenz, Inzidenzdichte – 21 3.1.4 Endemie, Epidemie, Pandemie – 21

3.2

Studientypen – 21

3.2.1 Querschnittsstudien – 22 3.2.2 Kohortenstudien und relatives Risiko (RR) – 22 3.2.3 Fallkontrollstudien und Odds-Ratio (OR) – 23 3.2.4 Interventionsstudien (randomisierte, kontrollierte Studien) – 24 3.2.5 Studien über Studien (systematisches Review und Metaanalysen) – 24 3.2.6 Zufällige Fehler, systematische Fehler (Bias), Confounder – 25

3.3

3.3.2 Übertragung durch Kontakt (direkt und indirekt) – 27 3.3.3 Übertragung durch respiratorische Tröpfchen – 27 3.3.4 Übertragung durch Tröpfchenkerne (Aerosole) – 27 3.3.5 Übertragung durch Umweltmedien (Wasser und Luft) – 27 3.3.6 Andere Übertragungswege – 27

3.4

Daten zu nosokomialen Infektionen – 27

3.4.1 3.4.2 3.4.3 3.4.4

Im ganzen Krankenhaus – 28 Verschiedene Fachrichtungen – 28 Intensivstationen – 29 Erreger in Ausbrüchen (Outbreaks) – 31

3.5

Folgen nosokomialer Infektionen – 31

3.5.1 Verlängerung der Verweildauer 3.5.2 Erhöhung der Letalität – 32

– 31

Übertragungswege – 26

3.3.1 Einteilung der Erreger

– 26

Eine Vielzahl an Faktoren tragen zu erhöhten nosokomialen Infektionsraten bei. Die Lebenserwartung und damit der Anteil alter Patienten mit z. T. chronischen Krankheiten steigen stetig an. Medizinische Fortschritte in Diagnostik und Therapie führen zu einer höheren Anzahl der dafür erforderlichen Eingriffe. Es werden immer häufiger immunsupprimierte Patienten (Infektiologie, Rheumatologie, Hämatologie/Onkologie, Transplantation von Organen usw.) behandelt. Das zunehmende Problem der Antibiotikaresistenz von Erregern und die Konsequenzen nosokomialer Infektionen erfordern eine verlässliche Epidemiologie auf diesem Gebiet. Konsequenzen betreffen einerseits Patienten, bei denen es zu einer erhöhten Morbidität und Letalität durch nosokomiale Infektionen kommt, aber andererseits auch das Gesundheitswesen, dem zusätzliche – vermeidbare? – finanzielle Belastungen entstehen. Evidenzbasierte Empfehlungen, bei denen der jeweilige Einzelfall und die örtlichen Besonderheiten ebenfalls

Literatur

– 33

Berücksichtigung finden, sind Voraussetzung für eine sinnvolle und kosteneffektive Vorgehensweise zur Senkung der nosokomialen Infektionsrate. In vielen Studien sind Häufigkeiten und Folgen verschiedener nosokomialer Infektionsarten sowie Maßnahmen zu ihrer Prävention untersucht worden. Um die Qualität solcher Studien und die darauf basierenden Empfehlungen von Experten, die ja oftmals ebenfalls mit Kosten verbunden sind, kritisch beurteilen zu können, ist epidemiologisches Wissen unverzichtbar. Dies beinhaltet selbstverständlich auch die Kenntnis der jeweiligen Erreger solcher Infektionen sowie das Wissen um erregerspezifische Übertragungswege. Die Epidemiologie nosokomialer Infektionen ist daher die Grundlage ihrer eigenen Verbesserung. »Es gibt nicht Kranke und Gesunde, sondern es gibt nur Untersuchte und nicht Untersuchte« (Johannes Rau, ehemaliger Bundespräsident).

20

I

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

3.1

Terminologie

Um die Epidemiologie nosokomialer Infektionen verständlich darstellen zu können, sollen zunächst einige wichtige Begriffe erklärt und ggf. durch Beispiele verdeutlicht werden.

3.1.1

Epidemiologie

Die Epidemiologie beschäftigt sich mit dem Vorkommen, der Verbreitung und der Verteilung von infektiösen und nichtinfektiösen Krankheiten in der Gesamtbevölkerung oder einzelnen Bevölkerungsgruppen (Gordis 2001). Davon ausgehend, dass Erkrankungen nicht zufällig verteilt sind, sondern durch angeborene oder erworbene Besonderheiten einzelner Individuen oder Gruppen oder durch Besonderheiten in deren Umfeld begünstigt werden, dient die Epidemiologie mit drei verschiedenen Methoden der Ermittlung von Ätiologie (Ursache), Ausmaß, Verlauf und Prognose von Krankheiten und ermöglicht auf diese Weise die Ermittlung von Risikofaktoren und den gezielten Einsatz von geeigneten Präventionsmaßnahmen. 1. Die deskriptive Epidemiologie (z. B. im Rahmen der Surveillance) beschreibt Häufigkeiten von Krankheiten in definierten Populationen. Häufigkeiten können sowohl in einem zeitlichen als auch örtlichen Zusammenhang gesehen werden oder die erkrankten Personen weisen bestimmte Besonderheiten auf, die sie von nicht Betroffenen unterscheidet. Werden auf diese Weise Auffälligkeiten erkannt, kann eine weiterführende Methode angewendet werden. 2. Die analytische Epidemiologie untersucht Hypothesen zur Entstehung von Krankheiten. Sind Häufungen von Erkrankungen bekannt geworden, können mit ihr retrospektiv Risikofaktoren bestimmt werden, die mit einer bestimmten Krankheit vergesellschaftet sind (z. B. Fallkontrollstudien), oder es werden in einem prospektiven Ansatz Erkrankungen bei Personengruppen verglichen, die sich in einem bestimmten Merkmal unterscheiden (z. B. Kohortenstudien). Diese Untersuchungen geben einen starken Hinweis auf die Ursache oder Verbreitung von Erkrankungen, ohne jedoch einen kausalen Zusammenhang zu beweisen. 3. In der experimentellen Epidemiologie wird die Exposition gegenüber einem Faktor oder einer Maßnahme, die möglicherweise vorteilhaft für den Patienten sein könnte, durch den Untersucher gezielt beeinflusst (z. B. Interventionsstudie) und prospektiv ein möglicher Unterschied der Untersuchungsgruppe gegenüber einer Kontrollgruppe bestimmt. Ob die dabei gewonnenen Erkenntnisse auch für Personen außerhalb der untersuchten Population Gültigkeit haben, muss jedoch zunächst validiert werden.

3.1.2

Nosokomiale Infektion, Kolonisation, Kontamination, Transmission

Eine Infektion beschreibt das Eindringen eines Erregers (z. B. Bakterien oder Viren) in einen empfänglichen Wirt, in dem es dann zur Vermehrung dieses Erregers kommt. Infektionserreger können sowohl exogenen (von außen neu an den Wirt herangetragen) als auch endogenen (aus der eigenen Keimflora des Wirtes stammend) Ursprungs sein. In den meisten Fällen folgt auf die Infektion eine Reaktion des Wirtes (Immunantwort). Diese kann nach einer Inkubationszeit klinisch in Erscheinung treten (Symptome) oder aber dauerhaft inapparent verlaufen und nur nach gezielter Diagnostik nachweisbar sein. Dabei ist zu beachten, dass auch Personen mit inapparenten Infektionen (z. B. Poliomyelitis) symptomatische oder weitere inapparente Infektionen bei anderen empfänglichen Personen auslösen können. Definition Bei einer nosokomialen Infektion handelt es sich um eine Infektion, die zum Zeitpunkt der Aufnahme in das Krankenhaus noch nicht existierte und sich auch nicht in ihrer Inkubationsphase befand. Auch Infektionen, die im Krankenhaus erworben wurden, sich aber erst nach Entlassung des Patienten manifestieren, gelten als nosokomiale Infektion. Unerheblich ist dabei, ob diese Infektion auf mangelhafte Hygiene zurückzuführen ist oder ob es sich um ein unvermeidbares Ereignis handelte (Geffers et al. 2002).

Exogene nosokomiale Infektionen können oft durch geeignete hygienische Maßnahmen verhindert werden, z. B. durch adäquate Händedesinfektion. Die Mehrzahl nosokomialer Infektionen sind jedoch endogene Infektionen, d. h., der Patient ist bereits Träger des Erregers z. B. auf Haut oder Schleimhaut im Nasen-Rachen-Raum oder im Magen-Darm-Trakt, bevor dieser bei ihm eine Infektion hervorruft. Für Infektionen dieser Art ist das Reduktionspotenzial durch ein verbessertes krankenhaushygienisches Management daher deutlich geringer. Aber es gibt auch endogene nosokomiale Infektionen, die durch Hygiene beeinflussbar sind. Ein Beispiel dafür ist die Desinfektion der Haut des Patienten (Reduktion seiner physiologischen Besiedelung) vor chirurgischen Eingriffen, um einer Wundinfektion vorzubeugen, oder die Oberkörperhochlagerung zur Vermeidung endogener Pneumonien. Bereits Surveillance nosokomialer Infektionen und Schulung des Personals tragen deutlich zur Reduktion der Infektionsraten bei (7 Kap. 11). Kommt es trotz Einhaltung aller Präventionsmaßnahmen zu einer nosokomialen Infektion, so gilt diese als unvermeidbar. Eine Liste nosokomialer Infektionen mit den Definitionskriterien der CDC

21

3.2 · Terminologie

zu ihrer Diagnose findet sich in 7 Kap. 11 (s. auch Rüden et al. 2003). Nicht jeder Kontakt mit einem Erreger führt zwangsläufig auch zu einer Infektion. Oft kommt es nur zu einer Kolonisation (Besiedelung, Trägerstatus) des Patienten. Diese Besiedelung mit Vermehrung des Erregers kann transient oder chronisch sein. Zu einem späteren Zeitpunkt kann eine Kolonisation in eine Infektion übergehen. Außerdem stellt sie eine Infektionsquelle für andere Patienten dar (7 Kap. 13). Eine Kontamination (Verunreinigung) beschreibt das zeitweilige Vorkommen von Erregern auf Menschen oder Gegenständen. Kontaminationen tragen entscheidend zur Verbreitung von Erregern im Krankenhaus bei, wie z. B. über kontaminierte Hände des Personals oder dessen kontaminierte Arbeitskleidung. Kommt es zur Übertragung eines Erregers von einem Patienten auf einen anderen Patienten, dann hat eine Transmission stattgefunden. Mit molekularbiologischen Methoden (Typisierung) lässt sich die gemeinsame Herkunft von Erregern (Klonalität) nachweisen. Oft ist nachträglich jedoch nicht zu ermitteln, wer der Spender und wer der Empfänger des Erregers war. Um auch diese Frage beantworten zu können, müssen weitere Aspekte (Datum von Aufnahme bzw. Entlassung der Patienten und Ergebnisse von Screeniguntersuchungen zu Beginn des stationären Aufenthaltes) berücksichtigt werden. Transmissionen können auch zwischen Patienten erfolgen, deren Aufenthalt im Krankenhaus gar nicht überlappt, indem der Erreger die Zwischenzeit als Kontamination (z. B. auf einem Stethoskop) überdauert hat. Transmissionen können von Kolonisationen, Kontaminationen oder Infektionen ausgehen.

3.1.3

Prävalenz, Inzidenz, Inzidenzdichte

Die Prävalenz beschreibt das Vorkommen einer Erkrankung (z. B. einer Infektion) innerhalb einer Bevölkerung in einem definierten Zeitraum und wird im Allgemeinen mit Hilfe von Querschnittsuntersuchungen erfasst (7 3.2.1). Sie ist definitionsgemäß der Anteil Erkrankter an der Gesamtzahl der Personen. Die Prävalenz berücksichtigt nicht den Beginn einer Erkrankung, aber steigt mit der Erkrankungsdauer an. Mit der Inzidenz wird die Anzahl neuer Erkrankungsfälle in einem bestimmten Zeitraum oder pro Anzahl stationärer Aufnahmen beschrieben (Longitudinalstudie, 7 3.2.2). Sie wird bezogen auf die Anzahl aller Personen, die in diesem Zeitraum an dieser Erkrankung hätten erkranken können. Sie ist so eine Maßzahl für das Erkrankungsrisiko gefährdeter Personen. Wie groß die Anzahl der Erkrankten zu Beginn der Untersuchung ist, spielt dabei keine Rolle, ebenso wenig wie die Dauer der Erkrankung bei Betroffenen. Durch die Erfassung der beobachteten Gefährdungstage (z. B. Patiententage im Krankenhaus) tragen Patienten

mit einer kurzen Liegedauer weniger zur Bezugsgröße im Nenner bei als »Langlieger«, die ein höheres Erkrankungsrisiko z. B. für eine nosokomiale Infektion haben, da sie länger exponiert sind. Definition Prävalenz: Anzahl der Patienten mit nosokomialer Infektion zu einem bestimmten Zeitpunkt bezogen auf die Anzahl untersuchter Patienten. Inzidenz: Anzahl neu aufgetretener nosokomialer Infektionen in einem definiertem Zeitraum oder Neuerkrankungen pro Anzahl an Aufnahmen.

3.1.4

Endemie, Epidemie, Pandemie

Ein endemisches Niveau beschreibt die durchschnittliche Häufigkeit, mit der eine bestimmte Infektion auftritt. Dieses Niveau ist abhängig sowohl von regionalen Gegebenheiten (z. B. Malariarisiko in Abhängigkeit vom Reiseland) als auch von Merkmalen einer definierten Population, z. B. HIV-Infektion bei Drogenabhängigen. Bestimmt wird die endemische Situation durch fortlaufende Überwachung (Surveillance). Treten örtlich und zeitlich begrenzt unerwartet häufig spezifische Infektionen auf, spricht man von einer Epidemie (Ausbruch). Beeinflussende Faktoren sind die Art des Erregers und sein Übertragungsweg, die Zusammensetzung und Häufigkeit von Kontakten der exponierten Personen sowie Ort und Zeit des Geschehens. Oft ist für einen solchen Ausbruch eine gemeinsame Quelle verantwortlich, z. B. Legionelleninfektionen aus dem Trinkwassernetz eines Krankenhauses. Der Anteil nosokomialer Infektionen, die in Ausbrüchen auftreten, beträgt 2‒10% (Haley et al. 1985b; Wenzel et al. 1983). Abzugrenzen von der Epidemie ist die Pandemie. Hierbei handelt sich um eine Epidemie, die nicht örtlich begrenzt bleibt, sondern sich weltweit ausbreitet. Beispielsweise sind Infektionen mit dem Influenzavirus pandemisch aufgetreten. Im Zusammenhang mit nosokomialen Infektionen zeigen z. B. einige klonale MRSALinien (Chung et al. 2004) sowie die Übertragungen von SARS-Coronaviren (Varia et al. 2003) pandemischen Charakter.

3.2

Studientypen

Epidemiologie hat nicht nur deskriptiven Charakter, sondern bietet darüber hinaus wichtige Untersuchungsmethoden, um Risikofaktoren für bestimmte Erkrankungen zu finden oder Hypothesen zu Infektionen und deren Ursachen zu entwickeln und mitunter zu prüfen. Abhängig von der Fragestellung ist ein bestimmtes Studiendesign zu wählen. Es ist dabei u. a. zu entscheiden, ob eine punk-

3

22

I

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

. Abb. 3.1. Prävalenz einer nosokomialen Infektion

Zeit

tuelle oder kontinuierliche Datenerfassung erfolgen soll und ob eine rein beschreibende oder gezielt verändernde Studie, ggf. durch Intervention des Untersuchers selbst, sinnvoll ist. Sollen die Auswirkungen von Veränderungen, z. B. des Umfeldes, auf zukünftige Situationen untersucht werden, so kann ein prospektiver Versuchsansatz gewählt werden. Für abgeschlossene Ereignisse bleibt nur eine retrospektive Beurteilung (Gastmeier u. Rüden 2001; Gastmeier u. Kramer 2004; Wenzel u. Nettleman 1999).

3.2.1

Querschnittsstudien

Querschnittsstudien sind Momentaufnahmen, mit denen die Prävalenz von nosokomialen Infektionen ermittelt werden kann. Am Tag der Untersuchung bereits kurierte Infektionen werden nicht erfasst, ebenso wenig alle Infektionen, die in der Zukunft evtl. noch erfolgen werden. Die Erfassungswahrscheinlichkeit einer nosokomialen Infektion in Prävalenzstudien ist also stark abhängig von der Infektionsdauer. Erst eine wiederholte Durchführung dieser Studie kann durch Veränderungen in der Prävalenz Rückschlüsse auf Trends ermöglichen. Vorteile von Prävalenzuntersuchungen sind ihr geringer Zeit- und Kostenaufwand. Sie werden daher gerne als orientierende Untersuchung zur Häufigkeit nosokomialer Infektionen angewendet und steigern die Aufmerksamkeit beim behandelnden und pflegenden Personal für die Thematik. Im dargestellten Beispiel (. Abb. 3.1) beschreibt jede Linie die Aufenthaltsdauer eines Patienten mit einer nosokomialer Infektion. An dem markierten Zeitpunkt werden in einer Querschnittsstudie zwei nosokomiale Infektionen erfasst. Die Häufung von Infektionen zuvor bleibt unerkannt. In einer Messung kurz danach wären hingegen gar keine Infektionen gefunden worden. Erst eine engmaschige Surveillance bildet das Infektionsgeschehen verlässlich ab. Die Prävalenz beschreibt nur eine aktuelle Situation und keinen Verlauf.

3.2.2

Kohortenstudien und relatives Risiko (RR)

Kohortenstudien gehören zu den Longitudinalstudien, da sie eine definierte Gruppe meistens prospektiv über einen längeren Zeitraum hin verfolgen (Exposition bekannt, Outcome untersucht). In der Regel wird eine kontrollierte Kohortenstudie durchgeführt, in der zusätzlich zur Untersuchungsgruppe mit Exposition zeitgleich eine Kontrollgruppe ohne Exposition beobachtet wird. Es werden dann in der Untersuchungsgruppe und einer Kontrollgruppe die Anzahl neuer nosokomialer Infektionen ermittelt (Inzidenz), und aus dem Verhältnis dieser Infektionsraten zueinander wird das relative Risiko (RR) bestimmt. Das RR besagt also, um wie viel häufiger eine Infektion in einer exponierten Gruppe gegenüber einer nicht exponierten Gruppe aufgetreten ist. Tritt nun in einer exponierten Gruppe eine Infektion ein Vielfaches häufiger auf als in einer nicht exponierten Gruppe, dann scheint die Exposition als Risikofaktor für den Erwerb der Infektion in Frage zu kommen. Berechnet wird das RR nach der Formel RR=(a/a+b)/(c/c+d). Die Variablen werden der Vierfeldertafel entnommen, die in . Tab. 3.1 dargestellt ist. Ein RR>1 beschreibt ein erhöhtes Risiko bei Exposition, bei RR<1 ist das Risiko einer Infektion bei Exposition geringer. Werden bei dem Vergleich der Gruppen mehrere verschiedene Gruppeneigenschaften bemerkt, kann durch eine multivariate Regressionsanalyse ggf. die Assoziation eines Gruppenunterschiedes mit bzw. Abhängigkeit von einem anderen Unterschied gefunden werden.

. Tab. 3.1. Vierfeldertafel zur Berechnung des relativen Risikos und der Odds-Ratio Infektion

Keine Infektion

Exposition

a

b

Keine Exposition

c

d

23

3.2 · Studientypen

. Abb. 3.2. Beispiel einer Kohortenstudie

In dem hierzu aufgeführten Beispiel wird eine Stichprobe von 61 Patienten aus 2 Stationen prospektiv untersucht (. Abb. 3.2). Eine Gruppe von 27 Personen wird auf der Station A versorgt. Bei 4 dieser Patienten kommt es zu einer Infektion. Die Gruppe mit 34 Personen wird auf der Station B behandelt. In dieser Gruppe werden 22 Personen infiziert. Das RR eine Infektion zu erleiden beträgt bei einer Behandlung auf Station A in dieser Stichprobe daher (4/27)/(12/34)=0,42, oder anders gesagt: Patienten, die auf der Station B aufgenommen sind, haben ein (12/34)/ (4/27)=2,38-mal größeres RR, infiziert zu werden. Eventuelle Inhomogenitäten zwischen den zu vergleichenden Gruppen lassen sich durch Stratifizierung, Ausschluss, Matching oder logistische Regressionsanalyse ausgleichen. Die Cross-over-Studie, bei der nach der halben Studiendauer Untersuchungs- und Kontrollgruppe die Rollen tauschen und daher gleichermaßen zu beiden Gruppen beitragen, unterstützt den Kausalitätsanspruch der untersuchten Intervention.

. Abb. 3.3. Fallkontrollstudien

3.2.3

Fallkontrollstudien und Odds-Ratio (OR)

Fallkontrollstudien haben in der Regel einen retrospektiven Ansatz. Es ist zu nosokomialen Infektionen gekommen (Outcome bekannt), aber nicht alle Personen sind betroffen. Rückblickend sollen jetzt Risikofaktoren ermittelt werden, die betroffene Personen kennzeichnen (Exposition untersucht). Diese Studienform ist daher geeignet zur Untersuchung eines Ausbruchs (. Abb. 3.3). Jedem betroffenen Patienten (»Fälle«) mit einer eindeutigen Falldefinition – z. B. »Patienten mit nosokomialer Sepsis durch MRSA auf der Station 7 zwischen dem 14. und 29. April« werden ein oder mehrere nicht betroffene Patienten gegenübergestellt (»Kontrollen«). Die »Kontrollen« sollten idealerweise Individuen sein, die potenziell demselben Risiko ausgesetzt waren exponiert zu sein und damit selbst zu Fällen hätten werden können, aber es nicht wurden. Eine besondere Form der Kontrolle ist die angepasste Kontrolle (matched case control design), bei der die »Kontrollen« den »Fällen« weitestgehend gleichen, abgesehen von den Variablen oder Merkmalen, die untersucht werden

3

24

I

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

sollen. So können z. B. für die Merkmale Alter, Geschlecht oder Schweregrad der Erkrankung passende Kontrollen definiert werden; die Betreuung durch Pflegekräfte hingegen ist nicht abgeglichen, da in dieser Variablen ein Risikofaktor vermutet wird. Berechnet wird in Fallkontrollstudien die Odds-Ratio (OR, Quotenverhältnis) als Schätzwert eines relativen Risikos bei Benutzung der Vierfeldertafel (. Tab. 3.1) nach der Formel OR=(ad)/(bc). Eine OR=1 spricht dafür, dass kein Zusammenhang zwischen Variable und Infektion besteht. Bei OR>1 war das Risiko einer Infektion erhöht, bei OR<1 entsprechend erniedrigt. Die Odds-Ratio ist nicht das relative Risiko, sondern nur ein Schätzwert dafür, der sich bei geringen Fallzahlen dem relativen Risiko annähert, da die Berechnung des relativen Risikos nur unter Einschluss der gesamten Population unter Risiko möglich ist. Es bleibt anzumerken, dass retrospektive Ansätze den grundsätzlichen Nachteil haben, bei der Durchführung einer solchen Studie auf Fremdinformation aus der Erinnerung und gute Dokumentation in Patientenakten angewiesen zu sein. Oftmals sind diese Quellen leider lückenhaft. Die größte Schwierigkeit bei Fallkontrollstudien ist die korrekte Auswahl der Kontrollen.

3.2.4

Interventionsstudien (randomisierte, kontrollierte Studien)

Evidenz für oder gegen spezifische Maßnahmen leitet sich ab aus der Qualität der Studien, die diese Maßnahmen getestet haben. Je höher die Qualität einer Studie, desto verlässlicher sind die aus ihr ableitbaren Erkenntnisse. Den höchsten Evidenzgrad erzielen randomisierte kontrollierte Interventionsstudien (RCT = randomized controlledtrials). Das Ziel der Studie muss vor Studienbeginn klar definiert sein. Mit dem α-Fehler (meist 5%) wird festgelegt, mit welcher Sicherheit ein vermeintlich nachgewiesener Unterschied auch tatsächlich existiert (entsprechend 95%). Es empfiehlt sich zudem, eine Stichprobenumfangsberechnung durchzuführen, um die erforderliche Anzahl an Patienten für ein signifikantes Ergebnis abschätzen zu können (meist Power der Studie = 80%, bzw. β-Fehler = 20%). Die Probandenzahl ist dabei abhängig von dem zu erwarteten nachweisbaren Unterschied (je deutlicher der Unterschied, umso weniger Probanden werden benötigt). So soll vermieden werden, dass in der Studie ein Unterschied übersehen wird, der bei einer größeren Teilnehmerzahl entdeckt worden wäre. Eine unnötig große Teilnehmerzahl hingegen verursacht nur vermeidbaren logistischen und finanziellen Aufwand. Für die Berechnung des erforderlichen Stichprobenumfangs ist geeignete Software erhältlich (z. B. Epi Info, im Internet abrufbar unter http://www.cdc.gov/epiinfo/); es kann auch ein Gespräch

mit einem Experten für medizinische Statistik sinnvoll sein. Um den Vorteil einer neuen Präventionsmaßnahme, z. B. die Verwendung imprägnierter Gefäßkatheter, gegenüber einer herkömmlichen Therapie zu überprüfen, werden die Patienten zufällig in zwei Gruppen eingeteilt (randomisiert). Es sollen so zwei gut vergleichbare Patientengruppen gebildet werden, die sich in keinem wesentlichen Merkmal voneinander unterscheiden, außer in der ihnen zu Teil werdenden Therapieform. Ist den Patienten bekannt, sich in der Studiengruppe zu befinden und nicht in der Kontrollgruppe, kann bereits dieses Wissen zu einem geänderten Krankheitsempfinden führen (Placeboeffekt). Auch der behandelnde Arzt, der von der Einteilung der Studienpatienten Kenntnis hat, wird dadurch bei der Beurteilung des klinischen Verlaufs beeinflusst. Aus diesem Grund empfiehlt sich, sofern möglich, die Blindung der Patienten und auch der behandelnden Ärzte (Doppelblindung) durch einen externen Studienarzt. Es gibt allerdings auch Studien, bei denen eine Blindung praktisch nicht möglich ist (z. B. Oberkörperhochlagerung zur Prävention der nosokomialen Pneumonie). Prospektiv werden dann die Studien- und Kontrollgruppe beobachtet und beurteilt. Anschließend muss geklärt werden, ob die Ergebnisse grundsätzlich in sich schlüssig sind und korrekt ermittelt wurden (interne Validität) und ob sie auch auf andere Patientengruppen, die evtl. andere gruppenspezifische Merkmale aufweisen, übertragbar sind (externe Validität). > In vielen Studien wird ein α-Fehler von 5% und ein β-Fehler von 20% festgelegt, d. h. in 5% der Studien wird ein Unterschied signifikant nachgewiesen, der gar nicht vorhanden ist und in 20% der Studien bleibt ein Unterschied unbemerkt. Dies entspricht bei einem Feuermelder Fehlalarm in 5% seiner Warnungen und dem Nichterkennen eines jeden 5. Brandes … (Beck-Bornholdt u. Dubben 2002).

Für gute Studienqualität bei RCTs (randomized controlled trials) sprechen: 4 eindeutige Zielsetzung, 4 Randomisierung, 4 Doppelblindung, 4 Validierung.

3.2.5

Studien über Studien (systematisches Review und Metaanalysen)

Soll eine epidemiologische Fragestellung umfassend beantwortet werden, empfiehlt es sich, eine Literaturrecherche systematisch und nachvollziehbar durchzuführen. Ziel dabei ist, alle relevanten Publikationen von Studien und Fallberichten – und möglichst auch die nicht publizierten Studien – zu erfassen und nach dem Grad ihrer jeweiligen

25

3.2 · Studientypen

Qualität geordnet zu bewerten. So entsteht ein systematisches Review (z. B. Dettenkofer et al. 2004). Als Quellen können Datenbanken im Internet (z. B. PubMed unter http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi) benutzt werden. Zudem sollten die Literaturverzeichnisse der auf diese Weise ermittelten Studien auf weitere wichtige Quellen hin gesichtet werden. Auch bei einer systematischen Suche und Analyse muss jedoch bedacht werden, dass Studien mit signifikanten Ergebnissen wahrscheinlicher veröffentlicht werden als Studien ohne Signifikanz (Publikationsbias, 7 unten) und daher die tatsächliche Datenlage durch eine Suche nach dokumentierten Studien nicht unbedingt korrekt wiedergegeben wird. Wie bereits beschrieben, ist die Aussagekraft einer Studie abhängig von der Anzahl der untersuchten Teilnehmer. So können mehrere einzelne Studien mit kleinen Gruppen einzeln betrachtet ohne signifikantes Ergebnis bleiben, in der Summe ist jedoch ein Vor- oder Nachteil der Intervention nachweisbar. Die Metaanalyse (eine Erweiterung von systematischen Reviews) ist ein Verfahren, um verschiedene Studien zusammenzufassen. Eine häufig gewählte Darstellung in Metaanalysen ist der Forest-Plot (. Abb. 3.4). In diesem Beispiel sind 6 Studien in die Metaanalyse eingegangen. Zuvor muss natürlich gesichert worden sein, dass in allen aufgenommenen Studien vergleichbare Interventionen durchgeführt und vergleichbare Beobachtungen und Messungen erfolgt sind. Jede Studie wird dargestellt durch ein Quadrat auf einer Linie. Liegt das Quadrat links der markierten »1« auf der Achse des relativen Risikos, scheint eher ein Vorteil der getesteten Intervention vorzuliegen, Quadrate rechts der »1« sprechen für einen Nachteil. Die Größe des Quadrats repräsentiert die Teilnehmerzahl in den jeweiligen Studien, die Länge der Linie zeigt das Konfidenzintervall. Das Konfidenzintervall beschreibt die Zuverlässigkeit, mit der das ermittelte Ergebnis (Quadrat) korrekt beziffert ist. Je größer das Quadrat, umso kleiner ist meistens die dazugehörige Linie (Studien mit vielen Teil-

. Abb. 3.4. Forest-Plot einer Metaanalyse

nehmer erzielen verlässlichere Ergebnisse). Kreuzt ein Konfidenzintervall die »1«, so hat die Studie kein signifikantes Ergebnis vorweisen können, da das vergleichbare Risiko zur Kontrollgruppe möglicherweise den Faktor »1« beträgt (also gar kein Unterschied vorliegt). Das Ergebnis der Metaanalyse ist der Rhombus. In ihm sind alle Teilnehmer aller Studien verrechnet. Die Länge des Rhombus beschreibt sein Konfidenzintervall. Einzelstudien mit großen Teilnehmerzahlen haben bei der Ermittlung der gepoolten Daten ein entsprechend höheres Gewicht als kleine Studien. Im gewählten Beispiel zeigt nur die zweite Studie einen signifikanten Vorteil, alle andere Konfidenzintervalle kreuzen die »1«. Die Metaanalyse zeigt insgesamt ebenfalls einen signifikanten Vorteil, obwohl die kleine Einzelstudie 3 (für sich betrachtet) tendenziell einen Nachteil der Intervention zeigte.

3.2.6

Zufällige Fehler, systematische Fehler (Bias), Confounder

Das Auftreten eines zufälligen Fehlers in epidemiologischen Studien kann nie gänzlich ausgeschlossen werden. Je größer die untersuchte Stichprobe, desto geringer ist jedoch der Anteil eines einzelnen Ausreißers. Im Gegensatz dazu resultiert der systematische Fehler (Bias) aus einer Tendenz, bestimmte Ergebnisse regelmäßig zu bevorzugen. Einige Beispiele für Bias sollen hier vorgestellt werden. Das Publikationsbias besagt, dass Studien, die den Effekt einer Exposition oder die Wirksamkeit einer Intervention beschreiben, häufiger veröffentlicht werden als Studien, denen dieser Nachweis nicht gelingt. Bei der Erstellung von Metaanalysen muss das bedacht werden, da die Einbeziehung nicht veröffentlichter Studien mitunter nennenswert zum Gesamtergebnis beitragen kann (Kiroff 2001).

3

26

I

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

> Auf den Publikationsbias als möglichen systematischen Fehler des systematischen Reviews und auch der Metaanalyse sollte immer geachtet werden.

Retrospektive Studien bergen die Gefahr des Recallbias. Patienten mit starker Betroffenheit erinnern sich bei Befragungen im Allgemeinen besser, ob sie einem Risikofaktor ausgesetzt waren, als weniger stark Erkrankte (Coughlin 1990). Das Selektionsbias führt ebenfalls zu Ergebnissen, die nicht der tatsächlichen Situation entsprechen, wenn als Kontrollen Patienten mit anderen Erkrankungen als Personen aus der Allgemeinbevölkerung herangezogen werden. Confounder hingegen sind Kovariablen, die sowohl mit der Intervention (oder Exposition) als auch dem Ergebnis assoziiert sind und daher das Ergebnis (Outcome) beeinflussen. Ein Beispiel für einen Confounder ist das vermehrte Auftreten von Karzinomen bei Kaffeetrinkern – nicht weil Kaffee kausal Krebs verursacht, sondern weil unter Kaffeetrinkern deutlich häufiger Raucher zu finden sind als unter Menschen, die keinen Kaffee trinken (Vineis 1999).

3.3

Übertragungswege

Für eine Übertragung von Infektionserregern ist zunächst einmal eine Erregerquelle erforderlich. Als Quellen kommen z. B. besiedelte oder infizierte Patienten, Besucher oder Mitarbeiter sowie Kontaminationen oder Keimreservoire aus der Umwelt in Frage (7 3.1.2). Um Präventionsmaßnahmen durchführen zu können, ist es essenziell, den Übertragungsweg des spezifischen Erregers zu kennen. Oft führen schon begrenzte, aber konsequent angewandte Maßnahmen, z. B. Händehygiene oder Isolierungsverfahren, zur Senkung der nosokomialen Infektionsrate oder zur Beendigung eines Ausbruchs (Miksits u. Kramer 1999). Der dritte bedeutsame Faktor ist der empfängliche Wirt. Besonders auf der Seite des Wirtes hat es in den letzten Jahren entscheidende Veränderungen gegeben, die zu einer höheren Anzahl nosokomialer Infektionen geführt haben. So ist z. B. der Anteil multimorbider Patienten deutlich gestiegen, und es gibt zunehmend Patienten mit immunsuppressiver Therapie nach Organtransplantationen. Im Folgenden sollen Infektionserreger, mögliche Infektionswege und typische Erregerquellen im Krankenhaus vorgestellt werden.

3.3.1

Einteilung der Erreger

Nosokomiale Infektionen, die nicht durch Viren, Bakterien oder Pilze verursacht werden, sind extrem selten (z. B. Parasiten oder Prionen). Viren sind Partikel aus Nukleinsäuren (DNS oder RNS) und Proteinen (umgebendes Kapsid), die in der Lage sind,

in Wirtszellen einzudringen und sich unter Nutzung derer Stoffwechselapparate und unter Schädigung dieser Zellen zu reproduzieren. Über einen eigenen Stoffwechsel verfügen Viren nicht und können sich daher nicht eigenständig vermehren. Für die Entwicklung von nosokomialen Infektionen ist bedeutsam, ob ein Virus um sein Kapsid herum zusätzlich behüllt oder nicht behüllt (nackt) ist. Während behüllte Viren (z. B. Influenza) mit den üblichen alkoholischen Desinfektionsmitteln (70 Vol.-%) innerhalb von 30 s inaktiviert werden können, müssen bei unbehüllten Viren (z. B. Noroviren) entweder längere Einwirkzeiten eingehalten oder auch höhere Konzentrationen verwendet werden (Dörries 2000). Bakterien sind einzellige Erreger ohne Zellkern (Prokaryonten), die über einen eigenen Stoffwechsel verfügen. Ihre Erbinformation in Form von DNS ist auf einem Chromosom kodiert und wird bei der Vermehrung stets an die Nachkommen (vertikal) weitergegeben. Zudem können weitere Informationen extrachromosomal auf Plasmiden vorliegen. Diese Plasmide können durch Konjugation auch an bereits existente Bakterien weitergegeben werden (horizontal), mitunter sogar auf andere Arten oder Gattungen. Diese Möglichkeit trägt entscheidend zur leichten und schnellen Verbreitung von Pathogenitätsmechanismen bei wie z. B. einer Resistenz gegenüber β-Laktam-Antibiotika bei ESBL-bildenden Enterobakterien. > Die meisten nosokomialen Infektionen werden durch fakultativ pathogene Bakterien verursacht, d. h., sie werden erst bedeutsam bei einer Abwehrschwäche des Wirtes, – wohingegen ein immunkompetenter Wirt von solchen Erregern nicht infiziert wird.

Bedeutsam für die Übertragungswahrscheinlichkeit und damit die Entstehung nosokomialer Infektionen ist neben der Infektionsdosis (Anzahl erforderlicher Erreger für eine Infektion) auch die Fähigkeit von Bakterien, außerhalb eines Wirtes in der Umwelt infektiös bleiben zu können (z. B. durch die Beschaffenheit ihrer Zellwand). Bakterien mit einer ausgeprägten Schicht aus Peptidoglykan, die sich in der Färbung nach Gram dunkelblau darstellen (grampositiv, z. B. Enterokokken), sind in der Regel deutlich umweltstabiler als Bakterien mit einer dünnen Zellwand (rot gefärbt, gramnegativ, z. B. Enterobakterien). Sporen als hypometabolische Dauerform einiger Bakterienarten (z. B. Clostridien) sind sogar extrem stabil gegenüber physikalischen oder chemischen Noxen, können über viele Jahre infektiös bleiben und erfordern auch bei der Auswahl eines geeigneten Desinfektionsmittels besondere Beachtung (Sahl 1994). Im Gegensatz zu Bakterien sind Pilze Eukaryonten, d. h., sie verfügen über einen Zellkern. Weitere Unterschiede zeigen sich in der Zusammensetzung der Zellwände. So können in Pilzen Polysaccharide (Glukane und Mannane) sowie Chitinpolymere vorhanden sein. In der medizinischen Mikrobiologie werden Sprosspilze (Hefen, z. B.

27

3.4 · Daten zu nosokomialen Infektionen

Candida spp.), Schimmelpilze (z. B. Aspergillen), Dermatophyten (z. B. T. rubrum) und dimorphe Pilze unterschieden (z. B. H. capsulatum). Bei nosokomialen Mykosen treten hauptsächlich Hefen und Schimmelpilze in Erscheinung. ! Cave Besonders gefährdet sind dabei Patienten mit Immunsuppression, die zudem über einen längeren Zeitraum antibiotisch behandelt werden.

3.3.2

Übertragung durch Kontakt (direkt und indirekt)

Die mit Abstand häufigste Übertragung von Erregern findet durch Berührung statt. Dabei sind sowohl die direkte Übertragung durch nicht desinfizierte Hände des Personals als auch der indirekte Kontakt über kontaminierte Gegenstände (Blutdruckmanschette oder Kanülen) möglich. Zu den Erregern, die auf diese Weise übertragen werden, zählen z. B. Staphylokokken, Enterobakterien und das Hepatitis-B-Virus. > Die häufigste Übertragung von Erregern im Krankenhaus erfolgt durch Kontakt über nicht desinfizierte Hände.

3.3.3

Übertragung durch respiratorische Tröpfchen

Bei einer Tröpfcheninfektion wird der Erreger beim Sprechen, Niesen oder Husten in großen Tröpfchen (>5 μm) freigesetzt. Der Schwerkraft folgend, fallen diese Tröpfchen nach kurzer Distanz (max. 1,5‒2 m) zur Erde oder auf die nächstgelegene horizontale Fläche. Je nach Erreger können sie dort unterschiedlich lange infektiös bleiben und (dann meistens mittels Kontaktübertragung) weiterverbreitet werden, z. T. auch über eine Selbstinokulation. Eine direkte Infektion durch Tröpfchen ist nur möglich, wenn eine empfängliche Person sich innerhalb des Streuradius einer infizierten Person befindet. Es empfiehlt sich daher entweder genügend Abstand einzuhalten oder bei der Tätigkeit am Patienten einen chirurgischen Mundschutz zu verwenden. Beispiele für Tröpfcheninfektionen sind Infektionen mit Meningokokken, Pneumokokken oder dem Mumpsvirus.

3.3.4

Übertragung durch Tröpfchenkerne (Aerosole)

Tröpfchenkerne (<5 μm) entstehen bei der Verdunstung von größeren respiratorischen Tröpfchen. Bleiben in diesen Kernen Erreger über längere Zeit infektiös erhalten und werden von exponierten Personen inhaliert, so kann

es zu einer aerogen erworbenen Infektion kommen. Im Gegensatz zu Tröpfchen sinken Tröpfchenkerne nicht zu Boden, sondern bleiben wegen ihres geringen Gewichtes in der Schwebe (Aerosol). So können sich die Erreger über größere Distanzen (sowohl örtlich als auch zeitlich) verbreiten und erreichen im Wirt mitunter die tiefen Atemwege bis hin zu den Alveolen. Als Präventionsmaßnahme für diesen Übertragungsweg sind u. a. die Verwendung von speziellen Atemschutzmasken, Unterdruck durch raumlufttechnische (RLT-)Anlagen oder das Lüften des Zimmers sinnvoll. Über solche Aerosole können vor allem die Lungentuberkulose, z. T. aber auch Masern oder Varizellen (»Wind«pocken) übertragen werden.

3.3.5

Übertragung durch Umweltmedien (Wasser und Luft)

Auch aus Quellen der Umwelt können Erreger zu nosokomialen Infektionen führen. Typische Beispiele sind Legionellosen durch Legionella spp. aus dem Trinkwassernetz des Krankenhauses oder Aspergillosen durch Schimmelpilzsporen, die ubiquitär in der Luft nachweisbar sind. Vor allem in Krankenhäusern, in denen immunologische Hochrisikopatienten versorgt werden, z. B. nach Transplantationen von Knochenmark oder Organen, muss durch entsprechende Maßnahmen verhindert werden, dass es zur Exposition dieses Klientels gegenüber solchen Erregern kommt (Anderson et al. 1996; Chen et al. 2002; Gump u. Keegan 1986; Hahn et al. 2002).

3.3.6

Andere Übertragungswege

Auch durch verunreinigte Nahrungsmittel kann es zu Infektionen im Krankenhaus kommen. Diese Infektionen sind aber, wie auch Übertragungen durch tierische Vektoren, im Zusammenhang mit nosokomialen Infektionen eher selten. Es sind jedoch vereinzelt Infektionen dieser Art z. B. mit Hepatitis-A-Viren oder Malaria beschrieben worden (Moro et al. 2002; Petrosillo et al. 2002a).

3.4

Daten zu nosokomialen Infektionen

Prinzipiell kann jeder Erreger einer Infektionskrankheit auch zu einer nosokomialen Infektion führen. Es gibt aber »typische« Erreger, die im Krankenhaus gehäuft bei nosokomialen Infektionen nachgewiesen werden können. In den folgenden Abschnitten sollen die wichtigsten Erreger und ihre Verteilung im Krankenhaus vorgestellt werden. Nosokomiale Infektionen, die nicht durch Bakterien, Viren oder Pilze, sondern z. B. durch Protozoen, Würmer oder Arthropoden verursacht werden, sind so selten, dass diese

3

28

I

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

Erreger hier nicht weiter diskutiert werden. Zudem muss berücksichtigt werden, dass Daten zu viralen nosokomialen Infektionen lückenhaft sind, da die erforderliche Diagnostik meist aufwendiger ist als die Anzucht der üblichen bakteriellen Erreger und daher oft unterbleibt. Besonders Patienten mit Devices, also Fremdkörpern zu diagnostischen oder therapeutischen Zwecken wie z. B. Beatmungstubus, zentraler Venenkatheter (ZVK) oder Harnwegskatheter (HWK), erleiden häufig nosokomiale Infektionen. Auch ist die Infektionsrate auf Intensivstationen nicht vergleichbar mit der Infektionsrate des gesamten Krankenhauses, da die Erkrankungsschwere bei Intensivpatienten oft mit einer erhöhten Infektanfälligkeit einhergeht. Daten aus der Intensivmedizin sowie Daten besonders gefährdeter Patientenkollektive (z. B. Frühgeborene oder hämatologisch-onkologische Patienten) müssen daher getrennt von Daten aus »gewöhnlichen« Stationen betrachtet werden. Das Erregerspektrum und die Verteilung der Häufigkeit einzelner Infektionsarten und Infektionsraten zeigen deutliche Unterschiede sowohl zwischen Intensivpatienten und Patienten auf peripheren Stationen, also auch im Vergleich verschiedener Fachrichtungen oder Intensivstationen. In diesem Kapitel sollen sowohl die krankenhausweiten Daten als auch Daten speziell für Intensivstationen aus dem Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS) (Gastmeier et al. 2003; Geffers et al. 2000) dargestellt werden (weitere Informationen über KISS finden sich in 7 Kap. 11). Im Internet sind ebenfalls Daten abrufbar auf der Seite des nationalen Referenzzentrums für nosokomiale Infektionen unter http://www.nrz-hygiene.de.

. Abb. 3.5. Die häufigsten nosokomialen Infektionen im Krankenhaus

Die durch die Mikrobiologie am häufigsten nachgewiesenen Erreger nosokomialer Infektionen – krankenhausweit gezählt – sind in der NIDEP-Studie (Teil 2) untersucht worden (Rüden u. Daschner 2000). Typische bakterielle grampositive Erreger sind S. aureus, koagulasenegative Staphylokokken und Enterokokken. Unter den gramnegativen Erregern sind zumeist Enterobakterien (E. coli, Klebsiella spp., Enterobacter spp. und Proteus spp.) sowie der Nonfermenter P. aeruginosa zu finden (Rüden u. Daschner 2000).

3.4.2 3.4.1

Im ganzen Krankenhaus

In diesem Abschnitt sollen die häufigsten nosokomialen Infektionen im Krankenhaus sowie die typischen Erreger dieser Infektionen vorgestellt werden. In einer Prävalenzstudie (»Nosokomiale Infektionen in Deutschland – Erfassung und Prävention, NIDEP«) von fast 15.000 Patienten aus 72 Krankenhäusern konnte gezeigt werden, dass die Gesamtprävalenz nosokomialer Infektionen in Deutschland bei 3,5% liegt, d. h., auf einer Station mit etwa 30 Betten befindet sich – statistisch – immer ein Patient mit einer nosokomialen Infektion (Gastmeier et al. 1998). Ebenfalls konnte gezeigt werden, dass die Harnwegsinfektion die mit Abstand häufigste nosokomiale Infektion (krankenhausweit) ist, gefolgt von tiefen Atemwegsinfektionen, postoperativen Wundinfektionen und Blutstrominfektionen (. Abb. 3.5; Rüden et al. 1997). > Harnwegsinfektionen sind die häufigsten nosokomialen Infektionen im Krankenhaus. Die typischen Erreger von Harnwegsinfektionen sind Escherichia coli und Enterococcus spp.

Verschiedene Fachrichtungen

Die Häufigkeit nosokomialer Infektionen ist u. a. abhängig von der beobachteten medizinischen Disziplin, denn unterschiedliche Patientenkollektive haben auch ein verschieden großes Risiko für den Erwerb einer bestimmten nosokomialen Infektion. In . Tab. 3.2–3.4 finden sich Beispiele der Inzidenzdichte aus der Literatur und aus dem Modul DEVICE-KISS (07/2002‒12/2003) des Krankenhaus-Infektions-Surveillance-Systems ( 7 Kap. 11) mit 64 Stationen deutscher Krankenhäuser. Des Weiteren zeigt . Tab. 3.5 die Infektionsraten pro 100 Operationen in Abhängigkeit von der Art des Eingriffes aus dem Modul OP-KISS (01/1997‒12/2003). Pro 1000 Patiententage ereignen sich etwa eine Pneumonie, eine Sepsis und 3 Harnwegsinfektionen. Betrachtet man beispielsweise die Häufigkeit der Harnwegsinfektionen stratifiziert nach verschiedenen Abteilungen, so fällt auf, dass neurologische und urologische Patienten deutlich häufiger Harnwegsinfektionen entwickeln als der Durchschnitt. Auch in den Daten des Moduls DEVICE-KISS ist die Harnwegsinfektionsrate in der Neurologie 4fach höher als das Mittel aller Stationen. Bei der Beurteilung von Infektionsraten muss daher das untersuchte Kollektiv eben-

29

3.4 · Daten zu nosokomialen Infektionen

. Tab. 3.2. Inzidenzdichte der nosokomialen Pneumonie in verschiedenen Fachrichtungen

. Tab. 3.5. Infektionsraten der nosokomialen Wundinfektion bei verschiedenen Eingriffen (KISS-Datenbank, 1997–2003)

Studie

Abteilung

Infektionen/ 1000 Patiententage

Art der Operation

Eingriffe

Median der Infektionsrate/ 100 Eingriffe

McDonald et al. (1992)

Gemischt

0,7–1,9

Appendektomie

11.118

1,9

Puisieux et al. (1997)

Geriatrie

3,4

0,1

Nephrologie

1,5–1,7

Arthroskopie (Kniegelenk)

26.871

D’Agata et al. (2000) Modul DEVICE-KISS (2003)

Rehabilitation

0,2

Cholezystektomie (endoskopisch)

27.776

0,8

Cholezystektomie (konventionell)

5972

1,9

. Tab. 3.3. Inzidenzdichte der nosokomialen Sepsis in verschiedenen Fachrichtungen

Koloneingriffe

15.112

5,8

Gefäßchirurgie

12.925

1,7

Studie

Abteilung

Infektionen/ 1000 Patiententage

Herniotomie

32.278

1,0 1,2

Nephrologie

1,4–2,5

Hüftendoprothesen (Orthopädie)

30.651

D’Agata et al. (2000) Petrosillo et al. (2002)

Infektiologie

2,5

2,3

Chirurgie

0,3

Hüftendoprothesen (Traumatologie)

25.056

Modul DEVICE-KISS (2003) Modul DEVICE-KISS (2003)

Innere Medizin

0,1

1,1

Gemischt

0,1

Hysterektomie (abdominal)

9785

Modul DEVICE-KISS (2003)

. Tab. 3.4. Inzidenzdichte der nosokomialen Harnwegsinfektion in verschiedenen Fachrichtungen Studie Bouza et al. (2001)

Abteilung

Infektionen/ 1000 Patiententage

Gemischt

3,6

Langley et al. (2001)

Pädiatrie

0,6–0,9

Merle et al. (2002)

Urologie

9,8

Lai u. Fontecchio (2002)

Gemischt

2,7–4,9

Modul DEVICE-KISS (2003)

Innere Medizin

0,6

Modul DEVICE-KISS (2003)

Neurologie

3,6

Modul DEVICE-KISS (2003)

Gemischt

0,9

falls berücksichtigt werden (z. B. die Häufigkeit neurogener Blasenentleerungsstörungen oder urologische Fehlbildungen). Die Häufigkeit postoperativer Wundinfektionen ist bekanntermaßen stark abhängig von der Art des durchgeführten Eingriffes (Astagneau et al. 2001). Während im Modul OP-KISS z. B. Operationen an der Schilddrüse und arthroskopische Eingriffe am Kniegelenk nur sehr selten (<1‰) eine nosokomiale Wundinfektion nach sich ziehen, kommt es bei mehr als 5% der chirurgischen Interventionen am Kolon zu dieser postoperativen Komplikation. > Infektionsraten sind u. a. abhängig von der Art der Infektion und dem beobachteten Patientenklientel bzw. dem durchgeführten chirurgischen Eingriff.

Knieendoprothese

18.707

0,8

Mammaeingriffe

12.023

1,2

Niereneingriffe

3556

1,4

Oberschenkelhalsfraktur

5775

2,1

Prostataeingriffe

4054

2,0

Sectio caesarea

32.971

1,2

Schilddrüseneingriffe

8159

0,0

3.4.3

Intensivstationen

Verglichen mit nosokomialen Infektionen im gesamten Krankenhaus zeigen sich deutliche Besonderheiten, wenn nur Patienten auf Intensivstationen berücksichtigt werden. Bei diesem Kollektiv, das in der Regel durch eine größere Erkrankungsschwere gekennzeichnet ist, stehen schwere und oft lebensbedrohliche nosokomiale Infektionen im Vordergrund. Zudem sind diese sehr oft mit Devices assoziiert (Katheter, maschinelle Beatmung). Mehr als die Hälfte aller nosokomialen Infektionen bei Patienten auf Intensivstationen betreffen die tiefen Atemwege, je ein Siebtel entfallen auf Sepsis und Harnwegsinfektionen (. Abb. 3.6). > Atemwegsinfektionen sind die häufigsten nosokomialen Infektionen auf Intensivstationen; die häufigsten Erreger dabei sind S. aureus (mit fast einem Viertel aller Isolate), P. aeruginosa und Enterobacteriaceae.

Bei einer ZVK-assoziierten Sepsis von Intensivpatienten werden zumeist grampositive Erreger (koagulasenegative Staphylokokken, S. aureus und Enterokokken) aus Blutkulturen isoliert. Bestandteile der Darmflora wie E. coli und

3

30

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

entsprechendes Device vorhanden war, auf 1000 Deviceanwendungstage. Das heißt, dass bei Stationen, die z. B. viele beatmete Patienten betreuen, eine einzelne Pneumonie eines beatmeten Patienten weniger ins Gewicht fällt als bei Stationen, auf denen nur sehr wenige intubierte Patienten versorgt werden. Der Median (50%-Quantil) gibt diejenige Infektionsrate an, oberhalb derer sich genauso viele Stationen befinden wie unterhalb. Wie weit ober- bzw. unterhalb die Stationen liegen, ist dabei ohne Belang. Daher tragen »Ausreißer« mit extrem hohen Infektionsraten nicht übermäßig zur Berechnung des Medians bei, wie es (besonders in Disziplinen mit wenigen teilnehmenden Stationen) beim arithmetischen Mittelwert der Fall ist. Das 25%-Quantil trennt entsprechend das Viertel der Stationen mit den niedrigsten Infektionsraten, das 75%-Quantil das Viertel der Stationen mit den höchsten Infektionsraten ab.

I

. Abb. 3.6. Die häufigsten nosokomialen Infektionen auf Intensivstationen

Enterokokken sind auch auf der Intensivstation die typischen Erreger von katheterassoziierten Harnwegsinfektionen. Die Verteilung der häufigsten Erreger deviceassoziierter Infektionen auf Intensivstationen ist in . Tab. 3.6 aufgeführt. Die Rangfolge der Erreger wurde der KISS-Datenbank (01/1997‒12/2003) entnommen.

Infektionen auf verschiedenen Arten von Intensivstationen Betrachtet man verschiedene Arten von Intensivstationen (chirurgisch, internistisch usw.), so zeigen sich dabei Unterschiede hinsichtlich der Infektionsrate deviceassoziierter Infektionen (. Tab. 3.7). Die dort genannten Infektionsraten beziehen erfasste nosokomiale Infektionen, bei denen ein

Beispiel Auf 7 Stationen werden folgende Infektionsraten bestimmt: 1; 1; 1; 2; 4; 5; 28. Es ergibt sich ein Median von 2, denn es liegen genauso viele Stationen ober- und unterhalb dieses Wertes. Der arithmetische Mittelwert beträgt jedoch 6, da er – im Gegensatz zum Median – durch die Station mit der auffällig hohen Infektionsrate stark beeinflusst worden ist.

Chirurgische und neurochirurgische Intensivpatienten zeigen mit 8,4 bzw. 9,3 eine gegenüber dem Durchschnitt (6,8) um 23,5% bzw. 37,1% erhöhte beatmungsassoziierte Pneumonierate. Die größte ZVK-assoziierte Sepsisrate – mit 3,8 liegt sie 3-mal höher als die Durchschnittsrate aller Intensivstationen – findet sich in der Pädiatrie.

. Tab. 3.6. Erreger deviceassoziierter Infektionen auf Intensivstationen (KISS-Datenbank, 1997–2003) Rang

Beatmungsassoziierte Pneumonie

ZVK-assoziierte Sepsis

HWK-assoziierte Harnwegsinfektion

1

S. aureus (24%)

K.-neg. Staph. (32%)

E. coli (27%)

2

P. aeruginosa (17%)

S. aureus (15%)

Enterococcus spp. (25%)

3

Klebsiella spp. (12%)

Enterococcus spp. (12%)

P. aeruginosa (14%)

4

E. coli (10%)

Enterobacter spp. (5%)

C. albicans (11%)

5

Enterobacter spp. (9%)

Klebsiella spp. (5%)

Klebsiella spp. (6%)

. Tab. 3.7. Median (25%- und 75%-Quantil) deviceassoziierter nosokomialer Infektionen, stratifiziert nach Art der Intensivstation, pro 1000 Devicetage (KISS-Datenbank 1997–2003) Beatmungsassoziierte Pneumonie

ZVK-assoziierte Sepsis

HWK-assoziierte Harnwegsinfektion

Interdisziplinär

6,76 (3,20–11,14)

1,01 (0,32–2,01)

0,82 (0,27–2,06)

Internistisch

5,09 (3,49–8,49)

1,93 (0,48–2,90)

1,60 (0,38–3,29)

Chirurgisch

8,40 (4,66–13,52)

1,63 (0,93–2,28)

2,17 (1,12–5,16)

Neurochirurgisch

9,32 (7,42–12,63)

1,14 (0,43–2,20)

3,83 (1,86–6,42)

Pädiatrisch

1,36 (1,01–4,17)

3,83 (1,19–9,83)

4,18 (0,54–6,53)

Gesamt

6,80 (3,65–11,49)

1,30 (0,46–2,42)

1,44 (0,46–3,66)

31

3.5 · Folgen nosokomialer Infektionen

Bei den harnwegskatheterassoziierten Harnwegsinfektionen haben pädiatrische Intensivstationen eine fast 3-mal und Patienten der Neurochirurgie immerhin noch 2,7-mal erhöhte Infektionsrate gegenüber dem Median aller Intensivstationen unter Surveillance. > Die ZVK-assoziierte Sepsis ist auf Intensivstationen von Kinderkliniken ein Vielfaches häufiger als auf Intensivstationen von erwachsenen Patienten.

3.4.4

Erreger in Ausbrüchen (Outbreaks)

Ein nosokomialer Ausbruch liegt vor, wenn mehr Infektionen auftreten als räumlich und zeitlich zu erwarten sind (Ammon et al. 2001). Abhängig vom Übertragungsweg und Patientenkollektiv sowie saisonalen und regionalen Gegebenheiten variiert das Spektrum der Erreger nosokomialer Ausbrüche. Zur schnellen Orientierung kann im Internet die Outbreak-Database (http://www.outbreak-database.com) mit mehr als 1000 publizierten Ausbrüchen genutzt werden. Für diese Datenbank wurden und werden regelmäßig verschiedene Publikationsquellen auf veröffentlichte nosokomiale Outbreaks hin gesichtet und diese dann geordnet. Mittels einer eigenen Suchmaske können Nutzer so gezielt nach Ausbrüchen mit spezifischen Kriterien suchen. > Da in diesem Register auch die Maßnahmen kategorisiert sind, die zum Ende der veröffentlichten Ausbrüche geführt haben, kann ein schneller Abgleich bei der Aufklärung eines Ausbruches im eigenen Haus oder zur Prävention weiterer Ausbrüche durchaus hilfreich sein.

In . Tab. 3.8 sind die häufigsten Infektionsarten, die in der Outbreak-Database kategorisiert sind, in Abhängigkeit von der Altersgruppe der Patienten dargestellt. Dabei ist zu beachten, dass durch einen Erreger auch mehrere Organsysteme betroffen sein können. Nicht jeder Ausbruch lässt sich aufklären. In jedem dritten dokumentierten Ausbruch konnte die verantwortliche Quelle nicht ermittelt werden; in jedem vierten Ausbruch wurde der Übertragungsweg nicht gefunden.

3.5

Folgen nosokomialer Infektionen

Nosokomiale Infektionen führen zu verschiedenen Nachteilen, sowohl für die Gesellschaft im Allgemeinen als auch den betroffenen Patienten im Besonderen. Kostenaspekte z. B. durch zusätzlichen Behandlungsaufwand und volkswirtschaftlichen Schaden durch Fehltage oder Minderung der Erwerbsfähigkeit werden in 7 Kap. 23 behandelt. Im Folgenden soll der Patient im Vordergrund stehen mit den Konsequenzen, die ihm persönlich aus einer nosokomialen Infektion erwachsen. Dazu zählen in erster Linie ein verlängerter Aufenthalt im Krankenhaus und die Wahrscheinlichkeit, an einer solchen Infektion zu versterben. > Schätzungen zufolge sind etwa 15–30% aller nosokomialen Infektionen grundsätzlich vermeidbar (Grundmann et al. 2004; Haley et al. 1985a; Harbarth et al. 2003).

3.5.1

Verlängerung der Verweildauer

Schwerkranke Patienten zeigen gegenüber weniger schwer Erkrankten einen längeren Krankenhausaufenthalt und erleiden häufiger nosokomiale Infektionen. Um die zusätzliche Verweildauer, die nur auf die nosokomiale Infektion zurückzuführen ist, beurteilen zu können, muss die Verweildauer Infizierter mit der Verweildauer Nichtinfizierter mit ansonsten vergleichbarer Grunderkrankung aufgerechnet werden. Die Vergleichbarkeit publizierter Studien ist jedoch nur bedingt zulässig, da die nosokomiale Infektion nicht immer als zeitabhängige Variable aufgefasst und statistisch entsprechend berücksichtigt wird (Beyersmann et al. 2005). Diese Verlängerung der stationären und ggf. intensivmedizinischen Versorgung ist natürlich auch ein entscheidender Faktor bei der Kosten-Nutzen-Kalkulation bei der Einführung von Maßnahmen zur Prävention nosokomialer Infektionen. Eine Übersicht über Studien, in denen eine solche zusätzliche Verweildauer durch nosokomiale Infektionen ermittelt wurde, geben . Tab. 3.9–3.12. Eine nosokomiale Pneumonie auf einer Intensivstation führte – je nach Setting – zu einem 5‒19 Tage längeren Aufenthalt und eine nosokomiale postoperative Wundinfektion zu 6,5‒20,7

. Tab. 3.8. Häufigste Infektionsarten in nosokomialen Ausbrüchen in verschiedenen Altersgruppen (aus 1046 Outbreaks; Mehrfachnennungen möglich; http://www.outbreak-database.com) Rang

Neugeborene (n=249)

Kinder (n=148)

Erwachsene (n=730)

Senioren (n=121)

1

Sepsis (55%)

Sepsis (39%)

Tiefe Atemwege (35%)

Tiefe Atemwege (45%)

2

Magen/Darm (22%)

Magen/Darm (34%)

Sepsis (32%)

Magen/Darm (43%)

3

Tiefe Atemwege (21%)

Tiefe Atemwege (23%)

Magen/Darm (27%)

Sepsis (21%)

4

ZNS (19%)

Harnwege (13%)

Postop. WI (16%)

Haut (12%)

5

Haut (16%)

Postop. WI (9%)

Harnwege (15%)

postop. WI (12%)

3

32

I

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

. Tab. 3.9. Zusätzliche Verweildauer im Krankenhaus aufgrund einer nosokomialen Pneumonie

. Tab. 3.11. Zusätzliche Verweildauer im Krankenhaus durch eine nosokomiale Harnwegsinfektion

Studie

Nosokomiale Infektionsart

Zusätzliche Tage

Studie

Nosokomiale Infektionsart

Zusätzliche Tage

Bercault et al. (2001)

Pneumonie (Intensivpatienten)

5,0

Coello et al. (1993)

Harnwegsinfektion (chirurgische Patienten)

4,0

Rello et al. (2002)

Pneumonie (Intensivpatienten)

6,1

Medina et al. (1997)

Harnwegsinfektion (chirurgische Patienten)

4,7

Dietrich et al. (2002)

Pneumonie (Intensivpatienten)

10,1

Rosenthal et al. (2003)

Harnwegsinfektion (Intensivpatienten)

5,0

Rosenthal et al. (2003)

Pneumonie (Intensivpatienten)

10,0

Moris et al. (2003)

Harnwegsinfektion

3,0

Pneumonie (chirurgische Patienten

5,3

Askarian u. Gooran (2003)

Harnwegsinfektion (chirurgische Patienten)

4,4

Askarian u. Gooran (2003) Rello et al. (2003)

Pneumonie (Intensivpatienten)

19,0 . Tab. 3.12. Zusätzliche Verweildauer im Krankenhaus durch eine nosokomiale postoperative Wundinfektion Studie

. Tab. 3.10. Zusätzliche Verweildauer im Krankenhaus durch eine nosokomiale Sepsis Studie

Nosokomiale Infektionsart

Zusätzliche Tage

Liu et al. (2002)

Sepsis (Dialysepatienten)

14,0

Orsi et al. (2002)

Sepsis

19,1

Morano Amado et al. (2002)

Sepsis

21,0

Frank et al. (2003)

Sepsis (Intensivpatienten)

2,8

Rosenthal et al. (2003)

Sepsis (Intensivpatienten)

12,0

Wisplinghoff et al. (2003)

Sepsis (neutropene Patienten)

8,0

Askarian u. Gooran (2003)

Sepsis (chirurgische Patienten)

9,2

zusätzlichen Tagen im Krankenhaus. Das bedeutet in der Regel auch Einnahme von Pharmaka (z. B. Antibiotika) mit der Gefahr von Nebenwirkungen und Unverträglichkeiten sowie eine zusätzliche Zeit unter Risiko, weitere nosokomiale Infektionen zu akquirieren. Auch eine Sepsis führt zu einer Verlängerung des stationären Aufenthaltes von bis zu 21 Tagen. Dabei muss man jedoch noch berücksichtigen, dass Patienten, die an einer Sepsis erkranken und schnell versterben, sogar verkürzend auf die durchschnittliche Länge der Aufenthaltsdauer im Krankenhaus Einfluss genommen haben (7 3.5.2).

3.5.2

Erhöhung der Letalität

Um die einer nosokomialen Infektion zuschreibbare zusätzliche Letalität (Exzessletalität; »attributable mortality«)

Zusätzliche Tage

Kirkland et al. (1999)

6,5

Asensio et al. (1999)

20,7

Merle et al. (2000)

7,2

Whitehouse et al. (2002)

15,0

Askarian u. Gooran (2003)

8,7

zu ermitteln, muss sichergestellt werden, dass Patienten mit nosokomialer Infektion nur ansonsten vergleichbar kranken Patienten (ohne Infektion) gegenübergestellt werden (Feinstein 1985). Es ist also erforderlich, für Erkrankte passende Kontrollen zu suchen, die eine entsprechende Erkrankungsschwere der Grundkrankheit aufweisen. So soll erreicht werden, dass die Wahrscheinlichkeit, bereits wegen der Grundkrankheit zu sterben, in beiden Gruppen gleich groß ist und weitere Todesfälle darüber hinaus ausschließlich auf die Infektion zurückzuführen sind. In den . Tabellen 3.13–3.15 ist die zusätzliche Letalität für einige nosokomiale Infektionsarten zusammengestellt worden. Die höchste Letalität durch nosokomiale Infektionen mit etwa 25% findet sich bei der Sepsis. Umgekehrt bedeutet das: Es müssen nur 4 nosokomiale Sepsisfälle vermieden werden, um einen Todesfall zu verhindern. > Viermal Sepsis vermeiden heißt einen Todesfall vermeiden.

Die der Beurteilung der zuschreibbaren Letalität durch eine nosokomiale Pneumonie z. B. auf Intensivstationen zeigt die Studienlage ein besonders heterogenes Bild. In einigen Studien konnte keine erhöhte Letalität gefunden werden (Rello et al. 2002, 2003), und bei anderen Untersuchungen verstarb jeder dritte oder vierte Patient mit nosokomialer Pneumonie (Bercault u. Boulain 2001; Rosenthal et al. 2003); wenn man sich bei den betrachteten

33 Literatur

. Tab. 3.13. Erhöhte Letalität durch eine nosokomiale Pneumonie (Intensivpatienten) Studie

Zuschreibbare Letalität (%)

Heyland et al. (1999)

5,8

Bercault u. Boulain (2001)

27,0

Rello et al. (2002)

0,0

Rello et al. (2003)

0,0

Rosenthal et al. (2003)

35,0

. Tab. 3.14. Erhöhte Letalität durch eine nosokomiale Sepsis Studie

Nosokomiale Infektionsart

Zuschreibbare Letalität (%)

Renaud u. Brun-Buisson (2001)

Sepsis (Intensivpatienten)

20,0

Slonim et al. (2001)

Sepsis (Intensivpatienten)

13,2

Orsi et al. (2002)

Sepsis

35,2

Liu et al. (2002)

Sepsis (Dialysepatienten)

26,3

Wisplinghoff et al. (2003)

Sepsis (neutropene Patienten)

12,0

Rosenthal et al. (2003)

Sepsis (Intensivpatienten)

25,0

. Tab. 3.15. Erhöhte Letalität durch eine nosokomiale postoperative Wundinfektion Studie

Zuschreibbare Letalität (%)

Kirkland et al. (1999)

4,3

Delgado-Rodriguez et al. (1999)

5,8

Astagneau et al. (2001)

4,5

Whitehouse et al. (2002)

0,0

Erregern nur auf Pseudomonaden oder Acinetobacter spp. beschränkte, betrug die Exzessletalität sogar 42,8% (Fagon et al. 1993). Das Erregerspektrum der Pneumonie hat also entscheidend Einfluss auf die Prognose der Infektion und variiert sehr auf verschiedenen Intensivstationen. Es ist daher vorteilhaft zu wissen, welche Erreger auf der eigenen Station besonders häufig anzutreffen sind, um frühzeitig eine gut kalkulierte Therapie einleiten zu können. Außerdem müssen die Kriterien, die zur Diagnose der Pneumonie geführt haben, in den verschiedenen Studien geprüft werden, da es auch auf diese Weise durch unterschiedliche Klassifizierung zu verschiedenen Ergebnissen kommen kann (Timsit et al. 1996). Eine Inkonsistenz diagnostischer Kriterien führt selbstverständlich auch bei anderen Infektionsarten zu schwankenden und daher nur bedingt vergleichbaren Infektionsraten (Lewis 1995; Roberts et al. 1998).

Für nosokomiale Harnwegsinfektionen wurde (selbst bei Intensivpatienten) zumeist in älteren Studien keine (Bueno-Cavanillas et al. 1994; Daschner et al. 1978; Gross u. Van Antwerpen 1983; Laupland et al. 2002) oder nur eine mäßig (5%) erhöhte attributive Letalität beschrieben (Rosenthal et al. 2003). Danksagung. Unser besonderer Dank gilt Herrn Professor Dr. Hajo Grundmann (Microbiology and Infectious Diseases Queen’s Medical Center, University Hospital Nottingham, UK) für die kritische Durchsicht dieses Kapitels.

Literatur Ammon A, Gastmeier P, Weist K, Kramer MH, Petersen LR (2001) Empfehlungen zur Untersuchung von Ausbrüchen nosokomialer Infektionen. Robert Koch-Institut, Heft 21 Anderson K, Morris G, Kennedy H, Croall J, Michie J, Richardson MD, Gibson B (1996) Aspergillosis in immunocompromised paediatric patients: associations with building hygiene, design, and indoor air. Thorax 51: 256‒261 Asensio A, Torres J (1999) Quantifying excess length of postoperative stay attributable to infections: a comparison of methods. J Clin Epidemiol 52: 1249‒1256 Askarian M, Gooran NR (2003) National nosocomial infection surveillance system-based study in Iran: additional hospital stay attributable to nosocomial infections. Am J Infect Control 31: 465‒468 Astagneau P, Rioux C, Golliot F, Brucker G (2001) Morbidity and mortality associated with surgical site infections: results from the 1997‒ 1999 INCISO surveillance. J Hosp Infect 48: 267‒274 Beck-Bornholdt HP, Dubben HH (2002) Der Hund, der Eier legt. Rowohlt, Reinbek Bercault N, Boulain T (2001) Mortality rate attributable to ventilatorassociated nosocomial pneumonia in an adult intensive care unit: a prospective case-control study. Crit Care Med 29: 2303‒2309 Beyersmann J, Gastmeier P, Grundmann H et al. (2005) Assessment of prolongation of intensive care unit stay due to nosocomial infections, using multistate models. Infect Control Hosp Epidemiol (in press) Bouza E, San Juan R, Munoz P, Voss A, Kluytmans J (2001) A European perspective on nosocomial urinary tract infections II. Report on incidence, clinical characteristics and outcome (ESGNI‒004 study). European Study Group on Nosocomial Infection. Clin Microbiol Infect 7: 532‒542 Bueno-Cavanillas A, Delgado-Rodriguez M, Lopez-Luque A, SchaffinoCano S, Galvez-Vargas R (1994) Influence of nosocomial infection on mortality rate in an intensive care unit. Crit Care Med 22: 55‒ 60 Chen YS, Lin WR, Liu YC et. al. (2002) Residential water supply as a likely cause of community-acquired Legionnaires’ disease in an immunocompromised host. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 21: 706‒ 709 Chung M, Dickinson G, De Lencastre H, Tomasz A (2004) International clones of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in two hospitals in Miami, Florida. J Clin Microbiol 42: 542‒547 Coello R, Glenister H, Fereres J, Bartlett C, Leigh D, Sedgwick J, Cooke EM (1993) The cost of infection in surgical patients: a case-control study. J Hosp Infect 25: 239‒250 Coughlin SS (1990) Recall bias in epidemiologic studies. J Clin Epidemiol 43: 87‒91

3

34

I

Kapitel 3 · Epidemiologische Grundlagen

D’Agata EM, Mount DB, Thayer V, Schaffner W (2000) Hospital-acquired infections among chronic hemodialysis patients. Am J Kidney Dis 35: 1083‒1088 Daschner F, Nadjem H, Langmaack H, Sandritter W (1978) Surveillance, prevention and control of hospital-acquired infections. III. Nosocomial infections as cause of death: retrospective analysis of 1000 autopsy reports. Infection 6: 261‒265 Delgado-Rodriguez M, Gomez-Ortega A, Llorca J et al. (1999) Nosocomial infection, indices of intrinsic infection risk, and in-hospital mortality in general surgery. J Hosp Infect 41: 203‒211 Dettenkofer M, Seegers S, Antes G, Motschal E l, Schumacher M, Daschner F (2004) Does the architecture of hospital facilities influence nosocomial infection rates? A systematic review. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 21‒25 Dietrich ES, Demmler M, Schulgen G, Fekec K, Mast O, Pelz K, Daschner F (2002) Nosocomial pneumonia: a cost-of-illness analysis. Infection 30: 61‒67 Dörries R (2000) Allgemeine Virologie. In: Hof H, Dörries R, Müller RL (Hrsg) Mikrobiologie. Thieme, Stuttgart Fagon JY, Chastre J, Hance AJ, Montravers P, Novara A, Gibert C (1993) Nosocomial pneumonia in ventilated patients: a cohort study evaluating attributable mortality and hospital stay. Am J Med 94: 281‒288 Feinstein AR (1985) The architecture of clinical research. Saunders, Philadelphia: pp 225‒229 Frank U, Chojnacki T, Dettenkofer M, Daschner F (2003) Cost-effectiveness of an antiseptic-impregnated central venous catheter in the ICU. Intensive Care Med 29: 139 Gastmeier P, Kramer M (2004) Epidemiologie der Infektionen. In: Adam D, Doerr HW, Link H, Lode H (Hrsg) Die Infektiologie. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Gastmeier P, Rüden H (2001) Epidemiologie und Surveillance nosokomialer Infektionen. In: Kramer A, Heeg P, Botzenhart K (Hrsg) Krankenhaus- und Praxishygiene. Urban & Fischer, München Gastmeier P, Kampf G, Wischnewsk i N, Hauer T, Schulgen G, Schumacher M, Daschner F, Rüden H (1998) Prevalence of nosocomial infections in representative German hospitals. J Hosp Infect 38: 37‒ 49 Gastmeier P, Geffers C, Sohr D, Dettenkofer M, Daschner F, Rüden H (2003) Five years working with the German nosocomial infection surveillance system (Krankenhaus Infektions Surveillance System). Am J Infect Control 31: 316‒321 Geffers C, Koch J, Sohr D, Nassauer A, Daschner F, Rüden H, Gastmeier P (2000) Establishment of a national database for ICU-associated infections. First results from the »Krankenhaus-Infections-Surveillance-System« (KISS). Anaesthesist 49: 732‒737 Geffers C, Gastmeier P, Rüden H (2002) Nosokomiale Infektionen, Robert Koch-Institut, Gesundheitsberichterstattung des Bundes, Heft 8 Gordis L (2001) Epidemiologie. Verlag im Kilian, Marburg Gross PA, Van Antwerpen C (1983) Nosocomial infections and hospital deaths. A case-control study. Am J Med 75: 658‒662 Grundmann H, Baerwolf S, Schwab F et al. (2004) How many infections are caused by transmission in intensive care units? Crit Care Med submitted for publication Gump DW, Keegan M (1986) Pulmonary infections due to Legionella in immunocompromised patients. Se min Respir Infect 1: 151‒159 Hahn T, Cummings KM, Michalek AM et al. (2002) Efficacy of highefficiency particulate air filtration in preventing aspergillosis in immunocompromised patients with hematologic malignancies. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 525‒531 Haley RW, Culver DH, White JW et al. (1985a) The efficacy of infection surveillance and control programs in preventing nosocomial infections in US hospitals. Am J Epidemiol 121: 182‒205 Haley RW, Tenney JH, Lindsey JO, Garner JS, Bennett JV (1985b) How frequent are outbreaks of nosocomial infection in community hospitals? Infect Control 6: 233‒236

Harbarth S, Sax H, Gastmeier P (2003) The preventable proportion of nosocomial infections: an overview of published reports. J Hosp Infect 54: 258‒266 Heyland DK, Cook DJ, Griffith L, Keenan SP, Brun-Buisson C (1999) The attributable morbidity and mortality of ventilator-associated pneumonia in the critically ill patient. The Canadian Critical Trials Group. Am J Respir Crit Care Med 159: 1249‒1256 Kirkland KB, Briggs JP, Trivette SL, Wilkinson WE, Sexton DJ (1999) The impact of surgical-site infections in the 1990s: attributable mortality, excess length of hospitalization, and extra costs. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 725‒730 Kiroff GK (2001) Publication bias in presentations to the Annual Scientific Congress. ANZ J Surg 71: 167‒171 Lai KK, Fontecchio SA (2002) Use of silver-hydrogel urinary catheters on the incidence of catheter-associated urinary tract infections in hospitalized patients. Am J Infect Control 30: 221‒225 Langley JM, Hanakowski M, Leblanc JC (2001) Unique epidemiology of nosocomial urinary tract infection in children. Am J Infect Control 29: 94‒98 Laupland KB, Zygun DA, Davies HD et al. (2002) Incidence and risk factors for acquiring nosocomial urinary tract infection in the critically ill. J Crit Care 17: 50‒57 Lewis SM (1995) The effect of surveillance definitions on nosocomial urinary tract infection rates in a rehabilitation hospital. Infect Control Hosp Epidemiol 16: 43‒48 Liu JW, Su YK, Liu CF, Chen JB (2002) Nosocomial blood-stream infection in patients with end-stage renal disease: excess length of hospital stay, extra cost and attributable mortality. J Hosp Infect 50: 224‒227 McDonald AM, Dietsche L, Litsche M et al. (1992) A retrospective study of nosocomial pneumonia at a long-term care facility. Am J Infect Control 20: 234‒238 Medina M, Martinez-Gallego G, Sillero-Arenas M, Delgado-Rodriguez M (1997) [Risk factors and length of stay attributable to hospital infections of the urinary tract in general surgery patients.] Enferm Infect Microbiol Clin 15: 310‒314 Merle V, Germain JM, Chamouni P (2000) Assessment of prolonged hospital stay attributable to surgical site infections using appropriateness evaluation protocol. Am J Infect Control 28: 109‒115 Merle V, Germain JM, Bugel H, Nouvellon M, Lemeland JF, Czernichow P, Grise P (2002) Nosocomial urinary tract infections in urologic patients: assessment of a prospective surveillance program including 10.000 patients. Eur Urol 41: 483‒489 Miksits K, Kramer A (1999) Prävention. In: Hahn H, Falke D, Kaufmann SHE, Ullmann U (Hrsg) Medizinische Mikrobiologie und Infektiologie. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Morano Amado LE, Del CP, Lopez VM et al. (2002) Nosocomial bacteremia in the adult patient. Study of associated costs. Rev Clin Esp 202: 476‒484 Moris DlT, Fernandez MP, Antuna EA et al. (2003) Estimating the costs associated with nosocomial urinary tract infection. A case-control study. Rev Clin Esp 203: 119‒124 Moro ML, Romi R, Severini C et al. (2002) Patient-to-patient transmission of nosocomial malaria in Italy. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 338‒341 Orsi GB, Di Stefano L, Noah N (2002) Hospital-acquired, laboratoryconfirmed bloodstream infection: increased hospital stay and direct costs. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 190‒197 Petrosillo N, Raffaele B, Martini L et al. (2002a) A nosocomial and occupational cluster of hepatitis A virus infection in a pediatric ward. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 343‒345 Petrosillo N, Viale P, Nicastri E et al. (2002b) Nosocomial bloodstream infections among human immunodeficiency virus-infected patients: incidence and risk factors. Clin Infect Dis 34: 677‒685 Puisieux F, Defrennes R, Salomez-Granier F, Dewailly P (1997) Incidence and consequences of nosocomial infections in a geriatric short-stay department. Presse Med 26: 1708‒1713

35 Literatur

Rello J, C Lorente, Diaz E, Bodi M, Boque C, Sandiumenge A, Santamaria JM (2003) Incidence, etiology, and outcome of nosocomial pneumonia in ICU patients requiring percutaneous tracheotomy for mechanical ventilation. Chest 124: 2239‒2243 Rello J, Ollendorf DA, Oster G, Vera-Llonch M, Bellm L, Redman R, Kollef MH (2002) Epidemiology and outcomes of ventilator-associated pneumonia in a large US database. Chest 122: 2115‒2121 Renaud B, Brun-Buisson C (2001) Outcomes of primary and catheterrelated bacteremia. A cohort and case-control study in critically ill patients. Am J Respir Crit Care Med 163: 1584‒1590 Roberts FJ, A Walsh, P Wing, M Dvorak, J Schweigel (1998) The influence of surveillance methods on surgical wound infection rates in a tertiary care spinal surgery service. Spine 23: 366‒370 Rosenthal VD, Guzman S, Orellano PW (2003) Nosocomial infections in medical-surgical intensive care units in Argentina: attributable mortality and length of stay. Am J Infect Control 31: 291‒295 Rüden H, Daschner F (2000) Nosokomiale Infektionen in Deutschland – Erfassung und Prävention (NIDEP-Studie) Teil 2: Studie zur Einführung eines Qualitätsmanagementprogrammes, 126. Schriftreihe des Bundesministeriums für Gesundheit Rüden H, Gastmeier P, Daschner F, Schumacher M (1997) Nosocomial and community-acquired infections in Germany. Summary of the results of the First National Prevalence Study (NIDEP). Infection 25: 199‒202 Rüden H, Daschner F, Gastmeier P, Mielke M (2003) Definition nosokomialer Infektionen (CDC-Definitionen), Nationales Referenzzentrum für Surveillance von nosokomialen Infektionen, Robert KochInstitut, Berlin Sahl HG (1994) Aufbau und Morphologie der Bakterienzelle. In: Brandis H, W Köhler, Eggers HJ, Pulverer G (Hrsg) Lehrbuch der Medizinischen Mikrobiologie. G. Fischer, Stuttgart Slonim AD, Kurtines HC, Sprague BM, Singh N (2001) The costs associated with nosocomial bloodstream infections in the pediatric intensive care unit. Pediatr Crit Care Med 2: 170‒174 Timsit JF, Chevret S, Valcke J et al. (1996) Mortality of nosocomial pneumonia in ventilated patients: influence of diagnostic tools. Am J Respir Crit Care Med 154: 116‒123 Varia M, Wilson S, Sarwal S, McGeer A, Gournis E, Galanis E, Henry B (2003) Investigation of a nosocomial outbreak of severe acute respiratory syndrome (SARS) in Toronto, Canada. CMAJ 169: 285‒292 Vineis P (1999) ras mutations and a cup of coffee: cause, confounder, effect modifier, or what else? J Epidemiol Community Health 53: 685 Wenzel RP, Nettleman MD (1999) Principles of Hospital Epidemiology. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia Wenzel RP, RL Thompson, Landry, SM Russell BS, Miller PJ, Ponce DL, Miller GB Jr (1983) Hospital-acquired infections in intensive care unit patients: an overview with emphasis on epidemics. Infect Control 4: 371‒375 Whitehouse JD, Friedman ND, Kirkland KB, Richardson WJ, Sexton DJ (2002) The impact of surgical-site infections following orthopedic surgery at a community hospital and a university hospital: adverse quality of life, excess length of stay, and extra cost. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 183‒189 Wisplinghoff H, Cornely OA, Moser S, Bethe U, Stutzer H, Salzberger B, Fatkenheuer G, Seifert H (2003) Outcomes of nosocomial bloodstream infections in adult neutropenic patients: a prospective cohort and matched case-control study. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 905‒911

3

4 Harnwegsinfektionen M. Dettenkofer, M. Eikenberg 4.1

Definitionen

– 37

4.2

Epidemiologie – 38

4.3

Pathogenese

4.6.8 4.6.9 4.6.10 4.6.11

4.6.16

Konnektion – 43 Anlage des Katheters – 43 Qualifikation des Personals – 43 Isolierungsmaßnahmen bei transurethral katheterisierten Patienten – 44 Sicherung eines ausreichenden Harnabflusses – 44 Harnansäuerung – 44 Blasenspülungen und Instillationen – 44 Pflege des Katheters und des Meatus urethrae – 45 Wechselintervalle für Blasenkatheter – 45

4.7

Mikrobiologisches Monitoring

4.8

Einsatz von Antibiotika – 45

4.9

Ausblick – 45

– 38 4.6.12

4.4

Mikrobiologische Aspekte

4.4.1 Erreger nosokomialer Harnwegsinfektionen 4.4.2 Katheterassoziierte Harnwegsinfektionen

– 39 4.6.13 4.6.14 4.6.15

– 39 – 39

4.5

Harnblasenkatheterisierung – 40

4.5.1 4.5.2 4.5.3 4.5.4 4.5.5

Indikationen – 40 Methoden – 40 Materialien – 41 Katheterformen – 41 Komplikationen der Katheterisierung

4.6

Prävention

– 41

– 42

4.6.1 4.6.2 4.6.3 4.6.4

Indikationsstellung – 42 Urindrainagesysteme – 42 Kathetermaterial – 42 Entnahme von Urin für mikrobiologische Untersuchungen – 42 4.6.5 Antimikrobiell wirksame Kathetermaterialien – 42 4.6.6 Rückflusssperren – 42 4.6.7 Auffangbehältnis – 43

Katheterassoziierte Harnwegsinfektionen sind in den Industrienationen die häufigsten nosokomialen Infektionen. In den USA wird jährlich mit mehr als einer Million Patienten in Akutkrankenhäusern und Pflegeeinrichtungen gerechnet, die eine solche Infektion im Zusammenhang mit einer Harnwegsdrainage erwerben. Der Anteil an allen nosokomialen Infektionen wird nach einigen Studien auf über 40% beziffert. Während als Risikofaktoren bei ambulant erworbenen Harnwegsinfektionen vor allem weibliches Geschlecht, Verengungen der Harnwege, Erkrankungen

– 45

4.10 Anhang – 45 4.10.1 Beispiel für einen Hygieneplan für den Umgang mit transurethralen Harnblasenkathetern – 45 4.10.2 Zusammenfassung der evidenzbasierten Empfehlungen zur Reduktion katheterassoziierter Harnwegsinfektionen – 46

Literatur – 47

mit Restharnerhöhung und Niereninsuffizienz eine Rolle spielen, stehen nosokomiale Harnwegsinfektionen zu 80–90% mit transurethralen Harnblasenkathetern im ursächlichen Zusammenhang. Invasive Eingriffe im Urogenitaltrakt sind für den verbleibenden Teil der wichtigste Risikofaktor. Der Kenntnis über Epidemiologie, Pathophysiologie, Prophylaxe und Therapie von durch Harnblasenkatheterisierung hervorgerufenen Infektionen kommt daher in der Krankenhaushygiene eine große Bedeutung zu.

37

4.1 · Definitionen

4.1

Definitionen

Für die Unterscheidung von Kolonisation, asymptomatischer Bakteriurie bzw. Candidurie (bei Candida spp.) und Infektion der Harnwege bzw. des Urogenitaltrakts sind keine einheitlichen Richtlinien verfügbar. Sind die Definitionen für die ambulant erworbenen Harnwegsinfektionen (HWI) aufgrund der Symptomatik noch leicht nachzuvollziehen, ergeben sich bei den katheterassoziierten HWI bereits erhebliche Schwierigkeiten. Die Symptome sind bei dieser Patientengruppe z. T. nicht vorhanden oder nicht leicht festzustellen. Über 90% der katheterassoziierten HWI verlaufen asymptomatisch (Tambyah u. Maki 2000). Kriterien für die Therapiebedürftigkeit eines Befundes, wie zum Beispiel die Keimzahlen in Urinkulturen, können nicht uneingeschränkt auf katheterisierte Patienten übertragen werden. Aufgrund der Pathogenese der katheterassoziierten HWI mit dem häufigen Ausgang von einer mikrobiellen Besiedlung im Bereich zwischen Katheteraußenfläche und Urethra sind die Urinkulturen oft nur bedingt aussagekräftig. Folgende klinische Definitionen sind verbreitet: 4 Asymptomatische Bakteriurie: Bakterien sind im Urin nachweisbar. Es sind keine Symptome (Krankheitszeichen) vorhanden. 4 Harnwegsinfektion: Signifikanter Erregernachweis im Urin, Invasion von Erregern mit Symptomen ohne Einschränkung der Nierenfunktion. 4 Pyelonnephritis: Signifikanter Erregernachweis im Urin, Invasion von Erregern mit Symptomen und Einschränkung der Nierenfunktion oder pathologischmorphologischen Veränderungen. ! Cave Das Vorliegen einer hohen Konzentration von Mikroorganismen in einer Urinkultur allein ist noch kein Nachweis einer Infektion (Invasion von Erregern).

Bei Patienten mit Harnblasenkathetern ist eine Unterscheidung zwischen Bakteriurie und Harnwegsinfektion schwierig, da katheterisierte Patienten die typischen Symptome einer Infektion wie Harndrang, Pollakisurie, Brennen und Schmerzen beim Wasserlassen nicht zeigen. Dies gilt insbesondere für sedierte, beatmete und analgesierte (intensivpflichtige) Patienten. Einige Autoren bewerten Urinkulturen >102 oder 103 KBE/ml bei liegendem Blasenkatheter als HWI, da Keimkonzentrationen >105 innerhalb von 72 Stunden erreicht werden können, sobald Mikroorganismen aus Urinkulturen nachgewiesen wurden (Garibaldi et al. 1982). Die Definitionen des Robert Koch-Instituts (RKI) und der Centers for Disease Control and Prevention (CDC) wurden erstellt zur Erfassung nosokomialer Infektionen und nicht als Grundlage für die Therapieentscheidung (7 Kap. 11). Es wird bei diesen Definitionen unterschieden zwischen symptomatischen und asymptomatischen Harnwegsinfektionen.

Definition Symptomatische Harnwegsinfektion (D1) Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Eines der folgenden Anzeichen ohne erkenbare Ursache: Fieber (>38°C), Harndrang, erhöhte Miktionsfrequenz, Dysurie oder suprapubische Missempfindungen und eine Urinkultur ≥105 KBE/ ml mit mehr als 2 Arten von Keimen. 2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Harndrang, erhöhte Miktionsfrequenz, Dysurie oder suprapubische Missempfingungen und eines der folgenden Zeichen: 5 Harnteststreifen für Leukozytenesterase und/ oder Nitrat positiv; 5 Pyurie (≥10 Leukozyten/mm3), oder >3 Leukozyten/Gesichtsfeld bei starker Vergrößerung im nicht zentrifugierten Urin; 5 bei Gram-Färbung einer nicht zentrifugierten Urinprobe Nachweis von Mikroorganismen; 5 zwei Urinkulturen mit wiederholter Isolierung des gleichen Uropathogens mit ≥102 Kolonien/ ml im Katheterurin; 5 Urinkultur mit ≤105 KBE/ml Urin einzelner Uropathogene bei Patienten, die mit der entsprechenden antimikrobiellen Therapie werden; 5 Diagnose des Arztes, 5 Arzt beginnt entsprechende antimikrobielle Therapie.

Asymptomatische Bakteriurie (D2) Eines der folgenden Kriterien muss erfüllt sein. 1. Blasenverweilkatheter innerhalb von 7 Tagen vor der Urinkultur, kein Fieber (>38°C) oder andere Symptome der ableitenden Harnwege, ≥105 KBE/ ml Urin mit maximal 2 Arten von Mikroorganismen. 2. Kein Blasenkatheter innerhalb von 7 Tagen vor Entnahme der ersten von zwei positiven Urinkulturen, kein Fieber (>38°C) oder andere Symptome der ableitenden Harnwege. Beide Urinkulturen mit ≥105 KBE/ml Urin und Nachweis des gleichen Mikroorganismus in beiden Urinkulturen mit jeweils maximal 2 Arten von Mikoorganismen.

Im Folgenden wird die Bezeichnung Harnwegsinfektion im Sinne der CDC/RKI-Definition verwendet. ! Cave Das Vorliegen einer asymptomatischen katheterassoziierten »HWI« nach CDC/RKI-Kriterien ist nicht gleichzusetzen mit einer therapiebedürftigen klinischen Infektion.

4

38

I

Kapitel 4 · Harnwegsinfektionen

4.2

Epidemiologie

Die Wahrscheinlichkeit, eine nosokomiale Harnwegsinfektion zu erwerben, beträgt für einen Patienten, der einen Blasenkatheter länger als eine Woche benötigt, bis zu 25%. Das tägliche Risiko beläuft sich auf ca. 5% (Kunin 1997; Garibaldi et al. 1982; Stark u. Maki 1984). Katheterassoziierte Harnwegsinfektionen sind damit die häufigste Ursache nosokomialer Infektionen. Harnwegsinfektionen sind zudem die zweithäufigste Ursache für nosokomiale Infektionen der Blutstrombahn (Maki 1981). Unabhängig vom Auftreten urogener Septikämien sind katheterassoziierte Harnwegsinfektionen mit einer erhöhten nosokomialen Sterblichkeit verbunden. Obwohl Harnwegsinfektionen häufig symptomlos bleiben, den Krankenhausaufenthalt nur unwesentlich verlängern und nur vergleichsweise geringe direkte Kosten verursachen, sind sie krankenhaushygienisch zusätzlich relevant als häufige Ursache für nicht notwendige Therapien mit Antibiotika und haben dadurch Anteil an der Entstehung und Weiterverbreitung antibiotikaresistenter nosokomialer Erreger (Maki u. Tambyah 2001).

4.3

Pathogenese

Mit transurethralen Kathetern assoziierte Harnwegsinfektionen werden überwiegend verursacht durch endogene Keime der Darmflora des Patienten, der den Meatus ureth-

rae umgebenden Haut im Dammbereich oder der Flora der vorderen Harnröhre. Dieses Keimspektrum verursacht in der Regel auch die ambulant erworbenen Harnwegsinfektionen. Bei Frauen hat die Vaginalflora, bei Männern die Flora der Vorhaut eine zusätzliche Bedeutung.

Intraluminaler und extraluminaler Infektionsweg Die Erreger können auf verschiedene Weise in die Harnblase gelangen. Beim extraluminalen Infektionsweg gelangen die Erreger von der Außenseite des Katheters in die Harnblase, beim intraluminalen Infektionsweg über die Innenseite. Beide Infektionswege sind für die Entstehung der HWI bedeutsam (. Tab. 4.1). In einer prospektiven Studie waren 66% der katheterassoziierten HWI über extraluminale Ausbreitung erworben und 34% über den intraluminalen Weg (Tambyah et al. 1999). Der extraluminale Infektionsweg spielte bei Frauen in dieser Studie überraschend trotz der geringeren Länge der Harnröhre und des kürzeren Dammes keine größere Rolle als bei Männern. Die extraluminale Vermehrung von Keimen erfolgt in einem Spalt zwischen der Katheteraußenseite und der Harnröhre in einer Matrix aus Sekreten von Drüsen der Urethralschleimhaut sowie Proteoglykanen und Glykoproteinen der Bakterien. Dieser Raum ist für eine systemische Antibiotikatherapie häufig schwer zugänglich, da für die Therapie von Harnwegsinfektionen zumeist Antibiotika verwendet werden, die sich im Harntrakt anreichern sollen (nicht im Gewebe), die Bakterien innerhalb der Biomatrix

. Tab. 4.1. Ursachen katheterassoziierter Harnwegsinfektionen und Maßnahmen zu ihrer Prävention Ursache der Infektion

Maßnahme zur Prävention

Eindringen von Keimen der Periurethralflora in die Harnblase bei der Insertion des Katheters

Desinfektion der Periurethralregion mit einem Schleimhautdesinfektionsmittel

Eindringen von Keimen der Periurethralflora in die Harnblase nach der Insertion des Katheters

Sicherung des Katheters vor Bewegungen in der Urethra

Eindringen von exogenen Keimen

Hygienische Händedesinfektion und Verwendung steriler Handschuhe und aseptischer Technik bei Katheterinsertion und Katheterpflege

Aufsteigen von Bakterien entlang der Außenseite des Katheters

Keine gesicherten Maßnahmen vorhanden (ggf. Beschichtung der Katheter mit antimikrobiellen Substanzen)

Verwendung unsteriler, kontaminierter Katheter

Ausschließliche Verwendung steriler Katheter, Schutz vor Kontamination bei Insertion

Intraluminale Kontamination bei der Insertion des Katheters

Reduktion der Kontamination durch Insertion in aseptischer Technik

Rückfluss kontaminierten (und angereicherten) Urins aus dem Auffangbehälter

Verwendung von Harndrainagesystemen mit wirksamen Rückflussventilen

Kontamination des Kathetersystems durch Manipulationen/Diskonnektion

Verwendung von Kathetersystemen mit punktionsfähiger Entnahmestelle für Urin

Lagerung des Auffangbeutels auf Niveau unterhalb der Harnblase

Konnektion von Katheter und Auffangbehälter mit geeigneten Konnektionsstutzen; Verwendung geschlossener Drainagesysteme Auslassstutzen zur leichten und tropffreien Entleerung des Auffangbehälters Durchführung hygienischer Händedesinfektion vor Manipulationen am Katheter

39

4.4 · Mikrobiologische Aspekte

sich oftmals in einem wenig aktiven Zustand befinden und die Matrix den Zugang von Antibiotika zu den Bakterien behindern kann. > Infektionen über den extraluminalen Infektionsweg können durch Hygienemaßnahmen verzögert, aber bei lange liegenden Kathetern nicht verhindert werden. Die Therapie ist bei liegendem Katheter schwierig.

Exogene Infektionen können entstehen, wenn Erreger über die Hände des medizinischen Personals bei der Anlage des Katheters, durch Manipulationen am Katheter (z. B. bei Diskonnektionen oder Entnahme von Urin für Untersuchungen), Rücklauf kontaminierten Urins aus dem Auffangsystem oder durch kontaminierte Kathetermaterialien in die Harnblase gelangen. > Infektionen über den intraluminalen Infektionsweg lassen sich durch geeignete Hygienemaßnahmen reduzieren oder vermeiden.

4.4

Mikrobiologische Aspekte

4.4.1

Erreger nosokomialer Harnwegsinfektionen

Harnwegsinfektionen werden überwiegend durch Bakterien hervorgerufen. Das Erregerspektrum unterscheidet sich bei ambulant erworbenen und nosokomialen HWI. Während der größte Teil der ambulant erworbenen HWI durch Escherichia coli verursacht wird, liegt der Anteil dieses wichtigsten Erregers bei den nosokomialen HWI unter 50%. Escherichia coli wird bei den nosokomialen Infektionen zunehmend ersetzt durch andere Enterobakterien vor allem der Gattungen Klebsiella, Enterobacter, Proteus, Citrobacter und Morganella.

Staphylococcus aureus und MRSA Staphylococcus aureus wird in Untersuchungen bei bis zu 5% der nosokomialen HWI als Erreger gefunden; insgesamt sind Infektionen jedoch verhältnismäßig selten. Bakteriurien mit S. aureus entstehen nicht selten durch hämatogene Streuung. Es sollte daher immer versucht werden, einen Erregernachweis aus der Blutkultur zu führen. Krankenhaushygienisch bedeutsam sind Infektionen und asymptomatische Bakteriurien mit MRSA. Bei urogener Ausscheidung ist das Risiko für eine Weiterverbreitung von MRSA besonders groß (7 Kap. 14). Besondere Hygienemaßnahmen sind auch bei vancomycinresistenten Enterokokken (VRE) erforderlich.

Pilze Die Inzidenz nosokomialer HWI mit Candida spp. hat in den letzten Jahren zugenommen (Bronsema et al. 1993). Risikofaktoren für Candidurien sind die Dauer der Katheterisierung, Antibiotikatherapien und Dauer des Kranken-

hausaufenthaltes. Nachweise von Candida spp. (insbesondere C. albicans) aus Urinkulturen weisen häufig auf eine Besiedlung hin. Besiedlungen kommen insbesondere bei diabetischen und antibiotisch therapierten Patienten vor. Ein Nachweis im Urin kann eine hämatogene Streuung anzeigen. Durch Blutkulturen sollten Candidämien, wie sie insbesondere bei immunsupprimierten Patienten vorkommen, ausgeschlossen werden.

Viren Zytomegalieviren können bei infizierten Patienten mit dem Urin ausgeschieden werden. Bei bestimmten Patienten mit stark reduzierter körpereigener Abwehr (Aids, Transplantatempfänger) sind nosokomiale Infektionen mit Adenoviren (Ad34, Ad35) möglich. Die Zytomegalieviren und Adenoviren können durch Kontaktinfektion (z. B. über die Hände des medizinischen Personals) übertragen werden und bei erheblich immungeschwächten Patienten intermittierende oder persistierende Harnwegsinfektionen auslösen, die dann eine weitere Quelle für nosokomiale Infektionen darstellen können. – Zu katheterassozierten Virusinfektionen liegen keine ausführlichen Untersuchungen vor.

4.4.2

Katheterassoziierte Harnwegsinfektionen

Nosokomiale Harnwegsinfektionen werden häufiger durch Keime mit natürlichen Resistenzen gegen Antibiotika (Enterokokken, Candida, Pseudomonas aeruginosa, Staphylokokken) oder erworbenen Resistenzen (Klebsiella, Enterobacter, Citrobacter u. a.) hervorgerufen (. Tab. 4.2). Das Keimspektrum katheterassoziierter HWI unterscheidet sich bei Infektionen, die durch intraluminale und extraluminale Ausbreitung verursacht werden. Bei der extraluminalen Ausbreitung überwiegen grampositive Keime (Staphylokokken, Enterokokken und Hefen), beim intraluminalen Zugang werden häufiger auch gramnegative Bakterien nachgewiesen (Tambyah 1999). Tipp Beim Nachweis untypischer Erreger (z. B. Acinetobacter, Providencia, Serratia, Stenotrophomonas) sollte an eine Infektion durch exogene Keime gedacht werden. Durch diese Bakterien können nosokomiale kleinere Epidemien ausgelöst werden. Es sollte nach möglichen Infektions- und Übertragungswegen gesucht werden.

4

40

I

Kapitel 4 · Harnwegsinfektionen

. Tab. 4.2. Aus Urin isolierte Mikroorganismen mit und ohne liegenden Katheter (>1%). (ESGNI-004-Studie, nach Bouza et al. 2001) Mit Urinkatheter (n=219)

Ohne Urinkatheter (n=121)

Escherichia coli

55 (25,1%)

Escherichia coli

Gesamt (n=340)

Candida spp.

36 (16,4)

Enterococcus spp.

19 (15,7%)

Enterococcus spp.

48 (14,1%)

Enterococcus spp.

29 (13,2%)

Klebsiella spp.

12 (9,9%)

Candida spp.

44 (12,9%)

Pseudomonas aeruginosa

23 (10,5%)

Proteus spp.

9 (7,4%)

Klebsiella spp.

34 (10%)

Klebsiella spp.

22 (10,0%)

Candida spp.

8 (6,6%)

Pseudomonas aeruginosa

28 (8,2%)

Proteus spp.

16 (7,3%)

Pseudomonas aeruginosa

5 (3,3%)

Proteus spp.

25 (7,4%)

Enterobacter spp.

11 (5,0%)

S. aureus

4 (3,4%)

Enterobacter spp.

14 (4,1%)

49 (40,5%)

Escherichia coli

104 (30,6%)

S. aureus

8 (3,7%)

Koagulasenegative Staphylokokken

4 (3,4%)

Staphylococcus aureus

12 (3,5%)

Citrobacter spp.

6 (2,7%)

Enterobacter spp.

3 (2,5%)

Citrobacter spp.

9 (2,6%)

Koagulasenegative Staphylokokken (KNS)

4 (1,8%)

Citrobacter spp.

3 (2,5%)

Koagulasenegative Staphylokokken

7 (2,1%)

Acinetobacter spp.

3 (1,4%)

Streptococcus agalactiae

3 (2,5%)

Morganella spp.

4 (1,2%)

4.5

Harnblasenkatheterisierung

4.5.1

Indikationen

Für die Harnableitung über einen Katheter gibt es therapeutische und diagnostische Indikationen: 4 Sicherstellen des Harnabflusses bei (neurologischen) Entleerungsstörungen und Harnretention; 4 Sicherstellen des Harnabflusses bei Obstruktionen der Harnwege; 4 Unterstützung bei urologischen oder gynäkologischen (chirurgischen) Eingriffen an benachbarten Strukturen; 4 Messung der Harnausscheidung zur Flüssigkeitsbilanzierung; 4 präoperative Vorbereitung; 4 Spülungen und Instillationsbehandlungen. Die Indikation zur Anlage eines Katheters muss durch das ärztliche Personal gestellt werden. Hierbei sind mögliche Komplikationen zu beachten.

4.5.2

Methoden

Transurethrale Harnblasenkatheterisierung Bei der transurethralen Blasenkatheterisierung wird der Urin über einen Katheter abgeleitet, der durch die Harnröhre (Urethra) in die Harnblase eingeführt wird. Hierbei kann es unabhängig von der Art der Katheter zum Eintrag von Keimen aus der Periurethralregion und der (vorderen) Harnröhre in die Harnblase kommen. Abhängig von der Liegedauer, dem Material des Katheters und dem Durchmesser des Katheters kommt es zu Verletzungen des Urothels. Eine Urethritis oder Infektion kann die Folge sein.

Die Auswahl der richtigen Katheterstärke richtet sich nach dem Lumen der Urethra. Zu große Katheter führen bereits bei der Insertion zu einer Schädigungen des Urothels und nachfolgend zu Abflussstörungen von Sekreten durch Verlegen urethraler Drüsen; dies kann zu Urethritiden oder Epididymitiden führen. Bei zu geringem Katheterdurchmesser dagegen ist die Wahrscheinlichkeit einer Obstruktion durch Inkrustationen des Katheterlumens größer. Für Männer werden in der Regel Katheter von 14–18 Charrière (Charr) eingesetzt, für Frauen Katheter von 12–18 und für Kinder von 6–12 Charr (1 Ch entspricht ⅓ mm Durchmesser). > Die Wahl des richtigen Katheters (Typ, Material, Durchmesser) kann das Auftreten von Komplikationen und Infektionen begrenzen.

Es werden verschiedene Formen der transurethralen Katheterisierung unterschieden: Intermittierende Katheterisierung. Bei der intermittierenden Katheterisierung wird der Katheter nur für den Zeitraum einer Urindrainage verwendet und verbleibt (verweilt) nicht in der Harnröhre. Ein Blocken mit einem Ballon ist nicht notwendig. Die intermittierende Katheterisierung kann ein- oder mehrmalig nach operativen Eingriffen durchgeführt werden. Bei Patienten mit neurologischen Blasenentleerungsstörungen wird die intermittierende Katheterisierung auch langfristig eingesetzt. Die Frequenzen der Katheterisierung orientieren sich an der physiologischen Miktion. Wegen der kurzen Kontaktzeit der intermittierend eingesetzten Katheter mit dem Gewebe können auch preiswertere, biologisch weniger inerte Kathetermaterialien verwendet werden. Verweilkatheter (Dauerkatheter). Verweil- oder Dauerkatheter verbleiben in Harnblase und Harnröhre. Sie werden

41

4.5 · Harnblasenkatheterisierung

für die Kurzzeitkatheterisierung (≤30 Tage) oder für die Langzeitkatheterisierung (>30 Tage) eingesetzt. Der größte Teil der Katheterisierungen dauert zwischen 2 und 5 Tagen. Um die Position in Harnblase und Harnröhre zu sichern, erfolgt eine Fixierung des Katheters mit einem Ballon.

Suprapubische Katheter Bei suprapubischen Kathetern wird eine künstliche Blasenfistel erzeugt, durch die der Katheter über die Bauchhaut in die Harnblase gelangt (die Anlage erfordert ärztliches Personal). Suprapubische Katheter werden routinemäßig vor allem nach Eingriffen im Urogenitaltrakt eingesetzt, um weitere Verletzungen im Operationsgebiet zu vermeiden. Bakteriurien setzen bei der suprapubischen Katheterisierung später ein als bei der transurethralen. > Bei einer Blasenkatheterisierung, die vorraussichtlich länger als 5 Tage dauert, sollte nach Möglichkeit ein suprapubischer Katheter gelegt werden.

4.5.3

Materialien

Für die Kurzzeit- und Langzeitkatheterisierung sind höhere Anforderungen an das Material der Katheter zu stellen als für die intermittierende Katheterisierung. Ein wesentlicher Unterschied ist hierbei die Gewebeverträglichkeit. Daneben sind weitere Anforderungen an das Material wie die Alterungs- und Formstabilität, die Elastizität, die elektrostatischen Eigenschaften und allergisierende Eigenschaften zu stellen. Katheteroberflächen sollten Ablagerungen von Mikroorganismen und Urinkonkrementen verhindern und deshalb möglichst glatt und wasserabweisend sein. Katheter aus folgenden Materialien werden eingesetzt: 4 PVC: Günstiges Verhältnis von Innendurchmesser zu Außendurchmesser. Aufgrund der Stabilität wird es für die postoperative Katheterisierung eingesetzt (kollabiert bei Spülungen und Aspirationen nicht), hat jedoch eine eher schlechte Biokompatibilität. 4 Latex: Katheter aus Latex und Naturkautschuk wurden aufgrund der Flexibilität und Stabilität des Materials schon frühzeitig eingesetzt. Nachteile bestehen in der mikroskopisch nicht glatten Oberflächenstruktur, der schlechten Gewebeverträglichkeit und der allergisierenden Eigenschaft des Latex. 4 Silikon- oder teflonbeschichtete Latexkatheter: Die Gewebeverträglichkeit der Latexkatheter kann durch Beschichtungen mit Silikon oder Teflon verbessert werden, was zu glatteren Oberflächen führt. Hierdurch werden sowohl Irritationen des Urothels durch Reibung verringert als auch Anlagerungen von Inkrustationen reduziert. Durch die Einschränkung des Kontakts des Gewebes mit Latex konnte die toxische und allergisierende Wirkung durch die Beschichtungen reduziert werden. Die Beschichtungen sind jedoch nicht dauerhaft stabil und weisen mit zunehmender Liegedauer

häufig Defekte auf. Latexkatheter sollten daher nur bei einer voraussichtlichen Liegedauer von <5 Tagen gelegt werden. 4 Hydrogelkatheter haben eine Beschichtung aus hydrophilem Material. Bei Kontakt mit Wasser oder wasserhaltigem Gewebe entsteht eine Gelschicht auf der Katheteroberfläche. Hydrogelkatheter sind bereits bei der Anlage durch die gute Gleitfähigkeit besonders schonend. 4 Silikon stellt zurzeit aufgrund seiner hervorragenden Eigenschaften (Alterungs- und Formstabilität, gute Gewebeverträglichkeit, glatte Oberflächen) das Material der ersten Wahl für transurethrale Dauerkatheter bei längerer zu erwartender Liegedauer dar. Das elastische Material ist zudem hydrophob. Daher treten Inkrustationen bei den Vollsilikonkathetern im Vergleich zu anderen Kathetermaterialien seltener auf. Das Silikonmaterial erlaubt dünnwandigere Katheter, sodass bei gleichen Querschnitten größere Lumina entstehen. Im Vergleich zu anderen Kathetern kann in Silikonkathetern ein höherer Durchfluss erreicht werden, und die Durchlässigkeit des Katheters kann auch bei Ablagerungen von Inkrustationen länger aufrechterhalten werden. Ein Wechsel ist seltener erforderlich.

4.5.4

Katheterformen

Katheter mit längsgerichteten Rillen sollen den Abtransport von Blut und von Sekreten der Urethraldrüsen ermöglichen (Katheter zur postoperativen Drainage nach Neoblase). Kontrollierte Studien über den infektionspräventiven Nutzen dieser Katheter liegen bisher nicht vor. Die Spitzen und Öffnungen (Augen) der Katheter können unterschiedlich ausgeführt und angeordnet sein (zylindrisch, flötenspitzenförmig, Couvelaire-, Dufour-, MercierKatheter). Es muss der jeweils am besten geeignete, am wenigsten traumatisierende Katheter aus dem bereitstehenden Sortiment ausgewählt werden. Zur Pflege harninkontinenter Patienten kommen folgende Alternativen zur Harnableitung/Hilfsmittel (teilweise in Kombination) zur Anwendung: 4 Kondomkatheter (allerdings Risiko der Gewebeschädigung durch feuchte Kammer); 4 Vorlagen, Unterlagen, Windeln.

4.5.5

Komplikationen der Katheterisierung

4 Transurethraler Blasenkatheter: 5 Traumatisierung des Urothels; 5 Urethritis, Epididymitis, Zystitis, Pyelonephitis, Urosepsis;

4

42

I

Kapitel 4 · Harnwegsinfektionen

5 Ischämien und Nekrosen am Urothel durch Druck und Abflussstörungen (ggf. mit nachfolgenden Strikturen). 4 Suprapubischer Blasenkatheter: 5 Peritonitis (bei Via falsa); 5 Zystitis, Pyelonephitis, Urosepsis. ! Cave Ein transurethraler Katheter darf aufgrund der zahlreichen Komplikationsmöglichkeiten auf keinen Fall lediglich zur Erleichterung der Pflege inkontinenter Patienten gelegt werden. Die Indikation muss streng gestellt und permanent (d. h. täglich!) überprüft werden.

4.6

Prävention

Die wesentliche Basis für die folgende Zusammenstellung von Präventionsmaßnahmen bilden die Empfehlungen des Robert Koch-Instituts (1999) und die englischen Guidelines (2001).

4.6.1

Indikationsstellung

Die Indikation für die Anlage von Harnwegskathetern muss aufgrund der Häufigkeit katheterassoziierter Harnwegsinfektionen und der anderen Komplikationen wie Harnröhrenstrikturen immer streng gestellt werden. Bei erwartetem kurzem Zeitraum sollte die intermittierende Katheterisierung angedacht, bei längeren Zeiträumen die suprapubische Blasenkatheterisierung gewählt werden.

4.6.2

Urindrainagesysteme

Es sollten heute grundsätzlich nur noch geschlossene Systeme zur Harnableitung verwendet werden, bei denen die Verbindung zwischen Katheter und Urindrainagesystem weder zur Entleerung des Urinbeutels noch zur Entnahme von Urin für diagnostische Zwecke unterbrochen werden muss. Die Verwendung von geschlossenen Urindrainagesystemen ist die am besten als wirksam belegte Präventionsmaßnahme (Kunin u. McCormack 1966).

4.6.3

Kathetermaterial

Bei kurz liegenden Kathetern mit einer Liegedauer von weniger als 3–5 Tagen können kostengünstigere Latexkatheter eingesetzt werden. Bei einer vermuteten Liegedauer von über 5 Tagen sollten reine Silikonkatheter verwendet werden, wenn keine suprapubischen Blasenkatheter gelegt werden können.

4.6.4

Entnahme von Urin für mikrobiologische Untersuchungen

Es sollte eine Punktionsstelle für die Entnahme von Urin für mikrobiologische Untersuchungen vorhanden sein. Die Entnahme von Urin sollte nach Desinfektion der Entnahmestelle mit einem alkoholhaltigen Desinfektionsmittel möglich sein. Die Punktion kann mit einer Kanüle oder bei anderen Systemen mit einer sterilen Spritze erfolgen. ! Cave Die vermeintlich einfachere Entnahme von Urin für die mikrobiologische Untersuchung aus dem Auffangbehälter bringt keine brauchbaren Ergebnisse. Im Auffangbehälter können die Keimzahlen auch von nur wenig kontaminiertem Urin massiv ansteigen.

4.6.5

Antimikrobiell wirksame Kathetermaterialien

Die Imprägnierung oder Beschichtung der Katheter mit antimikrobiell wirksamen Substanzen soll die Besiedlung der Katheteroberflächen mit Mikroorganismen hemmen und damit dem wesentlichen Aspekt der Pathogenese der katheterassoziierten HWI entgegenwirken. Mit einigen Substanzen konnte in randomisierten Studien das Risiko für katheterassoziierte HWI reduziert werden. Substanz

Risikoreduktion

Nitrofurazon

0,7 gesamt (0,3 bakteriell)

Minocyclin-Rifampizin

0,4

Silberhydrogel

0,2–0,7

Silberoxid

Nicht gesichert

Der Einsatz der mit Silberhydrogel beschichteten Katheter war nicht assoziiert mit einer Selektion multiresistenter Keime oder Candida spp. Die Wirksamkeit gegenüber gramnegativen Erregern war in den bisher vorliegenden Studien nicht nachweisbar. Bei der Kurzzeitanwendung von Kathetern wird das Auftreten von katheterassoziierten HWI nicht durch das Kathetermaterial beeinflusst (Pomfret 1996; Kunin 1997). In den Empfehlungen des RKI (1999) werden antimikrobiell wirksame Kathetermaterialien nicht empfohlen. In der Zukunft versprechen neuere antimikrobielle Materialien Fortschritte in der Infektionsprävention katheterassoziierter HWI.

4.6.6

Rückflusssperren

Die Drainagesysteme sollten mit Rückflussventilen ausgestattet sein, die einen Rückfluss des Urins vom Auffangbe-

43

4.6 · Prävention

hälter in die Blase möglichst unabhängig von der Lagerung des Auffangbeutels so wirksam wie möglich verhindern.

4.6.7

Auffangbehältnis

Die Auffangbehälter müssen leicht (am besten einhändig) und tropffrei entleert werden können. Das Vorlegen antimikrobieller Substanzen zur Keimreduktion bzw. Wachstumshemmung im Auffangbehälter bietet keine Vorteile. Die Auffangbehälter sollen unabhängig von der Funktion der Rückflusssperren stets unterhalb des Niveaus der Harnblase gehalten werden (bei immobilen Patienten am Bettgestell fixiert, bei mobilen Patienten am Oberschenkel). Die Lagerung unterhalb des Blasenniveaus verbessert durch die Schwerkraft den Harnfluss und verhindert einen Rückfluss kontaminierten Urins in die Harnblase. > Der Auffangbehälter muss rechtzeitig geleert werden, bevor der Harn mit dem Rückflussventil in Kontakt kommt.

4.6.8

Konnektion

Die Konnektionsstelle zwischen Katheter und Drainagesystem muss zur Vermeidung intraluminaler Kontaminationen stets geschlossen gehalten werden. Einer Diskonnektion kann vorgebeugt werden durch die Verwendung eines präkonnektierten Systems. Bei der Einführung präkonnektierter Systeme kann es initial zu Schwierigkeiten bei der Insertion kommen, die nach der Gewöhnung jedoch keine Probleme bereiten sollten. Die Konnektion wird überflüssig und kann nach Übung den Zeitaufwand für die Katheterisierung reduzieren. Präkonnektierte Systeme sind häufig an der Verbindungsstelle zwischen Katheter und Drainagesystem mit einer Schutzfolie gesichert, die bei Bedarf entfernt werden kann. Bei einer versehentlichen Diskonnektion durch das Personal sollten die Konnektionsenden mit einem alkoholischen Desinfektionsmittel durch Sprüh- und Wischdesinfektion desinfiziert werden; die Verbindung kann dann sofort wiederhergestellt werden, wenn die Konnektionsstellen nicht offensichtlich kontaminiert wurden. Nach einer akzidentellen Diskonnektion durch den Patienten muss abgewogen werden, ob das Drainagesystem und/oder der Katheter durch neue sterile Materialien ersetzt werden. In den meisten Fällen ist hierbei ein Austausch des Drainagesystems ausreichend.

4.6.9

Anlage des Katheters

Die Anlage des Katheters muss unter aseptischen Kautelen erfolgen. Patienten, die in OP-Sälen katheterisiert wurden, weisen seltener eine Bakteriurie auf als Patienten, die auf Stationen katheterisiert wurden (Mullhall et al. 1993). In

einigen Empfehlungen wird die Anlage der transurethralen Katheter in besonderen Eingriffsräumen empfohlen, was sich in Anbetracht der räumlichen Ausstattung der meisten Einrichtungen nicht realisieren lässt und was auch nicht erforderlich ist. Die aseptischen Kautelen im Bereich des Eingriffsortes können durch entsprechende Maßnahmen (z. B. sterile Tücher) ausreichend hergestellt werden. Die Durchführung einer hygienischen Händedesinfektion vor kleineren invasiven Eingriffen ist Teil der Standardhygienemaßnahmen und unabdingbar (7 Kap. 24). Sie erfolgt vor und nach Tätigkeiten am Katheter oder dem Drainagesystem. Das Tragen von sterilen Handschuhen ist bei invasiven Tätigkeiten im Zusammenhang mit primär sterilen Körperbereichen wie der Harnblase erforderlich.

Beispiel für ein Katheterset Es hat sich bewährt, die erforderlichen Materialien (Tupfer, Handschuhe, Katheter, Lochtuch, sterile Spritze, sterile Flüssigkeit zum Blocken etc.) in gebrauchsfertig zusammengestellten, steril verpackten Kathetersets bereitzustellen. Solche Sets sind auch kommerziell erhältlich. 5 Sterile Arbeitsunterlage 5 Sterile Urinauffangschale oder Nierenschale 5 Flüssigkeitsabweisendes Unterlegtuch 5 Sterile Handschuhe 5 Abdecktuch mit Loch und Schlitz 5 Sterile Pinzette 5 Sterile Tupfer (6 Stück) 5 Sterile Spritze mit 10 ml steriler Flüssigkeit zum Blocken (Aqua dest., Glyzerinlösung) 5 Schleimhautdesinfektionsmittel (octenidinhaltiges Mittel, z. B. Octenisept, PVP-Jod-Lösung) 5 Steriles Gleitmittel 5 Steriles Lokalantiseptikum 5 Katheter und Drainagesystem

Die Durchführung der Katheterisierung erfolgt am besten durch 2 Personen, sodass eine Person anreichen kann. Sie soll nach einem in einem Hygienestandard festgelegt Vorgehen erfolgen. Ein Beispiel hierfür findet sich unter 7 4.10.

4.6.10

Qualifikation des Personals

Die Insertion von Blasenkathetern sollte durch geschultes medizinisches Personal durchgeführt werden. Die Kenntnisse sollte man regelmäßig auffrischen und aktualisieren. Schulungen sollten neben der Insertion der Katheter in aseptischer Technik auch Kenntnisse zur Erkennung katheterassoziierter Komplikationen vermitteln sowie praktische Übungen beinhalten.

4

44

I

Kapitel 4 · Harnwegsinfektionen

4.6.11

Isolierungsmaßnahmen bei transurethral katheterisierten Patienten

Die Übertragung von Keimen, die asymptomatische Bakteriurien bei katheterisierten Patienten verursachen, auf andere Patienten konnte mit molekularbiologischen Typisierungen belegt werden (Fryklund et al. 1997). Insbesondere besteht die Gefahr der Übertragung multiresistenter Erreger. Eine routinemäßige Isolierung katheterisierter Patienten mit nosokomialen HWI ist hieraus nicht abzuleiten. Das Übertragungsrisiko ist nicht größer als bei Infektionen nicht katheterisierter Patienten und kann durch die Einhaltung der Standardhygienemaßnahmen (insbesondere der Händedesinfektion) ausreichend reduziert werden (7 Kap. 13). Eine Isolierung ist hingegen erforderlich bei Infektionen mit MRSA, VRE und ggf. bei anderen Erregern (7 Kap. 14).

4.6.12

Sicherung eines ausreichenden Harnabflusses

Eine gesteigerte Diurese führt zu einer Konzentrationsminderung von Mikroorganismen in der Harnblase und im Katheter und kann eine Bakteriurie reduzieren. Die Diurese hat keinen Einfluss auf das extraluminale Wachstum von Mikroorganismen im Raum zwischen Katheter und Urethra. Tipp 5 Bei Patienten ohne Kontraindikationen (z. B. Herzinsuffizienz, Hypertonie) kann die Diurese mit Blasen-Nieren-Tees oder Brennesseltees schonend gesteigert werden. 5 Die Ablagerung von Konkrementen und der Verschluss des Katheterlumens kann durch Diurese (>2 l) reduziert werden. Die mögliche Liegedauer (medizinisch notwendiger!) Katheter kann hierdurch verlängert werden. 5 Eine Unterbrechung des Harnflusses durch Abknicken der Schläuche muss vermieden werden. Der Katheter soll ohne Zug am Unterbauch zur Leiste hin gelagert werden.

Beim sog. Blasentraining soll durch intermittierendes Verschließen des Katheters vor dem Entfernen des transurethralen Dauerkatheters das Gefühl für den Miktionsreiz trainiert werden. Das Unterbrechen des kontinuierlichen Harnflusses kann jedoch zur Vermehrung von Mikroorganismen in der Harnblase führen. Im Zusammenhang mit einer erheblichen Druckerhöhung und hiermit verbunden Urothelschädigung kön-

nen Pyelonephritiden und Uroseptikämien auftreten. Das sog. Blasentraining darf daher nicht durchgeführt werden. Bei der Verwendung von suprapubischen Blasenkathetern bleibt die Fähigkeit zur willkürlichen Miktion erhalten.

4.6.13

Harnansäuerung

Die Ansäuerung des Harns behindert das Wachstum von Bakterien, deren pH-Optimum im leicht alkalischen Bereich liegt. Daneben kann die Bildung bestimmter Harnsteine verhindert werden. Einige solcher Steine und Inkrustationen können durch die Harnansäuerung sogar aufgelöst werden. ! Cave Die Harnansäuerung beeinflusst die Wirkung mancher Antiinfektiva (z. B. Nitrofurantoin oder Sulfonamide).

Es wird ein pH-Wert des Harns von 5,8–6,2 angestrebt. Neben bestimmten Lebensmitteln, Früchten und VitaminC-Präparaten wird L-Methionin zur Ansäuerung des Harns eingesetzt. Tipp Durch Trinken von Moosbeersaft (»cranberry«) kann Harnblasenentzündungen vorgebeugt werden. Neben einer Ansäuerung des Harns kann durch die im Saft dieser Früchte enthaltenen Proanthozyane die Adhäsion bestimmter Erreger (z. B. Escherichia coli) gehemmt werden.

4.6.14

Blasenspülungen und Instillationen

Für die Durchführung von Blasenspülungen gibt es nur wenige evidenzbasierte Indikationen: 4 Empfehlungen für Spülungen mit steriler physiologischer Kochsalzlösung liegen für neurologische Patienten vor, die intermittierend katheterisieren. Diese Empfehlung dient in erster Linie der Beseitigung von Ablagerungen und Verkrustungen und über die mechanische Wirkung damit auch der Infektionsprophylaxe. 4 Eine anerkannte Indikation für Blasenspülungen besteht für Patienten nach Operationen an der Harnblase zur Vermeidung von Obstruktionen durch Fibrin und andere Blutbestandteile. Bei jeder Spülung oder Instillation kommt es unvermeidbar zur Öffnung des Kathetersystems mit der Gefahr einer Kontamination und nachfolgender Infektion auf dem intraluminalen Weg.

45

4.10 · Anhang

4.6.15

Pflege des Katheters und des Meatus urethrae

Der Meatus urethrae und der dort herausragende Teil des Katheters sollten täglich mit Wasser und Seife gereinigt werden. Hierbei sind insbesondere die Verkrustungen unter Schutz des Katheters vor Bewegungen in der Urethra schonend zu beseitigen. Die Verwendung von antimikrobiellen Substanzen brachte nach bisherigen Untersuchungen keine Vorteile (Burke et al. 1981, 1993; Huth et al. 1992). Die Reinigung der Perinealregion ist wichtiger Teil der Infektionsprophylaxe. Patienten mit Diarrhöen oder Stuhlinkontinenz akquirieren häufiger HWI (Lima et al. 1990).

4.6.16

Wechselintervalle für Blasenkatheter

Aus hygienischen Gründen ist ein routinemäßiger Wechsel der Katheter nicht erforderlich. Eine Senkung der Infektionsrate kann hierdurch nicht erreicht werden. Ein Wechsel der Katheter kann aber erforderlich werden bei Verlegung des Lumens durch Inkrustationen und anderweitig nicht zu beherrschende Infektionen.

4.7

Mikrobiologisches Monitoring

Generelle Screeninguntersuchungen des Urins katheterisierter Patienten können nicht empfohlen werden. Therapeutische Konsequenzen sind beim Vorliegen einer asymptomatischen Bakteriurie nicht zu erwarten (Ausnahme: Schwangere und bestimmte Risikopatienten). Auch beim Ziehen des Katheters ist eine routinemäßige Urinuntersuchung nicht notwendig. Die mikrobiologische Untersuchung der Katheterspitzen von Harnblasenkathetern ist lediglich für wenige wissenschaftliche Fragestellungen interessant und für die routinemäßige Patientenversorgung nicht sinnvoll.

4.8

nismen aus dem besiedelten vorderen Abschnitt des Meatus urethrae bei der Insertion des Katheters verringert werden. Die Keime, die die Harnblase nachfolgend besiedeln, weisen zu einem größeren Anteil Antibiotikaresistenzen auf.

4.9

Ausblick

Die grundsätzlichen Hygienemaßnahmen hinsichtlich der aseptischen Insertion von Kathetern haben sich in den vergangenen Jahren kaum verändert. Verbesserungen der Kathetersysteme insbesondere hinsichtlich der vielversprechenden ersten Ergebnisse mit antimikrobiell beschichteten Kathetern (Silberhydrogel) oder antimikrobielle Substanzen enthaltende Kathetermaterialien (Silberlegierungen) erlauben für die Zukunft die Hoffnung auf effektivere Möglichkeiten der Prävention katheterassoziierter HWI. Gleiches gilt für die Entwicklung und Verbesserung von Hilfsmitteln und alternativen Harnableitungssystemen (z. B. der Kondomkatheter für Frauen). Wesentlich für die Reduktion katheterassoziierter HWI und der hieraus entstehenden schweren Komplikationen und Folgeerkrankungen sind Fortschritte durch Verbesserung des Hygienemanagements in den medizinischen Einrichtungen, in denen Harnwegkatheter häufig eingesetzt werden. Wichtige Punkte sind hierbei eine strenge Indikationsstellung für die Katheterisierung und die ständige Überprüfung, ob die Indikation weiterhin besteht. Standardisierte einheitliche Leitlinien über Probennahme, mikrobiologische Diagnostik und weitere Kriterien für die Bewertung der katheterassoziierten HWI erlauben eine bessere Vergleichbarkeit und Bewertung zukünftiger Studien. Das Qualitätsmanagement muss unterstützt werden durch aktuelle Daten aus Surveillance und Erfassung katheterassoziierter HWI sowie Daten über die Erreger und die aktuelle Resistenzsituation (KISS, ESGNI).

4.10

Anhang

4.10.1

Beispiel für einen Hygieneplan für den Umgang mit transurethralen Harnblasenkathetern

Einsatz von Antibiotika

Die Therapie der katheterassoziierten HWI sollte nach Antibiogramm erfolgen. Das Spektrum des Antibiotikums sollte möglichst eng sein, um die Entstehung und Selektion multiresistenter Keime zu reduzieren. Antibiotikatherapien wegen einer anderen Ursache verhindern oder verzögern das Angehen von HWI. Vielfältig mit Antibiotika behandelte Patientenkollektive weisen seltener HWI auf, wie auch der Vergleich der katheterassoziierten HWI auf Intensivund Normalstationen bei der Infektionserfassung nach KISS zeigt. Eine Antibiotikaprophylaxe vor oder während der Insertion eines Blasenkatheters ist nicht indiziert. Es kann mit dieser Prophylaxe nur das Einbringen von Mikroorga-

Insertion von Blasenkathetern 4 Möglichst zu zweit arbeiten 4 Materialien vorbereiten: 5 sterile Handschuhe, Schlitztuch 5 steriles Kathetergleitmittel, sterile Tupfer 5 transurethraler Blasenkatheter in passender Größe 5 steriles Aqua destillata bzw. sterile Glyzerinlösung (10%), Schleimhautdesinfektionsmittel 5 geschlossenes Urindrainagesystem 4 Händedesinfektion

4

46

I

Kapitel 4 · Harnwegsinfektionen

Durchführung 4 Erste Person: 5 an der führenden Hand 2 sterile Handschuhe übereinander, an der anderen Hand einen sterilen Handschuh anziehen 5 mit der linken Hand Labien spreizen bzw. Penis fixieren und Präputium zurückschieben 5 Schleimhautdesinfektion mindestens 3-mal mit sterilen mit Schleimhautdesinfektionsmittel getränkten Tupfern (z. B. Octenisept, PVP-Jodlösung) 5 steriles Schlitztuch auflegen 4 Zweite Person: 5 zieht der ersten Person den oberen Handschuh an der führenden Hand aus 5 reicht evtl. Gleitmittel an 5 reicht anschließend den Blasenkatheter an 4 Erste Person: 5 instilliert ggf. das Gleitmittel 5 legt den Blasenkatheter 5 anschließend Blocken des Ballons mit sterilem Aqua destillata

Katheterpflege 4 Keine routinemäßigen Katheterwechsel vornehmen 4 Transurethraler Katheter: täglich Verkrustungen am Übergang in den Meatus urethrae mit Wasser und Seife entfernen (z. B. bei der morgendlichen Körperwaschung) 4 Suprapubischer Katheter: 5 tägliche Palpation durch den intakten Verband 5 Verbandswechsel frühestens alle 72 h (wenn der Verband intakt ist), dabei Einstichstelle desinfizieren

Urinabnahme 4 Nur an der Punktionsstelle des Drainagesystems nach vorheriger Desinfektion mit alkoholischem Desinfektionsmittel 4 Urinentnahme mit Kanüle und/oder steriler Spritze

4.10.2

Zusammenfassung der evidenzbasierten Empfehlungen zur Reduktion katheterassoziierter Harnwegsinfektionen

Die Evidenzlevel gemäß RKI-Definitionen finden sich jeweils nachstehend in Klammern. 4 Insertion transurethraler Katheter darf nur durch qualifiziertes (geschultes) Personal durchgeführt werden (IB). 4 Indikation für Blasenverweilkatheter muss streng gestellt werden. Die Indikation ist ständig zu überpüfen. Katheter müssen schnellstmöglich entfernt werden (IB).

4 Bei längerfristiger Katheterisierung (>5 Tage) sind suprapubische Katheter zu bevorzugen, wenn keine Kontraindikationen vorhanden (IB). 4 Bei Kurzzeitdrainage (≤5 Tage) kann alternativ zwischen transurethralem Blasenverweilkatheter, suprapubischem Katheter und intermittierender Einmalkatheterisierung gewählt werden (IB). 4 Bei transurethraler Katheterisierung kann bei Kurzeitdrainage (≤5 Tage) ein Latexkatheter verwendet werden, wenn keine Latexallergie vorhanden (II), bei längerdauernder Drainage ein Vollsilikonkatheter (IB). 4 Vor und nach Insertion und Manipulationen am Katheter oder Drainagesystem hygienische Händedesinfektion durchführen (IB). 4 Aseptische Durchführung der Katheterisierung möglichst standardisiert mit sterilem Katheterisierungsset (IB). 4 Anpassung der Katheterstärke an Urethralumen (IB). 4 Ballonfüllung von Verweilkathetern mit steriler Flüssigkeit (8–10%iger Glyzerinlösung) füllen. Ballonüberfüllung vermeiden (IB). 4 Ausschließliche Verwendung steriler geschlossener Drainagesysteme (IA). 4 Die Systeme sollten die hygienischen Anforderungen an Entnahmestelle für mikrobiologische Proben, Rückflusssperre, Luftausgleichsventil, Ablassstutzen und Ablassventil erfüllen (IB). 4 Diskonnektionen von Katheter und Drainagesystem sind zu vermeiden; ggf. Nutzung präkonnektierter Systeme (IB). 4 Vor unvermeidbarer Diskonnektion Wischdesinfektion der Konnektionsstelle mit alkoholischem Präparat (IB). 4 Nach Diskonnektion Rekonnektion nur unter aseptischen Kautelen nach Sprüh- und Wischdesinfektion von Konus des Drainageschlauchs und Katheter (IB). 4 Keine Durchführung von Spülungen und Instillationen zur Infektionsprophylaxe (IB). 4 Inkrustationsprophylaxe durch Diurese (1,5–2,0 l/Tag) und Senkung des spezifischen Gewichts des Harns ≤1015 g/l und Harnansäuerung (pH 5,8–6,2) (II). 4 Sicherung des freien Harnabflusses durch Verhindern des Abknickens von Katheter und Ableitsystem (IB), zugfreie Lagerung des Katheters am Unterbauch zur Leiste hin (IB), Lagerung des Auffangbeutels ohne Bodenkontakt unter Blasenniveau (IB), rechtzeitige Leerung des Auffangbeutels vor Kontakt des Urins mit dem Rückflussventil (IB). 4 Kein Blasentraining (IB). 4 Beim Entleeren des Auffangbeutels darf der Ablassstutzen nicht mit dem Auffanggefäß in Kontakt kommen (IB). Das Auffanggefäß wird nach Entleerung desinfizierend gereinigt. Bei intensivmedizinisch betreuten Patienten sollten zur Bilanzierung geschlossene Harn-

47 Literatur

4 4

4 4 4

4 4

ableitungssysteme mit intergriertem Messgerät eingesetzt werden (IB). Die Reinigung der Genitalien erfolgt im Rahmen der normalen Körperpflege mit Wasser und Seife ohne Einsatz von antiseptischen Substanzen (IB). Zur vorsichtigen Entfernung meatusnaher Inkrustationen am Katheter können mit Wasserstoffperoxid (3%) getränkte Mullkompressen oder Gazetupfer verwendet werden (IB). Die Perinealregion muss sorgfältig gereinigt werden (IB). Aus infektionsprophylaktischer Sicht sind keine routinemäßigen Wechselintervalle für die Katheter vorzusehen (IB). Die Gewinnung von Urinproben für die mikrobiologische Diagnostik erfolgt nach Wischdesinfektion mit einem alkoholischen Präparat aus einer extra hierfür vorgesehenen Entnahmestelle (IB). Harn für andere Untersuchungen kann ggf. aus dem Ablassstutzen entnommen werden. Hierbei unsterile Handschuhe verwenden (IB). Eine routinemäßige Antibiotikaprophylaxe kann weder bei Insertion noch bei liegendem Katheter empfohlen werden (IB). Vor Durchführung einer (antibiosegerechten) Antibiotikatherapie einer katheterassoziierten HWI sollte die Qualität der Harndrainage überprüft werden.

Literatur Bouza E, Munoz P, Voss A, Kluytmans J (2001) A European perspective on nosokomial urinary tract infections II. Report on incidence, clinical characteristics and outcome (ESGNI-004 study). Clin Microbiol Infect 7: 532–542 Bronsema DA, Adams JR, Pallares R, Wenzel RP (1993) Secular trends in rates and etiology of nosocomial urinary tract infections at university hospital. J Urol 150: 414–416 Burke JP, Garibaldi RA, Britt MR, Jacobson JA, Conti MT, Alling DW (1981) Prevention of catheter-associated urinary tract infections. Am J Med 70: 655–658 Burke JP, Jacobson JA, Garibaldi RA, Conti MT, Alling DW (1983) Evaluation of daily meatal care with poly-antibiotic ointment in prevention of urinary catheter-associated bacteriuria. J Urol 129: 331– 334 Fryklund B, Haeggman S, Burman L (1997) Transmission of urinary bacterial strains between patients with indwelling catheters – nursing in the same room and in seperate rooms compared. J Hosp Infect 36: 147–153 Garibaldi RA, Mooney BR, Epstein BJ, Britt MR (1982) An evaluation of daily bacteriologic monitoring to identify preventable episodes of catheter-associated urinary tract infection. Infect Control 3: 466– 470 Guidelines (2001) Guidelines for preventing infections associated with the insertion and maintenance of short-term indwelling urethral catheters in acute care. J Hosp Infect 47 (Suppl): 39–46 Kunin CM (1997) Urinary tract infections: detection, prevention and management, 5th edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 260– 261

Kunin CM, McCormack RC (1966) Prevention of catheter-induced urinary-tract infections by sterile closed drainage. N Engl J Med 274: 1155–1161 Lima NL et al (1990) A retrospective cohort study of nosocomial diarrhea as a factor for nosocomial infection. J Infect Dis 161: 948–952 Maki DG (1981) Nosocomial bacteremia. An epidemiologic overview. Am J Med 70: 719–732 Maki DG, Tambyah PA (2001). Engineering out the risk of infection with urinary catheters. Emerg Infect Dis 7: 1–6 Mullhall AB et al (1993) Maintanance of closed urinary drainage systems: Are practioners more aware of the dangers? J Clin Nursing 2: 135–140 Pomfret IJ (1996) Continence clinic. Catheters: design, selection and management. Br J Nursing 5: 245–251 Robert Koch-Institut, Martius J, Brühl P, Dettenkofer M, Hartenauer U, Niklas S, Piechota H-J (1999) Empfehlungen zur Prävention und Kontrolle Katheter-assoziierter Harnwegsinfektionen. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 42: 806– 809 Stark RP, Maki DG (1984) Bacteriuria in the catheterized patient. N Engl J Med 311: 560–564 Tambyah PA, Maki DG (2000) Catheter-associated urinary tract infection is rarely symptomatic. Arch Intern Med 160: 678–682 Tambyah PA, Halvorson K, Maki DG (1999) A prospective study of the pathogenesis of catheter-associated urinary tract infection. Mayo Clin Proc 74: 131–136

4

48

1

Kapitel 1 · Was ist Psychotherapie, was ist Gesprächspsychotherapie?

5 Pneumonien U. Frank, W. Krüger 5.1

Allgemeine Grundlagen – 49

5.1.1 5.1.2 5.1.3 5.1.4 5.1.5

Diagnose – 49 Inzidenz und Inzidenzdichte – 49 Risikofaktoren – 50 Erregerspektrum – 50 Letalität, verlängerte Krankenhausverweildauer, Kosten – 51

5.2

Prävention der Aspiration von erregerhaltigem Sekret – 51

5.2.1 5.2.2 5.2.3 5.2.4 5.2.5 5.2.6 5.2.7 5.2.8 5.2.9

Allgemeine Maßnahmen – 51 Subglottische Sekretdrainage – 51 Reintubation – 52 Nasale Intubation – 52 Lagerung – 52 Ernährung – 53 Stressblutungsprophylaxe – 53 Orale Antiseptika und Antibiotika – 53 Extubation – 54

5.3

Hygienemaßnahmen – 54

5.3.1 5.3.2 5.3.3 5.3.4 5.3.5

Allgemeine Maßnahmen – 54 Beatmungsgerät und Schläuche – 55 Beatmungsfilter – 55 Endotracheales Absaugen – 55 Lungenfunktionsgeräte – 56

Die nosokomiale Pneumonie ist die bedeutendste im Krankenhaus erworbene Infektion, sowohl insgesamt als auch im Intensivbereich (Vincent et al. 1995; Craven et al. 1986). Zusammen mit der Sepsis ist sie die führende Ursache für einen infektionsbedingten Tod im Krankenhaus (Bowton et al. 1999). Insbesondere bei beatmeten Patienten auf Intensivstationen liegt die Inzidenz einer nosokomialen Pneumonie je nach Studie zwischen 9 und 68% (Torres et al. 1990). Es ist jedoch wichtig zu erwähnen, dass die Inzidenz der beatmungsassoziierten Pneumonie je nach Definition sehr variabel sein kann. In einer Studie

5.4

Anleitung des Personals und der Patienten – 56

5.5

Stärkung der Immunabwehr – 56

5.6

Impfungen – 57

5.7

CDC-Empfehlungen – 57

5.7.1 Training des Personals und Einbindung in Infektionsprävention – 57 5.7.2 Infektions- und mikrobiologische Überwachung (Surveillance) – 57 5.7.3 Prävention der Übertragung von Mikroorganismen – 58 5.7.4 Modifizierung des Infektionsrisikos – 59 5.7.5 Andere prophylaktische Maßnahmen – 60

Literatur – 60

an 255 Patienten, die mehr als 48 Stunden intubiert waren, konnte eine Variabilität der Inzidenz der beatmungsassoziierten Pneumonie von 4 bis 48% nachgewiesen werden, wenn verschiedene Definitionen eingesetzt wurden (CDCDefinitionen; Johansen-Definitionen, die nicht auf mikrobiologischen Daten basieren; Wahrscheinlichkeitsdiagnose des behandelnden Arztes, basierend auf positiven quantitativen mikrobiologischen Kulturen; Definition einer Antibiotikabehandlungsgruppe, basierend auf einer klinischen Diagnose mit einer mindestens 72-stündigen Breitspektrumantibiose) (Minei et al. 2000).

49

5.1 · Allgemeine Grundlagen

5.1

Allgemeine Grundlagen

5.1.1

Diagnose

Auch heute noch wird kontrovers diskutiert, welche Kriterien für die Diagnose der nosokomialen Pneumonie am geeignetsten sind. Aufgrund der Abwesenheit einer echten aussagekräftigen Methode (Goldstandard) ist es besonders schwierig, die besten Kriterien festzulegen. Es stellt sich hier die klinische Herausforderung, den besten Weg zwischen der frühestmöglichen und genauesten diagnostischen Methode zu finden. Ein Abwarten auf mikrobiologische Ergebnisse führt zu einer Verzögerung der gezielten antibiotischen Therapie und erhöht die Morbidität und Letalität, während eine verfrühte Verabreichung einer unangemessenen Breitspektrumantibiotikatherapie das Risiko der Antibiotikaresistenzentwicklung fördert. Die klinische Diagnose basiert in der Regel auf Kriterien wie Beatmungsdauer (z. B. länger als 48 Stunden) und verschiedenen klinischen Zeichen und Symptomen einschließlich sich verändernder pulmonaler Infiltrate im Röntgenbild, Fieber, Leukozytose, erhöhtes C-reaktives Protein (CRP), eitriges Trachealsekret usw. Obwohl diese klinischen Zeichen auf die Diagnose der Pneumonie hindeuten, sind sie nicht spezifisch für die beatmungsassoziierte Pneumonie. Hierfür sind spezifischere Untersuchungstechniken erforderlich, die grob in invasive und nicht invasive Strategien eingeteilt werden, jedoch alle auf dem Anlegen einer mikrobiologischen Kultur basieren (Krüger et al. 2003). Nach den weltweit anerkannten Definitionen der Centers for Disease Control and Prevention (CDC) wird eine Pneumonie dann als nosokomial bezeichnet, wenn keine Hinweise existieren, dass die Infektion bereits bei Aufnahme ins Krankenhaus vorhanden war oder sich in der Inkubationsphase befand (Garner et al. 1988).

Diagnostik nosokomialer Pneumonien nach früherer CDC-Definitionen (ausgenommen Kinder <12 Monate); aktuelle Definition 7 Kap. 11 Das Kriterium 1 oder 2 muss erfüllt sein: 1. Rasselgeräusche bei der Auskultation oder Dämpfung bei der Perkussion während der Untersuchung des Thorax und eines der folgenden Anzeichen: 5 neues Auftreten von eitrigem Sputum oder Veränderung der Charakteristika des Sputums (z. B. Aussehen, Konsistenz, Geruch) 5 Mikroorganismus aus Blutkultur isoliert 5 Krankheitserreger aus bronchoalveolärer Lavage, Bronchialabstrich (geschützte Bürste), transtrachealem Aspirat oder Biopsieprobe isoliert 6

2. Röntgenuntersuchung des Thorax zeigt neues oder progredientes Infiltrat, Verdichtung, Kavitation oder pleuralen Erguss und eines der folgenden Anzeichen: 5 neues Auftreten von eitrigem Sputum oder Veränderung der Charakteristika des Sputums. (z. B. Aussehen, Konsistenz, Geruch) 5 Mikroorganismus aus Blutkultur isoliert 5 Krankheitserreger aus bronchoalveolärer Lavage, Bronchialabstrich, transtrachealem Aspirat oder Biopsieprobe isoliert 5 Isolierung eines Virus oder Ermittlung von viralem Antigen in Atemwegssekreten 5 diagnostischer Einzelantikörpertiter (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) für den betreffenden Krankheitserreger in wiederholten Serumproben 5 histopathologische Anzeichen einer Pneumonie

5.1.2

Inzidenz und Inzidenzdichte

Die EPIC-Studie (European Prevelance of Infection in Intensive Care), in der über 10.000 Patienten von über 1400 westeuropäischen Intensivstationen erfasst wurden, zeigte, dass 45% der Intensivpatienten am Erfassungstag an einer Infektion litten. Knapp ein Drittel der Krankenhauspatienten (31%) hatten eine Krankenhausinfektion. Zwei Drittel dieser Krankenhausinfektionen waren in der Intensivstation aufgetreten. Die Pneumonie war mit 47% die häufigste Krankenhausinfektion auf der Intensivstation (Vincent et al. 1995). In einer jüngeren multizentrischen Studie an 14.364 Patienten waren 42% der auf der Intensivstation erworbenen Infektionen Pneumonien (Alberti et al. 2002). Nach den US-amerikanischen Daten des National Nosocomial Infections Surveillance System (NNIS) aus dem Zeitraum von 1992 bis 1998 waren 31% der auf der Intensivstation erworbenen Infektionen nosokomiale Pneumonien, davon 83% intubationsbedingt (Richards et al. 2000). Die beatmungsassoziierte Pneumonie ist somit eines der zentralen Probleme im Intensivbereich. In einer vergleichenden deutschen Untersuchung auf chirurgischen Normalstationen und Intensivstationen in 8 mittelgroßen Krankenhäusern (NIDEP 2) wurde eine 17fach höhere Pneumonieinzidenz auf Intensivstationen als auf Allgemeinstationen gefunden. Die Inzidenzdichte pro 1000 Patiententage betrug für Intensivpatienten 9,1 (n=1859), für chirurgische Patienten 0,26 (n=10.609). Das Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS), an dem sich inzwischen mehr als 280 deutsche Intensivstationen beteiligen, erhebt nach den CDC-Definitionen und nach einer einheitlichen Methode nosokomiale

5

50

I

Kapitel 5 · Pneumonien

. Tab. 5.1. Vergleich der beatmungsassoziierten Pneumonieraten nach dem KISS- und NNIS-System KISS Beatmungstage Interdisziplinär

124.064

NNIS Beatmungsassoziierte Pneumonierate pro 1000 Beatmungstage

Beatmungstage

Beatmungsassoziierte Pneumonierate pro 1000 Beatmungstage

9,9

663.886

11,3

Medizinisch

29.187

8,4

438.381

8,5

Chirurgisch

82.801

12,5

492.414

14,9

Neurochirurgisch

11.574

12,7

80.714

17,3

Pneumonien (Gastmeier et al. 1999). Dabei wird nicht nur die Inzidenz der Pneumonien bestimmt, sondern auch die Anzahl der nosokomialen Pneumonien bei beatmeten Patienten auf die Anzahl der Beatmungstage bezogen, um den wesentlichen Risikofaktor Beatmung besser berücksichtigen zu können. Danach beträgt die beatmungsassoziierte Pneumonierate (Inzidenzdichte) auf deutschen Intensivstationen im Mittel 10 Pneumonien pro 1000 Beatmungstage. Die durchschnittliche Beatmungsrate (Summe der Beatmungstage geteilt durch die Summe der Patiententage) nach den KISS-Daten liegt bei ca. 45%. Auf der Basis von ca. 6,1 Mio. Patiententagen auf Intensivstationen pro Jahr in Deutschland ergibt sich eine Anzahl von ca. 30.000 beatmungsassoziierten Pneumonien auf Intensivstationen pro Jahr. Ein Vergleich mit US-amerikanischen Daten des NNIS ergibt interessanterweise vergleichbare Zahlen (. Tab. 5.1).

5.1.3

Risikofaktoren

Verschiedene Risikofaktoren begünstigen das Auftreten einer nosokomialen Pneumonie: vor allem erhöhtes Lebensalter (>70 Jahre), schwere Grunderkrankungen, Diabetes melltius, chronische obstruktive Lungenerkrankungen, akute Lungenschädigungen, nutritive oder metabolische Störungen, Alkoholabhängigkeit, Koma und Schock (Niedermann 1994). Daneben gibt es interventionsabhängige Risikofaktoren wie bestimmte Medikamente, z. B. Sedativa, die den laryngealen Schutzreflex hemmen können, Kortikosteroide, Zytostatika, Antihistaminika, Antazida oder auch Antibiotika. Des Weiteren sind schwere Operationen (wobei die Operations- bzw. Intubationsdauer eine wesentliche Rolle spielt), Magensonden sowie Hygienemängel beim Personal zu nennen (Niedermann 1994). Auch die Dauer der Beatmung stellt einen wichtigen Risikofaktor dar. Die Intubation ist dabei der mit Abstand wichtigste Risikofaktor für das Auftreten einer derartigen Infektion (Estes et al. 1995).

! Cave Es hat sich gezeigt, dass mit zunehmender Beatmungsdauer das Risiko der Beatmungspneumonie kumulativ ansteigt (Fagon et al. 1989). Infolge von Mikroaspirationen kommt es zu einer Transkolonisation pathogener Mikroorganismen aus dem Oropharyngealraum am nicht vollständig abschließenden Tubuscuff vorbei in die distalen Atemwege, wo es infolge einer Proliferation der Erreger zu einer Lungeninfektion kommt (Ewig et al. 1999).

Erschwerend kommt hinzu, dass humorale und zelluläre Schutzfunktionen des Epithels durch die Überdruckbeatmung beeinträchtigt werden, wodurch die Infektionsentstehung begünstigt bzw. beschleunigt wird. Daneben kann eine Übertragung nosokomialer Erreger von Patient zu Patient auch durch ärztliches und pflegerisches Personal vorkommen, wobei meist eine mangelnde Händehygiene verantwortlich ist (Torres et al. 2001). Das Risiko der beatmungsassoziierten Pneumonie stieg in einer Studie von 5% bei Patienten mit 5-tägiger Beatmung auf über 68,8% bei Patienten mit 30-tägiger Beatmung (Langer et al. 1989). In einer jüngeren Studie wurde jedoch gezeigt, dass das tägliche Risiko der beatmungsassoziierten Pneumonie während der mechanischen Beatmung über die Zeit hinweg wieder abnimmt (3% pro Tag innerhalb der 1. Woche gegenüber 1% pro Tag während der 3. Woche und danach). Dies dürfte ein Hinweis dafür sein, dass Langzeitbeatmete in der Intensivstation ein niedrigeres intrinsisches Risiko pro Tag für das Auftreten einer beatmungsassoziierten Pneumonie zeigen als kurzzeitbeatmete Patienten (Cook et al. 1998b).

5.1.4

Erregerspektrum

In einer Analyse der Centers for Disease Control and Prevention wurde die Rate der nosokomialen Infektionen bei Erwachsenen auf medizinischen Intensivstationen auf der Basis von standardisierten Definitionskriterien prospektiv untersucht (Richards et al. 1999). Insgesamt wurden 181.993 Patienten in 112 internistischen Intensivstationen

51

5.2 · Prävention der Aspiration von erregerhaltigem Sekret

von Januar 1992 bis Juli 1997 erfasst. Harnwegsinfektionen traten am häufigsten (31%) auf, gefolgt von Pneumonien (27%) und primären Bakteriämien (19%). Etwa 86% der nosokomialen Pneumonien waren mit einer Beatmung assoziiert. Die häufigsten Erreger waren gramnegative aerobe Keime, unter denen Pseudomonas aeruginosa mit 21% dominierte, gefolgt von Staphylococcus aureus (20%), Enterobacter spp. (9%), Klebsiella spp. (8%), Candida spp. (5%). Entsprechend der deutschen KISS-Studie ist Staphylococcus aureus der häufigste Erreger von Infektionen der unteren Atemwege: In rund einem Viertel der Pneumonie(24,2%) bzw. Bronchitisfälle (24,9%) konnte dieser Erreger identifiziert werden (Geffers et al. 2004). Es folgten Pseudomonas aeruginosa (17,1% bzw. 18,4%) vor anderen gramnegativen Bakterien wie E. coli, Enterobacter und Klebsiella spp. Bei den nosokomialen Pneumonien unterscheidet man nach dem Zeitpunkt des Auftretens Early-onset-Fälle, die innerhalb von 48–72 Stunden nach Intubation auftreten und vor allem durch Erreger wie Staphylococcus aureus, Haemophilus influenzae, Streptococcus pneumoniae bedingt sind, von den später auftretenden Late-onset-Fällen. Letztere werden vor allem durch Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter und Enterobacter spp. hervorgerufen und sind mit einer deutlich höheren Letalität verbunden (Kollef et al. 1995b).

5.1.5

Letalität, verlängerte Krankenhausverweildauer, Kosten

Die Letalität der Krankenhauspneumonie liegt generell zwischen 20 und 70%, auf der Intensivstation bei ca. 50% und, wenn sie durch Problemkeime wie Pseudomonas aeruginosa oder Acinetobacter spp. verursacht wird, zwischen 50 und 70%. Die attributive Letalität (»attributable mortality«) wird mit 30% angegeben (Torres et al. 1990). Patienten auf Intensivstationen entwickeln im Vergleich zu Patienten auf Normalstationen zu einem erhöhten Prozentsatz nosokomiale Infektionen mit daraus resultierenden verlängerten Krankenhausverweildauern und entsprechend hohen Kosten. Die Verlängerung des stationären Aufenthaltes durch die nosokomiale Pneumonie beträgt je nach Studie 7–9 Tage (Torres et al. 1990). Die Kosten für die Behandlung einer beatmungsassoziierten Pneumonie sind vor allem aufgrund der Verlängerung der Intensivliegezeit erhöht. Sie betrugen in Deutschland umgerechnet etwa 7500 €, was bei einer Inzidenz von 100.000–120.000 beatmungsassoziierten Pneumonien pro Jahr zu einer Belastung unseres Gesundheitssystems von rund 700–800 Mio. € führt (Kappstein et al. 1992; 7 Kap. 23).

5.2

Prävention der Aspiration von erregerhaltigem Sekret

Nosokomiale Pneumonien betreffen überwiegend intubierte und maschinell beatmete Patienten. Die Pathogenese ist komplex, und deshalb müssen zur Prävention mehrere Einzelmaßnahmen wirksam werden, um das Eindringen von Erregern in die Lunge zu verhindern. Die Aspiration von erregerhaltigem Sekret gilt als Hauptmechanismus. Darüber hinaus sind andere, in der Bedeutung untergeordnete Wege der Pneumoniepathogenese möglich, beispielsweise die Inhalation erregerhaltiger Aerosole, exogene Ursachen bei unsachgemäßem endotrachealem Absaugen oder Bronchoskopie, hämatogene Ausbreitung oder − eher unwahrscheinlich − Translokation von Bakterien aus dem Intestinaltrakt. Die Aspiration findet auch bei intubierten Patienten statt, im Sinne einer Mikroaspiration entlang der Blockermanschette des Tubus. Der entscheidende Unterschied zur Aspiration, wie sie auch bei Gesunden im Schlaf vorkommt, ist jedoch, dass bei kritisch kranken Patienten häufig eine bakterielle Fehlbesiedelung des Mund-Rachenraums mit gramnegativen Stäbchenbakterien vorliegt (Johanson et al. 1972). Dies erklärt zumindest teilweise die große Bedeutung dieser Bakterien bei nosokomialen Pneumonien, während sie bei ambulant erworbenen Pneumonien vergleichsweise selten vorkommen. Auch wenn die Ursachen der abnormen oropharyngealen Kolonisation nicht vollständig geklärt sind, ist der Zusammenhang mit verschiedenen Krankheitsbildern, wie beispielsweise Niereninsuffizienz, komatösem Zustand, Leukopenie, Diabetes mellitus, Alkoholismus und auch dem Schweregrad der Krankheiten in zahlreichen Arbeiten belegt. > Folglich zielen viele Maßnahmen zur Pneumonieprävention darauf ab, die Aspiration von erregerhaltigem Sekret zu vermeiden oder zu vermindern.

5.2.1

Allgemeine Maßnahmen

Die Intubation ist die wichtigste Maßnahme zur Prävention der Aspiration, vor allem bei bewusstseinsgetrübten Patienten (im Allgemeinen indiziert bei Glasgow-Koma-Score <9), bei Patienten mit Schluckstörungen oder zur Ermöglichung adäquater Analgesie und Sedierung. Auch wenn massive Aspirationen durch die Intubation verhindert werden können, kann trotz Intubation Sekret aus dem Mund in die Trachea gelangen − vor allem bei langzeitbeatmeten Patienten. Moderne Tubuskonstruktionen zielen darauf ab, zumindest den Sekretfluss innerhalb der Faltungen der Blockermanschette zu vermeiden; dennoch lässt sich allein durch die atemsynchrone Bewegung des Tubus innerhalb der Trachea keine vollständige Abdichtung erreichen.

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Kapitel 5 · Pneumonien

Tipp Der Druck im Tubuscuff muss regelmäßig mit einem Manometer kontrolliert und adjustiert werden (auch, um Schleimhautschädigungen durch eine zu prall aufgeblasene Manschette zu vermeiden). Bei hörbarer Undichtigkeit wird mehr Luft in die Manschette insuffliert oder im Einzelfall ein anderer Tubus gewählt. Auch bei anderen Hinweisen auf Leckage, z. B. anhand der Kapnographiekurve oder anhand der Leckagemesswerte am Beatmungsgerät, muss an Undichtigkeiten im Bereich der Blockermanschette des Tubus gedacht werden.

durch Schwellung der Schleimhäute und Sekretansammlungen schwierig zu intubieren. Umso wichtiger ist ein planvolles Vorgehen mit vorheriger Ernährungspause, sorgfältigem Absaugen des Mund-Rachen-Raums und des Magens, Oberkörperhochlagerung und gezieltem Absaugen unter Laryngoskopie, um Sekret aus dem subglottischen Raum zu entfernen, bevor die Luft aus der Blockermanschette abgelassen wird. Gleichermaßen muss Sekret aus dem Mund-Rachen-Raum sorgfältig abgesaugt werden, bevor man einen zu tief oder zu hoch in der Trachea liegenden Tubus neu platziert.

5.2.4 5.2.2

Subglottische Sekretdrainage

Mundpflege und orales Absaugen von Sekret sind elementare und wichtige Maßnahmen, die dazu beitragen, die Aspiration von erregerhaltigem Sekret zu vermindern. Dennoch sammelt sich regelmäßig zwischen den Stimmbändern und der Blockermanschette − also im subglottischen Raum − Sekret an, das beim oralen Absaugen nicht entfernt wird. Mittlerweile liegt eine größere Anzahl von Untersuchungen zur intermittierenden oder kontinuierlichen subglottischen Sekretdrainage vor, die über spezielle Tuben mit zusätzlichem dorsalem Lumen verwirklicht wird. Zwar zeigen etliche Arbeiten keinen entscheidenden Vorteil, − aber in mindestens 2 Studien erreichte man durch subglottische Sekretdrainage eine Reduktion der Pneumonieinzidenz (Smulders et al. 2002; Valles et al. 1995). Deshalb empfehlen die CDC mittlerweile die subglottische Drainage, allerdings als Empfehlung der Kategorie II. Dies kann so interpretiert werden, dass man zunächst allen anderen Maßnahmen zur Pneumonieprävention ausschöpfen sollte, um dann im Falle einer weiterhin erhöhten Pneumonieinzidenz die subglottische Sekretdrainage als weitere Maßnahme zu implementieren.

5.2.3

Reintubation

! Cave Es erscheint jedoch keineswegs gerechtfertigt, einen bereits intubierten Patienten zur Pneumonieprävention mit einem Spezialtubus zur subglottischen Sekretdrainage zu versorgen, denn es ist belegt, dass erneute Intubationen das Pneumonierisiko beträchtlich steigern (Torres et al. 1995).

Hinzu kommt die potenzielle Gefährdung im Hinblick auf unvorhergesehene Schwierigkeiten bei der Sicherung der Atemwege. Nicht selten ist ein Patient, der anfangs problemlos intubiert wurde, nach verlängerter Beatmungsdauer

Nasale Intubation

Aus den oben genannten Gründen bedarf die Umintubation eines Patienten einer klaren Indikation. Vielerorts werden Patienten in der Entwöhnungsphase vom Beatmungsgerät nasal intubiert, unter der Vorstellung, dass der Tubus zum einen besser toleriert wird und zum anderen besser fixiert werden kann. Bei nasaler Intubation ist jedoch die Sekretdrainage aus den paranasalen Sinus stark behindert, was das Risiko der Sinusitis deutlich erhöht − neben dem ohnehin erhöhten Risiko durch fehlende Belüftung und durch verschlechterten Abfluss von Sekret aus den Sinus in Rückenlage. Der nasal liegende Tubus kann zur Leitschiene für Sekret aus den paranasalen Sinus in die Trachea werden, was die Assoziation von Sinusitis und Pneumonie erklärt (Holzapfel et al. 1993). Die meisten Patienten tolerieren unter adäquater Analgesie einen oral liegenden Tubus problemlos und können ohne Würgereiz in den Rollstuhl mobilisiert werden. In einigen Institutionen werden oral intubierte Patienten auch in den Stand und in Gehhilfen mobilisiert. Aus infektionspräventiver Sicht sollte die nasale Intubation deshalb wenigen Ausnahmen vorbehalten sein. Hierzu zählen beispielsweise Patienten nach Operationen im Mund-Rachen-Raum oder (selten) Patienten, die den oralen Tubus in der Entwöhnungsphase vom Beatmungsgerät nicht tolerieren oder sich selbst gefährden, indem sie auf den Tubus beißen. Falls erforderlich, kann ein mit Kompressen ausgestopfter Fingerling als Beißschutz dienen. Länger liegende GuedelTuben können Druckstellen im Bereich der Schleimhäute verursachen.

5.2.5

Lagerung

Tipp Als einfache Maßnahme zur Pneumonieprävention sollte bei allen Patienten − nicht nur bei Patienten mit erhöhtem Hirndruck − der Oberkörper etwa 30° hochgelagert werden (Patienten mit instabiler Wirbelsäule bilden seltene Ausnahmen).

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5.2 · Prävention der Aspiration von erregerhaltigem Sekret

Neben Vorteilen für die Belüftung dorsobasaler Bereiche der Lunge sollen durch die Hochlagerung Regurgitationen mit nachfolgender Aspiration vermieden werden. Experimentelle Arbeiten zeigten, dass der gastrooropulmonale Reflux bei flacher Rückenlage stärker ausgeprägt ist als bei angehobenem Oberkörper; klinische Arbeiten zur Pneumonieinzidenz vervollständigen dieses Bild (Drakulovic et al. 1999). Es ist allerdings fraglich, ob eine 45°-Lagerung erreicht werden muss, zumal andere Probleme die Lagerungsmaßnahmen limitieren können, wie beispielsweise Kreislaufinstabilität oder Entwicklung von Dekubitalulzera im Sakralbereich. Möglicherweise ist die intermittierende Flachlagerung mit (unbemerkter) Regurgitation und Aspiration aber eine Erklärung dafür, warum der Transport von Patienten innerhalb des Klinikums als Risikofaktor für Pneumonien gilt. Ein weiterer Grund mag die exogene Kontamination bei Diskonnektion der Beatmungsschläuche sein. Daraus lässt sich ableiten, dass bei Patienten, beispielsweise während des Transports zur Computertomographie, dieselben Pneumoniepräventionsmaßnahmen verfolgt werden und verfügbar sein müssen, die auch auf der Intensivstation gelten. Dazu gehören beispielsweise das orale Absaugen, Kontrolle des Drucks in der Blockermanschette, Händedesinfektion vor Diskonnektion der Beatmungsschläuche oder Vermeiden der Kondenswasseraspiration (7 unten). Spezielle Lagerungsmaßnahmen wie das kontinuierliche Schwenken in kinetischen Betten sind sehr aufwendig, bergen das Risiko der Diskonnektion von Gefäßzugängen und erfordern in aller Regel tiefe Sedierung der Patienten mit dem Nachteil, dass druckunterstützte Spontanatmung kaum möglich ist. Die bisherige Datenlage reicht nicht aus, um einen Vorteil hinsichtlich der Prävention von Pneumonien zu erkennen.

5.2.6

Ernährung

Um Regurgitationen zu vermeiden, muss die Menge der enteralen Ernährung sorgfältig an die gastrointestinale Motilität angepasst werden, die unter Opiatanalgesie häufig eingeschränkt ist. Bei Reflux muss die enterale Ernährung ausgesetzt oder mit einer distal des Pylorus liegenden Ernährungssonde erneut versucht werden. Aus infektionspräventiver Sicht gibt es jedoch keine generelle Empfehlung zur Anlage von Jejunalsonden. Ebenso ist ungeklärt, ob dünne Ernährungssonden vorteilhaft sind und ob die Patienten intermittierend oder kontinuierlich ernährt werden sollen. Selbstverständlich muss vor Beginn der Ernährung die korrekte Lage der Sonde sichergestellt sein.

5.2.7

Stressblutungsprophylaxe

Anfang der 1990er Jahre deuteten mehrere experimentelle und klinische Arbeiten auf eine erniedrigte Pneumoniein-

zidenz unter Stressblutungsprophylaxe mit Sucralfat im Vergleich zu alkalisierenden Substanzen hin (Prod’hom et al. 1994). Die Erklärung hierfür war, dass Antazida, H2Antagonisten oder Protonenpumpeninhibitoren ein annähernd pH-neutrales Milieu im Magenlumen schaffen, sodass sich Bakterien rasch vermehren können. Demgegenüber entfaltet das ebenfalls zur Stressblutungsprophylaxe eingesetzte Sucralfat Schleimhaut- und zytoprotektive Eigenschaften, ohne den pH-Wert im Magenlumen wesentlich anzuheben. So können durch den sauren Magensaft Mikroorganismen weiterhin abgetötet oder zumindest an der Vermehrung gehindert werden (mit Ausnahme von Candida spp., die auch im sauren Milieu wachsen). Da Magensonden gleichermaßen als Leitschiene für orogastralen oder gastrooralen Sekretfluss dienen können, kommt dem Magen eine Bedeutung als Erregerreservoir und Amplifikator von Bakterien zu. Zusammen mit der oben erläuterten bakteriellen Fehlbesiedelung des Oropharynx bei kritisch kranken Patienten und der Abfolge von Regurgitation und Aspiration ergaben die Arbeiten ein geschlossenes Bild, das für die Verwendung von Sucralfat als Stressblutungsprophylaxe sprach. In späteren Metaanalysen und großen klinischen Arbeiten konnte der Vorteil von Sucralfat hinsichtlich einer niedrigeren Pneumonieinzidenz allerdings nicht mehr gezeigt werden (Cook et al. 1998a). Vielmehr stellte sich heraus, dass Sucralfat gegenüber Ranitidin zur Stressblutungsprophylaxe unterlegen ist und bei Patienten mit hohem Risiko für gastrointestinale Blutungen nicht verwendet werden sollte. Aus pneumoniepräventiver Sicht gibt es deshalb heute keine spezielle Empfehlung mehr für oder gegen die Verwendung bestimmter Substanzen zur Stressblutungsprophylaxe. Ebenso kann das routinemäßige Ansäuern der enteralen Ernährungslösung nicht empfohlen werden. Eine mögliche Interpretation des Paradigmenwechsels ist, dass sich seit den anfänglichen Studien viele Vorgehensweisen in der Intensivmedizin geändert haben, was die Bedeutung der Stressblutungen und der bakteriellen Überwucherung des Magens relativiert (z. B. frühe und konsequente enterale Ernährung, moderne Beatmungsformen mit weniger tiefer Analgosedierung, deshalb geringer ausgeprägte gastrointestinale Motilitätsstörungen, Elevation des Oberkörpers etc.).

5.2.8

Orale Antiseptika und Antibiotika

Aufgrund der abnormen mikrobiellen Kolonisation des Mund-Rachen-Raums bei kritisch kranken Patienten mit nachfolgender Mikroaspiration ist es ein kausaler Ansatz, die Keimzahl zu reduzieren oder der Kolonisation mit gramnegativen Stäbchenbakterien entgegen zu wirken. Die CDC empfehlen deshalb, ein umfassendes Programm zur Mundpflege zu implementieren (allerdings wird dies aufgrund der derzeitigen Datenlage aus Studien nur als Emp-

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I

Kapitel 5 · Pneumonien

fehlung der Kategorie II ausgesprochen). Dasselbe gilt für die perioperative Anwendung einer oralen 0,12%igen Chlorhexidinspülung, die in einer klinischen Studie bei kardiochirurgischen Patienten Vorteile erbrachte, während weiterhin unklar ist, ob auch andere postoperative Patienten davon profitieren können (DeRiso et al. 1996). Die topische Anwendung antimikrobieller Substanzen im Oropharnyx war Bestandteil vieler Arbeiten zur selektiven Darmdekontamination (SDD). Sie wird von den CDC nicht routinemäßig empfohlen und ebenso wie die topische Gabe von Antibiotika im Bereich eines Tracheostomas weiterhin als von unklarem Stellenwert eingestuft. Meist wurden zur SDD im Oropharynx und Magen Polymyxin, ein Aminoglykosid (Tobramycin oder Gentamicin), und Amphotericin B als Paste oder Suspension verwendet. Mehrere unterschiedlich gestaltete Metaanalysen zeigen einen Vorteil hinsichtlich Pneumonieraten (Nathens u. Marshall 1999), allerdings wird der Benefit in qualitativ hochwertigen Studien relativiert im Vergleich zu Studien mit unzureichendem Studiendesign (Van Nieuwenhoven et al. 2001). Ein signifikanter Vorteil in Bezug auf Überlebensraten ergibt sich in den Metaanalysen aber nur für chirurgische Intensivpatienten bei gleichzeitiger Anwendung der topischen und systemischen Antibiotika. Darüber hinaus liegen 2 randomisierte, placebokontrollierte prospektive Arbeiten zur oropharyngealen und gastralen Gabe von Antibiotika in Kombination mit einer systemischen Prophylaxe vor, die signifikante Vorteile in den Überlebensraten zeigten, zumindest für Patienten mit hohem Krankheitsschweregrad bei Aufnahme auf die Intensivstation (De Jonge et al. 2003; Krueger et al. 2002). Problematisch ist, dass der Effekt der einzelnen Komponenten der SDD-Regime nach wie vor schwer zu trennen ist, vor allem der Stellenwert der systemischen gegenüber der topischen Prophylaxe. Darüber hinaus bestehen Bedenken hinsichtlich der Resistenzentwicklung bei routinemäßiger Anwendung. Von den CDC werden sowohl SDD als auch die isolierte systemische Antibiotikaprophylaxe als Maßnahmen von unklarem Stellenwert eingestuft und nicht zur routinemäßigen Anwendung empfohlen. Dasselbe gilt für den planmäßigen Wechsel von Antibiotikasubstanzklassen zur empirischen Therapie.

5.2.9

Extubation

Aufgrund des potenziellen Mikroaspirationsrisikos sollte − neben anderen Gründen − die Extubation zum frühest möglichen Zeitpunkt angestrebt werden. Um eine unnötig tiefe Analgosedierung mit Verzögerung der Weaningphase zu vermeiden, haben viele Kliniken Programme implementiert, nach denen bei Langzeitbeatmung einmal am Tag die Analgosedierung reduziert wird, sofern keine medizinischen Kontraindikationen vorliegen (z. B. erhöhter Hirn-

druck). Zur Extubation soll der Patient nüchtern sein, und restlicher Mageninhalt wird abgesaugt. Nach Überprüfung der Extubationskriterien (Gasaustausch, Vigilanz, Husten-, Schluckreflex, Atemantrieb, Atemmechanik, Tidalvolumina, inspiratorischer Sog) wird sorgfältig oral abgesaugt, um die Aspiration von oropharyngealem und oberhalb der Blockermanschette angesammeltem Sekret zu vermeiden. Vor allem nach Langzeitbeatmung muss der Schluckakt sorgfältig kontrolliert werden, um Aspirationen bei der Nahrungsaufnahme zu vermeiden. Im Zweifelsfall kann dies endoskopisch und unter Mithilfe von Logopäden beurteilt werden (Schlucken von Götterspeise o. Ä.). Patienten, die reintubiert werden müssen, haben ein deutlich erhöhtes Pneumonierisiko. Gründe hierfür mögen sein, dass es im Rahmen der muskulären Erschöpfung zur Minderbelüftung von Lungenarealen und zur stillen Aspiration kommt. Durch neue Methoden der nichtinvasiven Beatmung mit CPAP-Masken kann versucht werden, die wiederholte Intubation vermeiden. Vor allem für internistische Intensivpatienten mit chronisch-obstruktiver Lungenerkrankung wurde gezeigt, dass unter nichtinvasiver Beatmung weniger Pneumonien als unter Intubation auftreten (Antonelli et al. 1998). > Es spricht vieles dafür, dass die nichtinvasive Beatmung zunehmend in die derzeitigen Beatmungskonzepte und Vorgehensweisen zur Entwöhnung vom Beatmungsgerät eingearbeitet werden sollte und dass dies zur Reduktion von beatmungsassoziierten Pneumonien beiträgt.

5.3

Hygienemaßnahmen

5.3.1

Allgemeine Maßnahmen

Die Händedesinfektion ist die wichtigste Maßnahme, um die Übertragung von Infektionserregern zu vermeiden. Es muss sorgfältig darauf geachtet werden, dass das Händedesinfektionsmittel nicht nur an den Handflächen verrieben wird, sondern vor allem auch die Fingerkuppen desinfiziert werden, mit denen schließlich der meiste Patientenkontakt stattfindet. Andere Bereiche, die bei der Händedesinfektion häufig nicht ausreichend erfasst werden, sind die Zwischenräume der Finger und die Außenseiten von Daumen und Thenar, sodass sorgfältige Anleitung und Training des Personals wichtig sind. Üblicherweise wird die Händedesinfektion mit einem alkoholischen Desinfektionsmittel durchgeführt (7 Kap. 24). Bei sichtbarer Verschmutzung müssen die Hände vor der Desinfektion mit Wasser und Seife gewaschen werden. Die Händedesinfektion muss vor und nach jedem Patientenkontakt erfolgen; für eine effektive Keimreduktion ist eine 30-sekündige Einwirkzeit erforderlich. Wenn der Kontakt mit respiratorischem Sekret oder anderen potenziell kontaminierten Materialien ansteht, müssen Einmalhandschuhe getragen werden. Dies gilt bei-

55

5.3 · Hygienemaßnahmen

spielsweise für das endotracheale Absaugen oder das Entleeren der Wasserfallen im Beatmungsschlauchsystem. Durch kleine Löcher in den Handschuhen oder spätestens beim Ausziehen der Handschuhe werden regelmäßig Erreger auf die Hände übertragen, sodass nach Ablegen der Handschuhe die Hände desinfiziert werden müssen. Selbstverständlich müssen die Handschuhe vor dem Arbeiten an verschiedenen Patienten gewechselt werden, und dies gilt auch, wenn von einer kontaminierten Körperstelle zu einer anderen Körperstelle desselben Patienten übergegangen wird. Wenn vorauszusehen ist, dass es zum Verspritzen von Sekret kommt − beispielsweise beim endotrachealen Absaugen über Tracheostoma bei einem wachen, stark hustendem Patienten − soll eine Schürze oder ein Schutzkittel getragen werden, der anschließend entsorgt wird. Aus guten Gründen sind Beatmungstuben heute Einmalmaterialien, die steril verpackt sind. Es muss aber auch gewährleistet sein, dass es nicht zur exogenen Kontamination kommt, bevor der Tubus in die Trachea eingeführt wird. So muss das Personal geschult werden, dass der Tubus bei Bedarf innerhalb der sterilen Verpackung mit einer sterilen Einführhilfe zurechtgebogen wird und dass er im Falle einer schwierigen Intubation mit Zwischenbeatmung in der Verpackung abgelegt wird. Wieder verwendbare Materialien wie Masken und Laryngoskopspatel müssen vor der Desinfektion bzw. Sterilisation sorgfältig gereinigt werden. Gleichermaßen müssen alle Materialien, die direkt oder indirekt in Kontakt mit Schleimhautoberflächen kommen, vor der Wiederverwendung zuerst gereinigt und dann sterilisiert oder zumindest desinfiziert werden. Sofern es von der Materialbeschaffenheit her möglich ist, ist die Dampfautoklavierung zu bevorzugen. − Zum Selbstschutz soll bei der Intubation ein Mundschutz getragen werden.

5.3.2

Beatmungsgerät und Schläuche

Die internen Anteile von Beatmungs- und Narkosegeräten gelten nicht als Erregerreservoir und müssen deshalb auch nicht sterilisiert oder desinfiziert werden. Bezüglich der Reinigungs- und Desinfektionsintervalle von CO2-Absorbern bei Rückatemsystemen im Narkosebereich gibt es keine klaren Empfehlungen. Bei der Reaktion von CO2 mit Atemkalk entsteht allerdings ein stark alkalisches Milieu, und es sammelt sich Natron- oder Kalilauge im Absorberbehälter an, die innerhalb weniger Minuten gegenüber wichtigen Pneumonieerregern bakterizid wirkt (beispielsweise gegenüber Klebsiella pneumoniae, Staphylococcus aureus, Streptococcus pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa) (Murphy et al. 1991). Nach derzeitigem Kenntnisstand stellen deshalb CO2-Absorber auch bei Minimal-Flow-Anästhesie kein relevantes Erregerreservoir dar.

Die patientennahen Anteile der Beatmungsschläuche werden innerhalb weniger Stunden mit Bakterien kontaminiert, die aus der oropharyngealen Mikroflora der Patienten stammen. Nach 24 Stunden ist dies bei fast allen Schläuchen der Fall. Dennoch zeigten schon Arbeiten aus den 1980er Jahren, dass ein häufiger Wechsel der kontaminierten Schläuche nicht zur Reduktion der Pneumonierate führt. Im Gegenteil: Bei täglichem Wechsel der Schläuche war die Pneumonierate sogar höher als bei 2-tägigem Wechsel (Craven et al. 1982). In der Folge wurden in den 90er Jahren mehrere Studien durchgeführt, die in der Zusammenschau ergaben, dass wöchentliche oder noch längere Wechselintervalle die Pneumonieraten gegenüber dem 2-tägigen Wechsel nicht erhöhen (Fink et al. 1998; Kollef et al. 1995a). Die CDC empfehlen deshalb, die Beatmungsschläuche nicht mehr routinemäßig zu wechseln, sondern nur noch aufgrund von mechanischer Fehlfunktion oder wenn sie sichtlich verunreinigt sind. Während es äußerst unwahrscheinlich ist, dass an der internen Oberfläche der Schläuche anhaftende Bakterien als Aerosol in die Atemwege gelangen, stellen Kondenswasserablagerungen innerhalb der Beatmungsschläuche eine manifeste Gefahr für Patienten dar. Im Kondenswasser können sich Bakterien, die aus der oropharyngealen Flora der Patienten stammen, innerhalb weniger Stunden vermehren, sodass nicht selten Keimzahlen >106/ml gefunden werden. ! Cave Die Aspiration des Kondenswassers muss auf jeden Fall verhindert werden, da dies zur Pneumonie führen kann.

Deshalb müssen am tiefsten Punkt der Beatmungsschläuche Wasserfallen eingebaut und regelmäßig entleert werden. Wegen der hochgradigen Kontamination müssen zum Entleeren der Wasserfalle Handschuhe getragen werden; anschließend müssen die Hände desinfiziert werden. Man nimmt an, dass die unbeabsichtigte Aspiration von Kondenswasser bei Manipulation an den Beatmungsschläuchen der Grund ist, warum ein täglicher Wechsel der Beatmungsschläuche zu höheren Pneumonieraten führt (Craven et al. 1982).

5.3.3

Beatmungsfilter

Bei Verwendung von Kaskadenverdampfern entsteht besonders viel Kondenswasser im inspiratorischen Schenkel der Beatmungsschläuche, das sorgfältig abgeleitet werden muss. Die Kaskade muss mit sterilem Wasser gefüllt werden; sie bietet aber gegenüber Verneblern den entscheidenden Vorteil, dass kein Aerosol, sondern Wasserdampf gebildet wird, der keine Bakterien transportieren kann. Nach wie vor gibt es aber aus Sicht der Hygiene keinen entscheidenden Vorteil, wenn HME-Filter (»heat and moisture exchange«) statt Kaskadenverdampfern verwendet werden.

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I

Kapitel 5 · Pneumonien

Filter bieten im Anästhesiebereich vor allem ökonomische Vorteile, da die dem Filter nachgeschalteten Schläuche am Anästhesiegerät zwischen aufeinander folgenden Patienten nicht mehr gewechselt werden müssen. Bei Langzeitbeatmung auf der Intensivstation steht eher im Vordergrund, dass eine ausreichende Klimatisierung des Atemgases erreicht werden muss, um die mukoziliäre Funktion des Tracheobronchialsystems zu erhalten. Ein routinemäßiger Wechsel der HME-Filter soll nicht häufiger als alle 48 Stunden erfolgen, außer bei sichtlicher Verunreinigung oder mechanischer Fehlfunktion.

5.3.4

Endotracheales Absaugen

Um unnötige Traumatisierung der Tracheobronchialschleimhaut zu vermeiden, sollen Patienten nur bei Bedarf endotracheal abgesaugt werden. Es ist bekannt, dass Pseudomonas aeruginosa und andere Pneumonieerreger sich bevorzugt an kleinen Schleimhautläsionen ansiedeln, sodass man so atraumatisch wie möglich beim endotrachealen Absaugen vorgehen soll. Zum Absaugen wird ein steriler Katheter zum einmaligen Gebrauch verwendet, und das Personal muss eingewiesen und trainiert sein, um Kontaminationen des Katheters vor dem Einführen in den Tubus zu vermeiden. Es ist aber unklar, ob zum endotrachealen Absaugen sterile oder lediglich saubere Einmalhandschuhe verwendet werden müssen. Unabhängig davon müssen die Hände unmittelbar nach dem Ausziehen der Handschuhe desinfiziert werden. Als Alternative zum sterilen Einmalkatheter können geschlossene Absaugsysteme verwendet werden, bei denen der Katheter im Anschluss an das Absaugen mit sterilem Kochsalz gespült wird. Die geschlossenen Absaugsysteme bieten Vorteile, wenn Patienten mit hohem PEEP beatmet werden, und es kann die Kontamination der Umgebung bei Pneumonie durch multiresistente Erreger reduziert werden. Es ist aber derzeit nicht bekannt, ob es Unterschiede in der Pneumonieinzidenz bei Verwendung geschlossener Absaugsysteme im Vergleich zum offenen Absaugen mit sterilen Einmalkathetern gibt, sodass keine generelle Empfehlung ausgesprochen werden kann. Weiterhin ist unklar, wie oft geschlossene Absaugsysteme erneuert werden sollen. Neben finanziellen Gesichtspunkten muss auch geklärt werden, ob der Hersteller des Beatmungsgeräts die Verwendung geschlossener Absaugsysteme zulässt, da es in Einzelfällen zu Fehlfunktionen des Exspirationsventils kommen kann.

5.3.5

Lungenfunktionsgeräte

In Analogie zu Beatmungsgeräten müssen die internen Anteile von Lungenfunktionsgeräten zwischen verschiedenen Patienten nicht sterilisiert oder desinfiziert werden. Sehr

wohl aber soll das Mundstück und der Filter vor dem Spirometer vor Verwendung beim nächsten Patienten gewechselt werden.

5.4

Anleitung des Personals und der Patienten

Es ist bekannt, dass Pneumonieraten halbiert werden können, wenn die Mitarbeiter gezielt geschult werden oder wenn ein aktives Auseinandersetzen mit der Problematik gefördert wird (Zack et al. 2002). Hierzu können gezielte Fortbildungen, Anleitung vor Ort, schriftliche Prüfungen, vor allem aber die Vorbildfunktion der Leitungspersonen beitragen. Wichtig ist, dass die hier aufgeführten Einzelmaßnahmen als Gesamtkonzept vermittelt werden, um eine wirkungsvolle Reduktion der Pneumonierate zu bewirken. Ein wichtiger Bestandteil der Personalerziehung sind laufend aktualisierte Statistiken über die Pneumonieinzidenz, die häufigsten Erreger und deren Resistenzspektren. Die Statistiken bilden zum einen die Grundlage für die Auswahl der empirischen Antibiotikatherapie und ermöglichen zum anderen, im Falle unerwartet hoher Pneumonieraten gezielt nach Ursachen zu suchen. Üblicherweise werden nosokomiale Infektionen als Inzidenzdichte (Pneumonien je 1000 Beatmungstage) erfasst, um den Vergleich mit anderen Krankenhäusern zu ermöglichen. Tipp Als Referenzdatenbank, aufgeschlüsselt nach Fachdisziplinen und Krankenhäusern verschiedener Versorgungsstufen, kann der KISS-Datensatz dienen (Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System, www. medizin.fu-berlin.de/hygiene/surveillance). Seit Einführung des Infektionsschutzgesetzes besteht in Deutschland die gesetzliche Verpflichtung, nosokomiale Infektionsraten zu dokumentieren.

Es bietet sich an, in die Infektionsstatistiken auch Surveillanceuntersuchungen auf resistente Erreger einzubeziehen. So sollten Intensivpatienten und andere Risikopatienten bei Aufnahme an den Prädilektionsstellen (vor allem Nasenvorhof) auf Kolonisation mit MRSA untersucht werden und in Ausbruchsituationen gezielt der Ausbreitung resistenter Erreger (MRSA, VRE, multiresistente Pseudomonaden, ESBL etc.) durch Überwachungskulturen nachgegangen werden. So können gezielte Surveillanceuntersuchungen dazu beitragen, die weitere Verbreitung resistenter Erreger zu verhindern. Dem gegenüber sind Surveillancekulturen nicht geeignet, um anhand des Kolonisationsmusters vorherzusagen, welcher Erreger im Falle einer späteren Infektion vorliegt (Hayon et al. 2002).

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5.7 · CDC-Empfehlungen

> Es wird allgemein empfohlen, dass Patienten mit hohem Pneumonierisiko möglichst schon präoperativ angeleitet werden sollen, um so früh wie möglich in der postoperativen Phase durch tiefes Durchatmen und aktive Mitarbeit bei der Mobilisierung einen Beitrag gegen Pneumonien zu leisten. Als besondere Risikogruppen gelten Patienten mit thorakalen Eingriffen, Aortenchirurgie oder mit vorbestehenden Krankheiten wie COPD, Steroidmedikation, Zustand nach Apoplex, Alkohol- oder Nikotinabhängigkeit.

5.5

Stärkung der Immunabwehr

Durch die endotracheale Intubation werden viele natürliche Abwehrmechanismen übergangen. Hierzu zählen die Filterung, Erwärmung und Befeuchtung des Atemgases und die bisher noch nicht vollständig verstandene Autoinhalation von endogen in der Nasenschleimhaut gebildetem Stickstoffmonoxid (NO), das neben einer gezielten Vasodilatation im Bereich belüfteter Alveolen auch bakterizide Eigenschaften hat. Die mukoziliäre Clearancefunktion der Tracheobronchialschleimhaut mit oralwärts gerichtetem Zilienschlag wird mechanisch durch die Blockermanschette des Tubus behindert und durch Läsionen in der Schleimhaut durch (zu häufiges) endotracheales Absaugen weiter beeinträchtigt. Hinzu kommen pharmakologische Interaktionen, beispielsweise verminderte Mukusproduktion durch Parasympatholytika wie Atropin oder verminderte Zilienaktivität durch Opioide. Um die mukoziliäre Funktion zu unterstützen, muss zumindest die adäquate Klimatisierung des Atemgases erreicht werden, entweder aktiv über Kaskadenverdampfer oder passiv über HME-Filter. Ebenso ist wichtig, dass Patienten − unter Berücksichtigung medizinischer Indikationen − nicht unnötig tief sediert werden, damit die Eigenatmung mit Zwerchfellbeweglichkeit und das Abhusten nicht völlig unterdrückt werden. Es gibt zahlreiche Untersuchungen zur Stärkung der Immunabwehr durch bestimmte Nahrungsbestandteile (Immunonutrition, z. B. bestimmte Aminosäuren, Fettsäuren, Nukleotide, Antioxidanzien). Meist wurden verschiedene Substanzen in den Ernährungslösungen gemeinsam appliziert, sodass die Einzeleffekte schwer zu trennen sind. Durch die Aminosäure Arginin, die als NO-Donator wirkt und bei septischen Patienten zusätzliche Vasodilatation bewirkt, wurden teilweise sogar negative Effekte erzielt. Nach derzeitigem Kenntnisstand zeichnen sich protektive Effekte für Omega–3-Fettsäuren, Glutamin und Selen ab; eine allgemeine Empfehlung zur Anwendung kann bisher aber noch nicht gegeben werden. Die routinemäßige Gabe von Immunglobulinen oder granulozytenkoloniestimulierendem Faktor (GCSF) kann nicht zur Pneumonieprävention empfohlen werden. Die Indikation zur Gabe von GCSF ist aber im Allgemeinen bei neutropenischen Patienten mit Granulozytenzahlen <1000/μl indiziert.

5.6

Impfungen

Pneumokokken gelten als häufigste Erreger außerhalb des Krankenhauses erworbener Pneumonien und zählen zu den häufigsten Erregern der nosokomialen Frühpneumonie (d. h. innerhalb der ersten 5 Tage nach Aufnahme ins Krankenhaus). Bei Krankenhauspneumonien nach mehr als 5 Tagen überwiegen zwar Enterobacteriaceae, S. aureus, Pseudomonaden und andere Nonfermenter, dennoch können auch hier Pneumokokken relevant sein. > Besondere Gefahr und damit die Indikation zur Pneumokokkenimpfung besteht für Personen mit folgenden Risikofaktoren: Alter über 65 Jahre, chronische kardiovaskuläre oder pulmonale Krankheiten, Diabetes mellitus, Niereninsuffizienz, Leberzirrhose, Alkoholabhängigkeit, Liquorfistel oder Immunsuppression durch stattgehabte Splenektomie, HIV-Infektion, Leukämie, Lymphome, Plasmozytom, metastasiertes Tumorleiden, Chemotherapie, Organtransplantation oder systemische Kortikosteroidtherapie.

Zur Impfung steht eine aktive, polysaccharidbasierte Vakzine zur Verfügung, die alle 5 Jahre aufgefrischt werden muss, da gegenüber Polysaccharidantigenen keine IgG-Antikörper mit Memoryfunktion gebildet werden. Da Kinder unter 2 Jahren eine ungenügende Immunantwort gegenüber Polysaccharidimpfstoffen zeigen, wird für diese Altersgruppe ein Konjugatimpfstoff empfohlen, bei dem die Polysaccharidantigene mit Proteinen gekoppelt sind; dieser Impfstoff umfasst allerdings weniger Pneumokokkenserogruppen als der reine Polysaccharidimpfstoff.

5.7

CDC-Empfehlungen

Bei den folgenden Guidelines handelt es sich um eine Auswahl von Empfehlungen der CDC zur Prävention der nosokomialen Pneumonie, mit Angabe des Evidenzgrads (Tablan et al. 2004).

5.7.1

Training des Personals und Einbindung in Infektionsprävention

Unterrichten Sie das medizinische Personal über die Epidemiologie und die Prävention von nosokomialen Pneumonien um sicherzustellen, dass Ihre Mitarbeiter über Kompetenz und Verantwortungsbewusstsein verfügen, um wirkungsvolle Präventionsmaßnahmen bei der Arbeit am Patienten zu implementieren (IA).

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I

Kapitel 5 · Pneumonien

5.7.2

Infektions- und mikrobiologische Überwachung (Surveillance)

1. Führen Sie laufende Überwachungsstatistiken über die Häufigkeit von nosokomialen Pneumonien bei Patienten, die ein hohes Risiko für bakterielle Pneumonien haben (z. B. beatmete Patienten). Auf diese Weise können Ausbrüche und Epidemien von Infektionen, sowie andere infektionsassoziierte Probleme erkannt werden. Die Überwachungsstatistiken sollten die ursächlichen Mikroorganismen und ihr antimikrobielles Empfindlichkeitssprektrum enthalten. Die Daten sollten nach Möglichkeit als Inzidenzdichte beschrieben werden (also Anzahl der Pneumonien je 1000 Beatmungstage). Sorgen Sie dafür, dass diese Daten dem Personal zugänglich sind, im Vergleich zu nationalen Referenzdaten (IB). 2. Ohne spezielle klinische oder epidemiologische Fragestellung sollen keine Routineüberwachungskulturen von Patienten oder Beatmungsmaterialien angelegt werden (II).

5.7.3

Prävention der Übertragung von Mikroorganismen

Sterilisierung oder Desinfektion von Materialien Reinigen Sie sorgfältig alle Materialien, die sterilisiert oder desinfiziert werden sollen (IA). Wenn von der Materialbeschaffenheit her möglich, sollte die Dampfautoklavierung bevorzugt werden. Die inneren Teile von Beatmungsgeräten müssen nicht routinemäßig sterilisiert oder desinfiziert werden.

Beatmungssysteme mit Filtern 1. Hinsichtlich der Prävention der Pneumonie bei mechanisch beatmeten Patienten kann keine Empfehlung für den vorzugsweisen Gebrauch von beheizten Befeuchtersystemen oder HME-Filtern gegeben werden (ungeklärte Frage, IB). 2. Wechsel der HME-Filter: 5 Wechseln Sie einen HME-Filter, wenn es zu mechanischen Fehlfunktionen kommt oder der Filter sichtbar verschmutzt ist (II). 5 Wechseln Sie HME-Filter nicht häufiger als alle 48 Stunden bei einem individuellen Patienten (II). 5 Wechseln Sie nicht routinemäßig (vorausgesetzt, es liegt keine sichtbare Verschmutzung oder Fehlfunktion vor) das Beatmungsschlauchsystem, das an einen HME-Filter angeschlossen ist, während ein Patient beatmet wird (II).

Narkosegeräte und Beatmungssysteme oder Kreisteile 1. Sterilisieren oder desinfizieren Sie nicht routinemäßig die internen Teile von Narkosegeräten (IB). 2. Zwischen dem Gebrauch bei verschiedenen Patienten sollen wiederverwendbare Teile des Beatmungssystems oder Kreisteils in Abstimmung mit den Herstellerangaben sterilisiert oder desinfiziert werden (z. B. Gesichtsmasken, Y-Stück, Beatmungsbeutel, Schläuche) (IB). 3. Es kann keine Empfehlung zur Häufigkeit des routinemäßigen Säuberns und Desinfizierens von unidirektionalen Ventilen und CO2-Absorbern gegeben werden (ungeklärte Frage).

Schlauchsysteme mit Befeuchtern

Übertragung zwischen Personen Standardmaßnahmen

1. Wechseln Sie nicht routinemäßig, beispielsweise anhand der Gebrauchsdauer, die Beatmungsschläuche, die Exspirationsventile und angeschlossenen Befeuchter, die bei einem individuellen Patienten in Gebrauch sind. Wechseln Sie die Materialien, wenn sie sichtbar verschmutzt sind oder eine mechanische Fehlfunktion auftritt (IA). 2. Kondenswasser im Schlauchsystem: 5 Leiten Sie das Kondenswasser in den Schläuchen in Wasserfallen ab und sorgen Sie dafür, dass das Kondenswasser nicht zum Patienten hinfließen kann (IB) 5 Ziehen Sie Handschuhe an, um diese Maßnahmen vorzunehmen (IB). 5 Desinfizieren Sie sich die Hände, nachdem Sie diese Maßnahmen vorgenommen haben und die Handschuhe ausgezogen haben (IA). 3. Benutzen Sie steriles (nicht destilliertes, unsteriles) Wasser, um Befeuchtersysteme zu füllen (II).

1. Dekontaminieren Sie Ihre Hände, indem Sie sie entweder mit einer antimikrobiellen Seife und Wasser waschen oder mit einer nicht antimikrobiell wirksamen Seife und Wasser, wenn die Hände sichtbar verschmutzt sind oder mit Materialien gearbeitet wurde, die mit Blut oder anderen Körperflüssigkeiten verschmutzt sind, bzw. mit einem alkoholischen Desinfektionsmittel, wenn die Hände nicht sichtbar verschmutzt sind. Die Händedesinfektion muss unabhängig davon erfolgen, ob zuvor Handschuhe getragen wurden oder nicht (IA). 2. Ziehen Sie Handschuhe an, wenn Sie respiratorisches Sekret berühren oder Gegenstände, die mit respiratorischem Sekret kontaminiert sind (IB). 3. Wechseln Sie die Handschuhe und desinfizieren Sie die Hände wie oben beschrieben zwischen dem Kontakt mit verschiedenen Patienten. Dasselbe gilt, wenn beim selben Patienten von einer kontaminierten Körperstelle zu einer anderen Körperstelle übergegangen wird (IA).

59

5.7 · CDC-Empfehlungen

4. Wenn vorausgesehen werden kann, dass es zum Verspritzen von respiratorischem Sekret oder anderen kontaminierten Flüssigkeiten kommt, soll zusätzlich zu den Handschuhen ein Schutzkittel getragen werden, der nach der Verunreinigung gewechselt wird oder bevor man zum nächsten Patienten übergeht (IB).

Absaugen von respiratorischem Sekret 1. Im Hinblick auf die Prävention von Pneumonien kann keine Empfehlung gegeben werden für den vorzugsweisen Gebrauch von entweder geschlossenen Absaugsystemen, die mehrmals verwendet werden können, oder offenem Absaugen mit Einmalkathetern (ungeklärte Frage). 2. Es kann keine Empfehlung gegeben werden für den vorzugsweisen Gebrauch von entweder sterilen oder lediglich sauberen Handschuhen, wenn endotracheal abgesaugt wird (ungeklärte Frage). 3. Es kann keine Empfehlung gegeben werden, wie oft routinemäßig geschlossene Absaugsysteme gewechselt werden müssen (ungeklärte Frage). 4. Wenn offen abgesaugt wird, soll ein steriler Katheter zum Einmalgebrauch verwendet werden (II). 5. Benutzen Sie ausschließlich sterile Flüssigkeit, um Katheter zu spülen, die wiederholt zum Absaugen beim Patienten verwendet werden (II).

5.7.4

Modifizierung des Infektionsrisikos

bei Personen, die in Pflegeheimen untergebracht sind (IA). 2. Benutzen Sie den 7-valenten Pneumokokken-Polysaccharidprotein-Konjugatimpfstoff bei Kindern unter 2 Jahren und bei Kindern im Alter von 24–59 Monaten, die ein erhöhtes Risiko für Pneumokokkenerkrankungen haben (beispielsweise Kinder mit Sichelzellkrankheit oder anderen Hämoglobinopathien oder Kinder mit funktioneller oder anatomischer Splenektomie, Kinder mit HIV-Infektion, Kinder mit chronischen Erkrankungen einschließlich chronischer kardialer oder pulmonaler Erkrankungen außer Asthma, Kinder mit Diabetes mellitus oder Liquorfistel). Ebenfalls geimpft werden sollen immunkompromittierte Kinder mit bösartigen Erkrankungen, chronischem Nierenversagen einschließlich des nephrotischen Syndroms, mit Chemotherapeutika immunsuppressiv behandelte Kinder einschließlich Langzeitsteroidgabe und Organempfänger (IB). 3. Es gibt keine Empfehlung für die routinemäßige Anwendung von granulozytenkoloniestimulierendem Faktor (GCSF) oder intravenösem Gammaglobulin für die Prävention von nosokomialen Pneumonien (ungeklärte Frage). 4. Es kann keine Empfehlung gemacht werden für die enterale routinemäßige Gabe von Glutamin zur Prävention der nosokomialen Pneumonie (ungeklärte Frage).

Prävention der Aspiration Stärkung der Immunabwehr Pneumokokkenimpfung 1. Impfen Sie Patienten mit hohem Risiko für schwere Pneumokokkeninfektionen. Verwenden Sie den 23valenten Pneumokokkenpolysaccharidimpfstoff bei Personen über 65 Jahren; bei Personen von 5–64 Jahren mit chronischen kardiovaskulären Erkrankungen, chronischen pulmonalen Erkrankungen (beispielsweise chronisch-obstruktiver Lungenerkrankung, COPD oder Emphysem, aber nicht Asthma), Diabetes mellitus, Alkoholismus, chronischen Lebererkrankungen, z. B. Zirrhose, oder Liquorfisteln; des Weiteren bei Personen von 5–64 Jahren mit funktioneller oder anatomischer Splenektomie; bei Personen von 5–64 Jahren, die in speziellen Umgebungen oder unter speziellen sozialen Gegebenheiten leben; bei immunkompromittierten Personen über 5 Jahren mit HIV-Infektion, Leukämie, Lymphom, Hodgkin-Lymphomen, Plasmozytom, generalisierten malignen Erkrankungen, chronischem Nierenversagen oder nephrotischem Syndrom oder anderen Faktoren, bei denen Immunsuppression auftritt (beispielsweise Organtransplantation, immunsuppressive Chemotherapie oder Langzeittherapie mit systemischen Kortikosteroiden) und

Sobald es die klinische Situation erlaubt, sollen Gegenstände wie beispielsweise Endotrachealtuben, Tracheostomata und/oder enterale Ernährungssonden vom Patienten entfernt werden (IB).

Endotracheale Intubation 1. Wenden Sie nichtinvasive Beatmung an, um die Dauer der endotrachealen Intubation so kurz wie möglich zu halten. 2. Wenn irgend möglich, soll die wiederholte endotracheale Intubation bei Patienten vermieden werden, die bereits mechanisch beatmet wurden (II). 3. Sofern keine medizinischen Gründe dagegen sprechen, sollte die orotracheale Intubation der nasotrachealen Intubation vorgezogen werden (IB). 4. Wenn machbar, benutzen Sie einen endotrachealen Tubus mit einem zusätzlichen dorsal gelegenen Lumen oberhalb der endotrachealen Blockermanschette, um subglottisches Sekret entweder kontinuierlich oder intermittierend absaugen zu können (II). 5. Bevor die Luft aus der Blockermanschette abgelassen wird, um einen endotrachealen Tubus zu entfernen oder die Lage zu korrigieren, muss das Sekret aus dem Mund und oberhalb der Blockermanschette sorgfältig abgesaugt werden (II).

5

60

I

Kapitel 5 · Pneumonien

Enterale Ernährung 1. Sofern keine medizinischen Kontraindikationen bestehen, soll das Kopfteil des Patientenbetts in einem Winkel von 30–45° angehoben werden, um das Risiko der Aspiration gering zu halten bei Personen, die mechanisch beatmet werden oder eine enterale Ernährungssonde haben (II). 2. Verifizieren Sie routinemäßig, dass die Ernährungssonde richtig liegt (IB). 3. Es kann keine Empfehlung gegeben werden für den vorzugsweisen Gebrauch von dünnlumigen Ernährungssonden für die enterale Ernährung (ungeklärte Frage). 4. Es kann keine Empfehlung gemacht werden, ob die enterale Ernährung vorzugsweise kontinuierlich oder intermittierend gegeben werden soll (ungeklärte Frage). 5. Es kann keine Empfehlung abgegeben werden, ob die Ernährungssonden distal des Pylorus liegen sollen, beispielsweise in Form von Jejunalsonden (ungeklärte Frage).

Oropharyngeale Kolonisation 1. Entwickeln Sie und implementieren Sie ein umfassendes Programm zur Mundpflege (entweder mit oder ohne antiseptischen Lösungen) für Patienten, die ein hohes Risiko für nosokomiale Pneumonien haben (II). 2. Es kann keine Empfehlung gegeben werden für den routinemäßigen Einsatz von Chlorhexidinspülungen, um nosokomiale Pneumonien bei allen Patienten zu vermeiden (II). Eine 0,12%ige Chlorhexidinglukonatspülung soll perioperativ bei kardiochirurgischen Patienten angewendet werden (II). 3. Es wird keine Empfehlung abgegeben zum routinemäßigen Einsatz von topischen Antibiotika zur Vermeidung der nosokomialen Pneumonie (ungeklärte Frage).

Gastrale Kolonisation 1. Es kann keine Empfehlung gegeben werden für den vorzugsweisen Gebrauch von Sucralfat, H2-Blockern oder Antazida als Stressblutungsprophylaxe im Hinblick auf die Prävention der Pneumonie (ungeklärte Frage). 2. Es kann keine Empfehlung gegeben werden für die routinemäßige Anwendung einer selektiven Darmdekontamination (ungeklärte Frage). 3. Es kann keine Empfehlung gegeben werden für die routinemäßige Ansäuerung der enteralen Ernährungslösung (ungeklärte Frage).

Prävention der postoperativen Pneumonie Leiten Sie schon präoperativ Patienten an, besonders dann, wenn sie ein hohes Risiko für Pneumonien haben, indem diese Patienten tief durchatmen sollen und so bald wie

möglich in der postoperativen Phase aufstehen und herumgehen sollen. Hohes Pneumonierisiko besteht für Patienten mit Operationen an der abdominellen Aorta, thorakalen oder Notfalloperationen, Patienten mit Allgemeinanästhesie, Patienten über 60 Jahre, Patienten mit Steroidtherapie, Alkoholiker, Raucher, Patienten mit neurologischen Schäden, erhöhtem Harnstoff oder Patienten, die mehr als 4 Blutkonserven präoperativ erhalten haben (IB).

5.7.5

Andere prophylaktische Maßnahmen

Gabe von antimikrobiellen Substanzen (außer SDD) 1. Es kann keine Empfehlung für oder gegen die routinemäßige Gabe von systemischen Antibiotika gegeben werden, um Pneumonien bei kritisch Kranken oder anderen beatmeten Patienten zu verhindern (ungeklärte Frage). 2. Es wird keine Empfehlung für oder gegen den planmäßigen Wechsel von Antibiotikasubstanzklassen gegeben, die routinemäßig zur empirischen Therapie bei Infektionsverdacht verwendet werden (ungeklärte Frage).

Kinetische Therapie Es kann keine Empfehlung für oder gegen die routinemäßige Anwendung einer kinetischen Therapie im Sinne eines kontinuierlichen seitlichen Lagerns der Patienten oder im Sinne eines Schwenkens der Patienten in speziellen Betten gegeben werden (ungeklärte Frage).

Literatur Alberti C, Brun-Buisson C, Burchardi H et al. (2002) Epidemiology of sepsis and infection in ICU patients from an international multicentre cohort study. Intensive Care Med 28: 108–121 Antonelli M, Conti G, Rocco M, Bufi M, De Blasi RA, Vivino G, Gasparetto A, Meduri GU (1998) A comparison of noninvasive positive-pressure ventilation and conventional mechanical ventilation in patients with acute respiratory failure. New Engl J Med 339: 429–435 Bowton DL (1999) Nosocomial pneumonia in the ICU − year 2000 and beyond. Chest 115: 28S–33S Cook D, Guyatt G, Marshall J et al. (1998a) A comparison of sucralfate and ranitidine for the prevention of upper gastrointestinal bleeding in patients requiring mechanical ventilation. New Engl J Med 339: 791–797 Cook DJ, Walter SD, Cook RJ et al. (1998b) Incidence of and risk factors for ventilator-associated pneumonia in critically ill patients. Ann Intern Med, 129: 433–440 Craven DE, Connolly MG, Lichtenberg DA, Primeau PJ, McCabe WR (1982) Contamination of mechanical ventilators with tubing changes every 24 or 48 hours. New Engl J Med 306: 1505–1509 De Jonge E, Schultz MJ, Spanjaard L, Bossuyt PPM, Vroom MB, Dankert J, Kesecioglu J (2003) Effects of selective decontamination of digestive tract on mortality and acquisition of resistant bacteria in intensive care: a randomised controlled trial. Lancet 362: 1011–1016

61 Literatur

DeRiso AJ, Ladowski JS, Dillon TA, Justice JW, Peterson AC (1996) Chlorhexidine gluconate 0.12% oral rinse reduces the incidence of total nosocomial respiratory infection and nonprophylactic systemic antibiotic use in patients undergoing heart surgery. Chest 109: 1556–1561 Drakulovic MB, Torres A, Bauer TT, Nicolas JM, Nogue S, Ferrer M (1999) Supine body position as a risk factor for nosocomial pneumonia in mechanically ventilated patients: a randomised trial. Lancet 354: 1851–1858 Estes RJ, Meduri GU (1995) The pathogenesis of ventilator-associated pneumonia: I. Mechanisms of bacterial transcolonization and airway inoculation. Intensive Care Med 21: 365–383 Ewig S, Torres A, El-Ebiary M, Fabregas N, Hernandez C, Gonzalez Nicolas JM, Soto L (1999) Bacterial colonization patterns in mechanically ventilated patients with traumatic and medical head injury. Incidence, risk factors, and association with ventilator-associated pneumonia. Am J Respir Crit Care Med 159: 188–198 Fagon JY, Chastre J, Domart Y, Trouillet JL, Pierre J, Darne C, Gibert C (1989) Nosocomial pneumonia in patients receiving continuous mechanical ventilation. Prospective analysis of 52 episodes with use of a protected specimen brush and quantitative culture techniques. Am Rev Respir Dis 139: 877–884 Fink JB, Krause SA, Barrett L, Schaaff D, Alex CG (1998) Extending ventilator circuit change interval beyond 2 days reduces the likelihood of ventilator-associated pneumonia. Chest 113: 405–411 Garner JS, Jarvis WR, Emori TG, Horan TC, Hughes JM (1988) CDC definitions for nosocomial infections. Am J Infect Control 16: 128–140 Gastmeier P, Geffers C, Koch J, Sohr D, Nassauer A, Daschner F, Rüden H (1999) Surveillance nosokomialer Infektionen: Das KrankenhausInfektions-Surveillance System (KISS). J Lab Med 23: 173–178 Geffers C, Zuschneid I, Sohr D, Rüden H, Gastmeier P (2004) Microbiological isolates associated with nosocomial infections in intensive care units: data of 274 intensive care units participating in the German Nosocomial Infections Surveillance System (KISS). Anästhesiol Intensivmed Notfallmed Schmerzther 39: 15–19 Hayon J, Figlioline C, Combes A, Trouillet JL, Kassis N, Dombret MC, Gibert C, Chastre J (2002) Role of serial routine microbiologic culture results in the initial management of ventilator-associated pneumonia. Am J Respir Crit Care Med 165: 41–46 Holzapfel L, Chevret S, Madinier G, Ohen F, Demingeon G, Coupry A, Chaudet M (1993) Influence of long-term oro- or nasotracheal intubation on nosocomial maxillary sinusitis and pneumonia: results of a prospective, randomized clinical trial. Crit Care Med 21: 1132– 1138 Johanson WG, Pierce AK, Sanford JP, Thomas GD (1972) Nosocomial respiratory infections with Gram-negative bacilli. The significance of colonization of the respiratory tract. Ann Intern Med 77: 701– 706 Kappstein I, Schulgen G, Beyer U, Geiger K, Schumacher M, Daschner F (1992) Prolongation of hospital stay and extra costs due to ventilator-associated pneumonia in an intensive care unit. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 11: 504–508 Kollef MH, Shapiro SD, Fraser VJ et al. (1995a) Mechanical ventilation with or without 7-day circuit changes. Ann Intern Med 123: 168–174 Kollef MH, Silver P, Murphy DM, Trovillon E (1995b) The effect of lateonset ventilator-associated pneumonia in determining patient mortality. Chest 108: 1655–1662 Krüger WA, Daschner F (2003) Beatmungsassoziierte Pneumonien. Diagnostik und Therapie. Anaesthesist 52: 265–296 Krueger WA, Lenhart F-P, Neeser G et al. (2002) Influence of combined intravenous and topical antibiotic prophylaxis on the incidence of infections, organ dysfunctions, and mortality in critically ill surgical patients. A prospective, stratified, randomized, double-blind, placebo-controlled clinical trial. Am J Respir Crit Care Med 166: 1029–1037

Langer M, Mosconi P, Cigada M, Mandelli M (1989) Long-term respiratory support and risk of pneumonia in critically ill patients. Intensive Care Unit Group of Infection Control. Am Rev Respir Dis 140: 302–305 Minei JP, Hawkins K, Moody B, Uchal LB, Joy K, Christensen LL, Haley RW (2000) Alternative case definitions of ventilator-associated pneumonia identify different patients in a surgical intensive care unit. Shock 14: 331–336 Murphy PM, Fitzgeorge RB, Barrett RF (1991) Viability and distribution of bacteria after passage through a circle anaesthetic system. Br J Anaesth 66: 300–304 Nathens AB, Marshall JC (1999) Selective decontamination of the digestive tract in surgical patients. Arch Surg 134: 170–176 Niederman MS (1994) An approach to empiric therapy of nosocomial pneumonia. Med Clin North Am 78: 1123–1141 Prod’hom G, Leuenberger P, Koerfer J et al. (1994) Nosocomial pneumonia in mechanically ventilated patients receiving antacid, ranitidine, or sucralfate as prophylaxis for stress ulcer. Ann Intern Med 120: 653–662 Richards MJ, Edwards JR, Culver DH, Gaynes RP (1999) Nosocomial infections in medical intensive care units in the United States. National Nosocomial Infections Surveillance System. Crit Care Med 27: 887– 892 Richards MJ, Edwards JR, Culver DH, Gaynes RP (2000) Nosocomial infections in combined medical-surgical intensive care units in the United States. Infect Control Hops Epidemiol 21: 510–515 Smulders K, van der Hoeven H, Weers-Pothoff I, Vandenbroucke-Grauls C (2002) A randomized clinical trial of intermittent subglottic secretion drainage in patients receiving mechanical ventilation. Chest 121: 858–862 Tablan OC, Anderson LJ, Besser R, Bridges C, Hajjeh R (2004) Guidelines for preventing health-care-associated pneumonia, 2003. Recommendations of CDC and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee. Morbid Mortal Wkly Rep 53: 1–36 Torres A, Carlet J (2001) Ventilator-associated pneumonia. European Task Force on ventilator-associated pneumonia. Eur Respir J 17: 1034–1045 Torres A, Aznar R, Gatell JM, Jimenez P, Gonzalez J, Ferrer A, Celis R, Rodriguez-Roisin R (1990) Incidence, risk, and prognosis factors of nosocomial pneumonia in mechanically ventilated patients. Am Rev Respir Dis 142: 523–528 Torres A, Gatell JM, Aznar E, El-Ebiary M, Puig de la Bellacasa J, Gonzalez J, Ferrer M, Rodriguez-Roisin R (1995) Re-intubation increases the risk of nosocomial pneumonia in patients needing mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med 152: 137–141 Valles J, Artigas A, Rello J, Bonsoms N, Fontanals D, Blanch L, Fernandez R, Baigorri F, Mestre J (1995) Continuous aspiration of subglottic secretions in preventing ventilator-associated pneumonia. Ann Intern Med 122: 179–186 Van Nieuwenhoven CA, Buskens E, van Tiel FH, Bonten MJM (2001) Relationship between methodological trial quality and the effects of selective digestive decontamination on pneumonia and mortality in critically ill patients. JAMA 286: 335–340 Vincent JL, Bihari DJ, Suter PM, Bruining HA, White J, Nicolas-Chanoin MH, Wolff M, Spencer RC, Hemmer M (1995) The prevalence of nosocomial infection in intensive care units in Europe. Results of the European Prevalence of Infection in Intensive Care (EPIC) Study. EPIC International Advisory Committee. JAMA 274: 639–644 Zack JE, Garrison T, Trovillion E, Clinkscale D, Coopersmith CM, Fraser VJ, Kollef MH (2002) Effect of an education program aimed at reducing the occurrence of ventilator-associated pneumonia. Crit Care Med 30: 2407–2412

5

62

1

Kapitel 1 · Was ist Psychotherapie, was ist Gesprächspsychotherapie?

6 Postoperative Wundinfektionen S.J. Harbarth 6.1

Pathogenese – 62

6.5

Auswirkungen und Kosten

6.6

Risikofaktoren – 71

6.1.1 Übertragungswege – 62 6.1.2 Manifestationen – 63 6.1.3 Wichtigste Faktoren – 63

6.6.1 Exogene Risikofaktoren

6.2

6.7

Klassifikation und Kriterien – 63

6.2.1 Wundkontaminationsklassen – 64 6.2.2 Kriterien – 64 6.2.3 Risikoindex des NNIS – 64

6.3

Häufigkeit – 66

6.3.1 Daten aus Deutschland – 67 6.3.2 US-amerikanische Daten – 67 6.3.3 Daten aus der Pädiatrie – 67

Prävention

– 72

6.8

Zusammenfassung und Ausblick

– 75

– 75

Erregerspektrum – 69

Infektionen gehören zu den häufigsten Todesursachen nach chirurgischen Eingriffen. Vor mehr als 60 Jahren schrieb ein Beobachter: »Es gab Zeiten im Krankenhaus, da sind alle chirurgischen Patienten verstorben. Eine Operation kam einer Exekution gleich.« Die Zeiten haben sich geändert, chirurgische Wundinfektionen nach Routineeingriffen lassen sich heutzutage in der großen Mehrzahl vermeiden, dank Asepsis und Fortschritten in der chirurgischen Technik. Im Folgenden werden die Grundsätze der Epidemiologie und Prävention von postoperativen Wundinfektionen entsprechend dem aktuellen Stand des Wissens präsentiert. Wichtigste Eckpfeiler zur Prävention von postoperativen Wundinfektionen sind: 4 saubere und aseptisch ausgeführte Operationstechnik, 4 Kontrolle endogener Risikofaktoren durch optimale OP-Vorbereitung, 4 Vermeidung exogener Kontaminationsquellen, 4 adäquate Antibiotikaprophylaxe.

6.1

– 71

6.7.1 Allgemeine Empfehlungen und Richtlinien – 72 6.7.2 Antibiotikaprophylaxe – 73 6.7.3 Neue Konzepte und spezielle Maßnahmen – 74

Literatur 6.4

– 70

Pathogenese

Postoperative Wundinfektionen entstehen als Folge des Eindringens pathogener Mikroorganismen in den Operati-

onssitus sowie der lokalen Vermehrung dieser zumeist bakteriellen Erreger. Lokale Mechanismen der Wirtsabwehr wie zum Beispiel das Einwandern von Phagozyten und die Aktivierung von Mastzellen mit proinflammatorischen Zytokinen führen zur Verhinderung einer klinisch sichtbaren Infektion nach mikrobieller Kontamination oder begrenzen deren lokale Verbreitung.

6.1.1

Übertragungswege

Alle chirurgischen Inzisionen sind potenziell mit Bakterien verunreinigt. Am häufigsten sind dies Keime, die zur endogenen Flora des Patienten gehören. Gemessen an der Gesamtzahl aller chirurgischen Eingriffe sind exogene Kontaminationen, ausgehend vom im OP anwesenden Personen und übertragen durch die Hände oder die Raumluft, heutzutage in der Minderzahl – wahrscheinlich liegt ihr Anteil unter 10% (White et al. 1992). Neuere Daten zur genauen Verteilung (Anteil endogener vs. exogener Infektionen) fehlen allerdings, da sie eine systematische Untersuchung der bakteriellen Besiedlung aller im OP anwesenden Mitarbeiter und Patienten mit anschließender molekularbiologischer Typisierung voraussetzt. Falls exogene Infektionsquellen auftreten, kann dies zu spektakulären Ausbrüchen mit seltenen Erregern führen (Astagneau et al. 2001a; Heinemann et al. 2004).

63

6.2 · Klassifikation und Kriterien

Das Verhältnis endogen/exogen variiert auch nach der Art der Chirurgie. Im Falle der chirurgischen Kategorie »sauber/kontaminiert« und »kontaminiert« (7 6.2) stammen die Mikroorganismen vor allem aus endogener Quelle, während exogene Quellen bei der Kategorie »sauber« eine größere Rolle spielen. Experimentelle und klinische Daten haben gezeigt, dass 24–48 Stunden nach der Operation die chirurgische Wunde in aller Regel genügend verschlossen ist, um exogenen Infektionsquellen widerstehen zu können. Aus diesem Grund nimmt man an, dass in den meisten Fällen Mikroorganismen zum Zeitpunkt der Operation in die Wunde gelangen.

6.1.2

Manifestationen

Die Manifestationen postoperativer Wundinfektionen reichen von einer asymptomatisch verlaufenden raschen Elimination der kontaminierenden Mikroorganismen über die lokale Hautrötung im Nahtbereich bis zur abszedierenden Weichteilinfektion mit möglicherweise systemischer Ausbreitung. Tritt die Infektion am Ort eines implantierten Fremdkörpers (z. B. Gelenkprothese) auf, wird die Effizienz der lokalen Immunantwort dadurch eingeschränkt, dass sich auf der Oberfläche des Fremdkörpers ein Biofilm bildet, in den Phagozyten schlecht penetrieren können (Ruef 2004). Durch den chirurgischen Einschnitt mit nachfolgender begrenzter Gewebsschädigung kommt es zu einer lokalen Entzündungsreaktion, die sowohl eine bakterielle Infektion fördern als auch ihr entgegenwirken kann. Die Wahrscheinlichkeit einer Infektion wird durch eine saubere Operationstechnik mit Entfernung von nekrotischem Gewebe und Vermeidung eines großen bakteriellen Inokulums vermindert (Holzheimer et al. 1997).

nen, über Nahtmaterial in den Operationssitus eingeführt, zu Infektionen von Gelenkprothesen führen.

Virulenz der Mikroorganismen Die Virulenz spielt eine große Rolle bei der Entstehung von Wundinfektionen. Je größer die Virulenz, umso höher die Wahrscheinlichkeit einer klinisch symptomatischen Infektion. Grosse Virulenz haben Streptokokken der Gruppe A (Streptococcus pyogenes), Exotoxin bildende S.-aureusStämme und gewisse Anaerobierstämme (z. B. Clostridium perfringens). Escherichia coli und andere gramnegative Bakterien bilden Endotoxine in ihrer Zellaußenwand, die wesentlich zur Virulenz dieser Mikroorganismen beitragen. Koagulasenegative Staphylokokken und Enterokokken haben dagegen nur eine begrenzte eigenständige Virulenz und sind daher häufig auf die Synergie anderer Bakterien oder eine schwache Wirtsabwehr angewiesen, um klinisch relevante Wundinfektionen auszulösen (Harbarth u. Uckay 2004).

Lokale Wundverhältnisse Eine dritte Einflussgröße, die zur Entstehung von Wundinfektionen beiträgt, ist die lokale Wundumgebung und ihr Metabolismus. Das vorhandene Hämoglobin wird zu eisenhaltigen Abbauprodukten degradiert, die guten Nährboden für bakterielles Wachstum liefern. Flüssigkeitsansammlungen und Ödeme behindern die Phagozytose. Devitalisiertes Gewebe oder Fremdkörper wie z. B. Nahtmaterial steigern die Wahrscheinlichkeit einer Wundinfektion. Elek und Conen (1957) demonstrierten als erste, dass Fadenmaterial die lokale Infektanfälligkeit deutlich erhöht, indem das notwendige Inokulum zur Verursachung einer lokalisierten Infektion um den Faktor 10.000 herabgesetzt wird.

Wirtsabwehr 6.1.3

Wichtigste Faktoren

Insgesamt sind 4 Faktoren entscheidend an der Pathogenese von Wundinfektionen beteiligt: 4 Menge und Konzentration des bakteriellen Inokulums, 4 Virulenz der Mikroorganismen, 4 lokale Wundverhältnisse (Nekrosen, Blutzufuhr), 4 Wirtsabwehr.

Die Wirtsabwehr und lokale Immunitätslage ist entscheidend an der Verhinderung von Wundinfektionen beteiligt. Erworbene oder angeborene Immunschwächen fördern das Entstehen von Wundinfektionen. Bluttransfusionen, kardiopulmonärer Bypass, Unterernährung, Hypoalbuminämie und Diabetes mellitus sind nichtphysiologische Zustände, die die Immunitätslage schwächen und Komplikationen wie z. B. postoperative Infektionen begünstigen (Daley et al. 1997).

Menge des bakteriellen Inokulums Krizek und Robson (1975) haben gezeigt, dass im Falle eines großen bakteriellen Inokulums mit mehr als 105 Mikroorganismen pro Gramm Körpergewebe das Infektionsrisiko rapide ansteigt (Krizek u. Robson 1975). Dies ist typischerweise der Fall bei Operationen im Bereich stark kontaminierter Gewebe (z. B. Peritonitis nach Dickdarmperforation). Eine wesentlich kleinere Menge von Bakterien ist bei Fremdkörperinfektionen notwendig. Bereits weniger als 100 Staphylokokken pro Gramm Körpergewebe kön-

6.2

Klassifikation und Kriterien

Chirurgische Eingriffe können sehr verschiedene Wundinfektionsrisiken mit sich bringen. Eine kosmetische Gesichtskorrektur hat ein deutlich geringeres Infektionsrisiko als eine Hemikolektomie bei einem älteren Patienten mit mehreren Grunderkrankungen. Notfalloperationen haben ebenfalls ein höheres Risiko als geplante Eingriffe. Es ist daher sinnvoll, eine Klassifizierung von chirurgischen Inzi-

6

64

I

Kapitel 6 · Postoperative Wundinfektionen

sionen nach Art und Kontaminationsgrad zu machen, um 4 Präventionsstrategien anzupassen und zu optimieren, 4 Wundinfektionsraten zu erfassen und vergleichbar zu machen, 4 Patienten über Infektionsrisiken aufzuklären.

6.2.1

Definition CDC-Einteilung der postoperativen Wundinfektion

Wundkontaminationsklassen

Eine der am längsten benutzten Klassifizierungen beruht auf Studien aus den 1960er Jahren, bei denen die Menge des bakteriellen Inokulums gemessen wurde, ohne andere patientenspezifische Risikofaktoren mit einzubeziehen. Vier verschiedene Wundkontaminationsklassen können unterschieden werden. Eingriffe der Klasse I weisen die niedrigste, diejenigen der Klasse IV die höchste Infektionsrate auf (. Tab. 6.1).

6.2.2

einem Kompromiss zwischen Sensitivität, Zuverlässigkeit und Anwendbarkeit (Horan et al. 1992). Sie werden weltweit angewandt und ermöglichen epidemiologische Erhebungen in verschiedenen Krankenhäusern und chirurgischen Teilfächern.

Kriterien

Die Diagnose einer postoperativen Wundinfektion kann schwierig sein und je nach Beobachter variieren. Typischerweise haben Chirurgen ein schwereres Erkrankungsbild zum Maßstab (Mindestvoraussetzung: Vorhandensein von Fieber und reichlich Eiter) verglichen zu Beobachtern außerhalb der Chirurgie, die epidemiologische Untersuchungen durchführen. Klar definierte und reproduzierbare Kriterien sind daher unabdingbar (Widmer u. Troillet 1999). Obwohl es Definitionen mit höherer Sensitivität gibt (Wilson et al. 1998), entsprechen die Definitionen der CDC

1. Die Infektion umfasst ausschließlich die Kutis und Subkutis (oberflächliche Infektion). 2. Die Infektion greift auf Faszien und Muskeln über (tiefe Wundinfektion). 3. Organbefall mit Beteiligung von Körperhöhlen (Infektion mit Organbeteiligung).

Die CDC-Definitionen chirurgischer Wundinfektionen sind einsehbar auf der Website des Nationalen Referenzzentrums für Surveillance von nosokomialen Infektionen und dem Robert Koch-Institut: http://www.rki.de oder http://www.nrz-hygiene.de. In . Tab. 6.2 findet sich eine Übersicht der zurzeit gebräuchlichen CDC-Definitionen von chirurgischen Wundinfektionen (7 auch Kap. 11).

6.2.3

Risikoindex des NNIS

Das amerikanische System zur Überwachung und Erfassung postoperativer Wundinfektionen (National Nosocomial Infection Surveillance System, NNIS) hat einen Risi-

. Tab. 6.1. Klassifizierung chirurgischer Wunden nach Kontaminationsgrad Klassifikation

Erklärung

Risiko von Wundinfektionen

Beispiele

I. Sauber (aseptisch)

Nichtinfiziertes OP-Gebiet, in dem keine Entzündung vorhanden ist und weder der Respirations-, Gastrointestinal- oder Urogenitaltrakt eröffnet werden. Keine Kontamination des OP-Gebiets durch ortständige Flora (außer oberflächliche Hautbesiedlung)

<2%

Hernien, Schilddrüse, Gefäße

II. Bedingt aseptisch (sauber/kontaminiert)

Eingriffe, bei denen Respirations-, Gastrointestinal- oder Urogenitaltrakt unter kontrollierten Bedingungen und ohne ungewöhnliche Kontamination eröffnet werden. Kontamination des OP-Gebiets durch Standortflora mit mäßig hoher Keimzahl

<10%

Magen, Galle, Leber, Pankreas, Oropharynx, Lunge, Geschlechtsorgane

III. Kontaminiert

Eingriffe mit erheblicher Kontamination des OP-Gebiets durch endogene Standortflora (z. B. Austritt von Darminhalt) oder exogene Erreger. Beinhaltet Eingriffe, bei denen eine akute, nichteitrige Entzündung vorhanden ist, sowie offene, frische Frakturwunden

5–20%

Offene, frische Fraktur bei Unfall in der Landwirtschaft. Eingriffe mit intraoperativer »Verletzung« der sterilen Kautelen

IV. Infiziert (schmutzig)

Eingriffe bei bereits vorhandener eitriger Infektion oder nach Perforation im Gastrointestinaltrakt. Massive Kontamination des OP-Gebiets durch endogene Standortflora

>20%

Perforation von Hohlorganen (Peritonitis). Alte traumatische Wunden mit devitalisiertem Gewebe

65

6.2 · Klassifikation und Kriterien

. Tab. 6.2. Definitionen chirurgischer Wundinfektionen. A: Auftreten einer Infektion innerhalb von 30 Tagen nach der Operation (bis 1 Jahr, wenn Implantat); B: Vorhandensein von mindestens einem der 3 in der Tabelle genannten Kriterien; C: Diagnose einer Infektion durch den Operateur oder behandelnden Arzt (Diagnose positiv, wenn folgende Kriterien erfüllt: A+B oder A+C oder A+B+C); 7 auch Kap. 11 Oberflächliche Wundinfektion (Kutis- und Subkutis)

Tiefe Infektion des Schnittes (erfasst Faszienschicht und Muskeln)

Organbefall (Körperhöhlen)

Eitrige Sekretion aus der oberflächlichen Inzision

Eitrige Sekretion aus der tiefen Inzision

Eitrige Sekretion aus einer tiefen Drainage

Erregerisolierung aus aseptisch entnommenem Material

Spontane Dehiszenz der tiefen Inzision oder Eröffnung durch den Operateur, wenn der Patient mindestens eines der folgenden Symptome hat: Fieber (>38°C), lokalisierten Schmerz oder Druckempfindlichkeit außer bei negativer Kultur

Erregerisolierung aus aseptisch entnommenem Material von Flüssigkeit oder Gewebe im eigentlichen Operationsgebiet (Organ/Körperhöhle)

Mindestens eines der Symptome Schmerz, Druckempfindlichkeit, lokalisierte Schwellung, Rötung oder Überwärmung und Eröffnung der Wunde durch den Operateur (außer bei negativer Kultur)

Abszess oder andere Anzeichen für eine Infektion, festgestellt bei direkter Untersuchung, während einer Reoperation oder bei histopathologischer oder radiologischer Untersuchung

Abszess oder andere Anzeichen für eine Organ-/Körperhöhleninfektion, festgestellt bei direkter Untersuchung, während einer Reoperation oder bei histopathologischer oder radiologischer Untersuchung

koindex entworfen, der zwar häufig diskutiert und kritisiert wird (Holzheimer et al. 1997; Roy et al. 2000; Wilson et al. 1998), aber einfach anzuwenden ist und als Referenz dienen kann, um Infektionsraten verschiedener Chirurgen und Krankenhäuser zu vergleichen (Brandt et al. 2004). Der NNIS-Risikoindex definiert die 4 Risikokategorien 0, 1, 2 und 3. Je ein Risikopunkt wird vergeben, wenn eines der folgenden Kriterien erfüllt ist (Culver et al. 1991): 4 Die Wunde entspricht der Wundklasse III oder IV (kontaminiert oder infiziert). 4 Der ASA-Score des Patienten ist größer als 2. 4 Die Operation hat länger gedauert als 75% der Operationen in der jeweiligen Eingriffsart. Die Infektionshäufigkeit steigt mit zunehmender Anzahl von Risikopunkten. Gemäß den Daten des französischen Wundinfektionsregisters (ISO-RAISIN), erhoben zwischen 1999 und 2002 für mehr als 386.149 Operationen mit insgesamt 6733 Wundinfektionen (1,7%), waren die Raten wie folgt (Grandbastien et al. 2004): NNIS-Index

Wundinfektionsrate (95% CI)

0

0,91 (0,87–0,95)

1

2,36 (2,27–2,44)

2

6,00 (5,70–6,33)

3

12,96 (11,56–14,50)

Die Definition des ASA-Scores ist allerdings einer subjektiven Einschätzung unterworfen und kann für Schwankungen zwischen verschiedenen Beobachtern sorgen. Der Vorteil ist hingegen, dass der ASA-Score in allen Anästhesieberichten enthalten ist, leicht erhoben werden kann und robust ist, d. h. keine komplexe Berechnung voraussetzt. Er besteht aus 5 verschiedenen Einstufungen (. Tab. 6.3).

Neben dieser präoperativen Risikoabschätzung spielt der Operationsverlauf eine wichtige Rolle bei der Entstehung von postoperativen Wundinfektionen. Dauert der Eingriff zu lange, steigt das Infektionsrisiko. Die Grenze für eine akzeptable Eingriffsdauer hängt von der Komplexität des Eingriffs ab (Ruef 2004). Aus den Daten des NNIS-Registers wurden für jede OP-Kategorie Richtwerte der Eingriffsdauer abgeleitet (. Tab. 6.4). Innerhalb dieser Richtwerte sind 75% aller Eingriffe beendet. Überschreitet die Eingriffsdauer diesen Wert »T« (in Stunden gemessen und jeweils auf die nächste volle Stunde aufgerundet), dann steigt das Infektionsrisiko beträchtlich. Zurzeit gibt es noch keine Alternative zum NNIS-Index für die häufigsten chirurgischen Eingriffe, obwohl dieser Index nur wenige potenzielle Risikofaktoren aufnimmt (7 6.6). Für manche spezielle Operationsarten oder andere postoperative Infektionen ist er allerdings zu ungenau und wird den vorhandenen Risiken nicht gerecht (Arozullah et al. 2001; Roy et al. 2000; Russo u. Spelman 2002). In Ländern mit sehr begrenzten Ressourcen ist der NNIS-Index ebenfalls nur eingeschränkt anwendbar (Campos et al. 2001).

. Tab. 6.3. ASA-Score der Amerikanischen Gesellschaft für Anästhesie Klasse

Präoperativer Zustand

1

Gesunder Patient

2

Geringgradige bis mittelschwere systemische Erkrankung

3

Schwere systemische Erkrankung

4

Schwere, lebensbedrohliche systemische Erkrankung

5

Moribunder Patient, der ohne Operation sofort versterben würde

6

66

I

Kapitel 6 · Postoperative Wundinfektionen

. Tab. 6.4. Grenzwert T (75. Perzentil) von wichtigen chirurgischen Eingriffen gemäß dem NNIS-System Kategorie des Eingriffs

T-Wert (Stunden)

Koronarer Bypass

5

Gallenwegs-, Leber oder Pankreasoperationen

4

Kraniotomie

4

HNO-Operationen

4

Kolonoperationen

3

Orthopädischer Eingriff mit Gelenkimplantat

3

Gefäßchirurgie

3

Abdominale Hysterektomie

2

Hernienoperation

2

Appendektomie

1

Extremitätenamputation

1

Sectio caesarea

1

Darüber hinaus haben sich die OP-Techniken in den letzten 20 Jahren erheblich verändert, vor allem durch Einführung von minimalinvasiven Techniken in der Abdominalchirurgie. Daher wurden bereits Modifikationen des NNIS-Risikoindex für Appendektomien, Magenoperationen, Cholezystektomien und Kolonoperationen eingeführt, stratifiziert nach der Art der OP-Durchführung (laparoskopisch vs. konventionell) (Gaynes et al. 2001).

6.3

Häufigkeit

Die systematische Erfassung, Datenanalyse und Rückmeldung (Surveillance) von Daten über die Häufigkeit postoperativer Wundinfektionen ist die Grundvoraussetzung zur Aufarbeitung und Vergleichbarkeit von Infektionsraten

verschiedener Chirurgen, Krankenhäuser oder sogar Länder (Coello et al. 2001; Mertens et al. 1994; Roy u. Perl 1997). Bis Anfang der 1990er Jahre hatten außer dem oft zitierten Beispiel USA nur wenige Länder ein nationales Überwachungssystem für die Inzidenz von nosokomialen Infektionen. Mittlerweile haben viele europäische Staaten die Bedeutung der Überwachung postoperativer Wundinfektionen wahrgenommen und gesundheitspolitische Weichenstellungen eingeleitet, sodass man nicht mehr allein auf US-amerikanische Datenbanken angewiesen ist (Brandt et al. 2004; Geubbels et al. 2000; Steinbrecher et al. 2002). In . Tab. 6.5 findet sich eine Auswahl nationaler Surveillancesysteme mit ihren Web-Adressen zum Vergleich und Studium aktueller Daten und Veröffentlichungen. Manche Länder haben sogar eine Meldepflicht eingeführt. England hat z. B. ab April 2004 eine obligatorische Meldepflicht für alle Wundinfektionen nach orthopädischen Eingriffen; dies ist auch für Frankreich in fortgeschrittener Planung. In den meisten Studien mit länger etablierter Erfassung (>3 Jahre) ist ein Surveillanceeffekt sichtbar – mit einem Trend zur Abnahme der Inzidenz von postoperativen Wundinfektionen (Cruse u. Foord 1980). Dies ist auch in Deutschland der Fall (. Tab. 6.6). Ausnahmen bestätigen die Regel. Mehrere Beobachtungsstudien zeigten, dass nach einem kurzen Beobachtungszeitraum von 2 Jahren noch kein Surveillanceeffekt zu beobachten war (Poulsen u. Jepsen 1995; Wilson et al. 1998). Der positive Effekt der kontinuierlichen Überwachung der Inzidenz postoperativer Wundinfektionen kann auf eine verbesserte Erfassung und Identifikation von Problembereichen zurückgeführt werden sowie auf einen »Beobachter-Effekt«. Dieses Phänomen tritt auf, sobald Mitarbeiter eine ständige Überwachung mit Feedback bemerken und daher die Qualität ihrer Tätigkeit verbessern. Im Folgenden werden wichtige epidemiologische Daten über die Häufigkeit und Verteilung von postoperativen

. Tab. 6.5. Auswahl wichtiger nationaler Surveillancesysteme zur Überwachung der Inzidenz postoperativer Wundinfektionen Land

Name

Internet-Adresse

Deutschland

Nationales Referenzzentrum für Surveillance von nosokomialen Infektionen (OP-KISS)

http://www.nrz-hygiene.de/surveillance/op.htm

England

Health Protection Agency, Nosocomial Infection National Surveillance Service

http://www.hpa.org.uk/infections/topics_az/

Frankreich

ISO-RAISIN (Infection du Site Opératoire, Réseau d’Alerte, d’Investigation et de Surveillance des Infections Nosocomiales)

http://www.invs.sante.fr/publications/2003/raisin_2002/index.html

Niederlande

Network for Prevention of Nosocomial Infections through Surveillance (PREZIES)

http://www.prezies.nl

Schottland

Scottish Surveillance of Healthcare Associated Infection Programme

http://www.show.scot.nhs.uk/scieh/infectious/hai/sshaip/ssi.htm

USA

National Nosocomial Infections Surveillance System (NNIS system)

http://www.cdc.gov/ncidod/

67

6.3 · Häufigkeit

. Tab. 6.6. Reduktion von postoperativen Wundinfektionen in bereits über 3 Jahre am OP-KISS beteiligten Krankenhäuser. Auswahl von 4 wichtigen Indikatoroperationen. (Nach Gastmeier et al. 2004) Operation

Anzahl der über 3 Jahre teilnehmenden Kliniken

Wundinfektionsraten im Verlauf der Teilnahme (%) 1. Jahr

2. Jahr

Reduktion (%)

3. Jahr

Cholezystektomie

25

1,6

1,1

1,3

14

Herniotomien

25

1,8

1,3

1,2

35

Hüftendoprothesen

11

1,6

1,4

0,9

42

Sectio caesarea

16

2,0

1,5

1,1

44

Wundinfektionen in Deutschland und Nordamerika präsentiert (für laparoskopische Eingriffe). Es gilt allerdings darauf hinzuweisen, dass trotz ähnlicher Definitionen die Methodik (vor allem Durchführung von »post-discharge surveillance«) unterschiedlich ist und daher für unterschiedliche Resultate in verschiedenen Abteilungen, Krankenhäusern oder Regionen sorgen kann (Mertens et al. 1994). ! Cave Die Nachbeobachtungsperiode (post-discharge surveillance) ist ein kritischer Aspekt der Überwachung, da zwischen 20 und 70% aller postoperativen Wundinfektionen sich erst nach Entlassung manifestieren (Avato u. Lai 2002; Holtz u. Wenzel 1992; Sands et al. 1996; Weiss et al. 1999). Die Nachbeobachtungsperiode sollte bei Eingriffen ohne Implantate mindestens 15 Tage betragen (Gastmeier et al. 2003; Olson u. Lee 1990); dies ist aber in der Routine wegen des relativ hohen Aufwandes oft nicht zu realisieren.

Follow-up-Methoden, um Infektionen nach Entlassung zu erfassen, beinhalten Wiedereinbestellung, Telephonanrufe beim Patienten, Kontaktaufnahme mit dem Hausarzt, Fragebögen für die Chirurgen und computergestützte Erfassungssysteme (Fanning et al. 1995; Manian u. Meyer 1997; Sands et al. 1999; Taylor et al. 2004; Taylor et al. 2003; Vilar-Compte et al. 2001).

6.3.1

Daten aus Deutschland

Das KISS-Erfassungssystem des Nationalen Referenzzentrums (NRZ) für Surveillance von nosokomialen Infektionen erfasst seit 1997 postoperative Wundinfektionen (OPKISS; 7 Kap. 11). Es konzentriert sich auf mehrere Indikatoroperationsarten, die häufig durchgeführt werden, und stratifiziert Patienten nach dem Risiko-Index des NNISSystems. Zurzeit werden Referenzdaten für 18 OP-Arten erstellt. Zur erleichterten Interpretation berechnet das NRZ für jede teilnehmende Abteilung die standardisierte Wundinfektionsrate pro ausgewählte OP-Art. In . Tab. 6.7 finden sich aktuelle Referenzdaten (Zeitraum: Januar 1997

bis Dezember 2003) von über 270 deutschen Abteilungen für diejenigen OP-Arten, für die mindestens 10.000 Operationen vorlagen oder für die Daten aus wenigstens 10 Kliniken ausgewertet werden konnten (Gastmeier et al. 2004). Die Referenzdaten werden alle 6 Monate aktualisiert; das aktuellste Update ist im Internet abrufbar auf der Website http://www.nrz-hygiene.de. Das KISS-System führte im Oktober 2002 eine Komponente für ambulant durchgeführte Operationen ein (AMBUKISS). Nach 15 Monaten Beobachtungszeitraum bestätigte sich, wie bereits in Frankreich gezeigt, dass nur wenige Wundinfektionen nach ambulanten Eingriffen diagnostiziert werden (. Tab. 6.8).

6.3.2

US-amerikanische Daten

Die NNIS-Daten werden seit über 20 Jahren erhoben und basieren auf einer multizentrischen Infektionserfassung in mehr als 300 US-amerikanischen Zentren. Die Daten werden jährlich veröffentlicht. Sie können auf dem Internet eingesehen und als Vergleichsmaßstab herangezogen werden (http://www.cdc.gov/ncidod/). In . Tab. 6.9 wird auf eine Untergruppe von OP-Arten eingegangen, die einen positiven Effekt auf die Infektionsraten hat, nämlich laparoskopische Eingriffe. Andere Überwachungssysteme haben noch keine großen Datensammlungen zu dieser neuen OP-Technik, und daher können die US-Daten hilfreich zum Vergleich herangezogen werden.

6.3.3

Daten aus der Pädiatrie

Wundinfektionen stellen auch in der Pädiatrie ein gravierendes Problem dar. Eine Einjahresstudie erfasste mehr als 600 operierte Kinder und fand, dass Wundinfektionen die wichtigste nosokomiale Infektion darstellten mit einer Rate von 2,5% (Bhattacharyya et al. 1993). Ein Bericht über nosokomiale Infektionen in der Kinderherzchirurgie dokumentierte, dass der größte Anteil an Infektionen (28%) die Wundinfektionen darstellten (Pollock et al. 1990).

6

68

I

Kapitel 6 · Postoperative Wundinfektionen

. Tab. 6.7. Postoperative Wundinfektionsraten für wichtige Indikatoroperationen (>10.000 Operationen oder mehr als 10 beteiligte Kliniken). Deutsches OP-KISS System, Berechnungszeitraum Januar 1997 bis Dezember 2003. (Nach Gastmeier et al. 2004) Operation

Abteilungen

OP-Zahl

Wundinfektionen

Infektionsrate (%) Gepoolter Mittelwert

25. Perzentil

Median

75. Perzentil

Appendektomie

45

18118

385

2,13

0,88

1,94

2,99

Endoskopische Cholezystektomie

63

27776

273

0,98

0,22

0,76

1,38

Konventionelle Cholezystektomie

43

5972

175

2,93

0

1,9

4,12

Herniotomie

64

32278

379

1,17

0,29

0,97

1,66

Kolonoperationen

52

15112

955

6,32

3,35

5,76

8,04

Koronare Bypassoperationen

9

16168

484

2,99

2,2

3,01

3,28

Gefäßchirurgische OP

30

12925

344

2,66

0,47

1,69

3,74

Venöses Stripping

13

4465

34

0,76

0

0,13

0,97

Eingriffe an der Schilddrüse

23

8159

32

0,39

0

0

0,78

Eingriffe am oberen Sprunggelenk

27

3496

73

2,09

0

1,3

2,19

Arthroskopische Kniegelenkseingriffe

32

26871

51

0,19

0

0,06

0,3

Knieendoprothese

48

18707

176

0,94

0,09

0,81

1,57

Hüftendoprothesen (Orthopädie)

31

30651

415

1,35

0,5

1,23

2,11

Hüftendoprothesen (Traumatologie)

77

25056

635

2,53

1,21

2,25

3,44

Eingriffe bei Oberschenkelhalsfraktur

33

5775

131

2,27

1,25

2,06

3,23

Sectio caesarea

53

32971

595

1,80

0,44

1,15

2,21

Hysterektomie, abdominell

37

9785

222

2,27

0

1,09

3,13

Eingriffe an der Mamma

28

12023

207

1,72

0,12

1,23

2,48

Eingriffe an der Niere

17

3556

159

4,47

0

1,42

3,53

Eingriffe an der Prostata

16

4054

158

3,9

0,67

2,02

6,33

. Tab. 6.8. Postoperative Wundinfektionsrate für ambulant durchgeführte operative Eingriffe (AMBU-KISS, Oktober 2002 bis Dezember 2003) OP-Art

Zentren

OP

Wundinfektionen

Infektionsrate (%) Gepoolter Mittelwert

25. Perzentil Median

75. Perzentil

Herniotomie

59

5296

31

0,59

0

0

0,75

Venöses Stripping

60

8126

30

0,37

0

0

0,21

Arthroskopische Kniegelenkeingriffe

57

14.221

10

0,07

0

0

0

. Tab. 6.9. Postoperative Wundinfektionsrate für rein laparoskopisch durchgeführte operative Eingriffe (NNIS-System, Januar 1992 bis Juni 2002, im Vergleich zu Daten des OP-KISS) OP-Art

Grenzwert T (h)

Cholezystektomie

2

NNIS

KISS

OP

Wundinfektionsrate (%)

OP

Wundinfektionsrate (%)

31762

0,44

27776

0,98

–

Kolonoperationen

3

666

2,55

Appendektomie

1

2604

0,73

Magenoperationen

3

494

1,01

– 2257

–

1,06 –

69

6.4 · Erregerspektrum

Allerdings gibt es keine einheitliche, nationale Überwachung für postoperative Wundinfektionen nach pädiatrischen Eingriffen. Daher sind wir auf Einzelstudien angewiesen, um die Epidemiologie in dieser besonderen Patientengruppe beschreiben zu können (Allpress et al. 2004; Davenport u. Doig 1993; Duque-Estrada et al. 2003; Horwitz et al. 1998; Uludag et al. 2000). Die genannten Studien wurden in Krankenhäusern der Maximalversorgungsstufe durchgeführt und benutzten eine prospektive Überwachung mit standardisierten Definitionen.Die Wundinfektionsrate schwankte im Schnitt zwischen 2% und 16%, mit einem mexikanischen Krankenhaus als »Outlier« (19%) (Porras-Hernandez et al. 2003).

6.4

Erregerspektrum

Die häufigsten Erreger von postoperativen Wundinfektionen sind Bakterien der Haut- und Darmflora des Patienten (Emori u. Gaynes 1993; Geubbels et al. 2000). Daher ist es nicht verwunderlich, dass Hautkeime wie S. aureus und koagulasenegative Staphylokokken sowie Enterobakterien und Enterokokken am häufigsten bei chirurgischen Wundinfektionen angetroffen werden. Man geht davon aus, dass diese im Moment der Hautinzision oder während der Operation in die Wunde gelangen. Die kürzlich veröffentlichten Daten des deutschen OP-KISSSystems bestätigen diese seit langem bekannte Erregerverteilung (. Tab. 6.10). Die endogene Flora außerhalb des direkten Operationsgebiets kann ebenfalls eine chirurgische Wundinfektion verursachen, sei es durch direkten Kontakt (Fehler in der Asepsis), hämatogen oder durch aerogene Übertragung. Diese Übertragungswege spielen vor allem dann eine Rolle, wenn Infektionen außerhalb des Operationsge-

bietes vorbestehen, wie z. B. bei einem Harnwegsinfekt oder einem Infekt der Luftwege. Von diesen Ausnahmen abgesehen sind jedoch chirurgische Wundinfektionen meist durch die endogene Flora im Operationsgebiet bedingt. Wie aus . Tab. 6.10 ersichtlich, verursachen grampositive Erreger die Mehrzahl aller postoperativen Wundinfektionen. Die Bedeutung von positiven Kulturen mit koagulasenegativen Staphylokokken wird allerdings kontrovers diskutiert, da es sich vor allem bei oberflächlichen Wundinfektionen nur um eine Besiedlung ohne pathologische Konsequenzen handeln kann. Vor kurzem wurde aus den USA von einem ansteigenden Trend von Infektionen durch S. aureus berichtet (Jernigan 2004). Daten des NNIS-Systems, erhoben zwischen 1992 und 2002, zeigen einen Anstieg des Anteils von Infektionen, die durch S. aureus verursacht wurden, von 16,6% (1992) auf 30,9% (2002). Dies ist hauptsächlich auf den Anstieg von MRSA-Infektionen zurückzuführen (Anstieg von 9,2% auf 49,3%, bezogen auf alle S.-aureus-Isolate) (Jernigan 2004). Ein ähnlicher Trend zeichnet sich leider auch in Deutschland ab: zwischen 1997 und 2002 stieg der Anteil von MRSA bezogen auf alle S.-aureus-Isolate bei Wundinfektionen von 0 auf 12% an (Robert Koch-Institut 2003). ! Cave Viren (z. B. Hepatitis, HIV) können zwar bei Operationen übertragen werden und nach einer Latenzzeit systemische Infektionen bei Patient oder Operateur verursachen. Sie sind allerdings nicht in der Lage, lokale Wundinfektionen zu verursachen.

In seltenen Fällen können Legionellen, Pilze oder atypische Mykobakterien zu Infektionen und Ausbrüchen führen (Astagneau et al. 2001b; Heinemann et al. 2004; Lowry et al. 1991; Parry et al. 2001; Weiss et al. 1999).

. Tab. 6.10. Mikrobiologie von postoperativen Wundinfektionen. Anteil der Erreger (%) nach chirurgischem Teilgebiet (OP-KISS, Januar 1997 bis Dezember 2002; Robert Koch-Institut 2003) Erreger

Allgemein- und Abdominalchirurgie

Geburtshilfe

Herzchirurgie

Traumatologie/Orthopädie

Anzahl Wundinfektionen

1790

452

531

1156

S. aureus

12,2

18,8

40,1

40,2

Enterokokken

12,6

6,9

8,9

11,2

E. coli

22,2

3,1

2,1

3,9

P. aeruginosa

4,2

0,7

2,1

2,9

Klebsiella spp.

3,5

0,7

0,9

1,2

Koagulasenegative Staphylokokken

4,4

10,0

21,8

20,2

Enterobacter spp.

3,1

0,7

3,8

2,3

Streptokokken

4,8

6,4

1,9

5,7

Die Summe muss nicht 100% ergeben, weil nur die häufigsten Erregerspezies gezeigt werden und häufig polymikrobielle Infektionen vorliegen.

6

70

I

Kapitel 6 · Postoperative Wundinfektionen

Der wohl spektakulärste Fall von Wundinfektionen mit atypischen Erregern wurde aus Frankreich berichtet, wo es zu einem großen Ausbruch von Mycobacterium-xenopi-Spinalkanalinfektionen kam (Astagneau et al. 2001a). Im Juni 1993 wurden die ersten Fälle von M.-xenopi-Infektionen bei Patienten nach Bandscheibenoperationen bekannt; bei der daraufhin eingeleiteten epidemiologischen Untersuchung (1989–1993) wurden 9 M.-xenopi-Infektionen entdeckt. Die hygienische Praxis in der betroffenen Privatklinik wurde retrospektiv beurteilt. Es wurde festgestellt, dass innerhalb von 3 Stunden 3–12 perkutane Nukleotomien nacheinander mit demselben Nukleotom durchgeführt wurden. Nach Benutzung wurde das Nukleotom mit Trinkwasser gereinigt, mit PVP-Jod-Lösung gebürstet, in einer 10%igen Glutaraldehydlösung 10 min eingelegt, mit unsterilem Trinkwasser gespült und dann trocken geschüttelt, bevor es für den nächsten Patienten gelagert wurde. Mikrochirurgische Instrumente wurden sterilisiert, aber gelegentlich auch wie oben beschrieben behandelt. M. xenopi wurde in hohen Konzentration (>500 KBE/l) aus dem Wassersystem der Klinik isoliert. Das Aufbereitungssystem der Klinik wurde unverzüglich umgestellt und die Klinik gebeten, ihre Patienten über das potenzielle Risiko zu informieren. Das führte zu keinen weiteren Fällen, aber über andere Kliniken wurden weitere Fälle identifiziert. Deshalb starteten 1997 (im Zusammenhang mit dem Prozess gegen die Klinik) die Medien eine nationale Kampagne zum Auffinden weiterer Fälle. Insgesamt wurden 36 definitive, 13 wahrscheinliche und 9 mögliche Fälle gefunden. Diese Epidemie hatte letztlich gravierende Auswirkungen auf die Surveillance von postoperativen Infektionen in Frankreich. Sie hat dazu geführt, dass 1999 in Frankreich ein neues Gesetz eingeführt wurde, das die Infektionskontrolle auf alle Einrichtungen des Gesundheitswesens ausdehnt. Außerdem wurden neue Empfehlungen für die Aufbereitung von chirurgischen Instrumenten und Endoskopen herausgegeben.

6.5

Auswirkungen und Kosten

Postoperative Wundinfektionen können sich auf die Morbidität der Patienten auswirken, die Krankenhausaufenthaltsdauer verlängern und bei gravierenden Infektionen sogar die Letalität erhöhen. Eine französische Studie beobachtete z. B. 38.973 chirurgische Patienten, von denen 1344 (3,4%) eine Infektion entwickelten; 38% aller Todesfälle bei Patienten mit einer Wundinfektion (n=78) waren kausal auf diese zurückzuführen (Astagneau et al. 2001b). Eine vor kurzem veröffentlichte Studie analysierte die Prognose von 286 Patienten mit Wundinfektionen durch S. aureus (Engemann et al. 2003). Die Letalität von MRSAWundinfektionen war 3,6fach erhöht verglichen mit MSSAWundinfektionen. Nach multivariater Analyse waren MRSA-Wundinfektionen mit einem erhöhten Sterblichkeitsrisiko verbunden verglichen mit der Kontrollgruppe. > Postoperative Wundinfektionen beanspruchen medizinische Ressourcen, verlängern die Krankenhausverweildauer in erheblichem Maße und sind somit ein wichtiger Kostenfaktor (Perencevich et al. 2003; Reilly et al. 2001).

Verschiedene Studien haben diesen Effekt untersucht. Je nach Studiendesign und Patientenpopulation ergaben sich dabei unterschiedliche Verlängerungen der Verweildauer (. Tab. 6.11). Es muss allerdings erwähnt werden, dass das häufig angewandte Studiendesign der »matched case-control study« (Fallkontrollstudie) dazu neigt, die Verlängerung des Krankenhausaufenthaltes und damit verbundene Kosten zu überschätzen (Asensio u. Torres 1999; Delgado-Rodriguez

. Tab. 6.11. Verlängerung der Krankenhausverweildauer, verursacht durch postoperative Wundinfektionen (Daten verschiedener Einzelstudien) Studie

Jahr

Land

Abteilung

Zusätzliche Krankenhaustage

Green et al. 1982

1982

Israel

Verschiedene OP-Arten

11,9

Nelson u. Dries 1986

1986

USA

Herzchirurgie

16,7

Boyce et al. 1990

1990

USA

Herzchirurgie

18,5

Vegas et al. 1993

1993

Spanien

Allgemeinchirurgie

12,6–14,3

Coello et al. 1993

1993

England

Verschiedene OP-Arten

8,2

Poulsen et al. 1994

1994

Dänemark

Allgemeinchirurgie

5,7

Taylor et al. 1995

1995

Kanada

Verschiedene OP-Arten

Delgado-Rodriguez et al. 1997

1997

Spanien

Allgemeinchirurgie

Zoutman et al. 1998

1998

Kanada

Verschiedene OP-Arten

Kirkland et al. 1999

1999

USA

Allgemeinchirurgie

Asensio u. Torres 1999

1999

Spanien

Herzchirurgie

Merle et al. 2000

2000

Frankreich

Abdominalchirurgie

Schulgen et al. 2000

2000

Deutschland

Verschiedene OP-Arten

9,8–11,5

Hollenbeak et al. 2000

2000

USA

Herzchirurgie

20

Whitehouse et al. 2002

2002

USA

Orthopädie

15

Zhan u. Miller 2003

2003

USA

Verschiedene OP-Arten

19,5 8,4 10,2 6,5 14,3 7,2

9,4

71

6.6 · Risikofaktoren

et al. 1997; Hollenbeak et al. 2002; Schulgen et al. 2000). Inzwischen gibt es bessere Methoden zur Ermittlung der Konsequenzen von nosokomialen Infektionen, z. B. die »Zeit-bis-Ereignis-Analyse« (Samore u. Harbarth 2004). Sie sind in einer wegweisenden Übersichtarbeit nachzulesen (Schulgen et al. 2000).

6.6

Risikofaktoren

Eine Vielzahl von Faktoren beeinflusst die postoperative Wundinfektionsrate, deren Bedeutung für die Prävention im Einzelnen unterschiedlich ist. Neben den bereits unter 7 6.2 genannten Risikofaktoren, die in die Berechnung des NNIS-Index eingehen, gibt es noch andere wichtige Variablen, die das Risiko einer Wundinfektion beeinflussen (. Abb. 6.1). Die wichtigsten endogenen Risikofaktoren beinhalten das Alter des Patienten, das Vorliegen eines schlecht eingestellten Diabetes mellitus, onkologische Grunderkrankungen, Adipositas oder Mangelernährung mit Albuminmangel, Tabakkonsum, die Hautbesiedlung mit S. aureus, das Vorliegen einer Infektion in einem anderen Organ zum Zeitpunkt der Operation, chronische Hautkrankheiten sowie die Einnahme von Kortison oder andere Immunsuppressiva (Braga et al. 1988; Kluytmans et al. 1997; MacKenzie u. Charlson 1988; Platt et al. 1992). > Das Infektrisiko ist umgekehrt proportional zur Immunabwehr des Patienten. Nur eine Minderheit der endogenen Risikofaktoren kann unmittelbar vor einer Operation beeinflusst werden.

Unabhängig vom Vorhandensein anderer Risikofaktoren erhöht ein langer präoperativer Krankenhausaufenthalt ebenfalls das Risiko postoperativer Wundinfektionen. Cruse und Foord (1980) zeigten in ihrer Studie, dass das Wundinfektionsrisiko bei den am Vortag des Eingriffs hos-

pitalisierten Patienten 1,1% betrug; dieses Risiko verdoppelte sich mit jeder Woche zusätzlicher präoperativer Hospitalisation. Die Gründe dafür sind nicht eindeutig geklärt. Die lange Verweildauer vor einer Operation ist dabei eher als »Surrogat-Marker« zu sehen, stellvertretend für andere Risikofaktoren wie z. B. die Kolonisation mit nosokomialen Keimen, invasive diagnostische Abklärungen sowie die Therapie mit verschiedenen immunschwächenden Medikamenten (z. B. Steroide). Interessanterweise gibt es keine Interventionsstudie, die eindeutig bewiesen hat, dass eine Verminderung der präoperativen Hospitalisationsdauer mit einer Reduktion der Infektionsrate einhergeht. > Trotzdem empfiehlt man den präoperativen Krankenhausaufenthalt auf ein Minimum zu reduzieren. Idealerweise sollten Patienten für elektive chirurgische Eingriffe weniger als 24 Stunden vor der Operation stationär aufgenommen werden.

6.6.1

Exogene Risikofaktoren

Exogene Risikofaktoren sind potenziell beeinflussbar. Die wichtigste exogene Einflussvariable für die postoperative Wundinfektion bleibt der Chirurg selbst. Seine Erfahrung, Disziplin und Operationstechnik beeinflussen entscheidend die postoperative Wundinfektionsrate. Mehrere Studien haben gezeigt, dass die Wahrscheinlichkeit von Infektionen umso größer wird, je kleiner das Operationsvolumen eines Chirurgen ist (dies trifft vor allem für große, nicht täglich durchgeführte Eingriffe zu). Umgekehrt nimmt mit der zunehmenden Häufigkeit eines durchgeführten chirurgischen Eingriffs die relative Häufigkeit postoperativer Infektionen ab (Cochrane u. Kestle 2003). Die Routine bei der Durchführung des Eingriffs erklärt teilweise diesen Zusammenhang. Dies kann jedoch nicht auf alle Chirurgen bezogen werden, da nach einer gewissen Lernkurve die Professionalität in der Durchführung eines

. Abb. 6.1. Wichtige Einflussgrößen beim nosokomialen Wundinfektionsrisiko

6

72

I

Kapitel 6 · Postoperative Wundinfektionen

chirurgischen Eingriffes nicht mehr nur von der Häufigkeit des durchgeführten Eingriffs abhängt. Im Gegensatz zum Chirurgen spielen bauliche Verhältnisse innerhalb und außerhalb des OP-Saals eher eine untergeordnete Rolle. Die von manchen Kollegen vertretene Ansicht, dass getrennte OP-Säle für »septische« Eingriffe unabdingbar sind, kann durchaus angezweifelt werden (Hauer et al. 2002). Überspitzt ausgedrückt: Ein erfahrener und versierter Chirurg wird auch in einem baulich mangelhaften Operationstrakt ohne Trennung aseptischer und septischer Operationssäle ohne Probleme eine akzeptable Wundinfektionsrate aufweisen können (7 Kap. 22). Besonders erwähnenswert sind neben der Erfahrung des Chirurgen und seiner Operationstechnik die folgenden prä-, intra- oder postoperativen Elemente (Parry et al. 2001): 4 Kolonisation des Patienten mit Problemkeimen (z. B. MRSA); 4 Hautinfektionen oder andere unbehandelte Infektionen des Personals; 4 mögliche aerogene Keimübertragung vor allem bei orthopädischen Eingriffen; 4 Abkühlung des Patienten während des Eingriffes; 4 OP-Dauer (NNIS-Index); 4 allgemeine Hygienedisziplin im OP-Saal (z. B. Vermeiden von möglichen Kontaminationen des OP-Gebietes durch künstliche Fingernägel der OP-Schwester). Der Zeitpunkt der präoperativen Rasur beeinflußt das Risiko postoperativer Wundinfektionen. Mehrere Studien haben gezeigt, dass die Wundinfektionsrate bei Entfernung der Haare am Vortag mit einem Einmalrasierer von Hand gegenüber der elektrischen Rasur oder einer chemischen Epilation am OP-Tag erhöht ist (Cruse u. Foord 1980). Elektronenmikroskopische Aufnahmen nach der Rasur konnten schwerwiegende traumatische Hautveränderungen nachweisen, die den Austritt der residenten Flora bzw. das Wachstum von exogenen Erregern begünstigen. Die Haarentfernung unmittelbar vor der Inzision war in einer Studie von Seropian und Reynolds (1971) mit deutlich verminderter Wundinfektionsrate assoziiert. Noch bessere Resultate werden durch Clipping der Haare oder Enthaarungscremes erzielt (Cruse u. Foord 1980). Schlechte Organisation und mangelhafte Abläufe vor dem oder im OP-Saal können ebenfalls Einfluss auf die Infektionsrate haben. Bestes Beispiel hierfür ist die zu späte Gabe der Antibiotikaprophylaxe oder das Vergessen des Handschuhwechsels bei lang andauernden Eingriffen mit perforierten Handschuhen. Je nach Operationsart und speziellen Patienten (z. B. Neonatologie, Intensivmedizin, Transplantationschirurgie) können noch weitere spezifische Risikofaktoren die Entstehung von Wundinfektionen begünstigen. Hierzu sei auf einschlägige Artikel verwiesen, die auf spezielle Patientengruppen genauer eingehen (Stafford u. Weigelt 2002).

6.7

Prävention

Eine der großen Unklarheiten im Bereich der Prävention von nosokomialen Infektionen bleibt die Frage ihrer potenziellen Vermeidbarkeit (Harbarth et al. 2003). Für chirurgische Wundinfektionen gibt es dafür unterschiedliche Angaben, allerdings kann man annehmen, dass unter Routinebedingungen zwischen 5 und 30% aller Wundinfektionen potenziell vermeidbar sind – bei optimaler Vorbereitung des Patienten und sorgfältiger Operationstechnik. In einer spanischen Studie wurde die Vermeidbarkeitsrate für Operationen mit einem NNIS-Risiko-Index von 0 auf 20% und für einen Risikoindex von 1 auf 15% geschätzt (Rossello-Urgell et al. 2004). Im Bereich der »sauberen Eingriffe« kann dieser Anteil an vermeidbaren Infektionen durchaus höher liegen (Herruzo-Cabrera et al. 2004).

6.7.1

Allgemeine Empfehlungen und Richtlinien

In Deutschland ist in der Krankenhaushygiene bis vor kurzem viel Wert auf die Umgebungshygiene im OP-Trakt gelegt worden. Diese Hygienemaßnahmen sind häufig nicht mit solider Evidenz abgesichert und können unnötige Mehrkosten verursachen (Hauer et al. 2002). Zum Beispiel ist es nicht sinnvoll, teure dreistufig filternde raumlufttechnische Anlagen für OP-Säle zu empfehlen, die nur für kleinere Eingriffe ohne Implantatchirurgie benutzt werden (7 Kap. 17). Daher erscheint es an dieser Stelle sinnvoll, zuerst diejenigen Maßnahmen vorzustellen, die bewiesenermaßen einen positiven Effekt auf die postoperative Wundinfektionsrate haben können. In einer sehr ausführlichen Guideline der CDC kann man dies im Detail nachlesen (Mangram et al. 1999; http://www.cdc.gov), eine deutsche Kurzfassung mit wichtigen Anmerkungen wurde ebenfalls vor kurzem veröffentlicht (Geffers et al. 2001). Die entsprechenden Empfehlungen des RKI können in Internet abgerufen werden (http://www.rki.de). Zusammenfassend werden in . Tab. 6.12 die zentralen Präventionsmaßnahmen vor, während und nach einem operativen Eingriff dargestellt. Die Präventionsmaßnahmen können in 3 Kategorien eingeteilt werden: 4 Verringern der Infektanfälligkeit und beeinflussbarer endogener Risikofaktoren des Patienten; 4 Minimieren der lokalen Risikofaktoren durch Anwendung der besten chirurgischen Technik; 4 Verminderung der mikrobiellen Kolonisation des Operationsgebietes. > Die Händehygiene bleibt ein zentraler Bestandteil der Prävention, auch im OP. Alkoholhaltige und seifenhaltige Händedesinfektionsmittel sind hier prinzipiell gleichwertig (Parienti et al. 2002).

73

6.7 · Prävention

. Tab. 6.12. Maßnahmen zur Vermeidung postoperativer Wundinfektionen Präoperative Phase

Intraoperative Phase

Postoperative Phase

Behandlung vorbestehender, systemischer Infektionen

Verkürzung der Eingriffsdauer

Steriler Verband während der ersten 48 Stunden

Keine systematische Haarentfernung. Falls nötig: adäquate Haarentfernung ohne Rasur mit elektrischem Clipper, kurz vor der Operation

Falls möglich, Benützung laparoskopischer Eingriffstechniken

Sterile Technik bei Verbandwechsel

Adäquate perioperative Antibiotikaprophylaxe

Adäquate OP-Belüftung (und Filterung der Zuluft) mit Überdruck und geschlossenen Türen

Entfernung von Drainagen so rasch wie möglich

Bei Kolon- und Ösophaguseingriffen: orale digestive Dekontamination mit nichtresorbierbaren Antibiotika

Sterile Abdeckung des Operationsfeldes (Inzisionsfolien bringen keine Vorteile)

Keine Verlängerung der Antibiotikaprophylaxe >24 h

Chirurgische Händedesinfektion für 3–4 min

Atraumatische Operationstechnik mit rascher Blutstillung

Adäquate Aufbereitung und Sterilisation der Instrumente

Sterile Handschuhe und Schürze

Rasche Extubation

Evidenzbasiert

Common Sense, allgemein anwendbar und sinnvoll (aber begrenzte Evidenz) Möglichst kurze Dauer der präoperativen Hospitalisation

Weitere Schutzmaßnahmen für OP-Team: Maske und Kopfbedeckung (evtl. Brille)

Händedesinfektion vor und nach Verbandswechsel

Bei sichtbarer Verschmutzung Bürsten der Fingernägel des Chirurgen

OP-Saal mit »Laminar-Air-Flow« für orthopädische Implantatchirurgie

Reinigung und Desinfektion von stark kontaminierten OP-Flächen

Hautdesinfektion kurz vor der Operation Ablegen von künstlichen Fingernägeln und Ringen Evidenzbasiert, (noch) nicht generell angewandt Optimierte Glukosekontrolle bei Diabetes mellitus zur Vermeidung von Hyperglykämien

Körpererwärmung zum Vermeiden von starker Unterkühlung

Surveillance der Rate postoperativer Wundinfektionen mit Feedback an die Chirurgen

Präoperative Elimination von nasaler S.-aureusBesiedlung

Intraoperative Nachdosierung der Antibiotikaprophylaxe bei verlängerter Operation

Verzögerte Primärnaht oder offene Wundheilung bei starker Kontamination

Kein Tabakkonsum während eines Monats vor elektivem Eingriff

Ausschluss von OP-Personal mit unbehandelten Hautwunden

Wunddrainage durch vom Schnitt entfernte separate Inzision in geschlossene Absaugsysteme Rasche Entfernung von Blasen- und Venenkathetern

Ungeklärte Maßnahmen mit Bedarf weiterer Studien Verringerung oder Unterbrechung von Steroidmedikamenten

Zusätzliche perioperative Gewebeoxygenierung

Albumingabe und Aufbaupräparate zur Verbesserung des Ernährungsstatus

Handschuhwechsel alle 2–3 h bei verlängerter Operationsdauer oder Wechsel des OP-Gebiets

6.7.2

Antibiotikaprophylaxe

Ziel der perioperativen Antibiotikaprophylaxe ist die Eradikation der die Operationswunde kontaminierenden Erreger, sei es durch direkte Abtötung oder aber durch Verzögerung des Wachstums von Mikroorganismen, wodurch die Effizienz der körpereigenen Abwehrmechanismen gesteigert werden kann. Die Indikation für eine perioperative Antibiotikaprophylaxe erstreckt sich auf alle Eingriffe mit

Notwendige Verbandsdauer nach Primärnaht und Zeitpunkt der ersten Dusche unklar

erhöhtem Infektionsrisiko sowie solche, bei denen ein Wundinfekt trotz tiefem Risiko katastrophale Folgen für den Patienten hätte. Zur ersten Gruppe gehören alle sauber kontaminierten Eingriffe, d. h. Eingriffe, bei denen ein Hohlorgan unter kontrollierten Bedingungen eröffnet wird. > Bei kontaminierten Wunden ist demgegenüber eine präemptive Antibiotikatherapie – nicht eine Prophylaxe – indiziert.

6

74

I

Kapitel 6 · Postoperative Wundinfektionen

Zur zweiten Gruppe mit gesicherter Indikation für eine perioperative Antibiotikaprophylaxe gehören alle Eingriffe, bei denen Fremdmaterial implantiert wird, sowie Operationen an Organen, bei denen eine Infektion mit hoher Morbidität verbunden ist (z. B. Neurochirurgie, Herzchirurgie). Die Indikation für eine perioperative Antibiotikaprophylaxe bei kleineren sauberen Eingriffen ohne Implantat (z. B. Mammachirurgie) bleibt umstritten (Knight et al. 2001; Platt et al. 1992). Die Auswahl der Substanz ist einfach, wenn man sich an veröffentlichte Empfehlungen hält. Cephalosporine der ersten (Cefazolin) oder zweiten Generation (Cefuroxim, Cefoxitin) sind wegen des Erregerspektrums und der niedrigen Nebenwirkungsrate die am häufigsten empfohlene Substanzklasse. Antibiotika mit einem sehr breiten Wirkspektrum haben hier keinen Platz, weil es nicht Ziel der Antibiotikaprophylaxe ist, alle (theoretisch) existierenden Wundkeime zu eliminieren. Die Prophylaxe sollte vor allem wirksam sein gegen die am häufigsten isolierten Bakterien. Der Einsatz von Vancomycin in Krankenhäusern mit endemisch auftretenden MRSA bleibt umstritten und sollte erwogen werden, falls eine hohe Rate an MRSA-Wundinfektionen identifiziert wird (Zanetti et al. 2001b). Die Bedeutung des korrekten Zeitpunkts der Antibiotikaprophylaxe (innerhalb von 2 Stunden vor der Inzision) ist experimentell und klinisch gut belegt. Die Studie von Classen et al. (1992) bestätigte die Vermutung, dass das Vorhandensein wirksamer Blut- und Gewebespiegel während des Eingriffs zentrale Bedeutung hat. Am besten hat sich das Vorgehen bewährt, die Antibiotikaprophylaxe bei Einleitung der Anästhesie zu verabreichen. Bei lang andauernden Eingriffen (>3 h) ist eine zusätzliche intraoperative Antibiotikadosis von Vorteil (Zanetti et al. 2001a). In der Regel genügt die einmalige Gabe der Antibiotikaprophylaxe (Dellinger 1996). Die Verlängerung der Antibiotikaprophylaxe auf >24 Stunden nach der Operation bringt keinen zusätzlichen Nutzen und erhöht nur die Gefahr der Resistenzentwicklung (Harbarth et al. 2000).

Auf einen Nenner gebracht bedeutet Abtibiotikaprophylaxe: 5 richtiges Timing (zeitgerecht) 5 richtige Dosierung (therapeutische Dosis) 5 vernünftiges Spektrum (i. d. R. Cephalosporin der ersten oder zweiten Generation) 5 keine unnötige Verlängerung nach der OP

6.7.3

Neue Konzepte und spezielle Maßnahmen

Normothermie Perioperative Hypothermie kann die Wundheilung verzögern und prädisponiert zu Wundinfektionen. Hypothermie scheint das Wundinfektionsrisiko zu steigern, weil es zu Vasokonstriktion, verminderter Sauerstoffzufuhr an das Wundgewebe mit nachfolgender Beeinträchtigung der Phagozytosefunktion der Leukozyten kommt (Kluytmans u. Voss 2002). Die Aufrechterhaltung der Normaltemperatur der Patienten führt bei kolorektalen Operationen zur Reduktion der infektiösen Komplikationen und zu kürzeren Krankenhausaufenthaltszeiten. Dies wurde in einer elegant durchgeführten randomisierten Studie gezeigt (Kurz et al. 1996). Inzwischen wurde auch eine Studie publiziert, die den Effekt der präoperativen Erwärmung bei den gewöhnlich kürzer dauernden aseptischen Operationen untersucht hat (Mammaoperationen, Herniotomien, Varizenoperationen; Melling et al. 2001). Angewendet wurde sowohl eine systemische (durch eine mit warmer Luft gefüllte Decke) als auch eine lokale Erwärmung (mit Hilfe eines strahlenden Wärmeverbandes) für mindestens 30 min vor der Operation. Dementsprechend erfolgte eine Randomisierung in 2 Studiengruppen und eine Kontrollgruppe. Unter den 139 nicht mit Wärme behandelten Patienten betrug die Wundinfektionsrate 14%, unter den insgesamt 277 mit Wärme behandelten-Patienten 5% (p=0,001). Trotz dieser Daten hat sich die routinemäßige Beachtung der Normothermie in vielen Krankenhäusern bisher nicht durchgesetzt.

Elimination des S.-aureus-Trägerstatus Mehrere Studien haben gezeigt, dass die prophylaktische intranasale Mupirocingabe die Wundinfektionsrate unter S.-aureus-Trägern reduziert (Perl et al. 2002). Die Frage bleibt, ob das Screening machbar und Kosten-Nutzeneffektiv ist. Eventuell sollte eine Konzentration auf bestimmte Patientengruppen (z. B. Dialysepatienten) bzw. Hoch-Risiko-OP-Arten (z. B. Herzchirurgie) erfolgen. Manche Kollegen befürchten allerdings, dass die prophylaktische Mupirocingabe zu weit verbreiteter Mupirocinresistenz führen könnte. Während der Studie von Perl et al. (2002) wurden allerdings nur 4 Fälle von mupirocinresistenten S. aureus gefunden, 3 davon bei Patienten, die nicht mit Mupirocin behandelt wurden. Nach den HICPACGuidelines von 1999 zur Prävention von postoperativen Wundinfektionen wird keine Empfehlung zur präoperativen Anwendung von Mupirocin-Nasensalbe gegeben (Mangram et al. 1999). Auch an einem der Studienzentren selbst (Johns-Hopkins-University) hat diese Studie nicht zu einem generellen präoperativen Screening oder einer allgemeinen Mupirocingabe in der Chirurgie geführt.

75 Literatur

> Bei bekannten S.-aureus-Trägern mit hohem Infektionsrisiko sollte jedoch ein Eradikationsversuch (Mupirocin) erwogen werden, um schwerwiegende postoperative S.-aureus-Infektionen zu vermeiden.

6.8

Zusammenfassung und Ausblick

Postoperative Wundinfektionen sind die häufigste Komplikation nach chirurgischen Eingriffen. Sie werden verursacht durch ein Zusammenspiel verschiedener Faktoren: 4 eine hohe Konzentration von Bakterien, die während der Operation in die Wunde gelangen; 4 die Virulenz der Mikroorganismen; 4 die lokalen Wundbedingungen (Nekrose oder Fremdmaterial); 4 die Abwehrmechanismen des Patienten. Die Verhütung von Wundinfektionen kann durch verschiedene Methoden erreicht werden. Das bakterielle Inokulum kann durch eine gute präoperative Vorbereitung, optimale Hygiene während der Operation und richtig angewandte Antibiotikaprophylaxe reduziert werden. Eine saubere Operationstechnik kann das Risiko von Gewebsnekrosen und Blutungen verringern, die ansonsten Nährboden für Infektionen werden. Normothermie, Blutzuckerkontrolle und verbesserte Oxygenierung sind neuere Konzepte, die das Potenzial haben, Infektionsraten weiter zu verringern. Die Prävention von 20% aller bisher auftretenden Wundinfektionen sollte Ziel der nächsten 10 Jahre sein.

Literatur Allpress AL, Rosenthal GL, Goodrich KM, Lupinetti FM, Zerr DM (2004) Risk factors for surgical site infections after pediatric cardiovascular surgery. Pediatr Infect Dis J 23: 231–234 Arozullah AM, Khuri SF, Henderson WG, Daley J (2001) Development and validation of a multifactorial risk index for predicting postoperative pneumonia after major noncardiac surgery. Ann Intern Med 135: 847–857 Asensio A, Torres J (1999) Quantifying excess length of postoperative stay attributable to infections: a comparison of methods. J Clin Epidemiol 52: 1249–1256 Astagneau P, Desplaces N, Vincent V et al. (2001a) Mycobacterium xenopi spinal infections after discovertebral surgery: investigation and screening of a large outbreak. Lancet 358: 747–751 Astagneau P, Rioux C, Golliot F, Brucker G (2001b) Morbidity and mortality associated with surgical site infections: results from the 1997– 1999 INCISO surveillance. J Hosp Infect 48: 267–274 Avato JL, Lai KK (2002) Impact of postdischarge surveillance on surgicalsite infection rates for coronary artery bypass procedures. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 364–367 Bhattacharyya N, Kosloske AM, Macarthur C (1993) Nosocomial infection in pediatric surgical patients: a study of 608 infants and children. J Pediatr Surg 28: 338–343; discussion 343–344 Boyce JM, Potter-Bynoe G, Dziobek L (1990) Hospital reimbursement patterns among patients with surgical wound infections following open heart surgery. Infect Control Hosp Epidemiol 11: 89–93

Braga M, Baccari P, Scaccabarozzi S et al. (1988) Prognostic role of preoperative nutritional and immunological assessment in the surgical patient. J Parenter Enteral Nutr 12: 138–142 Brandt C, Hansen S, Sohr D, Daschner F, Ruden H, Gastmeier P (2004) Finding a method for optimizing risk adjustment when comparing surgical-site infection rates. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 313–318 Campos ML, Cipriano ZM, Freitas PF (2001) Suitability of the NNIS index for estimating surgical-site infection risk at a small university hospital in Brazil. Infect Control Hosp Epidemiol 22: 268–272 Classen DC, Evans RS, Pestotnik SL, Horn SD, Menlove RL, Burke JP (1992) The timing of prophylactic administration of antibiotics and the risk of surgical-wound infection. N Engl J Med 326: 281–286 Cochrane DD, Kestle JR (2003) The influence of surgical operative experience on the duration of first ventriculoperitoneal shunt function and infection. Pediatr Neurosurg 38: 295–301 Coello R, Glenister H, Fereres J, Bartlett C, Leigh D, Sedgwick J, Cooke EM (1993) The cost of infection in surgical patients: a case-control study. J Hosp Infect 25: 239–250 Coello R, Gastmeier P, de Boer AS (2001) Surveillance of hospitalacquired infection in England, Germany, and the Netherlands: will international comparison of rates be possible? Infect Control Hosp Epidemiol 22: 393–397 Cruse PJE, Foord R (1980) The epidemiology of wound infection. A 10year prospective study of 62,939 wounds. Surg Clin North Am 60: 27–40 Culver DH, Horan TC, Gaynes RP et al. (1991) Surgical wound infection rates by wound class, operative procedure, and patient risk index. National Nosocomial Infections Surveillance System. Am J Med 91: 152S–157S Daley J, Khuri SF, Henderson W et al. (1997) Risk adjustment of the postoperative morbidity rate for the comparative assessment of the quality of surgical care: results of the national veterans affairs surgical risk study. J Am Coll Surg 185: 328–340 Davenport M, Doig CM (1993) Wound infection in pediatric surgery: a study in 1.094 neonates. J Pediatr Surg 28: 26–30 Delgado-Rodriguez M, Medina-Cuadros M, Bueno-Cavanillas A, MartinezGallego G, Dierssen T, Sillero-Arenas M (1997) Comparison of two procedures to estimate the hospital stay attributable to nosocomial infection: matched cohort study versus analysis of covariance of the total unmatched cohort. J Clin Epidemiol 50: 773–778 Dellinger EP (1996) Duration of antibiotic treatment in surgical infections of the abdomen. Undesired effects of antibiotics and future studies. Eur J Surg Suppl 576: 29–31 Duque-Estrada EO, Duarte MR, Rodrigues DM, Raphael MD (2003) Wound infections in pediatric surgery: a study of 575 patients in a university hospital. Pediatr Surg Int 19: 436–438 Elek SD, Conen PE (1957) The virulence of Staphylococcus pyogenes for man. A study of the problem of wound infection. Br J Exp Pathol 38: 573–586 Emori TG, Gaynes R. P (1993) An overview of nosocomial infections, including the role of the microbiology laboratory. Clin Microbiol Rev 6: 428–442 Engemann JJ, Carmeli Y, Cosgrove SE et al. (2003) Adverse clinical and economic outcomes attributable to methicillin resistance among patients with Staphylococcus aureus surgical site infection. Clin Infect Dis 36: 592–598 Fanning C, Johnston BL, MacDonald S, LeFort-Jost S, Dockerty E (1995) Postdischarge surgical site infection surveillance. Can J Infect Control 10: 75–79 Gastmeier P, Geffers C, Rüden H, Daschner F. et al. (2003) Erläuterungen zu den Empfehlungen der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention zur Surveillance von postoperativen Wundinfektionen in Einrichtungen für das ambulante Operieren. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 46: 765–769

6

76

I

Kapitel 6 · Postoperative Wundinfektionen

Gastmeier P, Brandt C, Sohr D, Babikir R, Mlageni D, Daschner F, Rüden H (2004) Surgical site infections in hospitals and outpatient settings. Results of the German nosocomial infection surveillance system (KISS). Gaynes RP, Culver DH, Horan TC, Edwards JR, Richards C, Tolson J (2001) Surgical site infection (SSI) rates in the United States, 1992–1998: the National Nosocomial Infections Surveillance System basic SSI risk index. Clin Infect Dis 33 (Suppl 2): S69–77 Geffers C, Gastmeier P, Daschner F, Rüden H (2001) Prevention of postoperative wound infections. Evidence-based recommendations. Zentralbl Chir 126: 84–92 Geubbels EL, Mintjes-de Groot AJ, van den Berg JM, de Boer AS (2000) An operating surveillance system of surgical-site infections in The Netherlands: results of the PREZIES national surveillance network. Preventie van Ziekenhuisinfecties door Surveillance. Infect Control Hosp Epidemiol 21: 311–318 Grandbastien B, Bernet C, Parneix P, Branger B, Hommel C, Lepoutre A (2004) Presented at the Annual SHEA meeting, Philadelphia, April 2004 Green MS, Rubinstein E, Amit P (1982) Estimating the effects of nosocomial infections on the length of hospitalization. J Infect Dis 145: 667–672 Harbarth S, Uckay I (2004) Are there patients with peritonitis who require empiric therapy for enterococcus? Eur J Clin Microbiol Infect Dis 23: 73–77 Harbarth S, Samore MH, Lichtenberg D, Carmeli Y (2000) Prolonged antibiotic prophylaxis after cardiovascular surgery and its effect on surgical site infections and antimicrobial resistance. Circulation 101: 2916–2921 Harbarth S, Sax H, Gastmeier P (2003) The preventable proportion of nosocomial infections: an overview of published reports. J Hosp Infect 54: 258–266 Hauer T, Troidl H, Rüden H, Daschner F (2002) Reliable and unreliable health measures in surgery. Chirurg 73: 375–379 Heinemann S, Symoens F, Gordts B, Jannes H, Nolard N (2004) Environmental investigations and molecular typing of Aspergillus flavus during an outbreak of postoperative infections. J Hosp Infect 57: 149–155 Herruzo-Cabrera R, Lopez-Gimenez R, Diez-Sebastian J et al. (2004) Surgical site infection of 7301 traumatologic inpatients (divided in two sub-cohorts, study and validation): modifiable determinants and potential benefit. Eur J Epidemiol 19: 163–169 Hollenbeak C, Murphy DM, Koenig S, Woodward RS, Dunagan WC, Fraser VJ (2000) The clinical and economic impact of deep chest surgical site infections following coronary artery bypass graft surgery. Chest 118: 397–402 Hollenbeak C, Murphy D, Dunagan W, Fraser V (2002) Nonrandom selection and the attributable cost of surgical-site infections. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 177–182 Holtz TH, Wenzel R (1992) Postdischarge surveillance for nosocomial wound infection: a brief review and commentary. Am J Infect Control 20: 206–213 Holzheimer RG, Haupt W, Thiede A, Schwarzkopf A (1997) The challenge of postoperative infections: does the surgeon make a difference? Infect Control Hosp Epidemiol 18: 449–456 Horan TC, Gaynes RP, Martone WJ, Jarvis WR, Emori TG (1992) CDC definitions of nosocomial surgical site infections, 1992: a modification of CDC definitions of surgical wound infections. Infect Control Hosp Epidemiol 13: 606–608 Horwitz JR, Chwals WJ, Doski JJ, Suescun EA, Cheu HW, Lally KP (1998) Pediatric wound infections: a prospective multicenter study. Ann Surg 227: 553–558 Jernigan J (2004) Is the burden of Staphylococcus aureus among patients with surgical-site infections growing? Infect Control Hosp Epidemiol. 25: 457–60 Kirkland KB, Briggs JP, Trivette SL, Wilkinson WE, Sexton DJ (1999) The impact of surgical-site infections in the 1990s: attributable morta-

lity, excess length of hospitalization, extra costs. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 725–730 Kluytmans J, van Belkum A, Verbrugh H (1997) Nasal carriage of Staphylococcus aureus: epidemiology, underlying mechanisms, and associated risks. Clin Microbiol Rev 10: 505–520 Kluytmans J, Voss A (2002) Prevention of postsurgical infections: some like it hot. Curr Opin Infect Dis 15: 427–432 Knight R, Charbonneau P, Ratzer E, Zeren F, Haun W, Clark J (2001) Prophylactic antibiotics are not indicated in clean general surgery cases. Am J Surg 182: 682–6 Krizek TJ, Robson MC (1975) Biology of surgical infection. Surg Clin North Am 55: 1261–1267 Kurz A, Sessler DI, Lenhardt R (1996) Perioperative normothermia to reduce the incidence of surgical-wound infection and shorten hospitalization. N Engl J Med 334: 1209–1215 Lowry PW, Blankenship RJ, Gridley W, Troup NJ, Tompkins LS (1991) A cluster of legionella sternal-wound infections due to postoperative topical exposure to contaminated tap water. N Engl J Med 324: 109–113 MacKenzie CR, Charlson ME (1988) Assessment of perioperative risk in the patient with diabetes mellitus. Surg Gynecol Obstet 167: 293– 299 Mangram AJ, Horan TC, Pearson ML, Silver LC, Jarvis WR (1999) Guideline for Prevention of Surgical Site Infection, 1999. Centers for Disease Control and Prevention (CDC) Hospital Infection Control Practices Advisory Committee. Am J Infect Control 27: 97–132 Manian FA, Meyer L (1997) Adjunctive use of monthly physician questionnaires for surveillance of surgical site infections after hospital discharge and in ambulatory surgical patients: report of a sevenyear experience. Am J Infect Control 25: 390–394 Melling AC, Ali B, Scott EM, Leaper DJ (2001) Effects of preoperative warming on the incidence of wound infection after clean surgery: a randomised controlled trial. Lancet 358: 876–880 Merle V, Germain JM, Chamouni P, Daubert H, Froment L, Michot F, Teniere P, Czernichow P (2000) Assessment of prolonged hospital stay attributable to surgical site infections using appropriateness evaluation protocol. Am J Infect Control 28: 109–115 Mertens R, Van den Berg JM, Veerman-Brenzikofer ML, Kurz X, Jans B, Klazinga N (1994) International comparison of results of infection surveillance: The Netherlands versus Belgium. Infect Control Hosp Epidemiol 15: 574–578 Nelson RM, Dries DJ (1986) The economic implications of infection in cardiac surgery. Ann Thorac Surg 42: 240–246 Olson MM, Lee JTJ (1990) Continuous, 10-year wound infection surveillance. Results, advantages, and unanswered questions. Arch Surg 125: 794–803 Parienti JJ, Thibon P, Heller R. et al. (2002) Hand-rubbing with an aqueous alcoholic solution vs traditional surgical hand-scrubbing and 30-day surgical site infection rates: a randomized equivalence study. JAMA 288: 722–727 Parry MF, Grant B, Yukna M, Adler-Klein D, McLeod GX, Taddonio R, Rosenstein C (2001) Candida osteomyelitis and diskitis after spinal surgery: an outbreak that implicates artificial nail use. Clin Infect Dis 32: 352–357 Perencevich EN, Sands KE, Cosgrov SE e, Guadagnoli E, Meara E, Platt R (2003) Health and economic impact of surgical site infections diagnosed after hospital discharge. Emerg Infect Dis 9: 196–203 Perl TM, Cullen JJ, Wenzel RP, Zimmerman MB et al. (2002) Intranasal mupirocin to prevent postoperative Staphylococcus aureus infections. N Engl J Med 346: 1871–1877 Platt R, Zucker JR, Zaleznik DF et al. (1992) Prophylaxis against wound infection following herniorrhaphy or breast surgery. J Infect Dis 166: 556–560 Pollock EM, Ford-Jones EL, Rebeyka I et al. (1990) Early nosocomial infections in pediatric cardiovascular surgery patients. Crit Care Med 18: 378–384

77 Literatur

Porras-Hernandez JD, Vilar-Compte D, Cashat-Cruz M et al. (2003) A prospective study of surgical site infections in a pediatric hospital in Mexico City. Am J Infect Control 31: 302–308 Poulsen KB, Jepsen OB (1995) Failure to detect a general reduction of surgical wound infections in Danish hospitals. Dan Med Bull 42: 485–488 Poulsen KB, Bremmelgaard A, Sorensen AI, Raahave D, Petersen JV (1994) Estimated costs of postoperative wound infections. A casecontrol study of marginal hospital and social security costs. Epidemiol Infect 113: 283–295 Reilly J, Twaddle S, McIntosh J, Kean L (2001) An economic analysis of surgical wound infection. J Hosp Infect 49: 245–9 Robert Koch-Institut (2003) Aktuelle Daten des Krankenhaus-InfektionsSurveillance-Systems KISS. Epidemiol Bull 36: 290–292 Rossello-Urgell J, Vaque-Rafart J, Hermosilla-Perez E, Allepuz-Palau A (2004) An approach to the study of potentially preventable nosocomial infections. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 41–46 Roy MC, Perl TM (1997) Basics of surgical-site infection surveillance. Infect Control Hosp Epidemiol 18: 659–668 Roy MC, Herwaldt LA, Embrey R, Kuhns K, Wenze RP l, Perl TM (2000) Does the Centers for Disease Control’s NNIS system risk index stratify patients undergoing cardiothoracic operations by their risk of surgical-site infection? Infect Control Hosp Epidemiol 21: 186– 190 Ruef C (2004) Requirements for infection control during surgery. Ther Umsch 61: 211–215 Russo PL, Spelman DW (2002) A new surgical-site infection risk index using risk factors identified by multivariate analysis for patients undergoing coronary artery bypass graft surgery. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 372–376 Samore MH, Harbarth S (2004) A methodologically focused review of the literature in hospital epidemiology and infection control. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control, 3rd edn. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 1645– 1657 Sands K, Vineyard G, Platt R (1996) Surgical site infections occuring after hospital discharge. J Infect Dis 173: 963–970 Sands K, Vineyard G, Livingston J, Christiansen C, Platt R (1999) Efficient identification of postdischarge surgical site infections: use of automated pharmacy dispensing information, administrative data, and medical record information. J Infect Dis 179: 434–441 Schulgen G, Kropec A, Kappstein I, Daschner F, Schumacher M (2000) Estimation of extra hospital stay attributable to nosocomial infections: heterogeneity and timing of events. J Clin Epidemiol 53: 409–417 Seropian R, Reynolds BM (1971) Wound infections after preoperative depilatory versus razor preparation. Am J Surg 121: 251–254 Stafford RE, Weigelt JA (2002) Surgical infections in the critically ill. Curr Opin Crit Care 8: 449–452 Steinbrecher E, Sohr D, Hansen S, Nassauer A, Daschner F, Rüden H, Gastmeier P (2002) Surveillance of postoperative wound infections: reference data of the Hospital Infection Surveillance System (KISS). Chirurg 73: 76–82 Taylor GD, Kirkland TA, McKenzie MM, Sutherland B, Wiens RM (1995) The effect of surgical wound infection on postoperative hospital stay. Can J Surg 38: 149–153 Taylor EW, Duffy K, Lee K, Noone A, Leanord A, King PM, O’Dwyer PJ (2003) Telephone call contact for post-discharge surveillance of surgical site infections. A pilot, methodological study. J Hosp Infect 55: 8–13 Taylor EW, Duffy K, Lee K, Hill R, Noone A, Macintyre I, King PM, O’Dwyer PJ (2004) Surgical site infection after groin hernia repair. Br J Surg 91: 105–111 Uludag O, Rieu P, Niessen M, Voss A (2000) Incidence of surgical site infections in pediatric patients: a 3-month prospective study in an academic pediatric surgical unit. Pediatr Surg Int 16: 417–420

Vegas AA, Jodra VM, Garcia ML (1993) Nosocomial infection in surgery wards: a controlled study of increased duration of hospital stays and direct cost of hospitalization. Eur J Epidemiol 9: 504–510 Vilar-Compte D, Roldan R, Sandoval S, Corominas R, De La Rosa M, Gordillo P, Volkow P (2001) Surgical site infections in ambulatory surgery: a 5-year experience. Am J Infect Control 29: 99–103 Weiss CA 3rd, Statz CL, Dahms RA, Remucal MJ, Dunn DL, Beilman GJ (1999) Six years of surgical wound infection surveillance at a tertiary care center: review of the microbiologic and epidemiological aspects of 20,007 wounds. Arch Surg 134: 1041–1048 White A, Hambraeus A, Laurell G, Hoborn J (1992) The relative importance of the routes and sources of wound contamination during general surgery. II. Airborne. J Hosp Infect 22: 41–54 Whitehouse JD, Friedman ND, Kirkland KB, Richardson WJ, Sexton DJ (2002) The impact of surgical-site infections following orthopedic surgery at a community hospital and a university hospital: adverse quality of life, excess length of stay, and extra cost. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 183–189 Widmer AF, Troillet N (1999) Erfassung postoperativer Wundinfektionen: vom Prinzip zur Praxis. Swiss-NOSO 6: 1–6 Wilson AP, Helder N, Theminimulle SK, Scott GM (1998) Comparison of wound scoring methods for use in audit. J Hosp Infect 39: 119– 126 Zanetti G, Giardina R, Platt R (2001a) Intraoperative redosing of cefazolin and risk for surgical site infection in cardiac surgery. Emerg Infect Dis 7: 828–831 Zanetti G, Goldie SJ, Platt R (2001b) Clinical consequences and cost of limiting use of vancomycin for perioperative prophylaxis: example of coronary artery bypass surgery. Emerg Infect Dis 7: 820–827 Zhan C, Miller MR (2003) Excess length of stay, charges, and mortality attributable to medical injuries during hospitalization. JAMA 290: 1868–1874 Zoutman D, McDonald S, Vethanayagan D (1998) Total and attributable costs of surgical-wound infections at a Canadian tertiary-care center. Infect Control Hosp Epidemiol 19: 254–259

6

78

1

Kapitel 1 · Was ist Psychotherapie, was ist Gesprächspsychotherapie?

7 Infektion und Sepsis durch intravaskuläre Katheter A. Widmer 7.1

Epidemiologie

– 78

7.2

Pathophysiologie – 79

7.3

Klinik

7.4

Diagnostik – 80

7.6.2 Regelmäßiger Wechsel des ZVK und des Infusionsbestecks – 84 7.6.3 Pflege des Katheters – 84 7.6.4 Wahl des Katheter, Wahl und Desinfektion des Zugangs – 84 7.6.5 Implantierte oder getunnelte Katheter – 85

– 80

7.5

Surveillance – 81

7.5.1 7.5.2 7.5.3 7.5.4 7.5.5

Device-Anwendungsraten – 82 Definitionen – 82 Referenzwerte – 82 Risikofaktoren – 82 Arterielle Katheter – 82

7.6

Präventionsmaßnahmen

7.7

Beschichtete Katheter – 85

7.8

Therapieoptionen – 86

7.9

Zusammenfassung und Ausblick

– 86

Literatur – 86

– 84

7.6.1 Ausbildung – 84

Sepsen mit positiven Blutkulturen gehören zu den nosokomialen Infektionen mit der höchsten Letalität. Intravaskuläre Katheter sind häufig direkt oder indirekt ursächlich an der Sepsis beteiligt. Neue Erkenntnisse in Diagnostik, Therapie und Prävention beweisen, dass besonders Fort- und Weiterbildung die Schlüssel zur wirksamen Prävention dieser Infektionen sind, weit wirksamer als z. B. teure antimikrobiell beschichtete Katheter. Analysen der Surveillancedaten erlauben eine maßgeschneiderte, risiko- und kostenoptimierte Prävention.

7.1

Epidemiologie

Die Entwicklung intravaskulärer Katheter gehört zu den Meilensteinen der Medizingeschichte (Ladd u. Schreiner 1951): Sie ermöglichen die Zufuhr von Flüssigkeiten, Medikamenten und Blut. Intensivmedizin ohne intravaskuläre Katheter ist heute nicht mehr vorstellbar. Neben diesen unbestrittenen Vorteilen birgt die direkte Verbindung von Katheter und Blutbahn die Gefahr der Einschleppung von Mikroorganismen und konsekutiver Infektion (Sepsis).

Katheterinfektionen und Kathetersepsis gehören zu den gefährlichsten nosokomialen Infektionen (Bolton-Carter 1951). Ungefähr 5–10% aller Patienten werden im Verlauf ihrer Hospitalisation von einer nosokomialen Infektion betroffen (Widmer 1997; Widmer et al. 1992). Davon sind zwischen 5 und 15% Septikämien mit positiven Blutkulturen (bloodstream-infection, BSI) (Sax u. Pittet 2002). Rund 35% dieser Patienten sterben, davon zwischen 10– 30% an den direkten Folgen der nosokomialen Septikämie (Eggimann et al. 2004; Pittet et al. 1994). > Gemäß Untersuchungen des Kompetenznetzes Sepsis (SepNet: http://www.kompetenznetz-sepsis.de/) ist die primäre Sepsis die dritthäufigste Todesursache in Deutschland. Nach diesen Daten sterben daran fast ebenso viele Menschen wie an einem Herzinfarkt, mehr als an Mammakarzinom.

Konkret erkranken nach diesen Daten pro Jahr 154.000 Menschen; rund 60.000 sterben an den Folgen der Sepsis. Meist liegen ein oder mehrere intravaskuläre Katheter zum Zeitpunkt der Sepsis, auf Intensivstationen zu über 80% ein zentralvenöser Katheter (ZVK) und meist auch ein arterieller Zugang (Daschner et al. 2004). Katheterinfektionen

79

7.2 · Pathophysiologie

können mit einfachen Maßnahmen erheblich reduziert werden; nur selten sind ganz spezifische Maßnahmen notwendig, wie z. B. Katheter mit Beschichtung (Eggimann et al. 2000; Eggimann u. Pittet 2002). > Von allen nosokomialen Infektionen sind Katheterinfektionen am gefährlichsten, relativ häufig und mit akzeptablen Aufwand vermeidbar (Harbarth et al. 2003).

Je nach Patientengruppe (Intensivstation vs. Allgemeinabteilung) werden 20–40% aller dokumentierten Bakteriämien bei Patienten mit zentralvenösem Katheter beobachtet. Das Risiko einer Kathetersepsis liegt bei zentralvenösen Kathetern bei 1–5%. Patienten mit terminaler Niereninsuffizienz, parenteraler Ernährung und Intensivpatienten sind besonders gefährdet, eine Kathetersepsis zu entwickeln. Getunnelte Katheter haben ein geringeres Risiko als nicht chirurgisch eingeführte Katheter. Infektiöse Komplikationen sind aber beim Port-a-cath-System nochmals 10fach geringer. Letztere sind heute die Katheter der Wahl für Patienten, die einen zentralvenösen Zugang über Monate und Jahre benötigen. Folgende Klassifikation ist für das Verständnis der Katheterinfektionen sinnvoll: 1. Peripher eingelegte Katheter. Bezüglich Infektionsgefahr verhalten sich sowohl arterielle als auch intravenöse Katheter ähnlich: Meist tritt eine Phlebitis infolge mechanischer Reizung auf, und Infektionen sind bei korrekter Einlage und Pflege sehr selten. Da fast die Hälfte der Krankenhauspatienten zumindest temporär einen peripheren Zugang hat, sind Komplikationen häufig, auch wenn sie im Verhältnis zur Verwendungshäufigkeit selten auftreten. Bei Komplikationen werden klinische Symptome rasch offensichtlich; Entfernung und Wechsel sind fast immer unproblematisch (daher hier nur knapp behandelt). . Abb. 7.1. Pathogenese der Katheterinfektion/-sepsis

2. Zentralvenöse Katheter. Sie gehören zu den wichtigsten Kathetern, die eine Kathetersepsis auslösen können und werden via V. jugularis oder V. subclavia eingelegt. Peripher eingelegte ZVK (sog. PICC lines) müssen epidemiologisch davon abgegrenzt werden, da sie mit einer niedrigeren Komplikationsrate einhergehen. 3. Tunnelierte ZVK und Port-a-caths. Ihre Infektanfälligkeit ist deutlich geringer die als der üblichen ZVK. Auch ist ihre Klinik unterschiedlich, wie auch die Diagnostik und Therapie.

7.2

Pathophysiologie

Ein Katheterinfekt oder eine -sepsis wird in der Regel erst dann manifest, wenn Bakterien Zugang zur Katheterspitze gefunden haben. Bakterien können die Blutbahn prinzipiell via äußere Katheteroberfläche oder durch das Lumen des Katheters erreichen (Cooper et al. 1988) (. Abb. 7.1). Eintrittspforten sind der Dreiwegehahn sowie Asepsisfehler z. B. beim Infusionsbesteckwechsel oder anderen Gelegenheiten, bei denen das geschlossene System geöffnet wird (Safdar u. Maki 2002). Einmal an der Katheterspitze angelangt, können Bakterien auch retrograd wieder durch die noch nicht besiedelte Innen- bzw. Außenseite des Katheters wandern. Dies erklärt, dass bei fortgeschrittenem Stadium nicht mehr zu unterscheiden ist, auf welchem Weg die Erreger Zugang zur Katheterspitze gefunden haben. In beiden Fällen führt die fortschreitende Infektion zur Replikation auf dem Katheter und zum Loslösen von Mikroorganismen in die Blutbahn, also zur Sepsis. Die mikrobielle Kolonisation geht primär meist von der Katheteraußenseite aus; die kolonisierenden Mikroorganismen stammen von der Haut des Patienten (Safdar u. Maki 2002). Sie sind auch mit einer ausführlichen Desinfektion

7

80

I

Kapitel 7 · Infektion und Sepsis durch intravaskuläre Katheter

nicht immer vollständig zu eliminieren und werden beim Einführen des Katheters verschleppt. Sie »kleben« auf der Katheteroberfläche und beginnen sich zu vermehren. Mit zunehmender Liegedauer des Katheters steigt das Risiko, dass kolonisierende Bakterien sich von der Fibrinschicht an der Katheterspitze lösen und eine Sepsis verursachen (. Abb. 7.1). Bei längerer Katheterliegedauer – vor allem bei parenteraler Ernährung – kommt der Kolonisation der Katheterinnenfläche zunehmend Bedeutung zu. Mikroorganismen verschaffen sich meist Zugang zum Katheterlumen über Kontamination der Dreiweghähne oder anderer Verbindungsstücke. Die Katheterkolonisation des inneren Lumens kann ebenfalls in einen Infekt oder eine Bakteriämie/Sepsis mit positiven Blutkulturen übergehen. Bakterien adhärieren auf der Katheteroberfläche, beginnen einen Biofilm zu produzieren und befinden sich in der stationären Phase des bakteriellen Wachstums, vergleichbar mit einem Ruhezustand: Diese Bakterien – obwohl sie in der Laboruntersuchung als sensibel erscheinen – sind klinisch gegen fast alle Antibiotika resistent (Widmer et al. 1990, 1991). Deshalb muss der Fremdkörper – in diesem Falle der Katheter – entfernt werden, um eine Heilung zu erzielen. Nur mit bestimmten Antibiotika (z. B. Rifampicin bei empfindlichen Staphylokokken) ist teilweise eine Heilung bei liegendem Katheter möglich.

se, da Sensitivität und Spezifität noch nicht optimal sind. Daher bleibt eine hohe Unsicherheit, ob bei Fieber unklarer Ätiologie eine Kathetersepsis vorliegt oder nicht. Kenntnisse der Pathophysiologie, der klinischen Befunde und der mikrobiologischen Resultate erlauben aber trotzdem eine zuverlässige Diagnose, wenn alle Informationen adäquat vom behandelnden Arzt berücksichtigt werden. Kenntnisse der Klinik und der Mikrobiologie sind daher wichtig, um die Information korrekt zu gewichten. Definition Im deutschen Sprachraum wird der Begriff Sepsis unterschiedlich verwendet. Angelsächsisch ist der Begriff »bloodstream infection« (BSI) klarer. Dort wird auch zwischen möglicher Kathetersepsis (»catheter-associated BSI«) und etablierter Kathetersepsis (»catheter-related BSI«) unterschieden.

Deshalb werden in diesem Kapitel – sofern notwendig – ebenfalls die englischen Fachausdrücke verwendet. Früher wurde der missverständliche Begriff Katheterinfektion verwendet; er wird heute zugunsten des Begriffes »signifikante Kolonisation« verlassen.

7.4 7.3

Klinik

Bei peripheren Kathetern sind die klassischen Zeichen einer Infektion fast immer einfach zu erkennen. Beim ZVK ist das Hauptproblem der Kathetersepsis das Fehlen von Symptomen: Selbst bei zweifelsfrei bewiesener Katheterseptis bleibt die Einstichstelle bland; nur in weniger als 5% der Fälle sind Eiteraustritt oder andere Zeichen des Infekts lokal sichtbar (Safdar u. Maki 2002). Mikrobiologisch gibt es (noch) keinen Schnelltest, der die Diagnose am liegenden Katheter erlauben würde. Auch die etablierten mikrobiologischen Untersuchungsmethoden für die Katheterinfektdiagnostik erbringen in vielen Fällen nicht die Diagno-

. Tab. 7.1. Erreger der Katheterinfektion/-sepsis (%). (Nach Bouza et al. 2005; Safdar et al. 2005) Koagulasenegative Staphylokokken

30–40

S. aureus

5–10

Enterococcus spp.

4–6

Pseudomonas aeruginosa

3–6

Candida spp.

2–5

Enterobacter spp.

1–4

Acinetobacter spp.

1–2

Serratia spp.

<1

Diagnostik

Mikroorganismen, die eine Kathetersepsis auslösen können, stammen überwiegend von der Haut des Patienten, und das Keimspektrum der Erreger von Katheterinfektionen entspricht daher fast immer der Hautflora. Die Mehrheit sind Staphylokokken und andere Hautkeime. Diese natürliche Hautflora wird durch z. B. Antibiotikatherapien oder längeren Krankenhausaufenthalt gestört, sodass das Keimspektrum sich zwischen Patientengruppen unterscheidet. Bei Intensivpatienten sind durch die fast immer verabreichte Antibiotikatherapie gramnegative Erreger häufig, im Gegensatz dazu bei neutropenischen Patienten koagulasenegative Staphylokokken (meist nach Chemotherapie); Candida spp. und S. aureus meist bei Patienten mit parenteraler Ernährung. In . Tab. 7.1 findet sich eine Übersicht über die Häufigkeit der ursächlichen Keime. Wie erwähnt, sind die klinischen Befunde an der Einstichstelle meist nicht verwertbar, sodass für die Diagnose zwingend ein mikrobiologischer Befund notwendig ist. Leider sind alle zur Verfügung stehenden Methoden immer noch nicht optimiert für die Klinik: Einerseits verlangen sie die Entfernung des Katheters, um die Diagnostik zu ermöglichen, andererseits sind sie nicht für alle Kathetertypen gleich gut anwendbar. Im Gegensatz zur Literatur ist die semiquantiative Methodik (auch als Maki-Methode bezeichnet nach Maki et al. 1977) immer noch die beste Option für die Diagnostik, wenn der Katheter entfernt wurde. Am besten bewährt hat

81

7.5 · Surveillance

sich bisher die semiquantiative Kultur für Katheter, die entfernt werden können, und die »Time-to-positivity-Technik«, wenn eine Diagnostik am liegenden Katheter angestrebt wird (Blot et al. 1998). Eine ausgezeichnete Stateof-the-art-Metaanalyse wurde von Safdar et al. (2005) publiziert.

test; Kite et al. 1999) käme einer idealen Methode sehr nahe: Rasch verfügbar (<1 h), am liegenden Katheter, Groborientierung der Therapie durch Unterscheidung durch zusätzliches Grampräparat möglich. Für eine breite Anwendung ist der Test aber noch nicht zuverlässig genug.

Surveillance

7.5 Akzeptierte mikrobiologische Methoden (nach CDC) 5 Positive semiquantitative Kultur (Grenzwert: >15 KBE) (Maki et al. 1977) 5 Ultraschallmethode nach Sherertz (Grenzwert: >103 KBE) (Sherertz et al. 1990) 5 Zwei simultan entnommene quantitative Blutkulturen aus Katheter und peripherer Vene (Grenzwert: Ratio 5:1) (Safdar et al. 2005). Diese Methodik eignet sich nicht für ZVK mit kurzer Liegedauer (Chatzinikolaou et al. 2004) 5 Differenzialzeit bei gleichzeitiger Blutkultur aus Katheter und peripherer Vene und Nutzung eines automatisierten Blutkultur-Inkubationssystemes (Blot et al. 1998) (Grenzwert: Differenz zum positiven Signal zwischen den beiden Blutkulturen >2 h)

Die genaue Uhrzeit der Blutentnahme ist kritisch; die Probe muss innerhalb von rund 6 Stunden im Labor verarbeitet werden. Nachts ist daher diese Methodik in den meisten Krankenhäusern ohne 24-Stunden-Labor nicht geeignet, wie auch für Krankenhäuser, deren Laboratorien entfernt liegen und die Transportzeiten keine Verarbeitung innerhalb von 6 Stunden erlauben. Diese Methodik eignet sich vor allem für ZVK mit Liegedauer >10 Tage. Eigene, noch unpublizierte Daten stellen die gute Sensitivität der Ultraschallmethodik in Frage, was auch von einer spanischen Gruppe beobachtet wurde (Bouza et al. 2005). Der AOLC-Test (acridine-orange leucocyte cytospin

Nur eine prospektive, standardisierte Erfassung der Katheterinfektionen erlaubt eine Aussage, ob die Infektionsrate für eine definierte Patientengruppe (z. B. Intensivstationspatienten) im erwarteten Bereich liegt (7 Kap. 11). In Deutschland hat das Infektionsschutzgesetz (IfSG, 7 Kap. 1) die Grundlagen gelegt, dass derartige Informationen nach Einführung in großer Zahl, aber auch guter Qualität vorliegen. An der Surveillance nach KISS (Intensiv-KISS, Device-KISS) teilnehmende Häuser melden die Infektionsraten ans Nationale Referenzzentrum (homepage: http:// www.nrz-hygiene.de/index1.htm), wo Referenzdaten abgerufen werden können. Maßnahmen richten sich primär nach Vorwerten derselben Abteilung statt nach Referenzwerten, die schwieriger zu interpretieren sind. Eine Verbrennungsintensivstation wird immer höhere Raten verzeichnen als z. B. eine kardiologische Intensivstation. Trotzdem können mit den Referenzdaten der deutschen als auch amerikanischen Datenbanken Bereiche festgelegt werden, in denen sich die eigenen Werte bewegen sollten (. Tab. 7.2). Ein Abweichen nach oben oder unten kann durchaus einem guten Krankenhaus entsprechen, bedarf aber immer einer internen Analyse. Die Erhebung von Daten ist immer mit Zusatzarbeit verbunden; deshalb sind verschiedene Systeme entwickelt worden, die je nach Risiko und Möglichkeiten eine solche Erfassung ermöglichen. Eine minimale Erfassung ist von Intensivstationen fast nicht mehr wegzudenken. Sie beinhaltet die Device-Anwendungs- und die Katheterinfek-

. Tab. 7.2. Häufigkeit der Kathetersepsis nach Kathetertyp (CI95: Vertrauensintervall). (Nach Crnich u. Maki 2002) Katheterart

Mittelwerte pro 100 Katheter

Mittelwert

CI95

Peripherer Venenkatheter

13

0,2

0,1–0,3

0,6

0,3–1,2

n

Arterieller Katheter

Mittelwert

CI95

Mittelwerte pro 1000 Kathetertage

6

1,5

0,9–2,4

2,9

1,8–4,5

ZVK, nicht beschichtet, <10 Tage Liegedauer

61

3,3

3,3–4,0

2,3

2,0–2,4

Pulmonaliskatheter

12

1,9

1,1–2,5

5,5

3,2–12,4

Hämodialysekatheter ohne Manschette

15

16,2

13,5–18,3

2,8

2,3–3,1

6

6,3

4,2–9,2

1,1

0,7–1,6

Hämodialysekatheter mit Manschette Peripher eingeführter langer ZVK

8

1,2

0,5–2,2

0,4

0,2–0,7

Tunnelierter ZVK

18

20,9

18,2–21,9

1,2

1,0–1,3

Port-a-cath

13

5,1

4,0–6,3

0,2

0,1–0,2

7

82

I

Kapitel 7 · Infektion und Sepsis durch intravaskuläre Katheter

tionsrate, die auf den erfassten ZVK-Tagen und den Daten der primären Sepsen beruhen (. Kap. 11).

7.5.1

Device-Anwendungsraten

Device-Anwendungsraten, im englischen Sprachgebrauch meist als DU abgekürzt (»device use«) beschreiben den prozentualen Anteil der Patiententage, an denen ein bestimmtes »Device« pro 100 Patiententage vorhanden war, und werden berechnet als Quotient aus der Anzahl der Devicetage und der Gesamtzahl der Patiententage, multipliziert mit 100. Wenn z. B. auf einer Intensivpflegestation während eines Monates 100 Patienten versorgt wurden, und dabei 50 während durchschnittlich 4 Tagen einen ZVK hatten, dann entspricht dies 200 ZVK-Tagen (50×4). Insgesamt wurden 4 primäre Sepsen, davon 2 eindeutige Kathetersepsen (positive Blutkulturen und identischer Keim auf Katheterspitze ohne erkennbare andere Ursache) und insgesamt 400 Pflegetage verzeichnet. 4 Berechnung der Device-Anwendungsraten: Anzahl der ZVK-Tage × 100 / Patiententage (in unserem Beispiel also DU=50). 4 Berechnung der ZVK-assoziierten primären Sepsisrate (catheter-associated BSI):Anzahl der primären Sepsisfälle bei Patienten mit ZVK (>48 h nach Aufnahme) 1000 / Anzahl der ZVK-Tage (in unserem Beispiel also 4 × 1000/400 = 10/1000 Kathetertage. 4 Berechnung der ZVK-Sepsis (catheter-related BSI): Anzahl der Kathetersepsisfälle bei Patienten × 1000/ Anzahl der ZVK-Tage (In unserem Beispiel also 2×1000/400=5/1000 Kathetertage

7.5.2

Definitionen

Weltweit haben sich die CDC-Definition (http://www.cdc. gov) durchgesetzt, was nationale aber auch internationale Vergleiche erlaubt. Ihre Anwendung ist einfach, aber meist ist einige Übung notwendig, um zuverlässige, vergleichbare Resultate zwischen verschiedenen Beobachtern zu erzielen (▶ Kap. 11). Die deutschen Definitionen basieren auf den CDC-Definitionen und sind Teil der Definitionen nosokomialer Infektionen (aus dem Internet verfügbar unter http://www.rki.de)

7.5.3

Referenzwerte

Der Vergleich von Infektionsraten zwischen Kliniken und vor allem Intensivstationen ist nur mit viel Aufwand möglich: Die Patientenkollektive sind in der Regel nicht homogen, und Unterschiede in der Inzidenz der Kathetersepsis lassen sich oft auf dieses Risikoprofil zurückführen. Trotzdem haben sich aus dem großen Datenpool in den USA und

Deutschland Kennzahlen herauskristallisiert, die als Vergleichsgrundlage dienen können. Im Durchschnitt werden rund 5,3 Kathetersepsen aus den USA und 1,4 pro 1000 Kathetertage aus Deutschland beobachtet. Verbrennungskliniken liegen mit rund 10 Epidsoden/1000 Kathetertage wesentlich höher als z. B. Intensivstationen der Kardiologie, wo diese Raten wesentlich tiefer, meist <1 Episode/1000 Kathetertage, sind.

7.5.4

Risikofaktoren

Zahlreiche Risikofaktoren für katheterassoziierte Infektionen sind heute bekannt (. Tab. 7.3). Sie können einfach in patientenbezogene Risiken (z. B. Grundleiden), Risikofaktoren bei der Einlage und während der Pflege eingeteilt werden. Diese Risikofaktoren können nur teilweise beeinflusst werden. Bei großflächiger Verbrennung in der Nähe der Kathetereinstichstelle kommt es im Laufe der Zeit fast immer zu einer Kathetersepsis, die mit den Präventionsmaßnahmen verzögert auftritt, aber letztlich in Kauf genommen werden muss. Bei einem Patienten nach elektiver Bypassoperation dürfen derartige Infektionen praktisch nicht auftreten. Deshalb ist für die Interpretation der Infektionsraten die Berücksichtigung dieser Risikofaktoren unerlässlich. Andererseits darf auch ein anhaltender Personalmangel nicht toleriert werden, da dieser Zustand mit einer hohen Infektionsrate assoziiert ist.

7.5.5

Arterielle Katheter

Arterielle Katheter sind pathophysiologisch vergleichbar mit peripheren Venenkathetern. Die Infektionsraten betragen im Durchschnitt 1,5 (CI95: 0,9–2,4) pro 100 Patienten oder 2,9 (1,8–4,5) pro 1000 Kathetertage. Eine neuere Studie zeigt sogar Raten von unter 1 Episode/1000 Kathetertage (Lorente et al. 2004). Im Gegensatz zum ZVK ist die femorale Insertionsstelle nicht signifikant assoziiert mit höheren Infektionsraten, aber die A. radialis ist aus grundsätzlichen Überlegungen zu bevorzugen. Sie werden allerdings häufig für Blutentnahmen benutzt, was eine Kontamination des Dreiwegehahnes zur Folge haben kann, wodurch bei längerer Liegedauer (>4 Tage) Bakteriämien und Sepsis ausgelöst werden können. Die seltenen Komplikationen sind häufig eitrig und können eine chirurgische Intervention der septischen Thrombophlebitis neben einer systemischen Antibiotikatherapie erfordern. Pulmonalarterielle Katheter werden besonders häufig Manipulationen ausgesetzt, wobei meist nichtinfektiöse Komplikationen im Vordergrund stehen. Die Indikation für einen Pulmonaliskatheter muss sehr streng gestellt werden, da Komplikationen hier häufig sind und der Nutzen immer noch eindeutig erwiesen ist (Chittock et al. 2004; Connors et al. 1996; Levin et al. 2005).

83

7.5 · Surveillance

. Tab. 7.3. Risikofaktoren für Kathetersepsis bei ZVK. (Nach Safdar et al. 2002) Grundkrankheiten

Studienzahl

Odds-Ratio (relatives Risiko)

Allgemeine Faktoren Aids

2

4,8

Niedrige CD4-Zellzahl bei HIV-Patienten

1

3,45

Neutropenie

2

1,0–15,1

Gastrointestinale Krankheiten

1

2,4

Chirurgische Abteilungen

1

4,4

Aufnahme auf Intensivstationen (ICU/CCU)

3

0,4–6,7

Verlängerte Hospitalisationszeit

3

1,0–6,7

Koexistenz anderer intravaskuläre Katheter

2

1,0–3,8

Antibiotikatherapie

3

0,1–0,45

Aktive Infektion an einer andere Körperstelle

2

8,7–9,2

Hoher APACHE-III-Score

1

4,19

Künstliche Beatmung

1

1,97–2,5

Transplantation

1

2,6

Faktoren bei der Einlage des ZVK Einlage durch Personal oder Studenten

1

1,0

Schwierige Einführung

1

5,4

Maximale Asepsis vor Kathetereinlage

1

0,2

Tunnelierte ZVK

2

0,3–1,0

Einlage über eine alte Einstichstelle oder mit einen Führungsdraht

8

1,0–3,3

Kolonisation der Einstichstelle

4

6,3–56,5

V. jugularis interna

6

1,0–3,3

V. subclavia

5

0,4–1,0

V. femoralis

2

3,3–4,83

2

0,2–0,9

8

1,0–6,5

Beschichtung durch Antibiotika

2

0,1–0,3

Beschichtung durch Antiseptika

10

0,2–1,0

Wahl des ZVK-Zugangs

Hautdesinfektionsmittel bei Einlage/Pflege Chlorhexidin vs PVP Jod Kathetereigenschaften Multilumen- vs. Einlumenkatheter Einfluss beschichteter Katheter

Antibiotikum vs. Antiseptikum

2

0,1–1,0

Silberimprägnierte oder Silberionen enthaltende Katheter

6

0,3–1,0

Routinewechsel des Infusionsbetecks

2

1,0

Personalbesetzung in Intensivstation (Pflege : Patientenratio)

1

Katheterpflege

1:2

61,5

1: 1,5

15,6

1:1,2

4,0

1:1 Besiedlung des Katheterverbindungsstücks (»Hub«)

1,0 3

17,9–44,1

7

84

I

Kapitel 7 · Infektion und Sepsis durch intravaskuläre Katheter

Nach Stabilisierung des Kreislaufes und Messung der durch den Pulmonaliskatheter durchführbaren Parameter ist ein rascher Wechsel auf einen in der Regel dreilumigen ZVK sinnvoll, da vor allem Patienten in der allerkritischsten Phase ihres Intensivaufenthalts profitieren, aber die Nebenwirkungen bei Erholung den potenziellen Nutzen rasch überschreiten.

Präventionsmaßnahmen

7.6

Die Empfehlungen des RKI (http://www.rki.de) als auch der CDC (http://www.cdc.gov) geben einen umfassenden Katalog von Maßnahmen, die für die Prävention eingesetzt werden können. Erst eine Analyse der Surveillancedaten erlaubt eine maßgeschneiderte Anpassung dieser Maßnahmen auf das Risikoprofil der eigenen Patienten. Eine Privatklinik ohne direkte Ausbildungsfunktion benötigt ein anderes Maßnahmenpaket als eine Universitätsklinik mit transplantierten Patienten und hoher Rotation von Assistenzärzten in Ausbildung.

7.6.1

Ausbildung

Tipp Speziell ausgebildete Teams können die Infektionsraten deutlich senken. Einfaches Training des Personals für das Einlegen und die Pflege des ZVK kann meist die Infektionsrate um die Hälfte und mehr reduzieren und – wie z. B. am Universitätsspital Genf – über Jahre auf tiefem Niveau halten (Berenholtz et al. 2004; Eggimann et al. 2000; Sherertz et al. 2000).

Die Ausbildung beschränkt sich auf einfache, in den Guidelines des RKI oder der CDC enthaltene Empfehlungen, die keine Investitionen erfordern. Hingegen ist eine periodische Überprüfung sinnvoll, ob die Empfehlungen auch wirklich eingehalten werden. Am Johns-Hopkins Hospital wurde parallel in einer Intensivstation diese Ausbildung forciert und bei einer Kontrollintensivstation keine Intervention durchgeführt. Nach Verbessern der Standardmaßnahmen auf der Interventionsintensivstation ist die Kathetersepsis auf <1/1000 Kathetertage gesunken, jedoch bei der Kontrollintensivstation unverändert auf gleich hohem Niveau geblieben. Bei Nichteinhalten der Asepsis durch den Assistenzarzt beim Einlegen des Katheters hatte allerdings die Pflegefachkraft die Kompetenz, den Vorgang abzubrechen und unter sterilen Kautelen erneut zu starten (Berenholtz et al. 2004). Alle erwähnten Studien konnten einen hochsignifikanten Effekt nachweisen, nicht nur einen kurz dauernden Beobachter-(Hawthorne-) Effekt.

7.6.2

Regelmäßiger Wechsel des ZVK und des Infusionsbestecks

Routinemäßige Wechsel von ZVK wurden über Jahre empfohlen, obwohl fast alle guten Studien keine Hinweise für einen Nutzen ergaben. Im Gegenteil, Cobb et al. (1992) haben in einer randomisierten kontrollierten klinischen Studie gezeigt, dass der Wechsel keine Verminderung brachte, sondern sogar häufiger mechanische und andere Komplikationen aufgetreten sind. Die heutigen Richtlinien empfehlen durchwegs den Katheter zu belassen, solange keine Hinweise für Infektion oder andere Komplikationen bestehen, ohne definiertes Zeitintervall. Selbst bei peripheren Kathetern, bei denen die USamerikanischen Leitlinien den routinemäßigen Wechsel noch empfehlen, haben eine beobachtende und auch eine randomisierte kontrollierte klinische Studie nachgewiesen, dass auch hier der routinemäßige Wechsel mit höherer Komplikation behaftet ist als der Wechsel auf Grund von klinischen Fakten (Bregenzer et al. 1998) Auch heute noch gibt es Kliniken, in denen die Infusionsbestecke routinemäßig täglich gewechselt werden, obwohl es dafür keine Evidenz gibt und ein Wechsel alle 3 Tage genügt (O’Grady et al. 2002; Rickard et al. 2004). Nur bei Blutprodukten und/oder totaler parenteraler Ernährung ist der tägliche Wechsel gerechtfertig (O’Grady et al. 2002; Rickard et al. 2004).

7.6.3

Pflege des Katheters

> Die Verbände müssen täglich kontrolliert, jedoch nicht zur Inspektion entfernt werden. Bei Palpation gibt der Patient meist Schmerzen an, was eine genauere Inspektion erfordert.

Ein routinemäßiger Wechsel von Transparentverbänden wird vom RKI spätestens nach 7 Tagen empfohlen. Oft muss der Verband wegen Verschmutzung oder/und mangelnder Fixation viel früher gewechselt werden. Die neuen semipermeablen Transparentverbände sind bezüglich Infektprävention der Gaze ebenbürtig und erlauben die visuelle Inspektion der Einstichstelle, ohne den Verband zu entfernen. Bei Verschmutzung, Durchfeuchtung, Ablösung oder Infektionsverdacht muss der Verband ersetzt werden. ! Cave Salben sind generell zu vermeiden: Sie sind nicht steril und können vor allem bei Transparentverbänden Feuchtigkeit begünstigen.

7.6.4

Wahl des Katheter, Wahl und Desinfektion des Zugangs

Polyurethan- (PU-) oder Polymerkatheter sind Polyvinylchlorid-(PVC-)Kathetern vorzuziehen. In-vitro- und In-

85

7.7 · Beschichtete Katheter

vivo-Untersuchungen belegen eine verstärkte Adhäsion von Mikroorganismen an Kathetern aus PVC oder Polyethylen im Vergleich zu solchen aus PU. In der Regel werden heute Katheter aus PU oder Silikon verwendet. Die Anzahl der Lumina war früher ein Risikofaktor, der heute mit den heutigen Materialien statistisch nicht mehr nachweisbar ist. Mehrlumenkatheter verleiten aber zu häufigeren Manipulationen und Asepsisfehlern beim Dreiwegehahn, sodass nach wie vor die Anzahl der Lumina von der klinischen Notwendigkeit und nicht von der Bequemlichkeit abhängig gemacht werden soll. Bei kurzfristiger Nutzung eines ZVK, z. B. für eine Herzoperation, überwiegen Nutzen des Zugangs via V. jugularis die höhere infektiöse Komplikationsrate gegenüber der V. subclavia. Bei längerer Katheternutzung (>10 Tage) wiegen die Vorteile des Zugangs via V. subclavia die Nachteile bei weitem auf. Deshalb ist die V. subclavia für diese längere Katheterdauer empfehlenswert (McKinley et al. 1999). Das Ausmaß der Desinfektion der Einstichstelle bestimmt die Anzahl der Erreger, die via Katheter in die Subkutis und Vene eingeschleppt werden, da eine Sterilisation durch Hautdesinfektionsmittel nie möglich ist. Die meisten Studien dazu stammen aus den USA, sodass Chlorhexidin besonders gut in den Studien abschneidet. Am schnellsten und wirksamsten ist jedoch der Alkohol (70%), vor allem in Kombination mit PVP-Jod als Jodtinktur. Octenidin/Alkohol scheint eine sehr gute Alternative zu sein: In Beobachtungsstudien waren die Ergebnisse überzeugend; diese Kombination wurde deshalb auch bei Immunsupprimierten an der Klinik des Autors eingeführt. Eine Auswertung einer randomisierten, kontrollierten Studie von den Universitäten Freiburg i. Br. und Basel steht noch aus, aber präliminäre Analysen bestätigen die Resultate der beobachtenden Studien (Dettenkofer et al. 2002). > Der Nutzen maximaler Asepsis bei der Einlage von zentralen Venenkathetern ist hinreichend bewiesen (Hu et al. 2004). Sie beinhaltet sterile Kittel, sterile Handschuhe, Kopfhaube, breite sterile Abdeckung und Einhaltung der Einwirkzeit des Desinfektionsmittels (Raad et al. 1994)

Trotz der eindeutigen Evidenz wird dies in der Klinik nicht immer eingehalten: Da die Replikation der Erreger Zeit erfordert, ist der Nutzen dieser aseptischen Einlage vor allem nur bei längerer Katheterliegedauer offensichtlich. Bei kurzer Dauer (<72 h) wird ein Infekt trotz mangelnder Asepsis häufig nicht manifest, da die Zeitspanne von Kolonisation zu Infektion zu kurz ist.

7.6.5

Implantierte oder getunnelte Katheter

Langzeitkatheter haben eine Infektionsrate unter 1:1000 Kathetertage, sofern sie optimal gelegt und gepflegt werden. Manipulation am Katheter und/oder am Dreiwegehahn sind bei diesem Kathetertyp die häufigsten Eintrittspforten.

Tipp Bei diesem Katheter ist die routinemäßige Entfernung bei Fieber unklarer Ätiologie nicht sinnvoll. Negative Blutkulturen aus dem liegenden implantierten Katheter schließen eine Kathetersepsis weitgehend aus, falls keine Antibiotikatherapie der Blutkultur vorausgegangen ist (DesJardin et al. 1999). Wichtig ist jedoch, dass bei der Blutkultur aus dem Katheter die ersten 10 ml nicht verworfen werden, sondern in die Blutkulturflasche infundiert werden.

7.7

Beschichtete Katheter

Aus der Pathophysiologie abgeleitet sollten antimikrobiell beschichtete Katheter die Infektionsrate senken. Beschichtete Katheter werden in antiseptisch und antibiotisch beschichtete Katheter unterteilt. Daneben sind auch silberbeschichtete und mit Silberionen besetzte Katheter im Handel (Bong et al. 2003; Ranucci et al. 2003). Einige können die Kolonisation vor allem von koagulasenegativen Staphylokokken reduzieren, aber statistisch signifikante Unterschiede in der Rate der Kathetersepsis konnten noch nicht erzielt werden (Ranucci et al. 2003). Bei den silberhaltigen Kathetern lassen sich keine antibiotischen oder antiseptischen Nebenwirkungen nachweisen; der mäßige Effekt auf die Infektprävention spricht vielmehr für antiseptisch oder antibiotisch beschichtete Katheter, bei denen die Reduktion der Kathetersepsis in der Literatur mehrfach dokumentiert ist. Chlorhexidin-Sulfadiazin-(CHSD-)Katheter sind seit Jahren im Handel und bieten einen guten Schutz vor Infektion während der ersten Woche nach Einlage (Veenstra et al. 1999). Nach dieser Zeit reicht die Beschichtung nicht mehr aus, die Kolonisation wirksam zu verhindern. Die erste Generation bestand aus Kathetern, die nur auf der Außenseite beschichtet waren. Nun kommen auch Katheter in den Handel, die sowohl außen als auch im Innenlumen beschichtet sind und deren antiseptische Aktivität wesentlich länger als eine Woche nachweisbar ist (Bassetti et al. 2001). Trotz des höheren Preises können diese Katheter kosteneffektiv sein (Veenstra et al. 1999). Noch wirksamer scheinen antibiotisch beschichtete Katheter zu sein: Die Rate der Kolonisation wie auch der Kathetersepsis war in einer randomisierten kontrollierten Studie bei den mit Antibiotika beschichteten Kathetern (Rifampicin-Minocyclin) deutlich und signifikant geringer als bei den CHSD-beschichteten Katheter (Darouiche et al. 1999). Diese Katheter sind allerdings in den meisten europäischen Ländern (noch) nicht registriert.

7

86

I

Kapitel 7 · Infektion und Sepsis durch intravaskuläre Katheter

7.8

Therapieoptionen

Grundsätzlich sollen ZVK bei klinischer Sepsis mit unbekanntem Fokus entfernt oder gewechselt werden. Jedoch sollten sie nicht routinemäßig außerhalb von Studien und speziellen Fragestellungen ins Labor eingeschickt werden, da die Interpretation dieser Resultate ohne direkte klinische Fragestellung sehr schwierig ist (Widmer et al. 1992). Die Therapie der Kathetersepsis richtet sich nach dem Erreger: Bei S. aureus sind 14 Tage Antibiotika genügend, wenn der Patient innerhalb von 48 Stunden afebril wird und keine Hinweise für Endokarditis bestehen. Beim geringsten Verdacht ist ein transösophageales Echokardiogramm zu empfehlen, da bei S. aureus Sepsis eine Endokarditis relativ häufig beobachtet wird. Der Nachweis einer Endokarditis beeinflusst die Dauer der Antibiotikatherapie und erfordert manchmal auch eine chirurgische Intervention (Jernigan u. Farr 1993). Tascheninfektionen beim Port-a-cath erfordern immer die Entfernung des Ports, wogegen Kathetersepsen ohne Hinweise auf Tascheninfektion vor allem bei koagulasenegativen Staphylokokken mit einem »Vancomycinlock« (Füllen mit der Lösung) therapiert werden können (Bailey et al. 2002). Auch Ethanol wurde erfolgreich als »Lock« eingesetzt, und laufende Studien werden zeigen, ob der Alkohol die Antibiotika nicht ersetzen kann (Dannenberg et al. 2003). Aktuell ist vor allem das Problem der Kompatibilität der Kunststoffkatheter und ggf. der Weichmacher (bei PVC) mit dem Alkohol. Auch prophylaktische Locks können in Ausnahmefällen eine wirksame Prävention sein, werden aber nicht für den klinischen Alltag empfohlen (Carratala et al. 1999). Eine ausgezeichnete Übersicht über die wichtigsten Antibiotikatherapien wurde von Mermel et al. (2001) erarbeitet.

7.9

Zusammenfassung und Ausblick

Kenntnisse der Pathophysiologie und der mikrobiologischen Diagnostik erlauben es heute, die infektiösen Komplikationen von intravaskulären Kathetern auf unter eine Kathetersepsisepisode pro 1000 Kathetertage zu senken. Diese geringen Infektionsraten erfordern je nach Klinik, Erkrankungen der Patienten und Inzidenz eine maßgeschneiderte Strategie für diese Prävention. Aus den hier vermittelten Grundlagen – ergänzt durch nationale und internationale Richtlinien – können interne Richtlinien erarbeitet werden, die das Präventionsziel mit möglichst geringem Aufwand erreichen. Diese Richtlinien müssen aber auch gelebt werden. Die mangelnde Compliance des Personals – wahrscheinlich heute die häufigste Ursache von Katheterinfektion- und -sepsis – ist ein Problemkreis, der gekoppelt mit Personalmangel und gekürzten Budgets schwer zu entschärfen ist. Kontinuierliche Surveillance mit gezieltem konstruktivem Feedback, Präsenz der Krankenhaushygiene am Patientenbett und Einführung der aktu-

ellsten diagnostischen Methoden sind Faktoren, mit denen sich diese Compliance verbessern ließe.

Literatur Bailey E, N Berry, Cheesbrough JS (2002) Antimicrobial lock therapy for catheter-related bacteraemia among patients on maintenance haemodialysis. J Antimicrob Chemother 50: 615–617 Bassetti S, Hu J, D’Agostino RB Jr, Sherertz RJ (2001) Prolonged antimicrobial activity of a catheter containing chlorhexidine-silver sulfadiazine extends protection against catheter infections in vivo. Antimicrob Agents Chemother 45: 1535–1538 Berenholtz SM, Pronovost PJ, Lipsett PA et al. (2004) Eliminating catheter-related bloodstream infections in the intensive care unit. Crit Care Med 32: 2014–2020 Blot F, Schmidt E, Nitenberg G et al. (1998) Earlier positivity of centralvenous- versus peripheral-blood cultures is highly predictive of catheter-related sepsis. J Clin Microbiol 36: 105–109 Bolton-Carter JF (1951) Reduction in thrombophlebitis by limiting duration of intravenous infusions. Lancet 2: 20–21 Bong JJ, Kite P, Wilco MH, McMahon MJ (2003) Prevention of catheter related bloodstream infection by silver iontophoretic central venous catheters: a randomised controlled trial. J Clin Pathol 56: 731–735 Bouza EN, Alvarado L, Alcala M et al. (2005) A prospective, randomized, comparative study of 3 different methods for the diagnosis of intravascular catheter colonization. Clin Infect Dis 40: 1096–1100 Bregenzer T, Conen D, Sakmann P, Widmer AF (1998) Is routine replacement of peripheral intravenous catheters necessary? Arch Intern Med 158: 151–156 Carratala J, Niubo J, Fernandez-Sevilla A et al. (1999) Randomized, double-blind trial of an antibiotic-lock technique for prevention of gram-positive central venous catheter-related infection in neutropenic patients with cancer. Antimicrob Agents Chemother 43: 2200–2204 Chatzinikolaou I, Hanna H, Hachem R, Alakech B, Tarrand J, Raad I (2004) Differential quantitative blood cultures for the diagnosis of catheter-related bloodstream infections associated with short-longterm catheters: a prospective study. Diagn Microbiol Infect Dis 50: 167–172 Chittock DR, Dhingra VK, Ronco JJ et al. (2004) Severity of illness risk of death associated with pulmonary artery catheter use. Crit Care Med 32: 911–915 Cobb DK, High KP, Sawyer RG et al. (1992) A controlled trial of scheduled replacement of central venous pulmonary-artery catheters. N Engl J Med 327: 1062–1068 Connors AF Jr, Speroff T, Dawson NV et al. (1996) The effectiveness of right heart catheterization in the initial care of critically ill patients. SUPPORT Investigators. JAMA 276: 889–897 Cooper GL, Schiller AL, Hopkins CC (1988) Possible role of capillary action in pathogenesis of experimental catheter-associated dermal tunnel infections. J Clin Microbiol 26: 8–12 Crnich CJ, Maki DG (2002) The promise of novel technology for the prevention of intravascular device-related bloodstream infection. I. Pathogenesis short-term devices. Clin Infect Dis 34: 1232– 1242 Dannenberg C, Bierbach U, Rothe A, Beer J, Korholz D (2003) Ethanollock technique in the treatment of bloodstream infections in pediatric oncology patients with broviac catheter. J Pediatr Hematol Oncol 25: 616–621 Darouiche RO, Raad II, Heard SO et al. (1999) A comparison of two antimicrobial-impregnated central venous catheters Catheter Study Group [see comments]. N Engl J Med 340: 1–8

87 Literatur

Daschner F, Cauda R, Grundmann H, Voss A, Widmer A (2004) Hospital infection control in Europe: evaluation of present practice future goals. Clin Microbiol Infect 10: 263–266 DesJardin JA, Falagas ME, Ruthazer R et al. (1999) Clinical utility of blood cultures drawn from indwelling central venous catheters in hospitalized patients with cancer. Ann Intern Med 131: 641–647 Dettenkofer M, Jonas D, Wiechmann C, Rossner R, Frank U, Zentner J, Daschner F (2002) Effect of skin disinfection with octenidine dihydrochloride on insertion site colonization of intravascular catheters. Infection 30: 282–285 Eggimann P, Pittet D (2002) Overview of catheter-related infections with special emphasis on prevention based on educational programs. Clin Microbiol Infect 8: 295–309 Eggimann P, Harbarth S, Constantin MN et al. (2000) Impact of a prevention strategy targeted at vascular-access care on incidence of infections acquired in intensive care. Lancet 355: 1864–1868 Eggimann P, Sax H, Pittet D (2004) Catheter-related infections. Microbes Infect 6: 1033–1042 Harbarth S, Sax H, Gastmeier P (2003) The preventable proportion of nosocomial infections: an overview of published reports. J Hosp Infect 54: 258–266 Hu KK, Lipsky BA, Veenstra DL, Saint S (2004) Using maximal sterile barriers to prevent central venous catheter-related infection: a systematic evidence-based review. Am J Infect Control 32: 142–146 Jernigan JA, Farr BM (1993) Short-course therapy of catheter-related Staphylococcus aureus bacteremia: a meta-analysis. Ann Intern Med 119: 304–311 Kite P, Dobbins BM, Wilcox MH, McMahon MJ (1999) Rapid diagnosis of central-venous-catheter-related bloodstream infection without catheter removal. Lancet 354: 1504–1507 Ladd M, Schreiner CE (1951) Plastic tubing for intravenous alimentation. JAMA 145: 642–643 Levin PD, Sprung CL (2005) Another Point of View: No Swan song for the pulmonary artery catheter Crit Care Med 33: 1123–1124 Lorente L, Villegas J, Martin MM, Jimenez A, Mora ML (2004) Catheterrelated infection in critically ill patients. Intensive Care Med 30: 1681–1684 Maki DG, Weise CE, Sarafin HW (1977) A semiquantitative culture method for identifying intravenous-catheter-related infection. N Engl J Med 296: 1305–1309 McKinley S, Mackenzie A, Finfer S, Ward R, Penfold J (1999) Incidence predictors of central venous catheter related infection in intensive care patients. Anaesth Intensive Care 27: 164–169 Mermel LA, Farr BM, Sherertz RJ et al. (2001) Guidelines for the management of intravascular catheter-related infections. Clin Infect Dis 32: 1249–1272 O’Grady NP, Alexander M, Dellinger EP et al. (2002) Guidelines for the prevention of intravascular catheter-related infections. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 759–769 Pittet D, Tarara D, Wenzel RP (1994) Nosocomial bloodstream infection in critically ill patients Excess length of stay, extra costs, attributable mortality. JAMA 271: 1598–1601 Raad II, Hohn DC, Gilbreath BJ et al. (1994) Prevention of central venous catheter-related infections by using maximal sterile barrier precautions during insertion. Infect Control Hosp Epidemiol 15: 231–238 Ranucci M, Isgro G, Giomarelli PP et al. (2003) Impact of oligon central venous catheters on catheter colonization catheter-related bloodstream infection. Crit Care Med 31: 52–59 Rickard CM, Lipman J, Courtney M, Siversen R, Daley P (2004) Routine changing of intravenous administration sets does not reduce colonization or infection in central venous catheters. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 650–655 Safdar N, Maki DG (2002) Inflammation at the insertion site is not predictive of catheter-related bloodstream infection with shortterm, noncuffed central venous catheters. Crit Care Med 30: 2632– 2635

Safdar N, Maki DG (2004) The pathogenesis of catheter-related bloodstream infection with noncuffed short-term central venous catheters. Intensive Care Med 30: 62–67 Safdar N, Kluger DM, Maki DG (2002) A review of risk factors for catheterrelated bloodstream infection caused by percutaneously inserted, noncuffed central venous catheters: implications for preventive strategies. Medicine (Baltimore) 81: 466–479 Safdar N, Fine JP, Maki DG (2005) Meta-analysis: methods for diagnosing intravascular device-related bloodstream infection. Ann Intern Med 142: 451–466 Sax H, Pittet D (2002) Interhospital differences in nosocomial infection rates: importance of case-mix adjustment. Arch Intern Med 162: 2437–2442 Sherertz RJ, Raad II, Belani A, Koo LC et al. (1990) Three-year experience with sonicated vascular catheter cultures in a clinical microbiology laboratory. J Clin Microbiol 28: 76–82 Sherertz RJ, Ely EW, Westbrook DM et al. (2000) Education of physiciansin-training can decrease the risk for vascular catheter infection. Ann Intern Med 132: 641–648 Veenstra DL, Saint S, Saha S, Lumley T, Sullivan SD (1999a) Efficacy of antiseptic-impregnated central venous catheters in preventing catheter-related bloodstream infection: a meta-analysis. JAMA 281: 261–267 Veenstra DL, Saint S, Sullivan SD (1999b) Cost-effectiveness of antiseptic-impregnated central venous catheters for the prevention of catheter-related bloodstream infection. JAMA 282: 554–560 Widmer AF (1997) Intravascular catheter-associated infections. Schweiz Med Wochenschr 127: 444–456 Widmer AF, Frei R, Rajacic Z, Zimmerli W (1990) Correlation between in vivo in vitro efficacy of antimicrobial agents against foreign body infections. J Infect Dis 162: 96–102 Widmer AF, Wiestner A, Frei R, Zimmerli W (1991) Killing of nongrowing adherent Escherichia coli determines drug efficacy in devicerelated infections. Antimicrob Agents Chemother 35: 741–746 Widmer AF, Nettleman, M Flint K, Wenzel RP (1992) The clinical impact of culturing central venous catheters. A prospective study. Arch Intern Med 152: 1299–1302

7

88

1

Kapitel 1 · Was ist Psychotherapie, was ist Gesprächspsychotherapie?

8 Gastrointestinale Infektionen E. Meyer, W. Ebner 8.1

Datenlage – 88

8.5

8.2

Risikofaktoren und Übertragungswege – 89

8.5.1 Giardia lamblia – 94 8.5.2 Cryptosporidium parvum und Cryptosporidium hominis – 95

8.3

Bakterielle Erreger

8.6

Meldepflicht – 95

8.3.1 8.3.2 8.3.3 8.3.4 8.3.5 8.3.6 8.3.7

Clostridium difficile – 89 Enteritissalmonellen – 91 Shigellen – 92 Campylobacter jejuni – 92 Escherichia coli – 92 Yersinia enterocolitica – 93 Weitere Erreger – 93

8.7

Hygienemaßnahmen – 95

8.4

Virale Erreger – 93

– 89

8.4.1 Rotaviren – 93 8.4.2 Noroviren – 93 8.4.3 Adenoviren – 94

Gastrointestinale Infektionen und infektiöse Diarrhöen sind weltweit die vierthäufigste Todesursache. Die meisten gastrointestinalen Infektionen verlaufen als akute Ereignisse, Folge von Infektionen durch Bakterien, Viren und, im europäischen Raum seltener, durch Parasiten. Insgesamt gesehen sind Salmonellen und Campylobacter die häufigsten bakteriellen, Noroviren und Rotaviren die häufigsten viralen Erreger einer infektiösen Gastoenteritis. Clostridium difficile ist demgegenüber der häufigste im Krankenhaus erworbene Gastroenteritiserreger. Die klinischen Kardinalsymptome umfassen Diarrhöen, Fieber und krampfartige abdominelle Schmerzen, die mit wechselndem Schweregrad auftreten. Die einzelnen enteropathogenen Bakterien führen z. T. zu sehr unterschiedlich ausgeprägten klinischen Verlaufsformen.

8.1

Datenlage

Die US-amerikanischen Centers for Disease Control and Prevention (CDC, Atlanta, USA) haben zwar Definitionen zur Erfassung (Surveillance) gastrointestinaler Infektionen vorgeschlagen (Garner et al. 1988). Trotzdem sind Daten

Protozoen – 94

8.7.1 Bakterielle Erreger mit hoher Infektionsdosis – 95 8.7.2 Bakterielle Erreger mit niedriger Infektionsdosis – 96 8.7.3 Noroviren – 96 8.7.4 Rotaviren – 96

Literatur – 97

zur Häufigkeit nosokomialer gastrointestinaler Infektionen selten und unzuverlässig, weil diese Gruppe der nosokomialen Infektionen lange unterschätzt wurde. Die angegebenen Raten schwanken zwischen 1,3 und 10,5 Infektionen pro 10.000 Patientenentlassungen (Farr 2004). Ein weiterer Grund für die Schwierigkeiten in der Erfassung nosokomialer gastrointestinaler Infektionen liegt darin, dass es eine Vielzahl nichtinfektiöser Ursachen für Diarrhöen bei hospitalisierten Patienten gibt (Medikamente, chronisch entzündliche Darmerkrankungen, endokrinologische Ursachen wie Diabetes mellitus, Tumoren). Es zeigen sich auch erhebliche Unterschiede in der Prävalenz nosokomialer gastrointestinaler Infektionen im Hinblick auf verschiedene medizinische Disziplinen. So liegt die Infektionsrate in der inneren Medizin bei 15,1 Infektionen pro 10.000 Entlassungen, in der Pädiatrie bei 11,3, in der Gynäkologie bei 1,1. Zum Teil wesentlich höhere Raten finden sich in der Allgemeinchirurgie (20,4/10.000), bei Verbrennungs- und Traumapatienten (23,8/10.000) und in der Onkologie (18,3/10.000). Eine Bedeutung haben infektiöse Gastroenteritiden auch im Hinblick auf nosokomiale Epidemien: 7,4% aller nosokomialen Epidemien, die zwischen 1980 und 1991 von den CDC untersucht wurden, waren gastrointestinalen Ursprungs (Hughes u. Jarvis 1993).

89

8.3 · Bakterielle Erreger

Nosokomiale Gastroenteritiden scheinen auch einen nicht unwesentlichen Einfluss auf die Mortalität zu haben: In einer prospektiven Studie errechneten Zaidi et al. (1991) eine Mortalitätsrate von 18% bei Patienten mit nosokomialer Gastroenteritis im Vergleich zu 5% bei der Kontrollgruppe. In dieser Studie aus Mexiko waren allerdings Pilze und Entamoeba histolytica die häufigsten nosokomialen Durchfallerreger. Für den hierzulande mit Abstand häufigsten Erreger bakterieller nosokomialer Gastroenteritiden, Clostridium difficile, wird eine wesentlich geringere Mortalität errechnet, nämlich 1,5% in einer Studie von Miller et al. (2002). Die Verlängerung der Krankenhausverweildauer aufgrund einer nosokomialen Clostridiendiarrhö beträgt 3,6 Tage, damit verbunden sind 54% höhere Kosten (Kyne et al. 2002).

8.2

Risikofaktoren und Übertragungswege

> Die Mehrzahl der endemischen Fälle nosokomialer gastrointestinaler Infektionen wird über die Hände des Personals übertragen (Farr 2004).

Die Umgebungskontamination mit nachfolgender direkter oder indirekter Übertragung spielt vor allem bei der mit Clostridium difficile assoziierten Diarrhö eine bedeutende Rolle.

8.3

Im Folgenden sollen die wichtigsten Erreger der ambulant erworbenen und nosokomialen Gastroenteritis vorgestellt werden. Eine Übersicht gibt . Tab. 8.2.

8.3.1

Die Risikofaktoren für eine nosokomiale Gastroenteritis sind in . Tab. 8.1 zusammengefasst. Nosokomiale gastrointestinale Infektionen werden übertragen 4 durch direkten Kontakt von Patient zu Patient bzw. zu Personal, 4 indirekt von Patient zu Patient über die Hände des Personals, 4 durch Umgebungskontamination und nachfolgenden direkten oder indirekten Kontakt, 4 über gemeinsame Vehikel (meist kontaminierte Nahrungsmittel).

Bakterielle Erreger

Clostridium difficile

C. difficile ist ein grampositives, Sporen bildendes, obligat anaerobes Bakterium. Es ist der Erreger, der im Rahmen einer nosokomialen Gastroenteritis am häufigsten nachgewiesen wird (Bonnet 2000). Man kennt 2 Toxine von C. difficile: Enterotoxin A und Zytotoxin B. Enterotoxin A wird als hauptverantwortlich für die Entwicklung der klinischen Symptomatik angesehen. Deshalb ist der Nachweis dieses Toxins mittels ELISA wesentlich für die Diagnostik. Die meisten Stämme von C. difficile produzieren jedoch beide Toxine (Bartlett 1992). Der kulturelle Nachweis von C. difficile allein hat keine große Bedeutung für die Diagnose einer Infektion, da es auch Stämme gibt, die kein Toxin bilden.

. Tab. 8.1. Risikofaktoren für nosokomiale Gastroenteriden Risikofaktor

Pathomechanismus

Achlorhydrie

Herabgesetzter Magen-pH

Antazida/H2-Blocker

Herabgesetzter Magen-pH

Antibiotikaeinnahme

Veränderte Darmflora

(Kontrast-)Einlauf/Klistier

Gestörte Barrierefunktion der Darmmukosa

Magensonden und enterale Ernährung

Exogene Kontamination

Immunsuppressive Erkrankung bzw. Therapie

Mukositis/gestörte Immunität

GvHD (graft versus host disease)

Spenderlymphozyten zerstören Empfängermukosa

Hohes Lebensalter

Altersbedingte Achlorhydrie

Säuglingsalter (0–11 Monate)

Gastrointestinale Unreife

Kindesalter (½–6 Jahre)

Verlust der mütterlichen Antikörper, mangelhafte Hygiene

Inkontinenz

Mangelhafte Hygiene, Übertragung

Aufenthalt auf Intensivstation

Sondenernährung, Antibiotikatherapie, Achlorhydrie (Stressulkusprophylaxe)

Bettenzahl pro Zimmer

Übertragung

Krankenhausverweildauer

Multifaktoriell

Personelle Unterbesetzung

Übertragung

8

90

I

Kapitel 8 · Gastrointestinale Infektionen

. Tab. 8.2. Erreger der nosokomialen Gastroenteritis Kontagiosität

Häufigkeita

Hygienemaßnahmen

2–3 Wochen nach Erkrankung

397 (Erregernachweis bei Keratokonjunktivitis)

S1

Patienten potenziell infektiös, solange Erreger im Stuhl ausgeschieden werden

47.876 (Erregernachweis, Verdacht und Erkrankung bei Personen, die im Lebensmittelbereich arbeiten, oder bei Ausbrüchen)

S1

Unklar

Keine Meldepflicht

S1

Lebensmittel, Kontakt Mensch–Mensch, Mensch– Tier

100

1135 (Verdacht, Erkrankung oder Tod bei HUS)

S2

12–48 h

Überleben 21–28 d; Kontakt fäkal/oral, evtl. aerogen

>10

Mindestens noch 2 Tage nach Sistieren der Symptomatik

41.701 (Erregernachweis, Verdacht und Erkrankung bei Personen, die im Lebensmittelbereich arbeiten, oder bei Ausbrüchen)

S2 und Mundschutz bei Erbrechen

Rotaviren

1–4 d

1 h auf Händen/Oberflächen; Kontakt fäkal/oral, möglicherweise respiratorisch

<1

Im Stuhl bis zu 2 Wochen

46.078 (wie bei Noroviren)

S1

Salmonella enterica

6h–10 d

Mehrere Monate überlebensfähig (Lebensmittel); Kontakt fäkal/oral

105

Im Stuhl 3–6 Wochen, max. 6 Monate

63.044 (wie bei Noroviren)

S1

Shigella spp.

12h–8 d

Lebensmittel; Mensch– Mensch

>10

Im Stuhl 1–4 Wochen

793 (wie bei Noroviren)

S2

Toxinproduzierender S. aureus

0,5–8 h

Lebensmittel

Yersinia enterocolitica

3–5 d

Lebensmittel

105

6571 (wie bei Noroviren)

S1

Darmpathogene E. coli

Wenige Stunden

Lebensmittel, Trinkwasser

100

5464 (wie bei Noroviren)

S1

Cryptosporidium parvum

3–12

Oozysten bis 2 Jahre lebensfähig; Kontakt Mensch–Mensch, Trinkwasser, Lebensmittel

>10 Zysten

(wie bei Noroviren)

S1

Erreger

Inkubationszeit

Umweltpersistenz, Übertragung

Minimale Infektionsdosis (Erregeranzahl)

Adenoviren

7–8 d

Sehr umweltresistent und bei Zimmertemperatur u. U. über Wochen infektiös; fäkal/oral

Camylobacter jejuni/coli

2–7 d

Bei 4°C wochenlanges Überleben in der Umwelt (verseuchtes Trinkwasser, Nahrungsmittel); fäkal/oral bes. durch Nahrungsmittel

500

Clostridium difficile

8–12 h

Langes Überleben durch Sporenbildung; fäkal/oral

Enterohämorrhagische E. coli (EHEC)

1–3 (–8) d

Noroviren

Keine

S1

a Häufigkeit der gemeldeten Erkrankungen in Deutschland 2003 (Meldepflicht). S1 Standardhygiene und Einzelzimmer nur bei unkontrollierbaren Durchfällen oder mangelhafter Patientenhygiene; S2 Einzelzimmer bzw. Kohortenisolierung.

Häufigste Ursache einer C.-difficile-Gastroenteritis ist eine vorausgegangene oder laufende Antibiotikatherapie. Grundsätzlich kann jedes Antibiotikum Auslöser sein. Am häufigsten werden jedoch Cephalosporine, Clindamycin und Breitspektrumpenicilline angeschuldigt (Wistrom et al. 2001). Dabei kommt es zur Zerstörung der physiologischen Darmflora und zur Besiedelung mit C.-difficile-Sporen i. d. R. von außen (Umgebungskontamination im Krankenhaus). Der Patient wird entweder zum asymptomatischen Träger von C. difficile oder

entwickelt die typische gastrointestinale Symptome (7 unten). Der alternative Fall, dass ein Patient schon gastrointestinal besiedelt mit C. difficile ins Krankenhaus kommt und hier unter einer Antibiotikatherapie eine C.-difficile-Infektion entwickelt, ist selten (Johnson u. Gerding 1998), denn bei Gesunden wird C. difficile selten nachgewiesen: 0–3% der gesunden Erwachsenen sind Träger (Widmer 1995); in der Regel handelt es sich um eine vorübergehende Trägerschaft (Ozaki et al. 2004).

8.3 · Bakterielle Erreger

Typische Symptome einer C.-difficile-assoziierten Gastroenteritis sind wässrige Diarrhöen und krampfartige Bauchschmerzen, evtl. in Kombination mit Übelkeit, einem allgemeinen Krankheitsgefühl und subfebrilen Temperaturen. Im Blutbild findet sich eine leichte Leukozytose. Die pseudomembranöse Kolitis ist die dramatischste Verlaufsform einer Infektion mit C. difficile: Die genannten Symptome sind entsprechend stärker ausgeprägt; es kommt zu ulzerösen Läsionen der Darmmukosa und zur Ausbildung von sog. Pseudomembranen. Sporen von C. difficile können in Patientennähe bis zu 5 Monaten auf unbelebten Oberflächen überleben (Fekety et al. 1981). Das Ausmaß der Umgebungskontamination hängt dabei wesentlich von der Symptomatik des Patienten ab: In einer Studie von McFarland et al. (1989) waren bei Patienten ohne Nachweis von C. difficile 8% der Umgebungsproben auf C. difficile positiv, bei asymptomatischen Trägern waren es 29% und bei symptomatisch erkrankten Patienten 49%. Asymptomatisch besiedelte Patienten spielen bei der nosokomialen Ausbreitung von C. difficile eine wichtige Rolle. In der oben genannten Studie wurde gezeigt, dass über die Hälfte – nämlich 61% – von vormals C.-difficile-negativen Patienten nach Kontakt mit asymptomatisch besiedelten Patienten einen Nachweis von C. difficile im Stuhl hatten (McFarland et al. 1989). Die Therapie einer C.-difficile-Infektion richtet sich nach der Schwere des Krankheitsbildes. Im Falle einer unkomplizierten antibiotikaassoziierten Diarrhö genügt eine symptomatische Behandlung. Gleichzeitig muss jedoch auch die auslösende Antibiotikatherapie abgesetzt werden. Ist dies nicht möglich bzw. handelt es sich um eine schwere Infektion mit Fieber, Leukozytose, Ileus und/oder Zeichen einer Kolitis (in Endoskopie bzw. CT), so muss systemisch therapiert werden. Mittel der Wahl ist Metronidazol per os oder – falls eine orale Gabe nicht möglich ist – intravenös (Stoddart u. Wilcox 2002; Friedenberg et al. 2001). Orales Vancomycin sollte als Alternative nur bei Versagen einer Therapie mit Metronidazol eingesetzt werden. Eine adjuvante Therapie mit Probiotika (vor allem Saccharomyces spp. und Lactobacillus spp.) wird kontrovers beurteilt (Stoddart u. Wilcox 2002).

8.3.2

Enteritissalmonellen

Die gramnegativen stäbchenförmigen Enteritissalmonellen – von den etwa 2400 bekannten Serovaren haben 20–30 praktische epidemiologische Bedeutung – sind innerhalb (und außerhalb) medizinischer Einrichtungen im Rahmen von lebensmittelbedingten Ausbrüchen bedeutsam (Farr 2004; Guallar 2004). In der Umwelt und in verschiedenen Lebensmitteln bleiben sie bis zu mehreren Wochen überlebensfähig (Oyarzabal et al. 2003). Salmonellenkontaminierte Lebensmittel sind vor allem Geflügel,

91

rohe Eier (auf der Eischale oder im Eiinhalt) und Speisen, die rohe Eier enthalten. Ferner sind rohes Fleisch oder nicht ausreichend erhitzte Fleischprodukte als Quellen von Ausbrüchen beschrieben worden. Eine direkte oder indirekte Übertragung von Patient zu Patient im Krankenhaus ist ein eher seltenes Ereignis (Matlow u. Streitenberger 2001), da zur Übertragung relativ große Keimzahlen erforderlich sind (bis 104–106 Keime) (Blaser u. Newman 1982). ! Cave Bei immunsupprimierten Patienten, alten Menschen und kleinen Kindern können allerdings auch schon Infektionsdosen unter 100 Keimen eine symptomatische Salmonellose auslösen (Tschäpe 2000).

Schließlich wurden auch Übertragungen durch medizinisches Instrumentarium, vor allem durch Endoskopiezubehör, beschrieben (Dwyer et al. 1987; Spach et al. 1993). Wie bei C. difficile spielen auch bei den Enteritissalmonellen asymptomatische Träger eine wichtige Rolle in der Infektionsübertragung (Linnemann et al. 1985). Mit einer Inkubationszeit von wenigen Stunden bis 3 Tagen führt die Salmonelleninfektion zu den typischen Symptomen von wässrigen, selten blutigen Durchfällen, Bauchschmerzen, Übelkeit und Erbrechen. Seltene Komplikationen sind Sepsis, septische Arthritis, Osteomyelitis und Meningitis. Im Mittel scheiden Erkrankte über 3–6 Wochen Enteritissalmonellen aus (Säuglinge gelegentlich auch über Monate). Eine Ausscheidung über 6 Monate (sog. Dauerausscheider) ist nur selten zu beobachten, vorwiegend bei älteren Patienten und Patienten mit Gallenwegserkrankungen (Musher u. Rubenstein 1973). Ein besonderes Problem bereitet die Tatsache, dass eine Salmonellenausscheidung bei 17% der Infizierten intermittierend sein kann (Buchwald u. Blaser 1984). Dies bedeutet, dass nach mehreren negativen Stuhlproben wieder ein Nachweis möglich sein kann. Enteritissalmonellen werden im mikrobiologischen Labor aus Stuhl, Rektalabstrichen (Nachweis erst ab 103 Keimen/g Stuhl) und Erbrochenem nachgewiesen. Bei Hinweisen auf einen lebensmittelbedingten Ausbruch müssen selbstverständlich auch verdächtige Lebensmittel untersucht werden. Bei einem gastroenteritischen Verlauf einer Salmonellose ist eine symptomatische Therapie ausreichend, da eine Antibiotikatherapie die Ausscheidung verlängern kann. Patienten mit schweren Grunderkrankungen, Immunsupprimierte und Neugeborene sollte aber in jedem Fall antibiotisch behandelt werden. Auch bei Beschäftigten in Lebensmittelbetrieben kann eine Antibiotikatherapie sinnvoll sein. In diesen Fällen sind Cotrimoxazol oder Ampicillin Mittel der Wahl. Zur Behandlung von Dauerausscheidern werden in der Regel Chinolone eingesetzt.

8

92

I

Kapitel 8 · Gastrointestinale Infektionen

> Zur Prävention der Samonellenübertragung in Schulen und ähnlichen Gemeinschaftseinrichtungen sei an dieser Stelle auf § 34 des Infektionsschutzgesetzes und auf das Merkblatt des RKI»Wiederzulassung in Schulen und sonstigen Gemeinschaftseinrichtungen« (www.rki.de) verwiesen. Nach § 42 IfSG dürfen Personen, die an Salmonellose erkrankt, dessen verdächtig sind oder Salmonellen ausscheiden, beim gewerbsmäßigen Herstellen, Behandeln oder In-Verkehr-bringen von Lebensmitteln nicht tätig sein, wenn sie dabei mit den Lebensmitteln in Berührung kommen. Dies gilt sinngemäß u. a. auch für Beschäftigte in Krankenhäusern.

Die allgemeinen Präventionsmaßnahmen entsprechen den unter 7 8.7.1 beschriebenen. Weitere Maßnahmen sind u. a. in 7 Kap. 40 aufgeführt.

8.3.3

Shigellen

Diese gramnegativen Stäbchen, die zu den Enterobakterien gezählt werden, spielen als Erreger einer sporadisch oder epidemisch auftretenden nosokomialen Gastroenteritis eine weitaus geringere Rolle als Salmonellen, obwohl die Infektionsdosis mit etwa 100 Keimen sehr gering ist (DuPont et al. 1989). In Deutschland handelt es sich bei Shigellosen hauptsächlich um Infektionen mit Shigella sonnei und Shigella flexneri, die aber fast ausnahmslos von Reisenden importiert werden. Weitere Serogruppen sind Shigella dysenteriae und Shigella boydii. Aufgrund der geringen Infektionsdosis werden Shigellen – anders als bei den Salmonellen – hauptsächlich durch direkten Kontakt von Mensch zu Mensch übertragen. Trotzdem sind Berichte über nosokomiale Ausbrüche sehr rar (Farr 2004). Der klinische Verlauf variiert zwischen milden Formen (wässrige Durchfälle) und dem Vollbild der Shigellen- bzw. Bakterienruhr mit Fieber und blutigeitrigen Diarrhöen. Shigatoxin, das von Shigellen produzierte Toxin, hat sowohl enterotoxische als auch zytotoxische Eigenschaften, spielt aber in der Pathogenese der Shigellose eine untergeordnete Rolle (Farr 2004). Das Krankheitsbild wird hauptsächlich durch die enteroinvasiven Eigenschaften der Shigellen verursacht. Eine Shigellose wird durch den Keimnachweis aus frischem Stuhl oder aus frisch entnommenen Rektalabstrichen diagnostiziert. Eine Ausscheidung wird bis 1–4 Wochen nach der akuten Erkrankung beobachtet. > Anders als Salmonellosen müssen Shigellosen in jedem Fall antibiotisch therapiert werden. Mittel der Wahl sind Chinolone oder Cotrimoxazol (Antibiogramm beachten).

Die allgemeinen Präventionsmaßnahmen entsprechen den oben unter 7 8.7.2 beschriebenen.

8.3.4

Campylobacter jejuni

Campylobacter jejuni ist ein gramnegatives Bakterium mit stäbchenförmig spiraliger Gestalt. Es ist verantwortlich für den Großteil aller Fälle einer Gastroenteritis mit Erregern der Gattung Campylobacter (weitere Erreger sind C. coli, C. cinaedi, C. fennelliae) (Farr 2004). Obwohl die Infektionsdosis mit ca. 500 Erregern niedrig ist, spielt C. jejuni als nosokomialer Infektionserrger eine geringe Rolle. Dies mag u. a. auch darin begründet sein, dass asymptomatische Träger den Erreger nicht zu streuen scheinen (Farr 2004). Die Hauptquelle für Campylobactergastroenteritiden sind Lebensmittel, vor allem nicht ausreichend erhitztes Geflügelfleisch, nicht pasteurisierte Milch und rohes Hackfleisch. Die klinische Symptomatik zeichnet sich aus durch Fieber, Bauchkrämpfe und Durchfälle, die mitunter auch blutig sein können. Die Erreger werden über 2–4 Wochen ausgeschieden. Eine Langzeitausscheidung ist nur bei immunsupprimierten Patienten bekannt. Die Diagnose erfolgt aus frischem Stuhl. Wie bei der Salmonellose ist auch bei einer Campylobactergastroenteritis eine antibiotische Therapie nur bei schweren Verläufen indiziert (allgemeine Präventionsmaßnahmen 7 unter 8.7.2).

8.3.5

Escherichia coli

Enterotoxische E.-coli-Stämme (ETEC) sind die häufigsten Erreger einer Reisediarrhö. Neben ETEC, deren Enterotoxine krankheitsverursachend sind, sind auch enteropathogene (EPEC), enteroinvasive (EIEC) und enterohämorrhagische (EHEC) E.-coli-Stämme als Humanpathogene von Bedeutung. Die Bedeutung von E. coli als nosokomialer Infektionserreger ist nicht genau bekannt, da diese Erreger im Rahmen nosokomialer Gastroernteritiden nicht routinemäßig gesucht werden. Sie wird insgesamt aber eher gering eingeschätzt. Allerdings gibt es nicht wenige Beschreibungen von Ausbrüchen nosokomialer Gastroenteritiden, die auf E. coli zurückgingen (Farr 2004). Von besonderer Bedeutung im Krankenhaus sind die enterohämorrhagischen E. coli (EHEC, Serotyp O157:H7). Mit der Produktion eines Shiga-like-Verotoxins werden sie für 8–20% der Fälle eines hämolytisch-urämischen Syndroms (HUS) verantwortlich gemacht (MacDonald u. Osterholm 1993). Beschreibungen nosokomialer Ausbrüche gibt es nicht, allerdings wurde schon über mehrere Epidemien in Altenheimen und Übertragungen auf medizinisches Personal berichtet (Carter et al. 1987; Coia 1998; Ryan et al. 1986; Weightman u. Kirby 2000). Hauptreservoir für EHEC sind Rinder, Ziegen und Schafe. Vehikel für eine Infektion beim Menschen sind die entsprechenden Fleischprodukte, aber auch rohe und unpasteurisierte Milch. Durch die niedrige Infektionsdosis

93

8.4 · Virale Erreger

von 100 Keimen ist eine direkte oder indirekte Übertragung von Mensch zu Mensch möglich. Auch direkte TierMensch-Übertragungen wurden beschrieben (z. B. Streichelzoo). Die Symptomatik der Erkrankung ist geprägt durch wässrige Durchfälle (bis hin zu shigellenruhrähnlichen Bildern) mit Übelkeit, Erbrechen und Abdominalschmerzen. Etwa 1–3 Wochen nach akuter Erkrankung (sehr selten länger) wird EHEC im Stuhl ausgeschieden. Symptomlose Ausscheider können bei der Übertragung von EHECInfektionen eine Rolle spielen. Eine antibiotische Therapie ist nicht indiziert, da sie nicht nur zu einer Verlängerung der EHEC-Ausscheidung, sondern auch zur Stimulierung der Toxinproduktion führen kann. Die allgemeinen Präventionsmaßnahmen entsprechen den unter 7 8.7.2 beschriebenen.

8.3.6

Yersinia enterocolitica

Die Serotypen O3, O8, O9 und O27 von Y. enterocolitica sind wichtige Erreger ambulant erworbener Gastroenteritiden (Lee et al. 1991). Etwa 50 weitere Serotypen sind nicht pathogen, werden aber regelmäßig aus Stuhlproben isoliert. Demnach ist eine Serotypisierung notwendig, um Y. enterocolitica als Gastroenteritiserreger zu identifizieren (Jarvis 1992). Als Quellen von Gastroenteritisausbrüchen mit Y. enterocolitica wurden Schweinefleisch, Milch und Sprossen beschrieben (Farr 2004). Nosokomiale Infektionen sind kaum bekannt, eine Übertragung von Patient zu Patient findet praktisch nicht statt (Cannon u. Linnemann 1992).

8.3.7

Weitere Erreger

Aeromonas spp.: Die Tatsache, dass Aeromonas spp. auch aus Wasserleitungen eines Krankenhauses isoliert werden können, macht sie zu potenziellen Erregern nosokomialer Gastroenteritiden. Ausbrüche in Altenheimen sind beschrieben worden (Bloom u. Bottone 1990). Staphylococcus aureus: Der Toxin bildende S. aureus ist Erreger lebensmittelbedingter Gastroenteritiden sowohl im ambulanten Bereich als auch in medizinischen Einrichtungen (Farr 2004). Eine direkte oder indirekte Übertragung von Patient zu Patient kommt allerdings nicht vor. Clostridium perfringens: Auch dieser Sporenbildende Erreger ist Ursache lebensmittelbedingter Gastroenteritisausbrüche (Farr 2004), spielt aber als nosokomialer Infektionserreger keine Rolle.

8.4

Virale Erreger

8.4.1

Rotaviren

Diese doppelsträngigen RNA-Viren gehören zur Familie der unbehüllten Reoviren. In der Humanmedizin sind 3 serologische Typen (Gruppe A–C) von Bedeutung, wobei Gruppe A die epidemiologisch vorherrschende Gruppe ist. Ihren Namen haben die Rotaviren von ihrer elektronenmikroskopisch sichtbaren Radstruktur. Rotaviren sind die mit Abstand häufigsten Erreger viraler Gastroenteritiden bei Kindern bis 3 Jahre. In Entwicklungsländern sind sie bei Kindern dieser Altersgruppe die führende Todesursache (Farr 2004). In unseren Breiten ist eine epidemische Häufung in den Wintermonaten zu beobachten. Im Schulalter ist eine weitgehende Durchseuchung erreicht. Ältere Kinder und Erwachsene erkranken seltener und leichter. Die typischen Infektionssymptome sind plötzlich einsetzendes Fieber (selten über 39°C) und Erbrechen, gefolgt von wässrigen Durchfällen, z. T. mit Schleimbeimengungen. Die Krankheitsdauer beträgt 6–9 Tage. Die Virusausscheidung im Stuhl dauert selten länger als 2 Wochen, der Höhepunkt (bis 1012 Viren/g Stuhl) wird zwischen Tag 3 und Tag 8 der akuten Symptomatik erreicht. Nosokomiale Gastroenteritiden durch Rotaviren sind häufig beschrieben (Ratner et al. 2001; Widdowson et al. 2002; Rogers et al. 2000). Naturgemäß sind vor allem Kinderstationen davon betroffen. Bei den Erwachsenen sind es meist ältere oder immunsupprimierte Patienten (Faruque et al. 2004; Anderson und Weber 2004), bei denen auch die Virenausscheidung verlängert sein kann (PeigueLafeuille 1991). Der Hauptübertragungsweg von Rotaviren ist fäkaloral (direkt und indirekt über kontaminierte Flächen). Eine respiratorische Übertragung wird diskutiert (Dennehy 2000). Rotaviren sind als unbehüllte Viren relativ umgebungstabil: Überlebenszeiten von bis zu 10 Tagen auf unbelebten Oberflächen werden beobachtet (Sattler et al. 1986). Rotaviren werden durch Antigennachweis mittels ELISA im Stuhl nachgewiesen. Rotavirusinfektionen werden symptomatisch therapiert. Eine Impfung mit attenuiertem Lebendimpfstoff wird derzeit in den USA stark propagiert, ist aber wegen Nebenwirkungen (Darmeinstülpung) nicht unumstritten (Saez-Llorens u. Guevara 2004).

8.4.2

Noroviren

Noroviren, früher»Norwalk-like-Viren« genannt, gehören zur Familie der Caliciviren. Dies sind unbehüllte, einsträngige RNA-Viren mit einem Durchmesser von 25–35 nm. Sie gehören damit zu den kleinsten bekannten Viren. Elekt-

8

94

I

Kapitel 8 · Gastrointestinale Infektionen

ronenmikroskopisch sieht man eine Kapsidstruktur mit tiefen Einsenkungen (lat. calix, Kelch). Dieses Merkmal, das bei Noroviren allerdings wenig ausgeprägt ist, gab der Virusfamilie den Namen Caliciviridae. Man kennt 2 Genogruppen mit insgesamt 15 Genotypen. Epidemiologisch ist vor allem die Genogruppe II interessant, die laut Angaben des Robert Koch-Instituts im Rahmen von Ausbrüchen vorherrscht (90%). Es wird vermutet, dass 60% (–95%) aller nicht bakteriellen Gastroenteritiden durch Noroviren verursacht werden. Nach einer Inkubationszeit von 12–50 h kommt es bei den Infizierten zu Brechdurchfall (Durchfall und/oder Erbrechen) mit meist krampfartigen Bauchschmerzen. Kopfschmerz, Fieber und Myalgien treten bei ca. einem Drittel der Infizierten auf. Im oberen Dünndarm finden sich eine Vergröberung und Verkürzung der Zotten, die zu Magenmotilitätsstörung und Malabsorption führen, was sich in Erbrechen und Durchfall äußert. Die Dauer der Erkrankung beschränkt sich in der Regel auf 0,5–4 Tage; längere Verläufe, insbesondere eine verlängerte Ausscheidung, sind bei Immunsupprimierten möglich. Bis 2 Tage nach Beendigung der Symptomatik ist die Virusausscheidung massiv, das Übertragungsrisiko somit hoch. Eine Virusausscheidung im Stuhl findet sich jedoch bis 2 Wochen (länger eher selten). Nach durchgemachter Erkrankung besteht, wenn überhaupt, eine allenfalls kurzzeitige Immunität, was nicht nur mit der Verschiedenheit der Genotypen zu tun hat. Der Hauptübertragungsweg von Noroviren ist fäkaloral (direkt und indirekt über kontaminierte Flächen). Problematisch sind die hohe Umweltstabilität und die hohe Viruslast im Stuhl von Erkrankten: 1012 infektiöse Partikel finden sich pro Milliliter Stuhl; 10–100 reichen aus, um eine Infektion auszulösen. Das heißt, dass auch nicht sichtbar kontaminierte Flächen bei der Infektionsübertragung eine Rolle spielen können. Ein weiterer Faktor für die rasche Ausbreitung von Noroviren ist die Tatsache, dass es auch über bei heftigem Erbrechen entstehende Aerosole zu einer Infektionsübertragung kommen kann. Kontaminierte Lebensmittel (Eis, grüne Salate, Obst- und Kartoffelsalat, Melonen, gekochter Schinken, rohe Muscheln) spielen mittlerweile eine untergeordnete Rolle. Übertragungen durch verunreinigtes Trinkwasser sind beschrieben. Noroviren werden aus dem Stuhl mittels PCR oder EIA nachgewiesen. Im Hinblick auf die Auswahl des Händedesinfektionsmittels gibt es noch einige Unsicherheiten. Ergebnisse von Desinfektionsmitteltestungen am Surrogatvirus (felines Calicivirus) sind nicht einheitlich und nicht immer erwartungsgemäß. Normalerweise sind längerkettige Alkohole wie n- und iso-Propanol gegenüber unbehüllten Viren besser wirksam als kurzkettige Alkohole wie Ethanol. Im Falle von Noroviren trifft dies für n-Propanol auch zu, isoPropanol wirkt jedoch sogar schlechter als Ethanol. Auch wirken die niedrig konzentrierten Alkohole besser als die hoch konzentrierten (Gehrke et al. 2004). Für die Desinfek-

tionspraxis ergibt sich hieraus die Konsequenz, bei alkoholischen Präparaten eine möglichst lange Einwirkungszeit zu wählen. Bei längerer Einwirkungszeit erfüllen wahrscheinlich alle alkoholischen Händedesinfektionsmittel mehr oder weniger gut die Bedingungen für ausreichende Wirksamkeit gegenüber felinem Calicivirus. Tipp Bei Norovirenausbrüchen ist häufig medizinisches Personal betroffen. Dieses soll 2 Tage nach Beendigung der Symptomatik nicht arbeiten, um weitere Ansteckungen zu vermeiden

8.4.3

Adenoviren

Von den 51 definierten Serotypen des Menschen verursachen die Serotypen 40 und 41 Gastroenteritiden. Bei Säuglingen und Kleinkindern stehen Adenoviren als Ursache infektiöser Durchfallerkrankungen an zweiter Stelle. Im Rahmen immunsuppressiver Maßnahmen können Adenovirusinfektionen reaktiviert werden. Bei schwerer Immunsuppression sind sehr selten lebensbedrohliche disseminierte Infektionen mit multiplen Organbeteiligungen möglich. Da es sich bei Adenoviren ebenso wie bei Noround Rotaviren um unbehüllte Viren handelt, ist ihre Umweltresistenz hoch.

8.5

Protozoen

Unter den Protozoen verursachen vor allem Gardia lamblia und Cryptosporidium parvum infektiöse Gasteroenteritiden.

8.5.1

Giardia lamblia

Giardia lamblia kommt häufiger in tropischen Ländern als in Ländern mit gemäßigtem Klima vor. Nach Angaben der WHO sind derzeit etwa 150 Millionen Menschen von Lamblien befallen, Kinder wesentlich häufiger als Erwachsene (Ali u. Hill 2003). Die Prävalenz für die Giardiasis (Lamblienruhr) wird in industrialisierten Ländern mit 2–5% angegeben. Hauptquelle für die Giardiasis ist fäkal kontaminiertes Wasser, das nicht adäquat aufbereitet ist. Eine direkte Übertragung von Mensch zu Mensch ist möglich, ebenso eine Selbstinfektion oder Kontakt zu erkrankten Tieren. Zysten, die mit dem Stuhl ausgeschiedenen werden, sind in feuchter Umgebung 3 Monate lebensfähig. Fliegen als Vektoren können Zysten oral aufnehmen und auf Nahrung absetzen. Die Klinik der Lamblienruhr ist gekennzeichnet durch wässrige Durchfälle, Blähungen, Übelkeit und Erbrechen.

95

8.7 · Hygienemaßnahmen

Diese Beschwerden treten 3 Tage bis 3 Wochen nach einer Ansteckung auf und haben manchmal einen periodisch wiederkehrenden Verlauf. Bei HIV-Erkrankung können die Beschwerden sehr ausgeprägt sein, in vielen Fällen verläuft die Infektion jedoch klinisch stumm. Zur Diagnosestellung wird frischer Stuhl oder Duodenalsekret mikroskopisch untersucht. Die Therapie besteht in einer 10-tägigen Antibiotikagabe mit Imidazolen. Da Lamblien sehr leicht von Mensch zu Mensch übertragen werden können, ist es wichtig, auch Kontaktpersonen gleichzeitig mitzubehandeln, um wiederholten Infektionen vorzubeugen.

8.5.2

Cryptosporidium parvum und Cryptosporidium hominis

Cryptosporidium parvum und Cryptoporidium hominis sind ebenso wie Giardia lamblia parasitäre Zoonosen und spielen als Enteritiserreger fast nur bei HIV-Patienten eine Rolle. Die infektiösen Oozysten werden oral aufgenommen. Kryptosporidien finden sich in Deutschland regelmäßig in Oberflächenwässern und sporadisch in ungeschützten Grundwässern. Seit 1986 gab es mindestens 80 wasserassoziierte Kryptosporienausbrüche mit einer halben Million Erkrankten. Eine Verbreitung durch Trinkwasser ist ebenfalls möglich. Bei immunkompetenten Personen verläuft die Infektion meist asymptomatisch. Bei diesen Patienten mit intaktem Immunsystem kommt es wahrscheinlich nahezu ausschließlich zu einer Besiedelung des Dünndarmepithels. Bei Immunschwäche hingegen, insbesondere bei Patienten im Vollbild von Aids, kann es zu einer massiven Invasion des Epithels des gesamten Verdauungstrakts und auch des Respirationstrakts kommen. Die Patienten leiden unter massiven Durchfällen, abdominellen Schmerzen und raschem Gewichtsverlust; bei Befall der Gallenwege kommt es zu schweren kolikartigen Oberbauchbeschwerden und Erbrechen. Die einzig wirksame antimikrobielle Therapie besteht in der Behandlung mit Nitazoxid, das allerdings in Deutschland nicht zugelassen ist.

dum parvum, EHEC, sonstige darmpathogene E.-coli.Stämme, Giardia lamblia, Noroviren, Rotaviren, S. typhi und paratyphi und sonstige Salmonellen, Shigella spp., Vibrio cholerae und Yersinia enterocolitica.

8.7

Hygienemaßnahmen

8.7.1

Bakterielle Erreger mit hoher Infektionsdosis

Hierbei handelt es sich vor allem um Enteritissalmonellen, darmpathogene E.-coli-Stämme, Campylobacter jejuni, Yersinia enterocolitica.

Maßnahmen beim Personal 4 Händedesinfektion bei allen infektionsgefährdenden Tätigkeiten. 4 Einmalhandschuhe, wenn Kontakt mit infektiösem Material möglich (nach Ausziehen immer Händedesinfektion). 4 Schutzkittel, wenn Kontamination der Arbeitskleidung möglich.

Maßnahmen beim Patienten 4 Händehygiene. 4 Eigene Toilette (oder Nachtstuhl). 4 Wäsche nur bei Kontamination mit infektiösem Material zur sog. infektiösen Wäsche, sonst in den normalen Wäschesack. 4 Sämtlicher Abfall zum »Hausmüll«. 4 Laufende Desinfektion der patientennahen Flächen (inkl. Waschschüsseln) und Schlussdesinfektion vorzugsweise mit aldehydischem Flächendesinfektionsmittel als Wischdesinfektion. Diese Maßnahmen sind aufzuheben, wenn z. B. 3 Stuhlproben (Anzahl abhängig von Länderregelungen), entnommen im Abstand von 48 h, negativ sind. Kontrolluntersuchungen sind jedoch erst frühestens 72 h nach Absetzen einer evtl. erfolgten Antibiotikatherapie durchzuführen.

Weitere Maßnahmen 8.6

Meldepflicht

Nach § 6 des Infektionsschutzgesetzes (IfSG) besteht eine namentliche Meldepflicht (Krankheitsverdacht, Erkrankung, Tod) bei Cholera, enteropathischem hämolytischurämischem Syndrom und bei Typhus/Paratythus. Darüber hinaus besteht bei einer akuten Gastroenteritis Meldepflicht, wenn 2 oder mehr gleichartige Erkrankungen auftreten, die in einem epidemiologischen Zusammenhang stehen. Namentliche Meldepflicht (nach § 7 IfSG) für den Labornachweis besteht für Campylobacter spp., Cryptospori-

4 Stuhluntersuchung bei allen Kontaktpersonen mit klinischer Symptomatik (Namensliste des Personals zum Betriebsarzt). 4 Personal, das nach einer Darminfektion noch den Erreger ausscheidet, aber keine Symptomatik mehr hat, kann prinzipiell wieder arbeiten, darf aber mit der Nahrungszubereitung (z. B. Sondenkost) nichts zu tun haben. 4 Generell dürfen Ausscheider in folgenden Krankenhausbereichen nicht tätig sein (können jedoch, wenn möglich, während der Dauer der Ausscheidung in anderen Bereichen eingesetzt werden): Intensivstationen,

8

96

Kapitel 8 · Gastrointestinale Infektionen

hämatologisch-onkologische Stationen, Transplantationsstationen, HIV-Stationen, Früh- und Neugeborenenstationen, Küche.

I

8.7.2

Bakterielle Erreger mit niedriger Infektionsdosis

Hierbei handelt es sich um S. typhi, S. paratyphi, Shigellen, V. cholerae, EHEC.

Maßnahmen beim Personal 4 Händedesinfektion bei allen infektionsgefährdenden Tätigkeiten. 4 Einmalhandschuhe, wenn Kontakt mit infektiösem Material möglich (nach Ausziehen immer Händedesinfektion). 4 Schutzkittel, wenn Kontamination der Arbeitskleidung möglich.

Maßnahmen beim Patienten 4 4 4 4

Händehygiene. Einzelzimmer. Eigene Toilette (oder Nachtstuhl). Geschirr wie üblich entsorgen (keine Desinfektion auf der Station). 4 Mit infektiösem Material kontaminierte Wäsche, Stecklaken sowie Handtücher und Waschlappen nach Gebrauch im Analbereich zur sog. infektiösen Wäsche. 4 Mit infektiösem Material kontaminierter Abfall sowie alle bei der Pflege des Analbereichs verwendeten Materialien zum sog. infektiösen Abfall. 4 Laufende Desinfektion der patientennahen Flächen (inkl. Waschschüsseln) und Schlussdesinfektion als Wischdesinfektion. Diese Maßnahmen sind aufzuheben, wenn z. B. 3 Stuhlproben (Anzahl abhängig von Länderregelungen), entnommen im Abstand von 48 h, negativ sind. Kontrolluntersuchungen sind jedoch erst frühestens 72 h nach Absetzen einer evtl. erfolgten Antibiotikatherapie durchzuführen.

Weitere Maßnahmen 4 Stuhluntersuchung bei Kontaktpersonen mit Symptomatik (Namensliste des Personals zum Betriebsarzt). 4 Personal, das nach einer Infektion noch den Erreger ausscheidet, aber keine Symptomatik mehr hat, darf keine Tätigkeiten mit Patientenkontakt ausüben bzw. in der Küche nicht arbeiten. 4 Bei Personal mit z. B. reiner Bürotätigkeit wird die Entscheidung zur Wiederzulassung zur Arbeit in jedem Einzelfall individuell nach Abstimmung zwischen Betriebsarzt und Krankenhaushygiene getroffen.

Untersuchungen nach Kontakt mit Typhuspatienten 4 Blutkulturen abnehmen, wenn 7–12 Tage nach Exposition (Inkubationszeit) Fieber auftritt. 4 Untersuchung des Stuhls aller Kontaktpersonen (auch ohne Symptomatik) 4½ Wochen nach Exposition.

8.7.3

Noroviren

4 Einzelzimmer- bzw. Kohortenisolation von Erkrankten mit eigenem WC/Nachtstuhl. 4 Händedesinfektion (nach jedem Patientenkontakt gründliche Händedesinfektion mindestens 1 Minute lang) 4 Kittelpflege, Handschuhe: bei Kontakt mit symptomatischen Patienten. 4 Zusätzlich chirurgische Maske bei Patienten mit Erbrechen oder Kontakt mit Erbrochenem. 4 Laufende (tägliche) Flächendesinfektion mit erhöhten Konzentrationen: patientennahe Flächen, Toiletten, Nachtstuhl, auch Personaltoiletten; 4 Schlussdesinfektion (nach Entlassung/Verlegung). 4 Wäsche: Abwurf im Zimmer, Transport zur Wäscherei in geschlossenem Wäschesack (nicht als infektiöse Wäsche). 4 Abfall: Abwurf im Zimmer, im geschlossenen Müllsack normal entsorgen. 4 Kontaktpersonen (Angehörige, Besucher) sollten auf das Übertragungsrisiko hingewiesen und in die korrekte Händedesinfektion eingeführt werden. 4 Personal mit akuter Symptomatik: sofortige Unterbrechung der Arbeit bis 2 Tage nach Beendigung der Symptomatik. 4 Ungeschützter Kontakt des Personals mit Stuhl bzw. Erbrochenem eines Erkrankten: Für die Dauer der Inkubationszeit und in den folgenden 2 Wochen muss eine besonders gründliche Händehygiene erfolgen (nach Toilettengang, vor der Zubereitung von Speisen Händedesinfektion). In Ausbruchsituationen sollten Patienten- und Personalsowie Besucherbewegungen möglichst eingeschränkt werden (Aufnahmestopp, keine Springer). Die Krankenhaushygiene sollte umgehend bei gehäuftem Auftreten von Durchfallerkrankungen informiert werden.

8.7.4

Rotaviren

> Die Ausbreitung von Rotavirusinfektionen in Krankenhäusern und Kinderheimen kann nur durch konsequente Durchführung geeigneter Hygienemaßnahmen verhindert werden. Entscheidend ist das Unterbrechen der Übertragungskette durch striktes Einhalten der Händehygiene.

97 Literatur

Händedesinfektion Obwohl ethanolische Präparate im Labortest bei Rotaviren wirksamer sind, inaktivieren die meisten herkömmlichen alkoholischen Händedesinfektionsmittel Rotaviren in der üblichen Einwirkzeit von 30 s (s. Herstellerangaben!). Es muss nicht unbedingt auf die RKI-gelisteten Mittel zurückgegriffen werden. Eine Händedesinfektion muss vor und nach jedem Patientenkontakt sowie nach Aufenthalt in einem Zimmer oder Kohortierungsbereich durchgeführt werden.

Handschuhe und Schutzkleidung Einmalhandschuhe sollten getragen werden, wenn Kontakt mit infektiösem Material möglich ist (z. B. beim Wickeln, bei der rektalen Temperaturmessung oder der Untersuchung). Nach dem Ausziehen der Schutzhandschuhe ist immer eine Händedesinfektion durchzuführen. Schutzkittel sollten getragen werden, wenn eine Kontamination der Arbeitskleidung möglich ist (z. B. beim Wickeln infizierter Kinder, beim Waschen der Patienten, bei der Untersuchung). Gesichtsmasken sollten getragen werden, wenn mit der Entstehung infektiöser Aerosole zu rechnen ist (z. B. beim Erbrechen von Kindern). Der generelle Einsatz von Gesichtsmasken wird in den meisten internationalen Guidelines nicht gefordert.

Flächendesinfektion Nach Kontamination mit Stuhl, Sputum oder Erbrochenem muss umgehend eine sofortige gezielte Wischdesinfektion der betroffenen Flächen durchgeführt werden. Im Isolationszimmer oder im Kohortierungsbereich sollte mindestens einmal täglich eine Wischdesinfektion aller patientennahen Flächen und des Sanitärbereichs mit einem nach DVV viruswirksamen Desinfektionsmittel (z. B. auf Aldehyd-, Peressigsäure- oder Glukoprotaminbasis) durchgeführt werden. Die Schlussdesinfektion hat ebenfalls mit viruswirksamen Flächendesinfektionsmitteln (vorzugsweise Aldehyden) zu erfolgen.

Maßnahmen bei infizierten Kindern 4 Wickelunterlagen mit 70%igem Alkohol abwischen. Eventuell im Bett wickeln, um die Ausbreitung des Erregers so gering wie möglich zu halten. 4 Thermometer mit 70%igem Alkohol abwischen, auch wenn Schutzhüllen verwendet werden. 4 Spielzeug möglichst thermisch desinfizieren oder mit 70%igem Alkohol abwischen.

Unterbringung Patienten in Krankenhäusern und Pflegeheimen sind isoliert unterzubringen. Bei Ausbrüchen ist eine Kohortenisolierung der erkrankten Patienten möglich. Nach Möglichkeit sollten Verlegungen von infizierten Patienten in nicht betroffene Bereiche vermieden werden.

Literatur Ali SA, Hill DR (2003) Giardia intestinalis. Curr Opin Infect Dis 16: 453– 460 Anderson EJ, Weber SG (2004) Rotavirus infection in adults. Lancet Infect Dis 4: 91–99 Bartlett JG (1992) Antibiotic-associated diarrhea. Clin Infect Dis 15: 573–581 Blaser MJ, Newman LS (1982) A review of human salmonellosis: I. Infective dose. Rev Infect Dis 4: 1096–1106 Bloom HG, Bottone EJ (1990) Aeromonas hydrophila diarrhea in a longterm care setting. J Am Geriatr Soc 38: 804–806 Bonnet E (2000) Nosocomial diarrhea in adults due to microorganisms other than Clostridium difficile. Pathol Biol (Paris) 48: 756–763 Buchwald DS, Blaser MJ (1984) A review of human salmonellosis: II. Duration of excretion following infection with nontyphi Samonella. Rev Infect Dis 6: 345 Cannon CG, Linnemann CC Jr (1992) Yersinia enterocolitica infections in hospitalized patients: the problems of hospital-acquired infections. Infect Control Hosp Epidemiol 13: 139–143 Carter AO, Borczyk AA, Carlson JA, Harvey B, Hockin JC, Karmali MA, Krishnan C, Korn DA, Lior H (1987) A severe outbreak of Escherichia coli O157: H7-associated hemorrhagic colitis in a nursing home. N Engl J Med 317: 1496–1500 Coia JE (1998) Nosocomial and laboratory-acquired infection with Escherichia coli O157. J Hosp Infect 40: 107–113 Dennehy PH (2000) Transmission of rotavirus and other enteric pathogens in the home. Pediatr Infect Dis J 19 (Suppl): 103–105 DuPont HL, Levine MM, Hornick RB, Formal SB (1989) Inoculum size in shigellosis and implications for expected mode of transmission. J Infect Dis 159: 1126–1128 Dwyer DW, Klein EG, Istre GR, Robinson MG, Neumann DA, McCoy GA (1987) Salmonella newport infections transmitted by fiberoptic colonoscopy. Gastrointest Endosc 33: 84–87 Farr BM (2004) Nosocomial gastrointestinal tract infections. In: Mayhall GG (ed) Hospital epidemiology and infection control, 3rd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 351–383 Faruque AS, Malek MA, Khan AI, Huq S, Salam MA, Sack DA (2004) Diarrhoea in elderly people: aetiology, and clinical characteristics. Scand J Infect Dis 36: 204–208 Fekety R, Kim KH, Brown D, Batts DH, Cudmore M, Silva J Jr (1981) Epidemiology of antibiotic-associated colitis; isolation of Clostridium difficile from the hospital environment. Am J Med 70: 906–908 Friedenberg F, Fernandez A, Kaul V, et al. (2001) Intravenous metronidazole fort he treatment of Clostridium difficile colitis. Dis Colon Rectum 44: 1176–1180 Garner JS, Jarvis WR, Emori TG, Horan TC, Hughes JM (1988) CDC definitions for nosocomial infections, 1988. Am J Infect Control 16: 128– 140 Gehrke C, Steinmann J, Goroncy-Bermes P (2004) Inactivation of feline calicivirus, a surrogate of norovirus (formerly Norwalk-like viruses), by different types of alcohol in vitro and in vivo. J Hosp Infect 56: 49–55 Guallar C, Ariza J, Dominguez MA, Pena C, Grau I, Verdaguer R, Torrens L, Gudiol F (2004) An insidious nosocomial outbreak due to Salmonella enteritidis. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 10–15 Hughes JM, Jarvis WR (1993) Nosocomial gastrointestinal infections. In: Wenzel RP (ed) Prevention and control of nosocomial infections, 2nd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 708–745 Jarvis WR (1992) Yersinia enterocolitica: a new or unrecognized nosocomial pathogen? Infect Control Hosp Epidemiol 13: 137–138 Johnson S, Gerding DN (1998) Clostridium difficile--associated diarrhea. Clin Infect Dis 26: 1027–1034 Kyne L, Hamel MB, Polavaram R, Kelly CP (2002) Health care costs and mortality associated with nosocomial diarrhea due to Clostridium difficile. Clin Infect Dis 34: 346–353

8

98

I

Kapitel 8 · Gastrointestinale Infektionen

Lee LA, Taylor J, Carter GP, Quinn B, Farmer JJ III, Tauxe RV, and the Yersinia enterocolitica Collaborative Study Group (1991) Yersinia enterocolitica O:3: an emerging cause of pediatric gastroenteritis in the United States. J Infect Dis 163: 660–663 Linnemann CC Jr, Cannon CG, Staneck JL, McNeely BL (1985) Prolonged epidemic of salmonellosis: use of trimethoprim-sulfamethoxazole for control. Infect Control 6: 221–225 MacDonald KL, Osterholm MT (1993) The emergence of Escherichia coli O157: H7 infection in the United States. The changing epidemiology of foodborne disease. JAMA 269: 2264–2266 Matlow A, Streitenberger L (2001) Nosocomial salmonellosis: implications for microbiologic processing of stools in hospitalized patients. Am J Infect Control 29: 65–66 McFarland LV, Mulligan ME, Kwok RY, StammWE (1989) Nosocomial acquisition of Clostridium difficile infection. N Engl J Med 320: 204– 210 Miller MA, Hyland M, Ofner-Agostini M, Gourdeau M, Ishak M; Canadian Hospital Epidemiology Committee (2002) Canadian Nosocomial Infection Surveillance Program. Morbidity, mortality, and healthcare burden of nosocomial Clostridium difficile-associated diarrhea in Canadian hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 137–140 Musher DM, Rubenstein AD (1973) Permanent carriers of nontyphoidal salmonellae. Arch Intern Med 132: 869–872 Ozaki E, Kato H, Kita H, Karasawa T, Maegawa T, Koino Y, Matsumoto K, Takada T, Nomoto K, Tanaka R, Nakamura S (2004) Clostridium difficile colonization in healthy adults: transient colonization and correlation with enterococcal colonization. J Med Microbiol 53: 167–172 Oyarzabal OA, Nogueira MC, Gombas DE (2003) Survival of Escherichia coli O157: H7, Listeria monocytogenes, and Salmonella in juice concentrates. J Food Prot 66: 1595–1598 Peigue-Lafeuille H, Henquell C, Chambon M, Gazuy N, De Champs C, Cluzel R (1991) Nosocomial rotavirus infections in adult renal transplant recipients. J Hosp Infect 18: 67–70 Ratner AJ, Neu N, Jakob K, Grumet S, Adachi N, Della-Latta P, Marvel E, Saiman L (2001) Nosocomial rotavirus in a pediatric hospital. Infect Control Hosp Epidemiol 22: 299–301 Robert-Koch-Institut (2002) Norwalk-like-Virus-Infektionen: Zum Management von Ausbrüchen. Epid Bull 47: 3–8 Rogers M, Weinstock DM, Eagan J, Kiehn T, Armstrong D, Sepkowitz KA (2000) Rotavirus outbreak on a pediatric oncology floor: possible association with toys. Am J Infect Control 28: 378–380 Ryan CA, Tauxe RV, Hosek GW, Wells JG, Stoesz PA, McFadden HW Jr, Smith PW, Wright GF, Blake PA (1986) Escherichia coli O157: H7 diarrhea in a nursing home: clinical, epidemiological, and pathological findings. J Infect Dis 154: 631–638 Saez-Llorens X, Guevara JN (2004) Intussussception and rotavirus vaccines: what is the background risk? Pediatr Infect Dis J 23: 363–365 Sattler SA, Lloyd-Evans N, Springthorpe VS (1986) Institutional outbreaks of rotavirus diarrhoea: potential role of fomites and environmental surfaces as vehicles for virus transmission. J Hyg (Lond) 96: 277–289 Spach DH, Silverstein FE, StammWE (1993) Transmission of infection by gastrointestinal endoscopy and bronchoscopy. Ann Intern Med 118: 117–128 Stoddart B, Wilcox MH (2002) Clostridium difficile. Curr Opin Infect Dis 15: 513–518 Tschäpe H (2000) Lebensmittelbedingte Infektionskrankheiten durch Bakterien. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 43: 758–769 Weightman NC, Kirby PJ (2000) Nosocomial Escherichia coli O157 infection. J Hosp Infect 44: 107–111 Widmer A, Pittet D (1995) Clostridium difficile: Epidemiologie und präventive Maßnahmen. Swiss-NOSO 2 (http://www.hospvd.ch/ swiss-noso)

Widdowson MA, van Doornum GJ, van der Poel WH, de Boer AS, Mahdi U, Koopmans M (2002) Emerging group-A rotavirus and a nosocomial outbreak of diarrhoea. Lancet 356: 1161–1162 Wistrom J, Norrby SR, Myhre EB, et al. (2001) Frequency of antibioticassociated diarrhoea in 2462 antibiotic-treated hospitalized patients: a prospective study. J Antimicrob Chemother 47: 43–50 Zaidi M, Ponce de Leon S, Ortiz RM, Ponce de Leon S, Calva JJ, RuizPalacios G, Camorlinga M, Cervantes LE, Ojeda F (1991) Hospitalacquired diarrhea in adults: a prospective case-controlled study in Mexico. Infect Control Hosp Epidemiol 12: 349–355

9 9 Durch Luft übertragbare Erkrankungen H. Häfner, S.W. Lemmen 9.1

Terminologie

– 99

9.2

Kontaktinfektion durch große Tröpfchen (»droplet infection«) – 99

9.3

Aerogene Infektion durch Inhalation von Tröpfchenkernen (»airborne transmission«) – 100

9.3.1 Tuberkulose und andere bakterielle Infektionen – 100 9.3.2 Masern, VZV- und andere über die Luft übertragene virale Infektionen – 101 9.3.3 Schweres akutes Atemwegssydrom (SARS) – 101 9.3.4 Infektionen bei immunsupprimierten Patienten – 101

9.4

Invasive Aspergillosen

9.4.1 9.4.2 9.4.3 9.4.4 9.4.5 9.4.6 9.4.7 9.4.8

Erregerreservoir und Krankheitsbilder Risikopatienten – 102 Inzidenz – 103 Pathogenese – 103 Infektionsquellen – 103 Luftkeimzahl – 104 Präventive Maßnahmen – 104 CDC-Empfehlungen zur Prävention krankenhausassoziierter pulmonaler Aspergillosen – 105

Literatur

9.1 Die Bedeutung der Luft als Infektionsüberträger wird nicht selten überschätzt: Nur wenige Infektionen wie Tuberkulose oder Aspergillose werden tatsächlich aerogen, d. h. durch die Luft in Form von Aerosolen übertragen. Aerosole sind z. B. wässrige, feste, ölige Schwebstoffe, d. h. winzige Partikel, die wegen ihres geringen Gewichts lange Zeit in der Luft schweben, bevor sie sedimentieren. Hiervon abzugrenzen sind Kontaktinfektionen durch erregerhaltige »große Tröpfchen« (z. B. Influenza, RSV), die durch Husten, Sprechen oder Niesen ausgestoßen werden. Als aerogen übertragbare Infektionen gelten neben Tuberkulose und Aspergillose unter bestimmten Bedingungen auch Masern, Windpocken und Zoster sowie Mukormykosen. Für die von Mensch zu Mensch übertragbaren Infektionen gilt als wichtigste Isolationsmaßnahme die Unterbringung der Patienten in einem Einzelzimmer, möglichst mit negativer Druckführung. Wegen der besonderen klinischen und krankenhaushygienischen Relevanz wird die invasive Aspergillose im Folgenden ausführlich dargestellt, die übrigen Infektionen werden kurz abgehandelt. Die invasive Aspergillose ist eine seltene, überwiegend bei immungeschwächten Patienten nach lang andauernder Neutropenie auftretende Pilzinfektion, die häufig letal verläuft.

– 101 – 102

– 106

Terminologie

Häufig werden respiratorische Infektionserkrankungen wie Influenza oder RSV-Infektionen (respiratorisches Synzytialvirus) selbst von Medizinern als »durch die Luft übertragene Infektion« bezeichnet, obwohl dies Kontaktinfektionen sind. Wie eingangs gesagt, werden aber nur wenige Infektionen durch die Luft übertragen. Um die unterschiedlichen Übertragungsmechanismen verstehen zu können, ist eine Unterscheidung der Begriffe Tröpfcheninfektion durch »große Tröpfchen« bzw. durch »Tröpfchenkerne« erforderlich. Die im englischen Sprachgebrauch verwendeten Begriffe »droplet infection« und »airborne transmission« (CDC 2003b) sind hier weniger missverständlich (. Tab. 9.1).

9.2

Kontaktinfektion durch große Tröpfchen (»droplet infection«)

Beim Niesen oder Husten wird eine Wolke erregerhaltiger Tröpfchen (hauptsächlich >5 µm Durchmesser) ausgestoßen. Aufgrund ihrer Größe und Schwere können diese jedoch nicht lange in der Luft schweben (d. h. eine Verdunstung der Wasserhülle kann nicht stattfinden), sondern sie sedimentieren oder treffen auf die Schleimhäute einer Kontaktperson. Da die erregerhaltigen Tröpfchen nur 1–2 m

100

I

Kapitel 9 · Durch Luft übertragbare Erkrankungen

. Tab. 9.1. Einteilung von Infektionserkrankungen nach Übertragungswegen Große Tröpfchen

Tröpfchenkerne

(droplet infection)

(airborne transmission)

Diphtherie Influenza RSV Pertussis Haemophilus influenzae (bei Epiglottitis) S. pyogenes (bei Pharnygitis, Scharlach) Röteln

Tuberkulose Masern Windpocken Zoster SARS (in Diskusion)

über die Luft zurücklegen können, ist ein Einzelzimmer mit negativer Luftführung nicht notwendig. Schutzmasken (OP-Maske) und Händedesinfektion sind die wichtigsten Hygienemaßnahmen (CDC 1996; Isolationsmaßnahmen ▶ Kap. 13). Beispiele für Kontaktinfektionen durch große Tröpfchen sind die Diphtherie, Influenza, RSV, Pertussis, Epiglottitis durch Haemophilus influenzae, Meningokokkenmeningitis und -pneumonie, Pharyngitis und Scharlach durch Streptococcus pyogenes, Röteln etc.

9.3

Aerogene Infektion durch Inhalation von Tröpfchenkernen (»airborne transmission«)

Tröpfchenkerne (»droplet nuclei«) sind Residuen von kleinen Tröpfchen, die durch einen Nies- oder Hustenvorgang in die Luft freigesetzt werden. Kleinste Tröpfchen sind in der Lage über längere Zeit in der Luft zu schweben. Während sie nur langsam sedimentieren, kann die äußere Wasserhülle verdunsten (Aerosolbildung). Zurück bleiben die Kerne (1–5 µm), die 4 lange in der Luft schweben, 4 lange Strecken zurücklegen können, 4 lebende Erreger enthalten können, die geschützt sind durch eine Hülle ausgetrockneter Sekrete. Aufgrund ihrer geringen Größe können Tröpfchenkerne in den tieferen Respirationstrakt eindringen, während »große Tröpfchen« bereits von den Schleimhäuten des oberen Respirationstrakts aufgefangen werden. Auf diesem Wege ist eine Übertragung von Infektionen wie Tuberkulose und unter bestimmten Bedingungen Varizellen und Masern möglich (CDC 1996). Aspergillus-fumigatus-Sporen, die in der Umwelt ubiqitär vorkommen, sind im Durchmesser nur 2–3 µm groß und können mit dem Luftstrom, ähnlich wie Tröpfchenkerne, über weite Strecken transportiert werden. Da die Sporen nur etwa einen Meter pro Stunde sedimentieren und zudem austrocknungsresistent sind, ist die Luft als Hauptvektor für eine Verbreitung anzusehen (CDC 2003b).

Sporenhaltige Luft

Aspergillosen Mukormykosen Weitere Schimmpilzinfektionen

> Aerogene Infektionen (z. B. Tuberkulose, Aspergillose) werden durch die Luft übertragen. Vorraussetzung ist, dass infektiöse Partikel in Form von Tröpfchenkernen oder Sporen über längere Zeit schweben, überleben und über größere Strecken transportiert werden können. Hiervon abzugrenzen sind die Kontaktinfektionen (Mensch zu Mensch) durch erregerhaltige »große Tröpfchen« (z. B. Influenza, RSV), die beim Husten, Sprechen oder Niesen ausgestoßen werden.

Nach CDC (2003b) kann aufgrund zahlreicher Berichte zum jetzigen Zeitpunkt ein aerogener Übertragungsweg angenommen werden für: Tuberkulose und Aspergillose, unter bestimmten Bedingungen aber auch für Masern, Windpocken und Zoster sowie Mukormykosen. In der Diskussion ist weiterhin SARS. Für diese von Mensch zu Mensch übertragbaren Infektionen gilt als wichtigste Isolationsmaßnahme die Unterbringung der Patienten in einem Einzelzimmer, möglichst mit negativer Druckführung (7 Kap. 17).

9.3.1

Tuberkulose und andere bakterielle Infektionen

Die Tuberkulose ist das klassische Beispiel für eine aerogen übertragbare bakterielle Infektion (7 Kap. 15). Grampostive Kokken (z. B. Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes) sind sehr austrocknungsresistent und können in der unbelebten Umwelt mehrere Tage bis Wochen überleben. Eine Verbreitung erfolgt bei S. aureus meist über eine direkte (z. B. Hände) Kontaktübertragung und bei S. pyogenes über »große Tröpfchen« (face to face). In der Literatur gibt es jedoch Einzelfallberichte einer Übertragung von S. pyogenes und S. aureus über den Luftweg im Zusammenhang mit Wundinfektionen. In mehreren Fällen konnte eine Stammidentität für Isolate aus Wunde, Luft und vom OPPersonal (Rachen bzw. Hautschuppen) nachgewiesen werden (CDC 2003b).

101

9.4 · Invasive Aspergillosen

9.3.2

Masern, VZV- und andere über die Luft übertragene virale Infektionen

Masern und Varizella-Zoster-Virus-(VZV-)Infektionen (Windpocken, Zoster) werden hauptsächlich von Mensch zu Mensch durch respiratorische Sekrete übertragen. Eine Kontaktinfektion durch Kontakt mit Bläscheninhalt bei Windpocken und Herpes zoster ist möglich. Jahrelang wurde kontrovers diskutiert, ob eine aerogene Form der Übertragung zu berücksichtigen sei. Aufgrund zahlreicher Publikationen zu dieser Problematik haben die CDC (2003b) beide Infektionen als aerogen übertragbar eingestuft. So berichten beispielsweise Sawyer et al. (1994) über den mehrfachen Nachweis von VZV-DNA in Luftproben, entnommen in 2,5 m Entfernung von Patienten mit Windpocken sowie außerhalb des Patientenzimmers. Es gibt mehrere Publikationen, die auf einen Zusammenhang mit ungünstiger Luftführung (Klimaanlage, Verwendung von Staubsaugern im Zimmer eines Kindes mit Varizellenpneumonie) und Auftreten von nosokomialen VZV-Infektionen hinweisen (Gustafson 1982; Leclair et al. 1980; Ehresmann et al. 1995). In der Natur können Erreger des viralen hämorrhagischen Fiebers (Ebola-, Marburg-, Lassa-Fieber-, CrimeanCongo-Virus sowie Hantaviren) über die Luft verbreitet werden, für eine aerogene Übertragung in Krankenhäusern gibt es bisher jedoch keine konkreten Hinweise (CDC 2003b; Aitken u. Jeffries 2001). Obwohl Hantaviren in aerolisierter Form (z. B. kothaltiger Staub von Nagetieren) infektiös sind, wurde bisher kein Fall einer Mensch-zu-Mensch-Übertragung beschrieben. Beim viralen hämorrhagischen Fieber (VHF) sind Blut und bluthaltige Körperflüssigkeiten als infektiös anzusehen. In der frühen Erkrankungsphase ist die Einhaltung der Standardhygienemaßnahmen sowie Unterbringung im Einzelzimmer wahrscheinlich ausreichend. Unklar ist jedoch, ob im späteren Erkrankungsstadium die Erreger in Tröpfchenkernen, die beim Husten oder Erbrechen freigesetzt werden, persistieren können. Um einen späteren Transport durch ein Krankenhaus zu vermeiden, empfehlen die CDC eine sofortige Unterbringung dieser Patienten in Räumen mit negativer Druckführung und den Gebrauch partikelfiltrierender (FFP3-)Masken bei Betreten des Patientenzimmers.

Obwohl für die meisten Fälle eine Kontaktübertragung (große respiratorische Tröpfchen und Flächen) nachgewiesen werden konnte, blieben andere Fälle ungeklärt. Es wird aber vermutet, dass bei speziellen Tätigkeiten wie Intubation oder Bronchoskopie bei beatmeten Patienten eine Übertragung über Aersole stattfand. Die Untersuchungen von Igantius et al. (2004) über die Ausbreitung von SARS in einem großen Wohnkomplex in Hongkong machen zusätzlich eine aerogene Ausbreitung über die Klimaanlage wahrscheinlich. Erwähnenswert ist, dass einige Patienten als sog. »Superüberträger« («super-spreaders«) imponierten, während von anderen Patienten keine weiteren Übertragungen ausgingen (CDC 2003b). Angesichts der bisherigen Datenlage wurde SARS von den CDC (2003b) als aerogen übertragbar eingestuft und eine Isolierung dieser Patienten in Zimmern mit negativer Druckführung empfohlen (7 Kap. 13). > Als von Mensch zu Mensch aerogen übertragbare Infektionen gelten vor allem Tuberkulose, unter bestimmten Bedingungen aber auch Masern, Windpocken und Zoster. In der Diskussion ist weiterhin SARS. Für diese Infektionen gilt als wichtigste Isolationsmaßnahme die Unterbringung der Patienten in einem Einzelzimmer, vorzugsweise mit negativer Druckführung.

9.3.4

Immunsupprimierte Patienten sind sehr gefährdet, Infektionen mit fakultativ pathogenen Erregern niedriger Virulenz zu erwerben. Mehr als 90% aller invasiven Pilzinfektionen werden von Pilzen der Gattung Candida und Aspergillus verursacht, wobei Kandidosen am häufigsten zu finden sind (>90%). Die Luft spielt für die Entstehung der invasiven pulmonalen Aspergillose die wichtigste Rolle, aber auch andere Schimmelpilze wie Fusarium spp., Scedosporium spp., Pseudallescheria boydii und Pilze der Gattung Mucorales (Mucor spp., Rhizopus spp.) können auf aerogenem Weg Infektionen verursachen (Munoz et al. 2001; CDC 2003b).

9.4 9.3.3

Schweres akutes Atemwegssydrom (SARS)

SARS ist ein neues Krankheitsbild, das durch eine neue Variante der Coronaviren verursacht wird, erstmals im November 2002 in China auftrat und von dort aus global verbreitet wurde. In mehreren asiatischen Ländern gab es Ausbrüche in Krankenhäusern, bei denen sowohl Patienten als auch Personal betroffen waren (Zanetti u. Mühlemann 2003).

Infektionen bei immunsupprimierten Patienten

Invasive Aspergillosen

Wegen ihrer besonderen klinischen und krankenhaushygienischen Relevanz wird im Folgenden die invasive Aspergillose (IA) ausführlich beschrieben. Es handelt sich um eine seltene, häufig aber letal verlaufende Pilzinfektion, die überwiegend bei immunsupprimierten Patienten nach lang andauernder Neutropenie auftritt. Die Erkrankung ist schwer zu diagnostizieren und trotz großer therapeutischer Bemühungen mit einer hohen Letalität behaftet. Wegen des ubiquitären Vorkommens von Aspergillussporen sind diese Pilzinfektionen nicht gänzlich vermeidbar, krankenhaus-

9

102

I

Kapitel 9 · Durch Luft übertragbare Erkrankungen

hygienische Schutzmaßnahmen können jedoch die Risiken einer Exposition minimieren.

9.4.1

Erregerreservoir und Krankheitsbilder

Aspergillen sind Fadenpilze und in der Natur weit verbreitet. Avitales organisches Material, ausreichende Luftfeuchtigkeit und Temperaturen von mehr als 20°C begünstigen ein Pilzwachstum. Unter den ca.160 Aspergillusarten ist Aspergillus fumigatus mit einem Anteil von ca. 90% der häufigste Erreger invasiver Aspergillosen, gefolgt von Aspergillus flavus und Aspergillus terreus (Köhler 2001; Stockschläder et al. 2003). Aspergillus fumigatus ist unter den Schimmelpilzen der häufigste Vertreter in (biologischen) Abfällen. Weitere Reservoire sind u. a. Blumenerde von Zimmerpflanzen, Fäkalien von Stubenvögeln, durchfeuchtete Zimmerwände, Feuchtstellen in raumlufttechnischen Anlagen, Staub und Lebensmittel (überreife Früchte, Gemüse, Gewürze etc.) (Exner u. Engelhardt 1995). Aufgrund des geringen Durchmessers von Aspergillusfumigatus-Sporen (2–3 μm) können diese, im Gegensatz zu den meisten anderen Aspergillusarten, über die Atemluft bis in die kleinsten Lungenalveolen vordringen (Latgé 1999). Für immunkompetente Personen stellen Schimmelpilzsporen jedoch in der Regel keine Gefahr dar. Nosokomial erworbene invasive Aspergillosen sind mit erhöhten Sporenkonzentrationen der Luft im Patientenumfeld assoziiert. Als potenzielle Keimquellen werden die ungefilterte Luft, fehlerhafte RLT-Anlagen, Teppiche, Kartonagen, Topfpflanzen, kontaminierte Nahrungsmittel bzw. Gewürze (z. B. Nüsse, Pfeffer) und vor allem auch kontaminierter Staub bei Bau-, Umbau- und Renovierungsmaßnahmen beschrieben (Denning 1998; Willinger u. Aspöck 1998); aber auch die Sporenübertragung durch Wasser

wird diskutiert (Anaissie u. Costa 2001; Anaissie et al. 2002; Warris et al. 2003). Aspergillus spp. können beim Menschen unterschiedliche Krankheitsbilder hervorrufen: 4 bei immunkompetenten Personen Aspergillome (Pilzwachstum in vorbestehenden Lungenhohlräumen, z. B. verursacht durch Lungentuberkulose) und allergische Erkrankungen (z. B. allergische bronchopulmonale Aspergillose, Asthma bronchiale, allergische Rhinitis oder Sinusitis); 4 bei immunsupprimierten Patienten invasive Aspergillose (Lunge, ZNS, disseminierte Form). Die invasive Aspergillose ist eine meist letal verlaufende Erkrankung, trotz adäquater Therapie beträgt die Letalität 80–99% (Denning 1996). Über die Infektionsdosis und die Inkubationszeit gibt es bisher keine gesicherten Daten. Da die Latenzphase zwischen Exposition und Auftreten der Erkrankung zwischen Tagen und Monaten variieren kann (ITA 2001), ist eine Bestimmung des Ausgangspunkts der Infektion (nosokomial oder ambulant erworben) oft sehr schwierig (Kontoyiannis u. Bodey 2002). > Aspergillus spp. sind ubiquitär verbreitet und können im Krankenhaus über sporenbelastete Luft bei immunsupprimierten Patienten eine invasive pulmonale Aspergillose hervorrufen.

9.4.2

Risikopatienten

Neutropenische Patienten haben ein erhöhtes Risiko, an invasiven Pilzinfektionen zu erkranken, wobei Dauer und Ausmaß der Neutropenie mit der Häufigkeit einer Infektion korrelieren. Nähere Hinweise dazu (einschließlich Einteilung in Risikogruppen) finden sich in ▶ Kap. 30. Prinzipiell sind alle Organtransplantierten einem Aspergillosesrisiko ausgesetzt, die Erkrankungsrate ist jedoch

. Tab. 9.2. Inzidenz (%) der invasiven Aspergillose. (Nach ITA 2001; Denning 1998; Exner u. Engelhardt 1995) Herz-/Lungen- bzw. Lungentransplantationena

19–26

Chronische granulomatöse Erkrankungen

25–40

Akute Leukämien

5–24

Allogene Knochenmarkstransplantationen (KMT)

4–20

Autologe KMT ohne Wachstumsfaktoren (GSF)

0,5–6

Aids

0–12

Lebertransplantationen

1,5–10

Herz- und Nierentransplantationen

0,5–10

Verbrennungen

1–7

Autologe KMT mit Wachstumsfaktoren (GSF)

<1

Diabetes mellitus, Alkoholismus, Therapie solider Tumoren

<1

a

Die Unterscheidung zwischen Kolonisation und Infektion ist bei diesem Patientenklientel extrem schwierig.

103

9.4 · Invasive Aspergillosen

unter den Lungen- und Lebertransplantierten am höchsten (CDC 2003a; ITA 200,). Eine veränderte Immunantwort wie bei Diabetikern, Patienten mit einer granulomatösen Erkrankung, immunsuppressiver Therapie, lang andauernder Kortikosteroidbehandlung, immunmodulierenden Virusinfektionen (z. B. CMV) und Verbrennungen stellt einen weiteren prädisponierenden Faktor dar (Latgé 1999; Verweij u. Denning 1999). Patienten mit fortschreitender HIV-Infektion, insbesonders bei einem CD4-Wert <50/ mm3, haben ebenfalls ein erhöhtes Risiko, eine invasive Aspergillose zu akquirieren (CDC 2003a). > Vor allem immunsupprimierte Patienten mit lang andauernder Neutropenie sind gefährdet eine invasive pulmonale Aspergillose zu erwerben.

9.4.3

Inzidenz

Aufgrund der Weiterentwicklung medizinischer Behandlungsformen wie z. B. im Transplantationswesen oder in der Therapie maligner Erkrankungen (z. B. HSZT = hämatopoetische Stammzelltransplantation, frühere Bezeichnung Knochenmarktransplantation; Chemo- und HIVTherapie) und der damit verbundenen längeren Lebenszeiten von immunsupprimierten Patienten, muss auch in Zukunft mit einer steigenden Inzidenz gerechnet werden (ITA 2001). Eine Übersicht gibt . Tab. 9.2.

9.4.4

Pathogenese

Die pulmonale Aspergillose wird primär exogen durch Inhalation von Pilzsporen (Konidien) erworben. Eine endogene Besiedlung mit Aspergillus spp. im nasopharyngealen Bereich wird in der Literatur als prädisponierender Faktor aufgeführt, ein Beweis hierfür konnte jedoch bisher nicht erbracht werden. Eine Kolonisation des unteren Respirationstrakts mit Aspergillus spp. wird bei Patienten mit chronischen Lungenerkrankungen wie COPD, zystischer Fibrose oder inaktiver Tuberkulose als Risikofaktor für die Entstehung einer invasiven oder disseminierten Infektion diskutiert, neuere Daten konnten dies jedoch nicht bestätigen (CDC 2003a). Bei Risikopatienten wird die Aspergilluspneumonie durch eine Invasion von Pilzsporen in das Lungengewebe ausgelöst. Anschließend können die Pilze hämatogen auch in andere Organe wie Gehirn, Niere, Herz und Auge disseminieren. Beim Gesunden werden die Sporen durch die Zilien des Bronchialsystems wieder entfernt oder durch Makrophagen abgetötet. Pilzfäden (Hyphen), die aus keimenden Sporen entstehen und invasiv Gewebe durchdringen können, werden in der Regel durch neutrophile Granulozyten beseitigt. Dieser Schutzmechanismus ist bei Patienten nach Chemotherapie oder Bestrahlung weitgehend reduziert, sodass eine Besiedlung des Bronchialsystems

leicht möglich ist. Patienten mit lang andauernder Neutropenie sind daher besonders gefährdet, an einer invasiven Aspergillose zu erkranken (Rüchel 2003).

9.4.5

Infektionsquellen

Zahlreiche Studien (zusammengefasst bei Willinger u. Aspöck 1998; Exner u. Engelhardt 1995; Denning 1998) belegen den Zusammenhang zwischen Auftreten von invasiven Aspergillosen und 4 Neu-, Umbau- und Renovierungsmaßnahmen (7 Kap. 21), 4 Straßenbauarbeiten, 4 kontaminierten raumlufttechnischen Anlagen, 4 Eröffnung von Zwischendeckenbereichen, 4 kontaminierter Blumenerde. In den Arbeiten dieser Autoren finden sich u. a. folgende Beispiele: In einer Station mit nierentransplantierten Patienten kam es im Zusammenhang mit Straßenbauarbeiten bei mehr als 10 Patienten zu Aspergillosen (Nachweis von Aspergillus fumigatus und Aspergillus flavus aus respiratorischen Sekreten). Am fensterständigen Luftfilter wurden 400–2000 KBE/cm2 von Aspergillus spp. nachgewiesen. Nach Beendigung der Bauarbeiten wurden keine weiteren Aspergillus-Infektionen nachgewiesen. Im Zusammenhang mit Baumaßnahmen wurden im Innenbereich einer benachbarten KMT-Station Sporenkonzentrationen von bis zu 133/m3 gemessen, welche deutlich über denen der Außenluftkonzentrationen lagen. 6 (31%) von 19 erkrankten Kindern verstarben an Aspergillose. Nach Installation von Laminar-Air-Flow-Zuluftsystemen (LAF) traten keine weiteren neuen Fälle auf. Auf einer hämatologischen Station erkrankten im Rahmen von Innenumbaumaßnahmen 10 Leukämiepatienten in einem Zeitraum von 1,5 Jahren an invasiver Aspergillose. Zuvor war diese Erkrankung ca. einmal in 2 Jahren diagnostiziert worden.

> Somit können bei Bau-, Umbau- und Renovierungsarbeiten durch hohe Pilzsporenbelastungen der Luft nosokomiale Aspergillosen entstehen.

Da Aspergillussporen ubiquitär vorkommen, besteht bei Risikopatienten natürlich auch außerhalb des Krankenhauses ein Infektionsrisiko. Die Frage, ob die Erkrankung nosokomial erworben wurde oder ob bei Aufnahme bereits eine endogene Besiedlung der Schleimhäute der oberen Luftwege vorlag, ist oft nicht zu klären. Im Rahmen einer nosokomialen Epidemie ist allerdings davon auszugehen, dass eine hausinterne Erregerquelle vorhanden sein muss. Bei epidemiologischen Fragestellungen kann es sinnvoll sein, die Stammidentität der Pilzisolate von Patienten und Umgebung mit molekularbiologischen Methoden wie PCR (polymerase chain reaction), PFGE (Pulsfeldgelelektrophorese) und RAPD (random amplified polymorphic DNA) zu vergleichen (bisher nur in Speziallaboratorien möglich). In der Literatur werden sowohl die verschie-

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104

I

Kapitel 9 · Durch Luft übertragbare Erkrankungen

denen Testverfahren als auch ihre Aussagekraft kontrovers diskutiert (Kontoyiannis u. Bodey 2002). Es gibt aber zunehmend Publikationen, welche die Typisierung von Schimmelpilzen auf molekularbiologischer Ebene als wertvolles Instrumentarium zur Klärung epidemiologischer Zusammenhänge beschreiben (Warris et al. 2003; Mellado et al. 2000).

9.4.6

Luftkeimzahl

Bisher existieren keine gesicherten Daten bezüglich Korrelation von Sporengehalt der Luft und Entstehung einer Aspergillose; vielmehr scheint die Wirtsabwehr (Grad der Immunsuppression) der entscheidende Faktor zu sein (Denning 1998). Nach Exner und Engelhardt (1995) können selbst kurzfristige Kontakte mit hochkontaminierter Luft für die Infektionsentstehung ausreichend sein. In Gebäuden ohne RLT-Anlage ist die Luftkeimzahl in den Innenräumen meist ähnlich hoch wie in der Außenluft. Liegen die Innenraumwerte deutlich über den Werten der Außenluft, so muss eine interne Quelle vermutet werden (ITA 2001). Mehrfache Luftkeimmessungen des gleichen Umfeldes können jedoch zu höchst unterschiedlichen Sporenzahlen führen. Es ist unklar, ob der Sporengehalt der Luft tatsächlich entsprechende Varianzen aufweist oder ob dies auf eine technische Limitierung der Luftkeimsammler zurückzuführen ist (Wenzel 1997). Messungen mit unterschiedlichen Luftkeimsammlern führen zusätzlich zu sehr unterschiedlichen Messwerten (ITA 2001), sodass das Festlegen von Grenzwerten schwer ist. Die durchschnittliche Außenluftbelastung liegt zwischen 1 und 15 KBE/m3, Belastungsspitzen können auch erheblich höher liegen, überschreiten aber nur selten 100 KBE/m3 (ITA 2001). Um Hochrisikopatienten vor Pilzporen belasteter Luft zu schützen, wird eine Unterbringung in Räumen mit HEPA-(High-Efficiency-Particular-Air-)Filtration gefordert (CDC 2003a; Rüchel 2003).

9.4.7

Präventive Maßnahmen

> Risikopatienten können im Krankenhaus in gewissem Maße durch Beseitigung von Infektionsquellen und zusätzlichen Schutzmaßnahmen vor einer Sporenbelastung geschützt werden.

Es besteht Konsens, dass durch Beseitigung von Infektionsquellen (Bautätigkeit, Zimmerpflanzen, Teppiche etc.) bzw. durch zusätzliche Schutzmaßnahmen (HEPA-Filter, ggf. auch Laminar Air Flow) Risikopatienten vor erhöhten Sporenbelastungen geschützt werden können. Ferner wird immer wieder der multidisziplinäre Ansatz mit früher Diagnostik, adäquater antimykotischer Prophylaxe und krankenhaushygienischen Präventionsstrategien zur Infektionskontrolle betont (ITA 2001).

Für Hochrisikopatienten wird eine Unterbringung in Räumlichkeiten mit endständigen Schwebstofffiltern (HEPA- Filter, 12facher Luftwechsel/Stunde) und positivem Druck im Vergleich zu den angrenzenden Räumen als ausreichend erachtet. Zur Aufrechterhaltung der Druckverhältnisse ist ein Vorraum sinnvoll, in dem Kittel, Handschuhe etc. abgelegt werden können. Auf geschlossene Türen und Fenster ist zu achten, eine regelmäßige Wartung der RLT-Anlage muss erfolgen und Besucherzahlen sind in der kritischen Phase zu begrenzen. Patienten sollten in der kritischen Phase das geschützte Umfeld nur dann verlassen, wenn diagnostische (z. B. Röntgen) oder therapeutische Maßnahmen (z. B. OP, Strahlentherapie) dringend erforderlich sind. Das Tragen von dicht sitzenden Feinstaubmasken (i. d. R. FFP 2) ist auf solchen Transportwegen angezeigt, Bereiche, in denen Umbaumaßnahmen durchgeführt werden, sollten nicht gekreuzt oder aufgesucht werden. Durch regelmäßige Schulungen sollte bei Stations- und Reinigungspersonal ein Bewusstsein für potenzielle Infektionsquellen und kontaminationsfreies Verhalten geschaffen werden (CDC 2003a; Willinger u. Aspöck 1998). Nur durch ein gutes Zusammenspiel aller relevanter Schutzmaßnahmen lassen sich Aspergillosen bis zu einem gewissen Grad vermeiden. Hierzu zwei Beispiele aus der Literatur (Wenzel 1997): In der Universitätsklinik von Minnesota konnte durch den Einbau von HEPA-Filtern auf einer KMT-Station der A.-fumigatusSporengehalt der Luft von 2,0 auf 0,8 KBE/m3 und die Rate der Aspergillus-Infektionen von 15% (10/66) auf 8% (17/202) reduziert werden. Da weiterhin Infektionen auftraten, wurde zusätzlich der Flurbereich mit HEPA-Filtern ausgestattet. Hierdurch konnte eine weitere Keimreduktion und Senkung der Infektionsrate (0,14 KBE/m3 und 4% (4/97)) erzielt werden. Vor Installation von HEPA-Filtern waren die Patienten auf einer HSZT-Station einer Universitätsklinik in Florida einer durchschnittlichen Sporenbelastung von 0,16–4 KBE/m3 ausgesetzt. Nach der Errichtung einer kompletten LAF-Einheit mit HEPAFiltration fiel die Konzentration auf 0,008 KBE/m3. Bei keinem der 31 Patienten auf dieser Station trat eine Aspergillose auf, während auf einer Nachbarstation ohne entsprechende Luftführung bzw. -filterung 11 von 33 (33%) Patienten erkrankten.

Baumaßnahmen im Krankenhaus: Ein gehäuftes Auftreten von invasiven Aspergillusinfektionen nach Baumaßnahmen im Innenbereich oder im Umfeld (Straßenbauarbeiten) von Krankenhäusern (7 Kap. 22) ist Gegenstand zahlreicher Publikationen (Exner u. Engelhardt 1995; ITA 2001; Beispiele 7 9.3.5). Man muss davon ausgehen, dass bei Bewegung von kontaminiertem Erdreich bzw. Abriss von Mauerwänden oder Decken Aspergillussporen in hohen Konzentrationen freigesetzt werden. Diese können sich über längere Zeit im Schwebezustand in der Luft halten und somit aerogen verbreitet werden. Entsprechende Schutzmaßnahmen vor Baubeginn sind vor allem in Krankenhäusern mit entsprechenden Risikopatienten daher unabdingbar. Hierbei gilt es nicht nur den eigentlichen stationä-

9.4 · Invasive Aspergillosen

ren Bereich zu berücksichtigen, sondern es müssen auch Wegeführungen zu anderen Untersuchungseinheiten (Röntgen etc.) bzw. diese selbst bedacht werden. Lassen sich entsprechende Maßnahmen nicht realisieren, muss eine vorübergehende Einstellung entsprechender Therapieverfahren (z. B. HSZT) oder eine Verlegung von Patienten aus diesen Risikobereichen erwogen werden (CDC 2003a; Willinger u. Aspöck 1998).

9.4.8

CDC-Empfehlungen zur Prävention krankenhausassoziierter pulmonaler Aspergillosen

In den CDC-Leitlinien (CDC 2003a) wird berücksichtigt, für welche Maßnahmen gesicherte Daten bzw. ausreichendes Wissen für entsprechende Empfehlungen vorliegen (Kategorisierung in Klammern). Diese umfassen in erster Linie die Ausschaltung von Infektionsquellen sowie Vorkehrungen, die bei Auftreten der Erreger deren Ausbreitung verhindern sollen. Des Weiteren werden Verhaltensregeln empfohlen, wenn es trotz dieser Maßnahmen zum Auftreten von Aspergillosen kommt.

Mitarbeiterschulung 4 Mitarbeiterschulung und Bewusstseinsbildung betreffend Risikogruppen, Infektionsquellen und Schutzmaßnahmen (II)

Überwachung 4 Erhöhte Wachsamkeit bei Hochrisikopatienten (▶ 9.4.2) (IA) 4 Etablierung eines Surveillancesystems (bei HSZTPatienten z. B. ONKO-KISS; ▶ Kap. 11): Meldung von Aspergillus-spp.-Befunden durch die Mikrobiologie, periodische Durchsicht der mikrobiologischen, histopathologischen und Post-mortem-Daten) (II) 4 Keine routinemäßige Überwachungskulturen 5 aus Nasopharynx von asymptomatischen Patienten 5 von Gebrauchsgegenständen, Staub, Luftproben etc. (IB) 4 Keine Empfehlung für regelmäßige mikrobiologischen Überwachungskulturen vor, während oder nach einer Renovierung des Aufenthaltbereiches immunsupprimierter Patienten (ungelöste Fragestellung) 4 Kontinuierliche oder periodische Überwachung des Belüftungssystems von Isoliereinheiten (RaumluftWechsel, Luftdruckverhältnissen, Filterleistung) (IB)

Neuplanung von Isoliereinheiten für Hochrisikopatienten I. Maßnahmen für Patienten mit allogener HSZT 4 Minimierung der Luftkeimbelastung mit Pilzsporen (IB, IC) a) HEPA-Filtration

105

b) gerichtete Luftströmung (Luft sollte von einer Seite des Zimmers zugeführt und an der gegenüberliegenden Seite wieder abgeführt werden) c) positiver Druck im Patientenzimmer im Vergleich zum Flur (10–20% mehr an zugeführter als an abgeführter Luft) d) dicht schließende Türen und Fenster e) hohe Luftwechselrate (≥12/Stunde) 4 Einrichtung von LAF-Bereichen routinemäßig nicht erforderlich (IB) II: Maßnahmen für weitere Risikopatienten 4 Keine Empfehlung bez. Isoliereinheiten für Patienten nach autologer HSZT bzw. Organtransplantation (z. B. Herz, Leber, Lunge, Niere) (ungelöste Fragestellung)

Behandlungszentren, in denen bislang kein Fall einer nosokomialen Aspergillose aufgetreten ist 4 Unterbringung von HSZT-Patienten in Isoliereinheiten (IB) 4 Weitere Risikopatienten wie oben (ungelöste Fragestellung) 4 Regelmäßige Überprüfung des Belüftungssystems, im Falle von Reparaturen ggf. Verlegung von Hochrisikopatienten in Bereiche mit adäquater Luftführung (IB, IC) 4 Notfallplan zur Vermeidung der Ausbreitung von Pilzwachstum für den Fall eines Wasserschadens (IB) 4 Adäquate Reinigungsmethoden (IB) a) tägliche desinfizierende Nassreinigung horizontaler Flächen b) Vermeidung von Staub aufwirbelnden Putztechniken (Staubwedel) c) Staubsauger regelmäßig warten und mit HEPAFiltern ausstatten 4 Keine Teppiche im Stationsbereich (IB) 4 Keine gepolsterten Möbel (II) 4 Verlassen der geschützten Umgebung zu diagnostischen oder anderen Zwecken nur wenn unbedingt notwendig (II) 4 Tragen von Feinstaubfiltermaske (FFP2) bei Passieren von Bereichen mit Bau, Umbau- oder Renovierungsmaßnahmen (II) 4 Keine Empfehlungen zum Typ der Maske bei Verlassen der Isoliereinheit in Phasen ohne Baumaßnahmen (ungelöste Fragestellung) 4 Koordination der Hygiene- und Infektionskontrollstrategien mit den verschiedenen Mitarbeitergruppen (Krankenhausküche, Ingenieuren, Wartungspersonal etc.) (IB) 4 Keine Frisch- /Trockenblumen oder Topfpflanzen (II) 4 Vermeidung von sporenhaltigen Nahrungsmitteln (nur frisch gekochte Speisen, keine Rohkost; Nüsse, Trockenobst, Pfeffer etc. sind häufig stark kontaminiert) (IB)

9

106

I

Kapitel 9 · Durch Luft übertragbare Erkrankungen

Vorgehen bei Baumaßnahmen 4 Vor Beginn von Bau- bzw. Umbaumaßnahmen: Erstellung eines Konzepts zum Schutz von Hochrisikopatienten vor durch Aspergillussporen belasteter Luft (IA) 4 Vermeidung des Eindringens von Feinstaub durch Aufstellen von Staubschutzwänden, Abdichten von Fenstern oder Anbringen von Schutzplanen bei Arbeiten an der Außenfassade (IB) 4 Minimierung des Personenverkehrs, um häufiges Türöffnen sowie Einschleppen von Staub zu verhindern (IB) 4 Umfassende Reinigung nach Beendigung der Baumaßnahmen (IB)

Maßnahmen in Spezialeinrichtungen im Falle einer Aspergillose 4 Abklärung, ob die Aspergillose nosokomial erworben wurde 5 Erfassen der Aspergilloseinzidenz, retrospektive Analyse und aktuelle Erfassung ähnlicher Fälle, Aufenthaltsorte und Aufenthaltsdauer des Patienten außerhalb der Isoliereinheit (z. B. Transfer zu Bereichen innerhalb und außerhalb der Einrichtung) (II) 5 RLT-Anlage auf Mängel überprüfen (IB) 4 Wenn Anhalt für nosokomial erworben: 5 Umgebungsuntersuchung (IB) 5 Krankenhaushygieniker, evt. RKI-Taskforce anfragen (IB) 4 Desinfizierende Reinigung mit einem fungiziden Präparat (IB)

Literatur Anaissie EJ, Costa SF (2001) Nosocomial aspergillosis is waterborn. Clin Infect Dis 33: 1546–1548 Anaissie EJ, Stratton SL, Dignani MC, Lee CK, Mahfouz TH, Rex JH, Summerbell RC, Walsh TJ (2002) Cleaning patient shower facilities: a novel approach to reducing patient exposure to aerosolized Aspergillus species and other opportunistic molds. Clin Infect Dis 35: 86–88 CDC (1996) Centers for Disease Control and Prevention. Guidelines for isolation precautions in hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 53–80 (http://www.cdc.gov/ncidod/hip/isolat/isolat.htm) CDC (2003a) Centers for Disease Control and Prevention. Guidelines for preventing health-care-associated pneumonia. MMWR 53, No. RR03 (http://www.cdc.gov/mmwr/PDF/RR/RR5303.pdf ) CDC (2003b) Centers for Disease Control and Prevention. Guidelines for environmental infection control in health-care facilities. MMWR 52, No. RR10;1 (http: //www.cdc.gov/mmwr/PDF/RR/RR5210.pdf ) Denning DW (1996) Therapeutic outcome of invasive aspergillosis. Clin Infect Dis 23: 608–615 Denning DW (1998) Invasive aspergillosis. Review. Clin Infect Dis 26: 781–803 Ehresmann KR, Hedberg CW, GrimmMB, Norton CA, MacDonald KL, Osterholm MT (1995) An outbreak of measles at an international sporting event with airborne transmission in a domed stadium. J Infect Dis 175: 679–683

Exner M, Engelhardt S (1995) Epidemiologie und Prävention der invasiven Aspergillus-Infektion. Hyg Med 20: 567–581 Gustafson TL, Lavely GB, Brawner ER, Hutcheson RH, Wright PF, Schaffner W (1982) An outbreak of airborne nosokomial varicella. Pediatrics 70: 550–556 Ignatius TSY, Yuguo L, Tze WW et al. (2004) Evidence of airborne transmission of the severe acute respiratory syndrome. N Engl J Med 350: 1731–1739 ITA: Institut für Technologieabschätzung (2001) Aspergillose — Stand des Wissens zu Diagnose, Therapie, Umweltbedingungen. http:// www.oeaw.ac.at/ita/ebene5/d2–2b18.pdf Kern WV, Beyer J, Boehme A et al. (2000) Infektionsprophylaxe bei neutropenischen Patienten, Leitlinien der Arbeitsgemeinschaft Infektionen in der Hämatologie und Onkologie. Dtsch Med Wochenschr 125: 1582–1588 Köhler W, Eggers HJ, Fleischer B, Marre R, Pfister H, Pulverer G (2001) Medizinische Mikrobiologie, 8. Aufl. Urban & Fischer, München Kontoyiannis DP, Bodey GP (2002) Invasive aspergillosis in 2002: an update. Eur J Clin Microbiol Inf Dis 21: 161–171 Latgé JP (1999) Aspergillus fumigatus and aspergillosis. Clin Microbiol Rev 12: 310–350 Leclair JM, Zaia JA, Congdon RG, Goldmann DA (1980) Air borne transmission of chickenpox in a hospital. N Engl J Med 302: 450–453 Mellado E, Diaz-Guerra TM, Cuenca-Estrella M, Buendia V, Aspa J, Prieto E, Villagrasa JR, Rodriguez-Tudela JL (2000) Characterization of a possible nosocomial aspergillosis outbreak. Clin Microbiol Infect 6: 543–548 Munoz P, Burillo A, Bouza E (2001) Environmental surveillance and other control measures in the prevention of nosocomial fungal infections. Clin Microbiol Infect 7: 38–45 Rüchel R (2003) Invasive Aspergillosen bei hämatologisch-onklogischen Erkrankungen und Transplantationen. Bundesgesundheitsbl 46: 38–44 Sawyer MH, Chamberlin CJ, Wu YN, Aintablian N, Wallace MR (1994) Detection of varicella-zoster virus DNA in air samples from hospital rooms. J Infect Dis 169: 91–94 Stockschläder M, Montemurro M, Kiefer T, Dölken G (2003) Atemwegsinfektionen bei immunsupprimierten Personen. Bundesgesundheitsbl 46: 25–37 Verweij P, Denning D (1997) Editorial: The challenge of invasive aspergillosis: increasing numbers in diverse patient groups. Int J of Infect Diseases 2: 61–63 Warris A, Klaassen CH, Meis JF, De Ruiter MT, De Valk HA, Abrahamsen TG, Gaustad P, Verweij PE (2003) Molecular epidemiology of Aspergillus fumigatus isolates recovered from water, air, and patients shows two clusters of genetically distinct strains. J Clin Microbiol 41: 4101–4116 Wenzel RP (1997) Prevention and control of nosocomial infections, 3rd edn. Williams & Wilkins, Baltimore Willinger B, Aspöck C (1998) Hospitalismus durch Aspergillus. Ein Überblick über Ursachen und Möglichkeiten der Prävention. Wien Klin Wochenschr 110(11): 388–392 Zanetti G, Mühlemann K (2003) Nosokomiale Übertragung des Servere Acute Respiratory Sydrom (SARS): Was haben wir gelernt? Swiss NOSO 10(2): 9–11

10 10 Durch Wasser übertragbare Infektionen D. Jonas 10.1 Erreger – 108 10.1.1 10.1.2 10.1.3 10.1.4

Legionellen – 108 Acinetobacter – 108 Pseudomonas aeruginosa – 108 Stenothrophomonas maltophilia – 109

10.4 Risikofaktoren und Übertragungswege – 111 10.4.1 10.4.2 10.4.3 10.4.4

Legionellen – 111 Acinetobacter – 111 Pseudomonas aeruginosa – 112 Stenothrophomonas maltophilia – 112

10.2 Habitat und Quellen im Krankenhaus – 109

10.5 Prävention

10.2.1 10.2.2 10.2.3 10.2.4

10.5.1 Standardmaßnahmen – 112 10.5.2 Einschränkung der mikrobiellen Besiedlung des Wasserleitungssystems – 113 10.5.3 Legionellenprävention – 114

Legionellen – 109 Acinetobacter – 109 Pseudomonas aeruginosa – 109 Stenothrophomonas maltophilia – 110

10.3 Infektionsarten – 110 10.3.1 10.3.2 10.3.3 10.3.4

Literatur

– 112

– 115

Legionellen – 110 Acinetobacter – 110 Pseudomonas aeruginosa – 111 Stenothrophomonas maltophilia – 111

Zahlreiche verschiedene Infektionserreger können durch Wasser übertragen werden. Unter den in der Literatur beschriebenen Viren, Bakterien, Pilzen und Protozoen haben 4 Bakterienspezies eine größere Bedeutung für die praktische Krankenhaushygiene: Legionella pneumophila sowie die 3 zu den Nonfermentern gehörenden Spezies Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia und Acinetobacter baumannii. Ihnen gemeinsam ist, vor allem Pneumonien zu verursachen, die in der Regel mit den üblichen Cephalosporinen zur Behandlung nosokomialer Pneumonien nicht ausreichend behandelt werden können. Übertragungen dieser Erreger können entweder über direkten Kontakt, Ingestion oder Aspiration, Einatmen von Wasseraerosolen oder über die Hände stattfinden.

Infektionen durch Trinkwasserkeime im Krankenhaus haben auch in gesetzlicher Hinsicht eine veränderte Bewertung durch die im Jahre 2003 inkraftgetretende neue Trinkwasserverordnung erhalten (TrinkwV 2001; Exner u. Kistemann 2004). So genannte »Hausinstallationen«, aus denen Wasser für die Öffentlichkeit bereitgestellt wird, wie z. B. in Krankenhäusern, werden hier mit einbezogen. Dies trägt dem Umstand Rechnung, dass sich die Wasserqualität im Leitungswassernetz auch nach dem Einspeisen einwandfreien Wassers durch den Wasserversorgungsbetrieb chemisch, physikalisch und mikrobiologisch wesentlich verschlechtern kann. Krankheitserreger dürfen nicht in gesundheitsschädigenden Konzentrationen enthalten sein.

108

I

Kapitel 10 · Durch Wasser übertragbare Infektionen

10.1

Erreger

10.1.2

10.1.1

Legionellen

Das Genus Acinetobacter gliedert sich molekularbiologisch in mindestens 19 verschiedene Genospezies, die noch nicht alle benannt worden sind. Zur Zeit gibt es 17 Nomenspezies. Die im Krankenhaus häufig vorkommende Genospezies 3 ist noch nicht benannt und wird häufig fälschlicherweise als Acinetobacter baumannii identifiziert. Es handelt sich hier um gramlabile kokkoide Stäbchenbakterien, die auch in sehr einfachen Medien wie dem BaumannMedium mit lediglich Nitrat und Acetat als Stickstoff- bzw. Kohlenstoffquelle wachsen können. Die biochemische Speziesidentifikation auch mit API 20NE oder Biolog bietet eine nur unzureichende Diskrimination der 4 verschiedenen Genospezies des Acinetobacter-calcoaceticus(Acinetobacter-baumannii-)Komplexes, die häufig im Krankenhaus bei Infektionen isoliert werden. Eine lediglich auf biochemischen Reaktionen basierende Speziesbezeichnung sollte daher nur mit Vorbehalt verwendet werden (Bernards et al. 1996). Die verschiedenen Spezies unterscheiden sich in ihrer klinischen Bedeutung und Häufigkeit. Bakterien dieses Genus habe eine variable Antibiotikaresistenz und können durchaus gegenüber vielen β-Laktam-, Cephalosporinund Aminoglykosidantibiotika resistent sein. Auch zusätzlich carbapenemresistente Stämme sind beschrieben. Eine Besonderheit stellt der β-Laktamase-Inhibitor Sulbactam dar, der im Gegensatz zu anderen nosokomialen Bakterienspezies auf Acinetobacter auch einen antibakteriellen Effekt hat.

Legionellen gehören zu den gramnegativen Bakterien. Im Gegensatz zu den anderen hier aufgeführten Spezies sind sie nur auf besonderen Medien anzuzüchten. > Ohne spezielle Anforderung des Einsenders an das Untersuchungslabor sind Legionellen auf den klinisch mikrobiologischen Standardmedien nicht nachweisbar.

Mittlerweile sind über 50 verschiedene Legionellenspezies bekannt, von denen aber nur rund ein Drittel jemals im Zusammenhang mit Infektionen beschrieben worden ist. Die bei weitem häufigste humanpathogene Spezies ist Legionella pneumophila mit 15 verschiedenen Serogruppen. Außer dieser haben unter den Nonpneumophila-Spezies noch L. micdadei, L. bozemanni, L. feelii und L. longbeacheae eine zahlenmäßig größere Bedeutung. Legionellen vermehren sich bei Temperaturen zwischen 25 und 45°C, können aber auch im Bereich von 5–63°C überleben. Da sie nur langsam wachsen, sind sie kulturell erst nach mehreren Tagen nachweisbar. Für eine zügigere, therapieentscheidende Schnelldiagnostik führen die meisten Untersuchungslaboratorien auf Anforderung des Einsenders aus Atemwegsmaterialien einen direkten Immunfluoreszenztest oder PCR-Nachweise sowie meistens einen Legionellenantigennachweis aus dem Urin durch. Der serologische Antikörpernachweis kann zur epidemiologischen Bestätigung durchgeführt werden. Zum Messen von Titerverläufen muss diese Untersuchung nach 3–6 Wochen Krankheitsverlauf wiederholt werden. Legionella pneumophila weist paradigmatisch auf ein offenes Feld in der Krankenhaushygiene hin – unerkannte nosokomiale Infektionen mit schwierig kultivierbaren und langsam wachsenden Wasserkeimen. Infektionen durch Legionellen, Legionellosen, sind schwieriger nachzuweisen als solche durch die meisten anderen nosokomialen Infektionserreger, haben eine höhere Dunkelziffer und werden in ihrer Häufigkeit unterschätzt. Bezeichnenderweise wurden Legionellenpneumonien erst als Krankheitsentität erkannt, als eine große zeitliche und räumliche Häufung dieser Krankheit beim Philadelphia-Ausbruch 1976 während eines Veteranentreffens auftrat: 182 Fälle wurden dokumentiert; 29 Patienten starben (Fraser et al. 1977). Legionelleninfektionen haben ihren hauptsächlichen Ursprung im Leitungswassersystem, in dem sie ubiquitär verbreitet sind. Die Erweiterung der meldepflichtigen Krankheitserreger im Infektionsschutzgesetz um Legionella spp. und die Ausdehnung der nach der neuen Trinkwasserverordnung 2001 regelmäßig in Hausinstallationsanlagen zu untersuchenden Bakterien auf Legionellen unterstreicht die besondere Bedeutung, die dieser Infektionserkrankung und ihrer Quelle neuerdings zugemessen wird.

10.1.3

Acinetobacter

Pseudomonas aeruginosa

P. aeruginosa ist seit dem 19. Jahrhundert eine der am längsten bekannten humanpathogenen Bakterienspezies. Sie wächst auf den üblichen Standardmedien schnell. Je nach verwendetem Agarmedium weisen die Kolonien oft einen Metallglanz, eine blau-grünliche Verfärbung durch Pyozyanine sowie einen charakteristischen fruchtartigen Geruch auf. Besonderheiten stellen mukoide Formen oder langsam wachsende »small colony variants« dar, die öfter von Mukoviszidosepatienten isoliert werden. Eine Vielzahl üblicher Antibiotika sind bei P. aeruginosa wegen ihrer schon von Natur aus umfangreichen Ausstattung an Resistenzmechanismen nicht wirksam. Neben einer verminderten Zellwandpermeabliltät und Effluxpumpenmechanismen zählen dazu vor allem zahlreiche β-Laktamasen, Cephalosporinasen und Aminoglykosid modifizierende Enzyme. Dazu kommt, dass Resistenzen gegenüber Breitspektrumantibiotika wie Fluorquinolonen und Carbapenemen vergleichsweise schnell durch Punktmutationen entstehen können.

109

10.2 · Habitat und Quellen im Krankenhaus

10.1.4

Stenothrophomonas maltophilia

S. maltophilia wurde noch in jüngerer Zeit mehrfach umbenannt und ist in der aktuellen Literatur noch als Xantomonas maltophilia oder davor Pseudomonas maltophilia zu finden. Obwohl vorwiegend als nosokomialer Erreger beschrieben, wird diese Spezies durchaus auch im ambulanten Bereich bei gesunden Carriern z. B. in Rachenabstrichen isoliert (Denton u. Kerr 1998). Eine klare Unterscheidung von Infektion und Trägertum ist bei seinem Nachweis oft nicht möglich. Aufgrund induzierbarer, chromosomal kodierter β-Laktamasen ist diese Spezies gegenüber nahezu allen β-Lakatam- und Cephalosporinantibiotika sowie Carbapenemen resistent. Diese obligat aerob wachsenden Bakterien können über einen weiten Temperaturbereich von unter 5°C bis über 40°C auch auf MacConkey- oder C.L.E.D.-Agar wachsen. Ein wesentlicher Virulenzfaktor scheint ihre erhöhte Adhärenz zu verschiedenen Oberflächen zu sein (Jucker et al. 1996).

10.2

Habitat und Quellen im Krankenhaus

10.2.1

Legionellen

Legionellen sind Umweltkeime, die sich sowohl in natürlichen Gewässern wie auch in künstlich geschaffenen Wasseranlagen und Wasserleitungen innerhalb von Amöben vermehren. Reservoir im Krankenhaus ist ausschließlich die sog. unbelebte Umgebung, im Gegensatz zu den 3 Nonfermentern. Insbesondere in weit verzweigten Warmwassersystemen großer Gebäudekomplexe, aber auch in Klimaanlagen und dekorativen Wasseranlagen haben sie neue vom Menschen geschaffene ökologische Nischen erhalten. Als intrazellulärer Endosymbiont von Amöben können sie in deren Zystenformen besonders gut Umwelteinflüssen widerstehen. Dies gilt mit als Grund, warum die im Trinkwasser üblich verwendeten Chlorkonzentrationen Legionellen nicht eliminieren. Legionellen gehören nicht zur Standortflora des Menschen, wenn auch gelegentlich eine transiente Besiedlung diskutiert wird. > Der Nachweis von Legionellen bei Patienten mit Zeichen einer Pneumonie ist immer als ein behandlungsbedürftiger Befund zu betrachten.

10.2.2

Acinetobacter

Acinetobacter ist ein weit verbreiteter Umgebungskeim, der nicht nur im Krankenhaus, sondern auch im Wasser, in Lebensmitteln und Erdreich, aber auch als Hautkolonisierer beim Gesunden nachweisbar ist. Im Gegensatz zu anderen gramnegativen Bakterien kann er mit Staphylokokken vergleichbar lange auf trockenen Oberflächen persistieren.

Dabei variiert die Fähigkeit, auf trockenen Oberflächen zu überleben, zwischen verschiedenen Stämmen beträchtlich (Wendt et al. 1997). Im Krankenhaus werden von kolonisierten und infizierten Patienten hauptsächlich A. baumannii und Acinetobacter sp. 3 isoliert (Seifert et al. 1993), die außerhalb des Krankenhauses selten gefunden werden. Dort prädominieren eher A. lwoffii, A. johnsonii, A. radioresistens und Acinetobacter sp. 12, die bei Gesunden in erster Linie von den feuchteren Hautlokalisationen (Axilla, Leiste, Zehenzwischenräume), selten auch aus dem Oropharyngealbereich isoliert werden können (BergogneBerezin u. Towner 1996). Einzelne europaweit verbreitete epidemische Stämme von A. baumannii sind beschrieben worden, die wiederholt auf verschiedenen Intensivstationen Ausbrüche verursacht haben (Dijkshoorn et al. 1996). Acinetobacter kann in der Krankenhausumgebung aus zahlreichen verschiedenen Quellen isoliert werden. Häufig ist er, wie die anderen Nonfermenter, in der Umgebung von Waschbecken, besonders in Siphons oder Siebstrahlreglern zu finden, aber auch auf patientennahen Oberflächen wie Regalen oder dem Fußboden. In der Nähe infizierter oder kolonisierter Patienten kann Acinetobacter sogar in der Luft nachweisbar sein. Ein weiteres wichtiges Reservoir können Patientenbetten, Bettwäsche, Matratzen, Kissen und deren Federn sein (Bergogne-Berezin u. Towner 1996). Weiterhin können auch, wenig beachtet, Lebensmittel, wie z. B. Mundpflegetees ein Ausgangspunkt von Infektionen sein (Hauer et al. 1999).

10.2.3

Pseudomonas aeruginosa

P. aeruginosa ist eine der am weitesten, nahezu ubiquitär auf der Erde verbreitete Spezies, die nicht nur aus Wasser, dem Erdreich, der Rhizosphäre, sondern auch aus unwirtlicheren Umgebungen wie Desinfektionsmitteln oder Mineralölprodukten isoliert werden kann. In Wasser kann der Keim über viele Monate überleben und sich bei nur geringen Nährstoffmengen vermehren. So wird er typischerweise u. a. in Abflußsiphons, Wasserhähnen, Dichtungsmaterialien, Schläuchen von Beatmungsgeräten sowie Luftbefeuchtern gefunden und ist teilweise resistent gegenüber quaternären Ammoniumverbindungen wie Benzalkoniumchlorid. P. aeruginosa wurde aus Hexachlorophan, Povidon-Jod und Chlorhexidin enthaltenden Mitteln isoliert (Russell et al. 1986). Unsachgemäß hergestellte oder gelagerte Desinfektionsmittelllösungen können so zu einem Reservoir werden. Eine Kolonisation des Gastrointestinaltrakts gesunder Menschen kommt mit 1–15% seltener vor. Die anscheinend intrinsische Resistenz des Menschen gegenüber einer Besiedlung kann aber durch Antibiotikagabe durchbrochen werden und teilweise die wesentlich höhere Kolonisationsraten von Krankenhauspatienten und die Korrelation mit der Hospitalisationsdauer erklären (Pitt 1997). Neben die-

10

110

I

Kapitel 10 · Durch Wasser übertragbare Infektionen

ser endogenen Kolonisation sind auch exogene Wege von anderen Patienten oder aus der unbelebten aquatischen Umgebung möglich (Grundmann et al. 1993; Murthy et al. 1989). Kolonisierte Patienten können im Krankenhaus ein kontinuierliches Reservoir für weitere Übertragungen darstellen (Maki 1978).

10.2.4

Stenothrophomonas maltophilia

Ähnlich wie P. aeruginosa wird S. maltophilia oft in feuchter, selten in trockener Umgebung gefunden. Neben Wasser verschiedenen Ursprungs ist diese Spezies auch aus Erdreich, der Rhizosphäre und in Lebensmitteln zu isolieren. Im Krankenhaus wird sie in unmittelbarem Zusammenhang mit Wasser in Duschköpfen, Siphons, Wasserhähnen und Wassertherapiebecken gefunden, wie auch in deionisiertem Wasser, Dialyse- und Eismaschinen. Im Zusammenhang mit der Beatmungstherapie wurde S. maltophilia aus Kreisteilen von Beatmungsgeräten, Wasservorratsbehältern von Befeuchtern und Verneblern sowie Sauerstoffmessgeräten und Sphygmomanometern isoliert. Auch in Geräten zur Messung des zentralvenösen oder arteriellen Drucks, in Kontaktlinsenpflegesets, in Desinfektionsmitteln und vor allem auf Händen des Pflegepersonals wurde der Keim nachgewiesen (Denton u. Kerr 1998).

10.3

Infektionsarten

10.3.1

Legionellen

Legionellosen (Infektionen durch Legionellen) treten im Wesentlichen in 2 Arten auf: der Legionellenpneumonie und dem Pontiac-Fieber, einer selbstlimitierenden, grippeähnlichen Erkrankung, die nur symptomatisch behandelt wird. Die Häufigkeit der Legionellosen wird wesentlich unterschätzt. Auch nach Einführung der Meldepflicht von Legionellosen in Deutschland 2001 wurden lediglich 361 Fälle erfasst, obwohl auf der Basis von Serumprävalenzdaten mehrere Tausend Erkrankungen pro Jahr angenommen werden müssen (Jahresbericht 2002). Die Anzahl an Erkrankungen nach Exposition gegenüber diesem ubiquitären Wasserkeim ist gering und die Letalität variiert sehr, hängt jedoch eindeutig von einer möglichst frühzeitigen Therapie ab (Lettinga et al 2002). Für weitere krankenhaushygienische Untersuchungen wichtig werden nach dem Infektionsursprung ambulant erworbene von reiseassoziierten und nosokomialen Legionellosen unterschieden, wie sie in Krankenhäusern und sonstigen Pflegeeinrichtungen auftreten. Die Einteilung erfolgt anhand der Inkubationszeit der Legionellenpneumonie von 2–10 Tagen. In den europäischen Statistiken waren im Jahr 1997 von den 1360 gemeldeten Fällen 16% nosokomialen Ursprungs, 29% ambulant erworbene, 22% standen

in Verbindung mit Reisen und die restlichen 43% waren unbekannten Ursprungs. Nosokomiale Legionellenpneumonien zeigen in mehreren Studien eine deutlich mit bis zu 50% höhere Letalität als ambulant erworbene Erkrankungen (Übersicht bei Edelstein 1995). Von großer Bedeutung ist daher die schnelle frühzeitige Identifizierung insbesondere von nosokomialen Legionellenpneumonien sowie die Prävention weiterer Fälle.

10.3.2

Acinetobacter

Acinetobacter ist ein eigentlich wenig virulenter Erreger, der am häufigsten aus Atemwegs- und Harnwegsmaterialien gewonnen wird, wobei auch hier Infektion von Kolonisation soweit möglich unterschieden werden sollte. Klinisch signifikant ist Acinetobacter am häufigsten als Erreger nosokomialer Pneumonien nachweisbar und ist wie P. aeruginosa und S. maltophilia ein typischer Erreger der beatmungsassozierten »Late-onset«-Pneumonie (Kollef et al. 1995; ▶ Kap. 5). Andere seltenere Infektionen sind Haut- und Weichteilinfektionen, Abszesse, Bakteriämien, Endokarditiden, Peritonitis und Superinfektionen von Verbrennungswunden (Towner 1997). Etwa 5% aller nosokomialen Pneumonien werden durch Acinetobacter verursacht (Bergogne-Berezin u. Towner 1996). Bei beatmeten Patienten und einer qualitativ hochwertigen mikrobiologischen Diagnostik kann diese Nachweisrate wesentlich höher bei 15–24% liegen. Die Letalität einer solchen beatmungsassozierten Pneumonie ist mit bis zu 75% höher als bei den meisten anderen grampositiven oder enterobakteriellen Pneumonien. Unabhängig von Begleitumständen wird einer nosokomialen Pneumonie durch Nonfermenter ein 2,5fach höheres Sterblichkeitsrisiko zugemessen (Fagon et al. 1993). Bei beatmeten Patienten gilt Acinetobacter baumannii daneben auch als wichtiger Verursacher der Sinusitis, einem möglichen Ausgangspunkt einer nachfolgenden Pneumonie (Bert u. LambertZechovsky 1996). Eine ebenso bedeutsame, wenn auch zahlenmäßig weniger oft auftretende Infektionsart ist die Bakteriämie. Ihre Häufigkeit wird mit bis zu 2% aller nosokomialen Bakteriämien angegeben (Emori u. Gaynes 1993; Wisplinghoff et al. 2000). Sie tritt häufig sekundär im Zusammenhang mit Pneumonien, Wundinfektionen oder katheterassoziiert auf. Die Angaben zur Mortalität variieren von 17–65% (Forster u. Daschner 1998). Tatsächliche Infektionen und nicht lediglich Kolonisationen der Harnwege treten vergleichsweise selten auf und dann insbesondere bei männlichen Patienten mit Dauerkathetern. Acinetobacter ist bei 1% der nosokomialen Harnwegsinfektionen nachweisbar (Emori u. Gaynes 1993).

111

10.4 · Risikofaktoren und Übertragungswege

10.3.3

Pseudomonas aeruginosa

P. aeruginosa ist einer der häufigsten nosokomialen Infektionsserreger (Hauer et al. 1996). Den Daten des NNIS (1998) zufolge ist er der zweithäufigste Erreger nosokomialer Pneumonien (14%), der dritthäufigste Erreger von Harnwegsinfektionen (7%), der vierthäufigste Grund postoperativer Wundinfektionen (8%) und die siebthäufigst isolierte Spezies bei Bakteriämien (2%). Nimmt man alle Infektionsarten zusammen, so ist P. aeruginosa die hier am fünfthäufigsten isolierte Spezies (NNIS 1998). Besonderen Stellenwert haben auf Intensivstationen die beatmungsassoziierten Pneumonien durch P. aeruginosa (Gastmeier et al. 2003).

10.3.4

Stenothrophomonas maltophilia

Der Nachweis von S. maltophilia in der Klinik ist oft mit der Schwierigkeit verbunden, Infektionen von lediglich einer Kolonisation zu unterscheiden. Am häufigsten wird diese Spezies aus Atemwegsmaterialien isoliert, wenn auch häufig nur als kolonisierender Keim. Die Häufigkeit nosokomialer Pneumonien wird in unterschiedlichen Studien mit 0–5% angegeben, bei einer in den letzten Jahrzehnten steigenden Prävalenz (Denton u. Kerr 1998). Bei einer beatmungsassoziierten Late-onset-Pneumonie gilt S. maltophilia jedoch als wichtiger Risikofaktor für einen letalen Ausgang. Bakteriämien sind eine weitere häufige Infektionsart, oft in Verbindung mit Gefäßkathetern mit einer hohen Sterblichkeit. Harnwegsinfektionen gelten als selten und treten wenn, dann meist infolge von Katheterisierung oder ähnlichen Eingriffen auf. Wundinfektionen nach Verletzungen und chirurgischen Eingriffen sowie nach Legen von Kathetern sind beschrieben.

10.4

Risikofaktoren und Übertragungswege

Übertragungswege dieser »Wasserkeime« sind prinzipiell der direkte Kontakt, die Ingestion oder Aspiration, die Inhalation von Aerosolen sowie der indirekte Kontakt mit unzureichend aufbereiteten Instrumenten und Geräten.

10.4.1

Legionellen

Im Gegensatz zu den 3 Nonfermentern sind Legionellen nicht von Mensch zu Mensch übertragbar. Infektionen geschehen entweder durch (Mikro-)Aspiration von Keimen aus dem Oropharynx, die dort durch Trinkwasser hingelangt sind, oder durch Inhalation infektiöser Aerosole mit alveolargängigen, winzigen Wassertröpfchen. Eine in-

fektiöse Dosis ist nicht bekannt (O’Brian u. Bhopal 1993). Für das Entstehen einer Infektion spielen verschiedene Faktoren eine Rolle, wie die Virulenz des Legionellenstammes, die Keimkonzentration, Art des Aerosols und die Abwehrlage des Menschen. Bei geschwächtem Immunsystem treten diese Infektionen häufiger auf und verlaufen schwerer. Als Risikofaktoren gelten eine Behandlung mit Immunsuppressiva wie Zytostatika und Kortikoiden, Niereninsuffizienz und -transplantation, chronische Lungenerkrankungen, Leukämien, Rauchen, Alkoholabusus und ein höheres Alter (Bock et al. 1978; Haley et al. 1979; Le Saux et al. 1989). Männer erkranken häufiger als Frauen. Ausbrüche von Legionellenpneumonien ereignen sich oft in Krankenhäusern und anderen Pflegeeinrichtungen. Dies ist zum einen auf den größeren Anteil prädisponierter Patienten zurückzuführen, zum anderen aber auch auf die hier häufig wesentlich größeren, verzweigten Leitungsnetze in großen Gebäudekomplexen. > Jedoch können nosokomiale Legionellosen mit der jeweils gleichen Umgebungsquelle lange unentdeckt bleiben, wenn sie über längere Zeiträume sporadisch auftreten. Nur mit einer aktiven, kontinuierlichen Überwachung lassen sich Hinweise auf eine gemeinsame Quelle finden.

Ausgangspunkt sind in der Regel eine Besiedlung des Leitungswassernetzes, der Gebrauch unsterilen Wassers zur Spülung, Drainage, Inhalation, Wundversorgung, Mundund Gesichtshygiene sowie auch das Wasser in Kühltürmen (Addiss et al. 1989; Arnow et al. 1982; Bhopal et al. 1991; Blatt et al. 1993; Lowry et al. 1991; Marrie et al. 1991; Mastro et al. 1991). Als besondere Risikobereiche im Krankenhaus gelten Intensivstationen, Dialyseabteilungen, Onkologieund Transplantationsstationen.

10.4.2

Acinetobacter

Eine ungewöhnlich lange Umweltpersistenz von Acinetobacterstämmen auf trockenen Oberflächen ermöglicht deren Verbreitung von vielen verschiedenen Quellen im Krankenhaus. Die Kolonisationsrate der Haut, aber auch des Respirationstrakts kann bei Patienten im Krankenhaus insbesondere in Ausbruchssituationen wesentlich höher liegen. Dies kann für Übertragungen durch Hände des medizinischen Personals oder Gerätschaften zur Beatmungstherapie von Bedeutung sein. Übertragungswege über die Hände des medizinischen Personals sind in vielen Ausbrüchen beschrieben (Forster u. Daschner 1998). Risikofaktoren für eine Acinetobacterpneumonie sind ein höheres Alter, chronische Lungenerkrankungen, Immunsupression, Antibiotikagabe, Endotrachealtuben, Magensonden und sonstige medizinische Geräte im Zusammenhang mit einer Beatmungstherapie (Peacock et al 1988). Die Länge des Aufenthalts auf der Intensivstation sowie der Beatmung und die vorherige Antibiotikatherapie haben da-

10

112

I

Kapitel 10 · Durch Wasser übertragbare Infektionen

bei eine Schlüsselfunktion, wobei in erster Linie der Antibiotikagebrauch beeinflussbar ist (Bergogne-Berezin u. Towner 1996). Zum zweifelsfreiem Nachweis von Übertragungswegen sind eine genaue Speziesidentifikation und eine Genotypisierung der Stämme erforderlich, da Acinetobacter ubiquitär verbreitet ist.

10.4.3

Pseudomonas aeruginosa

Bekannte Umgebungsquellen von P. aeruginosa im Krankenhaus sind nicht nur das Leitungs- und Badewasser, Siphons, destilliertes Wasser oder Desinfektionsmittellösungen, sondern auch – indirekt – Gegenstände und Geräte, die mit pseudomonadenhaltigem Wasser in Kontakt kamen, z. B. Augenduschen oder Endoskope, deren Instrumentierkanäle bei der Aufbereitung und nach dem Durchspülen mit Wasser unzureichend getrocknet wurden. Ein weiterer wichtiger Übertragungsweg können auch die Hände des Personals sein.

10.4.4

Stenothrophomonas maltophilia

Übertragungsereignisse mit S. maltophilia lassen sich oft nur schwer nachweisen und können in einzelnen Fällen durchaus mehrere verschiedene Quellen haben. Nicht sachgemäß aufbereitete medizinische Geräte, Dialysatoren, Bronchoskope, Vernebler, sind als Ursprung von Infektionen beschrieben; ebenso auch Leitungswasser oder deionisiertes Wasser selbst (Denton u. Kerr 1998), aber auch scheinbar nebensächliche Wege, wie kohlensäurefreies Mineralwasser (Wilkinson u. Kerr 1998). Als Risikofaktor für das Auftreten von S. maltophilia ist eine vorherige Antibiotikatherapie zahlreich belegt. Die Gabe von Carbapenemen als Risikofaktor bei diesen von Natur aus carbapenemresistenten Nonfermentern wird kontorvers diskutiert und ist sicherlich nicht alleinige Voraussetzung für eine nachfolgende Isolierung von S. maltophilia. Damit assoziiert sind weiterhin immunsupressive Therapien, Neutropenie und Malignome wie auch ein verlängerter Krankenhausaufenthalt, die Aufnahme auf eine Intensivstation, Beatmung und Tracheostomie sowie die Anlage eines ZVK. Generell geht ein Risko von in den Patienten eingebrachten Fremdkörpern aus (Denton u. Kerr 1998).

10.5

Prävention

Die Prävention von durch Wasser übertragenen Infektionserregern umfasst 4 allgemeine Hygienemaßnahmen, 4 Maßnahmen zur Begrenzung der mikrobiellen Kontamination des Leitungswassers,

4 primär vorbeugende Basismaßnahmen zur Vermeidung von Legionellosen und nach deren Auftreten, 4 spezielle Vorgehensweisen in Risikobereichen des Krankenhauses. > Von der neuen Trinkwasserverordnung wird eine Untersuchung auf Legionellen in zentralen Erwärmungsanlagen der Hausinstallation gefordert, aus denen Wasser für die Öffentlichkeit bereitgestellt wird. Allerdings ist oftmals nicht eine Kontamination der zentralen Heißwasseraufbereitungsanlagen, sondern peripherer Leitungsstränge Ausgangspunkt nosokomialer Legionellosen.

Da Legionellen aus einer beträchtlichen Anzahl (20–40%) von Leitungswasserproben isoliert werden können, ist die Effektivität einer routinemäßigen Kontrolle umstritten. Jedoch in Situationen mit besonders prädisponierten Patienten, wie nach Stammzell- oder Organtransplantationen, oder nach Fällen nosokomialer Legionellosen sind Kontrollen angezeigt, um mögliche Umgebungsquellen zu erkennen und die Wirksamkeit von Präventionsmaßnahmen nachzuweisen (CDC 2003). Aufgrund der Vielzahl möglicher Quellen sollten gezielte Umgebungsuntersuchungen im vorhinein geplant werden (Barbaree et al. 1987). Zur Untersuchung eignen sich Wasser wie auch Abstriche von potenziell biofilmtragenden Installationsteilen. > Die Befundinterpretation solcher Umgebungsuntersuchungen ist schwierig, da der Zusammenhang zwischen Legionellenkonzentration und Erkrankungsrisiko nicht geklärt ist.

Schwellenwerte, ab denen Maßnahmen zu treffen sind, werden in der Literatur auf zweierlei Weise definiert. Danach soll die Anzahl der Wasserentnahmestellen in Krankenhäusern, in denen Legionellen nachweisbar sind, nicht über 30% liegen (Best et al. 1983; Kool et al. 1999). In anderen Empfehlungen werden Legionellenkonzentrationen im Bereich von 100–1000 KBE/L angegeben. Bei Überschreiten dieser Zahl müssen Kontrollmaßnahmen folgen (DVGW 2003; Exner et al. 1992; Pietsch u. Werner 1991; Ruef et al. 2004). Für Abteilungen mit Hochrisikopatienten sind wesentlich geringere Konzentrationen, möglichst unter der Nachweisgrenze, zu empfehlen. Neben den unmittelbar das Trinkwasser betreffenden Maßnahmen sind gerade auch in Bezug auf Infektionen mit den Nonfermentern die Händehygiene, die Aufbereitung von medizinischen Geräten, ggf. Isolierungsmaßnahmen von Patienten sowie die empirische Antibiotikatherapie bedeutsam.

10.5.1

Standardmaßnahmen

Zur Vermeidung der Übertragung von »Wasserkeimen«, wie den hier genannten Nonfermentern, gelten auch die Standardmaßnahmen der Händedesinfektion und des

113

10.5 · Prävention

Gebrauchs von Handschuhen. Sanitärarmaturen wie Siebstrahlregler oder besser Lamellenstrahlregler, Brauseköpfe und Kunststoffschläuche müssen regelmäßig gereinigt werden, da auf ihren Oberflächen schnell Biofilme mit hohen Bakterienkonzentrationen entstehen können. Aerosolquellen wie Zierbrunnen sollten in der Patientenumgebung vermieden werden bzw. eine adäquate Behandlung mit Bioziden sichergestellt sein (CDC 2003). Tipp Bei Patienten mit hohem Risiko, wie z. B. auf Intensivstationen, sollte nur steriles oder abgekochtes Wasser zum Trinken, zur Körper- und Mundpflege und zum Zähneputzen benutzt werden.

Orale Stimulation oder ähnliche Maßnahmen im HalsRachen-Bereich dürfen nur mit sterilen Flüssigkeiten vorgenommen werden. Bei allen Patienten gilt, dass unbehandeltes Leitungswasser nicht in die Nähe der Eintrittstellen von intravasalen Kathetern, (OP-)Wunden oder Drainagen gelangen darf. Die chirurgische Praxis, Wunden mit Leitungswasser zu spülen, ist auch juristisch ein Kunstfehler. Bei balneologischen Therapien, z. B. kinästhetischen Behandlungen, muss immer an die Möglichkeit einer oralen Aufnahme von Legionellen gedacht werden (7 Kap. 39). Bei Patienten mit Schluckstörungen oder anderen Risikofaktoren für eine Aspiration sollten solche Therapien nur unter einer sorgfältigen Risiko-Nutzen-Abwägung eingesetzt werden. Wasserführende Geräte müssen mit sterilem Wasser gefüllt werden. Inhalations- und Beatmungszubehör muss zuverlässig, d. h. möglichst thermisch, desinfiziert werden. Für die Wundreinigung und die Inhalation darf kein Leitungswasser verwendet werden. Präventionsmaßnahmen schließen im Krankenhaus auch verschiedene Instrumente und Geräte ein. Bei der Aufbereitung von Endoskopen und Bronchoskopen sollte das Wasser zum Spülen nach der Desinfektion steril sein. Die inneren Kanäle müssen mit z. B. 70%igem Ethanol nachgespült und getrocknet werden, um eine Vermehrung von Bakterien oder das Entstehen von Biofilmen in der verbliebenen Feuchtigkeit zu verhindern (7 Kap. 34). Auch die Wasser und Luft führenden Teile zahnärztlichen Instrumentariums sollten, soweit sie in der Mundhöhle verwendet werden, nach jedem Patienten 20–30 s freigespült werden (7 Kap. 32). Bei der Neueinrichtung und dem Betrieb von Kühltürmen und Rückkühlwerken ist darauf zu achten, dass die Dampfschwaden nicht in die Zuluft und Außenluftansaugung von RLT-Anlagen ziehen können, die Patientenbereiche versorgen. Dem Kühlturmwasser muss ein Biozid zugesetzt werden. Zweimal im Jahr sollte hier die Kontamination mit Bakterien und speziell mit Legionellen kontrolliert werden. Nach einer VDI-Richtlinie sollten in Be-

feuchtern nicht mehr als 1000 KBE/ml und nicht mehr als eine Legionelle pro Milliliter nachweisbar sein (VDI 1998).

10.5.2

Einschränkung der mikrobiellen Besiedlung des Wasserleitungssystems

Um einer zunehmenden mikrobiellen Besiedlung des Wasserleitungssystems entgegenzuwirken, ist es wichtig, Temperaturen in den Kaltwasserleitungen von unter 20°C (Isolierung der Leitungsstränge) und in der Warmwasserzirkulation von über 50°C einzuhalten. Dabei ist auch immer an den Schutz von insbesondere älteren Patienten vor Verbrühungen zu denken. Dazu können Thermostatmischventile möglichst nahe am Auslass eingesetzt werden. Bei Neubauten können auch Duschköpfe so ausgerüstet werden. Wenn diese hohen Temperaturen nicht dauerhaft zu erreichen sind, können alternativ die Wasserentnahmestellen regelmäßig mit über 70°C heißem Wasser durchgespült werden. Darüber hinaus sollte eine konstante Rezirkulation im Warmwassersystem gewährleistet sein und eine Stagnation vermieden werden. Auch in Kaltwasserleitungen können nach längeren Betriebspausen (z. B. bei Baumaßnahmen) erhebliche Bakterienkonzentrationen und Biofilme entstehen. Stagnationsphasen von mehr als 3 Tagen sind grundsätzlich zu vermeiden. Siebstrahlregler an Wasserhähnen sollten vor allem in den Patientenbereichen durch weniger kontaminationsanfällige Lamellenstrahlregler ersetzt werden. Auf allen Intensivstationen und auf Stationen mit immunsupprimierten Patienten müssen Lamellenstrahlregler aufbereitet werden, um der Biofilmbildung vorzubeugen. Im Bereich von Risikopatienten wird dies mindestens monatlich empfohlen. Ein für alle Situationen und Leitungssysteme geeignetes, wirksames Verfahren zur Legionellendekontamination kann nicht angegeben werden. Wenn das Leitungswasser nachweislich Quelle von nosokomialen Infektionen gewesen ist, besteht eine Möglichkeit im mindestens 5-minütigen Durchspülen mit über 70°C heißem Wasser (gemessen am Wasseraustritt) oder im Hyperchlorieren mit ≥2 mg/l freiem Chlor. Dieses Wasser kann natürlich nicht als Trinkwasser verwendet werden. Krankenhausweit durchgeführt, sind solche Maßnahmen mit einem erheblichen Aufwand an Zeit, Personal und Kosten verbunden (Linde et al. 1995). Nach solchen Desinfektionsmaßnahmen sollte eine erhöhte Wassertemperatur in der Zirkulation beibehalten werden. Zum Einsatz von Ozonierung, Verwendung von Chlordioxid oder Monochloramin, Kupfer-Silber-Ionisation und UV-Bestrahlung im Wasserleitungssystem gibt es keine einhelligen Empfehlungen und derzeit keine abschließende wissenschaftliche Klärung (CDC 2003). Kleinere Bereiche können auch mit bakteriendichten Filtern oder dezentralen Durchlauferhitzern ausgestattet werden. Bak-

10

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I

Kapitel 10 · Durch Wasser übertragbare Infektionen

terienfilter müssen allerdings nach Herstellerangaben in einem etwa wöchentlichen Intervall gewechselt und – bei Mehrwegprodukten – aufbereitet werden. Dies schließt eine Kontrolle der Filter auf Bakteriendichtigkeit und retrograde Verkeimung ein. Nach heutigem Wissenstand gibt es keine praktikable Desinfektions- oder Sanierungsmethode, mit der man nosokomiale Legionellosen vollständig verhindern kann. Zum einen ist es nahezu unmöglich, in einem ausgedehnten Leitungssystem dauerhaft jede Stelle in gleicher Weise effektiv zu erreichen. Zum anderen können bei Hochrisikopatienten bereits sehr niedrige Legionellenkonzentrationen zu Infektionen führen.

10.5.3

Legionellenprävention

Zur Prävention von Legionellenerkrankungen im Speziellen unterscheidet man Abteilungen mit Risiko- oder stark immunkompromittierten Patienten von solchen ohne diese Patienten. Bei letzteren ist oft ein großes Informationsdefizit über Risiko und Prävention von Legionellosen zu beheben und immer wieder auf die Besonderheiten und Möglichkeiten der mikrobiologischen Legionellendiagnostik hinzuweisen. > Besonderer diagnostischer Aufmerksamkeit bedürfen gerade Pneumoniepatienten mit Prädispositionen, wie einem Alter über 65 Jahren, systemischer Steroidtherapie oder Grunderkrankungen wie Diabetes mellitus, Herzinsuffizienz oder einer chronisch-obstruktiven Lungenerkrankung. Aus der Anzahl der angeforderten Legionellendiagnostiken im mikrobiologischen Labor lässt sich ersehen, ob im klinischen Alltag an die Möglichkeit dieser Erkrankungen gedacht wird oder inwieweit dies wieder in Vergessenheit gerät.

Allgemeine Maßnahmen Die häufigste Situation wird in der Regel das Auftreten eines (scheinbar) einzelnen Legionellosefalls sein. Nach der zu erfolgenden Labormeldung an das zuständige Gesundheitsamt ist aktiv sowohl nach weiteren Erkrankungsfällen wie auch möglichen Umgebungsquellen zu suchen. Hier empfiehlt sich folgendes Vorgehen: 1. Zuerst sollte die Diagnosestellung durch Laborbefunde (kultureller Nachweis, Urinantigen, direkte Immunfluoreszenz oder PCR) bestätigt sein. 2. Dann sollte die Krankengeschichte in den letzten 2 Wochen vor Erkrankungsbeginn erhoben werden. Lag die erkrankte Person bereits vorher mindestens 10 Tage im Krankenhaus, dann ist von einer sicher nosokomialen Infektion auszugehen, bei einer kürzeren Verweildauer von mindestens einem Tag eine möglicherweise nosokomiale Infektion in Betracht zu ziehen (Lee u. Joseph 2002).

3. Bei jedem angenommenen oder bestätigten Fall einer Legionellose sollte nach weiteren, früher möglicherweise nicht erkannten Fällen und Hinweisen auf Legionellosen bei Pneumonien unklarer Ursache insbesondere bei immunkompromittierten Patienten gesucht werden; des Weiteren sollten nosokomiale Legionellosen prospektiv mindestens für ein viertel Jahr systematisch erfasst werden. 4. Außerdem sollte man die Kontamination möglicher Umgebungsquellen mit Legionellen untersuchen. Dazu eignen sich am besten Wasserproben und ggf. Abstriche der Innenseite des Strahlreglers. Bei aufgetretenen Fällen nosokomialer Legionellosen sind auch Keimkonzentrationen unter den empfohlenen Richtwerten von Bedeutung. Bei Hinweisen auf fortdauernde Übertragungsereignisse im Krankenhaus sind Umgebungsuntersuchungen zur Identifikation oder auch zum Ausschluß potenzieller Ansteckungsquellen notwendig. Dabei wird Wasser von all den Stellen untersucht, mit dem der Patient direkt oder über Aerosol in Kontakt gekommen ist. Eine Assoziation der Isolate aus dieser Umgebungsuntersuchung mit den Patientenisolaten kann durch Typisierungen belegt oder auch widerlegt werden. Dazu existieren mittlerweile gründlich evaluierte Methoden, die PCR-basierend auch von vielen Krankenhauslaboratorien durchgeführt werden können (http: //www.ewgli.org/). Weiterhin können Typisierungen von entsprechend ausgewiesenen Institutionen, Referenzoder Konsiliarlaboratorien durchgeführt werden (Konsiliarlabor für Legionellen, 01307 Dresden). Bei der Untersuchung entsprechender Proben sollte auch berücksichtigt werden, dass in einer Wasserprobe durchaus mehrere Legionellenstämme gleichzeitig vorkommen können, was den Nachweis des eigentlichen, für die Infektion ursächlichen Stamms aufwendiger gestaltet. Kann auf diese Weise die Infektionsquelle sicher ausfindig gemacht werden, müssen sofort Maßnahmen zur Dekontamination bzw. Prävention eingeleitet werden. Sind hier bei 2-wöchentlichen Kontrollen in den nächsten 3 Monaten weiterhin Legionellen in mehr als einer Kultur nachweisbar, sollte die sachgemäße Durchführung dieser Maßnahmen überprüft und ggf. verändert werden (CDC 2003). Bei Legionelleninfektionen ohne den Nachweis einer Umgebungsquelle sollte zumindest für das nächste Vierteljahr aktiv nach weiteren Erkrankungsfällen gesucht werden. Spezielle Dekontaminationsmaßnahmen können vorerst aufgeschoben oder auf den unmittelbar betroffenen Bereich begrenzt werden. Der Wert routinemäßiger Umgebungsuntersuchungen auf Legionellen außerhalb der Krankenhausbereiche für Risikopatienten ist umstritten und bis jetzt nicht klar belegt (CDC 2003).

115 Literatur

Legionellenprävention bei immunkompromittierten Patienten Zur Prävention bei immunkompromittierten Patienten kann dagegen eine solche routinemäßige Umgebungsuntersuchung angebracht sein, wenngleich es zu Untersuchungsumfang und -intervall keine belegten Daten gibt. Auch ohne bekannte Legionellenkontamination des Leitungswassers sollte bei solchen Patienten immer im Falle einer Pneumonie an Legionellen gedacht werden. Duschköpfe und Lamellenstrahlregler sollten monatlich gereinigt und desinfiziert werden. Bei Nachweis von Legionellen im Wasser darf dies nicht mehr zur Patientenpflege verwendet werden. Immunkompromittierte Patienten sollten hier nicht mehr duschen oder es sollten Filter angebracht werden. Zur Körperpflege vor allem im Kopfbereich darf nur legionellenfreies Wasser verwendet werden. Zum Zähneputzen, Trinken oder Durchspülen von Magensonden ist nur steriles Wasser zu gebrauchen. Pflegetees müssen mit kochendem Wasser aufgebrüht werden. Luftbefeuchter werden nur mit sterilem Wasser befüllt.

Literatur Addiss DG, Davis JP, LaVenture M, Wand PJ, Hutchinson MA, McKinney RM (1989) Community-acquired Legionnaires’ disease associated with a cooling tower: evidence for longer-distance transport of Legionella pneumophila. Am J Epidemiol 130: 557–568 Arnow PM, Chou T, Weil D, Shapiro EN, Kretzschmar C (1982) Nosocomial Legionnaires’ disease caused by aerosolized tap water from respiratory devices. J Infect Dis 146: 460–467 Barbaree JM, Gorman GW, Martin WT,Fields BS, Morrill WE (1987) Protocol for sampling environmental sites for legionellae. Appl Environ Microbiol 53: 1454–1458 Bergogne-Berezin E, Towner KJ (1996) Acinetobacter spp. as nosocomial pathogens: microbiological, clinical, and epidemiological features. Clin Microbiol Rev 9: 148–165 Bernards AT et al. (1996) Evaluation of the ability of a commercial system to identify Acinetobacter genomic species. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 15: 303–308 Bert F, Lambert-Zechovsky N (1996) Sinusitis in mechanically ventilated patients and its role in the pathogenesis of nosocomial pneumonia. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 15: 533–544 Best M, Yu VL, Stout J, Goetz A, Muder RR, Taylor F (1983) Legionellaceae in the hospital water-supply. Epidemiological link with disease and evaluation of a method for control of nosocomial legionnaires’ disease and Pittsburgh pneumonia. Lancet 2: 307–310 Bhopal RS, Fallon RJ, Buist EC, Black RJ, Urquhart JD (1991) Proximity of the home to a cooling tower and risk of non-outbreak Legionnaires’ disease. BMJ 302: 378–383 Blatt SP, Parkinson MD, Pace E, Hoffman P, Dolan D, Lauderdale P, Zajac RA, Melcher GP (1993) Nosocomial Legionnaires’ disease: aspiration as a primary mode of disease acquisition. Am J Med 95: 16–22 Bock BV, Kirby BD, Edelstein PH et al. (1978) Legionnaires’ disease in renal-transplant recipients. Lancet 1: 410–413 CDC (2003) CDC and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee. Guidelines for Environmental Infection Control in Health-Care Facilities. U.S.Department of Health and Human Services, Centers of Disease Control and Prevention (CDC) Atlanta, GA 30333. (http://www.cdc.gov/ncidod/hip/enviro/Enviro_guide_ 03.pdf )

Denton M, Kerr KG (1998) Microbiological and clinical aspects of infection associated with Stenotrophomonas maltophilia. Clin Microbiol Rev 11: 57–80 Dijkshoorn L, Aucken H, Gerner-Smidt P et al. (1996) Comparison of outbreak and nonoutbreak Acinetobacter baumannii strains by genotypic and phenotypic methods. J Clin Microbiol 34: 1519– 1525 DVGW (2003) Deutsche Vereinigung des Gas- und Wasserfaches e. V. Trinkwassererwärmungs- und Leitungsanlagen; Technische Maßnahmen zur Verminderung des Legionellenwachstums; Planung, Errichtung, Betrieb und Sanierung von Trinkwasser-Installationen. Arbeitsblatt W 551, Bonn, Juli 2003 Edelstein PH (1995) Antimicrobial chemotherapy for legionnaires’ disease: a review. Clin Infect Dis 21 (Suppl 3): S265–276 Emori TG, Gaynes RP (1993) An overview of nosocomial infections, including the role of the microbiology laboratory. Clin Microbiol Rev 6: 428–442 Exner M, Kistemann T (2004) Bedeutung der Verordnung über die Qualität von Wasser für den menschlichen Gebrauch (Trinkwasserverordnung 2001) für die Krankenhaushygiene. Bundesgesundheitsbl 47: 384–391 Exner M, Tuschewitzki GJ, Langer B, Wernicke F, Pleischl S (1992) Vorkommen und Bewertung von Legionellen in Krankenhäusern und anderen Großgebäuden. Forum Städte Hygiene 43: 130–140 Fagon JY, Chastre J, Hance AJ, Montravers P, Novara A, Gibert C (1993) Nosocomial pneumonia in ventilated patients: a cohort study evaluating attributable mortality and hospital stay. Am J Med 94: 281–288 Forster DH, Daschner F (1998) Acinetobacter species as nosocomial pathogens. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 17: 73–77 Fraser DW, Tsa TR, Orenstein W et al. (1977) Legionnaires’ disease: description of an epidemic of pneumonia. N Engl J Med 297: 1189– 1197 Gastmeier P, Geffers C, Sohr D, Schwab F, Behnke M, Rüden H (2003) [Surveillance of nosocomial infections in intensive care units. Current data and interpretations.] Wien Klin Wochenschr. 115: 99–103 Grundmann H, Kropec A, Hartung D, Berner R, Daschner F (1993) Pseudomonas aeruginosa in a neonatal intensive care unit: reservoirs and ecology of the nosocomial pathogen. J Infect Dis 168: 943– 947 Haley, CE, Cohen ML, Halter J, Meyer RD (1979) Nosocomial Legionnaires’ disease: a continuing common-source epidemic at Wadsworth Medical Center. Ann Intern Med 90: 583–586 Hauer, T, Jonas D, Dettenkofer M, Daschner F (1999) Tea as a source of Acinetobacter baumannii ventilator-associated pneumonia? Infect Control Hosp Epidemiol 20: 594 Hauer T, Lacour M, Gastmeier P, Schulgen G, Schumache M r, Rüden H, Daschner F (1996) [Nosocomial infections intensive care units. A nation-wide prevalence study.] Anaesthesist 45: 1184–1191 Jahresbericht (2002) Jahresbericht »Respiratorisch übertragbare Krankheiten« Teil 2: Legionellose in Deutschland 2001. Epidemiol Bull 36: 305–309 Jucker BA, Harms H, Zehnder AJ (1996) Adhesion of the positively charged bacterium Stenotrophomonas (Xanthomonas) maltophilia 70401 to glass and Teflon. J Bacteriol 178: 5472–5479 Kollef MH, Silver P, Murphy DM, Trovillion E (1995) The effect of lateonset ventilator-associated pneumonia in determining patient mortality. Chest 108: 1655–1662 Kool JL, Bergmire-Sweat D, Butler JC et al. (1999) Hospital characteristics associated with colonization of water systems by Legionella and risk of nosocomial legionnaires’ disease: a cohort study of 15 hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 798–805 Le Saux NM, Sekla L, McLeod J, Parker S, Rush D, Jeffery JR, Brunham RC (1989) Epidemic of nosocomial Legionnaires’ disease in renal transplant recipients: a case-control and environmental study. CMAJ 140: 1047–1053

10

116

I

Kapitel 10 · Durch Wasser übertragbare Infektionen

Lee JV, Joseph C (2002) Guidelines for investigating single cases of Legionnaires’ disease. Commun.Dis Public Health 5: 157–162 Lettinga KD, Verbon A, Weverling GJ et al. (2002) Legionnaires’ disease at a Dutch flower show: prognostic factors and impact of therapy. Emerg Infect Dis 8: 1448–1454 Linde HJ, Hengerer A, Voggesberger E, Hecht J, Ehre W t, Wolf H (1995) [Eradication of Legionella from warm water systems--documentation of our own experiences with thermal disinfection.] Zentralbl Hyg Umweltmed 197: 441–451 Lowry PW, Blankenship RJ, Gridley W, Troup NJ, Tompkins LS (1991) A cluster of legionella sternal-wound infections due to postoperative topical exposure to contaminated tap water. N Engl J Med 324: 109–113 Maki DG (1978) Control of colonization and transmission of pathogenic bacteria in the hospital. Ann Intern Med 89: 777–780 Marrie TJ, Haldane D, MacDonald S, Clarke K, Fanning C, Fort-Jost S, Bezanson G, Joly J (1991) Control of endemic nosocomial legionnaires’ disease by using sterile potable water for high risk patients. Epidemiol Infect 107: 591–605 Mastro TD, Fields BS, Breiman RF, Campbell J, Plikaytis BD, Spika JS (1991) Nosocomial Legionnaires’ disease and use of medication nebulizers. J Infect Dis 163: 667–671 Murthy SK, Baltch AL, Smit RP h, Desjardin EK, Hammer MC, Conroy JV, Michelsen PB (1989) Oropharyngeal and fecal carriage of Pseudomonas aeruginosa in hospital patients. J Clin Microbiol 27: 35–40 NNIS (1998) National Nosocomial Infections Surveillance System report. Data summary from October 1986-April 1998, issued June 1998. Am J Infect Control 26: 522–533 O’Brien SJ, Bhopal RS (1993) Legionnaires’ disease: the infective dose paradox. Lancet 342: 5–6 Peacock JE Jr, Sorrell L, Sottile FD et al. (1988) Nosocomial respiratory tract colonization and infection with aminoglycoside-resistant Acinetobacter calcoaceticus var anitratus: epidemiologic characteris-

tics and clinical significance. Infect Control Hosp Epidemiol 9: 302–308 Pietsch M, Werner HP (1991) Bewertung positiver Legionellen-Befunde im Leitungswasser. Hyg Med 16: 353–356 Pitt TL (1997) Pseudomonas, Burkholderia and related genera, In: Collier L, Balows A, Sussman M (eds) Topley & Wilson’s Microbiology and Microbial Infections. Edward Arnold, London Ruef C, Pagano E, Raeber PA, Gaia V, Raffaele P (2004) Legionellen im Spital – Praktische Hinweise für das Screening. Swiss Noso 5(2): 12–14 Russell AD, Hammond SA, Morgan JR (1986) Bacterial resistance to antiseptics and disinfectants. J Hosp Infect 7: 213–225 Seifert H, Baginski R, Schulze A, Pulverer G (1993) The distribution of Acinetobacter species in clinical culture materials. Zentralbl Bakteriol 279: 544–552 Towner KJ (1997) Clinical importance and antibiotic resistance of Acinetobacter spp. Proceedings of a symposium held on 4–5 November 1996 at Eilat, Israel. J Med Microbiol 46: 721–746 TrinkwV (2001) Verordnung zur Novellierung der Trinkwasserverordnung vom 21. Mai 2001. Bundesgesetzblatt, Teil I: 959–980 VDI (1998) Verein Deutscher Ingenieure. Hygienische Anforderungen an Raumlufttechnische Anlagen, Büro- und Versammlungsräume. VDI 6022-1. Beuth, Berlin, S 1–43 Wendt C, Dietze B, Dietz E, Rüden H (1997) Survival of Acinetobacter baumannii on dry surfaces. J Clin Microbiol 35: 1394–1397 Wilkinson FH, Kerr KG (1998) Bottled water as a source of multi-resistant Stenotrophomonas and Pseudomonas species for neutropenic patients. Eur J Cancer Care 7: 12–14 Wisplinghoff H, Edmond MB, Pfaller MA, Jones RN, Wenzel RP, Seifert H (2000) Nosocomial bloodstream infections caused by Acinetobacter species in United States hospitals: clinical features, molecular epidemiology, and antimicrobial susceptibility. Clin Infect Dis 31: 690–697

11 11

Surveillance P. Gastmeier

11.1

Ziele der Surveillance – 120

11.8

Praktisches Vorgehen im eigenen Krankenhaus – 128

11.2

Allgemeine Surveillancemethoden – 120

11.8.1

11.3

Definitionen für nosokomiale Infektionen – 122

11.3.1

Allgemeine Prinzipien der CDC-Definitionen – 122 Besonderheiten – 123

Festlegung der Zielgruppe (Kliniken, Risikogruppen) – 128 Welche Ressourcen sind für die Surveillance vorhanden? – 128 Festlegung der Surveillancemethoden – 128 Umsetzung der Surveillance-Daten für die Infektionsprävention – 128 Periodische Evaluation des Systems – 129

11.3.2

11.4

Indikatoren für das Vorliegen von nosokomialen Infektionen – 123

11.5

Notwendigkeit von Referenzdaten – 124

11.6

Methoden des KrankenhausInfektions-Surveillance-Systems für die Surveillance der wichtigsten nosokomialen Infektionen bei bestimmten Risikogruppen – 124

11.6.1 11.6.2 11.6.3 11.6.4

11.6.5 11.6.6

KISS für Intensivstationen – 124 DEVICE-KISS für Nichtintensivstationen – 125 NEO-KISS (für neonatologische Intensivpatienten) – 125 ONKO-KISS (für Patienten mit Knochenmark- und Stammzelltransplantation) – 125 OP-KISS – 126 AMBU-KISS – 126

11.7

Methoden für die Surveillance bei ausgewählten Erregerarten – 126

11.7.1 11.7.2

MRSA-KISS – 126 Surveillance anderer multiresistenter Erreger – 127 Surveillance der nosokomialen Legionellose – 127 Surveillance der nosokomialen Aspergillose bzw. anderer invasiver Pilzinfektionen – 127

11.7.3 11.7.4

11.8.2 11.8.3 11.8.4 11.8.5

11.9

Kosten-Nutzen-Effektivität der Surveillance – 129

11.10

Ausblick

11.11

CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen – 130

– 130

11.11.1 11.11.2 11.11.3

Postoperative Wundinfektionen – 130 Primäre Sepsis – 131 Infektionen der Unteren Atemwege – 131 11.11.4 Harnwegsinfektionen – 132 11.11.5 Knochen- und Gelenkinfektionen – 133 11.11.6 Infektionen des kardiovaskulären Systems – 133 11.11.7 Infektionen des zentralen Nervensystems – 134 11.11.8 Augen-, Hals-, Nasen-, Ohrenund Mundinfektionen – 135 11.11.9 Infektionen des Gastrointestinaltrakts – 136 11.11.10 Infektionen der Geschlechtsorgane – 137 11.11.11 Haut- und Weichteilinfektionen – 137 11.11.12 Systemische Infektionen – 138

Literatur

– 138

120

II

Kapitel 11 · Surveillance

Die Surveillance nosokomialer Infektionen ist eine der wichtigsten Voraussetzungen für eine effektive krankenhaushygienische Arbeit und ein wirksames Instrument zur Reduktion von nosokomialen Infektionen. Allerdings muss sie sinnvoll durchgeführt werden, um wirkliche Probleme zu identifizieren und damit Ausgangsbasis für geeignete Interventionsmaßnahmen zu sein. Das folgende Kapitel erläutert die wichtigsten methodischen Voraussetzungen für eine effektive Surveillance von nosokomialen Infektionen wie die Auswahl der Zielgruppen, Methoden und Definitionen für nosokomiale Infektionen sowie die epidemiologischen Prinzipien für die Berechnung von Infektionsraten. Gleichzeitig wird die Orientierung an Methoden und Daten von Surveillancesystemen diskutiert. Entscheidend für den Erfolg der Surveillance nosokomialer Infektionen ist die Präsentation und sinnvolle Interpretation der Daten für die klinisch tätigen Ärzte und das Pflegepersonal, sodass entsprechende Interventionen stimuliert werden und ein gutes Niveau der Präventionsmaßnahmen gehalten werden kann. Nur dadurch kann die Surveillance ein kosteneffektives Präventionsinstrument sein.

11.1

Ziele der Surveillance

Definition Unter Surveillance versteht man die fortlaufende, systematische Erfassung, Analyse und Interpretation der Gesundheitsdaten, die für die Planung, Einführung und Evaluation von medizinischen Maßnahmen notwendig sind. Dazu gehört die aktuelle Übermittlung der Daten an diejenigen, die diese Informationen benötigen (Langmuir 1963).

4 Beobachtung von Trends und Entwicklungen, 4 Beurteilung des Effekts bestimmter Interventionsmaßnahmen, 4 Beurteilung der Entwicklung des Risikopotenzials für nosokomiale Infektionen und multiresistente Erreger (z. B. Anteil der immunsupprimierten Patienten, Anteil der Patienten mit MRSA bei Aufnahme auf die Intensivstation). Für viele auf dem Gebiet der Infektionsprävention arbeitende Kollegen stehen aber gar nicht so sehr die eigentlichen Zahlen und Infektionsfälle im Vordergrund, sondern es geht ihnen vor allem darum, über die Surveillance Anknüpfungspunkte für eine Kooperation mit dem Klinikpersonal zur Infektionsprävention zu finden. Häufig wird auch erwähnt, dass man durch die Surveillance Ausbrüche von nosokomialen Infektionen schnell und zuverlässig erkennen will. Dazu ist sie aber eher ungeeignet, weil aufmerksame Klinikärzte und Mikrobiologen aufgrund ihrer Beobachtungen in der Regel viel schneller und mit geringerem Aufwand Ausbrüche erkennen können. Es wäre auch schade, wenn eine Klinik die Surveillance nosokomialer Infektionen nur deshalb durchführen würde, um gesetzliche Vorgaben zu erfüllen, denn unter diesen Voraussetzungen kann man kaum erwarten, dass die Daten in einer Form erhoben und analysiert werden, die wirklich zu einer Verbesserung der Situation beiträgt. Auf jeden Fall muss die Surveillance kosteneffektiv sein. Aufgrund der hohen mit dem Auftreten von nosokomialen Pneumonien, Sepsisfällen oder Wundinfektionen verbundenen Kosten für das Krankenhaus rentieren sich Aufwendungen für die Surveillance bereits dann, wenn es nur zur Vermeidung einiger nosokomialer Infektionsfälle pro Jahr kommt (Wenzel 1995).

11.2

Dementsprechend soll die Surveillance der nosokomialen Infektionen und wichtiger nosokomialer Infektionserreger dazu dienen, Probleme und Trends zu erkennen, um darauf reagieren zu können und um letztlich zu einer Reduktion nosokomialer Infektionen zu gelangen. Damit ist sie ein wichtiges Element des Qualitätsmanagements im Gesundheitswesen. Häufig geht es dabei nicht nur um die nosokomialen Infektionen selbst, sondern auch um die Beurteilung von Risikofaktoren für die Entwicklung solcher Infektionen (z. B. Anwendungsraten von Gefäßkathetern oder anderen invasiven Prozeduren) oder von Risikofaktoren für einen ungünstigeren Verlauf (z. B. Anteil der Infektionen mit multiresistenten Erregern). Im Einzelnen kann die Surveillance z. B. folgende Ziele haben: 4 Bestimmung der Ausgangsinfektionsrate einer Klinik/ Patientengruppe,

Allgemeine Surveillancemethoden

Die Surveillance in der Krankenhaushygiene funktioniert im wesentlichen über 2 Mechanismen: Der erste Mechanismus ist die Erfassung der Ist-Situation, um sie zu beurteilen, gezielt zu analysieren und entsprechende Schlussfolgerungen für die Prävention abzuleiten. Für diesen Zweck ist es vor allem wichtig, zuverlässige Daten zugrunde zu legen. Die Art der Datenerfassung (Erfassung auf der Station oder mit Hilfe von EDV-Systemen) ist für diesen Zweck sekundär und sollte vor allem kosteneffektiv erfolgen. Der zweite Mechanismus liegt vor, wenn der Prozess der Datenerfassung selbst zur Infektionsprävention beiträgt. Allein dadurch, dass das Problem der nosokomialen Infektionen regelmäßig präsent ist, kann es zu einer intensiveren Auseinandersetzung mit dem Thema kommen und damit zu einer Verbesserung der Situation (»Hawthorne-

11.2 · Allgemeine Surveillancemethoden

121

. Tab. 11.1. Beschreibung verschiedener Surveillancemethoden und ihrer Vor- und Nachteile Methode

Beschreibung

Beispiele

Querschnittsuntersuchung (Prävalenz)

Sie ist gut geeignet für orientierende Untersuchungen zum Vorkommen von einzelnen Infektionen oder zur allgemeinen Sensibilisierung für das Thema Infektionsprävention, da jeder Patient nur einmal erfasst werden muss (Prävalenz: Anzahl der infizierten Patienten zu einem bestimmten Untersuchungszeitpunkt bezogen auf alle zu diesem Zeitpunkt anwesenden Patienten). Für Prävalenzuntersuchungen ist es erforderlich, genau zu definieren, wie lange eine Infektion als prävalent gewertet werden soll. In den meisten Prävalenzuntersuchungen hat man dafür den Zeitraum zugrunde gelegt, in dem die Patienten noch Symptome haben oder entsprechend antibiotisch behandelt werden. Der wesentliche Nachteil von Prävalenzuntersuchungen auf Klinikebene ist die erhebliche Beeinflussung durch zufällige Effekte, die nur durch wiederholte Untersuchungen ausgeglichen werden kann. Darüber hinaus sind Risikofaktorenanalysen nur begrenzt möglich.

Prävalenz der Harnwegsinfektionen in einem Klinikum am 1. März

Longitudinaluntersuchung (Inzidenz)

Wegen der Erfassung der Infektionen von der Klinikaufnahme bis zur Entlassung gestattet sie eine vollständige Verlaufsbeobachtung einschließlich Risikofaktorenanalysen, ist aber dementsprechend zeitaufwendig (Inzidenz: Anzahl der in einem Beobachtungszeitraum aufgetretenen nosokomialen Infektionen bezogen auf die Anzahl der in diesem Zeitraum neu aufgenommenen Patienten (oder der entlassenen Patienten). Sonderform: Inzidenzdichte (Bezugnahme auf 1000 Patiententage)

MRSA-Fälle einer Klinik pro 100 Patienten oder pro 1000 Patiententage

Prospektiv

Durch regelmäßige Untersuchungen werden von einem Starttermin an alle während des Beobachtungszeitraums auftretenden nosokomialen Infektionen erfasst. Der Vorteil ist, dass alle möglichen Informationsquellen benutzt und evtl. zusätzliche Untersuchungen veranlasst werden können. Auch sofortige Interventionen sind möglich. Der Nachteil ist der hohe zeitliche Aufwand durch die wiederholte Beurteilung der Patienten während des stationären Aufenthalts.

Surveillance der Sepsisfälle auf einer neonatologischen Intensivstation; Surveillance postoperativer Wundinfektionen nach KnieendoprothesenOperation

Retrospektiv

Zurückschauend werden für einen bestimmten Beobachtungszeitraum alle aufgetretenen nosokomialen Infektionen einschließlich der Risikofaktoren erfasst. Dabei sind die Patientenakten die wesentliche Informationsquelle. Von ihrer Güte hängt die Qualität der Untersuchung ab. Der zeitliche Aufwand ist in der Regel geringer, da jede Patientenakte nur einmal durchgesehen werden muss. Sie sind besonderes geeignet für weiterführende Untersuchungen oder zur Ausbruchsaufklärung.

Untersuchung einer Häufung postoperativer Wundinfektionen im Sinne einer Ausbruchsanalyse

Aktiv

Die Surveillance wird unter der Regie des Hygienefachpersonals durchgeführt. Das heißt, das Hygienefachpersonal dokumentiert die nosokomialen Infektionen, bespricht die Infektionsfälle aber mit den Klinikärzten und kann sich auch bei der Erfassung der Bezugsdaten durch Stationspersonal unterstützen lassen. Vorteile sind das wahrscheinlich objektivere Herangehen durch das Hygienefachpersonal und seine infektiologisch-epidemiologische Ausbildung sowie die hohe Priorität von nosokomialen Infektionen beim Hygienefachpersonal.

Dokumentation postoperativer Wundinfektionen durch eine Hygienefachschwester

Passiv

Die Surveillance wird durch das klinisch tätige Personal (z. B. den Stationsarzt) durchgeführt. Damit können bei der Beurteilung der Fälle auch Befunde und Informationen berücksichtigt werden, die nicht dokumentiert sind. Aber Surveillance ist für das klinisch tätige Personal eine Arbeitsaufgabe unter vielen, sodass eine Tendenz zur geringeren Beachtung existiert. In verschiedenen Studien wurde für diese Form der Surveillance nur eine Sensitivität von 26–40% beobachtet (Eickhoff et al. 1969; Poulsen u. Meyer 1996).

Dokumentation der postoperativen Wundinfektionen durch niedergelassene Chirurgen

Kontinuierlich

Fortlaufende Erhebung der Infektionsdaten auf bestimmten Stationen über die Jahre hinweg. Dadurch existiert ein lückenloser Überblick, und durch die große Datenmenge steigt die Genauigkeit der Infektionsraten. Trends können analysiert werden. Der Zeitaufwand dafür ist aber nicht überall zu leisten.

Aspergillosefälle in einem Klinikum

Diskontinuierlich

Zeitlich begrenzte Erfassungsperioden, z. B. zur Evaluation nach Problembehebung oder rotierend zur periodischen Sensibilisierung für das Thema. Dadurch wird auch bei begrenzten personellen Möglichkeiten eine Surveillance in vielen Krankenhausbereichen möglich (Lemmen et al. 2001). Nachteilig sind selbstverständlich zufällige Effekte wegen zu kurzer Beobachtungsperioden und das mögliche Übersehen von Clustern und Häufungen in Intervallperioden.

Inzidenz der Harnwegsinfektionen bis zur Reduktion einer erhöhten Infektionsrate

11

122

II

Kapitel 11 · Surveillance

Effekt«). In diesem Sinne sollte das medizinische Personal der Abteilung möglichst in irgendeiner Form in den Surveillanceprozess eingebunden sein (z. B. über hygienebeauftragte Schwestern). Darüber hinaus kann es um die kontinuierliche Beurteilung der Gesamtsituation einer Klinik oder zumindest ausgewählter Patientengruppen gehen oder um den Verdacht, dass ein spezifisches Infektionsproblem in einem bestimmten Bereich existiert. Je nachdem, welcher Aspekt im Vordergrund steht, können unterschiedliche Methoden der Surveillance am besten geeignet sein. Die Übersicht über die verschiedenen Surveillancemethoden und ihre Vor- und Nachteile gibt Hinweise, um für den Einzelfall die jeweils beste und kostengünstigste Methode auszuwählen (. Tab. 11.1). Unter Surveillanceexperten herrscht international große Übereinstimmung, dass eine krankenhausweite Erfassung aller nosokomialen Infektionen weder sinnvoll noch kosteneffektiv ist. Deshalb sollte eine Konzentration auf diejenigen Bereiche im Krankenhaus erfolgen, wo besonders viele Risikopatienten für nosokomiale Infektionen behandelt werden (z. B. Intensivpatienten, neonatologische Intensivpatienten, hämatologisch-onkologische Patienten, transplantierte Patienten). Außerdem sollten insbesondere die nosokomialen Infektionen erfasst werden, die einerseits häufig genug auftreten, sodass sinnvolle Infektionsraten berechnet werden können, und die andererseits auch eine hohe Relevanz im Hinblick auf Morbidität, Letalität und Kosten haben, sodass die Surveillance eine hohe Chance hat, kosteneffektiv zu erfolgen (z. B. Sepsis, Pneumonie, postoperative Wundinfektionen). Darüber hinaus ist man sich einig, dass es auf Krankenhausebene einen Überblick über die relativ seltenen, aber häufig letal verlaufenden, umweltbedingten nosokomialen Infektionen wie Legionellose und Aspergillose geben sollte und dass wichtige Erreger mit Resistenzen und Multiresistenzen wie MRSA, VRE, ESBL-bildende K. pneumoniae oder E. coli kontinuierlich aufgezeichnet werden sollten.

11.3

Definitionen für nosokomiale Infektionen

Wenn man die Infektionssituation in verschiedenen Kliniken oder Krankenhäusern vergleichen will, ist es notwendig, einheitliche Definitionen für nosokomiale Infektionen anzuwenden. Deshalb haben die Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bereits vor über 30 Jahren Definitionen für nosokomiale Infektionen herausgegeben. Diese Definitionen wurden inzwischen mehrfach modifiziert und ins Deutsche übersetzt (Garner et al. 1988; Horan et al. 1992; Horan u. Gaynes 2004). Die am Ende dieses Beitrags wiedergegebene Übersetzung der Kriterien für die einzelnen Infektionen berücksichtigt häufige im Laufe der Anwendung in den Krankenhäusern des Krankenhaus-

Infektions-Surveillance-Systems (KISS) diskutierte Fragen zur Anwendung der Definitionen (7 Abschn. 11.11). > Bei der Anwendung der CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen ist zu beachten, dass es sich um Definitionen für die Surveillance, also für epidemiologische Zwecke handelt, nicht um Definitionen für das therapeutische Vorgehen.

Während es bei der Diagnostik von Infektionen für die Therapie darauf ankommt, die spezifischen Umstände beim einzelnen Patienten so gut wie möglich zu berücksichtigen, um so spezifisch wie möglich und damit mit den besten Erfolgsaussichten zu therapieren, kommt es bei der Diagnostik der nosokomialen Infektionen im Sinne der Surveillance darauf an, die Patientengruppen möglichst einheitlich zu charakterisieren. Dabei wird bewusst in Kauf genommen, dass bei Anwendung der CDC-Definitionen einzelne Patienten, die wahrscheinlich nicht infiziert sind, als infiziert gewertet werden, und andere, die wahrscheinlich infiziert sind, nicht durch die CDC-Definitionen erfasst werden können. In der Regel ist es auch so, dass man für die Surveillance der nosokomialen Infektionen mit den Befunden auskommen muss, die bei den betreffenden Patienten erhoben wurden. Eine zusätzliche Diagnostik – nur für die Optimierung der Surveillance – kann kaum erwartet werden.

11.3.1

Allgemeine Prinzipien der CDC-Definitionen

Grundsätzliche Voraussetzung für die Diagnose einer nosokomialen Infektion nach den CDC-Definitionen ist, dass als Reaktion auf das Vorhandensein von Mikroorganismen oder ihrer Toxine lokale oder systemische Infektionszeichen bei den Patienten vorliegen und dass keine Hinweise existieren, dass die Infektion bereits bei der Aufnahme in das Krankenhaus vorhanden oder in der Inkubationsphase war. Dementsprechend existiert kein festes Zeitintervall zwischen der Aufnahme des Patienten in das Krankenhaus und dem Auftreten der ersten Infektionssymptome, um von einer nosokomialen Infektion zu sprechen. Bei Infektionen mit sehr kurzen Inkubationszeiten (z. B. eine lebensmittelbedingte Infektion mit S. aureus) können die ersten Symptome schon Minuten bis Stunden nach der ersten Nahrungsaufnahme im Krankenhaus auftreten. Auf der anderen Seite kann eine nosokomiale Hepatitis-B-Infektion vorliegen, wenn die ersten Symptome Monate nach der Krankenhausbehandlung auftreten. Tipp Für die häufigsten Erreger von nosokomialen Infektionen wie S. aureus, Enterokokken, E. coli, P. aeruginosa trifft aber eine 48-stündige Inkubationszeit in der Regel 6

123

11.4 · Indikatoren für das Vorliegen von nosokomialen Infektionen

zu, sodass man für die Mehrheit der Infektionserreger dieses 48-Stunden-Intervall gut für die Differenzierung zwischen nosokomialen Infektionen und bereits bei Krankenhausaufnahme vorliegenden Infektionen anwenden kann. Die Entscheidung über das Vorhandensein einer Infektion erfolgt unter Berücksichtigung klinischer Befunde und der Ergebnisse der Labormedizin. Die klinischen Hinweise können aus der direkten Patientenbeobachtung gewonnen oder den Krankenunterlagen entnommen werden.

Laborbefunde können mikrobiologisch-kulturelle Befunde sein, Ergebnisse serologischer Untersuchungen oder mikroskopischer Nachweismethoden. Andere zu berücksichtigende diagnostische Untersuchungen sind: z. B. Röntgen-, Ultraschall-, CT-, MRT-, Szintigraphie- und Endoskopieuntersuchungen, Biopsien oder Punktionen. Die Diagnose des behandelnden Arztes, die aus der direkten Beobachtung während einer Operation, einer endoskopischen Untersuchung oder anderer diagnostischer Maßnahmen bzw. aus der klinischen Beurteilung resultiert, ist ebenfalls ein akzeptables Kriterium für einige Infektionen, sofern nicht zwingende Gründe für die Annahme des Gegenteils vorliegen (z. B. vorläufige Diagnosen, die später nicht erhärtet werden konnten). Nosokomiale Infektionen können durch endogene oder exogene Infektionserreger hervorgerufen worden sein. Infektionen, die während des Krankenhausaufenthaltes erworben sind und erst nach Entlassung evident werden, gelten ebenfalls als nosokomial. Infektionen, die mit Komplikationen oder Ausbreitungen von bereits bei der Aufnahme vorhandenen Infektionen verbunden sind, werden nicht als nosokomiale Infektionen angesehen. Ein alleiniger Erregerwechsel reicht nicht aus, um eine neue Infektion zu diagnostizieren. Für die Diagnose einer neuen Infektion des gleichen Organsystems wird zusätzlich ein klinisch freies Intervall gefordert. Eine reine Kolonisation (Anwesenheit von Erregern auf Haut, Schleimhaut, in offenen Wunden, in Exkreten oder Sekreten ohne klinische Symptome) ist keine Infektion. Entzündungen nichtinfektiöser Genese (z. B. alkoholtoxische Pankreatitis) werden nicht erfasst. Beispiel Ein 20-jähriger Patient mit Mukoviszidose kommt zur geplanten stationären Aufnahme für Voruntersuchungen zur Transplantation. Es soll dabei entschieden werden, ob eine HerzLungen- oder nur eine Lungentransplantation geplant wird. Tag 1: Umfangreiche Untersuchungen. CRP normal, Röntgenthorax: kein Anhalt für entzündlichen Prozess, Trachealsekret: zäh, gelb, vereinzelt Nachweis von P. aeruginosa Tag 2: Herzkatheteruntersuchung unauffällig Tag 4: Viel Sputum, Trachealsekret: P. aeruginosa, PEG-Sonde nicht mehr gut durchgängig, chirurgisches Konsil

Tag 5: Produktiver Husten, massiv schleimiges Sekret, Temperatur 38,8°C, CRP 25 mg/l, PEG wieder durchgängig Tag 6: AZ massiv verschlechtert, Temperatur 39°C, CRP 85mg/l, Trachealsekret massiv gramnegative Stäbchen, Blutkultur entnommen, Röntgenthorax: beginnendes Infiltrat, Beginn einer Antibiotika-Therapie, Intubation Tag 8: Trachealsekret, P. aeruginosa, Blutkultur negativ, Röntgenthorax: ausgedehntes Infiltrat Tag 12: Besserung des AZ, Extubation Beurteilung: Es handelt sich um eine nosokomiale Pneumonie entsprechend den CDC-Definitionen. Bei Aufnahme des Patienten lag zwar bereits eine Kolonisation mit P. aeruginosa vor, aber keine Infektion.

Die Vermeidbarkeit bzw. Unvermeidbarkeit hat auf die Diagnostik einer nosokomialen Infektion keinen Einfluss. Das ist eine entscheidende Aussage, weil immer wieder angenommen wird, dass mit dem Begriff einer Krankenhausinfektion ein schuldhaftes Verhalten von Angehörigen des medizinischen Personals verbunden ist.

11.3.2

Besonderheiten

Die allgemeinen CDC-Definitionen gelten für alle Infektionen bei allen Patienten unabhängig vom Lebensalter. Die spezifischen Definitionen für verschiedene Infektionen sind im Anhang zu finden. Auch bei Patienten, die jünger als ein Jahr sind, gelten die allgemeinen CDC-Definitionen. Darüber hinaus gibt es noch zusätzliche Festlegungen zur Beurteilung von Infektionen für diese Patientengruppe. In der Regel ist es am einfachsten, für die Surveillance nosokomialer Infektionen immer die CDC-Definitionen zugrunde zu legen, denn sie sind weit verbreitet und international anerkannt. Ihre Anwendung ist jedoch nicht immer sinnvoll. Bei bestimmten Patientengruppen (z. B. neonatologische Intensivpatienten oder lungentransplantierte Patienten) kann es rational sein, davon abweichende Definitionen anzuwenden. Auch bei Ausbruchuntersuchungen sind oft andere Definitionen besser geeignet, um das Problem aufzuklären.

11.4

Indikatoren für das Vorliegen von nosokomialen Infektionen

Bei der Surveillance nosokomialer Infektionen kommt es nicht nur darauf an, Krankenhausinfektionen korrekt entsprechend den CDC-Definitionen zu klassifizieren, es geht auch darum, die Infektionen mit geringem Zeitaufwand zu identifizieren. Deshalb ist es sinnvoll, geeignete Indikatoren für die Erkennung von nosokomialen Infektionen – in der Regel in Form verschiedener Kombinationen – anzuwenden. Je nach den zu erfassenden Infektionen können die Indikatoren unterschiedlich sein (. Tab. 11.2). Verwendet man z. B. die Kombination »Vorliegen von mikrobiologischen Befunden« und/oder »Antibiotikaga-

11

124

Kapitel 11 · Surveillance

. Tab. 11.2. Mögliche Indikatoren für verschiedene nosokomiale Infektionen

II

Nosokomiale Infektion

Indikatoren

Sepsis

Blutkulturbefunde, Fieber, Antibiotikagaben, Wechsel des zentralen Gefäßkatheters

Pneumonie

Mikrobiologische Befunde von bronchoalveolärer Lavage oder Trachealsekret, Fieber, Thoraxröntgen, bronchoskopische Untersuchungen, Antibiotikagabe

Harnwegsinfektionen

Mikrobiologische Befunde, Fieber, Antibiotikagaben, Wechsel des Harnwegskatheters

Wundinfektionen

Mikrobiologische Ergebnisse von Wundabstrichen oder Drainageflüssigkeit, Fieber, Antibiotikagaben, Revisionsoperationen, Wiederaufnahme eines Patienten

be«, so resultiert für nosokomiale Pneumonien, Harnwegsinfektionen und primäre Sepsisfälle eine Sensitivität von >95% (Gastmeier et al. 1999). Wenn man durch diese Indikatoren auf das Vorliegen einer Infektion aufmerksam wurde, ist es notwendig, sich mit dem Fall dieses Patienten intensiver zu beschäftigen, denn selbstverständlich können mikrobiologische oder andere Befunde oder Antibiotikagaben auch mit bereits bei Krankenhausaufnahme vorliegenden Infektionen in Zusammenhang stehen, oder die Antibiotika können prophylaktisch gegeben worden sein. Darüber hinaus ist es dringend zu empfehlen, auf den Stationen mit Ärzten oder Pflegepersonal zusammenzuarbeiten, die auf mögliche Fälle von nosokomialen Infektionen aufmerksam machen, z. B. auffällige Befunde von Verbandswechseln berichten. Tipp Wenn immer möglich, sollten zur Verfügung stehende EDV-Systeme benutzt werden, um diese Indikatoren zu liefern. Auf der Basis dieser Informationen ist es möglich, sich für die Surveillance zeitsparend auf die infektionsverdächtigen Patienten zu konzentrieren.

11.5

Notwendigkeit von Referenzdaten

Die kontinuierliche Surveillance nosokomialer Infektionen gestattet die Erfassung der Entwicklung nosokomialer Infektionen einer Klinik oder einer Patientengruppe im zeitlichen Verlauf. Dabei können aber generelle Infektionsprobleme unerkannt bleiben, wenn sich im Laufe der Jahre auf einer Station oder in einer Klinik ein allgemein hohes Infektionsniveau herausgebildet hat und alle Beteiligten sich daran »gewöhnt« haben. Um die Situation der eigenen Station oder Klinik im Vergleich zu anderen zu beurteilen, ist

es nötig, dass alle dieselben Definitionen für nosokomiale Infektionen anwenden, die Definitionen in derselben Art und Weise interpretieren und die Infektionsraten auf dieselbe Art berechnen. Außerdem ist es notwendig, sich mit solchen Stationen oder Abteilungen zu vergleichen, deren Zusammensetzung der Patienten sich von der eigenen möglichst wenig unterscheidet und deren Status der Infektionsprävention möglichst repräsentativ ist. Deshalb ist es sinnvoll, entsprechende Referenzdatenbanken einzurichten, damit alle beteiligten Stationen oder Kliniken gute Vergleichsmöglichkeiten haben, wenn sie dieselben Definitionen und dieselben Surveillancemethoden anwenden. In den USA wurde bereits vor mehr als 30 Jahren ein solches Referenzsystem eingerichtet (National Nosocomial Infections Surveillance System, NNIS, Emori et al. 1991). In Deutschland werden seit 1997 durch das nationale Referenzzentrum für die Surveillance von nosokomialen Infektionen für verschiedene Infektionen und Risikogruppen Referenzdaten generiert (Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System, KISS). Die Methoden von KISS und die jeweils aktuellen Referenzdaten für die verschiedenen Risikogruppen sind im Internet zu finden: http://www.nrz-hygiene.de.

11.6

Methoden des KrankenhausInfektions-Surveillance-Systems für die Surveillance der wichtigsten nosokomialen Infektionen bei bestimmten Risikogruppen

Im Laufe der Jahre hat KISS Module für verschieden Risikogruppen und verschiedene nosokomiale Infektionen entwickelt. In allen Modulen wird versucht, durch Standardisierung und Stratifizierung möglichst gut vergleichbare Referenzdaten zu erzeugen. Die wichtigsten Methoden der einzelnen Module werden im folgenden kurz vorgestellt.

11.6.1

KISS für Intensivstationen

Das Modul für Intensivstationen fokussiert auf die wichtigsten nosokomialen Infektionen in der Intensivmedizin, Pneumonie und primäre Sepsis. Bronchitiden werden zusätzlich erfasst, weil die Differenzialdiagnose oft schwer ist. Harnwegsinfektionen werden auch dokumentiert, weil es keinen wesentlichen zusätzlichen Aufwand erfordert. Die Fälle der genannten nosokomialen Infektionen werden jeweils auf 1000 Anwendungstage der korrespondierenden »devices« bezogen, also auf Beatmung, zentrale Gefäßkatheter (ZVK) und Harnwegskatheteranwendung. Dabei gilt eine Pneumonie, Bronchitis oder primäre Sepsis als deviceassoziiert, wenn die Beatmung bzw. der ZVK mindestens in den letzten 48 Stunden vor Auftreten der Infektionssymptome präsent war, bei den Harnwegskathetern wird ein Intervall von 7 Ta-

125

11.6 · Methoden des Krankenhaus-Infektions-Surveillance-Systems

. Tab. 11.3. Endpunkte der Surveillance für das Modul für Intensivstationen Indikatorinfektionen

Infektionsraten (jeweils pro 1000 Devicetage)

Stratifiziert nach Art der Intensivstation

Pneumonie Bronchitis Primäre Sepsis Harnwegsinfektion

Beatmungsassoziierte Pneumonierate Beatmungsassoziierte Bronchitisrate ZVK-assoziierte Sepsisrate Harnwegskatheterassoziierte Harnwegsinfektionsrate

Interdisziplinäre Medizinische Chirurgische Neurochirurgische Pädiatrische

. Tab. 11.4. Endpunkte der Surveillance für das Modul DEVICE-KISS Indikatorinfektionen

Infektionsraten (jeweils pro 1000 Devicetage)

Stratifiziert nach Art der Klinik

Primäre Sepsis Harnwegsinfektion

ZVK-assoziierte Sepsisrate Harnwegkatheterassoziierte Harnwegsinfektionsrate

Medizinische Klinik Chirurgische Klinik Neurologische Klinik

gen zugrunde gelegt. Zusätzlich zu den Infektionsraten werden Deviceanwendungsraten regelmäßig zur Verfügung gestellt, um auch hier ggf. Anhaltpunkte für das Qualitätsmanagement zu liefern (. Tab. 11.3). Um Zeit zu sparen, werden die Devicetage nicht für jeden Patienten individuell aufgezeichnet, sondern zusammengefasst tageweise für die gesamte Station (Emori et al. 1991; Mitteilung 2001).

11.6.2

DEVICE-KISS für Nichtintensivstationen

Da auch auf peripheren Stationen die meisten primären Sepsisfälle und Harnwegsinfektionen im Zusammenhang mit der Anwendung von ZVK bzw. Harnwegskathetern auftreten, konzentriert sich Device-KISS auf die nosokomialen Infektionen, die im Zusammenhang mit dieser Deviceanwendung auf Nichtintensivstationen zu beobachten sind. Dementsprechend analog ist die Methode. Hintergrund für Device-KISS war, dass die deviceassoziierten Infektionsraten auf Nichtintensivstationen sich deutlich von denen auf Intensivstationen unterscheiden und somit separate Referenzdaten notwendig sind (. Tab. 11.4).

11.6.3

NEO-KISS (für neonatologische Intensivpatienten)

Analog zum Modul für Intensivstationen konzentriert sich die Surveillance in dieser Patientengruppe auf die Pneumo-

nie und die primäre Sepsis. Obwohl unbekannt ist, ob die nekrotisierende Enterokolitis (NEC) überhaupt eine infektiöse Genese hat, werden auch NEC-Fälle regelmäßig erfasst, da sie häufig in Clustern auftreten. Die Surveillance in dieser Patientengruppe konzentriert sich im Sinne der Kosten-Nutzen-Effektivität auf Kinder mit einem Geburtsgewicht <1500 g, die auch nur bis zum Erreichen eines Gewichtes von 1800 g weiterverfolgt werden. Ebenso wie bei den anderen Intensivpatienten werden die Infektionsraten in Abhängigkeit von der Deviceanwendung wie Tubus, CPAP (continuous positive air pressure), ZVK oder PVK (peripherer Gefäßkatheter) berechnet, zusätzlich aber auch pro 1000 Patiententage (. Tab. 11.5). Die CDC haben zwar besondere Definitionen für nosokomiale Infektionen für Kinder unter einem Jahr entwickelt, diese sind aber wenig geeignet für die Gruppe der neonatologischen Intensivpatienten. Deshalb wurden für diese Patientengruppe spezielle Definitionen entwickelt (Gastmeier et al. 2004; s. auch http://www.nrz-hygiene.de).

11.6.4

ONKO-KISS (für Patienten mit Knochenmark- und Stammzelltransplantation)

Auch das Modul ONKO-KISS fokussiert die Surveillance auf die Pneumonie und die primäre Sepsis. Im Sinne der Kosten-Nutzen-Effektivität konzentriert sich die Surveillance bei diesen Patienten auf den Zeitraum der Neutropenie, weil in dieser Periode die meisten nosokomialen Infektionen auf-

. Tab. 11.5. Endpunkte der Surveillance für das Modul für neonatologische Intensivpatienten Indikatorinfektionen

Infektionsraten (jeweils pro 1000 Devicetage); NEC-Fälle pro 1000 Patiententage

Stratifiziert nach Geburtsgewichtsklassen

Pneumonie Primäre Sepsis NEC

Tubusassoziierte Pneumonierate CPAP-assoziierte Pneumonierate ZVK-assoziierte Sepsisrate PVK-assoziierte Sepsisrate

<500 g 500–999 g 1000–1499 g

11

126

Kapitel 11 · Surveillance

. Tab. 11.6. Endpunkte der Surveillance für das Modul für Patienten mit Knochenmark- und Stammzelltransplantation

II

Indikatorinfektionen

Infektionsraten

Stratifiziert nach Transplantationsart

Pneumonie

Sepsis pro 1000 Neutropenietage

Allogen

Primäre Sepsis

Pneumonie pro 1000 Neutropenietage

Autolog

treten (Dettenkofer et al. 2003). Dementsprechend werden Sepsis und Pneumoniefälle auf 1000 Neutropenietage bezogen (. Tab. 11.6). Die CDC-Definitionen für die Pneumonie sind für die Patienten mit Knochenmark- oder Stammzelltransplantation nur bedingt geeignet, deshalb werden hier separate Definitionen verwendet (Dettenkofer et al. 2003; http://www.nrz-hygiene.de).

11.6.5

OP-KISS

Für die Surveillance der postoperativen Wundinfektionen erfolgt eine Konzentration auf ausgewählte Indikatoroperationen, die möglichst häufig im jeweiligen Krankenhaus durchgeführt werden sollten, um sinnvolle Infektionsraten zu bestimmen. Es sollte möglichst bis zum 30. postoperativen Tag weiterverfolgt werden, ob sich eine Wundinfektion entwickelt, bei Patienten mit Implantaten sogar über einen Zeitraum von einem Jahr. Bei der Berechnung der Wundinfektionsraten werden die wichtigsten Risikofaktoren für die Entwicklung von Wundinfektionen berücksichtigt. Wenn der Patient einen ASA-Score von 3 oder höher hat (Score der American Society of Anaesthesiologists zur präoperativen Einstufung der Patienten), wenn die Wundkontaminationsklasse kontaminiert oder septisch ist oder wenn die Operation länger gedauert hat als 75% der Operationen der jeweiligen Art dauern, wird der Operation jeweils ein Risikopunkt zugeordnet (NNIS-Risiko-Index) (Emori et al.

1991; Mitteilung 2001). Dementsprechend werden separat Wundinfektionen für die Anzahl der Risikopunkte bei den Operationen bestimmt. Zur zusammenfassenden Beurteilung der Wundinfektionsraten einer Klinik ist es auch möglich, eine standardisierte Wundinfektionsrate (SIR) zu berechnen. Sie ist der Quotient aus den wirklich beobachteten Wundinfektionen und den nach der Patientenzusammensetzung in der jeweiligen Klinik zu erwartenden Wundinfektionen (. Tab. 11.7).

11.6.6

AMBU-KISS

Für ambulant operierte Patienten werden separate Referenzdaten generiert. Das ist notwendig, weil sich das ambulante Operationsspektrum erheblich vom stationären Spektrum unterscheidet und weil die Art der Nachverfolgung unterschiedlich ist. Ambulante Operateure müssen für die Surveillance eine enge Kooperation mit weiterbehandelnden Ärzten aufbauen, um die postoperativen Wundinfektionen möglichst vollständig zu erfassen. Auf eine Stratifizierung nach Risikofaktoren kann bei den ambulant operierten Patienten verzichtet werden, da bei ihnen vergleichsweise selten Risikopunkte zu vergeben sind (Mitteilung 2001; Gastmeier et al. 2003) (. Tab. 11.8).

11.7

Methoden für die Surveillance bei ausgewählten Erregerarten

11.7.1

MRSA-KISS

Aufgrund der gravierenden Konsequenzen beim Auftreten von multiresistenten Erregern für die Therapie und damit für das Behandlungsergebnis wird eine Surveillance auch für multiresistente Erreger empfohlen. Wegen der dramatischen Zunahme von methicillinresistenten S. aureus (MRSA), ist vor allem hier eine Surveillance indiziert. Zur Beschreibung der MRSA-Situation eines Krankenhauses

. Tab. 11.7. Endpunkte der Surveillance für das Modul OP-KISS Indikatorinfektionen

Infektionsraten

Stratifiziert nach Indikatoroperationen

Postoperative Wundinfektionen

Wundinfektionen pro 100 Indikatoroperationen Stratifiziert nach NNIS-Risiko-Index (d. h. 0, 1, 2 oder 3 Risikopunkte) Standardisiert als Quotient aus den beobachteten und den nach der Patientenzusammensetzung zu erwartenden Wundinfektionen

Insgesamt 20 verschiedene, z. B. Cholezystektomie Hüftendoprothese Kolorektale OP Koronare Bypass-OP Sectio caesarea

. Tab. 11.8. Endpunkte der Surveillance für das Modul AMBU-KISS Indikatorinfektionen

Infektionsraten

Stratifiziert nach Indikatoroperationen

Postoperative Wundinfektionen

Wundinfektionen pro 100 Indikatoroperationen

z. B. Herniotomie, Varizenstripping, arthroskopische Eingriffe am Knie

11.7 · Methoden für die Surveillance bei ausgewählten Erregerarten

. Tab. 11.9. Endpunkte der Surveillance für das Modul MRSA-KISS (stratifiziert nach Screeningumfang) Indikator

Rate

Inzidenz der nosokomialen MRSA-Fälle

Nosokomiale MRSA-Fälle pro 1000 Patiententage

MRSA-Prävalenz bei Aufnahme

MRSA-Fälle pro 100 aufgenommene Patienten

Mittlere tägliche MRSA-Prävalenz

MRSA-Tage pro 100 Patiententage

MRSA-Tage-assoziierte nosokomiale MRSA-Rate

Nosokomiale MRSA-Fälle pro 1000 MRSA-Tage

werden verschiedene Maßzahlen berechnet (. Tab. 11.9). Dabei spielt eine Rolle, ob die MRSA in das Krankenhaus importiert wurden oder als nosokomial anzusehen ist. Außerdem wird zur Beschreibung des Kolonisationsdrucks die Gesamtmenge der Patiententage mit MRSA erfasst. Entscheidend für die möglichst korrekte Beschreibung der MRSA-Situation ist natürlich der Umfang der Screeninguntersuchungen. Sofern kein Screening der Patienten bei Aufnahme durchgeführt wurde, wird ein MRSA-Fall als nosokomial angesehen, wenn der Erreger erst aus einem nach den ersten 48 Stunden im Krankenhaus abgenommenen Untersuchungsmaterial isoliert wurde. Das gilt auch dann, wenn nicht ausgeschlossen werden kann, dass eine Besiedlung mit MRSA eventuell bereits bei Aufnahme vorlag, aber in den ersten 48 Stunden kein Untersuchungsmaterial abgenommen wurde und keine Nachweise von vorbehandelnden Krankenhäusern/Ärzten vorliegen. Zusätzlich wird erfasst, ob die Patienten kolonisiert oder infiziert sind. Es ist auch empfehlenswert, sich kontinuierlich eine Übersicht über den Anteil der infizierten Kontaktpatienten von Patienten mit multiresistenten Erregern zu verschaffen.

11.7.2

Surveillance anderer multiresistenter Erreger

Für die Surveillance anderer multiresistenter Erreger wie Vancomycin resistente Enterkokken (VRE), oder Extendedspectrum-β-Laktamase (ESBL) vermittelte Resistenz bei gramnegativen multiresistenten Erregern können prinzipiell dieselben Methoden angewendet werden.

11.7.3

Surveillance der nosokomialen Legionellose

Eine Surveillance der Legionellosefälle ist unverzichtbar für jedes Krankenhaus, und für Legionelloseerkrankungen gilt

127

auch eine Meldepflicht. Man darf sich aber nicht darauf verlassen, dass keine Legionellosefälle vorhanden sind, wenn es nicht zur Meldung kommt. Wichtig ist, dass auch ein hohes Aufmerksamkeitsniveau für das Auftreten von Legionellosefällen existiert, vor allem in Kliniken mit immunsupprimierten Patienten. Deshalb muss bei Patienten mit legionelloseverdächtigen Symptomen regelmäßig eine entsprechende Diagnostik eingeleitet werden. Sofern in diesen Kliniken nicht ohnehin eine kontinuierliche Surveillance der nosokomialen Pneumonien durchgeführt wird, sollte zur Sicherheit zumindest eine Kontrolle der Anzahl entsprechender Untersuchungen erfolgen (z. B. Menge der Urinantigentests pro Monat oder Quartal), um evtl. das Aufmerksamkeitsniveau für dieses Thema zu erhöhen. Die Inkubationszeit der Legionellose kann bis zu 10 Tagen betragen. Deshalb ist als sicher anzusehen, dass es sich um eine nosokomiale Infektion handelt, wenn die maximal mögliche Inkubationszeit der Legionelleninfektion von ca. 10 Tagen überschritten ist, d. h., dass der Patient sich bereits 10 Tage oder länger im Krankenhaus aufgehalten hat, wenn die ersten Infektionssymptome auftreten. Bei früherem Auftreten der Legionelleninfektion (2–10 Tage) muss man von einer möglichen nosokomialen Infektion ausgehen.

11.7.4

Surveillance der nosokomialen Aspergillose bzw. anderer invasiver Pilzinfektionen

Bei der Behandlung von immunsupprimierten Patienten ist auch dem Auftreten von Aspergillosefällen eine große Bedeutung beizumessen, um ggf. die Präventionsmaßnahmen zu überprüfen. Krankenhäuser mit Risikopatienten (hämatologisch-onkologische Patienten, Patienten mit Organtransplantationen) sollten deshalb auch eine Statistik der Aspergillosefälle führen. Wegen der diagnostischen Schwierigkeiten der Aspergillose ist auch hier ein hohes Aufmerksamkeitsniveau anzustreben, um möglichst sicher zu sein, keine Fälle zu übersehen (z. B. HR-Computertomogramm, Galaktomannantest). Wegen der diagnostischen Schwierigkeiten wurden Empfehlungen für die Beurteilung von invasiven Pilzinfektionen herausgegeben (sog. EORTC-Kriterien; Ascioglu et al. 2002). Danach werden sichere (»proven«), wahrscheinliche (»probable«) und mögliche (»possible«) Fälle unterschieden, und es erfolgt eine Bezugnahme auf das Vorliegen von Wirtsfaktoren (z. B. persistierendes Fieber), klinischen (z. B. Halozeichen im CT) und mikrobiologischen Kriterien (z. B. Nachweis von Aspergillen in Atemsekreten).

11

128

II

Kapitel 11 · Surveillance

11.8

Praktisches Vorgehen im eigenen Krankenhaus

11.8.1

Festlegung der Zielgruppe (Kliniken, Risikogruppen)

Bei der Festlegung der Zielgruppen für die Surveillance im eigenen Krankenhaus sollten im Sinne der Kosten-NutzenEffektivität vor allem folgende Punkte eine Rolle spielen: 4 Welche Patientengruppen haben ein besonders hohes Risiko für nosokomiale Infektionen? 4 Sind die nosokomialen Infektionen in dem ausgewählten Risikobereich mit besonderen Konsequenzen verbunden (hinsichtlich Letalität, Verlängerung der Verweildauer, Kosten)? 4 In welchem Bereich ist ein Vermeidungspotenzial zu vermuten? Wenn bisher keine Surveillance im Krankenhaus stattgefunden hat, sollte man auch die Frage hinzufügen, welcher Bereich für die Infektionsprävention besonders aufgeschlossen ist, um die ersten Erfahrungen unter möglichst günstigen Bedingungen zu sammeln.

11.8.2

Welche Ressourcen sind für die Surveillance vorhanden?

Weiterhin ist zu bedenken, dass die Surveillance am Anfang wesentlich zeitaufwendiger ist als bei geübtem Personal. Deshalb sollte man sich anfangs nicht zuviel vornehmen und schrittweise weitere Bereiche hinzufügen. Bei geübtem Surveillancepersonal kann man davon ausgehen, dass die Surveillance auf einer Intensivstation oder in einer operativen Klinik (in Abhängigkeit von der Klinikgröße und der Menge der Indikatoroperationen) nicht mehr als 2–4 Stunden pro Woche erfordert. Außerdem sollte man vor Beginn sehr genau klären, welche EDV-technischen Voraussetzungen für die Surveillance genutzt werden können. Dabei geht es einerseits um die Bezugsdaten, z. B. um die Erfassung der Risikofaktoren bei operierten Patienten oder die Anwendungstage von Devices, aber auch um die Möglichkeiten mit Hilfe der EDV Hinweise auf nosokomiale Infektionen bei den Patienten zu erhalten (Indikatoren). Das ist vor allem dann wichtig, wenn die Surveillance nicht durch das Personal der eigenen Klinik durchgeführt wird, sondern durch das Hygienefachpersonal.

11.8.3

Festlegung der Surveillancemethoden

Wenn man die Surveillance in einem Bereich oder bei einer Patientengruppe durchführen will, für die eine Referenz-

methode bei KISS oder nach einem anderen Surveillancesystem existiert, ist es sinnvoll, diese Methode auch anzuwenden, um sich später an geeigneten Vergleichsdaten orientieren zu können. Selbstverständlich ist die Anwendung der Methoden der KISS-Module aber nur eine Option unter anderen. Bei spezifischen Patientengruppen, besonderen Zielsetzungen der Surveillance und unter besonderen Surveillanceumständen können andere Methoden sinnvoller sein, wenn sie zu höherer Akzeptanz und im Hinblick auf die jeweilige Fragestellung besseren Aussagen führen. Beispielsweise kann es sinnvoll sein, eingangs wiederholte orientierende Querschnittsuntersuchungen (Prävalenz) durchzuführen. Sie können dazu beitragen, die unterschiedlichen Infektionsprobleme verschiedener Kliniken oder Stationen zu identifizieren und erlauben es, anschließend gezielte weiterführende Untersuchungen – je nach Problemlage – durchzuführen. Außerdem sind sie sehr gut geeignet, um überhaupt das Bewusstsein für die nosokomialen Infektionen zu steigern, und ermöglichen es, sich mit den Surveillancemethoden und -definitionen vertraut zu machen. Wenn bereits bekannt ist, dass eine bestimmte Klinik oder Station Probleme mit nosokomialen Infektionen hat, kann es sinnvoll sein, für einen bestimmten Zeitraum zusätzliche Risikofaktoren zu erfassen, um entsprechende Risikofaktorenanalysen durchzuführen.

11.8.4

Umsetzung der Surveillance-Daten für die Infektionsprävention

> Unabdingbar für das Feedback der Surveillancedaten ist der vertrauliche Umgang damit. Die Daten müssen diejenigen erhalten, die mit Hilfe dieser Informationen Veränderungen herbeiführen können, also die Ärzte und das Pflegpersonal der betroffenen Station/Klinik.

Die Information anderer Personen ist in der Regel nicht sinnvoll und sollte höchstens dann in Erwägung gezogen werden, wenn die betroffene Station oder Klinik nicht selbst auf erhöhte Infektionsraten reagiert. Die Art und Weise der Vorstellung der Daten kann entscheidend für die Effektivität der Surveillance sein, deshalb sollte sie – vor allem bei einer erstmaligen Präsentation – sehr gut vorbereitet werden. Tipp Der Bericht sollte mit einer kurzen Vorstellung der Surveillancedefinitionen und -methoden beginnen, sollte die Daten der Beobachtungsperiode – möglichst zusammen mit geeigneten Vergleichsdaten – enthalten, und sollte stimulieren, geeignete Schlussfolgerungen für die Infektionsprävention abzuleiten.

129

11.9 · Kosten-Nutzen-Effektivität der Surveillance

Für die Vorstellung der Surveillanceergebnisse hat sich vor allem die Präsentation von Abbildungen bewährt, die die Verteilung der Stationen/Kliniken innerhalb der Referenzdatenbank im Vergleich zur eigenen Station/Klinik zeigen. Sie erlauben es, sehr schnell die Position der eigenen Station oder Klinik im Vergleich zu erfassen und sind somit gut geeignet, eine Diskussion zur Infektionsprävention anzuregen. Neben der zusammenfassenden Ergebnisdarstellung in Form von Abbildungen oder Tabellen sollten aber auch die Einzelfälle nosokomialer Infektionen aus der letzten Beobachtungsperiode parat sein, um ggf. über die Einordnung bestimmter Fälle als nosokomiale Infektionen zu sprechen und um über das Vorliegen von besonderen Risikofaktoren bei den betroffenen Patienten zu diskutieren. Dementsprechend sollten die Surveillancedaten der letzten Beobachtungsperiode möglichst zeitnah präsentiert werden, um bestimmte Umstände oder Erklärungen noch in Erinnerung zu haben. Auf der anderen Seite dürfen die Präsentationen auch nicht in zu kurzen Intervallen erfolgen, um sinnvolle Infektionsraten für die Beobachtungsperioden zu berechnen. Für viele Stationen bzw. Kliniken haben sich halbjährliche bis jährliche Feedbackintervalle als sinnvoll erwiesen. Entscheidend für die Präsentation der Surveillanceergebnisse ist vor allem die sorgfältige Interpretation der Daten. Sie muss vor allem am Anfang sehr vorsichtig sein, weil zufällige Effekte zunächst noch sehr großen Einfluss auf die Infektionsraten haben können. Darüber hinaus muss man auch immer darauf gefasst sein, dass es zu einer Diskussion über die Erfassungsqualität kommt. Deshalb ist es immer am besten, wenn man sich im Falle einer Surveillance durch das Hygienefachpersonal bereits während der ersten Surveillanceperiode regelmäßig mit einem interessierten Arzt (möglichst Oberarzt) der Station/ Klinik über die Einzelfälle von nosokomialen Infektionen austauscht und erläutert, warum dieser oder jener Patient nach den CDC-Definitionen zu erfassen oder nicht zu erfassen ist. Bei dieser Gelegenheit können auch wichtige zusätzliche Details zu den Verläufen bekannt werden, die für die Surveillance oder für die zukünftigen Präventionsmaßnahmen von Bedeutung sind. Entscheidend für die Interpretation der Infektionsraten ist der Vergleich der Patientenzusammensetzung der eigenen Station bzw. Klinik im Vergleich zu den anderen Beteiligten der Referenzdatenbank. Im Sinne einer Balance zwischen dem Aufwand und dem zu erwartenden Nutzen können bei den verschiedenen Surveillancemodulen nur die wichtigsten Risikofaktoren berücksichtigt werden; andere häufig als wichtig empfundene Faktoren werden nicht erfasst. Hinzu kommt, dass verschiedene Faktoren auch nicht gut zu quantifizieren sind. Beispielsweise gibt es in Deutschland kein einheitliches Scoringsystem für die Erkrankungsschwere der Intensivpatienten; dadurch ist eine entsprechende Stratifizierung der Daten leider nicht möglich.

Tipp Bei der Moderation der Diskussion über eine Optimierung der Infektionsprävention sollte beachtet werden, dass es nicht zum Vorpreschen von »Meinungsbildnern« der Station oder Klinik kommt. Oftmals können auch die eher »leisen« Kollegen wichtige Ansatzpunkte für die Prävention liefern.

Im Falle hoher Infektionsraten und nicht ausreichender Ideen für eine Optimierung kann es auch sinnvoll sein, weitergehende Untersuchungen vorzuschlagen, z. B. die zeitlich befristete Aufnahme zusätzlicher Risikofaktoren in die Surveillance (z. B. die Nummer des OP-Saals, die Art des Nahtmaterials etc.) oder die Durchführung von Beobachtungen zur Compliance bei der Händedesinfektion auf der Intensivstation.

11.8.5

Periodische Evaluation des Systems

Mindestens einmal jährlich sollte man sich fragen, ob die Weiterführung der Surveillance in der bisherigen Form sinnvoll ist. Wenn sich beispielsweise herausgestellt hat, dass eine Station oder Klinik überdurchschnittlich günstige Infektionsraten aufweist, ist zu überlegen, die Surveillance dort ruhen zu lassen und vielleicht lieber auf eine andere Station oder Klinik zu wechseln, von der man nicht genau weiß, wie die Situation ist. Wo nur ein geringes Präventionspotenzial vorhanden ist, wird es schwer, trotzdem eine vom Kosten-Nutzen-Verhältnis her sinnvolle Surveillance durchzuführen. Manchmal ist es auch möglich, dass nach einer anfänglichen Surveillance durch das Hygienepersonal das Klinikpersonal selbst die Surveillance weiterführt. Aufgrund begrenzter zeitlicher Ressourcen wird teilweise auch eine rotierende Surveillance durchgeführt. Damit ist z. B. gemeint, jeweils nur für ein Vierteljahr auf einer bestimmten Station oder Klinik Surveillance durchzuführen, und dann für das nächste Vierteljahr auf eine andere Station zu wechseln (Lemmen et al. 2001). Solche kurzen Beobachtungszeiträume sind meistens wenig geeignet, wirklich die Situation in dem entsprechenden Bereich zu charakterisieren. Die daraus resultierenden Daten können aber hervorragend eingesetzt werden, um eine gute Diskussion über die Infektionsprävention mit den Ärzten und dem Pflegepersonal der Station oder Klinik anzuregen.

11.9

Kosten-Nutzen-Effektivität der Surveillance

Auch Präventionsmaßnahmen müssen Kosten-NutzenEffektivität nachweisen. Die Kosten-Nutzen-Effektivität der Surveillance hängt von folgenden Faktoren ab:

11

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II

Kapitel 11 · Surveillance

4 der Ausgangsinfektionsrate (z. B. wenn die Infektionsraten über der 75. Perzentile liegen); 4 der finanziellen Bedeutung der im Rahmen der Surveillance erfassten nosokomialen Infektionen (z. B. ca. 6 Tage zusätzliche Verweildauer wegen beatmungsassoziierter Pneumonie und 3 Tage wegen ZVK-assoziierter Sepsis auf Intensivstationen, bei Wundinfektionen sehr unterschiedlich je nach Art der Operation); 4 der Stations- oder Klinikgröße; 4 der Intensität der Auseinandersetzung mit den Surveillancedaten. Nach der Literatur sind ca. 10–20% der nosokomialen Infektionen zu vermeiden (Harbarth et al. 2003). Im Hinblick auf die Reduktion der ZVK-assoziierten Sepsis konnten wir für den Durchschnitt von 84 mindestens 2 Jahre teilnehmenden KISS-Intensivstationen sogar eine signifikante Reduktion von 28,6% zeigen (Zuschneid et al. 2003). Nach Umfragen in den KISS-Krankenhäusern ist bekannt, dass man pro Modul im Median von einem wöchentlichen Zeitaufwand von ca. 2–3 Stunden für die Datenerfassung, -eingabe und -analyse ausgehen muss. Damit wird z. B. für die Surveillance in einer Intensivstation weniger als ein Zehntel der wöchentlichen Arbeitszeit einer Hygienefachschwester/eines Hygienefachpflegers beansprucht. Wenn man davon ausgeht, dass der Arbeitgeber des Hygienefachpersonals pro Jahr ca. 3500 € für ein Zehntel der Arbeitszeit einer Hygienefachschwester oder eines Hygienefachpflegers aufbringen muss, ist die Surveillance der nosokomialen Infektionen auf Intensivstationen bereits dann kosteneffektiv, wenn es gelingt, dadurch jährlich nur eine beatmungsassoziierte Pneumonie oder ZVK-assoziierte Sepsis zu vermeiden. Das dürfte leicht zu erreichen sein, weil es nur einem Bruchteil des zu erwartenden durchschnittlichen Präventionspotenzials entspricht.

11.10

Ausblick

Zukünftig wird es möglich sein, durch Ausnutzung existierender Datenbanken im Krankenhaus die Effektivität der Surveillance von nosokomialen Infektionen zu steigern, indem Nennerdaten übernommen werden können und Datenbanken zu diagnostischen und therapeutischen Prozeduren der Patienten Hinweise für die schnelle Identifikation von nosokomialen Infektionen liefern. Darüberhinaus wird es immer wichtiger werden, die Surveillance nicht auf die wichtigsten nosokomialen Infektionen zu beschränken, sondern auch auf andere Komplikationen der medizinischen Behandlung auszudehnen. Vor allen die Surveillance des Auftretens von multiresistenten Erregern im Krankenhaus hat hohe Priorität.

11.11

CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen

11.11.1

Postoperative Wundinfektionen

A1 – Postoperative oberflächliche Wundinfektion Infektion an der Inzisionsstelle innerhalb von 30 Tagen nach der Operation, die nur Haut oder subkutanes Gewebe mit einbezieht, und eines der folgenden Kriterien trifft zu: 1. Eitrige Sekretion aus der oberflächlichen Inzision. 2. Kultureller Nachweis von Erregern aus einem aseptisch entnommenen Wundsekret oder Gewebe von der oberflächlichen Inzision. 3. Eines der folgenden Anzeichen: Schmerz oder Berührungsempfindlichkeit, lokalisierte Schwellung, Rötung oder Überwärmung, und Chirurg öffnet die oberflächliche Inzision bewusst. Dieses Kriterium gilt jedoch nicht bei Vorliegen einer negativen mikrobiologischen Kultur von der oberflächlichen Inzision. 4. Diagnose des behandelnden Arztes.

A2 – Postoperative tiefe Wundinfektion Infektion innerhalb von 30 Tagen nach der Operation (innerhalb von 1 Jahr, wenn Implantat in situ belassen), und Infektion scheint mit der Operation in Verbindung zu stehen und erfasst Faszienschicht und Muskelgewebe, und eines der folgenden Kriterien trifft zu: 1. Eitrige Sekretion aus der Tiefe der Inzision, aber nicht aus dem operierten Organ bzw. der Körperhöhle, da solche Infektionen dann zur Kategorie A3 gehören würden. 2. Spontan oder vom Chirurgen bewusst geöffnet, wenn der Patient mindestens eines der nachfolgenden Symptome hat: Fieber (>38°C), lokalisierter Schmerz oder Berührungsempfindlichkeit. Dieses Kriterium gilt jedoch nicht bei Vorliegen einer negativen mikrobiologischen Kultur aus der Tiefe der Inzision. 3. Abszess oder sonstige Zeichen der Infektion, die tieferen Schichten betreffend, sind bei der klinischen Untersuchung, während der erneuten Operation, bei der histopathologischen Untersuchung oder bei radiologischen Untersuchungen ersichtlich. 4. Diagnose des behandelnden Arztes.

A3 – Infektion von Organen und Körperhöhlen im Operationsgebiet Infektion innerhalb von 30 Tagen nach der Operation (innerhalb von 1 Jahr, wenn Implantat in situ belassen), und Infektion scheint mit der Operation in Verbindung zu stehen und erfasst Organe oder Körperhöhlen, die während der Operation geöffnet wurden oder an denen manipuliert wurde, und eines der folgenden Kriterien trifft zu: 1. Eitrige Sekretion aus einer Drainage, die Zugang zu dem Organ bzw. der Körperhöhle im Operationsgebiet hat.

131

11.11 · CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen

2. Kultureller Nachweis von Erregern aus einem aseptisch entnommenen Wundsekret oder Gewebe aus einem Organ bzw. der Körperhöhle im Operationsgebiet. 3. Abszess oder sonstiges Zeichen einer Infektion des Organs bzw. der Körperhöhle im Operationsgebiet ist bei klinischer Untersuchung, während der erneuten Operation, bei der histopathologischen Untersuchung oder bei radiologischen Untersuchungen ersichtlich. 4. Diagnose des behandelnden Arztes. Definition Unter einem Implantat versteht man einen Fremdkörper nichtmenschlicher Herkunft, der einem Patienten während einer Operation auf Dauer eingesetzt wird und an dem nicht routinemäßig für diagnostische oder therapeutische Zwecke manipuliert wird (Hüftprothesen, Gefäßprothesen, Schrauben, Draht, künstl. Bauchnetz, Herzklappen vom Schwein oder synthetisch). Menschliche Spenderorgane (Transplantate) wie z. B. Herz, Niere und Leber sind ausgeschlossen.

11.11.2

Primäre Sepsis

B1 – Durch Labor bestätigte primäre Sepsis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von pathogenen Erregern im Blut, die nicht mit Infektion an anderer Stelle assoziiert sind. 2. Fieber (>38°C) oder Schüttelfrost oder Hypotonie und einer der folgenden Punkte: 5 Gewöhnlicher Hautkeim (z. B. koagulasenegative Staphylokokken, Corynebakterien, Propionibakterien), der aus mindestens 2 zu verschiedenen Zeiten entnommenen Blutkulturen isoliert wurde. 5 Gewöhnlicher Hautkeim, der in mindestens einer Blutkultur bei einem Patienten mit Gefäßkatheter isoliert wurde, und der Arzt beginnt entsprechende antimikrobielle Therapie. 5 Positiver Antigennachweis aus dem Blut (z. B. S. pneumoniae) liegt vor und Symptome sowie Laborbefund sind nicht im Zusammenhang mit Infektion an anderer Stelle zu sehen. Stimmt der aus der Blutkultur isolierte Mikroorganismus mit dem Erreger einer Infektion an anderer Stelle überein, wird die Sepsis als sekundäre Sepsis klassifiziert und nicht als eigenständige nosokomiale Infektion gewertet. Eine Ausnahme besteht bei der katheterassoziierten Sepsis mit Erregernachweis, die auch dann als laborbestätigte primäre Sepsis (B1) klassifiziert wird, wenn lokale Infektionszeichen an der Kathetereintrittstelle ersichtlich sind, bzw. bis zum Vorliegen der positiven Blutkultur zunächst die Definitionen für die Arterien- oder Veneninfektion (F1) erfüllt waren. Bei Vorliegen einer positiven Blutkultur wird aus einer F1 eine B1.

B2 – Klinische primäre Sepsis Eines der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°), Hypotonie (systolischer Druck ≤90 mm Hg), Oligurie (<20 ml/h) und sämtliche der folgenden Kriterien: 1. Keine Blutkultur durchgeführt oder keine Mikroorganismen oder Antigene im Blut nachgewiesen. 2. Keine offensichtliche Infektion an anderer Stelle. 3. Arzt leitet eine Therapie wegen Sepsis ein. Bei Vorliegen offensichtlicher Infektionen an anderer Stelle, hierzu zählen auch Infektionen an der Gefäßkathetereinstichstelle inklusive evtl. vorliegender Arterien- oder Veneninfektion (F1), kann keine klinische primäre Sepsis (B2) diagnostiziert werden. Für Patienten ≤1 Jahr Lebensalter gelten für B1 und B2 zusätzliche Definitionen.

11.11.3

Infektionen der Unteren Atemwege

C1a – Klinische Pneumonie (neu ab 2004, mod. entsprechend KISS-Anwendung) Patient hat mindestens 2 radiologische Untersuchungen mit mindestens einem der folgenden Befunde: neues oder progressives und persistierendes Infiltrat, Verdichtung, Kavernenbildung. Und eines der folgenden Kriterien: 4 Fieber (>38°C) ohne andere Ursache. 4 Leukozytose (>12000/mm3) oder Leukopenie (<4000/ mm3). 4 Verwirrtheit ohne andere Ursache bei Patienten >70 Jahre. Und mindestens 2 der folgenden: 4 Neues Auftreten von eitrigem Sputum/Trachealsekret oder Veränderung des Sputums/Trachealsekret (Farbe, Konsistenz, Geruch) oder vermehrte respiratorische Sekretion oder vermehrtes Absaugen. 4 Neuer oder zunehmender Husten oder Dyspnoe oder Absaugen. 4 Rasselgeräusche oder bronchiales Atemgeräusch. 4 Verschlechterung des Gasaustausches (erhöhter Sauerstoffbedarf, neue Beatmungsnotwendigkeit).

C1b – Durch Labor bestätigte Pneumonie (neu ab 2004, mod. entsprechend KISS-Anwendung) Patient hat mindestens 2 radiologische Untersuchungen mit mindestens einem der folgenden Befunde: neues oder progressives und persistierendes Infiltrat, Verdichtung, Kavernenbildung. Und eines der folgenden Kriterien: 4 Fieber (>38°C) ohne andere Ursache. 4 Leukozytose (>12000/mm3) oder Leukopenie (<4000/ mm3). 4 Verwirrtheit ohne andere Ursache bei Patienten >70 Jahre.

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II

Kapitel 11 · Surveillance

Und mindestens eines der folgenden: 4 Neues Auftreten von eitrigem Sputum/Trachealsekret oder Veränderung des Sputums/Trachealsekret (Farbe, Konsistenz, Geruch) oder vermehrte respiratorische Sekretion oder vermehrtes Absaugen. 4 Neuer oder zunehmender Husten oder Dyspnoe oder Absaugen. 4 Rasselgeräusche oder bronchiales Atemgeräusch. 4 Verschlechterung des Gasaustausches (erhöhter Sauerstoffbedarf, neue Beatmungsnotwendigkeit). Und mindestens eines der folgenden: 4 Positive Blutkultur (nicht assoziiert zu anderen Infektion). 4 Kultureller Nachweis eines Erregers aus Pleuraflüssigkeit. 4 Kultureller Nachweis eines ätiologisch infrage kommenden Erregers aus Trachealsekret, bronchoalveolärer Lavage (BAL) oder geschützte Bürste. 4 Intrazellulärer Bakteriennachweis in 5% der bei BAL gewonnenen Zellen. 4 Histologischer Nachweis. Für Patienten ≤1 Jahr gelten bei C1 zusätzliche Definitionen, ebenso für die Diagnose der Pneumonie bei bestimmten Erregerarten (Viren, Legionellen, Chlamydien, Mycoplasmen) und bei immunsupprimierten Patienten.

J1 – Bronchitis, Tracheobronchitis, Tracheitis, ohne Anzeichen einer Pneumonie Sie müssen dem folgenden Kriterium entsprechen: Der Patient zeigt keine klinischen oder röntgenologischen Anzeichen für Pneumonie und hat 2 der folgenden Symptome ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Husten, neue oder erhöhte Sputumproduktion, trockene Rasselgeräusche, Giemen und eines der folgenden: 4 Kultureller Nachweis von Erregern aus Trachealsekret oder bronchoalveolärer Lavage. 4 Positiver Antigennachweis in relevanten Atemwegsekreten. Für Patienten ≤1 Jahr Lebensalter gelten für J1 zusätzliche Definitionen.

J2 – Sonstige Infektionen der unteren Atemwege Sie müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Mikroskopischer oder kultureller Nachweis von Erregern im Lungengewebe bzw. -flüssigkeit oder Pleuraflüssigkeit. 4 Lungenabszess oder Pleuraempyem während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellt. 4 Abszesshöhle bei Röntgenuntersuchung der Lunge festgestellt.

Bei gleichzeitigem Vorliegen einer Pneumonie wird die Infektion der unteren Atemwege nicht als J2, sondern als Pneumonie (C1) gewertet.

11.11.4

Harnwegsinfektionen

D1 – Symptomatische Harnwegsinfektion Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Eines der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Harndrang, erhöhte Miktionsfrequenz, Dysurie oder suprapubische Missempfindungen und eine Urinkultur ≥105 Kolonien/ml Urin mit nicht mehr als 2 Spezies von Mikroorganismen. 2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Harndrang, erhöhte Miktionsfrequenz, Dysurie oder suprapubische Missempfindungen und mindestens einem der folgenden Kriterien: 5 Harnteststreifen für Leukozytenesterase und/oder Nitrat positiv. 5 Pyurie (≥10 Leukozyten/ mm3 oder >3 Leukozyten/Gesichtsfeld bei starker Vergrößerung im nicht zentrifugierten Urin). 5 Bei Gramfärbung einer nicht-zentrifugierten Urinprobe Nachweis von Mikroorganismen. 5 Zwei Urinkulturen mit wiederholter Isolierung des gleichen Uropathogens (als Uropathogene gelten gramnegative Bakterien, S. saprophyticus) mit ≥102 Kolonien/ml Urin im Katheterurin. 5 Urinkultur mit ≤105 Kolonien/ml Urin einzelner Uropathogene 5 bei Patienten, die mit der entsprechenden antimikrobiellen Therapie behandelt werden. 5 Diagnose des Arztes. 5 Arzt beginnt entsprechende antimikrobielle Therapie.

D2 – Asymptomatische Bakteriurie Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Blasenverweilkatheter innerhalb von 7 Tagen vor der Urinkultur, kein Fieber (>38°C) oder andere Symptome der ableitenden Harnwege, ≥105 Kolonien/ml Urin mit maximal 2 Arten von Mikroorganismen. 4 Kein Blasenverweilkatheter innerhalb von 7 Tagen vor Entnahme der 1. von 2 positiven Urinkulturen, kein Fieber (>38°C) oder andere Symptome der ableitenden Harnwege. Beide Urinkulturen mit ≥105 Kolonien/ ml Urin und Nachweis des gleichen Mikroorganismus in beiden Urinkulturen mit jeweils maximal 2 Arten von Mikroorganismen.

D3 – Sonstige Infektionen der Harnwege Diese Infektionen (Nieren, Ureter, Blase, Urethra, etc.) müssen eines der folgenden Kriterien erfüllen: 1. Mikroorganismus aus Sekret (nicht Urin) oder Gewebe bzw. Abstrich der betroffenen Region isoliert.

133

11.11 · CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen

2. Abszess oder sonstiges Zeichen einer Infektion während einer direkten Untersuchung, einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellt. 3. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), lokalisierter Schmerz oder Berührungsempfindlichkeit der betreffenden Stelle und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Eitrige Sekretion von der betroffenen Stelle. 5 Kultureller Nachweis von ätiologisch in Frage kommenden Erregern im Blut. 5 Radiologischer Hinweis auf Infektion (z. B. Ultraschall, CT, MRT, Szintigraphie). 5 Diagnose des Arztes. 5 Arzt beginnt entsprechende antimikrobielle Therapie. Bei Patienten ≤1 Jahr Lebensalter gelten für D1 und D3 zusätzliche Definitionen

11.11.5

Knochen- und Gelenkinfektionen

E1 – Osteomyelitis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern aus dem Knochen. 2. Während der Operation oder bei der histopathologischen Untersuchung festgestellte Osteomyelitis. 3. Zwei der folgenden Anzeichen, ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°), lokalisierte Schwellung, Empfindlichkeit, Überwärmung oder Sekretion an der Infektionsstelle und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Positiver Antigenachweis im Blut. 5 Radiologischer Hinweis auf eine Infektion.

E2 – Gelenk- oder Schleimbeutelinfektion Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern aus Gelenkflüssigkeit oder Synovialbiopsie. 2. Während der Operation oder bei der histopathologischen Untersuchung ersichtliche Gelenk- oder Schleimbeutelinfektion. 3. Zwei der folgenden Anzeichen, ohne sonstige Ursache: Gelenkschmerz, Schwellung, Empfindlichkeit, Überwärmung, Anzeichen von Erguss oder Bewegungseinschränkung und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Mikroorganismen und Leukozyten mittels Gramfärbung in der Gelenkflüssigkeit nachgewiesen. 5 Positiver Antigennachweis in Blut, Urin- oder Gelenkflüssigkeit. 5 Zytologische und chemische Befunde aus der Gelenkflüssigkeit sind mit einer Infektion vereinbar (kein Hinweis auf rheumatische Genese). 5 Radiologischer Hinweis auf eine Infektion.

E3 – Infektion im Bereich der Bandscheibe Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Kultureller Nachweis von Erregern aus intraoperativ oder durch Punktion gewonnenem Gewebe der betroffenen Region. 4 Infektion der betroffenen Region während der Operation makroskopisch erkennbar oder durch histopathologische Untersuchung entnommenen Materials. 4 Fieber (>38°C) ohne andere erkennbare Ursache oder Schmerzen an der betroffenen Region und radiologischer Anhalt für eine Infektion. 4 Fieber (>38°C) ohne andere erkennbare Ursache und Schmerzen an der betroffenen Region und positiver Antigennachweis im Blut oder Urin.

11.11.6

Infektionen des kardiovaskulären Systems

F1 Arterien- oder Veneninfektion Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Kultureller Nachweis von Erregern von intraoperativ entnommenen Arterien oder Venen, ohne dass eine Blutkultur durchgeführt oder ein Mikroorganismus aus einer Blutkultur isoliert wurde. 4 Infektion der betroffenen Gefäßstelle während der Operation makroskopisch erkennbar oder durch histopathologische Untersuchung entnommenen Materials diagnostiziert. 4 Eines der folgenden Zeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Schmerzen, Rötung oder Überwärmung an der betroffenen Gefäßstelle und semiquantitativer kultureller Nachweis von >15 Kolonien einer intravasal gelegenen Katheterspitze und keine Blutkultur durchgeführt oder kein kultureller Nachweis von Mikroorganismen im Blut. 4 Eitrige Sekretion an der betroffenen Gefäßstelle, ohne dass eine Blutkultur durchgeführt oder ein Mikroorganismus aus einer Blutkultur isoliert wurde.

F2 – Endokarditis Die Endokarditis der natürlichen oder künstlichen Herzklappen muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern von Herzklappen oder Vegetationen. 2. Zwei der folgenden Anzeichen, ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), neues oder verändertes Geräusch, Hinweise auf arterielle Embolien, Hautmanifestationen (z. B. Petechien, vereinzelte Hämorrhagien, schmerzhafte subkutane Knötchen), Zeichen der kardialen Dekompensation oder Herzrhythmusstörungen; und bei ante mortem gestellter Diagnose beginnt betreuender Arzt mit entsprechender (auf eine Endokarditis gerichtete) antimikrobieller Therapie; und mindestens eines der folgenden Kriterien:

11

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II

Kapitel 11 · Surveillance

5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut aus mindestens 2 zu verschiedenen Zeiten entnommenen Blutkulturen. 5 Im Grampräparat mikroskopischer Nachweis eines Mikroorganismus von der Herzklappe, wenn Kultur negativ ist oder nicht angelegt wurde. 5 Herzklappenvegetationen während einer Operation oder Autopsie festgestellt. 5 Positiver Antigennachweis im Blut oder Urin. 5 Nachweis neuer Vegetationen im Echokardiogramm.

F3 – Myokarditis oder Perikarditis Sie müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern aus der Kultur des Perikards oder aus Perikardflüssigkeit, die durch eine Punktion oder eine Operation gewonnen wurde. 2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Schmerzen im Brustkorb, paradoxer Puls oder Zunahme der Herzgröße und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 auf eine Myokarditis oder Perikarditis hinweisende Befunde im EKG. 5 Positiver Antigennachweis im Blut. 5 Nachweis einer Myokarditis oder Perikarditis durch die histologische Untersuchung des Herzgewebes. 5 Vierfacher Anstieg eines typenspezifischen Antikörpers gegen virale Erreger mit oder ohne Virusisolierung aus Pharynx oder Fäzes. 5 Perikardialer Erguss gesichert durch Echokardiogramm, CT, MRT, Angiographie oder sonstiger radiologischer Anhalt für eine Infektion.

F4 – Mediastinitis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern im Mediastinalgewebe oder aus mediastinaler Flüssigkeit, die während einer Operation oder einer Punktion gewonnen wurde. 2. Während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung nachgewiesene Mediastinitis. 3. Eines der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Schmerzen im Brustkorb, instabiles Sternum und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Eitrige Sekretion aus dem mediastinalen Bereich. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut oder aus dem Sekret des mediastinalen Bereichs. 5 Bei radiologischer Untersuchung festgestellte Erweiterung des Mediastinums. Für Patienten ≤1 Jahr gelten für F1–F4 zusätzliche Definitionen.

11.11.7

Infektionen des zentralen Nervensystems

G1 – Intrakranielle Infektion Die intrakranielle Infektion (Gehirnabszess, subdurale oder epidurale Infektion und Enzephalitis) muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern aus Gehirngewebe oder Dura. 2. Abszess oder intrakranielle Infektion während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellt. 3. Zwei der folgenden Anzeichen, ohne andere erkennbare Ursache: Kopfschmerzen, Schwindel, Fieber (>38°C), lokalisierte neurologische Symptome, wechselnder Bewusstseinsgrad oder Verwirrung; und bei ante mortem gestellter Diagnose beginnt betreuender Arzt mit entsprechender (auf eine intrakranielle Infektion gerichtete) antimikrobieller Therapie; und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Mikroskopischer Nachweis von Mikroorganismen aus Hirngewebe oder Abszessmaterial. 5 Antigennachweis aus Blut oder Urin positiv. 5 Radiologischer Anhalt für eine Infektion. 5 Diagnostischer Einzelantikörpertiter (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) für den Krankheitserreger in wiederholten Serumproben.

G2 – Meningitis oder Ventrikulitis Sie müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern im Liquor. 2. Eines der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Kopfschmerzen, Nackensteifigkeit, Meningismus, Hirnnervensymptome oder Irritabilität und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Erhöhte Leukozytenzahl, erhöhter Proteingehalt und/oder verringerter Glukosegehalt in Liquor. 5 Mikroskopischer Nachweis von Mikroorganismen im Liquor. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Positiver Antigennachweis im Liquor, Blut oder Urin. 5 Diagnostischer Einzelantikörpertiter (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) in wiederholt entnommenen Serumproben für den betreffenden Krankheitserreger; und bei ante mortem gestellter Diagnose beginnt betreuender Arzt mit entsprechender (auf eine Meningitis oder Ventrikulitis gerichtete) antimikrobieller Therapie.

G3 – Spinalabszess ohne Meningitis Er muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern im Abszesseiter aus dem spinalen Epidural- oder Subduralraum.

135

11.11 · CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen

2. Abszess im spinalen Epidural- oder Subduralraum während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellt. 5 Eines der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Rückenschmerzen, lokale Empfindlichkeit, Radikulitis, Paraparese, Paraplegie; und bei ante mortem gestellter Diagnose beginnt betreuender Arzt mit entsprechender antimikrobieller Therapie; und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Radiologischer Nachweis eines spinalen Abszesses. Für Patienten <1 Jahr Lebensalter gelten für G1–G2 zusätzliche Definitionen.

11.11.8

Augen-, Hals-, Nasen-, Ohrenund Mundinfektionen

H3 – Otitis externa Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Kultureller Nachweis von Erregern im eitrigen Sekret des äußeren Gehörganges. 4 Eines der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Schmerz, Rötung oder Sekretion aus dem äußeren Gehörgang und mikroskopischer Nachweis von Erregern im eitrigen Sekret.

H4 – Otitis media Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Kultureller Nachweis von Erregern im Sekret des Mittelohrs, das durch Tympanozentese oder Operation entnommen wurde. 4 Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), schmerzhaftes Trommelfell, Retraktion, Entzündung oder verminderte Mobilität des Trommelfells oder Flüssigkeit hinter dem Trommelfell.

H1 – Konjunktivitis

H5 – Otitis interna

Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis eines Mikroorganismus aus dem eitrigen Exsudat, das aus Konjunktiva oder angrenzendem Gewebe entnommen wurde, z. B. Augenlid, Kornea, Meibom-Drüsen oder Tränendrüsen. 2. Schmerz oder Rötung der Konjunktiva oder des Augenbereichs und mindestens eines der folgenden Anzeichen: 5 Leukozytennachweis und mikroskopischer Nachweis von Mikroorganismen im Exsudat. 5 Eitriges Exsudat. 5 Antigennachweis aus Exsudat oder Abstrich der Konjunktiva. 5 Vielkernige Riesenzellen bei mikroskopischer Untersuchung des Konjunktivalexsudats oder des Abstrichs festgestellt. 5 Kultureller Virusnachweis im Konjunktivalexsudat. 5 Diagnostischer Einzelantikörpertiter (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) in wiederholten Serumproben für den betreffenden Krankheitserreger.

Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Kultureller Nachweis von Erregern aus dem intraoperativ entnommenen Untersuchungsmaterial des Innenohres 4 Diagnose des Arztes.

H2 – Sonstige Augeninfektionen Sie müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern aus der vorderen oder hinteren Kammer oder der Glaskörperflüssigkeit. 2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Augenschmerz, Sehstörung oder Hypopyon und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Diagnose des Arztes. 5 Positiver Antigennachweis im Blut. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut

H6 – Mastoiditis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern in dem eitrigen Sekret aus dem Processus mastoideus. 2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Schmerz, Berührungsempfindlichkeit, Rötung, Kopfschmerzen oder Fazialisparese und mindestens eines der folgenden: 5 Mikroskopischer Nachweis von Mikroorganismen im eitrigen Sekret aus dem Processus mastoideus. 5 Antigennachweis im Blut.

H7 – Mundrauminfektion Die Mundrauminfektion (Mund, Zunge oder Gaumen) muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern im eitrigen Sekret aus Gewebe oder der Mundhöhle. 2. Abszess oder sonstiger Nachweis einer Mundrauminfektion bei der Inspektion, während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellt. 3. Eines der folgenden Anzeichen: Abszess, Ulzeration oder erhabene weiße Flecke auf entzündeter Schleimhaut oder Belag auf der Mundschleimhaut und mindestens eines der folgenden: 5 Mikroskopischer Nachweis von Mikroorganismus. 5 Positives Kaliumhydroxyd-(KOH-)Präparat (Nachweis von Pilzen).

11

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II

Kapitel 11 · Surveillance

5 Vielkernige Riesenzellen bei mikroskopischer Untersuchung des Schleimhautabstrichs festgestellt. 5 Positiver Antigennachweis im entzündlichen Exsudat 5 Diagnostischer Einzelantikörpertiter (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) in wiederholten Serumproben für den Krankheitserreger. 5 Diagnose des Arztes und Behandlung mit einem topischen oder oralen Antimykotikum.

H8 – Sinusitis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern im eitrigen Sekret der Nasennebenhöhle. 2. Eines der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Schmerz oder Empfindlichkeit im Bereich der betroffenen Nebenhöhle, Kopfschmerzen, eitriges Exsudat oder Obstruktion der Nase und mindestens eines der folgenden: 5 Diaphanoskopie positiv. 5 Radiologischer Hinweis auf Infektion.

H9 – Infektionen der oberen Atemwege Diese Infektionen (Pharyngitis, Laryngitis, Epiglottitis) müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Rötung des Pharynx, Halsschmerzen, Husten, Heiserkeit oder eitriges Exsudat im Rachenraum und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Kultureller Nachweis von Erregern aus der betreffenden Region. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Antigennachweis im Blut oder Atemwegsekret. 5 Diagnostischer Einzelantikörper-Titer (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) in wiederholten Serumproben für den betreffenden Krankheitserreger. 5 Diagnose des Arztes. 2. Abszess bei der direkten Untersuchung, bei einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellt. Bei Patienten ≤1 Jahr Lebensalter gelten für H9 zusätzliche Definitionen.

11.11.9

Infektionen des Gastrointestinaltrakts

I1 – Gastroenteritis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Akutes Einsetzen von Diarrhö (flüssiger Stuhl über mehr als 12 h) mit oder ohne Erbrechen oder Fieber (>38°C); nicht infektiöse Ursache unwahrscheinlich.

2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Übelkeit, Erbrechen, Abdominalschmerz oder Kopfschmerz und mindestens eines der folgenden: 5 Kultureller Nachweis von enteropathogenen Mikroorganismen aus dem Stuhl oder Rektalabstrich. 5 Mikroskopischer Nachweis enteropathogener Mikroorganismen einschließlich Elektronenmikroskopie. 5 Antigennachweis von enteropathogenen Mikroorganismen im Stuhl. 5 Hinweis auf enteropathogene Erreger durch Toxinnachweis im Stuhl. 5 Diagnostischer Einzelantikörper-Titer (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) in wiederholten Serumproben für den Krankheitserreger.

I2 – Hepatitis Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Appetitlosigkeit, Übelkeit, Erbrechen, Abdominalschmerz, Ikterus oder eine Transfusion innerhalb der vorhergehenden 3 Monate, und mindestens eines der folgenden: 4 Antigen- oder Antikörpernachweis mit Spezifität für Hepatitis A, Hepatitis B, Hepatitis C, Hepatitis D oder Hepatitis E. 4 Laborchemischer Hinweis auf gestörte Leberfunktion (z. B. GOT/GPT und Bilirubin erhöht). 4 Zytomegalievirus-(CMV-)Nachweis im Urin oder oropharyngealen Sekret.

I3 – Gastrointestinaltrakt Die Infektionen des Gastrointestinaltrakts (Ösophagus, Magen, Dünndarm, Dickdarm und Rektum; ausgenommen Gastroenteritis und Appendizitis) müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Abszess oder anderer Hinweis auf Infektion während einer Operation oder durch histophathologische Untersuchung festgestellt. 2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache und mit der Infektion des betroffenen Organs oder Gewebes vereinbar: Fieber (>38°C), Übelkeit, Erbrechen, Abdominalschmerz oder Empfindlichkeit und mindestens eines der folgenden: 5 Kultureller Nachweis von Erregern aus dem intraoperativ oder endoskopisch gewonnenen Sekret oder Gewebe oder aus operativ angelegten Drainagen. 5 Mikroskopischer Nachweis von Erregern oder vielkernigen Zellen aus intraoperativ oder endoskopisch gewonnenem Sekret oder Gewebe oder aus einer operativ angelegten Drainage. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Radiologischer Anhalt für eine Infektion. 5 Pathologische (auf einer Infektion beruhende) Befunde bei endoskopischer Untersuchung (z. B. Ösophagitis oder Proktitis).

137

11.11 · CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen

I4 – Intraabdominale Infektion Die intraabdominale Infektion – einschließlich Infektionen der Gallenblase, Gallengänge, Leber (ausgenommen Virushepatitis), Milz, Pankreas, Peritoneum oder subphrenischer Raum oder sonstiges intraabdominales Gewebe oder nicht anderweitig angegebener Bereich – muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern aus intraoperativ oder durch Punktion gewonnenem eitrigen Material aus dem intraabdominalen Raum. 2. Abszess oder sonstiger Nachweis einer intraabdominalen Infektion während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellt. 3. Zwei der folgenden Anzeichen, ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Übelkeit, Erbrechen, Abdominalschmerz oder Ikterus und eines der folgenden: 5 Mikroskopischer Nachweis von Erregern aus intraoperativ oder durch Punktion gewonnenem Sekret oder Gewebe. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut und radiologischer Anhalt für eine Infektion. 5 Kulturelle Isolierung eines Mikroorganismus aus den Sekreten des chirurgisch angelegten Drainagesystems (z. B. geschlossenes Saugdrainagesystem, offenes Drain oder T-Drain)

11.11.10

Infektionen der Geschlechtsorgane

K1 – Endometritis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Kultureller Nachweis von Erregern von intraoperativ oder durch Punktion oder Bürstenabstrich gewonnener Flüssigkeit oder Gewebe des Endometriums. 4 Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Abdominalschmerz, Druckschmerz des Uterus oder eitrige Sekretion aus dem Uterus.

K2 – Infektion der Episiotomiestelle Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Eitrige Sekretion aus der Episiotomie. 4 Episiotomieabszess.

K3 – Infektion der Scheidenmanschette nach Hysterektomie Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Eitrige Sekretion der Scheidenmanschette. 4 Abszess der Scheidenmanschette. 4 Kultureller Nachweis von Erregern aus Gewebe oder Sekret der Scheidenmanschette. Die Infektion der Scheidenmanschette nach abdominaler Hysterektomie wird nur als K3 gewertet, wenn die Infektion später als 30 Tage nach OP auftritt; eine Infektion innerhalb von 30 Tagen nach OP gilt als Operationsgebietsinfektion.

K4 – Sonstige Infektionen der männlichen oder weiblichen Geschlechtsorgane (ohne Endometritis oder K2 oder K3) Diese Infektionen (Nebenhoden, Hoden, Penis, Prostata, Vagina, Ovarien, Uterus oder sonstiges tief liegendes Beckengewebe) müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern in Gewebe oder Sekret der betroffenen Region. 2. Während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellter Abszess oder sonstiges Anzeichen für eine Infektion. 3. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C), Übelkeit, Erbrechen, Schmerzen, Empfindlichkeit oder Dysurie und eines der folgenden: 5 kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Diagnose des Arztes.

11.11.11

Haut- und Weichteilinfektionen

L1 – Hautinfektion Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Eitrige Sekretion, Pusteln, Bläschen oder Furunkel. 2. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Schmerz oder Empfindlichkeit, lokalisierte Schwellung, Rötung oder Überwärmung der betroffenen Stelle, und eines der folgenden: 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Aspirat oder Sekret der betroffenen Region; falls der Mikroorganismus zur normalen Hautflora gehört, muss die Kultur eine Reinkultur einer einzigen Spezies sein. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Antigennachweis in befallenem Gewebe oder Blut positiv. 5 Mikroskopischer Nachweis von vielkernigen Riesenzellen im befallenen Gewebe. 5 Diagnostischer Einzelantikörpertiter (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) in wiederholten Serumproben für den betreffenden Krankheitserreger.

L2 – Infektionen des weichen Körpergewebes Diese Infektionen (nekrotisierende Fasziitis, infektiöse Gangrän, nekrotisierende Zellulitis, infektiöse Myositis, Lymphadenitis oder Lymphangitis) müssen einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Kultureller Nachweis von Erregern im Gewebe oder Sekret der betroffenen Stelle. 2. Eitrige Sekretion an der betroffenen Stelle. 3. Während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellter Abszess oder sonstiger Infektionsnachweis. 4. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache an der betroffenen Stelle: lokalisierter Schmerz

11

138

II

Kapitel 11 · Surveillance

oder Empfindlichkeit, Rötung, Schwellung oder Überwärmung, und eines der folgenden: 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Positiver Antigennachweis im Blut oder Urin. 5 Diagnostischer Einzelantikörpertiter (IgM) oder vierfacher Titeranstieg (IgG) in wiederholten Serumproben für den betreffenden Krankheitserreger.

4 Während einer Operation oder durch histopathologische Untersuchung festgestellter Brustdrüsenabszess oder sonstiger Infektionsnachweis. 4 Fieber (>38°C) und lokale Entzündung der Brustdrüse und Diagnose des Arztes.

11.11.12

L3 – Infektion eines Dekubitalulkus (einschließlich oberflächlicher und tiefliegender Infektionen): Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Rötung, Empfindlichkeit oder Schwellung der Wundränder und eines der folgenden: 4 Kultureller Nachweis von Erregern im sauber gewonnenen Untersuchungsmaterial (Nadelaspirat oder Biopsie vom Ulcusrand) 4 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut.

L4 – Infektion von Verbrennungswunden Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 1. Veränderung im Aussehen oder Charakter der Brandwunde und histopathologische Untersuchung einer Biopsie der Verbrennungswunde zeigt Invasion von Mikroorganismen in angrenzendes gesundes Gewebe. 2. Veränderung in Aussehen oder Charakter der Brandwunde und mindestens eines der folgenden: 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut ohne andere erkennbare Infektionsquelle. 5 Isolierung von Herpes-simplex-Virus, histologische Identifizierung durch Licht- oder Elektronenmikroskopie oder elektronenmikroskopischer Nachweis von Viruspartikeln in Biopsiematerial oder aus einem Abstrich von der Läsion. 3. Zwei der folgenden Anzeichen ohne andere erkennbare Ursache: Fieber (>38°C) oder Hypothermie (<36°C), Hypotension (systolischer Druck ≤90 mmHg), Oligurie (<20 ml/h), Hyperglykämie bei zuvor tolerierten Mengen von verabreichten Kohlenhydraten oder Verwirrtheit, und mindestens eines der folgenden Kriterien: 5 Histologische Untersuchung einer Biopsie der Verbrennungswunde zeigt Invasion von Mikroorganismen in angrenzendes gesundes Gewebe. 5 Kultureller Nachweis von Erregern im Blut. 5 Isolierung von Herpes-simplex-Virus, histologische Identifizierung durch Licht- oder Elektronenmikroskopie, oder elektronenmikroskopischer Nachweis von Viruspartikeln in Biopsieprobe oder aus einem Abstrich von der Läsion.

L5 – Brustdrüsenabszess oder Mastitis Sie muss einem der folgenden Kriterien entsprechen: 4 Kultureller Nachweis von Erregern in betroffenem Brustgewebe oder aus Flüssigkeit, die durch Inzision und Drainage oder Punktion entnommen wurde.

Systemische Infektionen

M1 – Systemische Infektion

Infektion, die mehrere Organe oder Organsysteme einbezieht, ohne einen offensichtlichen einzigen Infektionsherd. Diese Arten der Infektion sind gewöhnlich viralen Ursprungs und lassen sich normalerweise durch klinische Kriterien allein identifizieren (z. B. Masern, Mumps, Röteln und Windpocken); sie treten nicht sehr häufig als nosokomiale Infektionen auf.

Literatur Ascioglu S, Rex J, de Pauw B et al. (2002) Defining opprtunistic invasive fungal infections in immunocompromised patients with cancer and hematopoietic stem cell transplants: An international consensus. Clin Infect Dis 34: 7–14 Dettenkofer M, Ebner W, Bertz H, Babikir R, Finke J, Frank U, Rüden H, Daschner F (2003) Surveillance of nosocomial infections in adult recipients of allogeneic and autologous bone marrow and preipheral blood stem-cell transplantation. Bone Marrow Transplant 31: 795–801 Eickhoff TC, Brachmann PS, Bennett JV, Brown J (1969) Surveillance of nosocomial infection in community hospitals. I. Surveillance methods, effectiveness, and initial results. J Inf Dis 120: 305–317 Emori TG, Culver DH, Horan TC et al. (1991) National Nosocomial Infection Surveillance System (NNIS): Description of surveillance methodology. Am J Infect Control 19: 19–35 Garner JS, Emori WR, Horan TC, Hughes JM (1988) CDC definitions for nosocomial infections. Am J Infect Control 16: 128–140 Gastmeier P, Bräuer H, Schumacher M, Daschner F, Rüden H (1999) How many noscomial infections are missed if identification is restricted to patients with microbiology reports or antibiotic administration? Infect Control Hosp Epidemiol 20: 124–127 Gastmeier P, Geffers C, Rüden H, Daschner F, Hansis M, Kalbe P, Schweins M, Mielke M, Nassauer A (2003) Erläuterungen zu den Empfehlungen der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention zur Surveillance von postoperativen Wundinfektionen in Einrichtungen für das ambulante Operieren. Bundesgesundheitsbl 46: 765–69 Gastmeier P, Geffers C, Schwab F, Fitzner J, Obladen M, Rüden H (2004) Development of a surveillance system for nosocomial infections: The component for neonatal intensive care units in Germany as an example. J Hosp Infect 57: 126–131 Harbarth S, Sax H, Gastmeier P (2003) What proportion of nosocomial infections is preventable? A tentative evaluation of published reports. J Hosp Infect 54: 258–66 Horan T, Gaynes R (2004) Surveillance of nosocomial infections. In: Mayhall C (ed) Hospital epidemiology and infection control. Lippincott Williams & Wilkins, Atlanta, pp 1659–89 Horan TC, Gaynes RP, Martone WJ, Jarvis WR, Emori TG (1992) CDC definitions of surgical site infections: a modification of CDC definitions of surgical wound infections. Infect Control Hosp Epidemiol 13: 606–608

139 Literatur

Langmuir AD (1963) The surveillance of communicable diseases of national importance. New Engl J Med 268: 182–192 Lemmen S, Zolldann D, Gastmeier P, Lütticken R (2001) Implementing and evaluating a rotating surveillance system and infection control guidelines in 4 intensive care units. Am J Infect Control 29: 89–93 Mitteilung (2001) Mitteilung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention zur Surveillance (Erfassung und Bewertung) von nosokomialen Infektionen (Umsetzung von § 23 IfSG. Bundesgesundhbl 44: 523-536 Poulsen KB, Meyer M (1996) Infection registration underestimates the risk of surgical wound infections. J Hosp Infect: 207-216 Wenzel RP (1995) The economics of nosocomial infections. J Hosp Infect 31: 79-87 Zuschneid I, Schwab F, Geffers C, Rüden H, Gastmeier P (2003) Reduction of central venous catheter associated bloodstream infection through surveilance. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 501-505

11

140

1

Kapitel 1 · Was ist Psychotherapie, was ist Gesprächspsychotherapie?

12 Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten M. Scherrer, M. Bauer, C. Zinn 12.1 Umsetzung der RKI-Empfehlung »Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten« und Qualitätsmanagement – 141 12.1.1 Risikobewertung und Klassifikation 12.1.2 Festlegung der Aufbereitungsverfahren – 141 12.1.3 Funktionelle Sicherheit – 142 12.1.4 Qualifikation des Personals – 142

– 141

12.2 Wiederaufbereitung von Einwegprodukten – 143 12.3 Sterilisation und Desinfektion – 143 12.3.1 Sterilisation – 143 12.3.2 Desinfektion – 150

12.5 Organisation der Aufbereitungsabteilung – 155 12.5.1 Anlieferungszone für kontaminiertes Material – 155 12.5.2 Dekontamination – 155 12.5.3 Funktionsprüfung, Sortieren, Verpackungsarten – 156 12.5.4 Sterilgutlager – 156

12.6 Medizinprodukteaufbereitung bei Creutzfeldt-Jakob-Krankheit – 158 12.6.1 12.6.2 12.6.3 12.6.4

Wissenswertes in Stichworten – 158 Aufbereitung von Medizinprodukten – 159 Maßnahmen nach Exposition – 159 Fazit – 160

Literatur – 160 12.4 Allgemeine organisatorische Voraussetzungen in einer Sterilisationsabteilung – 153 12.4.1 12.4.2 12.4.3 12.4.4

Personal – 153 Reinigung und Desinfektion – 154 Besucher – 155 Raumlufttechnische Anlage – 155

141

12.1 · Umsetzung der RKI-Empfehlung

Die Aufbereitung, d. h. Reinigung, Desinfektion und Sterilisation von Gegenständen, die aus diagnostischen oder therapeutischen Gründen zur Versorgung der Patienten eingesetzt werden, hat bei der Prävention nosokomialer Infektionen eine ganz besondere Bedeutung. Eine Abteilung zur zentralen Aufbereitung kann dabei durch organisatorische Maßnahmen und maschinelle Voraussetzungen ein hohes Maß an standardisierter Versorgung gewährleisten. Durch die Medizinproduktebetreiberverordnung wurde dieser wichtigen Einrichtung ein besonderer Stellenwert eingeräumt. Im Vergleich zu dezentralen, meist nur schwer überschaubaren Substerilisationseinheiten liegen die Vorteile einer zentralen Einrichtung vor allem in der erheblichen Arbeitsentlastung des Personals in den einzelnen Verbrauchsstellen (Stationen, Funktionsbereiche), der größeren Sicherheit von Desinfektion und Sterilisation durch bessere Kontrolle der Abläufe, der optimalen Auslastung der Geräte sowie in der geringeren Lagerhaltung. Im Regelfall ist die zentrale Aufbereitung für die zuverlässige Bereithaltung von sterilisiertem bzw. desinfiziertem Material, deren Verteilung auf die einzelnen Verbrauchsstellen sowie für Wartung, Reparatur, Lagerhaltung und Ersatzbeschaffung der dort bereitgestellten Materialien zuständig. Nicht nur neue gesetzliche Vorgaben verändern die Medizinprodukteaufbereitung, auch das Auftauchen von Krankheiten bzw. Erregern wie vCJK oder BSE stellt neue Anforderungen an eine sichere Patientenversorgung.

12.1

Umsetzung der RKI-Empfehlung »Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten« und Qualitätsmanagement

Im Rahmen der Umsetzung der europäischen Medizinprodukterichtlinie und der Novellierung der Medizinproduktebetreiberverordnung ergab sich auch die Notwendigkeit, die nicht mehr aktuelle Empfehlung zur Medizinprodukteaufbereitung des RKI zu überarbeiten. Das Resultat ist die gemeinsame Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert KochInstitut und des Bundesinstituts für Arzneimittel und Medizinprodukte (BfArM) »Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten« (RKI-Kommission 2001). Diese Empfehlung ist in die Novellierung der Medizinproduktebetreiberverordnung eingeflossen und hat damit einen verbindlichen Charakter erreicht. Da die Formulierung in der Medizinproduktebetreiberverordnung nur vermuten lässt, dass eine ordnungsgemäße Aufbereitung bei Einhaltung der RKI-Empfehlung erfolgt ist,

kann auch bei Abweichung von dieser Empfehlung noch eine ordnungsgemäße Aufbereitung vorliegen. Dabei sollte allerdings bei den abweichenden Methoden eine gleiche Sicherheit gegeben sein und die Abweichung sollte stichhaltig begründet werden. Um die RKI-Empfehlung zu erfüllen, bedarf es verschiedener Schritte, die am Ende ein Qualitätsmanagementsystem darstellen.

12.1.1

Risikobewertung und Klassifikation

Der erste Schritt der Aufbereitung ist die Risikobewertung, die Einteilung von Medizinprodukten in Risikoklassen. Der gedankliche Hintergrund dieser Risikobewertung und Einstufung ist, dass die Qualität der Aufbereitung zwar bei allen Medizinprodukten gleich sein sollte, die Ansprüche für die Qualitätssicherung und Dokumentation allerdings dem tatsächlichen Risiko durch das Medizinprodukt entsprechen muss (. Tab. 12.1). Das Robert Koch-Institut fordert bei Medizinprodukten, die mit Kritisch B, d h. mit erhöhten Anforderungen an die Aufbereitung, eingestuft wurden, dass diese Instrumente nur von Mitarbeitern, die eine Ausbildung zum Sterilgutassistenten durchlaufen haben, aufbereitet werden dürfen. In jedem Fall sollten diese Instrumente maschinell aufbereitet und dampfsterilisiert werden. Sollten sie nicht dampfsterilisierbar sein, so handelt es um Instrumente der Gruppe Kritisch C. Einrichtungen, die Medizinprodukte dieser Risikoklasse oder für externe Einrichtungen aufbereiten, sollten ein zertifiziertes Qualitätsmanagementsystem besitzen. Für die Risikobewertung gibt es aufgrund der Komplexizität der Durchführung neben den Erklärungen in der RKI-Richtline zusätzlich Bewertungshilfen. Diese reichen von Flussdiagrammen, wie sie z. B. von der Deutschen Gesellschaft für Sterilgutversorgung (DGSV) angeboten werden, bis hin zu kompletten zeitsparenden EDV-Lösungen, wie z. B. das »BZH RiskMed Programm« (Beratungszentrum für Hygiene GmbH, Freiburg).

12.1.2

Festlegung der Aufbereitungsverfahren

Als nächster Schritt müssen die Aufbereitungsverfahren, produkt- bzw. produktgruppenspezifisch festgelegt werden. »Wie wird was im Haus aufbereitet?« Dazu sollte zunächst die Herstellerangaben beachtet werden. Der Anwender ist verpflichtet, die Herstellerangaben einzuholen und diese in die Risikobewertung, die Festlegung und in die Dokumentation des Aufbereitungsprozesses einfließen zu lassen. Dies hat den Zweck, die hersteller- und produktspezifischen Empfehlungen zur Aufbereitung zu berücksichtigen. Bei Einhaltung dieser Empfeh-

12

142

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

. Tab. 12.1. Risikoklassifikation von Medizinprodukten

II

Risikoklasse

Definition

Beispiele

Unkritische Medizinprodukte

Medizinprodukte, die lediglich mit intakter Haut in Berührung kommen

Stethoskop Blutdruckmanschette Beatmungsmaske EKG-Elektroden

Semikritische Medizinprodukte

Medizinprodukte, die mit Schleimhaut oder krankhaft veränderter Haut in Berührung kommen

Kritische Medizinprodukte

Gruppe A

Aufbereitung ohne besondere Anforderungen möglich

HNO-Mundspatel Spekulum

Gruppe B

Erhöhte Anforderungen an die Aufbereitung: 5 Effektivität der Reinigung nicht unmittelbar beurteilbar (z. B. lange, enge Lumen, Hohlräume) 5 Sicherheit beeinflussende Effekte nicht ausschließbar (z. B. knickempfindlich, empfindliche Oberflächen) 5 Anzahl der Anwendungen oder Aufbereitungszyklen durch den Hersteller begrenzt

Endoskope Larynxmaske Tubus Guedel-Tubus

Medizinprodukte zur Anwendung von Blut, Blutprodukten und anderen sterilen Arzneimitteln und Medizinprodukte, die die Haut oder Schleimhaut durchdringen und dabei Kontakt mit Blut, inneren Geweben oder Organen kommen, einschließlich Wunden Gruppe A

Aufbereitung ohne besondere Anforderungen möglich

Wundhaken Chirurgische Pinzette Chirurgische Schere Skalpellgriffe

Gruppe B

Erhöhte Anforderungen an die Aufbereitung: 5 Effektivität der Reinigung nicht unmittelbar beurteilbar (z. B. lange, enge Lumen, Hohlräume) 5 Sicherheit beeinflussende Effekte nicht ausschließbar (z. B. knickempfindlich, empfindliche Oberflächen) 5 Anzahl der Anwendungen oder Aufbereitungszyklen durch den Hersteller begrenzt

Phakohandstücke Trokare Endoskopzangen

Gruppe C

Besonders hohe Anforderungen an die Aufbereitung (Gruppe B und thermolabil)

Herzkatheter

lungen bleibt die Produkthaftung beim jeweiligen Hersteller und geht nicht auf den Aufbereiter über. Man sollte davon ausgehen, dass der Hersteller sein Produkt am besten kennt und deswegen am ehesten geeignete Aufbereitungsempfehlungen geben kann. Diesbezüglich ist in der Medizinproduktebetreiberverordnung festgelegt, dass alle Hersteller von Medizinprodukten verpflichtet sind, diese Empfehlungen zur Aufbereitung den Anwendern zur Verfügung zu stellen. Inzwischen gibt es dazu auch eine Norm (DIN EN ISO 17664), in der festgelegt ist, welche Informationen in welcher Form zur Verfügung gestellt werden sollen. Zusätzlich ist vom Anwender darauf zu achten, dass nicht nur die Empfehlungen vorliegen, sondern dass sie auch tatsächlich durchführbar sind und durchgeführt werden. Weicht der Aufbereiter in wesentlichen Punkten von den Herstellerempfehlungen ab, so übernimmt er die Produkthaftung. Es kann allerdings sinnvoll sein, die Empfehlungen an die hausinternen Gegebenheiten anzupassen.

12.1.3

Funktionelle Sicherheit

Als nächster wichtiger Punkt muss die Prüfung der funktionellen technischen Sicherheit festgelegt und dokumentiert werden. Als Vorgehensweise kann man sich dabei am HACCP-Konzept (»hazard analysis critical control points«) orientieren. Dabei wird das Medizinprodukt oder die Medizinproduktgruppe entlang des Nutzungs- und Aufbereitungszyklus verfolgt und für jeden Schritt überlegt, ob dabei kritische Ereignisse geschehen, die die funktionelle Sicherheit beeinflussen können. Das kritische Ereignis muss entweder beseitigt oder, falls das nicht möglich ist, überwacht werden. Dieser Prozess und die Überprüfung der Sauberkeit bzw. der Erfolg der Reinigung und Vorreinigung muss dokumentiert werden.

12.1.4

Qualifikation des Personals

Bezüglich des Personals ist zu empfehlen, Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die Medizinprodukte aufbereiten, weiter zu qualifizieren. Dabei können Sterilgutassistentenkurse

143

12.3 · Sterilisation und Desinfektion

mit der Fachkunde I bis III besucht werden. Laut Empfehlungen der DGSV und der Freien Hansestadt Hamburg ist es sinnvoll, Leitungen von Sterilisationsabteilungen die Fachkunde III besuchen zu lassen. Da es sich bei Mitarbeitern von Sterilisationsabteilungen oft um angelerntes Personal handelt, sollte eine ausreichende Anzahl den Fachkundekurs I absolviert haben. Im Gegensatz dazu genügt bei ausgebildetem Personal (z. B. examiniertes Pflegepersonal, Arzthelferinnen) besonders im ambulanten Bereich und in Praxen der Erwerb der Sachkunde, die je nach Ausbildungsstand der Mitarbeiter in 2- oder 5-tägigen Kursen erworben werden kann. Natürlich gelten auch in diesen Bereichen die Medizinproduktebetreiberverordnung und die RKI-Empfehlung (DGKH 2003).

12.2

Wiederaufbereitung von Einwegprodukten

In Deutschland ist die Wiederaufbereitung von Einwegmedizinprodukten nicht verboten. Auch die Novellierung der Medizinproduktebetreiberverordnung hat hier keine neue rechtliche Stellung erbracht. In der gemeinsamen Empfehlung des Robert Koch-Instituts und des Bundesinstituts für Arzneimittel und Medizinprodukte »Anforderungen der Hygiene an die Aufbereitung von Medizinprodukten« werden keine Unterschiede mehr zwischen Einweg- oder Mehrwegprodukten gemacht (RKI-Kommission 2001). Entscheidend für die ordnungsgemäße Aufbereitung ist die Qualität des aufbereiteten Produkts. Diese muss in allen sicherheitsrelevanten Aspekten gewährleistet sein, unabhängig davon, ob es sich um ein Mehrwegprodukt oder um ein wiederaufbereitetes Einwegprodukt handelt. Die vorzunehmende Risikoklassifikation der Medizinprodukte (7 12.1.1) dient allerdings auch dazu, den Qualitätsanspruch in dieser Hinsicht zu differenzieren. Einfache Einwegmedizinprodukte können durchaus auch im Krankenhaus selbst aufbereitet werden, aber zumindest bei den kritischen Einwegmedizinprodukten der Klasse C sollte eine interne Aufbereitung gründlich überdacht werden. Hier ist es unter Umständen besser und weniger riskant, externe Aufbereitungsdienstleister zu beauftragen (Daschner et al. 2006). Selbstverständlich geht die Haftung für das aufbereitete Produkt auf denjenigen über, der aufbereitet hat. Das kann entweder das eigene Krankenhaus oder aber der externe Dienstleister sein. Dabei sollte allerdings auch berücksichtigt werden, dass auf jeden Fall der Anwender eine rechtliche Verantwortung für den ordnungsgemäßen funktionellen und hygienischen Zustand des Produkts trägt. Dies gilt sowohl bei der Anwendung von wieder aufbereiteten Einwegprodukten als auch bei der Anwendung von Mehrwegprodukten. Da bei ordnungsgemäßer Aufbereitung z. B. entsprechend der RKI-Empfehlung kein Unterschied zwischen Einwegprodukten und wiederaufbereiteten Produk-

ten hinsichtlich des Patientenrisikos besteht, entfällt auch die Aufklärung der Patienten (Daschner u. Rüden 1999b). In aller Regel ist die Wiederaufbereitung von Einwegprodukten ökonomisch günstiger als die einmalige Verwendung. Nur in den unteren Preisklassen muss konkret der Aufbereitungsaufwand kalkuliert werden, um abschätzen zu können, ob eine Wiederaufbereitung wirtschaftlich lohnend ist. Bei Produkten der Preisklasse zwischen 35 und 50 € hängt es vom Aufwand ab, ob sich eine Wiederaufbereitung lohnt. Bei höherklassigen Produkten über 100 € lohnt sich die Wiederaufbereitung in jedem Fall. Bei der Beauftragung eines externen Dienstleisters sind mit Kosteneinsparungen zwischen 40 und 60 % für das Krankenhaus zu rechnen. Aber auch bei einfacheren Produkten ist eine Kosteneinsparung möglich (Heuer 2004). Beispiel Als Beispiel soll hierbei die Wiederaufbereitung von Spritzen zur Sondenernährung dienen. Eine solche Spritze kostet im Einkauf ca. 1,50 €. Nach unserer Analyse kostet die Aufbereitung einer solchen Spritze unter Einbeziehung aller Kosten ca. 8 Cent. Pro Anwendung sind hier also Einsparungen von 1,40 € möglich. Am Beispiel einer unserer Intensivstationen können auch die jährlichen Einsparungen deutlich gemacht werden. Die Intensivstation hat einen jährlichen Bedarf von ca. 15.000 Sondenkostspritzen. Die Erfahrung hat gezeigt, dass eine solche Spritze ca. 5-mal aufbereitet werden kann, womit jährlich nur noch 3000 Spritzen eingekauft werden müssen. Dies bedeutet für diese Intensivstation eine Einsparung von über 15.000 € pro Jahr (Adler et al. 2002).

12.3

Sterilisation und Desinfektion

Infektionserreger bestehen vorwiegend aus Wasser, Eiweiß und Nukleinsäuren. Zur Desinfektion und Sterilisation werden daher solche Methoden eingesetzt, die die Zellstrukturen zerstören. Das Wirkungsprinzip kann physikalischer oder chemischer Natur sein oder auch eine Kombination beider Maßnahmen. Der Erfolg der Methode ist von mehreren Faktoren abhängig: von der Höhe der Ausgangskeimzahl, der Aktivität der physikalischen oder chemischen Einwirkung und deren Dauer. Je höher die Ausgangskeimzahl, umso größer ist die Gefahr, dass Sterilisation und Desinfektion unwirksam bleiben. Eine sorgfältige Vorreinigung ist deshalb für den Erfolg dieser Maßnahmen von ausschlaggebender Bedeutung. Auch bei der besten Sterilisationsmethode ist statistisch noch mit einer Kontaminationswahrscheinlichkeit von 1:1.000.000 sterilisierten Einheiten zu rechnen.

12.3.1

Sterilisation

Für jedes Sterilisationsverfahren gilt der Grundsatz, dass das Sterilisiergut vor der Sterilisation gründlich gereinigt

12

144

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

II

. Abb. 12.1. Programmablauf bei der Dampfsterilisation

werden muss, da z. B. Eiweißreste oder Salzkristalle als Schutzhülle für Mikroorganismen dienen können und deren Abtötung erschweren. Außerdem müssen die Materialien trocken sein.

Sterilisation mit feuchter Hitze (Dampfsterilisation) Die Sterilisation mit Wasserdampf ist das wichtigste Sterilisationsverfahren. In Dampfsterilisatoren wird gesättigter, gespannter Wasserdampf von in der Regel 121°C (2,05 bar, Abtötungszeit 15–20 min) oder 134°C (3,04 bar, Abtötungszeit 5 min) verwendet. Der Dampfsterilisator arbeitet mit gesättigtem, gespanntem Wasserdampf, der auf die genannten Temperaturen erhitzt wird. Seine Wirkung am Sterilisiergut entfaltet er durch Freisetzung von Energie bei der Kondensation zu Wasser. Das Verfahren ist jedoch nur dann erfolgreich, wenn alle Parameter erfüllt sind (vollständige Luftentfernung, gesättigter, gespannter Wasserdampf, ausreichende Temperatur und Einwirkungszeit). Die Betriebszeit des Dampfsterilisators setzt sich aus folgenden Zeiten zusammen: 4 In der Anheizzeit wird im Sterilisationsdruckbehälter die notwendige Betriebstemperatur erreicht. 4 Nach der Anheizzeit erfolgt die Ausgleichzeit, in der die Sterilisiertemperatur überall im Apparat und auch im Sterilisiergut erreicht wird. Sie ist in ihrer Länge abhängig vom Vorhandensein von Luft. Da Luft ein schlechter Wärmeleiter ist, wird diese mit Vakuumpumpen (fraktioniertes Vakuum) zuvor möglichst vollständig aus der Sterilisierkammer und dem Sterilisiergut abgesaugt.

4 Anschließend beginnt die Sterilisierzeit, an die sich die Abkühlzeit anschließt. Die einzelnen Phasen sind in . Abb. 12.1 schematisch dargestellt. Die sog. Blitzsterilisation sollte nur noch Anwendung finden, wenn durch das nicht zur Verfügung stehende Medizinprodukt die Operation oder Untersuchung des Patienten in einer gesundheitsgefährdenden Weise verzögert wird. Die Blitzsterilisation ist kein Routineverfahren, da üblicherweise hierbei ohne Verpackung und ohne Vorvakuumphasen sterilisiert wird. Notfallmäßig kann hierbei eine Keimzahlreduktion erreicht werden. Die Überprüfung der Blitzsterilisatoren erfolgt im gleichen Turnus wie die der Dampfsterilisatoren durch eine mit Instrumenten beladene Siebschale, in der 3 Sporenpäckchen verteilt sind.

Fehler bei der Sterilisation im Dampfsterilisator 5 Durch ungenügende Vorreinigung des Sterilisiergutes wird die Keimzahl nicht genügend reduziert; durch Schleim-, Blut und Serumreste, besonders in englumigen Schläuchen, werden Mikroorganismen eingehüllt und entziehen sich so dem sterilisierenden Wasserdampf. 5 Bei der Verwendung von zu porösem Material (Wäsche z. B., die sehr häufig sterilisiert worden ist, wird porös) wird der kondensierende Wasserdampf nicht aufgesogen und es bildet sich Wasser. Dabei wird aber nicht die Temperatur erreicht, die zur Sterilisation notwendig ist, sodass die Materialien nicht steril werden. 6

145

12.3 · Sterilisation und Desinfektion

5 Auch bei der Sterilisation von Metallgegenständen, besonders Instrumenten, kann sich Kondenswasser bilden (vor allem, wenn das Gewicht pro Sieb ca. 8 kg übersteigt). 5 Die Verpackung des Sterilisiergutes ist fehlerhaft. Sie muss so gewählt werden, dass die Luft entweichen und der Dampf eindringen kann (z. B. Sterilisationspapier mit wasserdampf- und luftdurchlässiger Polyamidfolie). 5 Es werden Behälter verwendet, die das Eindringen des Dampfes erschweren oder unmöglich machen (z. B. Büchsen). Container müssen einen perforierten Deckel bzw. Boden haben, und die Filter müssen regelmäßig gewechselt werden (Gefahr der Verfilzung, die das Eindringen des Dampfes erschwert). Heute werden daher meist Einwegfilter benutzt. 5 Die Sterilisationscontainer werden zu dicht beschickt, sodass der Dampf nicht alle Stellen erreichen kann. In Wäschecontainern muss man eine flache Hand zwischen die Tücher einschieben können. 5 Die Innenwände des Apparates werden vom Sterilisiergut berührt, sodass die Verpackung festkleben kann und beim Leeren der Kammer beschädigt wird.

Überprüfung von Dampfsterilisatoren Vakuumtestprogramm Es handelt sich hierbei um eine Einrichtung zur Prüfung der Sterilisierkammer auf Dichtigkeit. Eine Komponente für den Sterilisationserfolg ist die Dichtigkeitskontrolle der Kammer, weil die Luft aus der Sterilisierkammer entfernt werden muss, da sich sonst »Luftnester« bilden, in denen die Sterilisiertemperatur nicht erreicht wird. Dieser Test muss monatlich durchgeführt werden.

Dampfdurchdringungstest Dieser Test dient dazu festzustellen, dass der Dampf das gesamte Sterilgut durchdringen kann und damit eine Voraussetzung für den Sterilisationserfolg gegeben ist. Moderne Dampfsterilisatoren besitzen ein spezielles Programm für den sog. Bowie-Dick-Test. Ältere Geräte sollen nach Möglichkeit entsprechend umgerüstet werden. Die Haltezeit von 3,5 min bei einer Temperatur von 134°C soll eingehalten werden, da bei längerer Haltezeit der Indikator fälschlicherweise umschlagen kann. Mittlerweile gibt es auch Testsysteme, die für das Standardprogramm mit 134°C und 5 min Haltezeit entwickelt wurden. Andere Sterilisationsprogramme können mit dem Bowie-Dick-Test nicht geprüft werden.

Mögliche Ursachen bei mangelhaftem Testergebnis können beispielsweise eine ungenügende Dampfqualität oder eine undichte Sterilisierkammer sein. Der Test wird einmal täglich vor Inbetriebnahme in betriebswarmen Zustand nach der Leersterilisation durchgeführt. Beim sog. Bowie-Dick-Simulationstest verwendet man einen Prüfkörper aus Metall mit Teflonschlauch, der den Widerstand des Wäschepakets simuliert. Im Inneren des Prüfkörpers wird der Indikator eingelegt. Dieser schmale Streifen kann anschließend übersichtlich in ein Dokumentationsblatt geklebt werden. In der Praxis hat sich gezeigt, dass mit diesem Test schon geringste Undichtigkeiten der Sterilisierkammer durch ein unzureichendes Testergebnis angezeigt werden. Ist das Bowie-Dick-Testprogramm nicht vorhanden, kann eine Anpassung des Prüfkörpers notwendig sein.

Indikatoren Um nachzuweisen, dass Sterilgut einem Sterilisationsprozess unterzogen worden ist, werden verschiedene Indikatoren verwendet, deren positive Reaktion aber nicht unbedingt eine Aussage darüber macht, ob die in der Verpackung enthaltenen Gegenstände auch tatsächlich steril sind.

Prozess- oder Behandlungsindikatoren Sie ermöglichen die Unterscheidung zwischen sterilisiertem und nicht sterilisiertem Gut durch einen Farbumschlag. Behandlungsindikatoren dienen der Objektkontrolle und können deshalb nur eine Verwechslung mit noch nicht sterilisiertem Gut verhindern. Sterilisierverpackungen sind in der Regel mit einem Indikator versehen, sodass ein zusätzlicher Streifen oder ein Band nicht notwendig ist. Es gibt verschiedene Varianten: 4 Beim Indikatorband (externes Klebeband für Verpackungen) ist schon bei Entnahme des Sterilguts aus der Kammer sichtbar, dass das Sterilgut dem Verfahren ausgesetzt war. 4 Für Container können spezielle Etiketten verwendet werden, die zusätzlich noch andere Parameter für die Dokumentation enthalten.

Chemische Sterilisationsindikatoren zur Chargenkontrolle Eine Alternative zu den herkömmlichen Systemen sind Testprüfkörper, die schwer zu sterilisierende Bedingungen simulieren. In diese wieder verwendbaren Simulationsprüfkörper werden Farbkontrollindikatoren eingebracht, die eine »In-line-Sterilisationskontrolle« pro Charge ermöglichen. Das Ergebnis kann sofort abgelesen werden, die Einzelkontrolle jeder Verpackungseinheit kann somit entfallen. Der Indikator selbst wird als Nachweis für die Sterilisationskontrolle im Sterilisationsprotokoll abgeheftet.

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Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

Diese Indikatoren zeigen in der Regel nur Reaktionen, wenn eine geeignete Kombination aus Wasserdampf und Temperatur über eine gewisse Zeit einwirkt.

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Validierung von Dampfsterilisationsprozessen Durch Einführung neuer Techniken und den vermehrten Einsatz von Qualitätsmanagementsystemen haben sich auch einige der einschlägigen Normen zur Überprüfung von Sterilisationsprozessen dahingehend verändert, dass physikalische Methoden zur so genannten Validierung durchgeführt werden sollen. Unter Validierung versteht man den Nachweis, dass ein Verfahren die Parameter erfüllt, die es erfüllen soll. Grundsätzlich kann man zwischen verschiedenen Methoden der Validierung unterscheiden (Underwood 1999): 1. Sterilitätstest: Überprüfung von sterilisierten Produkten oder Materialien, um die Anwesenheit von Mikroorganismen zu entdecken (vor allem in der pharmazeutischen und Medizinprodukteindustrie). 2. Challengetest: Überprüfung durch Kontamination von Produkten mit hitzeresistenten Mikroorganismen durch Ermittlung der Absterberate (vor allem in der Nahrungsmittelindustrie). 3. Bioindikatorentest: Überprüfung mit Bioindikatoren (z. B. Sporenpäckchen) auf die Überlebensfähigkeit von Mikroorganismen nach der Sterilisation. 4. Physikalischer Test: Überprüfen mit Thermoelementen auf die Einhaltung der Temperatur-Zeit-Abhängigkeit. 5. Chemischer Test: Überprüfung mit Chemoindikatoren auf die Einhaltung der Temperatur-Zeit-Abhängigkeit. Die frühere Methode zur Überprüfung von Sterilisationsprozessen mittels Sporenpäckchen in Wäschepaketen (zusammengefasst kann man das als Bioindikator verstehen) ist ebenfalls als Methode zur Validierung anzusehen wie die in den geltenden Normen definierte Überprüfung mittels Aufzeichnung physikalischer Parameter. Der Vorteil der mikrobiologischen Methode ist dabei, dass sie altbewährt von den Krankenhäusern selbst durchgeführt werden kann und zudem auf jeden Fall kostengünstiger ist als die physikalische Validierungsmethode (Daschner u. Rüden 1999a; Scherrer 2002). Um die physikalische Methode durchführen zu können, braucht man in aller Regel einen externen Dienstleister, da sich für die meisten Krankenhäuser der Aufwand zur Beschaffung der entsprechenden Aufzeichnungsgeräte nicht lohnt. Je nach Technik ist dazu weiterhin eine mehr oder weniger aufwendige Vorbereitung des Sterilisators mit Installation der Aufzeichnungsgeräte verbunden. Der Vorteil der physikalischen Methode ist dabei allerdings, dass das Ergebnis der Validierung sofort vorliegt, während es bei der mikrobiologischen Überprüfung 7–10 Tage dauert, bis das Ergebnis bekannt ist.

> Die Methode der mikrobiologischen Validierung hat sich in der Vergangenheit bewährt und stellt selbst nach DIN bzw. Herstellerempfehlungen derzeit noch die Methode der Wahl für sämtliche Sterilisationsverfahren für thermolabile Materialien dar. Deswegen sollte von dieser Methode nicht unbedingt abgewichen werden, allenfalls eine Modifikation ist angebracht.

Im Folgenden wird die Methode beschrieben, mit der am Universitätsklinikum Freiburg Dampfsterilisatoren validiert werden.

Mikrobiologische Überprüfung Die Überprüfung erfolgt mit Bioindikatoren; als Testsporen werden Bacillus subtilis und Bacillus stearothermophilus verwendet. Die Kontrolle erfolgt nach Aufstellung als regelmäßige periodische Prüfung (alle 400 Chargen bzw. alle 6 Monate) oder als außerordentliche Prüfung, wenn z. B. ein Sterilisationsprogramm durch den Hersteller grundsätzlich geändert wurde, oder nach Reparaturen bzw. bei Zweifeln an der Wirksamkeit des Apparats. Als Sterilisiergut dient ein genormtes Wäschepaket (ca. 6 kg hochkant in einem Sterilisierbehälter 30×30×60 cm), in dem 5 Bioindikatoren gleichmäßig verteilt werden. Die Platzierung der Sterilisierbehälter erfolgt möglichst in unteren Türbereich der Sterilisierkammer. Die Anzahl der eingelegten Wäschepakete bzw. Bioindikatoren ist von der Kammergröße und der Prüfbeladung abhängig: 4 bis 4 StE (Sterilisationseinheiten) Fassungsvermögen: 1 Sterilisierbehälter mit 5 Bioindikatoren, 4 6–9 StE Fassungsvermögen: 2 Sterilisierbehälter mit je 5 Bioindikatoren, 4 bei 12 StE Fassungsvermögen: 3 Sterilisierbehälter mit je 5 Bioindikatoren. Die Angaben über die Prüfbedingungen (erreichter Betriebsüberdruck, erreichtes Vakuum, Sterilisiertemperatur, Sterilisierzeit) müssen dokumentiert werden. Dies kann durch eine Chargedokumentation mittels Aufzeichnungsgeräten (Schreiber) erfolgen oder, falls diese nicht vorhanden sind, durch Dokumentation per Hand. Nach der Sterilisation werden die Bioindikatoren zusammen mit einer nicht mitsterilisierten Transportkontrolle der gleichen Charge, die positiv sein muss, und einem Prüfbericht an das mikrobiologische Labor weitergeleitet. Sterilisierprogramme mit eindeutig unzureichendem Prüfergebnis müssen gesperrt werden. Wartungsarbeiten werden im Gerätebuch dokumentiert. Die Freigabe ist vom Ergebnis einer erneuten außerordentlichen Prüfung abhängig.

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12.3 · Sterilisation und Desinfektion

Chargendokumentation Für jede Sterilisationscharge soll ein Protokoll mit folgenden Prozessdaten geführt werden: 4 Datum und Zeitpunkt der Sterilisation, 4 Nummer der Sterilisiercharge, 4 Angaben zum Sterilisiergut, 4 Name des Bedienenden. Falls keine automatische Registrierung des Verfahrensablaufs (z. B. durch einen Schreiber) vorhanden ist, können spezielle Etiketten mit Nummer der Sterilisiercharge, Sterilisierdatum, Gerätenummer, Sterilisationszeit etc. verwendet werden. Diese Etiketten können beispielsweise durch Etikettierzangen am Sterilgut angebracht oder durch einen Drucker auf der Entnahmeseite des Sterilisators ausgedruckt werden. Die doppelte Ausführung wird im Protokoll abgeheftet. Die Sterilisationsparameter, mindestens Zeit und Temperatur, Druck und maximales Vakuum, sollen auch bei nicht registrierenden Automaten beobachtet und dokumentiert werden. Von Vorteil ist es, diese Sterilisatoren nachzurüsten, da diese Lösung durch den hohen Arbeitsaufwand unpraktisch ist. Bei vorhandener automatischer Registrierung muss das Diagramm mit den physikalischen Messdaten (Temperatur, Druck, Zeit) und den erforderlichen Angaben zur Identifizierung der Charge (z. B. Etikette in doppelter Ausführung mit Chargennummer und Datum) aufbewahrt werden. Die Sterilisationsverantwortlichen sollen während der Sterilisation regelmäßig den Verfahrensablauf kontrollieren und abzeichnen. > Die Chargendokumentation dient dem Nachweis, dass alle Sterilgüter ordnungsgemäß sterilisiert wurden und sollte aus juristischen Gründen bis zur Patientenakte mitgeführt werden.

Sterilisation mit trockener Hitze (Heißluftsterilisation) Da trockene Luft eine wesentlich geringere Wärmekapazität als gesättigter Wasserdampf hat, sind zur Sterilisation im Heißluftsterilisator höhere Temperaturen und längere Einwirkungszeiten erforderlich (160°C/200 min, 180°C/30 min, 200°C/10 min). Im Heißluftsterilisator können nur hitzestabile Materialien wie Metalle, Glas, Porzellan, Öle, Fette oder Pulver, aber keine Tücher oder Papier sterilisiert werden (Brandgefahr). Ebenfalls können keine Flüssigkeiten sterilisiert werden (Explosionsgefahr durch Überdruck in der Flasche). Die Sterilisation im Heißluftsterilisator ist sehr einfach zu handhaben. Trotzdem bzw. deswegen werden häufig Fehler gemacht. Eine Sterilisation mit trockener Hitze soll daher nur dann angewendet werden, wenn die Dampfsterilisation nicht möglich ist.

Fehler bei der Heißluftsterilisation 4 Ungenügende Vorreinigung 4 Bedienungsfehler durch die leichte Handhabung des Gerätes (Tür lässt sich während Sterilisiervorgang öffnen): – Beladen eines noch zu heißen Gerätes unter Nichtbeachtung der Ausgleichszeit – Öffnen und zusätzliches Beladen bei laufender Sterilisation 4 Sterilisation mit geöffneten Behältern (außer, wenn Deckel mit Luftschlitzen verwendet werden, die nach der Sterilisation verschlossen werden) 4 Windschatten durch größere Gegenstände 4 Zu dichte Beschickung und dadurch verbleibende Luftinseln, sodass die Sterilisiertemperatur nicht überall erreicht wird

Überprüfung von Heißluftsterilisatoren Die periodische Prüfung soll nachweisen, dass der Heißluftsterilisator bei Einhaltung der Bedienungsanleitung sterilisiert; sie erfolgt regelmäßig (z. B. halbjährlich) am Aufstellungsort. Heißluftsterilisatoren können sowohl physikalisch (durch Einlegen von Thermofühlern) als auch mit Bioindikatoren geprüft werden. Die Prüfung erfolgt mit einer üblichen Beladung mit der maximalen Beschickungsmenge bzw. nach der Bedienungsanleitung des Herstellers. Sollte der Hersteller keine Angaben dazu machen, so muss mit der ungünstigsten Beschickungsart geprüft werden. Die ungünstigste Beschickung besteht aus Sterilisiergut, das sich nur langsam erwärmt (schlechter Wärmeleiter) und das an der für die Heißluft am schwierigsten zugänglichen Stelle platziert wird. Außerdem wird die Beladung so vorgenommen, dass die Wärmeübertragung behindert wird und die Abstände zwischen den einzelnen Objekten gering ist. Die Prüfkörper (Bioindikatoren oder Thermofühler) müssen so angeordnet werden, dass sie an den Stellen liegen, bei denen die Erwärmung am langsamsten erfolgt. Die Anzahl der Prüfkörper richtet sich nach dem Volumen des Nutzraums des Sterilisators: bis 6 dm3

3 Prüfkörper

6–30 dm3

6 Prüfkörper

dm3

9 Prüfkörper

30–60

60–250

dm3

12 Prüfkörper

Die Prüfkörper sollten so eingebracht werden, dass ihre Position innerhalb des Sterilisators nachvollziehbar ist (z. B. Nummerierung und Lageskizze). Als Bioindikator müssen möglichst hitzeresistente Mikroorganismen verwendet werden (z. B. Bacillus stearothermophilus oder Bacillus subtilis).

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Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

Plasmasterilisation

II

Dieses Niedertemperatursterilisationsverfahren nutzt die Bildung hochreaktiver Hydroperoxy- und Hydroxyradikale in einem Wasserstoffperoxidplasma, das mikrobizide Eigenschaften besitzt (Geiss et al. 1994; Jordy 1993). Hierzu wird in einem Hochvakuum stark verdünntes, dampfförmiges Wasserstoffperoxid durch Anlegen eines hochfrequenten elektromagnetischen Feldes in den Plasmazustand versetzt (vierter Aggregatzustand, u. a. in Leuchtstoffröhren) (Crow u. Smith 1995). Nach dem Abschalten der Hochfrequenz rekombiniert das Plasma zu molekularem Sauerstoff und Wasser, sodass keine toxischen Substanzen zurückbleiben (Scherrer u. Daschner 1995). Das Verfahren arbeitet bei Temperaturen unter 50°C und ermöglicht so die Sterilisation von vielen empfindlichen thermolabilen Medizinprodukten wie Optiken oder elektronischen Instrumenten. Die Behandlung absorbierender Materialien (z. B. aus Papier, Baumwolle, Polyurethan) und von Gegenständen mit blind endenden engen Lumina ist nicht bzw. nur begrenzt möglich. Eine gründliche Reinigung und Trocknung vor der Sterilisation ist auch bei diesem Verfahren erforderlich. Der Sterilisationszyklus des bisher einzigen kommerziell erhältlichen Gerätes umfasst nach Beladung folgende mikroprozessorgesteuerten Phasen: 4 Vakuumphase, 4 Injektion von Wasserstoffperoxid (Druckanstieg), 4 passive Diffusion des Gases auf alle Oberflächen, 4 Plasmaphase (Hochvakuum, Plasmaerzeugung durch Hochfrequenz), 4 Belüftungsphase. Nach dem maximal 90 min dauernden Prozess sind keine Auslüftzeiten einzuhalten. Von Vorteil ist neben der fehlenden Toxizität und einfachen Installation auch die Tatsache, dass ggf. thermolabile und thermostabile Materialien (z. B. Sets chirurgischer Instrumente) gemeinsam sterilisiert werden können, ohne dass es bei letzteren zu Korrosionserscheinungen kommt (Förtsch et al. 1993). Die Leistungsgrenzen der zz. verfügbaren Niedrigtemperaturplasmasterilisation (NTP) zeigen sich bei der mikrobiziden Wirksamkeit in Instrumenten mit längeren inneren Hohlräumen. Da nicht mit einem Wirkstoffüberschuss gearbeitet wird, muss bei der Sterilisation von solchen Gegenständen ein Adapter eingesetzt werden. Das Verfahren ist mit folgenden Größen sicher anwendbar (Borneff-Lipp u. Okpara 1999; Borneff-Lipp et al. 1997; Borneff et al. 1995): Teflon: 1 mm Durchmesser bis 2 m Länge, 2 mm Durchmesser bis 3 m Länge, 1 mm Durchmesser bis 3 m Länge.*

V4A-Stahl: 1 mm Durchmesser bis 10 cm Länge, 2 mm Durchmesser bis 25 cm Länge, 3 mm Durchmesser bis 40 cm Länge, 1 mm Durchmesser bis 50 cm Länge.* * mit Diffusionsverstärker Bei aus verschiedenen Materialien zusammengesetzten Medizingeräten (z. B. flexiblen Endoskopen) sind entsprechende Praxisversuche notwendig. Im Falle eines Koloskops (3 Kanäle, 1,3 m lang) fand sich mit Diffusionsverstärker ein sicherer Sterilisationserfolg (Kyi et al. 1995).

Fehler bei der Niedrigtemperaturplasmasterilisation 5 Ungenügende Vorreinigung sowie nicht vollständige Trocknung der Materialien, alle Flächen einschließlich innerer Oberflächen müssen zugängig sein. 5 Zur Reinigung wurde Leitungswasser verwendet, Plasma kann Salzkristalle nicht durchdringen. 5 Verwendung einer ungeeigneten Verpackung. 5 Verwendung von Adaptern nicht korrekt: Kurz vor der Sterilisation müssen die Adapter zuverlässig entleert werden. 5 Die weißen wirkstoffdurchlässigen Seiten der Verpackung liegen nicht aufeinander 5 Verwendung von falschen Materialien, z. B. saugendes Material in der Kammer. 5 Farbumschlag von Indikatorband oder -streifen durch Lichteinwirkung.

Überprüfung von Niedrigtemperaturplasmasterilisatoren (Sterrad) Zur Überprüfung der Niedrigtemperaturplasmasterilisatoren des Fabrikats Sterrad bietet der Hersteller sog. Challenge-Pack-Kits an. Dazu sind 4 Challenge-Packs in dem normal beladenen Sterilisator zu positionieren, wobei je ein Pack in etwa jeder Ecke des Sterilisators (also vorne oben, vorne unten, hinten oben, hinten unten) zu platzieren ist. Nach abgeschlossenem Sterilisationszyklus sind diese 4 Challenge-Packs zu entnehmen und anhand der Chemoindikatoren auf der Verpackung darauf zu testen, ob ein Farbumschlag von rot nach gelb erfolgt ist. Dies dient zur Überprüfung, ob eine Injektion von Wasserstoffperoxid tatsächlich fehlerfrei abgelaufen ist. Anschließend sind die Bioindikatoren aus den Challenge-Packs zu entnehmen und durch Herunterdrücken der oberen Verschlusskappe zu verschließen. Diese Tests sollen bei drei aufeinander folgenden Zyklen durchgeführt werden. Die Bioindikatoren werden dann zusammen mit dem vollständig ausgefüllten Prüfprotokoll einem mikrobiologischen Labor zur weiteren Bearbeitung überlassen.

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12.3 · Sterilisation und Desinfektion

Sterilisation mit Ethylenoxidgas Ethylenoxid (EO) ist ein sehr reaktionsfähiges, brennbares Gas, das mit Luft ein explosives Gemisch bildet. Es wird deshalb zusammen mit inerten Gasen, wie z. B. CO2, in Kartuschen oder Gasflaschen geliefert. EO reizt die Atemwege und ist kanzerogen (Scherrer u. Daschner 1995). Es wird vor allem zur Sterilisation von thermolabilen Materialien verwendet. EO kann Schmutz, Proteine oder Salzkristalle nicht durchdringen, das Sterilisiergut muss darum vorher sorgfältig gereinigt werden. Die Sterilisierzeit ist von der EO-Konzentration, der Temperatur, der Feuchtigkeit und dem Druck abhängig und beträgt zwischen 20 min und 6 h. Inklusive der Auslüftzeiten im Sterilisator kann sie bis zu 12 h dauern. Die Gassterilisation mit EO ist wesentlich aufwendiger und anfälliger als die Dampfsterilisation. Sie soll daher nur bei thermolabilen Materialien verwendet werden. Als eine weniger problematische Alternative steht für viele dieser Materialien allerdings mittlerweile die Plasmasterilisation zur Verfügung (7 S. 148). Bei der Beschaffung muss immer beachtet werden, soweit wie möglich nur dampfsterilisierbare Materialien und Geräte einzukaufen. Ethylenoxid penetriert während der Sterilisation sehr stark durch das Material und wird absorbiert, das hat zur Folge, dass noch längere Zeit danach Ethylenoxid vom Sterilgut abgegeben wird. Vor der Anwendung am Patienten darf kein Restgehalt von Ethylenoxid in Medizinprodukten mehr nachgewiesen werden, sodass nach der Sterilisation sog. Ausgasungs- oder Desorptionszeiten unerlässlich sind. Die Desorptionszeiten sind bei den verschiedenen Materialien sehr unterschiedlich, aus PVC desorbiert EO z. B. wesentlich schlechter als aus Latex bzw. Silikon- oder Naturkautschuk. Die Desorptionszeiten in der Sterilisationskammer müssen so bemessen sein, dass beim Öffnen der Kammer der MAK-Wert nur kurzfristig überschritten wird. Üblicherweise kann man von Desorptionszeiten von 8–10 Stunden ausgehen. Bei der Entnahme aus der Sterilisationskammer ist jedoch nicht unbedingt schon gewährleistet, dass auch die Nachweisgrenze von Ethylenoxid unterschritten wird, sodass insbesondere bei Kunststoffprodukten eine nachträgliche Ausgasung in Entgasungsschränken notwendig sein kann. Dabei ist besondere Vorsicht geboten, wenn während des Betriebes die Entlüftungskammer immer wieder mit neuem Material mit noch hohem EO-Gehalt beschickt wird: Das Gas diffundiert aus den Materialien mit hoher Konzentration wieder in das bereits teilweise entgaste Sterilisiergut.

Fehler bei der EO-Gassterilisation 5 Die Materialien werden vor der Sterilisation nicht ausreichend gereinigt, Hohlräume oder Lumina sind durch z. B. Blut oder Schleim verstopft, sodass das Gas nicht durchdringen kann. 5 Zur Reinigung wird Leitungswasser mit hohem Mineralgehalt verwendet. Die Mineralien können bei der Gassterilisation auskristallisieren. EO kann Mineralien nicht durchdringen, die Salzkristalle bilden eine Schutzhülle um die Mikroorganismen. 5 Das Sterilisiergut ist noch feucht oder sogar nass. 5 Die Verpackung ist nicht durchlässig für EO. 5 Nichteinhalten der Ausgasungs- bzw. Desorptionszeiten bei EO (wegen der unterschiedlichen Ausgasungszeiten bei verschiedenen Materialien müsste der Anwender selbst Messungen vornehmen).

Aufgrund der hohen sicherheitstechnischen Auflagen sowie der langen Desorptionszeiten sind die Kosten für die Ethylenoxidgassterilisation extrem hoch. Ein Ersatz dieses Verfahrens durch andere sollte deshalb auf jeden Fall geprüft werden. Das Universitätsklinikum Freiburg kam vor einigen Jahren zu dem Ergebnis, dass die zu sterilisierenden thermolabilen Medizinprodukte bis auf ganz vereinzelte Ausnahmen durch die Niedrigtemperaturplasmasterilisation sterilisiert werden können. Daraufhin wurde entschieden, die Ethylenoxidgassterilisation einzustellen.

Überprüfung von Ethylenoxidgassterilisatoren Die Überprüfung von Ethylenoxidgassterilisatoren erfolgt halbjährlich, mindestens jedoch nach 200 Chargen, dabei wird eine Prüfung mit Bioindikatoren durchgeführt. Üblicherweise wird Bacillus subtilis var. niger verwendet. Für die Prüfung werden Bioindikatoren in Abhängigkeit der Größe des Sterilisators, ähnlich wie bei der Dampfsterilisation, in einem Prüfpaket eingelegt und der Behandlung Aussagen über die ordnungsgemäße Funktion des Sterilisators gemacht werden. Im weiteren Betrieb erfolgt dann eine sog. parametrische Freigabe. Dabei werden bei der Überprüfung mit Bioindikatoren die relevanten Parameter Zeit und Temperatur, Feuchte, Ethylenoxidkonzentration dokumentiert, und bei der Routinesterilisation wird kontrolliert, ob diese Parameter eingehalten wurden. Ist dies der Fall, kann das Sterilgut als steril freigegeben werden.

Sterilisation mit Formaldehyd Formaldehyd ist ein starkes Allergen, und aufgrund von Tierexperimenten besteht begründeter Verdacht auf Krebs erzeugendes Potenzial. Das Gas dringt kaum in das Sterilisiergut ein und kann daher Innenräume nicht erreichen. Zur Sterilisation wird Formaldehyd mit Wasserdampf als stabilisierte Formaldehydlösung verdampft. Die Sterilisa-

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II

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

tion erfolgt im Unterdruck bei 0,2 bar und bei einer Temperatur von 60–75°C. Die Sterilisierzeit beträgt bis zu 90 min. Im Anschluss an diese Zeit erfolgt noch im Gerät die Desorption in Form einer mehrmaligen fraktionierten Vakuum- bzw. Dampfspülung. Zusätzliche Entlüftungsmaßnahmen sind nicht notwendig. Auf die Einhaltung des MAK-Wertes muss jedoch geachtet werden. Die Problematik der Resorption und Desorption ist bei Formaldehyd wesentlich geringer als bei Ethylenoxid, trotzdem haben Untersuchungen gezeigt, dass einige Materialien (z. B. Baumwolle) zwar mit Formaldehyd sterilisierbar sind, aber die Formaldehydkonzentration nach der Sterilisation dort dann so hoch ist, dass eine gefahrlose Anwendung nicht mehr möglich ist. Im Gegensatz zu Ethylenoxid gibt es zwar bei Formaldehyd keinen Grenzwert für den Restgehalt im Produkt nach der Sterilisation, jedoch wird ein Richtwert von 5 µg/m2 angegeben, der aus den skandinavischen Ländern stammt (Mecke 1989).

Überprüfung von Formaldehydsterilisatoren Bei der Überprüfung von Formaldehydsterilisatoren werden ebenfalls Bioindikatoren verwendet. Verwendet wird hier üblicherweise Bacillus stearotermophilus. Im Gegensatz zu der Überprüfung von Ethylenoxidgassterilisatoren werden bei der Formaldehydsterilisation spezielle Prüfkörper eingesetzt. Dabei handelt es sich um Kunststoffprüfkörper, an deren einem Ende der Bioindikator eingesetzt und mittels einer Schraubkappe dicht abgeschlossen wird. Am anderen Ende des Prüfkörpers befindet sich ein 1,5 m langer Schlauch mit 2 mm Durchmesser. Diese Prüfkörper werden dann verpackt und in das Sterilgut eingelegt. Die Anzahl der Prüfkörper ist so zu bemessen, dass eine Aussage über die im Sterilgut erzielte Wirkung möglich ist. Für die periodische Routineprüfung werden derzeit üblicherweise je nach Nutzraum des Sterilisators zwischen 5 und 10 Bioindikatoren eingesetzt.

Wirtschaftlichkeit von Sterilisationverfahren Wirtschaftlich gesehen verursachen die Sterilisationsverfahren sehr unterschiedliche Kosten. Ohne Berücksichtigung der Personalkosten ist die Dampfsterilisation mit 1,80 €/StE das kostengünstigste Verfahren. Bei den Sterilisationsverfahren für thermolabile Güter zeigt sich, dass die Niedrigtemperatur-Plasmasterilisation mit 10,60 €/StE gegenüber der Formaldehydsterilisation (9,90 €/StE) oder der Ethylenoxidgassterilisation (14,-€/StE) gleich teuer bzw. deutlich günstiger ist (Adler 1998). Bedingt ist dies durch den erheblichen Mehraufwand an Sicherheitstechnik, der bei der Formaldehydsterilisation und erst recht bei der Ethylenoxidgassterilisation betrieben werden muss.

12.3.2

Desinfektion

Zwar wird bei der Desinfektion grundsätzlich eine Inaktivierung von Krankheitserregern gefordert, eine Reduktion um 3–5 log-10-Stufen (99,9–99,999%) ist allerdings in den meisten Fällen ausreichend (Martiny et al. 1991). Wie bei der Sterilisation gibt es physikalische oder chemische Verfahren und deren Kombination.

Thermische Desinfektion Reinigungs- und Desinfektionsautomaten Für vollautomatische Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen sind gemäß RKI-Liste zur Abtötung von Mikroorganismen der Gruppen A und B eine Temperatur von 93°C und eine Einwirkungszeit von 10 min einzuhalten. Die Mittel und Verfahren der RKI-Liste müssen allerdings nach § 17 IfSG nur auf Anordnung des Amtsarztes eingesetzt werden (7 Kap. 24). Unverständlicherweise werden über 90% aller Maschinen zur routinemäßigen Desinfektion bei diesen hohen Temperaturen und Einwirkungszeiten betrieben, was erhebliche Energieverbräuche und Kosten zur Folge hat. Zur routinemäßigen Desinfektion in Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen genügen 80°C (Haltezeit 10 min) bei thermischen bzw. 60°C bei chemothermischen Verfahren (Haltezeit 15 min). Die hohen Temperaturen und Einwirkungszeiten der deutschen Empfehlungen beruhen auf sehr strengen, nicht an der klinischen Praxis orientierten Prüfmethoden. In anderen Ländern werden z. T. deutlich kürzere Zeiten und niedrigere Temperaturen zur thermischen Desinfektion empfohlen, z. B. in England 71°C mit 3 min Haltezeit oder 80°C für 1 min (Ayliffe et al. 1992). Bei einer Belastung mit Hepatitis-B-Viren werden allerdings höhere Temperaturen angewendet (z. B. 98°C, 2 min) (Ayliffe u. Babb 1999). Vor einigen Jahren untersuchten wir die Möglichkeit der Instrumentendesinfektion mit Haushaltsgeschirrspülmaschinen. Wir stellten dabei fest, dass mit geringfügigen Modifikationen (Einbau eines anderen Thermostats zum Erreichen von höheren Temperaturen) eine Desinfektion von einfachen Instrumenten möglich ist. Hierbei wurden als Kriterien die Methoden für eine Listung in der RKI-Liste angelegt. Zusätzlich haben wir noch Virusinaktivierung erstmalig untersucht. Der Desinfektionserfolg konnte bei 75°C mit einer ungefähren Haltezeit von 5 min erreicht werden. Durch diese Untersuchung konnte gezeigt werden, dass die oben beschriebenen kürzeren Temperatur-Zeit-Kombinationen für die Routinedesinfektion von Instrumenten ausreichend ist. Die Reduktion der Temperatur sowie die Umstellung der Reinigungsprogramme führen zu erheblichen Einsparungen bei den Betriebsmitteln (Energie und Wasser) und dadurch auch zu einer beachtlichen Umweltentlastung (Ebner et al. 2000). Haushaltsgeschirrspülmaschinen eignen sich hierbei jedoch nur für die

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12.3 · Sterilisation und Desinfektion

Reinigung und Desinfektion von einfachen Medizinprodukten, da spezielle Einsatzkörbe, beispielsweise für Schläuche oder Endoskope, nicht verfügbar sind und deswegen die ordnungsgemäße Reinigung dieser Medizinprodukte nicht gewährleistet ist. Auch gibt es für diese Maschinen keine Möglichkeit der Dokumentation, wie sie eigentlich nach Medizinproduktebetreiberverordnung erfolgen müsste.

Überprüfung von Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen Reinigungs- und Desinfektionsautomaten müssen regelmäßig validiert, d. h. überprüft werden. Gemäß der EN DIN ISO 15883-1 sollen für die Überprüfung die am schwierigsten zu entfernende in der Praxis auftretende Anschmutzung nachgeahmt werden. Die Prüfbeladung soll den in der Praxis zu behandelnden Produkten in Größe, Masse und Werkstoff ähnlich sein. Die Anschmutzung wird mit Prüforganismen beimpft und dient dann auch der mikrobiologischen Überprüfung. Nach der Norm darf zur Überprüfung der Desinfektionswirkung nur die Desinfektionsstufe aktiviert sein, bzw. die Reinigungsstufen müssen deaktiviert sein. Es wird dabei also nicht der Gesamtprozess Reinigung und Desinfektion untersucht, sondern jeder Schritt muss einzeln geprüft werden. Die Häufigkeit der Überprüfungen wird von der Norm nicht festgelegt, sondern dem Anwender überlassen. Viel sinnvoller ist bei der Überprüfung die Betrachtung des Gesamtprozesses, da ja auch das Reinigungsmittel und der Spüleffekt zum Desinfektionserfolg beitragen. Wir empfehlen daher für die Überprüfung normaler Reinigungs- und Desinfektionsautomaten die Vorgehensweise gemäß der alten Empfehlung des Bundesgesundheitsamtes. Eine Überprüfung der Maschinen soll in der Regel mindestens halbjährlich bzw. nach Reparaturen oder Wartungsarbeiten erfolgen. Die Überprüfung wird mit Testkörpern, üblicherweise Schrauben und Schläuchen, durchgeführt. Für eine Maschine werden in der Regel je 5 mit E. faecium kontaminierte Schrauben und Schläuche benötigt. In Maschinen, in denen kein Schlauchmaterial aufbereitet wird, werden nur die Schrauben als Testobjekte eingelegt. Die Kontamination der Prüfkörper erfolgt mit E.-faeciumhaltigem Blut, bei den Schrauben mit einer Keimzahl zwischen 108 und 109 KBE/ml, bei den Schläuchen mit ca. 107 KBE/ml. Die Schrauben werden am besten mittels eines Siebes in den Maschineneinsatzkorb der Maschine gelegt. Nach Möglichkeit sollten die Schrauben auch gleichmäßig in der Kammer verteilt werden. Die Schläuche werden auf die Schlauchansatzdüsen der Maschine aufgesteckt. Anschließend wird die Maschine normal betrieben. Die Überprüfung kann sowohl mit Stationsmaterial als auch mit der leeren Maschine erfolgen. Nach Beendigung des Programms werden die Prüfkörper mit einer sterilen Pinzette aus der Maschine und in TSB+E- Nährbouillon eingelegt.

Die weitere Bearbeitung erfolgt im mikrobiologischen Labor (7 Kap. 18). Zu einer Validierung gehört auch die Dokumentation, d. h., zukünftig muss auch für Reinigungs- und Desinfektionsautomaten, ähnlich wie jetzt schon bei Dampfsterilisatoren, eine chargenbezogene Dokumentation erfolgen: Es muss dokumentiert werden, dass die Parameter, die bei der Validierung als erforderlich für das Prozessergebnis festgestellt wurden, auch bei jeder Charge eingehalten wurden. Zu diesen Parameter gehören beispielsweise die Temperatur, die Haltezeit, die Wassermenge, die Reinigungs- und Desinfektionsmittelmenge und die Trocknungszeit (Überprüfung von Reinigungsmaschinen für thermolabile Endoskope 7 Kap. 34.).

Chemische Desinfektion > Die chemische Desinfektion von z. B. Instrumenten ist immer nur Mittel der zweiten Wahl. Wann immer möglich sollen Geräte und Instrumente vollautomatisch thermisch desinfiziert werden.

Grundsätzlich ist gemäß Unfallverhütungsvorschriften (UVV) »Gesundheitsdienst« vor einer manuellen Aufbereitung nur bei Verletzungsgefahr (d. h. spitze und/oder scharfe Gegenstände) eine Desinfektion der Gegenstände notwendig. Meistens kann jedoch zunächst mit Handschuhen gereinigt und anschließend desinfiziert bzw. sterilisiert werden. Bei der chemischen Desinfektion müssen die Desinfektionsmittel abschließend sorgfältig abgespült werden, was oft mit Trinkwasser geschieht. Dabei besteht immer die Gefahr der Rekontamination mit sog. Wasserkeimen, z. B. mit Acinetobacter spp., Pseudomonaden oder atypischen Mykobakterien. Ein weiterer Nachteil der chemischen Desinfektion ist ihre unzuverlässige, von vielen Bedingungen abhängige Wirksamkeit. Wenn beispielsweise ein Instrument vor der Desinfektion nicht sorgfältig gereinigt wurde oder wenn es mehrere Stunden mit keimhaltigen Sekreten in Berührung war, sodass sich auf seiner Oberfläche ein Biofilm mit darin eingebetteten Mikroorganismen ausbilden konnte, und die anschließende Reinigung nicht gründlich genug war, wird die Keimzahl auf den Instrumenten zwar reduziert, aber nicht in einem für eine wirksame Desinfektion ausreichenden Maße. Manuelle Verfahren sind grundsätzlich schwieriger zu validieren als maschinelle Verfahren, da die jeweiligen Parameter nur unzureichend gemessen werden können. Wird bei der Medizinprodukteaufbereitung dennoch auf manuelle Verfahren zurückgegriffen, so muss trotzdem eine Form der Validierung durchgeführt werden. Dies geschieht durch die Erstellung einer Standardarbeitsanweisung, die alle Arbeitsschritte und die notwendigen Parameter (z. B. Desinfektionsmittelkonzentration, Einwirkzeit, Standzeit) beschreibt. Die mit der Aufbereitung beauftragte Person

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II

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

muss dann bei jeder Charge per Unterschrift und Datum dokumentieren, dass sie sich an die Arbeitsanweisung gehalten hat. Unter Umständen kann eine stichprobenartige Kontrolle erfolgen. 4 Nachteile chemischer Desinfektion 5 Wirkungslücken und Kontamination chemischer Desinfektionsmittel 5 Primäre bakterielle Resistenz, Adaptation (Biolfilmbildung) 5 Möglichkeit der Keimverbreitung im Krankenhaus (Zentralanlagen) 5 Konzentrations-, Temperatur- und pH-Abhängigkeit 5 Zersetzbarkeit und Wirkungsverlust 5 Seifen-, Eiweißfehler

Neben der Auswahl möglichst wirksamer Substanzen sind beim Einsatz in der Praxis auch die Anwendungseigenschaften (Lieferung als flüssiges Konzentrat, als Pulver oder als gebrauchsfertige Lösung, ggf. mit Aktivator, Art der Dosierung), die Umweltverträglichkeit (auch z. B. von Hilfsstoffen oder Parfümiermitteln) und der Arbeitsschutz (MAK-Werte) zu beachten. Fertig angesetzte Gebrauchslösungen sind in verschlossenen Behältern bis zu 4 Wochen haltbar (mit Hersteller abklären). Nähere Angaben zum ökologischen Verhalten von mikrobiziden Stoffen finden sich in der Literatur (z. B. Kunz u. Frietsch 1986). Im Folgenden werden die wichtigsten Instrumentendesinfektionsmittel kurz beschrieben, wobei insbesondere eine ausreichende viruzide Wirksamkeit von komplexen Bedingungen abhängig und nicht durchgängig geklärt ist (Jülich et al. 1993; AK Viruzidie 2004). 4 Aldehyde: Der Eiweißfehler ist gering. Statt Formaldehyd werden heute vermehrt Substanzen wie Glutardialdehyd und Glyoxal eingesetzt. Letzteres hat nur teilweise ein dem Formaldehyd vergleichbares Wirkungsspektrum und ist vor allem nicht umfassend viruzid. Es wird in Kombination mit Form- oder Glutaraldehyd verwendet. 4 Formaldehyd: Diese Substanz ist ein nach wie vor sehr wirksames Desinfektionsmittel mit einem breiten Wirkungsspektrum unter Einschluss unbehüllter Viren und bei höherer Konzentration (bis 8%) und längerer Einwirkungszeit auch gegen bakterielle Sporen (Power u. Russell 1990). Der Einsatz von Formaldehyd ist in den letzten Jahren aufgrund seiner kanzerogenen Wirkung, die jedoch nicht für den Menschen nachgewiesen wurde, stark eingeschränkt worden. Dabei ist zu beachten, dass sog. formaldehydfreie Desinfektionsmittel oft andere Aldehyde, z. T. in höherer Konzentration enthalten, über deren Toxizität aber nur wenige Informationen vorhanden sind. Die stark allergisierende Wir-

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kung von Formaldehyd dagegen ist unbestritten, und eine gute Be- und Entlüftung ist Voraussetzung für seine Verwendung. Formaldehyd wird im Abwasser gut biologisch abgebaut. Glutaraldehyd: Diese für die Desinfektion von Instrumenten (besonders von flexiblen Endoskopen) häufig eingesetzte Verbindung ist als 2%ige Lösung im pHBereich von 7,5–8,5 umfassend bakterizid und sporizid wirksam (Power u. Russell 1990; Wallhäußer 1995). Es wurden allerdings schon glutaraldehydresistente atypische Mykobakterien aus chemothermischen Reinigungs- und Desinfektionsautomaten isoliert (van Klingeren u. Pullen 1993). Glutaraldehyd wirkt korrodierend auf Metalle. Glucoprotamin: Dieser relativ neue Desinfektionsmittelwirkstoff besitzt in Konzentrationen bis 5% (Instrumentendesinfektionsmittel) ein breites Wirkungsspektrum gegen Bakterien, einschließlich Mykobakterien, Pilzen, Hepatitis B-Virus und HIV. Neben behüllten Viren werden auch unbehüllte Viren mit lipophilen Eigenschaften inaktiviert (Jülich et al. 1993). Gegenüber Aldehyden ist vor allem die fehlende Geruchsbelästigung von Vorteil. Die biologische Abbaubarkeit erweist bei pH-Werten, die dem kommunalen oder Krankenhausabwasser entsprechen, als eingeschränkt. Oxidationsmittel: Peroxidverbindungen, wie z. B. die Peressigsäure oder Wasserstoffperoxidlösungen, haben eine sehr gute und breite Wirksamkeit gegen Bakterien, Pilze und Viren. Ihre Metall korrodierenden Eigenschaften und die mangelnde Stabilität erschweren jedoch den breiten Einsatz. Peroxidverbindungen werden zur Wäschedesinfektion und in Verbindung mit korrosionshemmenden Substanzen zur Instrumentendesinfektion eingesetzt. Gegenüber einer 2%igen alkalischen Glutaraldehydlösung konnte die sichere Wirksamkeit eines Desinfektionsmittels mit 0,3%iger Peressigsäure auch gegen problematische Erreger wie Mycobacterium chelonae (Lynam et al. 1995) oder Kryptosporidien (Holton et al. 1995) nachgewiesen werden. Die Peroxidverbindungen sind biologisch sehr gut abbaubar, falls nicht bakterientoxische Konzentrationen eingeleitet werden. Orthophthalaldehyd (OPA): Dieses Mittel hat eine ausgezeichnete mikrobiologische Wirksamkeit, z. B. zeigt sich im Laborversuch eine höhere Wirksamkeit gegen Mykobakterien als bei Glutaraldehyd. Weiterhin zeigt sich ein breites antimikriobielles Wirkungsspektrum auch gegen glutaraldehydresistente Stämme. OPA hat weitere Vorteile, es wird eine sehr gute Materialverträglichkeit beschrieben und Standzeiten von Lösungen bei pH 3–9 von bis zu 2 Wochen sind möglich. Allerdings sind auch Nachteile vorhanden. OPA färbt Proteine grau, davon betroffen können auch Textilien, Instrumente und auch die Haut sein. Deswegen sollten bei

12.4 · Allgemeine organisatorische Voraussetzungen in einer Sterilisationsabteilung

der Anwendung immer Handschuhe benutzt werden. Wenige klinische Studien über den Einsatz und Wirksamkeit von OPA sind verfügbar. Es sind bisher nur geringe Informationen über die Gefahren bei langfristiger Exposition bekannt. Auch über die Umweltverträglichkeit liegen keine Informationen vor (Rutala und Weber 2001). 4 Alkohole: Sie werden je nach Art des Alkohols (Ethanol, n-Propanol oder iso-Propanol) in einer Konzentration von 50–80% eingesetzt. Reiner 99%iger Alkohol hat eher eine konservierende Wirkung und ist daher zur Desinfektion nicht geeignet. Alkohol tötet Sporen nicht ab, auch ist eine ausreichende Wirkung gegen unbehüllte Viren (z. B. Polioviren) nicht vorhanden. Hepatitis-B- und HI- Viren werden jedoch inaktiviert. Für eine sichere Wirkung bei Mykobakterien wird der Zusatz von z. B. o-Phenylphenol (0,1%) empfohlen. Alkohole werden vor allem zur Hautdesinfektion, aber auch zur Desinfektion von kleinen Flächen verwendet (bei großflächiger Anwendung besteht Brandgefahr). Zu bedenken ist der hohe Eiweißfehler (Koagulation von Eiweiß, das darin eingeschlossene Keime schützt). Die Umweltverträglichkeit (biologischer Abbau) ist gut.

Desinfektion mit UV-Strahlen oder Mikrowellen Eine Desinfektion oder sogar Sterilisation von Flächen oder Gegenständen mit UV-Bestrahlung ist nicht möglich (z. B. UV-Boxen für die Desinfektion oder Aufbewahrung von zahnärztlichen Instrumenten). Auch eine Desinfektion der Luft durch UV-Lampen ist nicht zu erreichen. Die Aktivität von UV-Strahlungsquellen nimmt sehr schnell ab. UVStrahlen können Staub und Schmutz nicht durchdringen, und bei der Bestrahlung entstehen Strahlenschatten. Problematisch sind auch die Aspekte des Patienten- und Personalschutzes. Die Trinkwasserdesinfektion durch UVBestrahlung ist mit speziellen Geräten möglich. Zur Desinfektion des letzten Spülwassers wird UV-Licht auch in Endoskopreinigungs- und Desinfektionsmaschinen benützt. Eine Mikrowellenbestrahlung (2450 MHz) führt zu einer schnellen Abtötung vieler Mikroorganismen durch thermische Effekte (Najdowski et al. 1991). Das Verfahren ist allerdings unsicher und kann bislang nicht zur Desinfektion herangezogen werden: Es können sich beispielsweise Keime, die in Kälteinseln nicht abgetötet werden, in der feuchten und warmen Umgebung nach der Behandlung rasch vermehren.

153

12.4

Allgemeine organisatorische Voraussetzungen in einer Sterilisationsabteilung

12.4.1

Personal

Das Personal, das in der Sterilisationsabteilung arbeitet, betritt den Arbeitsbereich über einen Vorraum, dem Umkleideräume angegliedert sind. Ein regelrechtes Personalschleusensystem wie im OP-Bereich ist nicht erforderlich. In der Umkleide wird die krankenhausübliche Arbeitskleidung angezogen, eine spezielle Bereichskleidung (inkl. Schuhe) ist nicht notwendig, ebenso wenig eine getrennte Aufbewahrung von Arbeits- und Privatkleidung. Über den Vorraum gelangt das Personal anschließend an seine Arbeitsplätze. Dort werden flüssigkeitsdichte Schürzen übergezogen, wenn mit einer Kontamination der Arbeitskleidung mit (potenziell) infektiösem Material gerechnet werden muss. Handschuhe werden beim Umgang mit kontaminierten Gegenständen getragen. Besteht die Möglichkeit, dass es zum Verspritzen von potenziell infektiösem Material kommt, werden Maske, Kopf- und Augenschutz benutzt. Generell ist eine Kopfbedeckung nur für Personal nötig, das mit dem Sortieren und Verpacken von Gegenständen nach der Dekontamination beschäftigt ist. Die Haare sollen dabei vollständig bedeckt sein, weil sonst die Kopfbedeckung ihren Sinn verliert. Gibt es im Sterilbereich einen direkten Zugang zur OPAbteilung, wie in vielen größeren Krankenhäusern üblich (z. B. über einen Aufzug), ist es sinnvoll, wenn das dort tätige Personal die hausübliche OP-Bereichskleidung trägt, weil diese Personen von Zeit zu Zeit die OP-Abteilung betreten müssen, um die Regale im Sterilflur mit Sterilgut aufzufüllen. Ist es in der OP-Abteilung üblich, dass alle Personen auch außerhalb der OP-Säle immer eine Maske tragen, was aus hygienischen Gründen nicht zwingend erforderlich ist, dann legt das Personal der zentralen Aufbereitung beim Betreten der OP-Abteilung ebenfalls eine Maske an. OP-Personal, das im Sterilbereich der zentralen Aufbereitung vorübergehend tätig ist, soll sich ausschließlich in diesem Bereich aufhalten, bevor es wieder in die OPAbteilung zurückkehrt, damit dann die Bereichskleidung nicht gewechselt werden muss. Eine Trennung der verschiedenen Arbeitsbereiche erfolgt hauptsächlich durch die feste Zuordnung des Personals zu bestimmten Arbeitsplätzen. Dadurch soll gesichert werden, dass das Personal nicht vom »unreinen« in den »reinen« Bereich oder umgekehrt wechselt, um dort z. B. aushilfsweise andere Tätigkeiten zu verrichten. Von besonderer Bedeutung ist eine gute Ausbildung des Personals, damit es seine Aufgaben – auch unter dem Aspekt des Arbeitsschutzes – sorgfältig durchführen kann.

12

154

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

12.4.2

II

Reinigung und Desinfektion

Sämtliche Flächen sowie der Fußboden werden mit dem hausüblichen Reinigungssystem gereinigt. Eine Desinfektion erfolgt als gezielte Desinfektion nur unmittelbar nach grober Kontamination mit potenziell infektiösem Material. Hierfür wird eine gebrauchsfertig angesetzte, in einem geschlossenen Behälter (z. B. Spritzflasche) aufbewahrte Desinfektionsmittellösung verwendet. Diese Punkte werden am besten in einem übersichtlichen Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Sterilisationsabteilung zusammengefasst, der an gut sichtbaren Stellen angebracht wird und auch als Grundlage für eine regelmäßige Hygieneschulung der Mitarbeiter dienen kann. Einen beispielhaften Reinigungs- und Desinfektionsplan für eine Sterilisationsabteilung zeigt . Tab. 12.2. Folgende Punkte sind besonders zu beachten: 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Blut, Sekrete oder Exkrete) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche.

4 Beim Umgang mit Desinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungspotenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe); Behälter abdecken. 4 Anwendungskonzentrationen beachten. 4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln), Verfallsdatum auf Behälter schreiben. 4 Zur Flächendesinfektion nicht sprühen, sondern wischen. 4 Nach Wischdesinfektion: Benutzung der Flächen sobald das Desinfektionsmittel angetrocknet ist. 4 Benutzte, d. h. mit Blut etc. belastete Flächendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung in einem verschlossenen (Vorrats-)

. Tab. 12.2. Reinigungs- und Desinfektionsplan für eine Sterilisationsabteilung Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung (kein Schmuck oder Nagellack!)

Beim Betreten und Verlassen des Arbeitsplatzes

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Beim Übergang in den reinen Bereich Vor dem Verpacken von desinfiziertem Material Nach Kontakt mit kontaminiertem Material Nach dem Bestücken von Reinigungs- und Desinfektionsautomaten Nach Husten, Niesen, Schneuzen Nach Ausziehen der Handschuhe

Alkoholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben bis die Hände trocken sind Kein Wasser dazugeben! (7 Kap. 24)

Handschuhe

Bei möglicher Verletzungsgefahr mit spitzen oder scharfen Gegenständen Bei offenen Wunden an den Händen (flüssigkeitsdichtes Pflaster verwenden)

Kopfdeckung

Haube bei allen Arbeiten mit gereinigtem, sauberem bzw. desinfiziertem Material Beim Packen der Siebe und Trommeln

Wasserdichte Schürzen

Beim Bestücken von Reinigungs- und Desinfektionsautomaten Bei manueller Reinigung und Desinfektion des gesamten Instrumentariums

Arbeitsflächen, Regale

Täglich Nach Kontamination (Kontakt mit potenziell infektiösen Material)

Umweltfreundlicher Reiniger

Waschbecken

Einmal täglich

Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Fußboden

Täglich Nach Kontamination (Kontakt mit potenziell infektiösen Material)

Umweltfreundlicher Reiniger

Transportwagen/-behälter

Nach Benutzung

Thermische Desinfektion oder mit Flächendesinfektionsmittel abwischen

Alle Haare müssen bedeckt sein

Reinigen, abwischen

Flächendesinfektionsmittel

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen, abwischen

155

12.5 · Organisation der Aufbereitungsabteilung

Behälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben (meist 14–28 Tage). 4 Reinigungs- und Desinfektionsautomat: 80°C, 10 min Haltezeit (ohne Desinfektionsmittelzusatz).

12.4.3

Besucher

Bei Besichtigungen können Besucher die Abteilung in Straßenkleidung betreten, beim Übergang in den Sterilbereich soll jedoch zuvor ein Schutzkittel übergezogen werden, obwohl es dafür keine konkreten hygienischen Gründe gibt.

12.4.4

Raumlufttechnische Anlage

Grundsätzlich ist für Zentralsterilisationen eine raumlufttechnische Anlage nur für die Komfortklimatisierung bzw. zur Einhaltung der geforderten Arbeitsphysiologie notwendig. Aus hygienischen Gründen kann auf eine Raumlufttechnik verzichtet werden. Die Ausführung der Raumlufttechnik kann sich dabei entsprechend orientieren und benötigt keine dreistufige Filterung mit endständigem Schwebstofffilter, wie sie beispielsweise für Operationssäle verwendet wird. Dies gilt auch für die Sterilgutlagerbereiche, da man davon ausgehen kann, dass dort das verpackte Sterilgut gelagert wird und die Verpackung eben dem Zweck dient, die Sterilität zu erhalten.

12.5

Organisation der Aufbereitungsabteilung

Eine Aufbereitungsabteilung besteht aus den folgenden Arbeitsbereichen: 4 Dekontamination (maschinelle Reinigung und Desinfektion bzw. manuelle Aufbereitung); 4 Funktionsprüfung, Sortieren, Verpacken; 4 Sterilisation (mit einem Durchladesterilisator als Trennwand zum Sterilbereich); 4 Sterilgutlager mit Warenausgabe – eventuell in Verbindung mit einer Hauptbedarfsstelle (OP-Bereich); 4 Versorgung. Die räumliche Aufteilung soll so organisiert sein, dass keine sich überschneidenden oder gegeneinander laufenden Arbeitsabläufe entstehen und keine Kontamination von gereinigten und desinfizierten bzw. sterilisierten Gebrauchsgütern stattfinden kann (Kramme et al. 2003).

12.5.1

Anlieferungszone für kontaminiertes Material

Das in den Verbraucherstellen anfallende kontaminierte Gut muss nach Gebrauch sachgerecht und schonend in geschlossenen Behältern zum Transport abgelegt werden. Ein »Abwerfen« von Instrumenten muss vermieden werden, damit es nicht zu Beschädigungen kommt. Um eine effektive Reinigung zu ermöglichen, sollen Gelenkinstrumente vor dem Transport geöffnet werden. Rückstände von korrosiven Ätz- und Arzneimitteln (z. B. Silbernitrat, Quecksilberverbindungen) müssen sofort nach Gebrauch entfernt werden. Einzelne Gegenstände, wie z. B. wiederverwendbare Absaugsysteme oder Mehrwegredonflaschen, müssen vor dem Transport grob vorgereinigt werden. Dies kann unmittelbar nach Gebrauch am besten im Steckbeckenspülautomaten geschehen. Der Transport erfolgt ebenfalls in geschlossenen, thermisch desinfizierbaren Behältern. Alle Gegenstände sollen vorzugsweise trocken entsorgt werden. Nur benutzte Instrumente, bei deren Aufbereitung die Gefahr von Verletzungen besteht, müssen vor der Reinigung desinfiziert werden. Bei maschineller Aufbereitung ist die vorherige Desinfektion nicht notwendig, da benutztes Instrumentarium sofort nach Gebrauch in maschinengeeignete Instrumententräger (z. B. Siebschalen) entsorgt, direkt zur Aufbereitung transportiert, dort ohne Berührung der kontaminierten Instrumente in das Ultraschallbad eingelegt und anschließend maschinell aufbereitet wird. Wenn Desinfektionslösung verwendet wird, steigt der Verbrauch an Desinfektionsmitteln unnötig, die Arbeit des Personals wird durch das Gewicht der Transportbehälter (ein Behälter der Größe 25×50×25 cm mit einem Instrumentensieb hat ein Normalgewicht von 10 kg, ist er aber etwa 15 cm hoch mit Lösung gefüllt, wiegt er ca. 25 kg), durch die Geruchsbelästigung sowie durch den erhöhten Arbeitsaufwand beim Ansetzen der Lösung erschwert. Außerdem muss die Standzeit der Lösung beachtet werden, schließlich kann die Desinfektionslösung während des Transports verschüttet werden. Weiterhin darf das Gut erst nach der erforderlichen Einwirkzeit entnommen werden, und es muss dafür gesorgt sein, dass ausschließlich nicht korrosiv wirkende Produkte verwendet werden, die nach den Richtlinien der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie (DGHM) geprüft oder äquivalent sein sollen.

12.5.2

Dekontamination

Ultraschallbad. Um den Reinigungserfolg zu verbessern, werden stark verschmutzte Gegenstände in ein Ultraschallbad mit einem Reinigungsmittel gelegt, bevor sie in die Maschine gegeben werden. Geeignet sind dafür Instrumente aus Edelstahl sowie insbesondere mechanisch empfindliche Instrumente aus der Mikrochirurgie oder Dentalchirurgie.

12

156

II

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

Jedoch nicht alle Medizinprodukte sind für eine Ultraschallreinigung geeignet (Vorsicht bei Klebungen, diese können durch Einwirkung von Ultraschall beeinträchtigt werden). Auch kann wegen ungenügender Schallübertragung, besonders bei luftgefüllten oder weichen Medizinprodukten die Reinigung ineffektiv sein. Die Instrumente werden auf speziellen Siebschalen, die die Wirkung des Ultraschalls nicht beeinflussen, sachgerecht eingelegt. Großflächige Instrumente müssen so platziert werden, dass keine Schallschatten oder schalltoten Zonen entstehen. Die Instrumente müssen vollständig von der Lösung bedeckt sein. Aus Gründen des Arbeitsschutzes sollen Ultraschallbäder abgedeckt sein. Gegenstände mit besonders hartnäckigen Inkrustierungen, englumige Schläuche, Kanülen oder Instrumente mit Hohlräumen müssen oft manuell mit weichen Kunststoffbürsten, Reinigungsmittel (aber nicht Scheuermittel) und flusenfreien weichen Tüchern oder Druckwasserpistolen gereinigt werden. Zur abschließenden Spülung wird entmineralisiertes Leitungswasser verwendet, weil damit die Bildung von Wasserflecken vermieden wird. Die Trocknung erfolgt am besten mit einer Druckluftpistole. Vollautomatische Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen. Generell soll die vollautomatische Reinigung und thermische Desinfektion einer Aufbereitung mit Zusatz von Desinfektionsmittel vorgezogen werden. Zur Bestückung sind für die einzelnen Materialien verschiedene speziell konzipierte Einsatzkörbe erhältlich, die eine zuverlässige Dekontamination und Desinfektion auch normalerweise schwer zu reinigender Gegenstände (z. B. lange bzw. enge Schläuche) ermöglichen. Die bestückten Einsatzkörbe der Taktbandanlage werden nach der Trocknung über ein Förderband zum Verpacken transportiert. Werden Durchlademaschinen verwendet, dann können sie als Trennwand zu einem separaten sauberen Raum dienen, in dem die gereinigten und desinfizierten Materialien entnommen werden können, ohne dass die Möglichkeit einer Rekontamination durch noch nicht aufbereitete Gegenstände besteht. Vor der Entnahme wird eine Händedesinfektion durchgeführt. Falls ein Nachtrocknen erforderlich ist, kann dies manuell mit Druckluft oder in einem Wärmeschrank erfolgen.

12.5.3

Funktionsprüfung, Sortieren, Verpackungsarten

Nach Reinigung und Desinfektion werden die Gegenstände, die sterilisiert werden müssen, zum nächsten Arbeitsplatz weitertransportiert. Dort erfolgt zuerst die Überprüfung auf Funktionstüchtigkeit und die Pflege mit speziellen Pflegemitteln (z. B. Öle, Fette) sowie bei Bedarf eine Dichtigkeitsprüfung. Abgenutzte, korrodierte, poröse sowie anderweitig beschädigte Instrumente werden aussortiert

(Flugrost, Folgerost). Das Packen von Instrumentensieben oder auch von Verbandssets soll standardisiert sein und nach aushängenden Packlisten erfolgen, um die Notwendigkeit zusätzlicher Einzelinstrumente nach Möglichkeit zu vermeiden. Die saubere, aus der Wäscherei angelieferte Wäsche, z. B. Kittel oder Tücher, wird in einem separaten Raum in Container verpackt, um zu verhindern, dass das Instrumentarium durch den Flusenstaub der Wäsche verunreinigt wird. Nach dem Packen der Wäsche wird an jedem Container eine Verschlussplombe befestigt. Bei Beschädigung der Plombe muss der Container erneut sterilisiert werden.

Fehler beim Packen, Verpacken und Beladen 5 Verpacken: – Bruttogewicht einer Sterilisiersiebschale überschreitet 10 kg (vermehrte Kondensatbildung) – Straff gepackte Pakete aus Sterilisationspapier (Aufreißen der Kanten möglich) – Sterilisierbeutel zu prall gefüllt, weil die Luft nicht ausgestrichen wurde (während der Vakuumtrocknung entsteht ein zu hoher Beutelinnendruck, sodass Kleberänder oder Siegelnähte platzen können) – Tücher in Sterilisierbeutel verpackt (durch die Feuchtigkeitsaufnahme bei der Dampfeinwirkung besteht die Gefahr, dass die Siegelnähte der Beutel aufplatzen) – Seitenrandfaltenbeutel sind nicht richtig verschlossen (Temperatur des Schweißgeräts falsch gewählt; Kanalbildung) 5 Beladen: – schwere Instrumentensiebe im Beschickungswagen oben abgestellt (Kondensat tropft auf darunter befindliches Sterilisiergut) – Metallnierenschalen, Schüsseln und andere Gefäße liegen waagerecht mit der Öffnung nach oben im Sterilisierkorb (Kondensat kann nicht ablaufen) – papierverpackte Güter werden unten abgestellt (von oben abtropfendes Kondensat kann Güter durchnässen) – Sterilisierbehälter mit perforiertem Deckel übereinander gestellt (Dampf kann nicht durchdringen) – Überladung (verlängerte Chargenzeit möglich)

12.5.4

Sterilgutlager

Die Sterilisatorenspange dient als Trennwand zum Sterilgutlager. Dort werden die sterilisierten Materialien aus den Sterilisatoren genommen. Vor Nachbehandlung und Frei-

157

12.5 · Organisation der Aufbereitungsabteilung

gabe des Sterilguts müssen folgende Schritte eingehalten werden: 4 Prüfung des Sterilguts auf Sauberkeit, Trockenheit und Unversehrtheit. 4 Prüfen des Sterilisationsergebnisses anhand der Qualitätsaufzeichnungen. 4 Die Zwischenlagerung bis zum Abkühlen (ca. 30 min) von dampfsterilisiertem Gut muss so erfolgen, dass die vorhandene Restfeuchte nicht wegen zu schneller Abkühlung kondensiert. 4 Nach dem Entnehmen einzelner Sterilgüter sollen diese nicht ohne isolierende Unterlage auf kalten Flächen abgestellt werden. Der Festlegung von Lagerzeiten für Sterilgut liegt die Annahme zugrunde, dass bei längerer Lagerzeit mit größerer Staubpartikelbeladung der Verpackungen auch die Keimzahl auf den Verpackungen zunehmen würde und somit die Gefahr der bakteriellen Kontamination des Verpackungsinhalts beim Auspacken gegeben wäre. Um die Staubbelastung der Verpackungen so gering wie möglich zu halten, werden für einzeln verpackte Sterilgüter relativ kurze, für mehrfach verpackte Sterilgüter dagegen z. T. wesentlich längere Lagerzeiten empfohlen. Trotz des Trends in der Sterilgutlagerhaltung von zeitbezogenen Lagerzeiten hin zu ereignisbezogenen Lagerzeiten (d.h. das Sterilität bleibt so lange erhalten, wie die Verpackung unbeschädigt ist), hat es sich in der Praxis bewährt, weiterhin eine Zeitspanne festzulegen, wie lange Sterilgut gelagert werden darf. Diese sollte jedoch so festgelegt werden, dass es möglichst selten zur Resterilisierung sterilisierten Materials kommt, nur weil die Lagerzeit abgelaufen ist.

In . Tab. 12.3 sind die Richtwerte der Lagerzeiten, die am Universitätsklinikum Freiburg empfohlen werden, aufgeführt. Bei der Lagerung von Sterilgut sind folgende Punkte wichtig: 4 Sterilgüter müssen vor Feuchtigkeit, Verschmutzung, extremen Temperaturen, mechanischer Beanspruchung und UV-Strahlen geschützt werden. 4 Die geschützte Lagerung (in Schränken oder in Schubladen) ist einer offenen Lagerung (im Regal) vorzuziehen. 4 Die Verpackungsmaterialien müssen so beschaffen sein, dass ein wirksamer Schutz des Verpackungsinhalts gegeben ist. 4 Die Vorratshaltung soll so gering wie möglich sein. 4 Das »FIFO-Prinzip« (first in – first out) sollte beachtet werden. 4 Grundsätzlich kann man davon ausgehen, dass die Sterilität der sterilisierten Materialien erhalten ist, solange die Verpackung verschlossen und unbeschädigt bleibt. 4 Folgende Kontrollen auf Unversehrtheit des Sterilpaketes sollten vor der Entnahme aus der Lagerung stattfinden: 5 Die Verpackung darf keine Flecken aufweisen (Hinweis darauf, dass eine Nässeeinwirkung stattgefunden hat). 5 Es darf kein Hinweis darauf bestehen, dass das Sterilgut heruntergefallen ist. 5 Die Verpackung darf nicht zerrissen sein. 5 Die Verpackung darf nicht anderweitig beschädigt oder offen sein.

. Tab. 12.3. Richtwerte für Sterilgutlagerzeiten Verpackungsart

Lagerart

Lagerzeit

Einfach verpackte Sterilisationsfolie

Im Regal

1 Monat

In Regal + Lagerkarton

6 Monate

Zweifach verpackte Sterilisationsfolie

Sterilisationstüte einfach (aus Sterilisationspapier)

Sterilisationsbogenpapier + Tuch

Im Schrank/Schublade

1 Jahr

Im Regal

6 Monate

In Regal + Lagerkarton

1 Jahr

Im Schrank/Schublade

3 Jahre

Im Regal

1 Monat

Im Regal und Lagerkarton

6 Monate

Im Schrank/Schublade

1 Jahr

Im Regal

1 Woche

Im Schrank/Schublade

1 Monat

Metallbehälter mit losem Deckel

3 Tage

Container mit Duo-save-Deckel und Dichtung

1 Jahr

Container mit perforiertem Deckel und Dichtung

6 Wochen

Kleinsetcontainer mit perforiertem Deckel ohne Dichtung

4 Wochen

OP-Set-Verpackungen mit »MAXIsafe«

Im Regal

6 Monate

12

158

II

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

5 Das Sterilisationsdatum muss auf dem Sterilgut vermerkt sein. 4 Papierfilter nach jedem Gebrauch erneuern. 4 Stofffilter bei Bedarf, spätestens alle 6 Monate erneuern (bei Porosität). 4 Benutzte Container (z. B. Tupfertrommeln) einmal täglich sterilisieren.

12.6

Medizinprodukteaufbereitung bei Creutzfeldt-Jakob-Krankheit

Beim Menschen unterscheidet man zwischen folgenden spongiformen Enzephalopathien: 4 Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (CJK): 5 klassische Variante der CJK (sporadische, hereditäre und iatrogene CJK), 5 neue Variante der CJK (vCJK). 4 Andere humane Prionenerkrankungen, z. B. GerstmanSträussler-Schenker-Krankheit und Kuru. Die klassische Form der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (CJK) ist bereits seit Jahrzehnten bekannt. Man rechnet mit 1 Erkrankung pro 1 Mio. Einwohner/Jahr, der Gipfel der Altersverteilung liegt bei 65 Jahren und die Inkubationszeit beträgt in der Regel >10 Jahre. Mit einem letalen Verlauf ist innerhalb von 1–2 Jahren zu rechnen. Im Jahr 1996 trat zum ersten Mal in England eine neue Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit auf, die sog. vCJK (v für variance) im internationalen Sprachgebrauch oder nCJK (n für neu) im deutschsprachigen Raum. Die Betroffenen haben sich wahrscheinlich über den Genuss von mit BSE-verseuchtem Rindfleisch infiziert (BSE: bovine spongioforme Enzephalopathie oder auch »Rinderwahnsinn«). Der Krankheitserreger ist sowohl bei der klassischen Form der CJK als auch bei der neuen Variante vCJK, ein verändertes Eiweiß, ein sog. Prionprotein.

12.6.1

Wissenswertes in Stichworten

Der Erreger ist ein unphysiologischer Konformer (PrPSc) des normalen zellmembranständigen Prionproteins (PrPC). Der Erreger der vCJK ist möglicherweise mit dem BSEErreger identisch. Die vCJK unterscheidet sich klinisch, histopathologisch und infektiologisch von der CJK (es ist auch lymphatisches Gewebe betroffen): 4 Entwicklung einer Amyloidose (Ablagerung fibrillärer Proteine) des ZNS. 4 Histologisch spongiforme Enzephalopathie. 4 Erreger gegen übliche Sterilisations- und vor allem Desinfektionsverfahren extrem resistent. 4 Nachweis am sichersten im Tierversuch (vorwiegend durch intrazerebrale Injektion von infektiösem Material) möglich.

4 Antikörperbasierte Nachweisverfahren (Western-Blot und ELISA) sind bisher nur für Hirngewebe möglich, ihre Sensitivität ist allerdings noch verbesserungsbedürftig. 4 Immunantwort (Antikörperbildung) des Organismus findet nicht statt, deshalb auch kein Nachweis von Antikörpern im Serum möglich. 4 Natürlicher Übertragungsweg unklar, orale Übertragung muss derzeit als möglich angesehen werden. 4 Wahrscheinlichkeit eines Erkrankungsausbruchs und Inkubationszeit (reicht von wenigen Jahren bis zu vielen Jahrzehnten) abhängig von Aufnahmeweg (oral um Faktor 10.000 niedriger als i. v.) und Aufnahmedosis. Eine iatrogene Übertragung wurde bisher nur vereinzelt in folgenden Situationen beschrieben: 4 nicht prionenwirksam aufbereitete Elektroden oder chirurgische Instrumente bei Eingriffen am Gehirn; 4 Hornhauttransplantation und Tympanoplastik; 4 unzureichend sterilisierte Dura-mater-Präparate (bis 1987); 4 Wachstumshormon- und Gonadotropinpräparate aus menschlichen Hypophysen (seit 1987 gentechnologische Herstellung). Eine gesicherte Übertragung bei Ärzten oder Pflegepersonal wurde noch nie beschrieben, ebenfalls nicht bei Personal in der Pathologie (aufgrund der beruflichen Exposition größtes Infektionsrisiko). Das Risiko für Ärzte und Pflegepersonal ist anscheinend extrem niedrig. ! Cave Voraussetzung für eine Übertragung der Infektion ist perkutaner Kontakt; deshalb vor allem Stichverletzungen vermeiden und 2 Paar Einmalhandschuhe anziehen, wenn ein Kontakt mit potenziell infektiösem Material möglich ist.

Risikopatienten 4 Empfänger von Hypophysenhormonen bis 1987. 4 Empfänger von Trommelfell-, Kornea- oder Hirnhauttransplantaten. 4 Personen, die mit CJK-Patienten oder an CJK Verstorbenen in einem Verwandtschaftsverhältnis ersten Grades stehen. 4 Patienten mit klinischen Verdachtssymptomen für CJK. 4 Infektiöses Material (. Tab. 12.4).

Risikoeingriffe bei CJK und vCJK 4 Eingriffe, die das Gehirn, Rückenmark und das Auge (vor allem hinterer Abschnitt) betreffen. 4 Lumbalpunktionen (Liquor).

159

12.6 · Medizinprodukteaufbereitung bei Creutzfeldt-Jakob-Krankheit

. Tab. 12.4. Infektiöses Material bei CKJ und vCJK Hohe Infektiosität

Gehirn, Rückenmark, Auge Bei vCJK auch: lymphatische Organe (Lymphknoten, Tonsillen, Milz, Thymus, mukoseassoziiertes lymphatisches Gewebe des Magen-Darm-Trakts, Lymphe)

Mittlere Infektiosität

Liquor, Dura mater, Hypophyse, Zirbeldrüse, Nebenniere, peripheres Nervensystem Sowie nur bei CJK: lymphatische Organe (7 oben) Bei vCJK möglicherweise auch: Blut und Knochenmark

Geringe Infektiosität

Nasenschleimhaut, Lunge, Leber, Pankreas Sowie nur bei CJK: Thymus, Knochenmark

Keine Infektiosität

Skelettmuskulatur, Herz, Brustdrüse, Milch, Schilddrüse, Speicheldrüsen, Speichel, Ovarien, Uterus, Hoden, Samen, fetales Gewebe, Kolostrum, Galle, Knochen, Sehnen, Bindegewebe, Haare, Haut, Niere, Kot, Urin, Serum Sowie nur bei CJK: Blut

4 Eingriffe im Gesichts-, Rachen- oder HNO-Bereich, falls dabei Teile des ZNS (inkl. Hirnnerven) berührt oder freigelegt werden. 4 Keine besonderen Vorsichtsmaßnahmen sind bei Eingriffen zu treffen, bei denen es zu Kontakt mit »frei von CJK-Infektiosität« klassifizierten Körperflüssigkeiten oder Exkrementen kommt: Blut, Serum, Stuhl, Speichel und Urin. 4 Bei vCJK zusätzlich zu den genannten alle Eingriffe (inkl. Endoskopien) im HNO-Bereich und im MagenDarm-Trakt

12.6.2

Aufbereitung von Medizinprodukten

Das RKI hat Empfehlungen zur Minimierung des Risikos einer iatrogenen Übertragung der vCJK durch Medizinprodukte, insbesondere chirurgische Instrumente, vorgelegt (Task Force vCJK 2002). Auf die Empfehlungen aus dem Abschluss der »Task Force vCJK« stützen sich die folgenden Ausführungen. Nach heutigem Kenntnisstand erscheint ein abgestuftes Vorgehen bei der Aufbereitung von Medizinprodukten notwendig. Dabei ist grundsätzlich zu unterscheiden, ob bei einem Patienten eine vCJK möglich oder klinisch wahrscheinlich ist, also ein erkennbares Risiko besteht (Verfahren 1), oder ob bei einem Patienten eine vCJK nicht wahrscheinlich ist, also kein unmittelbar erkennbares Risiko besteht (Verfahren 2).

Verfahren 1 (erkennbares Risiko) Kritische und semikritische Medizinprodukte sind nach Anwendung bei diesen Patienten primär zu entsorgen (. Abb. 12.2).

rung von Prionen geeignete Verfahren kombinieren. Als solche kommen für thermostabile (dampfsterilisierbare) Medizinprodukte folgende Verfahren in Frage: Zunächst eine nicht fixierende Vorbehandlung/Vorreinigung mit einem alkalischen Reiniger (>pH 10,5), vorzugsweise maschinell, und eine anschließende Dampfsterilisation bei 134°C mit einer Haltezeit von 5 min. Sollte eine alkalische Reinigung nicht möglich sein (gerade im Bereich der Augenheilkunde und Neurochirurgie), so ist ggf. auch eine Dampfsterilisation bei 134°C mit einer Haltezeit von 18 min bzw. bei 121°C mit einer Haltezeit von 20 min möglich. Für thermolabile (nicht dampfsterilisierbare) Medizinprodukte gilt ebenfalls, dass sie einer nicht fixierenden Vorbehandlung/Vorreinigung unterzogen und falls erforderlich mit einem geeigneten Verfahren sterilisiert werden. Bei Medizinprodukten, die der Risikoklasse Kritisch C zuzuordnen sind und in direktem Kontakt mit ZNS, Augenhintergrund, eröffnetem lymphatischen Gewebe und Ileum in Kontakt gekommen sind, ist eine erneute Anwendung im Detail zu klären. Es sollte jedoch nur dann aufbereitet werden, wenn keine operationstechnischen gleichwertigen Einwegprodukte verfügbar sind. > Eine Besonderheit ist bei Endoskopen zu berücksichtigen. Für Patienten mir möglicher oder wahrscheinlicher Erkrankung besteht ein Endoskopgerätepool (Gastroskope, Koloskope) in der Universitätsklinik Göttingen (Adresse: Institut für Neuropathologie der Universität Göttingen, Dr. Schulz-Schaeffer, Robert Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, Tel.: 0551/392700, Fax: 0551/398472). Von dort erfolgt Verschickung und die Aufbereitung nach speziellen Vorgaben, ggf. die Entsorgung.

12.6.3

Verfahren 2 (nicht unmittelbar erkennbares Risiko) Die alltägliche Aufbereitung von Medizinprodukten soll wenigstens zwei auch für die Dekontamination/Inaktivie-

Maßnahmen nach Exposition

4 Hautkontakt mit potenziell infektiösem Material ohne perkutane Exposition: Hände oder betreffende Körperstelle gründlich mit Wasser und Seife waschen.

12

160

Kapitel 12 · Umweltschonende Aufbereitung von Medizinprodukten

II

. Abb. 12.2. Empfehlungen zur Aufbereitung von Medizinprodukten bei erkennbarer oder wahrscheinlicher vCJK

4 Perkutane Exposition: sofort ca. 5 min mit 1 N-Lösung NaOH desinfizieren (Natriumhydroxid, Achtung: Gefahrstoff, sorgfältiger Umgang; bei Unklarheiten Arbeitssicherheit befragen!) anschließend gründlich mit Wasser abspülen 4 Potenziell infektiöses Untersuchungsmaterial kennzeichnen. 4 Wäsche die nicht oder nur geringfügig kontaminiert ist, mit üblichen Waschverfahren waschen; ist mit hoher Kontamination zu rechnen, Einwegkittel verwenden. 4 Abfälle, die massiv mit infektiösem Gewebe oder Körperflüssigkeit kontaminiert sind, sind als infektiöser Abfall zu entsorgen, alle anderen Abfälle können in den Hausmüll gegeben werden.

12.6.4

Fazit

4 Erreger und Infektionsweg für vCJK sind bekannt. 4 Infektionsdosis und Inkubationszeit sind bei vCJK nicht bekannt. 4 Der Verlauf einer möglichen vCJK-Epidemie ist nicht abzuschätzen. 4 Hygienische Risiken für den nicht invasiven medizinischen Bereich sind nicht gegeben. 4 Bei der Aufbereitung der Instrumente gibt es weiterhin noch offene Fragen.

Literatur Adler S, Scherrer M, Daschner F (1998) Costs of low-temperature plasma sterilization compared with other sterilization methods. J Hosp Infect 40: 125–134 Adler S, Scherrer M, Daschner F (2002) Durchdachter Umweltschutz spart den Kliniken Millionenbeträge. f&w 19: 57–59 AK Viruzidie (2004) Arbeitskreis Viruzidie beim RKI, Fachausschuss Virusdesinfektion der DVV, Desinfektionsmittel-Komission der DGHM: Prüfung und Deklaration der Wirksamkeit von Desinfektionsmitteln gegen Viren. Bundesgesundheitsbl 47: 62–66 Ayliffe GAJ, Babb JR (1999) Decontamination of the environment and medical equipment in hospitals In: Russell AD, Hugo WB, Ayliffe, GAJ (eds) Principles and practice of disinfection, preservation and sterilization, 3rd edn. Blackwell, Oxford, pp 395–415 Ayliffe GAJ, Lowbury EJL, Geddes AM, Williams JD (eds) (1992) Control of hospital infection – a practical handbook, 3rd edn. Chapman & Hall Medical, London Borneff M, Ruppert J, Okpara J, Bach A, Mannschott P, Amreihn P, Sonntag H-G (1995) Wirksamkeitsprüfung der Nieder-TemperaturPlasmasterilisation (NTP) anhand praxisnaher Prüfkörpermodelle. Zentral-Sterilisation 3: 361–371 Borneff-Lipp M, Okpara J (1999) Die Sterilisation mit NiedertemperaturPlasma-Sterilisationsverfahren. Aseptica 5/1: 14–18 Borneff-Lipp M, Okpara J, Bodendorf M, Sonntag H-G (1997) Validation of low-temperature-plasma (LTP) sterilization systems – comparison of two technical versions, the SterradTM 100, 1.8 and the 100 S. Hygiene Mikrobiologie 3: 21–27 Crow S, Smith JH (1995) Gas plasma sterilisation – application of spaceage technology. Infect Control Hospital Epidemiol 16: 483–487 Daschner F, Bauer M, Scherrer M (2006) Wiederaufbereitung und Resterilisation von Einweg-Medizinprodukten, 2. Aufl. Vanguard, Berlin Daschner F, Rüden H (1999a) Ist eine Validierung von Dampfsterilisationsprozessen notwendig? Krankenhaus 9: 609–612 Daschner F, Rüden H (1999b) Stellungnahme – Nationales Referenzzentrum für Krankenhaushygiene zur Aufbereitung und Resterilisation von Einwegprodukten. Medizinprodukte Journal 6: 67–70

161 Literatur

DGKH (2003) Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene, Berufsverband der Deutschen Hygieniker, DGSV-Deutsche Gesellschaft für Sterilgutversorgung. Gemeinsame Erklärung zum Erwerb der Sachkunde für die Instandhaltung von Medizinprodukten in der ärztlichen Praxis. Hygiene Medizin 28: 408 DGSV (Deutsche Gesellschaft für Sterilgutversorgung e. V.) Flussdiagramm zur Einstufung von Medizinprodukten, http://www. dgsv-ev.de/data/allgemein-kritisch.pdf Ebner W, Eitel A, Scherrer M, Daschner F (2000) Can household dishwashers be used to disinfect medical equipment? J Hosp Infect 45: 155–159 Förtsch M, Prüter J-W, Draeger J, Helm F, Sammann A, Seibt H, Ahlborn H (1993) H2O2-Niedertemperatur-Plasmasterilisation (NTP) – Neue Möglichkeiten für den Einsatz augenchirurgischer Instrumente. Ophthalmologe 90: 754–764 Geertsma RE, van Asten JAAM (1995) Sterilisation von Prionen – Anforderungen, Problematik, Konsequenzen. Zentral-Sterilisation 3: 385–393 Geiss HK, Heid H, Hirth R, Sonntag H-G (1994) Plasmasterilisation – ein alternatives Niedertemperatur-Sterilisationsverfahren. ZentralSterilisation 2: 263–269 Heuer C (2004) Einwegprodukte – Vorbild Deutschland. Klinikmanagement aktuell 11: 112–116 Holton J, Shetty N, McDonald V (1995) Efficacy of »Nu-Cidex« (0.35% peracetic acid) against mycobacteria and cryptosporidia. J Hosp Infect 31: 235–237 Jordy A (1993) Die Bewertung der NTP-Sterilisation im Krankenhaus aufgrund der Gutachtenlage. Zentral-Sterilisation 1: 45–54 Jülich W-D, v. Rheinbaben F, Steinmann J, Kramer A (1993) Zur viruziden Wirksamkeit chemischer und physikalischer Desinfektionsmittel und -verfahren. Hygiene Medizin 18: 303–326 Klingeren B van, Pullen W (1993) Glutaraldehyd resistant mycobacteria from endoscope washers. J Hosp Infect 25: 147–149 Kramme R, Dabalá M, Wolf D, Olbricht H, Scherrer M, Daschner F (2003) Planung der Bereiche und Teilbereiche Sterilgutversorgung. Freiburg, PMU Planungsstelle für Medizinische Universitätsbauten. Planungshilfen für medizinische Forschungs- und Ausbildungsstätten Kunz P, Frietsch G (1986) Mikrobizide Stoffe in biologischen Kläranlagen. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Kyi MS, Holton J, Ridgway GL (1995) Assessment of the efficacy of a low temperature hydrogen peroxide gas plasma sterilisation system. J Hosp Infect 31: 275–284 Lynam PA, Babb JR, Fraise AP (1995) Comparison of the mycobactericidal activity of 2% alkaline glutaraldehyd and ›Nu-Cidex‹ (0.35% peracetic acid). J Hosp Infect 30: 237–240 Martiny H, Kampf W-D, Rüden H (1991) Antimikrobielle Verfahren und Entwesung. In: Gundermann K-O, Rüden H, Sonntag H-G (Hrsg) Lehrbuch der Hygiene. G. Fischer, Stuttgart Mecke P (1989) Die Sterilisation thermolabiler medizinischer Instrumente nach dem Formaldehyd-Unterdruck-Verfahren bei 60°C. Beiträge Orthopädie Traumatologie 36: 68–72 Najdowski L, Dragas AZ, Kotnik V (1991) The killing activity of microwaves on some non-sporogenic and sporogenic medically important bacterial strains. J Hosp Infect 19: 239–247 Power EGM, Russell AD (1990) Sporicidal action of alkaline glutaraldehyde: factors influencing activity and a comparison with other aldehydes. J Appl Bacteriol 69: 261–268 RKI-Kommission (2001) Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert Koch-Institut, Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte. Empfehlung: Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten. Bundesgesundhbl 44: 1115–1126 Russell AD, Hugo WB, Ayliffe GAJ (1999) Principles and practice of disinfection, preservation and sterilization, 3rd edn. Blackwell, Oxford

Rutala WA, Weber DJ (2001) New disinfection and sterilization methods. Emerging Infection Diseases 7: 348–353 Scherrer M (2002) Zu viel Aufwand bei der Sterilisation? Klinikmanagement aktuell 4: 86–87 Scherrer M, Daschner F (1995) Vergleich der human- und ökotoxikologischen Wirkungen verschiedener Sterilisationsverfahren für thermolabile Materialien. Hygiene Medizin 20: 410–420 Task Force vCJK (2002): Die Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (vCJK). Epidemiologie, Erkennung,Diagnostik und Prävention unter besonderer Berücksichtigung der Risikominimierung einer iatrogenen Übertragung durch Medizinprodukte, insbesondere chirurgische Instrumente. Abschlussbericht der Task Force vCJK zu diesem Thema. Bundesgesundheitsbl 45: 376–394 Underwood E (1998) Good manufacturing practice. In: Russell AD, Hugo WB, Ayliffe GAJ (eds) Principles and practice of disinfection, preservation and sterilization, 3rd edn. Blackwell, Oxford Wallhäußer KH (1995) Praxis der Sterilisation – Desinfektion – Konservierung – Keimidentifikation – Betriebshygiene, 5. Aufl. Thieme, Stuttgart

12

13 Isolierungsmaßnahmen H.-M. Just, R. Ziegler 13.1 Allgemeines – 162

13.5 Erkrankungs- bzw. erregerspezifische Isolierungsanforderungen – 166

13.2 Organisationsvoraussetzungen – 163

13.5.1 Multiresistente Bakterien – 166 13.5.2 Tuberkulose – 172 13.5.3 Weitere epidemiologisch bedeutsame Mikroorganismen – 172

13.2.1 Personal – 163 13.2.2 Dokumentation – 164

13.3 Standardhygienemaßnahmen – 164 Literatur – 173 13.4 Zusatzmaßnahmen – 164 13.4.1 Durch direkten Kontakt übertragene Infektionen – 164 13.4.2 Durch Tröpfchen übertragene Infektionen – 165 13.4.3 Durch Luft übertragene Infektionen – 165

13.1 Isolierungsmaßnahmen hatten in der Medizin seit jeher zum Ziel, eine Weiterverbreitung von Krankheiten zu verhindern. Je weniger man von Ursache und Verbreitungsweg einer Erkrankung wusste, desto rigoroser waren die ergriffenen Absonderungsmaßnahmen (»Aussätzige«). Erst die Entdeckung der Mikroorganismen als Auslöser infektiöser Erkrankungen eröffnete die Möglichkeit einer genaueren Erforschung auch der Übertragungswege. Die Kenntnis des infektionsspezifischen Übertragungsweges einer Erkrankung ist aber die entscheidende Voraussetzung zur Festlegung sinnvoller, d. h. effektiver Isolierungsrichtlinien. Die in der Vergangenheit empfohlenen pauschalen Maßnahmen, die diesen Sachverhalt nicht berücksichtigten, resultierten oftmals in erkennbarer Überisolierung, mit der Folge, dass in der täglichen Praxis auch notwendige Isolierungsmaßnahmen eher lax gehandhabt wurden. Die Konsequenzen waren die Zunahme nosokomialer Infektionen und die endemische Ausbreitung multiresistenter Bakterien in Kliniken.

Allgemeines

In der modernen Medizin werden Isoliermaßnahmen eingesetzt, um einerseits eine Weiterverbreitung von Mikroorganismen auf andere Personen (Patienten wie Personal) zu verhindern (»aktive« Isolierung), andererseits um gefährdete (abwehrgeschwächte) Personen vor infektiösen Mikroorganismen zu schützen (»passive« oder »protektive« Isolierung). Letztere ist als eigene Kategorie in Frage zu stellen, zumal Studien die Wirksamkeit bei immunsupprimierten Patienten nicht sicher belegen konnten. Aber auch für die »aktive Isolierung« als Summe mehrerer einzelner Maßnahmen erlauben die publizierten Studien nur selten eine Aussage über die Effektivität einer Einzelmaßnahme. Viele dieser Maßnahmen behindern die Patientenversorgung in der täglichen Routine und binden Personal, sind materialaufwendig und somit teuer. Eine unterlassene notwendige Isolierung verschlingt andererseits aber enorme Kosten, wenn es zu einem Ausbruch kommt, Patienten an zusätzlichen Infektionen erkranken und kostenintensiv behandelt werden müssen. Der Kostendruck mit Einführung der »Diagnosis Related Groups« (DRGs), aber auch die gesetzliche Verpflichtung zur Qualitätssicherung zwingen die Kliniken einerseits, vermeidbare Komplikationen zu verhindern, und andererseits, kostenintensive Maßnahmen nur dann anzuwenden, wenn sie in ihrer Wirksamkeit bewiesen sind. Seit Jahren geben daher amerikanische Guidelines wie auch die neueren Empfehlungen der »Richtlinie für Kranken-

163

13.2 · Organisationsvoraussetzungen

haushygiene und Infektionsprävention« des Robert KochInstituts Evidenzkategorien für ihre Empfehlungen zur Infektionsvermeidung an (RKI 2003).

Empfehlungen des Robert Koch-Instituts Kategorie I: Nachdrückliche Empfehlung IA: Die Empfehlungen basieren auf gut konzipierten experimentellen oder epidemiologischen Studien. IB: Die Empfehlungen werden von Experten aufgrund eines Konsensus-Beschlusses der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut als effektiv angesehen und basieren auf gut begründeten Hinweisen für deren Wirksamkeit. Eine Einteilung der entsprechenden Empfehlung in die Kategorie IB kann auch dann erfolgen, wenn wissenschaftliche Studien möglicherweise hierzu noch nicht durchgeführt wurden. Kategorie II: Eingeschränkte Empfehlung Die Empfehlungen basieren teils auf hinweisenden klinischen oder epidemiologischen Studien, teils auf nachvollziehbaren theoretischen Begründungen oder Studien, die in einigen, aber nicht allen Krankenhäusern/Situationen umgesetzt werden sollen. Kategorie III: Keine Empfehlung, ungelöste Frage Maßnahmen, über deren Wirksamkeit nur unzureichende Hinweise vorliegen oder bislang kein Konsens besteht. Kategorie IV: Rechtliche Vorgaben Anforderungen, Maßnahmen und Verfahrensweisen in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen, die aufgrund gesetzlicher Bestimmungen, durch autonomes Recht oder Verwaltungsvorschriften zu beachten sind.

Die Effektivität einer Isolierungsmaßnahme hängt ab von Erreger, Übertragungsweg, Infektionslokalisation wie auch den diagnostischen oder therapeutischen Handlungen. Die Ausrichtung früherer Guidelines nach Organsystemen oder Körperflüssigkeiten hat sich als nicht praxisgerecht erwiesen und führte zu Überisolierung und unnötigen Kosten. Deshalb unterscheidet die WHO in ihren im Dezember 2003 veröffentlichten »Practical Guidelines for Infection Control in Health Care Facilities« nur noch zwischen Standardmaßnahmen (allgemeinene Basismaßnahmen) und Zusatzmaßnahmen (abhängig vom Übertragungsweg). Die Empfehlungen sind jedoch sehr pauschal gehalten und nicht mit Evidenzkriterien versehen, was für ihre Anwendung in der Praxis infektiologisches Wissen voraussetzt. > Ausschlaggebend für die Entscheidung, ob und mit welchen Maßnahmen eine Isolierung durchgeführt werden muss, ist die situationsbezogene Risikoanalyse durch einen Krankenhaushygieniker oder Infektiologen unter Berücksichtigung der oben genannten Aspekte.

Die im folgenden wiedergegebenen Anhaltspunkte zur Zusammenstellung sinnvoller Empfehlungen sind mit Evidenzkriterien versehen, sofern sich in der Literatur entsprechende Hinweise finden ließen (Garner 1996; RKI 2003; Saunders Infection Control Reference Service 2001; WHO 2003). Die derzeit umfassendste Quelle kategorisierter Empfehlungen zum Thema Isolierung stellt die noch als Entwurf vorliegende Neufassung der HICPAC-Guidelines dar (Siegel et al. 2004).

HICPAC/CDC-Empfehlungen Kategorie IA: Nachdrücklich empfohlen und stark untermauert durch gut konzipierte experimentelle, klinische oder epidemiologische Studien. Kategorie IB: Nachdrücklich empfohlen und untermauert durch einige experimentelle, klinische oder epidemiologische Studien und eine starke theoretische Grundlage. Kategorie IC: Gefordert, weil von Bundes- und/oder staatlichen Vorschriften vorgeschrieben oder Standard. Kategorie II: Vorgeschlagen und unterstützt durch hinweisende klinische oder epidemiologische Studien oder theoretische Überlegungen. Keine Empfehlung: Ungelöste Thematik. Ungenügende Beweise oder keine übereinstimmende Meinung bezüglich der Wirksamkeit.

13.2

Organisationsvoraussetzungen

Für die im Folgenden genannten Maßnahmen muss seitens der medizinischen Einrichtung sichergestellt werden, dass die erforderlichen Voraussetzungen gegeben sind.

13.2.1

Personal

Die Mitarbeiter müssen nicht nur in den wichtigsten Aspekten der Infektionsvermeidung ausgebildet sein, sondern in Abhängigkeit des zu erwartenden Infektionsrisikos der Patienten auch in ausreichender Anzahl zur Verfügung stehen. Die SENIC-Studie (Haley et al. 1985) hat gezeigt, dass als personelle Voraussetzung für eine kosteneffiziente Infektionsvermeidung neben einem entsprechend ausgebildeten Arzt eine Hygienefachkraft pro 250 Betten erforderlich und kosteneffizient ist. Während entsprechend dieser Erkenntnis in der alten Fassung der RKI-Empfehlung noch eine Hygienefachkraft pro 300 Betten als Voraussetzung genannt wurde, ist diese Feststellung in der Neufassung der Richtlinie leider (aus politischen Gründen) nicht mehr enthalten. Es ist nur schwer nachvollziehbar, dass man einerseits zwar Handlungsempfehlungen für eine Infektionsprävention niederschreibt, bei der wichtigsten Vo-

13

164

II

Kapitel 13 · Isolierungsmaßnahmen

raussetzung aber, der Vorhaltung des dafür notwendigen Personals, auf die Zuständigkeit anderer Stellen, hier der Länder, verweist. Die derzeit noch im Entwurf vorliegende Neufassung der HICPAC-Guidelines zu Isolierungsmaßnahmen (Siegel et al. 2004) ist hier konsequenter und fordert wenigstens eine Hygienefachkraft pro 250 Akutbetten – und zwar als Kategorie IB! Besonderer Wert wird darauf gelegt, dass die Vermeidung einer Infektionsübertragung ein besonderer Schwerpunkt der Aufgaben dieses Personals sein muss (ebenfalls Kategorie IB).

13.2.2

Dokumentation

Ein weiteres, in der SENIC-Studie ebenfalls als wichtig erkanntes Mittel zur Vermeidung von Infektionsübertragungen ist der regelmäßige Bericht über erfolgte Infektionen bzw. Übertragungen. Ein Vorläufer dieser inzwischen als Surveillance etablierten Methode (s. unten) ist die in vielen Kliniken seit Jahren übliche »Keim- und Resistenzstatistik«. Derartige Berichte sind Bestandteil eines effektiven Infektionsmanagements und werden ebenfalls in die Kategorie IB eingestuft (Siegel et al. 2004).

13.3

Standardhygienemaßnahmen

> Die Standardhygienemaßnahmen sollen in allen medizinischen Einrichtungen bei allen Handlungen am oder für den Patienten eingehalten werden (Beachtung von Infektionsdiagnose, -status und Übertragungsweg) (7 Kap. 24): 5 Händehygiene (Händedesinfektion, Händewaschen); 5 persönliche Schutzausrüstung (Handschuhe, Kittel, Mund-Nasen-Schutz, Gesichtsschutz); 5 sonstige Maßnahmen (z. B Materialien zur Patientenpflege, Handhabung von Bettwäsche oder Geschirr, Kontrolle der Umgebungskontamination).

Die CDC-Standardempfehlungen umfassen eine Vielzahl von Einzelmaßnahmen im Umgang mit allen Patienten. Dabei wird betont, dass es die Aufgabe des Hygieneverantwortlichen eines Krankenhauses oder einer Praxis ist festzulegen, welche Maßnahmen an welchen Arbeitsplätzen bzw. bei welchen (Verdachts-)Diagnosen erforderlich sind. Die individuelle Situation wird also in den Mittelpunkt der Entscheidung gerückt und der erforderliche Aufwand und die damit verbundenen Kosten mit der Erfolgswahrscheinlichkeit und dem Ausmaß der zu erwartenden Effektivität verglichen. Ein solches Vorgehen entspricht auch den Anforderungen des Infektionsschutzgesetzes (IfSG), das in § 36 Abs. 1 die Erstellung eines Hygieneplans fordert, der nicht vergleichbar ist mit den früher üblichen abteilungsspezifischen »Hygieneplänen« (7 Kap. 1). In den Erläuterungen werden explizit die einzelnen Schritte zur sachgerechten Erstellung dargestellt, wobei als erster Schritt die Analyse der Infektionsgefahren und als zweiter Schritt die

Bewertung der Risiken genannt sind. Erst danach können sinnvoll Maßnahmen zur Risikominimierung ergriffen werden (Bales u. Baumann 2001). Als wichtiger erster Schritt hin zu einer situationsgerechten Risikoanalyse hat sich die Durchführung einer Infektionssurveillance erwiesen, wie sie im § 23 IfSG gefordert wird. Die in Deutschland mittlerweile etablierte KISS-Methode liefert einerseits standardisierte Erfassungen und ermöglicht so jeder teilnehmenden Einheit neben der Bestimmung der eigenen Ausgangssituation auch eine fortlaufende Effizienzbeurteilung der ergriffenen Maßnahmen durch Abgleich der eigenen Daten mit den Vergleichsdaten des nationalen Referenzpools (Gastmeier 2004; 7 Kap. 11). Die erkrankungsspezifischen Isolierungsanforderungen, basierend auf dem Übertragungsweg, den erregerspezifischen Virulenzunterschieden und des Patientenkollektivs, ermöglichen eine individuelle Regelung mit dem erklärten Ziel, nicht den Patienten, sondern den Erreger zu isolieren. Damit werden die Belastungen für Patient und Personal sowie auch die Kosten gesenkt. Allerdings erfordert dieses Vorgehen eingehende infektiologische Kenntnisse, weshalb entsprechend ausgebildete Mitarbeiter und regelmäßige Schulungen die entscheidende Voraussetzung für ein funktionierendes Isolationsmanagement sind. Die Kosteneffizienz eines solchen Vorgehens wurde in der bislang umfassendsten Studie dieser Art, der SENIC-Studie (Haley et al. 1985), nachgewiesen und widerlegt eindrucksvoll die derzeit häufig gehörte Auffassung von Verwaltungsvorständen einzelner Kliniken bzw. von Unternehmensberatern, bei erforderlichen Sparmaßnahmen zuerst Hygienemitarbeiter einzusparen.

13.4

Zusatzmaßnahmen

13.4.1

Durch direkten Kontakt übertragene Infektionen

Sie betreffen vornehmlich die Übertragung von antibiotikaresistenten Mikroorganismen (Kolonisation oder Infektion) sowie Infektionen des Darms und der Haut bzw. Schleimhaut. Es werden hier folgende Zusatzmaßnahmen empfohlen (CDC-Kategorie IB): 4 Isolierzimmer (Einzel- oder Kohortenzimmer); wenn nicht möglich, Unterbringung je nach Erreger und Infektionslokalisation nach Rücksprache mit zuständigem Krankenhaushygieniker. 4 Vor Verlassen des Raumes Händedesinfektion. 4 Handschuhe und Schutzkittel sind erforderlich, wenn direkter Kontakt mit Patienten oder Patientenmaterial nicht auszuschließen ist; beides ist vor Verlassen des Zimmers abzulegen. 4 Bei notwendigem Patiententransport außerhalb des Zimmers sind Kontaminationen der Umgebung und anderer Personen vermeiden.

165

13.4 · Zusatzmaßnahmen

4 Zur Patientenbetreuung sind Einwegmaterialien zu verwenden; anderenfalls ist eine desinfizierende Aufbereitung der Materialien vor Verwendung bei anderen Patienten außerhalb der Kohorte erforderlich. Bei besonderen Mikroorganismen sind zusätzliche Empfehlungen zu beachten. Die Tatsache, dass sämtliche Empfehlungen in die Kategorie IB eingestuft sind, verdeutlicht, dass Studien, welche die Effizienz einer Einzelmaßnahme sicher beweisen, nicht vorliegen. Dies ermöglicht einerseits eine situationsabhängige flexible Handhabung bei diesen Patienten, angepasst an fach- oder klinikspezifische Gegebenheiten. Andererseits ist aber eine verantwortungsvolle Festlegung der Maßnahmen durch Fachpersonal und insbesondere die notwendige Schulung und Disziplin des betroffenen Personals, aber auch der Patienten erforderlich, um die konsequente Beachtung der aufgestellten Regeln zu gewährleisten. Die Maßnahmen sollten schriftlich festgelegt und die Kenntnisnahme durch die Betroffenen in gleicher Weise dokumentiert werden (»Isolierungsprotokoll«). So können überzogene Maßnahmen vermieden werden, die eine adäquate Versorgung des Patienten erschweren.

13.4.2

Durch Tröpfchen übertragene Infektionen

Bei diesem Infektionstyp werden respiratorische Tröpfchen >5–10 μm für eine Übertragung verantwortlich gemacht, wobei ein näherer Abstand der Kontaktperson (bis max. 1,5 m) und ein zeitgleiches Freisetzen (ggf. größerer Erregermengen) durch Husten, Schnäuzen oder Sprechen Voraussetzung sind. Auf diesem Weg werden bestimmte Formen von Meningitiden und Pneumonien wie auch

Keuchhusten, Diphtherie, Influenza B und Mumps übertragen. Für solche Infektionen sollten folgende Zusatzmaßnahmen ergriffen werden (CDC-Kategorie IB): 4 Isolierzimmer (Einzel- oder Kohortenzimmer; Türe kann geöffnet bleiben); wenn beides nicht möglich ist, muss mindestens 1 m Abstand zum nächsten Bett oder Besucher eingehalten werden. 4 Mund-Nasen-Schutz bei Aufenthalt <1–1,5 m zum Patienten. 4 Bei unvermeidlichem Transport außerhalb des Zimmers sollte man dem Patienten (wenn möglich) einen chirurgischen Mundschutz (in FFP1-Qualität) anlegen. Vor Verlassen des Raumes sind die Hände zu desinfizieren.

13.4.3

Durch Luft übertragene Infektionen

Hierbei ist davon auszugehen, dass Tröpfchen einer Größe <5 μm über eine längere Zeit in der Luft schweben (Tröpfchenkerne) und so von anderen Personen zeitverzögert eingeatmet werden können: aktive Lungetuberkulose, Masern, Windpocken, Lungenpest, hämorrhagisches Fieber (. Tab. 13.1). Da die Übertragung von Windpocken schneller und mit einer sehr viel höheren Erkrankungswahrscheinlichkeit sensibler Personen erfolgt als beispielsweise die Tuberkulose, müssen andere Faktoren (Infektionsdosis, Virulenz, Immunstatus der Kontaktpersonen) bei der Festlegung von Präventivmaßnahmen mit Berücksichtigung finden. Für durch Luft übertragene Infektionen werden folgende Zusatzmaßnahmen empfohlen (CDC-Kategorie IB): 4 Isolierzimmer (Einzel- oder Kohortenzimmer, Türen geschlossen halten), RLT-Anlage mit Unterdruck. 4 Mit der Versorgung sind bevorzugt immune Mitarbeiter zu betrauen.

. Tab. 13.1. Virale hämorrhagische Fieber. (Nach Heymann 2004) Typ

Mensch zu Mensch

Erregerhaltiges Material

Einzelzimmer

RLT-Anlage (Unterdruck)

MundNasenSchutz

Umgebungsdesinfektion

Kontaktpersonen

Lassa-Fieber

Während febriler Phase

Respirationssekret, Urin, Sexualkontakt

Ja

Wünschenswert

Ja

Mittel gem. RKI-Liste

Beobachtung 2-mal tgl. über 3 Wochen

Hantavirusinfektion

?

Nein

Nein

Nein

Nein

Bunyavirusinfektion

Nein

Blut; Körperflüssigkeiten

Nein

Nein

Nein

Nein

Ebola-Fieber

Über infektiöses Material

Respirationssekret, Urin, Sexualkontakt

Ja

Wünschenswert

Ja

Mittel gem. RKI-Liste

Strikte Beobachtung

Marburg-Fieber

Über infektiöses Material

Respirationssekret, Urin, Sexualkontakt

Ja

Wünschenswert

Ja

Mittel gem. RKI-Liste

Strikte Beobachtung

Denguefieber

Nein

Blut

Nein

Nein

Nein

Nein

Gelbfieber

Nein

Blut; Körperflüssigkeiten

Nein

Nein

Nein

Nein

13

166

II

Kapitel 13 · Isolierungsmaßnahmen

4 Partikelfiltrierende Maske: FFP2 bzw. Mund-NasenSchutz (situationsabhängig, nicht immune Kontaktperson oder Patient). 4 Bei unvermeidlichem Transport außerhalb des Zimmers ist dem Patienten (wenn möglich) ein chirurgischer Mundschutz anzulegen. 4 Vor Verlassen des Raumes Händedesinfektion. Bei speziellen Infektionen sind zusätzliche Empfehlungen zu beachten (7 auch . Tab. 13.2)

13.5

Erkrankungs- bzw. erregerspezifische Isolierungsanforderungen

. Tab. 13.2 gibt eine Übersicht über die in Betracht zu ziehenden Maßnahmen bei verschiedenen Erkrankungen bzw. Erregern. Da der Umgang mit Tuberkulosepatienten wie auch Patienten mit MRSA gegenwärtig viele Diskussionen auslöst und durch die zu erwartende weitere Zunahme von Antibiotikaresistenzen (inkl. Tuberkuloseerregern) auch in Zukunft ein herausragendes Thema bleiben wird (D’Agata 2004), soll auf beides näher eingegangen werden. Besonderheiten bei epidemiologisch wichtigen hochkontagiösen Infektionserkrankungen (z. B. virusbedingtes hämorrhagisches Fieber, VHF) werden ebenfalls angesprochen.

13.5.1

Multiresistente Bakterien

Hierbei handelt es sich nicht nur um MRSA (7 Kap. 14). Jedoch haben Krankenhäuser und zunehmend auch andere Institutionen wie Alten- und Pflegeheime besonders große Probleme im Umgang mit Personen, die mit MRSA besiedelt bzw. infiziert sind. Hier zeigen sich erhebliche Unsicherheiten bei der Frage ob und wenn ja wie eine Isolierung erfolgen soll. Einzelzimmerunterbringung, gesperrte Betten in Mehrbettzimmern sowie Kohortenisolierungen sind aufgrund zusätzlichen Personalaufwands und nicht belegbarer Betten aufwendig und kostenintensiv und bedürfen somit einer überzeugenden Argumentation. Isolierte Patienten werden nicht nur seltener, sondern auch medizinisch schlechter betreut (Stelfox et al. 2003). Zudem sind vermeidbare Komplikationen häufiger, was in letzter Konsequenz nicht nur zu einer deutlichen Unzufriedenheit der Patienten führt, sondern auch zu einem erhöhten Versorgungsaufwand. Widersprüchliche Ergebnisse zeigen Untersuchungen zur Effizienz von räumlicher Isolierung in Einzel- oder Kohortenzimmern. Ein systematisches Review von 46 publizierten Studien zeigte, dass immer mehrere Maßnahmen gemeinsam angewendet wurden und somit der Anteil einer Einzelmaßnahme wie der kostenintensiven Isolierung nicht klar zu belegen ist (Cooper et al. 2004).

Gleiches gilt im Prinzip auch für die Umfrage unter deutschen Teilnehmern der KISS-Erfassung auf Intensivstationen, die einen protektiven Effekt der Isolierung bei MRSA aufzeigte (Gastmeier et al. 2004). Deshalb ist gerade bei der Frage, ob eine räumliche Isolierung vertretbar oder gar notwendig ist, eine detaillierte Risikobeurteilung des individuellen Falls erforderlich. Medizinische Einrichtungen der Akutversorgung (Krankenhäuser und Einrichtungen für ambulantes Operieren) haben die Aufgabe akuter Diagnostik und Therapie, beides häufig mittels invasiver Verfahren, welche die physiologischen Abwehrbarrieren des Menschen umgehen oder durchdringen. Solche Verfahren gehen naturgemäß mit einem erhöhten Infektionsrisiko einher (häufigste Erreger sind Staphylokokken) und erfordern deshalb besondere Vorkehrungen zu Vermeidung dadurch bedingter nosokomialer Infektionen. Die Kommission für Krankenhaushygiene am RKI hat mit ihren 1999 publizierten »Empfehlungen zur Prävention und Kontrolle von Methicillin-resistenten Staphylococcusaureus-Stämmen (MRSA) in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen« versucht, mehr Sicherheit im Umgang mit diesem Bakterium zu bewirken:

Maßnahmen zur Kontrolle der MRSA-Situation (RKI 1999) 5 Frühzeitige Erkennung und Verifizierung von MRSA-Stämmen 5 Konsequente (Kohorten-)Isolierung MRSAkolonisierter/-infizierter Patienten 5 Umfassende Information und Schulung des Personals 5 Strikte Einhaltung allgemeiner Hygienemaßnahmen 5 Eradikation der nasalen MRSA-Besiedlung

Weiter wird ausgeführt: »Die weitestmögliche Vermeidung invasiv-diagnostischer und operativer (insbesondere elektiver) Eingriffe sowie die Minimierung von Verlegungen und Transporten bilden weitere Konsequenzen für den Umgang mit MRSA-Patienten.« Was gut gemeint war, um eine Ausbreitung von MRSA entgegenzuwirken, hat sich zwischenzeitlich als nur bedingt sinnvoll erwiesen. Die Hoffnungen, die man mit der »konsequenten Isolierung« verbunden hat (wenn sie denn durchgeführt wurde), haben sich nicht erfüllt: MRSA haben weiter zugenommen und breiten sich jetzt auch außerhalb von Krankenhäusern aus (sog. cMRSA). Eine Folge dieser Isolierempfehlung war leider teilweise auch eine emotionale Dramatisierung der Diagnose »MRSA« sowohl innerhalb wie auch außerhalb medizinischer Einrichtungen. Patienten wurden stigmatisiert, von anderen Einrichtungen nicht übernommen, von Altenheimen in die Kliniken zu-

Nein

Ja

Nein

Cholera

Creutzfeld-JakobKrankheit

Epiglottitis Haemophilus influenzae

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

Ja

Pneumokokken

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Ja

Ja

Meningokokken

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Bei engem Kontakt

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Bei engem Kontakt

Ja

Ja

Ja

Nein

Respiratorische Sekrete

Respiratorische Sekrete, Liquor

Respiratorische Sekrete, Liquor

Respiratorische Sekrete, Liquor

Fäzes

Blut, befallenes Areal

Respiratorische Sekrete

Wundsekret

Blut, Liquor, Hirngewebe

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

24 h nach Therapiebeginn

24 h nach Therapiebeginn

24 h nach Therapiebeginn

24 h nach Therapiebeginn

7 Tage nach Beginn

24 h nach Therapiebeginn

2 negative Kulturen im Abstand von 24 h nach Ende der Antibiotikatherapie

2 negative Kulturen im Abstand von 24 h nach Ende der Antibiotikatherapie

Nach 5 negativen Kulturen im Abstand von 48 h

Dauer der Erkrankung

Dauer der Erkrankung

Blut und Körperflüssigkeiten

Eiter, Blut, Muttermilch

Dauer der Erkrankung

Dauer der Schutzmaßnahmen

Blut und Körperflüssigkeiten

Fäzes

Ja

Ja

Mundschutz

Infektiöses Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Ja

Haemophilusinfluenzae

Nur bei Gefahr der Kontamination

Bei engem Kontakt

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Kontakt mit Blut, Körperflüssigkeiten, Sekreten, Exkreten

Ja

Handschuhe

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

abakteriell/viral

Enzephalitis

Ja

Ja

Rachenform

Fleckfieber

Ja

Hautform

Diphtherie

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

Brucellose

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

nicht immunsupprimiert

Ja

Kittel

Ja, protektiv

Einzelzimmer

Maßnahmen

immunsupprimiert

Aids

Erkrankung/Erreger

. Tab. 13.2. Erkrankungsspezifische Isolierungsanforderungen

Ja

Ja Ja

Ja

Ja Ja

Jaa

Ja

Ja

Abfall

Ja

Ja

Ja

Ja

Wäsche

Sonderbehandlung, wenn erregerkontaminiert

13.5 · Erkrankungs- bzw. erregerspezifische Isolierungsanforderungen 167

13

Nein

Gasbrand

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Neinb

Neina

Ja

Ja

Neinb

Neinb

Neinb

Neinb

Neinb

Nein

Cryptosporidium spezies

EnteritisSalmonellen

E. coli

Salmonella typhi/ paratyphi

Shigella species

Vibrio parahaemolyticus

Adeno-, Coxackie-, Echo-, Norwalk-Virus

Rotavirus

Yersinia enterocolitica

Hepatitis A, E (infektiös)

Hepatitis B, C, D, F (infektiös)

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Gefahr der Kontamination

Neinb

Clostridium difficile

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Materialc

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Materialc

Nur bei Gefahr der Kontamination Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Bei engem Kontakt

Handschuhe

Neinb

Nein

Bei engem Kontakt

Kittel

Campylobacter jejuni/coli

Gastroenteritis

Ja

Flöhe

Einzelzimmer

Maßnahmen

Nein

Nein

Nein

Nein

Jad

Nein

Nein

Nein

Nein

Nein

Nein

Nein

Nein

Nein

Nein

Mundschutz

Blut, Sekrete

Fäzes

Fäzes

Fäzes

Fäzes, evtl. respiratorische Sekrete

Fäzes

Fäzes

Fäzes

Fäzes

Fäzes

Fäzes

Fäzes

Fäzes

Wundsekret, Eiter

Infektiöses Material

bis HBs-Ag negativ (Hepatitis B) bzw. Erkrankungsdauer

7 Tage nach Beginn des Ikterus

3 negative Kulturen im Abstand von 48 h

Dauer der Erkrankung bzw. 7 Tage nach Beginn

Dauer der Erkrankung bzw. 7 Tage nach Beginn

3 negative Kulturen im Abstand von 48 h

5 negative Kulturen im Abstand von 48 h

5 negative Kulturen im Abstand von 48 h

Dauer der Erkrankung

3 negative Kulturen im Abstand von 48 h

3 negative Kulturen im Abstand von 48 h

3 negative Kulturen im Abstand von 48 h

3 negative Kulturen im Abstand von 48 h

48 h nach Behandlung

Dauer der Schutzmaßnahmen

Ja

Ja

Wäsche

Ja

Ja

Abfall

Sonderbehandlung, wenn erregerkontaminiert

II

Erkrankung/Erreger

. Tab. 13.2. (Fortsetzung)

168 Kapitel 13 · Isolierungsmaßnahmen

Nein

Nein

Ja

Nein

Nein

Ja

Chlamydien, Gonokokken

Krätze (Skabies)

Läusebefall (Pedikulose)

Lepra

Listeriose

Masern

Neinb

Ja

abakteriell/viral

Haemophilus influenzae

Meningitis

Ja

C. epidemica

Konjunktivitis

Ja

Influenza (Virusgrippe)

Nein

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

Nein

Nur bei Gefahr der Kontamination

Bei engem Kontakt

Bei engem Kontakt

Nein

Nur bei Gefahr der Kontamination

Bei engem Kontakt

Nur bei Gefahr der Kontamination

Neinb

Impetigo (A-Streptokokken)

Nein

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Bei engem Kontakt

Bei engem Kontakt

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Bei engem Kontakt

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Ja, bei engem Kontakt

Nein

Ja, bei engem Kontakt

Nein

Nein

Nein

Nein

Ja

Nein

Nein

Nur bei Gefahr der Kontamination

Ja

schwere oder generalisierte (Schleim-) Hautinfektion

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nein

Nur bei gefahr der Kontamination

Nein

Nein

rezidivierende (Schleim-) Hautinfektion

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

Enzephalitis

Herpes simplex

7 Tage nach Beginn 24 h nach Therapiebeginn

respiratorische Sekrete, Liquor

4 Tage nach Beginn des Exanthems

Dauer der Erkrankung

24 h nach Therapiebeginn

24 h nach Therapiebeginn

Dauer der Erkrankung

Dauer der Erkrankung

Dauer der Erkrankung

24 h nach Therapiebeginn

Dauer der Erkrankung

Dauer der Erkrankung

Dauer der Erkrankung

Fäzes

Respiratorische Sekrete

Fäzes, Urin, Mekonium, Blut, Liquor, respiratorische Sekrete

Infizierte Herde, Nasensekret, Eiter

Befallenes Areal

Erkrankte Haut

Eiter, Augensekret

Eiter, Augensekret

Respiratorische Sekrete

Läsionen

Wundsekrete

Wundsekrete

Liquor

Ja

13.5 · Erkrankungs- bzw. erregerspezifische Isolierungsanforderungen 169

13

Nein

Ja

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

Ja

Ja

Ja, spezielle Ventilation erforderlicha

Neinb,f

Jaf

Ja

Neinb

Mumps (Parotitis infectiosa)

Pertussis (Keuchhusten)

Pocken

Poliomyelitis

Röteln

SARS

Scharlach

Ja

Nein

Haut, ausgedehnt

Haut, gering

Staphylokokkeninfektionen (S. aureus)

Nur bei Gefahr der Kontamination

Wenn mögliche

Multiresistente Erreger (z. B. MRSA)

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

Nein

Nein

Mononukleose (infektiös)

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nein

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Ja

Nein

Nein

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nein

Nein

Nein

Ja

Handschuhe

Kittel

Meningokokken

Einzelzimmer

Maßnahmen

Nein

Nein

Nein

Ja

Nein

Nein

Ja

Bei engem Kontakt

Bei engem Kontakt

Nur bei infektösen Aerosolen

Nein

Ja, bei engem Kontakt

Mundschutz

Wundsekret, Eiter

Wundsekret, Eiter

Respiratorische Sekrete

Respiratorische Sekrete

Respiratorische Sekrete, Urin

Fäzes

Respiratorische Sekrete, Wundsekrete

Respiratorische Sekrete

Respiratorische Sekrete

Abhängig von Lokalisation

Respiratorische Sekrete

Respiratorische Sekrete

Infektiöses Material

Dauer der Erkrankung

Dauer der Erkrankung

24 h nach Therapiebeginn

Dauer der Erkrankung

7 Tage nach Beginn des Exanthems

7 Tage nach Beginn

Dauer der Erkrankung

7 Tage nach Therapiebeginn

9 Tage nach Beginn

Bis 3 Kulturen nach Absetzten der Antibiotikatherapie negativ sind

24 h nach Therapiebeginn

Dauer der Schutzmaßnahmen

Ja

Ja

Ja

Wäsche

Ja

Ja

Ja

Abfall

Sonderbehandlung, wenn erregerkontaminiert

II

Erkrankung/Erreger

. Tab. 13.2. (Fortsetzung)

170 Kapitel 13 · Isolierungsmaßnahmen

Nein

Nein

andere

Syphilis

Nein

Zytomegalie

f

e

d

c

b

Nein

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Ja

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nein

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nur bei Kontakt mit infektiösem Material

Nein

Ja

Nein

Nein

Ja

Nein

Nein

Ja, bei engem Kontakt

Urin, Sekrete, Muttermilch

Wundsekret

Respiratorische Sekrete, Wundsekret

Fäzes, Urin, Galle

Wundsekret, Eiter

Respiratorische Sekrete

Läsionssekrete, Blut

Wundsekret, Eiter, respiratorische Sekrete

Respiratorische Sekrete

Abfallen der Krusten

Abfallen der Krusten

5 negative Kulturen im Abstand von 48 h

Dauer der Sekretion

3 Wochen nach Therapiebeginn, abhängig von Mikrobiologie

24 h nach Therapiebeginn

24 h nach Therapiebeginn

24 h nach Therapiebeginn

Nach Rücksprache mit der Klinikhygiene. Bei unzureichender persönlicher Hygiene und/oder unzuverlässigen Patienten (z. B. Kindern) kann die Unterbringung im Einzelzimmer erforderlich sein. Alkohol zur Händedesinfektion nicht ausreichend wirksam, deshalb Schutzhandschuhe bei Patientenkontakt. Bei respiratorischer Symptomatik und /oder Tätigkeiten mit Aerosolbildung (z. B. Absaugen). Bei gehäuftem Auftreten ist eine Kohortisolierung möglich. Nur Personen mit Immunität (Impfung oder durchgemachte Erkrankung) sollen das Zimmer betreten.

Nein

Nur bei Gefahr der Kontamination

Neinf

Zoster

a

Ja

Jaf

Nur bei Gefahr der Kontamination

Windpocken

Varizellen

Ja

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nein

andere, sezernierend

Typhus/Paratyphus

Nur bei Gefahr der Kontamination

Ja

Nein

Nur bei Gefahr der Kontamination

Nur bei Gefahr der Kontamination

aktive AtemwegsTBC (auch bei dringendem Verdacht)

Tuberkulose

Ja

Pneumonie

Streptokokkeninfektionen (Gruppe A)

Ja

Ja

Ja, in Risikobereichen

Ja, in Risikobereichen

Ja

Jaa

Jaa Ja

Ja Ja

13.5 · Erkrankungs- bzw. erregerspezifische Isolierungsanforderungen 171

13

172

II

Kapitel 13 · Isolierungsmaßnahmen

rückgeschickt, Angehörige ängstigten sich um ihre Gesundheit und die ihrer Kinder – MRSA drohte zur »Pest« des 21. Jahrhunderts hochstilisiert zu werden. Hinzu kam, dass die nicht belegte Empfehlung der »weitestmöglichen Vermeidung invasiv-diagnostischer und operativer (insbesondere elektiver) Eingriffe« eine medizinische Schlechterstellung dieser Patienten bedeutet, für die es keine medizinische Rechtfertigung gibt. In Einzelfällen konnten Kliniken zeigen, dass auch ohne strikte Befolgung dieser Empfehlung eine Beherrschung einer endemischen MRSASituation durchaus möglich war (Ziegler et al 2004). Eine Notwendigkeit, die genannte Empfehlung den wissenschaftlichen Erkenntnissen anzupassen, ergibt sich auch aus der Tatsache, dass wir es in Zukunft nicht mehr nur mit MRSA, sondern mit einer Vielzahl anderer, nicht weniger problematischer Resistenzentwicklungen (ESBL-Bildner) zu tun haben werden (D’Agata 2004). Es ist unklar, inwieweit Kliniken so viele Einzelzimmer überhaupt vorhalten können. Vielmehr erscheint es primär dringend geboten, verbindliche Richtlinien für den Einsatz von Antibiotika vorzugeben, statt Maßnahmen für den Umgang mit multiresistenten Keimen festzulegen. > Der kausale Zusammenhang zwischen falscher Antibiotikaanwendung und zunehmender bakterieller Resistenzentwicklung gilt als gesichert. Nationale wie internationale Empfehlungen geben Hilfestellung zur Erarbeitung einrichtungsspezifischer Leitlinien, und das deutsche SARI-Projekt (Meyer et al. 2004) ist der Beginn einer Datenbasis für eine resistenzpräventive Antibiotikasurveillance (Shlaes et al. 1997). Deshalb ist eine enge Kooperation mit dem mikrobiologischen Labor für die Vermeidung von Übertragungen von entscheidender Bedeutung (Boyce et al. 2004).

13.5.2

Tuberkulose

Eine Isolierung von Patienten mit der Diagnose »Tuberkulose« ist dann gerechtfertigt, wenn eine kontinuierliche Gefahr einer Übertragung auf andere Personen besteht (7 Kap. 15). Dies gilt streng genommen nur für die Lungentuberkulose, solange infektiöse Erreger beim Husten freigesetzt werden. Erkrankungen anderer Organsysteme (z. B. Niere, Darm, Haut) können zwar auch zu einer Freisetzung von Erregern führen; hier hängt es aber entscheidend davon ab, ob diese kontrolliert erfolgt (beim Verbinden von Fisteln, Wunden etc.) oder unkontrolliert (inkontinente, verwirrte, nicht kooperative Patienten). Nur bei Letzteren erscheint eine Einzelzimmerisolierung mit eigener Nasszelle zwingend. Die derzeit gültigen CDCEmpfehlungen empfehlen bei Einzelzimmerisolierung zusätzlich eine Klimatisierung des Raumes mit Unterdruck und mindestens 6fachem Luftwechsel pro Stunde, allerdings ohne Evidenzangabe. Diese weitreichende und kostenintensive Empfehlung erscheint derzeit nicht hinrei-

chend durch Studien belegt. Davon abweichende Verfahrensweisen (konsequente Isolierung innerhalb des Patientenzimmers, jedoch mit der Möglichkeit der Fensterlüftung und des Spazierengehens im Freien; FFP2-Maske für Personal, chirurgischer Mundschutz für den Patienten) haben sich in vielen Kliniken bewährt, ohne dass es zu nachweisbaren Infektionsübertragungen gekommen wäre (siehe hierzu auch die Empfehlungen zur Anwendung von Atemschutzmasken bei Tuberkulose; DZK 2004). Für größere Zentren sollten begrenzt Zimmer mit negativem Druck vorgesehen werden. Anders verhält es sich allerdings beim Nachweis multiresistenter Erregerstämme. In solchen Fällen muss gemeinsam mit dem zuständigen Gesundheitsamt im Einzelfall entschieden werden, welche Präventivmaßnahmen erforderlich sind, um einer Ausbreitung vorzubeugen.

13.5.3

Weitere epidemiologisch bedeutsame Mikroorganismen

Nicht nur veränderte Antibiotikaresistenzen, sondern mehr noch veränderte Virulenzeigenschaften (SARS, »Vogelgrippe«) und nach dem »11. September« auch die Wahrscheinlichkeit terroristischer Anschläge (7 Kap. 46) erfordern Überlegungen zum rationalen Umgang mit Personen, die mit solchen Mikroorganismen kontaminiert oder infiziert sind bzw. sein könnten. »Hochpathogene Erreger«: Die Erfahrungen mit SARS haben gezeigt, dass es sinnvoll ist, bei Anzeichen einer unbekannten, vor allem aber einer möglicherweise neuartigen infektiösen Erkrankung umfassende Isolierungsmaßnahmen so lange strikt einzuhalten, bis diagnostische Ergebnisse eine Risikoeinstufung ermöglichen. Das RKI stellt hierzu auf seiner Homepage entsprechende Informationen zum Download bereit, die von einem Expertenteam den aktuellen wissenschaftlichen Erkenntnissen angepasst werden (http://www.rki.de). In solchen Verdachtsfällen ist eine Meldung an die zuständige Gesundheitsbehörde gesetzlich vorgeschrieben, die entsprechende Maßnahmen koordiniert und veranlasst. Handelt es sich um »lebensbedrohliche importierte Erkrankungen« mit Erregern der Kategorie 4 nach BiostoffVO (meist Erreger des viralen hämorrhagischen Fiebers, VHF), dann sind die entsprechenden nationalen Regelungen zu beachten, die auch Vorgaben zur Isolierung enthalten. Diagnostik wie auch stationäre Behandlung sollten den ausgewiesenen Kompetenzzentren überlassen werden (http://www.rki.de/cln_011/nn_226928/DE/Content/Infekt/ Biosicherheit/Seuchenalarm/alarm,templateId=raw,property= publicationFile.pdf/alarm).

In unklaren Verdachtsfällen müssen immer die unter 7 13.4 genannten drei wichtigsten Übertragungswege bei

einer Isolierung berücksichtigt werden: 1. über die Luft (aerogen), 2. über Tröpfchen, 3. über direkten Kontakt

173 Literatur

(Edmont et al. 2005). Nach schnellstmöglicher klinischer und mikrobiologischer Abklärung sollten die getroffenen Maßnahmen angepasst werden. Diese sind aber auch bei gleichlautender klinischer Diagnose (z. B. »virales hämorrhagisches Fieber«) je nach Erreger unterschiedlich.

Literatur Bales S, Baumann HG, Schnitzler N (2001) Infektionsschutz, Kommentar und Sammlung. Kohlhammer, Stuttgart Boyce JM, Havill NL, Kohan C, Dumigan DG, Ligi CE (2004) Do infection control measures work for methicillin-resistant Staphylococcus aureus? Infect Control Hosp Epidemiol 25: 395–401 Cooper BS, Stone SP, Kibbler CC, Cookson BD, Roberts JA, Medley GF, Duckworth G, Lai R, Ebrahim S (2004) Isolation measures in the hospital management of methicillin resistant Staphylococcus aureus (MRSA): systematic review of the literature. BMJ 329: 533–538 D’Agata EM (2004) Rapidly rising prevalence of nosocomial multi-resistant, gram-negative bacilli: a 9-year surveillance study. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 842–846 DZK (2004) Deutsches Zentralkomitee zur Bekämpfung der Tuberkulose. Empfehlungen zur Anwendung von Atemschutzmasken bei Tuberkulose. Pneumologie 58: 92–102 Edmont MB, Wenzel RP (2005) Isolation. In: Mandell GL, Douglas RG, Bennett JE (eds) Principles and practice of infectious diseases, 6th edn. Elsevier, Amsterdam Garner JS; HICPAC (1996) Guidelines for isolation precautions in hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 53–80 Gastmeier P (2004) Nosocomial infection surveillance and control policies. Curr Opin Infect Dis 17: 295–301 Gastmeier P, Schwab F, Geffers C, Rüden H (2004) To isolate or not to isolate? Analysis of data from the German Nosocomial Infection Surveillance System regarding the placement of patients with methicillin-resistant Staphylococcus aureus in private rooms in intensive care units. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 109–113 Haley RW, Culver DH, White JW, Morgan WM, Emori TG, Munn VP, Hooton TM (1985) The efficacy of infection surveillance and control programs in preventing nosocomial infections in US hospitals. Am J Epidemiol 121: 182–205 Heymann, DL (ed) 2004 Control of communicable diseases manual, 18th edn. American Public Health Association Meyer E, Schroeren-Boersch B, Schwab F, Jonas D, Rüden H, Gastmeier P, Daschner F (2004) Qualitätssicherung in der Intensivmedizin. SARI-Surveillance der Antibiotikaanwendung und bakterieller Resistenzentwicklung auf Intensivstationen. Anästhesist 53: 427– 433 RKI (1999) Robert Koch-Institut: Empfehlungen zur Prävention und Kontrolle von Methicillin-resistenten Staphylococcus-aureus(MRSA-)Stämmen in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen. Bundesgesundheitsbl 42: 954–958 RKI (2003) Robert Koch-Institut: Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention. Urban & Fischer, München Saunders Infection Control Reference Service (2001) The Experts’ Guide to the Guidelines. Saunders, Philadelphia Shlaes DM, Gerding DN, John JF Jr et al. (1997) Society for Healthcare Epidemiology of America and Infectious Diseases Society of America Joint Committee on the Prevention of Antimicrobial Resistance. Guidelines for the prevention of antimicrobial resistance in hospitals. Clin Infect Dis 25: 584–599 Siegel J et al. 2004 Draft guideline for isolation precautions: preventing transmission of infectious agents in healthcare settings. http:// www.premierinc.com/all/safety/resources/guidelines/downloads/ 2004-draft-iso-guideline.pdf

Stelfox HT, Bates DW, Redelmeier DA (2003) Safety of patients isolated for infection control. JAMA 290: 1899–1905 WHO (2003) Practical guidelines for infection control in health care facilities Ziegler R, Geis A, Just HM (2004) Konsequente Hygiene zahlt sich aus: Zehn Jahre MRSA–Erfahrung an einem Großklinikum. Klinikarzt 33: 25–28

13

14

Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime R.Geisel, F.J. Schmitz, M. Dettenkofer

14.1

Methicillinresistente Staphylococcusaureus-Stämme – 175

14.1.1

Definition verschiedener Ausprägungen von Multiresistenz bei Staphylococcus aureus – 175 Resistenzmechanismus – 175 Fortschritte im molekularepidemiologischen Verständnis der MRSA-Verbreitung – 176 Krankenhaushygienische Praxis im Umgang mit MRSA – 176

14.1.2 14.1.3

14.1.4

14.3

Gramnegative Resistenz

14.3.1

14.3.3

Extended-SpectrumBetalaktamasen (ESBL) – 183 Bedeutung von mobilen genetischen Elementen für die Resistenz bei gramnegativen Bakterien am Beispiel der »Integrons« – 184 Präventionsmaßnahmen – 184

14.4

Ausblick

14.3.2

– 183

– 185

Literatur – 185 14.2

Vancomycinresistente Enterokokken – 180

14.2.1 14.2.2

Resistenzmechanismus – 181 Hygienemaßnahmen bei VRE – 181

In den letzten 15–20 Jahren hat die Häufigkeit der Resistenz gegenüber Antibiotika bei vielen bakteriellen Infektionserregern weltweit deutlich zugenommen. Die regionalen Unterschiede, aber auch die Verteilung innerhalb eines Krankenhauses, sind dabei erheblich und reflektieren im Allgemeinen den durch den Gebrauch der Substanzen ausgelösten Selektionsdruck. Die Ursachen für die Zunahme resistenter Mikroorganismen sind vielfältig. Neben Unterschieden in der Qualität der Krankenhaushygiene ist ein wesentlicher Grund sicherlich der erhöhte Bedarf an Antibiotika mit einem konsekutiv steigenden Selektionsdruck, der auf die Bakterien ausgeübt wird. Das seit 2001 in Kraft getretene Infektionsschutzgesetz sieht für einen Großteil der multiresistenten bakteriellen Erreger eine Dokumentationspflicht vor. Diese Regelung berücksichtigt für die gramnegativen erstmals die

zunehmende Bedeutung von Extended-Spectrum-Betalaktamase bildenden Bakterien (ESBL) und der cabapenemresistenten Erreger (vor allen) der Nonfermentergruppe. Ein klassischer Erreger aus dem grampositiven Spektrum, an dem diese Entwicklung beobachtet werden kann, ist der methicillinresistente Staphylococcus aureus, der 1961 erstmals beschrieben wurde. Die ursprünglichen MRSA Isolate waren jedoch noch sensibel gegenüber vielen Antibiotikaklassen. Seit 1975 breiten sich aber weltweit MRSA aus, die nicht nur gegenüber β-Lalaktam-Antibiotika, sondern auch gegenüber einer Vielzahl anderer Substanzklassen resistent sind. Diese Ausbreitung ist in aller Regel klonal, und – wie bei sensiblen S.-aureus-Stämmen – sehr häufig mit einer primär nasalen Besiedlung verbunden. Neben MRSA spielen heute Vancomycin-resistente Enterokokken (VRE) und ESBL-bildende gramnegative Erreger eine wichtige Rolle bei der Resistenzproblematik.

175

14.1 · Methicillinresistente Staphylococcus-aureus-Stämme

14.1

Methicillinresistente Staphylococcus-aureus-Stämme

Unter den bakteriellen Erregern im Krankenhaus stellt der methicillinresistente Staphylococcus aureus (MRSA oder auch ORSA, oxacillinresistenter S. aureus) seit einigen Jahren den weltweit wichtigsten Problemkeim dar. Hauptgründe hierfür sind: 4 der mit der Methicillinresistenz einhergehende Verlust aller β-Laktam-Antibiotika für die Therapie; 4 erhöhte Letalität bei MRSA-Sepsis im Vergleich zu methicillinempfindlichen Stämmen; 4 hohe Kosten für Isolierung und verlängerte Liegezeiten; 4 aufwendige und teure antimikrobielle Therapie- und Sanierungsmaßnahmen. Neben den erhöhten Versorgungskosten stellen MRSAStämme vor allem durch den erheblichen logistischen Aufwand, den die Isolierung infizierter oder kolonisierter Patienten bedeutet, für das Krankenhaus eine Herausforderung dar (7 Kap. 13). Der Anteil der methicillinresistenten S.-aureus-Stämme steigt trotz aller Bemühungen zur Eindämmung der Ausbreitung in Mitteleuropa stetig an. Nach den regelmäßigen Studien der Paul-Ehrlich-Gesellschaft in Deutschland hat der MRSA-Anteil an allen S.-aureus-Isolaten inzwischen die 20%-Marke deutlich überschritten (http:// www.p-e-g.org). Das Problem eskalierte 2002 durch Berichte aus den USA über erste klinische Isolate, die auch vancomycinresistent waren (VRSA). Da in zeitlicher Nähe auch Einzelfälle einer Linezolidresistenz bei MRSA publiziert wurden (Bersos et al. 2004b; Pillai et al. 2002; Wilson et al. 2003), entsteht der Eindruck, dass die Ent-

wicklung neuer Antibiotika nicht mehr mit der Resistenzentwicklung Schritt halten kann. Sollten die unterschiedlichen Resistenzmechanismen, die auch Reserveantibiotika unwirksam werden lassen, in kombinierter Form auftreten, wäre damit ein vollständiger Verlust aller Therapieoptionen verbunden. Um diese Situation abzuwenden, ist daher die Kontrolle der Ausbreitung von MRSA eine der vordringlichsten Aufgaben für die Krankenhaushygiene.

14.1.1

Definition verschiedener Ausprägungen von Multiresistenz bei Staphylococcus aureus

Die Chronologie der Resistenzentwicklung von Staphylococcus aureus umfasst seit Beginn der antibiotischen Ära sieben verschiedene Resistenzphänotypen, die in . Tab. 14.1 zusammengefasst werden.

14.1.2

Resistenzmechanismus

Bei S. aureus wird die Resistenz gegenüber Methicillin und damit auch allen anderen verfügbaren β-Laktam-Antibiotika durch die Produktion eines veränderten penicillinbindenden Proteins, PBP2’ (Synonym PBP2a), verursacht. Dieses neue PBP senkt die Bindungsaffinität für β-Laktam-Antibiotika deutlich. Wenn PBP2’ produziert wird, kann S. aureus, auch in Gegenwart einer hemmenden Konzentration von β-Laktamen, ungehindert mit der Zellwandsynthese fortfahren. PBP2’ wird vom mecAGen kodiert, das im Chromosom der MRSA-Stämme liegt.

. Tab. 14.1. Resistenzphänotypen von MRSA in chronologischer Reihenfolge Typ

Definition

Resistenzphenotyp

Erstbeschreibung

β-Laktamase bildender S. aureus

Plasmidkodierte Resistenz gegenüber β-Laktamase-labilen Antibiotika

Penicillin R

Kirby 1944

Aminoglykosid R

Speller et al. 1976

Gentamicinresistente MSSA MRSA/ORSA

Resistenz gegenüber β-Laktamasestabilen Antibiotika

Alle β-Laktamantibiotika R

Jevons 1961

Multiresistente MRSA

Zusätzliche Kreuzresistenzen gegen andere Antibiotikaklassen

Makrolide Lincosamine Streptogramin B Sulfonamide Fluorchinolone

ca. 1975

Hetero-VISA

MRSA mit vancomycinresistenter Subpopulation >10–6 und MHK ≤4 mg/L

Vancomycin S nach den NCCLS-Kriterien

Hiramatsu et al. 1997

VISA/GISA

Intermediär glycopeptidsensible MRSA, MHK ≤8–16 mg/l

Glycopeptide

1997

VRSA

Vancomycinresistenter MRSA

Vancomycin

2002

14

176

Kapitel 14 · Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime

14.1.3

II

Fortschritte im molekularepidemiologischen Verständnis der MRSA-Verbreitung

Von Hiramatsu et al. (2001) wurden vier verschiedene, im Aufbau variierende Elemente des »staphylococcal cassette chromosome” (SCCmec) charakterisiert. Ein fünftes Element wurde erst kürzlich beschrieben. Die mobilen genetischen Elemente bestehen aus DNA-Fragmenten unterschiedlicher Länge, die in das MRSA-Chromosom integriert werden. Wielders et al. (2001) konnten zeigen, dass SCCmec-Elemente in der Lage sind, das mec-Gen von koagulasenegativen Staphylokokken (KNS) auf S. aureus zu übertragen. Untersuchungen an verschiedenen, zeitlich weit zurückliegenden Stammsammlungen deuten darauf hin, dass Staphylococcus sciuri in der MRSA-Evolution die wahrscheinlichste Spezies für die initiale Übertragung der Methicillinresistenz darstellt (Oliveira et al. 2002b). Da der Transfer einer Methicillinresistenz von KNS auf S. aureus bisher nur in Einzelfällen nachweisbar war, ist davon auszugehen, dass die Verbreitung der Methicillinresistenz über mobile genetische Elemente im Vergleich zu dem Hauptverbreitungsweg über multiple Klone von untergeordneter Bedeutung ist (Muto et al. 2003). Goldstandard zur genotypischen Differenzierung ist seit einigen Jahren die Pulsfeld-Gelelektrophorese (PFGE). Das Verfahren liefert in einer zeitaufwendigen Makrorestriktionsanalyse einen genetischen Fingerprint jedes Isolates, das aus 15–20 Banden besteht. Nimmt man die Ergebnisse der ebenso aufwendigen Multilokus-Enzymelektrophorese (MLST), der Sequenzierung der für das Protein A kodierenden spa-Typisierung und der Differenzierung der vorliegenden SCCmec-Typen hinzu, so lässt sich die weltweite Verbreitung von MRSA auf wenige Hauptklone reduzieren (Robinson u. Enright 2003). Eine Übersicht dieser wichtigsten MRSA-Klone findet sich in . Tab. 14.2. Für die krankenhausbezogene genotypische Analyse eines neu aufgetretenen MRSA-Isolates hat sich die spaTypisierung als schnellere und zuverlässige Alternative zur PFGE inzwischen an einigen Zentren etabliert. Als sequenzbasiertes Verfahren erlaubt es innerhalb von 24 Stun-

den eine Aussage darüber, ob ein MRSA-Isolat in der betroffenen Region bereits verbreitet ist oder ob es sich um ein Erstisolat eines neu aufgetretenen Klones handelt (Harmsen et al. 2003).

14.1.4

Krankenhaushygienische Praxis im Umgang mit MRSA

Nutzen von Barrieremaßnahmen In einem Health-Technology-Assessment-Bericht (herausgegeben vom Deutschen Institut für Medizinische Dokumentation und Information, DIMDI) geht auf der Basis eines systematischen Reviews hervor, dass in der Fachliteratur bis 2001 keine Studien der Evidenzkategorie I oder II (Definition der Evidenzgrade nach Mindorff et al. 1999) publiziert wurden (d. h. insbesondere keine kontrollierten randomisierten Studien). Die zusammenfassende Auswertung der Arbeiten ergab keine evidenzbasierte Grundlage, um allgemeingültige Empfehlungen für Barrieremaßnahmen aussprechen zu können (Dettenkofer et al. 2003). Auf der Basis einer Befragung der am KrankenhausInfektions-Surveillance-System (KISS) teilnehmenden deutschen Intensivstationen stellte sich allerdings die räumliche Isolierung in der intensivmedizinischen Betreuung von Patienten mit MRSA als signifikant protektive Maßnahme heraus (Gastmeier et al. 2004; Ergebnis der Multiregressionsanalyse: Odds-Ratio 0,36; 95%-Konfidenzintervall 0,17–0,79). In einem systematischen Literaturreview kommen Cooper et al. (2004) zu dem Schluss, dass Isolierungsmaßnahmen (Einzelzimmer oder Kohortierung) sinnvoll sind, auch wenn weitere Studien durchgeführt werden sollten. Die aktuellen Empfehlungen der Society for Healthcare Epidemiology of America (SHEA) betonen u. a. die Notwendigkeit, Verbrauchsmaterial für die Pflege solcher Patienten nicht zeitgleich für andere Patienten zu verwenden und im Falle einer unvermeidlichen gemeinsamen Benutzung vorher zu reinigen und zu desinfizieren (Evidenzkategorie Ib; Muto et al. 2003). Darüber hinaus kann eine Kohortenpflege kolonisierter und infizierter Patienten durchgeführt werden (Kategorie II).

. Tab. 14.2. Klonale Ausbreitung von MRSA. (Mod. nach Oliveira et al. 2002a) Klonbezeichnung

Spa-Typ

MLST-Profil

Genetischer Hintergrund

SCCmec-Typ

Archaischer Klon

MBQBLO

3–3–1–1/12–4–4–16

A1

I

Iberischer Klon

MBQBLO

3–3–1–1/12–4–4–16

A2

IA

Klon V

MBQBLO

3–3–1–1–4–4–3

A3

IV

Brasilianischer Klon

KAOMQ

2–3–1–1–4–4–3

A4

IIIA

Ungarischer Klon

KAOMQ

2–3–1–1–4–4–3

A4

III

New Yorker/Japanischer Klon

DMGMK

1–4–1–4–12–1–10

B

II

Pädiatrischer Klon

DMGMK

1–4–1–4–12–1–10

B

IV

177

14.1 · Methicillinresistente Staphylococcus-aureus-Stämme

Nach Expertenmeinung (Kategorie IB) des Robert Koch-Instituts müssen MRSA-kolonisierte bzw. -infizierte Patienten räumlich getrennt von anderen Patienten untergebracht werden (möglichst in Zimmern mit eigener Nasszelle und einem Vorraum mit Schleusenfunktion, was in der Praxis allerdings nur selten verfügbar ist) (Empfehlungen 1999; 7 auch Kap. 13). Auch das erfolgreiche niederländische Search-anddestroy-Modell sieht für jeden MRSA-positiven Patienten die Isolierung im Einzelzimmer vor. Diese Strategie geht allerdings – abhängig von der Prävalenz – mit erheblichen Anforderungen an räumliche Isolierungskapazitäten einher. Verhoef et al. (1999) schlugen daher dieses Vorgehen nur für die regionalen Hauptklone vor, z. B. auf Basis der spa-Typisierung.

Nutzen von Händehygiene > Da die Hände des medizinischen Personals den Hautübertragungsweg für die Verbreitung von MRSA im Krankenhaus darstellen (Pittet et al. 2000), kommt der Händehygiene bei der Prävention und Kontrolle die zentrale Schlüsselrolle zu.

Alle aktuellen evidenzbasierten Empfehlungen stufen die alkoholische Händedesinfektion vor und nach Patientenkontakt (Einwirkzeit 30 s) als Evidenzkategorie Ia ein oder betonen die zentrale Bedeutung dieser Maßnahme (Dettenkofer et al. 2003; Muto et al. 2003). Die Compliance im Bereich der Händehygiene sollte z. B. durch die Hygienefachkräfte regelmäßig beobachtet und berichtet werden, um die Akzeptanz dieser Maßnahme zu stärken (Ib). Das Waschen der Hände mit Seife ist demgegenüber aus infektionspräventiver Sicht von weit geringerer Bedeutung und dient dazu, eine sichtbare Kontamination zu entfernen, ohne wesentlichen Einfluss auf die Verbreitung nosokomialer Erreger zu haben.

Nutzen des Tragens von Einmalhandschuhen Bei direktem Kontakt zum Patienten oder der von ihm potenziell kontaminierten Umgebung sollten Handschuhe getragen werden (Muto et al. 2003). Ist eine Berührung kontaminierter Bereiche auszuschließen, kann allerdings darauf verzichtet werden. > Das Tragen von Handschuhen sollte in sinnvoller Weise mit der Händedesinfektion kombiniert werden und ersetzt die Händedesinfektion nicht. Da grundsätzlich kein hinreichender Schutz des Trägers vor Kontamination der Hände während des Tragens und beim Ablegen besteht, ist die anschließende Händedesinfektion unerlässlich.

Nutzen von Schutzkleidung Staphylococcus aureus kann bis zu mehreren Wochen in der unbelebten Umgebung des Patienten, an Gegenständen und Kleidungsstücken überleben. Daher sollte bei der

Pflege eines MRSA-positiven Patienten ein Schutzkittel getragen werden. Um die Verschleppung des Keims von diesem Kittel zu verhindern, muss die Schutzkleidung des Personals gemeinsam mit allen anderen Pflegeutensilien oder Hilfsmitteln für die medizinische Untersuchung innerhalb des Isolierungsbereichs bleiben. Da diese Gegenstände erst nach gründlicher Reinigung und Desinfektion wieder für andere Patienten verwendet werden dürfen, bietet sich ein solches Vorgehen auch aus Kostengründen an. Masken als Ergänzung der Schutzkleidung haben sich als sinnvolle Erweiterung zum Schutz des medizinischen Personals vor einer nasalen Besiedlung erwiesen. Als Risiko für den Erwerb einer nasalen Besiedlung gelten nicht nur Tätigkeiten mit unmittelbarem Patientenkontakt, wie Bettenmachen oder Manipulation an Körperstellen, die MRSA-besiedelt sind, sondern vor allem auch die Berührung der Nase mit kontaminierten Händen (mit oder ohne Handschuhe). Bei Patienten, die MRSA ausschließlich in Wunden aufweisen, die mit einem intakten, trockenen Verband geschlossenen sind, liegt es im Ermessen des medizinischen Personals, auf das Tragen von Masken zugunsten einer geringeren psychosozialen Belastung des Patienten zu verzichten.

Nutzen von Flächendesinfektion In der Pflege bei MRSA stellen die Händedesinfektion, das Tragen von Handschuhen und Schutzkleidung sowie die räumliche Trennung des Bereichs, in dem der Patient versorgt wird, die entscheidenden Schutzmassnahmen zur Verhinderung der Verbreitung dar. Gerade weil davon auszugehen ist, dass auch die unbelebte Umgebung innerhalb des Isolationsbereichs über Hautschuppen oder direkte Berührung des Patienten mit Staphylokokken kontaminiert ist und nach Desinfektion innerhalb kürzester Zeit wieder rekontaminiert wird, stellt die intensivierte Flächendesinfektion keine Maßnahme dar, die präventiv erforderlich ist. Neben erheblichen Kosten für den erhöhten Desinfektionsmittelverbrauch birgt die häufige »Dekontamination« des Isolationsbereichs vielmehr das Risiko, dass der Erreger von nicht ausreichend geschultem Personal über die verwendeten Reinigungsutensilien verschleppt wird, und sie ist daher in vielen Ländern Europas unüblich (Voss et al. 2003). Für die Zeitdauer der Isolierung des MRSA-Patienten ist die Wischdesinfektion der patientennahen Flächen (ohne Fußboden) sinnvoll, auch um während der Eradikationsmaßnahmen bei MRSA-Besiedlung die Gefahr einer Rückbesiedlung über kontaminierte Flächen zu verringern. Die Reinigung von MRSA-Patientenzimmern sollte soweit möglich am Ende des Reinigungsprogramms für die Station erfolgen. Vor der Neubelegung des Zimmers muss eine (Schluss-) Desinfektion aller potenziell kontaminierten Flächen und verwendeten Gegenstände (Wischdesinfektion mit üblichen Konzentrationen) vorgenommen werden (7 Kap. 19).

14

178

Kapitel 14 · Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime

Nutzen von Screening zur Kontrolle von MRSA

II

> Ein mikrobiologisches Screening im Rahmen eines abgestimmten Screeningprogramms zur Identifizierung von MRSA ist eine der wichtigsten Kontrollmaßnahmen (Muto et al. 2003; Wernitz et al. 2005).

Abstrichtupfer 5 Mit steriler Kochsalzlösung (0,9%) anfeuchten; 5 bei Nasen- und Leistenabstrichen beide Seiten mit demselben Tupfer abstreichen; 5 Abstrichröhrchen mit Transportmedium verwenden.

Aktives Screening bei Patienten Patientenbezogenes Screening erweist sich vor allem bei der Aufnahme von Risikopatienten und der Wiederaufnahme bekannter MRSA-Träger als sinnvoll. Um bei letzteren ggf. zügig die erneute Isolierung einleiten zu können, muss eine Meldelogistik etabliert werden, die die Krankenhaushygiene unverzüglich und gezielt über die Wiederaufnahme des Patienten informiert. Auch eine intensivierte Suche in bekannten Risikobereichen wie z. B. bestimmten Intensivstationen wird von vielen Zentren (wie z. B. Unikliniken Freiburg oder Düsseldorf) erfolgreich praktiziert. Jedes Krankenhaus sollte ein MRSA-Screeningprogramm festlegen, z. B. für prädefinierte Risikopatienten (RKI 2004).

MRSA-Screeningprogramm des Universitätsklinikums Freiburg Aufnahme auf eine Intensivstation 5 Nasenabstrich bei Patienten >60 Jahre (bei Prothesenträgern zusätzlich Rachenabstrich); 5 Nasenabstrich bei Patienten von anderen Kliniken und von anderen (externen) Intensivstationen; 5 Nasenabstrich bei ausländischen Patienten; 5 Nasenabstrich bei Patienten mit längerem (>1 Woche) und wiederholtem Krankenhausaufenthalt und bei chronischen Dialysepatienten. 5 Zur Vereinfachung kann ein routinemäßiges Screening aller Patienten bei Aufnahme sinnvoll sein. Aufnahme auf alle Stationen 5 Frühere MRSA-positive Patienten: Nasenabstrich bilateral, Rachen- und Leistenabstrich, ggf. weitere Lokalisationen (Wunden); 5 Patienten mit chronischen Hautläsionen/Wunden: Nasenabstrich bilateral, Wunden/Dekubitus; 5 Patienten aus Einrichtungen mit bekanntem MRSA-Problem: Nasenabstrich bilateral, Rachenund Leistenabstrich, ggf. weitere Lokalisationen (Wunden); Neuaufnahmen chronischer Hämodialysepatienten 5 Bei Aufnahme und halbjährlich: Nasenabstrich (Rachen- und Leistenabstrich); 5 ggf. weitere Lokalisationen (Wunden). 6

Ausschlaggebend für den Erfolg eines Screeningprogrammes dürfte in jedem Falle die Minimierung des Intervalls zwischen Entnahme des Abstrichs und Bekanntgabe des Untersuchungsergebnisses sein. Schnellnachweisverfahren werden derzeit erprobt (Huletsky et al. 2005; auch durch das RKI). Wird der potenzielle Überträger von MRSA zunächst ohne weitere Einschränkung im Stationsumfeld versorgt, besteht das Risiko, dass bis zum Beginn der Isolierung bereits Übertragungen stattgefunden haben.

Personaluntersuchung Eine ungezielte Personaluntersuchung auf MRSA einer gesamten Abteilung erweist sich nach eigenen Erfahrungen der Autoren als kostspielige und zeitaufwendige Maßnahme mit sehr geringem Erfolg. Die Gründe hierfür sind: 4 Limitationen in der Auswahl der Abstrichorte: Medizinisches Personal wird in der Regel nur mittels Nasenabstrichen gescreent (eingeschränkte Sensitivität; Complianceprobleme bei zusätzlichen Abstrichen weiterer häufiger Besiedlungsorte wie Leiste, Axilla). 4 Da ein Personalscreening möglichst zentral von wenigen Personen mit einer einheitlichen Technik durchgeführt werden sollte, dauert es an Großkliniken zu lange, um alle Mitarbeiter zu untersuchen. 4 Temporäre Besiedlungen der Hände als Hauptübertragungsweg entgehen dem Screening in aller Regel. Das niederländische Vorgehen schränkt die Anzahl der Personen durch eine an der Zimmertür des isolierten Patienten angebrachte Kontaktliste ein. Damit werden ggf. nur diejenigen Mitarbeiter untersucht, die tatsächlich für eine Besiedlung und Frage kommen, und eine solche Personaluntersuchung findet nur in einer Ausbruchssituation statt.

Kontrollscreening vor Beendigung der Isolierung Auch wenn zahlreiche Studien zum Erfolg von Sanierungsstrategien vorliegen, besteht ein deutliches Missverhältnis zwischen der mikrobiologischen Erfahrung, dass viele Patienten nur temporär sanierbar sind, und der psychosozialen und kostentechnischen Notwendigkeit, die Isolierung des Patienten auf ein vernünftiges Maß zu reduzieren. Als Ausweg hat sich die vom Robert Koch-Institut propagierte Regel etabliert, 3 Tage nach Abschluss der Behandlung nach 3 negativen Abstrichen (im Abstand von einem Tag entnommen) von einem Sanierungserfolg auszugehen (RKI

14.1 · Methicillinresistente Staphylococcus-aureus-Stämme

1999). Diese Expertenmeinung wurde in der entsprechenden Empfehlung nicht mit Studien belegt, die einen hinreichend hohen Evidenzgrad aufwiesen. Als Alternative für diesen bisher unzureichend gelösten Problembereich bietet sich gegebenenfalls eine krankenhauseigene abgestufte Regelung an, die vor allem die molekularepidemiologischen Befunde des entsprechenden Isolates mit einschließt und somit das Verbreitungsrisiko eines MRSA Isolates für die Entscheidung über die Dauer und Art der Isolierung berücksichtigt (spa-Typisierung). In jedem Falle sollte das Screening des Patienten nach der Aufhebung der Isolierung während des stationären Aufenthaltes weiter (wöchentlich) durchgeführt werden, um eine Rückbesiedlung frühzeitig zu erkennen.

Empfehlungen zur Sanierung von MRSA-besiedelten Personen Empfehlungen u. a. der SHEA sehen zur nasalen Dekontamination die intranasale Anwendung von Mupirocinsalbe vor (2–3 Mal tgl. über 5 Tage). Dem Sanierungserfolg von 91% steht allerdings eine Rekolonisation in etwa einem Viertel der Fälle innerhalb von nur 4 Wochen gegenüber (Muto et al. 2003). Daher wird für die Sanierung der zusätzliche Einsatz von Händedesinfektionsmittel und vor allem von antibakteriellen Lösungen (octenidin- oder auch polyhexanidhaltige Produkte) zur Ganzkörperwäsche empfohlen, deren klinische Wirksamkeit allerdings nicht ausreichend belegt ist. > Der Sanierungserfolg muss in jedem Falle durch Kontrollabstriche bestätigt werden.

Beim Versuch der Sanierung des Patienten kann auch die von ihm selbst kontaminierte Umgebung in seinem unmittelbaren Umfeld einen potenziellen Grund für einen Misserfolg der Eradikation bedeuten. Eine deutlich verbesserte Sanierungsquote zeigte sich, wenn zusätzlich zu einer täglichen 3-maligen Mupirocinanwendung über 5 Tage und weiteren Maßnahmen auch die Kontaktflächen im Patientenzimmer während dieser Zeit täglich desinfiziert wurden (Karchmer et al. 1999). In beiden Situationen sollte der Zeitraum einer durchgehenden Mupirocingabe 5 Tage nicht überschreiten, um der Entstehung von Resistenzen vorzubeugen (eine Wiederholung bei Misserfolg ist aber angezeigt). Als Alternativpräparate bei Mupirocinresistenz steht vor allem PVP-JodNasensalbe oder auch eine octenidinhaltige Zubereitung zur Verfügung.

Frühwarnsystem Die Dokumentation eines MRSA-Befundes in der digitalen Patientenakte hat für die zeitnahe Umsetzung von Screeningstrategien großen Wert, vor allem um eine schnelle Implementierung von Kontrollmaßnahmen zu ermöglichen. Dies gilt auch für andere resistente Erreger wie VRE

179

(7 unten). Die Information darf allerdings im Rahmen einer klar definierten Meldelogistik nur denjenigen Personen zugänglich sein, die für die MRSA-Kontrolle verantwortlich sind, da andernfalls eine Verletzung der Datenschutzbestimmungen und eine unnötige Stigmatisierung des Patienten zu befürchten ist.

Nutzen von Schulungsmaßnahmen Da sich zum Thema »Fortbildung des Personals« schon aus ethischen Gründen keine prospektiven randomisierten Studien durchführen lassen, gehören die meisten der dazu verfügbaren Studien der Evidenzkategorie III und niedriger an. Beinahe alle publizierten Beobachtungen kommen übereinstimmend zu dem Ergebnis, dass vor allem im Bereich der Compliance mit Händehygiene Fortbildungsbedarf besteht. Die konsequentere Einhaltung einfacher Hygienemaßregeln bezüglich der Händedesinfektion führt in den meisten Fällen zu einer Reduktion der MRSA-Übertragungen. Die erhebliche Kosten-Nutzen-Effizienz solcher motivationsfördernden Informationsveranstaltungen belegen u. a. die Untersuchungen von Pittet et al. (2000) und anderen.

Die wichtigsten MRSA-Präventions- und Kontrollmaßnahmen im Überblick Im Universitätsklinikum Freiburg gelten u. a. die folgenden (zusätzlichen) Präventionsmaßnahmen im Rahmen des Hygienestandards MRSA. Für jeden MRSA-positiven Patienten wird ein Isolierungsprotokoll verfasst und es wird eine E-Mail zur Information der involvierten Personen (Ärzte, Pflegende) verschickt. 4 Isolierung im Einzelzimmer oder Kohortenisolierung; Pflegepersonal, das diese Patienten betreut, soweit möglich reduzieren. Aber: Patienten nicht noch zusätzlich »sozial« isolieren. 4 Aufklärung von Patienten und Angehörigen (wichtig: Händedesinfektion! Anleitung durch das Pflegepersonal). 4 Ein Schutzkittel und eine chirurgische Maske sollten bei allen Tätigkeiten am Patienten getragen werden. 4 Besucher benötigen keine routinemäßigen Schutzkittel; Händedesinfektion ist i. d. R. ausreichend: vor und nach Patientenkontakt und nach Verlassen des Zimmers. 4 Pflegeutensilien patientenbezogen einsetzen, im Zimmer belassen oder zwischen Patienten gründlich wischdesinfizieren (z. B. mit 70%igem Alkohol). 4 Krankenblatt und Ambulanzkarte kennzeichnen und andere Kliniken oder Pflegeheime informieren (z. B. vor Verlegung). 4 Abstriche des Nasenraumes, des Rachens (vor allem bei Prothesenträgern), des Perineums (alternativ inguinal), von allen Wunden und Hautveränderungen. Außerdem bei liegendem Dauerkatheter eine Urinprobe abnehmen.

14

180

II

Kapitel 14 · Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime

4 Bei nasaler Besiedlung: Dekolonisierung mit Mupirocin-Nasensalbe (über 5 Tage). 4 Als unterstützende Maßnahme bei gutem Zustand der Haut eine tägliche antiseptische Körperwaschung und zweimal wöchentlich eine Haarwäsche (die Körperwaschung erstreckt sich i. d. R. auf den Zeitraum der nasalen Dekolonisierung). 4 Zur Unterstützung der Dekolonisierung in dieser Zeit mindestens alle 2 Tage Wechsel von Patienten- und Bettwäsche. 4 Wöchentlich soll die MRSA-Besiedlung durch Abstriche kontrolliert werden (Nase bilateral, Perineum und alle früher besiedelten Körperstellen). 4 Bei 3 negativen Abstrichserien (jeweils im Abstand von 24 h, erste Abstrichserie frühestens am 3. Tag nach Abschluss der Eradikationsbehandlung) können die Isolierungsmaßnahmen nach Rücksprache mit Krankenhaushygiene aufgehoben werden. 4 Abstriche weiterhin wöchentlich bis zur Entlassung aus der Klinik, da eine erneute Besiedlung möglich ist. 4 Bei Wiederaufnahme des Patienten müssen wieder Abstriche von Nase, Perineum, allen Wunden und Hautveränderungen durchgeführt werden, bei liegendem Dauerkatheter auch eine Urinprobe. Wenn möglich werden die Abstriche im Rahmen einer ambulanten Vorstellung des Patienten entnommen.

14.2

Vancomycinresistente Enterokokken

Vancomycinresistente Enterokokken (VRE) unterscheiden sich von MRSA vor allem durch ihre niedrigere Virulenz. Die meisten Enterokokkeninfektionen betreffen immunkompromittierte Patienten und manifestieren sich häufig als intraabdominelle oder Harnwegsinfektion, aber auch als Sepsis oder Endokarditis (Huebner et al. 2005). Enterokokken generell zeichnen sich allerdings durch eine hohe Umweltpersistenz aus, z. B. werden Temperaturen von 60°C einige Minuten lang überlebt. Treten VRE in einem Krankenhaus auf, wird in aller Regel ähnlich wie bei MRSA verfahren und der besiedelte/infizierte Patient isoliert. Das Spektrum der therapeutisch verfügbaren Antibiotika ist bei VRE ähnlich wie bei MRSA auf wenige Substanzklassen beschränkt: Im Wesentlichen kommen Linezolid, selten auch Teicoplanin oder Kombinationen aus einem Aminoglykosid und Ampicillin (falls der Erreger keine Multiresistenz aufweist) oder alternative Substanzen wie Daptomycin zum Einsatz. Über Resistenzentwicklung gegenüber Linezolid, dem derzeit wichtigsten verfügbaren Reserveantibiotikum, existieren erste Fallberichte (Bersos et al. 2004a; Willems et al. 2003).

> Die wichtigste präventive Maßnahme zur Eindämmung der VRE-Ausbreitung ist der kontrollierte Einsatz von Antibiotika (insbesondere von Glykopeptiden und Cephalosporinen der 3. Generation, aber auch von anaerob wirksamen Substanzen).

In Europa stellte das EU-weite Verbot des Wachtumsbeschleunigers Arvoparcin einen Einschnitt dar. Dieses in Deutschland bis 1997 verwendete Antibiotikum galt durch seine strukturelle Ähnlichkeit mit Vancomycin als wichtigste Quelle für die durch Nahrungsketten vermittelte Verbreitung glykopeptidresistenter Enterokokken (Witte et al. 1999). Nach dem Report des European Antimicrobial Resistance Surveillance Systems (EARSS, http://www. earss.rivm.nl) waren bis Ende des Jahres 2003 innerhalb Europas folgende Länder erheblich vom VRE-Problem betroffen (Angaben in Klammern: prozentualer Anteil der eingesandten vancomycinresistenten E. faecium aus Blutkulturisolaten): Portugal (50%; n=103), Italien (25%; n=112), Griechenland (23%; n=93) und Irland (19%; n=134). Verschiedene Veröffentlichungen zeigen, dass andere in der Tiermast eingesetzte Antibiotika wie Virginiamycin, Tetrazykline und das Makrolid Tylosin auch in Europa noch immer für die Verbreitung von VRE über die Nahrungskette sorgen. Tylosin wurde in Dänemark bis 1999 verwendet. Bis 2002 waren in dänischen Mastschweinen VRE im Gefolge dieser Verwendung nachweisbar. Einzelne VRE wurden auch aus Stuhl dänischer Probanden isoliert. Eine Studie aus den Niederlanden fand eine durchschnittliche VRE-Besiedlung gesunder Niederländer zwischen 2 und 15% (Willems 1999). Ein MRSA-analoges krankenhaushygienisches Vorgehen bei VRE ist aus 2 Gründen sinnvoll: 1. Obwohl Arvoparcin in den USA nie zugelassen war, wurde VRE auch dort zum nosokomialen Problem, mit einem Anteil von 25% im Bereich der Intensivstation (NNISS 2001). Im Gegensatz zu den Zuwachsraten bei MRSA stieg der VRE-Anteil in den USA zwar deutlich langsamer an. Nach Angaben der CDC sind VRE dort aber häufige Sepsiserreger. Die ermittelten Risikofaktoren für den Erwerb einer VRE-Infektion oder Besiedlung waren in einer retrospektiven Fallkontrollstudie (Oprea et al. 2004): Aufenthalt in einem Pflegeheim (p=0,0005), Hämodialyse (p=0,009), Dekubitalulzera (p=0,03), Anwendung von Vancomycin (p=0,0002). 2. Seit über erste klinische Fälle einer VRE-vermittelten Vancomycinresistenz bei MRSA berichtet wurde (MMWR 2002; Tenover et al. 2004b), stellte sich der bereits in früheren In-vitro-Studien (Noble et al. 1992) beobachtete Resistenzübertragungsweg von Enterokokken auf Staphylococcus aureus auch in vivo als bisher seltene Ursache einer Glykopeptidresistenz heraus (VRSA).

181

14.2 · Vancomycinresistente Enterokokken

14.2.1

Resistenzmechanismus

Die Glycopeptidresistenz der Enterokokken wird durch verschiedene sog. Van-Gen-Komplexe, kodiert. Bisher wurden 6 verschiedene Genkomplexe (vanA, -B, -C, -D, -E und -G) beschrieben. Der häufigste Genkomplex, vanA, ist aus 7 verschiedenen Resistenzgenen aufgebaut. Die Resistenzdeterminanten führen dazu, dass sich die Affinität des Glykopeptidmoleküls für seine Bindungsstellen an der Enterokokkenzellwand verringert. Die phänotypischen Ausprägungen der Glykopeptidresistenz sind für die beiden derzeit verfügbaren Substanzen Vancomycin und Teicoplanin unterschiedlich ausgeprägt. Von krankenhaushygienischer Relevanz ist dabei, dass die Übertragung der VRE im nosokomialen Umfeld – wie bei MRSA – zwar hauptsächlich in klonaler Form über die Hände des medizinischen Personals erfolgt, die Resistenzgenkomplexe aber auch über Transposons (Tn1546, Tn1547, Tn5382 und Tn5482) verbreitet werden (Arthur et al. 1993; De Lencastre et al. 1999). Diese mobilen genetischen Elemente sind für die Übertragung von Glykopeptidresistenz auf Erreger wie S. aureus (Tenover et al. 2004a), Corynebacterium spp., Archanobacterium und Lactococcus spp. mitverantwortlich. Sie ermöglichen darüber hinaus einen Resistenztransfer der intrinsisch vancomycinresistenten Enterokokkenspezies wie E. casseliflavus und gallinarum auf die klinisch wesentlich relevanteren Spezies E. faecium und E. faecalis. Während in den USA bei 88% aller VRE-Infektionen der vanA-Gen-Komplex nachweisbar ist, treten vanB-haltige (1 Fünftel aller VRE in der Studie von Donskey et al. 1999) und die intrinsisch auftretenden vanC-VRE seltener als Infektionserreger auf.

14.2.2

Hygienemaßnahmen bei VRE

Die bisher publizierten Hygienemaßnahmen zur Eindämmung von vancomycinresistenten Enterokokken orientieren sich im Wesentlichen am Vorgehen bei MRSA. Die Wirksamkeit von Kohortenpflege, Händedesinfektion und des Tragens von Schutzkleidung konnte sowohl im mathematischen Modell als auch in einer prospektiven Studie gezeigt werden (Austin et al. 1999). Für die Intensivstation belegt eine neuere Untersuchung von Perencevich et al. (2004) den Nutzen eines aktiven Screenings anhand eines mathematischen Modells. Meist geht eine VRE-Besiedlung des Darms der Infektion mit VRE voraus (Climo et al. 2003). > Die Besiedlung ist fast immer als chronisch anzusehen; sie bleibt in einem durchschnittlichen Zeitraum von mehr als einem Jahr bestehen. Eradikationsmaßnahmen sind problematisch und weniger erfolgreich als die vergleichsweise einfachere Eradikation einer nasalen MRSA-Besiedlung (Bonten et al. 2000).

Bisher wurde für das verhältnismäßig kleine Patientenkollektiv der hämatologischen Patienten sowie der Patienten nach Lebertransplantation ein höheres Mortalitätsrisiko im Falle einer VRE-Infektion belegt (Edmond et al. 1996). Die vorbildliche niederländische VRE-Prävention stützt sich daher auf ein problemorientiertes Screening, das erst bei beim Auftreten eines klinischen VRE-Isolates mittels gezielten Screenings und Umgebungsuntersuchungen die Verbreitung im Umfeld des Patienten kontrolliert. Der VRE-Träger bleibt so lange in Isolierung, bis die genotypische Untersuchung ausschließt, dass der Stamm in diesem Bereich bereits verbreitet wurde. Von dieser Regel werden Risikoabteilungen der Hämatoonkologie ausgenommen, bei denen darüber hinaus ein Eingangsscreening bei allen Patienten vorgenommen wird. Hierzu dienen Rektalabstriche oder ggf. die gezielte Untersuchung von Stuhlproben. Möglicherweise geeignete Marker für eine Identifizierung von klinisch signifikanten VRE-Isolaten mit erhöhtem nosokomialen Verbreitungsrisiko stellen das esp-Gen und der Virulenzfaktor Hyaluronidase (bei E. faecium) dar. Nach bisherigen Beobachtungen korreliert sein Nachweis bei VRE mit einer erhöhten Transmissionswahrscheinlichkeit des Isolates im Krankenhaus (Leavis et al. 2004; Mascini et al. 2003). Seit 2004 verbreiten sich esppositive VRE-Stämme der C1-Linie (E. faecium), epidemische Isolate, die multiresistent (vanA oder vanB), aber auch glykopeptidsensibel sein können, zunehmend auch in südwestdeutschen Kliniken (Epidemiologischen Bulletin 17/2005). Ob sich ein PCR-gestütztes Screeningprogramm aus Kosten-Nutzen-Gründen anstelle der konventionellen VRE-Suche mit Hilfe von mikrobiologischen Methoden (Stuhlkultur) als sinnvoll erweisen kann, müssen weitere Studien zeigen. Eine Zusammenstellung der wichtigsten VRE-Präventions- und -Kontrollmaßnahmen auf der Basis der Hygienestandards des Universitätsklinikums Freiburg findet sich in der folgenden Übersicht.

Wichtigste (Sofort-)Maßnahmen 4 Isolierung in Einzelzimmer mit eigenem Bad/WC. Kohortenisolierung von mehreren VRE-positiven Patienten prinzipiell möglich (Rücksprache mit Krankenhaushygiene). Anbringen des Isolierungsschilds an der Zimmertür. 4 Betreuendes Pflegepersonal soweit möglich reduzieren; bei mehreren VRE-positiven Patienten auf Station ggf. Einteilung von Pflegepersonal, das diese ausschließlich betreut. Aber: Patienten nicht noch zusätzlich »sozial« isolieren. 4 Langärmelige Schutzkittel und Einmalhandschuhe bei allen üblichen pflegerischen Tätigkeiten, insbe6

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II

Kapitel 14 · Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime

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sondere beim Bettenmachen, Umlagern, während der Physiotherapie, beim Röntgen, bei invasiver Diagnostik. Vor Verlassen des Zimmers sowie nach jedem Ausziehen von Einmalhandschuhen Hände desinfizieren. Pflegeutensilien und Blutabnahmeutensilien patientenbezogen einsetzen, im Zimmer belassen oder zwischen Patienten wischdesinfizieren bzw. zur Aufbereitung in die Zentralsterilisation geben. Diagnostische Geräte auf Station (EKG, Ultraschall etc.) zwischen Patienten wischdesinfizieren. Aufklärung von Patienten, Angehörigen und Besuchern; wichtig: Händedesinfektion (Anleitung durch Ärzte/Pflegepersonal). Screeningabstriche: – Indexpatient: weitere Abstriche in Abhängigkeit vom Primärnachweis; Rektalabstrich (Stuhl), Urin (besonders bei liegendem Harnwegskatheter), ggf. Wunden, ggf. Kolostomata. – Mitpatienten: Rektalabstrich (Stuhl). Diagnose »VRE« im Arztbrief vermerken. Informationsweitergabe an Hauswirtschaftsleitung, Reinigungspersonal, Physiotherapie, Konsiliarärzte etc. Hinweis auf »VRE« auch bei Anmeldung zur Diagnostik und bei Ambulanzbesuchen sowie bei Verlegung innerhalb und außerhalb des Klinikums. Ärztliche Untersuchung/Visite: Bei direktem Kontakt mit dem Patienten bzw. dem Bett des Patienten müssen ein langärmeliger Schutzkittel und Einmalhandschuhe getragen werden. Ärztliche Hilfsmittel (Stethoskop, Reflexhammer etc.) und Blutabnahmeutensilien (Stauschlauch, Blutabnahmetablett, Becher etc.) patientenbezogen einsetzen, im Zimmer belassen oder zwischen Patienten gründlich wischdesinfizieren (z. B. mit 70%igem Alkohol). Vor Verlassen des Zimmers sowie nach jedem Ausziehen von Einmal-Handschuhen Händedesinfektion.

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Spezielle Maßnahmen 4 Einzelzimmer- oder Kohortenisolierung: Zimmertür geschlossen halten (Patient soll das Zimmer möglichst nicht verlassen). Medizinisch indizierte Transporte (z. B. Diagnostik) können selbstverständlich durchgeführt werden (s. unten). Kooperative Patienten (selbstständige Durchführung der Händedesinfektion nach Anleitung) können ausnahmsweise das Zimmer verlassen, dürfen sich jedoch nicht in Gemeinschaftseinrichtungen (Patientenbereiche auf Station, Cafeteria, Aufzüge) aufhal6

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ten und keine öffentlichen Toiletten im Klinikum benutzen. Vor Verlassen des Zimmers Händedesinfektion. Der Patient selbst trägt außerhalb des Zimmers keinen Schutzkittel und keine Handschuhe; bei VRE-Nachweis in Wunden: Verbandswechsel vor Verlassen des Zimmers. Die üblichen Regeln für die Händedesinfektion sorgfältig beachten, d. h. nach Tätigkeiten, die mit einem Kontaminationsrisiko verbunden sind, z. B. auch nach Benutzung von Einmalhandschuhen; immer auch vor Verlassen des Patientenzimmers. Einmalhandschuhe: Nach Kontakt mit infizierten bzw. kolonisierten Körperstellen und deren Sekreten Handschuhe ausziehen, Hände desinfizieren (auch wenn noch andere Pflegetätigkeiten oder Untersuchungen am selben Patienten stattfinden). Handschuhe immer bei Verbandswechsel, beim endotrachealen Absaugen, bei der Mundpflege, bei Manipulation am Blasenkatheter, beim Waschen und z. B. beim Bettenmachen. Nach Verlassen des Bettplatzbereichs (z. B. zum Richten von Medikamenten, Infusionen usw.) Handschuhe sofort ausziehen, anschließend Hände desinfizieren. Schürzen und Schutzkittel: Langärmeliger Schutzkittel bei allen üblichen pflegerischen Tätigkeiten, insbesondere beim Bettenmachen, Umlagern, während der Physiotherapie, beim Röntgen, bei invasiver Diagnostik. Auch Reinigungspersonal sollte einen langärmeligen Schutzkittel bei der Zimmerreinigung tragen. Flüssigkeitsdichte Einmalschürzen zusätzlich verwenden, wenn das Risiko der Durchfeuchtung besteht; Schutzkittel und Einmalschürzen mehrfach verwenden, patientennah aufhängen. Grundsätzlich Schutzkittel und Schürzen nach Kontamination wechseln, ansonsten auf Allgemeinstationen einmal täglich, auf Intensivstationen dreimal täglich. Das Tragen einer chirurgischen Maske wie bei MRSA ist nicht grundsätzlich notwendig. Ausnahme: z. B. beim Absaugen; vorzugsweise sollte jedoch bei diesen Patienten ein geschlossenes Absaugsystem verwendet werden. Pflegeutensilien: keine große Vorratshaltung aller Materialien; Pflegewagen, Pflegeschrank täglich neu bestücken. Nach Entlassung oder Aufhebung der Isolierung angebrochene Verpackungen und Materialien, die in Patientennähe waren, nicht weiterverwenden (Handschuhe, Tupfer usw.), sondern verwerfen. Soweit möglich können Pflegeutensilien mit 70%igem Alkohol desinfiziert und danach weiterverwendet werden.

183

14.3 · Gramnegative Resistenz

4 Besucher müssen über die notwendigen Hygienemaßnahmen (vor allem Händedesinfektion) aufgeklärt werden. Sie dürfen keinen Kontakt zu anderen Patienten auf der Station haben. 4 Diagnostische Maßnahmen soweit möglich ans Ende des Programms legen oder im Patientenzimmer durchführen, wie z. B. Röntgen, EKG, Punktionen, Sonographie usw. mit anschließender Wischdesinfektion der Geräte, die in Kontakt mit dem Patienten kamen; nach Beendigung Händedesinfektion. 4 Rechtzeitige Information an die Abteilung, in der die diagnostische Maßnahme durchgeführt werden soll, bzw. an die operierende Abteilung. 4 Transport bei klarer medizinischer Indikation: Information an die Abteilung, in die der Patient transportiert werden soll (Anforderungsscheine deutlich kennzeichnen). Bei Wundinfektion mit VRE in der Regel zuvor Verbandswechsel (Verband muss immer trocken sein). 4 Vor Verlassen des Zimmers: Händedesinfektion des Patienten. Bettlägerige Patienten, wenn möglich, auf eine Transportliege umlagern. Wenn dies nicht möglich ist, Transport im Bett, dann jedoch vorher Wechsel der Bettwäsche und Wischdesinfektion des Bettgestells. 4 Das Transportpersonal (z. B. ZDLs) über notwendige Hygienemaßnahmen informieren (vor allem gründliche Händedesinfektion). Beim Transport selbst werden i. d. R. weder Schutzkittel noch Handschuhe getragen. Transportpersonal soll zum Umlagern aber Schutzkittel anziehen. Händedesinfektion vor Verlassen des Patientenzimmers und nach dem Umlagern am Transportziel. 4 Nach dem Transport des Patienten abschließende Wischdesinfektion von Liege oder Rollstuhl. 4 Instrumenten-/Geräteaufbereitung: Übliche Aufbereitung ist ausreichend (Reinigungs- und Desinfektionsplan); Umgebungskontaminationen vermeiden. 4 Essgeschirr: Übliche Aufbereitung (Tablettsystem); das Essenstablett sollte gleich in den Containerwagen gestellt werden bzw. verbleibt im Patientenzimmer, bis der Containerwagen wieder zur Verfügung steht. Anschließend Händedesinfektion. 4 Wäsche- und Abfallentsorgung: Wäscheabwurf im Zimmer (patientennah), übliche Waschverfahren (keine »infektiöse Wäsche«). 4 Abfall (z. B. auch Verbandsmaterial) zum Hausmüll. Nach Abtransport der geschlossenen Säcke sofortige Händedesinfektion. 6

4 Flächendesinfektion: Immer sofortige gezielte Desinfektion bei Kontamination von Flächen und Geräten. Übliche Flächendesinfektionsverfahren mit den üblichen Mitteln und üblichen Konzentrationen (Reinigungs- und Desinfektionsplan): Wischdesinfektion der patientennahen Flächen auf Allgemeinstation zweimal täglich, auf Intensivstation dreimal täglich. Information des Reinigungspersonals. 4 Bettendienst: Beim Abrüsten der Betten langärmeligen Schutzkittel und Handschuhe anziehen. Nach der Bettendesinfektion im Zimmer erfolgt die Wischdesinfektion aller horizontalen Flächen, auch des Fußbodens (keine Desinfektion der Wände und Decken). Nach langer Verweildauer des Patienten sollen ggf. die Vorhänge zur Wäscherei gegeben werden. Bettdecke und Kopfkissen in die normale, nichtinfektiöse Wäsche geben. 4 Verlegung von VRE-positiven Patienten: Meldung an die Krankenhaushygiene und Information an die Zielstation bzw. nachsorgende Einrichtung. 4 Ambulanzbesuche VRE-positiver Patienten: Termine sollten wenn möglich für das Ende des Ambulanzprogramms vereinbart und Wartezeiten reduziert werden. Die Untersuchungsliege sowie ärztliche Hilfsmittel (Stethoskop, Reflexhammer etc.), Blutdruckmanschetten und Blutabnahmeutensilien (Stauschlauch, Blutabnahmetablett, Becher etc.) nach Behandlung eines VRE-positiven Patienten wischdesinfizieren, ebenso nach dem WC-Besuch die Toilette.

14.3

Gramnegative Resistenz

14.3.1

Extended-SpectrumBetalaktamasen (ESBL)

Hierbei handelt es sich um Bakterien mit der Fähigkeit zur konstitutiven oder induzierbaren Ausbildung von Breitspektrum-Betalaktamasen. Sie kommen in der Familie der Enterobacteriaceae und bei einigen Nonfermentern vor und sind resistent gegenüber Penicillinen, Cephaloporinen mit engerem und breitem Spektrum sowie Aztreonam. Carbapeneme, Cephamycine (wie Cefotetan oder Cefoxitin) und Kombinationen aus β-Laktam-Antibiotika mit βLaktamase-Inhibitoren werden in der Regel nicht von ESBL hydrolysiert.

Probleme der ESBL Diagnostik In einem Editorial von Paterson et al. (2003) zum Thema Detektion und Kontrolle von ESBL wird darauf hingewiesen, dass »ESBL das Potenzial haben, das gramnegative

14

184

II

Kapitel 14 · Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime

Äquivalent zu MRSA und VRE zu werden, falls die Kontrolle ihrer Verbreitung nicht intensiviert wird«. Leider ist die Datenlage bezüglich der ESBL-Prävalenz in Europa immer noch lückenhaft. Einer der Gründe hierfür liegt in der sehr uneinheitlichen Methodik, die zur Detektion dieses Resistenztyps verwendet wird. Das Spektrum der Diagnostik reicht daher von der Äußerung eines ESBL-Verdachtes bei Vorliegen einer Resistenz gegenüber Cefotoxim, Ceftriaxon oder Aztreonam bis zur nahezu sicheren Detektion der meisten ESBL-Varianten mittels kommerzieller Testung. Da die enzymatische Spaltung des β-Laktamrings in jedem Falle einer Sättigungskinetik folgt, müssen bei der Testung die einzusetzende Antibiotikadosis und ein Inokulumeffekt berücksichtigt werden. Eine Übersicht findet sich bei Karlowsky u. Sahm (2003). Die häufigsten Typen von ESBL sind: 4 TEM-Typ: Die am weitesten verbreitete β-Laktamase unter gramnegativen Bakterien; High-Level-Resistenz gegenüber: Ampicillin und Amoxicillin, anderen Penicillinen, Low-Level-Resistenz gegen Erstgenerationscephalosporine; Wirksam bleiben Cefuroxim, Cefotetan, Cefoxitin, Cefotaxim, Ceftriaxon, Ceftazidim und Aztreonam. 4 SHV-Typ: Häufig bei K. pneumoniae, Vorkommen auch bei E. coli, Citrobacter diversus und P. aeruginosa. Resistenzspektrum wie bei TEM. Eine Übersicht über alle bisher publizierten TEM- und SHV-Mutanten findet sich im Internet (http://www.lahey.org). 4 OXA-Typ: Er kommt hautsächlich bei P. aeruginosa vor; resistent gegenüber Penicillinen einschließlich Oxacillin und Derivaten, Breitspektrumcephalosporinen, Cephamycinen und β-Laktamase-Inhibitoren. Häufig verbleiben nur Carbapeneme zur Therapie. 4 CTX-M-Typ: Cefotaximasen, die plasmidkodiert sind und hauptsächlich in Enterobakteriaceen auftreten. Davon abzugrenzen sind K1-Hyperproducer, ursprünglich von K. oxytoca gebildete β-Laktamase mit High-LevelResistenz gegenüber Cefuroxim und Aztreonam sowie geriggradigerer Resistenz gegen Cefotaxim und Ceftriaxon. Durch die β-Laktamase-Hyperproduktion werden in vivo auch Antibiotikakombinationen mit Inhibitoren inaktiviert, obwohl die In-vitro-Testung ein sensibles Ergebnis zeigt. K1 Hyperproducer gehören nicht zu den ESBL, werden aber häufig als ESBL fehlinterpretiert (Granier et al. 2002; Potz et al. 2004).

Einfluss des Antibiotikaselektionsdrucks Auch wenn vielen ESBL-Ausbrüchen, vor allem auf Intensivstationen, eine Kolonisation des Patienten vorausgeht, die über die Hände des medizinischen Personals verbreitet wird, ist der Einfluss des häufigen Einsatzes von Cephalosporinen mit erweitertem Spektrum wesentlich verantwortlich für die Selektion und Verbreitung von ESBL. Ein

daraus resultierendes therapeutisches Problem entsteht dann, wenn schwerwiegende Infektionen in der Intensivmedizin vor allem mit Carbapenemen therapiert werden und damit der Verbreitung von Nonfermentern mit intrinsischer Resistenz oder erworbener Carbapenemresistenz Vorschub geleistet wird. Besonders bei ESBL-Klebsiella spp. wird auf diese Weise eine wichtige therapeutische Option geopfert. Einzelne Berichte von ESBL-Klebsiella mit erworbener Imipenemresistenz wurden bereits publiziert (Ahmad et al. 1999; Cao et al. 2000; Luzzaro et al. 2004; Yigit et al. 2003).

14.3.2

Bedeutung von mobilen genetischen Elementen für die Resistenz bei gramnegativen Bakterien am Beispiel der »Integrons«

Plasmide, Transposons und Integrons sind mobile genetische Elemente. Integrons haben die Fähigkeit, ein oder mehrere Resistenzgene aus der unbelebten Umwelt aufzunehmen und auf sensible Bakterien zu übertragen (Hall u. Stokes 1993). Im Krankenhaus ergeben sich daraus die folgenden Risiken: 4 Die Besiedlung mit Integron-haltigen Bakterien ist signifikant mit der Entwicklung einer Multiresistenz assoziiert (Leverstein-Van Hall et al. 2003). 4 Die Senkung des Antibiotika-Selektionsdruckes führt nicht automatisch zu einer Wiederherstellung der Sensitivität gegenüber einem Antibiotikum. Integrons tragen mit ihren Resistenzgenkassetten offenbar dazu bei, Resistenzen gegenüber Substanzen, die wenig oder nicht mehr verwendet werden, aufrecht zu erhalten. 4 Die Möglichkeit, dass Integrons selbst als Bestandteil von mobilen genetischen Elementen auftreten können, bedingt allerdings, dass somit Resistenzeigenschaften, die Integron-vermittelt sind, gemeinsam mit Virulenzeigenschaften des Trägerplasmids verbreitet werden. Der daraus resultierende Empfängerstamm verfügt damit über einen erheblichen Wettbewerbsvorteil. Bisher existiert ein solcher Bericht über die kombinierte Verbreitung von Resistenz und Virulenz bei Salmonellen (Guerra et al. 2002).

14.3.3

Präventionsmaßnahmen

Die Implementierung geeigneter Kontrollstrategien zur Eindämmung der Resistenzausbreitung ist ein kompliziertes Unterfangen, das nur durch enge Zusammenarbeit zwischen Hygiene, Mikrobiologie und Klinik gelingen kann. Von essenzieller Bedeutung sind z. B. die optimierte Diagnostik bei ESBL sowie die genaue Kenntnis der Resistenzsituation vor Ort. Je nach Ausmaß der vorherrschenden Resistenzprobleme muss jedes Krankenhaus seine Bemühun-

185 Literatur

gen zur Bekämpfung gramnegativer Resistenz strategisch auf die verschiedenen Einflussmöglichkeiten wie Antibiotikarestriktion, Kombinationstherapien, Verbesserung der Händehygiene und ggf. Isolierung besiedelter Patienten individuell festlegen. Schulungsmaßnahmen und klinikbezogene Leitlinen zur Antibiotikatherapie gehören darüber hinaus in vielen Krankenhäusern bereits heute zum Standard. > Die Präventionsmaßnahmen bei multiresistenten gramnegativen Erregern orientieren sich im Wesentlichen am Vorgehen bei MRSA (7 14.1.4). Da gramnegative Bakterien deutlich weniger häufig in der Patientenumgebung nachzuweisen sind, müssen mit solchen Erregern kolonisierte oder infizierte Patienten nicht grundsätzlich isoliert werden. Die Standardhygienemaßnahmen und Maßnahmen im Sinne von »contact precautions« sind aber zu beachten (u. a. Kittel/Handschuhe bei Patientenkontakt, Blutdruckmanschette/Stethoskop etc. patientenbezogen einsetzen bzw. zwischen Patienten desinfizieren).

In einigen Fällen ist allerdings die Unterbringung in einem Einzelzimmer (ggf. mit eigener Nasszelle) angezeigt (z. B. schwerkranke oder nicht zurechnungsfähige Patienten; Rücksprache mit der Krankenhaushygiene). Bei Patienten mit Nachweis ESBL-produzierender Bakterien ist wegen der besonderen Gefahr der Resistenzweitergabe durch mobile genetische Elemente (7 14.3.2) die Isolierung im Einzelzimmer erforderlich.

14.4

Ausblick

Die Kernfrage ist, ob es zukünftig besser gelingen wird, die Ausbreitung bakterieller Resistenzen wirksam zu kontrollieren. Hier sind die positiven Erfahrungen bei MRSA in den Niederlanden und den skandinavischen Ländern motivierend, und gerade Deutschland sollte durch eine national koordinierte und international abgestimmte Initiative wieder Anschluss gewinnen. Sequenzbasierte, zeitsparende Verfahren wie die spaTypisierung bei MRSA können zukünftig ein mehr differenziertes Vorgehen zur Eindämmung der MRSA-Verbreitung unterstützen. Entscheidend ist aber die Verbesserung bei der Compliance in Bezug auf wirksame (Standard-)Hygienemaßnahmen und eine Optimierung der antimikrobiellen Therapie, vor allem die Reduktion des überflüssigen Einsatzes von Antibiotia.

Literatur Ahmad M, Urban C, Mariano N, Bradford PA, Calcagni E, Projan SJ, Bush K, Rahal JJ (1999) Clinical characteristics and molecular epidemiology associated with imipenem-resistant Klebsiella pneumoniae. Clin Infect Dis 29: 352–355 Arthur M, Molinas C, Depardieu F, Courvalin P (1993) Characterization of Tn1546, a Tn3- related transposon conferring glycopeptide resistance by synthesis of depsipeptide peptidoglycan precursors in Enterococcus faecium BM4147. J Bacteriol 175: 117–125 Austin DJ, Bonten MJ, Weinstein RA, Slaughter S, Anderson RM (1999) Vancomycin-resistant enterococci in intensive-care hospital settings: transmission dynamics, persistence, and the impact of infection control programs. Proc Natl Acad Sci U S A 96: 6908– 6913 Bersos Z, Maniati M, Kontos F, Petinaki E, Maniatis AN (2004a) First report of a linezolid-resistant vancomycin-resistant Enterococcus faecium strain in Greece. J Antimicrob Chemother 53: 685–686 Bersos Z, Maniati M, Kontos F, Petinaki E, Maniatis AN (2004b) First report of a linezolid-resistant vancomycin-resistant Enterococcus faecium strain in Greece. J Antimicrob Chemother 53: 685–686 Bonten MJ, Mascini EM, Willems RJ, TGJ, Gaillard CA, VandenbrouckeGrauls CMJE (2000) Wat te doen als men vancomycineresistente enterokokken aantreeft? Ned Tijdschr Geneeskd 144: 2545–2549 Cao VT, Arlet G, Ericsson BM, Tammelin A, Courvalin P, Lambert T (2000) Emergence of imipenem resistance in Klebsiella pneumoniae owing to combination of plasmid-mediated CMY-4 and permeability alteration. J Antimicrob Chemother 46: 895–900 Climo M, Archer G, Monroe S (2003) Vancomycin-resistant gram-postive pathogens: potential approaches for prevention and control. In: Wenzel RP (ed) Prevention and control of nosicomial infections. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 169–185 De Lencastre H, Brown AE, Chung M (199) Role of transposon Tn5482 in the epidemiology of vancomycin-resistant Enterococcus faecium in the paediatric oncology unit of a New York City Hospital. Microb Drug Res 113–129 Dettenkofer M, Merkel H, Mutter J (2003) Bewertung unterschiedlicher Hygienekonzepte zur Kontrolle von MRSA (Methicillin-resistente Staphylococcus aureus). In: Rüther A, Dauben H, Warda F (Hrsg) Schriftenreihe »Health Technology Assessment« der Deutschen Agentur für Health Technology Assessment des Deutschen Instituts für medizinische Dokumentation (DAHTA@ DIMDI), Bd 3, S. 1–39 Donskey CJ, Schreiber JR, Jacobs MR (1999) A polyclonal outbreak of predominantly vanB vancomycin-resistant enterococci in northeast Ohio. Northeast Ohio Vancomycin-Resistant Enterococci Surveillance Program. Clin Infect Dis 29: 573–579 Edmond MB, Ober JF, Dawson JD, Weinbaum DL, Wenzel RP (1996) Vancomycin-resistant enterococcal bacteraemia: natural history and attributable mortality. Clin Infect Dis 22: 663–670 Gastmeier P, Schwab F, Geffers C, Rüden H (2004) To isolate or not to isolate? Analysis of Data From the German Nosocomial Infection Surveillance System Regarding the Placement of Patients with Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus in Private Rooms in Intensive Care Units. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 109–113 Granier SA, Nicolas-Chanoine MH, Nguyen VJ, Leflon-Guibout V, Kitzis MD, Goldstein FW (2002) False susceptibility of Klebsiella oxytoca to some extended-spectrum cephalosporins. J Antimicrob Chemother 50: 303–304 Guerra B, Soto S, Helmuth R, Mendoza MC (2002) Characterization of a self-transferable plasmid from Salmonella enterica serotype tythimurium clinical isolates carrying two integron-borne gene cassettes together with virulence and drug resistance genes. Antimicrob Agents Chemother 46: 2977–2981

14

186

II

Kapitel 14 · Multiresistente Erreger (MRSA und VRE) sowie andere nosokomiale Problemkeime

Hall RM, Stokes HW (1993) Integrons: novel DNA elements which capture genes by site-specific recombination. Genetica 90: 115–132 Harmsen D, Claus H, Witte W, Rothganger J, Claus H, Turnwald D, Vogel U (2003) Typing of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in a university hospital setting by using novel software for spa repeat determination and database management. J Clin Microbiol 41: 5442–5448 Hiramatsu K, Aritaka N, Hanaki H, Kawasaki S, Hosoda Y, Hori S, Fukuchi Y, Kobayashi I (1997) Dissemination in Japanese hospitals of strains of Staphylococcus aureus heterogeneously resistant to vancomycin [see comments]. Lancet 350: 1670–1673 Hiramatsu K, Cui L, Kuroda M, Ito T (2001) The emergence and evolution of methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Trends Microbiol 9: 486–493 Huebner J, Dettenkofer M, Kern WV (2005) Vancomycin-resistente Enterokokken. Dtsch Med Wochenschr 130: 2463–2468 Huletsky A, Lebel P, Picard FJ, Bernier M, Gagnon M, Boucher N, Bergeron MG (2005) Identification of methicillin-resistant Staphylococcus aureus carriage in less than 1 hour during a hospital surveillance program. Clin Infect Dis; 40: 976–981 Jevons M (1961) Celebenin-resistant Staphylococci. BMJ 124–125 Karchmer TB, Jernigan J, Durbin BM (1999) Eradication of methicillinresistant S. aureus (MRSA) colonization with different regimens. Abstract, 9. Jahrestreffens der SHEA, 18–22 April, San Francisco Karlowsky JA, Sahm DF (2003) THe impact of gram-negative organisms with extended-spectrum β-lactamases. In: Wenzel RP (ed) Prevention and control of nosicomial infections. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 185–214 Kirby W (1944) Extraction of a highly potent penicillin inactivator from penicillin-resistant Staphylococci. Science 99: 452–453 Leavis H, Top J, Shankar N, Borgen K, Bonten M, van Embden J, Willems RJ (2004) A novel putative enterococcal pathogenicity island linked to the esp virulence gene of Enterococcus faecium and associated with epidemicity. J Bacteriol 186: 672–682 Leverstein-Van Hall MA, Blok H, Donders A, Pauuw A, Fluit AC, Verhoef J (2003) Multidrug resistance among Enterobacteriaceae is strongly associated with the presence of integrons and is independent of species or isolate origin. J Infect Dis 187: 251–259 Luzzaro F, Docquier JD, Colinon C, Endimiani A, Lombardi G, Amicosante G, Rossolini GM, Toniolo A (2004) Emergence in Klebsiella pneumoniae and Enterobacter cloacae clinical isolates of the VIM-4 metallobeta-lactamase encoded by a conjugative plasmid. Antimicrob Agents Chemother 48: 648–650 Mascini EM, Jalink KP, Kamp-Hofmans TEM, Blok H, Verhoef J, Bonten M, Troelstra A (2003) Acquisition and Duration of Vancomycin-resistant Enterococcal Carriadge in Relation to Strain Type. J Clin Microbiol 41: 5377–5383 Mayhall CG (ed) (1999) Hospital epidemiology and infection control. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 1273–1281 MMWR (1997) Reduced susceptibility of Staphylococcus aureus to vancomycin. Japan, 1996. Morb Mortal Wkly Rep 46: 624–626 MMWR (2002) Staphylococcus aureus resistant to vancomycin. United States, 2002. Morb Mortal Wkly Rep 51: 565–567 Muto CA, Jernigan J, Ostrowsky B, Richet H, Jarvis W, Boyce J (2003) SHEA Guideline for Preventing Nosocomial Transmission of Multidrug-Resistant Strains of Staphylococcus aureus and Enterococcus. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 362–386 NNIS (2001) National Nosocomial Infections Surveillance System report: data summary from January 1992-June 2001 issued August 2001. Am J Infect Control 32: 470–485 Noble WC, Virani Z, Cree RG (1992) Co-transfer of vancomycin and other resistance genes from Enterococcus faecalis NCTC 12201 to Staphylococcus aureus. FEMS Microbiol Lett 72: 195–198 Oliveira DC, Tomasz A, De Lencastre H (2002a) Secrets of success of a human pathogen: molecular evolution of pandemic clones of

meticillin-resistant Staphylococcus aureus. Lancet Infect Dis 2: 180–189 Oliveira DC, Tomasz A, De Lencastre H (2002b) Secrets of success of a human pathogen: molecular evolution of pandemic clones of meticillin-resistant Staphylococcus aureus. Lancet Infect Dis 2: 180–189 Oprea SF, Zaidi N, Donabedian SM, Balasubramaniam M, Hershberger E, Zervos MJ (2004) Molecular and clinical epidemiology of vancomycin-resistant Enterococcus faecalis. J Antimicrob Chemother 53: 626–630 Paterson DL, Hujer KM, Hujer AM, Yeiser B, Bonomo MD, Rice LB, Bonomo RA (2003) Extended-spectrum beta-lactamases in Klebsiella pneumoniae bloodstream isolates from seven countries: dominance and widespread prevalence of SHV- and CTX-M-type beta-lactamases. Antimicrob Agents Chemother 47: 3554–3560 Perencevich EN, Fishman DN, Lipsitch M, Harris AD, Morris JG, Smith D (2004) Projected benefits of active surveillance for vancomycin-resistant enterococci in ICU settings. Clin Infect Dis 38: 1108–1115 Pillai SK, Sakoulas G, Wennersten C, Eliopoulos GM, Moellering RC Jr, Ferraro MJ, Gold HS (2002) Linezolid resistance in Staphylococcus aureus: characterization and stability of resistant phenotype. J Infect Dis 186: 1603–1607 Pittet D, Hugonnet S, Harbarth S (2000) Effectiveness of a hospitalwide programme to improve compliance with hand hygiene: infection control programme. Lancet 356: 1307–1312 Potz NA, Colman M, Warner M, Reynolds R, Livermore DM (2004) Falsepositive extended-spectrum beta-lactamase tests for Klebsiella oxytoca strains hyperproducing K1 beta-lactamase. J Antimicrob Chemother 53: 545–547 RKI (1999) Empfehlungen zur Prävention und Kontrolle von MethicillinResistenten Staphylococcus aureus Stämmen in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen. Bundesgesundheitsblatt 42: 954–958 Robinson DA, Enright MC (2003) Evolutionary models of the emergence of methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother 47: 3926–3934 Speller DC, Raghunath D, Stephens M, Viant AC, Reeves DS, Wilkinson PJ, Broughhal JM, Holt HA (1976) Epidemic infection by a gentamicin resistant Staphylococcus aureus in three hospitals. Lancet I: 464–466 Tenover FC, Weigel LM, Appelbaum PC et al. (2004a) Vancomycinresistant Staphylococcus aureus isolate from a patient in Pennsylvania. Antimicrob Agents Chemother 48: 275–280 Tenover FC, Weigel LM, Appelbaum PC et al. (2004b) Vancomycinresistant Staphylococcus aureus isolate from a patient in Pennsylvania. Antimicrob Agents Chemother 48: 275–280 Verhoef J, Beaujean D, Blok H, Baars A, Meyler A, van der WC, Weersink A (1999) A Dutch approach to methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 18: 461–466 Voss A, Verweij PE, Kluytmans J (2003) Should we routinely disinfect floors? J Hosp Infect 53: 150 Wernitz MH, Swidsinski S, Weist K, Sohr D, Witte W, Franke KP, Roloff D, Rüden H, Veit SK (2005) Effectiveness of a hospital-wide selective screening programme for methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) carriers at hospital admission to prevent hospital-acquired MRSA infections. Clin Microbiol Infect 11: 457–465 Wielders CLC, Vriens MR, Brisse S et al. (2001) Evidence for in-vivo transfer of mecA DNA between strains of Staphylococcus aureus. Lancet 357: 1674 Willems R. (1999) Vancomycinresistente enterokokken: epidemiologie en transmissie van resistentie. Nederlands Tijdschrift voor Medische Microbiologie 7: 5–8 Willems RJ, Top J, Smith DJ, Roper DI, North SE, Woodford N (2003) Mutations in the DNA mismatch repair proteins MutS and MutL of

187 Literatur

oxazolidinone-resistant or -susceptible Enterococcus faecium. Antimicrob Agents Chemother 47: 3061–3066 Wilson P, Andrews JA, Charlesworth R, Walesby R, Singer M, Farrell DJ, Robbins M (2003) Linezolid resistance in clinical isolates of Staphylococcus aureus. J Antimicrob Chemother 51: 186–188 Witte W, Klare I, Werner G (1999) Selective pressure by antibiotics as feed additives. Infection 27 (Suppl 2): S35–S38 Yigit H, Queenan AM, Rasheed JK, Biddle JW, Domenech-Sanchez A, Alberti S, Bush K, Tenover FC (2003) Carbapenem-resistant strain of Klebsiella oxytoca harboring carbapenem-hydrolyzing beta-lactamase KPC-2. Antimicrob Agents Chemother 47: 3881–3889

14

188

15

Tuberkulose M. Eikenberg, S. Wenzler-Röttele

15.1

Epidemiologie – 188

15.8

Nosokomiale Übertragung – 191

15.2

Erreger

15.8.1 15.8.2

Übertragungswege – 191 Patienten mit besonderen Risiken

15.3

Multiresistente Mycobacteriumtuberculosis-Stämme – 189

15.9

Prävention

15.9.1 15.9.2 15.9.3

Isolierungsmaßnahmen – 192 Desinfektionsmaßnahmen – 193 Technische Maßnahmen – 194

15.10

Tuberkulose in speziellen Fachbereichen – 195

15.10.1 15.10.2 15.10.3 15.10.4

Kinderheilkunde – 195 Endoskopie – 195 Operationen – 195 Tuberkulose auf der Intensivstation – 195

15.11

Ausblick

– 189

15.4

Übertragungswege

15.5

Pathogenese

15.6

Lungentuberkulose und Organtuberkulosen außerhalb der Atemwege – 190

15.7

Übertragungsrisiko

15.7.1

Infektiosität von Tuberkulosepatienten – 190 Risikofaktoren für eine erhöhte Infektiosität – 191

15.7.2

– 189

– 190

– 190

Die Tuberkulose ist weltweit die am häufigsten zum Tod führende Infektionskrankheit. Jährlich sterben zwischen 2 und 3 Millionen Menschen an Tuberkulose, teilweise im Zusammenhang mit einer HIV-Infektion. Ein Drittel der Weltbevölkerung ist mit Tuberkuloseerregern infiziert. In Mitteleuropa hingegen ist die Tuberkuloseinzidenz seit längerer Zeit rückläufig. Durch die globale Mobilität, internationalen Tourismus, Migration von Menschen aus Ländern mit hoher Inzidenz sowie durch urbane Risikogruppen erfordert die Tuberkulose jedoch auch weiterhin die Aufmerksamkeit von Ärzten und Hygienikern. Durch Komplikationen bei Koinfektionen mit HIV und durch die Zunahme multiresistenter Tuberkuloseerreger insbesondere in den Staaten der ehemaligen Sowjetunion und den mit der Resistenz verbundenen Einschränkungen der therapeutischen Möglichkeiten bleibt die Tuberkulose eine aktuelle Herausforderung auch für die Krankenhaushygiene. Im folgenden Kapitel werden die wichtigsten krankenhaushygienischen Maßnahmen zur Prävention und Kontrolle der Tuberkulose beschrieben.

– 191

– 192

– 196

Literatur – 196

15.1

Epidemiologie

Im Jahr 2003 war die Tuberkulose mit über 2 Millionen Todesfällen die am häufigsten zum Tod führende behandelbare Infektionskrankheit. Im Jahr 2000 erkrankten weltweit etwa 8,7 Millionen Menschen neu an Tuberkulose. Der Anteil multiresistenter Erreger hierbei betrug ca. 3%. In einigen Ländern wie z. B. in den baltischen Staaten Estland, Lettland und Litauen betrug der Anteil multiresistenter Tuberkulosebakterien bereits ungefähr 10%. Weitere Regionen mit erhöhter Tuberkuloseinzidenz (Anzahl der Neuerkrankungen pro Jahr) befinden sich in Afrika südlich der Sahara und im Süden und Osten Asiens. In diesen Ländern gehen Prognosen von einer Zunahme der Tuberkulosefälle um 3% jährlich aus. Die Situation in den deutschsprachigen Ländern und in Mitteleuropa ist demgegenüber vergleichsweise besser. Die Tuberkuloseinzidenz sinkt langfristig um ca. 2–3% pro Jahr (RKI 2002). In Deutschland lag die Inzidenz im Jahr 2002 bei 8,7 pro 100.000 Einwohner (2001: 9,3 pro 100.000 Einwohner). Bei Männern liegt sie mit 11,0 gegenüber Frauen mit 6,5 Erkrankungen pro 100.000 Einwohner doppelt so

189

15.4 · Übertragungswege

hoch. Bei Kindern, die mit einer Inzidenz von 2,3 Erkrankungen pro 100.000 Einwohner seltener erkranken, bestehen keine Geschlechtsunterschiede (Haas 2004). Jedoch gibt es auch in Deutschland einzelne Regionen (insbesondere die Großstädte Hamburg, Bremen und Berlin) mit deutlich höheren Inzidenzen als in der Durchschnittsbevölkerung. Die Gründe hierfür werden im größeren Anteil von Risikogruppen (Einwanderer, Obdachlose, Drogenabhängige) in den Großstädten gesehen. Angehörige ausländischer Staatsangehörigkeit erkranken etwa fünfmal häufiger an Tuberkulose. Bei Kindern und jungen Erwachsenen ist die Erkrankungshäufigkeit in dieser Gruppe bis zu 16fach höher (RKI 2002; Haas 2004).

15.2

Erreger

Die Erreger der Tuberkulose sind Mykobakterien des Mycobacterium-tuberculosis-Komplexes. Mykobakterien sind aerobe, nicht Sporen bildende Stäbchenbakterien, die sich durch ihre Alkohol- und Säurefestigkeit in der Ziehl-Neelsen- oder Kinyoun-Färbung auszeichnen. Der M.-tuberculosis-Komplex besteht aus M. tuberculosis, M. bovis einschließlich dem BCG-(Bacille-CalmetteGuérin-)Stamm, der für die Lebendimpfung gegen Tuberkulose verwendet wird, M. africanum, M. microti und M. canetti. Die Tuberkulose in Mitteleuropa wird größtenteils durch M. tuberculosis hervorgerufen. Erkrankungen durch M. bovis und M. africanum sind selten und Infektionen durch M. microti und M. canetti Raritäten. Allen Mykobakterien des M.-tuberculosis-Komplexes ist eine lange Generationszeit gemeinsam (M. tuberculosis, M. bovis und M. africanum 16–20 Stunden). Die Kulturergebnisse liegen daher erst viel später vor als bei anderen bakteriellen Erregern (10 Tage bis mehrere Wochen). Infektionen können erst spät kulturell bestätigt werden, z. T. erst nach Entlassung der Patienten. Reservoir. Einziges Reservoir für M. tuberculosis und M. africanum ist der Mensch. M. bovis kommt bei Rindern und Wildtieren vor. M. microti wurde in einigen Warmblütern (Maus, Lama, Schwein, Katze) gefunden. Bei M. canetti ist das Erregerreservoir unbekannt.

15.3

Multiresistente Mycobacteriumtuberculosis-Stämme

Die Tuberkulose wird in der Regel über mindestens 6 Monate und zu Beginn mit einer Kombination von 4 Antituberkulotika behandelt: Isoniazid (INH), Rifampicin (RMP), Ethambutol (EMB) und Pyrazinamid (PZA). Besteht eine Resistenz gegen mindestens zwei der wichtigsten Medikamente (RMP und INH), wird von multiresistenten M.-

tuberculosis-Stämmen gesprochen (»multi drug resistent M. tuberculosis«, MDRTB). Resistenzen können daneben alle weiteren Antituberkulotika betreffen. Sie entstehen bei Mykobakterien vor allem, wenn die Therapie nicht richtig durchgeführt wird, die Einnahme nicht regulär erfolgt oder sogar vorzeitig abgebrochen wird. Eine Vorbehandlung mit Antituberkulotika sowie die Herkunft aus einer Region mit endemischer Multiresistenz (Südafrika, Nachfolgestaaten der UDSSR) sind Risikofaktoren für MDRTB. Multiresistente M.-tuberculosis-Stämme werden nicht leichter übertragen und sind nicht infektiöser als sensible Stämme. Sie werden aber theoretisch länger übertragen, weil die Therapie nicht zu einer schnellen Reduktion der Ausscheidung von Tuberkulosebakterien führt. Die schwerwiegenden Folgen beim Eintreten einer Infektion mit MDRTB mit den ungleich größeren Schwierigkeiten und Kosten bei der Therapie rechtfertigen erhöhte Präventionsmaßnahmen. Für die respiratorische Isolation werden FFP3-Masken für das Personal beim Umgang mit dem Patienten empfohlen. Der Patient sollte das Isolierzimmer möglichst nicht verlassen. Die Dauer der räumlichen Isolation und die Dauer der Hospitalisierung müssen in Abhängigkeit von der erforderlichen Therapie, dem Patienten (Compliance, Risikofaktoren wie z. B. HIV-Infektion oder Kavernen) und dem häuslichen Patientenumfeld (Einfluss auf korrekte Medikamenteneinnahme, besonders empfängliche Personen, Obdachlosigkeit) verlängert und z. T. bis zum Ende der Therapie ausgedehnt werden.

15.4

Übertragungswege

Die Tuberkulose wird in Mitteleuropa fast ausschließlich von Mensch zu Mensch durch erregerhaltige kleinste Tröpfchen (Tröpfchenkerne) aerogen übertragen. Tröpfchenkerne sind kleinste Aerosole mit einem Partikeldurchmesser von 1–5 μm. Sie werden als Tröpfchen beim Husten, Niesen oder Sprechen von Patienten mit offener Lungentuberkulose oder Kehlkopftuberkulose freigesetzt, trocknen an der Luft schnell ein und reduzieren dadurch ihre Größe bis auf den Umfang von 1–2 Mykobakterien. Tröpfchenkerne können über längere Zeit in der Luft verbleiben und auch über die Luft fortgeleitet werden (7 Kap. 9). Werden sie eingeatmet, so können sie aufgrund ihrer geringen Größe leicht in die Alveolen gelangen und Ausgangspunkt einer Infektion werden. Die Übertragung über Tb-kontaminierte Lebensmittel (z. B. Kuhmilch) spielt aufgrund der tuberkulosefreien Rinderbestände und der Pasteurisation der Milch hierzulande heute kaum eine Rolle mehr. Weitere sehr seltene Übertragungswege sind möglich beim Auftreffen infektiöser Sputumtröpfchen auf nicht intakte Haut oder in Wunden (Heilman u. Muschenheim 1965), durch diaplazentare Übertragung, Übertragung durch infektiöse Milch beim

15

190

II

Kapitel 15 ·Tuberkulose

Stillen und Übertragung durch Inhalation Tb-kontaminierter Stäube. Die Übertragungswege bei den Organtuberkulosen sind abhängig von den erregerhaltigen Materialien, die nach außen freigesetzt werden (Urin, Stuhl, Wundsekret, Genitalsekret). Die Übertragungswege und die Präventionsmaßnahmen unterscheiden sich bei den Organtuberkulosen außerhalb der Atemwege nicht von denen anderer Erkrankungen dieser Organsysteme.

15.5

Pathogenese

Tuberkelbakterien sind obligat pathogen, d. h., prinzipiell können sie immer eine Infektion und eine Erkrankung auslösen. Wenn sie tief in die Lunge gelangen, werden sie dort von Makrophagen aufgenommen, in denen sie überleben und sich sogar vermehren können. Die Makrophagen transportieren die Tuberkelbakterien über die Lymphgefäße in die zugehörigen Lymphknoten. Es entsteht der Primärkomplex. Hierin können die Erreger durch das zellvermittelte Immunsystem an einer weiteren Vermehrung und Ausbreitung gehindert werden, und die Läsionen können ausheilen. Dieser Zustand wird als latente Tuberkulose bezeichnet. Die latente Tuberkulose ist asymptomatisch und nicht infektiös. Als Folge dieser Immunreaktion entsteht die positive Tuberkulinreaktion. In Abhängigkeit von der Immunitätslage kann es vom Lymphknoten aus zur lymphogenen oder nach Anschluss an die Blutbahn zur hämatogenen Verbreitung der Tuberkelbakterien in alle Organsysteme kommen. Wenn die Infektion nicht eingedämmt werden kann, kommt es zur aktiven Tuberkulose. Ungefähr 5–10% der Infizierten entwickeln in Mitteleuropa aus einer latenten Tuberkulose eine aktive Tuberkulose. Von diesen Patienten erkrankt die eine Hälfte in den ersten 2 Jahren nach der Infektion und die andere Hälfte später, z. T. Jahrzehnte danach, wenn durch Alter oder Krankheit die Immunabwehr schwächer wird. Patienten mit Abwehrschwäche entwickeln häufiger eine aktive Tuberkulose. HIV-Patienten haben z. B. ein jährliches Risiko von 8–10% für eine aktive Tuberkulose nach Primärinfektion (Selwyn et al. 1989).

15.6

Lungentuberkulose und Organtuberkulosen außerhalb der Atemwege

Die Tuberkulose kann alle Organsysteme befallen. Am häufigsten ist mit über 80% die Lungentuberkulose, während Lymphknotentuberkulose,Urogenitaltuberkulose,Knochentuberkulose, Hauttuberkulose, tuberkulöse Meningitis und andere Tuberkuloseformen erheblich seltener sind. Können Tuberkelbakterien vom Ort der Infektion nach außen ge-

langen (z. B. über das Einbrechen einer Kaverne in einen Bronchus, Fistelbildung nach außen bei Lymphknotentuberkulose), dann spricht man von einer offenen Tuberkulose. Diese ist infektiös. Die mit Abstand häufigste und infektiöseste Form der offenen Tuberkulose ist die offene Lungentuberkulose. > Nur die offene Tuberkulose ist infektiös. Eine besondere Infektionsgefahr geht von der offenen Tuberkulose der Atemwege (Lunge, Kehlkopf) aus, die aerogen übertragen wird.

Die anderen offenen Organtuberkulosen sind mit den üblichen Standardhygienemaßnahmen zu beherrschen. Geschlossene Tuberkulosen sind nicht infektiös und erfordern keine besonderen Hygienemaßnahmen. ! Cave Beim Vorliegen einer Organtuberkulose sollte stets eine zusätzlich bestehende offene Lungentuberkulose ausgeschlossen werden!

15.7

Übertragungsrisiko

Die Wahrscheinlichkeit für die Übertragung einer Tuberkulose ist abhängig von der Menge der ausgeschiedenen Erreger, dem Grad der Aerosolisierung, der Expositionsdauer, der Art der Exposition und der Abwehrlage des Wirtes. Die Übertragungswahrscheinlichkeit ist besonders hoch bei längeren Kontakten in (kleinen) geschlossenen Räumen mit Patienten, die große Mengen infektiöser Tröpfchenkerne ausscheiden. Außerhalb geschlossener Räume ist eine Übertragung durch direkten Kontakt zu infektiösen Aerosolen (z. B. beim Husten oder Niesen freigesetzt) möglich.

15.7.1

Infektiosität von Tuberkulosepatienten

Die Anzahl der für eine Infektion erforderlichen Tuberkelbakterien ist nicht genau bekannt. Wahrscheinlich ist sie sehr gering, und ein Bakterium kann möglicherweise für eine Infektion ausreichen. Die Anzahl der von Patienten mit offener Lungentuberkulose beim Husten freigesetzten Tröpfchenkerne ist variabel. Insbesondere offen tuberkulöse Patienten mit Kavernen scheiden viele infektiöse Tröpfchenkerne aus und sind hochgradig infektiös (Fennelly et al. 2004). Die Infektiosität von Patienten mit einem positiven Nachweis von säurefesten Stäbchen im Sputum, Trachealsekret oder Magensaft muss als hoch angesehen werden. Die Nachweisgrenze der Mikroskopie befindet sich ungefähr bei einer Keimzahl von 104/ml. Patienten mit einer nur kulturell oder durch Nukleinsäurenachweis (PCR, Gensonde) nachgewiesenen Tuberkulose in diesen Materialien sind deutlich weniger infektiös, Infektionen sind aber möglich (Behr et al. 1999). Der mikroskopische Nachweis säurefester Stäbchen ist wie der Nukleinsäurenachweis nur ein Hinweis,

191

15.8 · Nosokomiale Übertragung

aber kein Beweis für das Vorhandensein lebender oder infektiöser Tuberkelbakterien. Für den Nachweis einer bestehenden Infektiosität ist die Kultur erforderlich. Säuglinge, Kleinkinder und Kinder scheiden in der Regel wenige Tuberkelbakterien aus und sind im Allgemeinen als kaum infektiös anzusehen.

15.7.2

Risikofaktoren für eine erhöhte Infektiosität

Das höchste Risiko für eine Übertragung geht von Patienten mit offener Lungentuberkulose aus, die husten, niesen oder bei denen die Sputumproduktion provoziert oder Aerosolbildung durch diagnostische Maßnahmen (z. B. Bronchoskopie) induziert wird. Bei den Organtuberkulosen können infektiöse Aerosole entstehen, wenn Wunden oder Abszesse gespült werden.

15.8

Nosokomiale Übertragung

Nosokomiale Übertragungen von Tuberkelbakterien betreffen Patienten, Personal und Besucher von Patienten. Die Infektionen erfolgen auch im Krankenhaus über die herkömmlichen Infektionswege. Zusätzlich werden durch die speziellen Bedingungen Übertragungen erleichtert bzw. auch durch medizinische Maßnahmen erst ermöglicht. Die hierbei verantwortlichen Faktoren einschließlich der Maßnahmen zu ihrer Reduktion finden sich in . Tab. 15.1.

15.8.1

Übertragungswege

Neben der im Vordergrund stehenden aerogenen Übertragung sind Übertragungen durch Bronchoskope (Ramsey

et al. 2002, Agerton et al. 1997), Nadelstiche (Kramer et al. 1993), medizinischen Abfall (Johnson et al. 2000) sowie Kontaktinfektionen der Haut bei Mund-zu-MundBeatmung (Heilman 1965) beschrieben worden. Bei medizinischen Tätigkeiten standen nosokomiale Infektionen im Zusammenhang mit endotrachealer Intubation und endotrachealem Absaugen (Ehrenkranz 1972), Spülungen offener Abszesse (Hutton et al. 1990), Sputum induzierenden und Husten provozierenden Maßnahmen (CDC 1989, Beck-Sague et al. 1992) sowie Autopsien (Lundgren et al. 1987). Diese publizierten nosokomialen Infektionen wären durch adäquate Hygienemaßnahmen vermeidbar gewesen.

15.8.2

Patienten mit besonderen Risiken

Die Mechanismen, die zu einer Disposition für Tb-Infektionen und Erkrankungen führen, sind noch nicht in allen Einzelheiten geklärt. Patienten mit verminderter zellulärer Abwehr sind empfänglicher für Tuberkulose. Die wichtigste Gruppe stellen HIV-Positive dar. HIV-Patienten standen häufig im Zusammenhang mit nosokomialen Tb-Ausbrüchen (DiPerry et al. 1989). Weitere Risikogruppen sind Patienten mit immunsuppressiven Therapien (Transplantatempfänger, Chemotherapiepatienten, Patienten mit hochdosierter Kortisontherapie) sowie Säuglinge, Kleinkinder und Kinder. Tipp Patienten mit besonderen Risiken sollten nach Möglichkeit nicht in unmittelbarer Nähe (z. B. in benachbarten Zimmern) von Patienten mit offener Lungentuberkulose behandelt werden, wenn die Tb-Isolationszimmer nicht mit RLT-Anlage (Unterdruck und HEPA-filtrierte Abluft) ausgestattet sind.

. Tab. 15.1. Ursachen nosokomialer Tuberkuloseinfektionen Faktoren, die zu nosokomialen Infektionen führen können

Erforderliche Maßnahmen

Bekannte und unbekannte Patienten mit offener (Lungen-)Tuberkulose

Einbeziehen der Tuberkulose in die Differenzialdiagnostik. Schnelle Diagnostik und Therapie, räumliche Isolierung

Durchführung sputumprovozierender oder aerosolinduzierender Maßnahmen (z. B. Bronchoskopien, In- und Extubation, Inhalationstherapien, Sputumprovokation, Instillationen von Abszessen Wunden), Verbandswechsel bei größeren Wunden

Einhalten der Hygienemaßnahmen zur Infektionsprävention insbesondere bei allen Tb-Patienten, Tb-Verdachts- und Ausschlussfällen (z. B. FFP2-Maske, Schutzkleidung)

Übertragungsmöglichkeit durch nicht sachgerecht durchgeführte Instrumentenaufbereitung (z. B. Endoskope)

Korrekte Aufbereitung (Reinigung, Desinfektion und ggf. Sterilisation) aller Instrumente

Patienten mit herabgesetzter Immunität (HIV-Patienten, Chemotherapiepatienten, Immunsupprimierte)

Isolierungs- und Distanzierungsmaßnahmen, ggf. Chemoprophylaxe

Patienten mit vermehrter bzw. verlängerter Tb-Ausscheidung durch verminderte Abwehrlage (s. oben)

Isolierungs- und Distanzierungsmaßnahmen

Patienten mit vermehrter bzw. verlängerter Tb-Ausscheidung multiresistenter M.-tuberculosis-Stämme

Schnelle Resistenzbestimmung, schnelle resistenzgerechte Therapie, besondere Präventionsmaßnahmen

15

192

II

Kapitel 15 ·Tuberkulose

Die Einleitung von Präventionsmaßnahmen setzt das schnelle Erkennen der Tuberkulose voraus. Hierfür ist das Einbeziehen der Tuberkulose in die Differenzialdiagnostik und die schnelle Tb-Diagnostik einschließlich Kultur und Resistenzbestimmung erforderlich. > Die schnelle Identifizierung von Patienten mit infektiöser Tuberkulose ist die wichtigste Maßnahme zur Prävention von Tuberkuloseinfektionen sowohl innerhalb als auch außerhalb des Krankenhauses!

15.9

Prävention

Die Maßnahmen zur Prävention von Infektionen mit Tb bestehen aus räumlicher Isolierung, respiratorischer Isolation, gezielten Desinfektionsmaßnahmen und technischen Maßnahmen zur Reduktion der Exposition gegenüber Tb-Erregern (7 Kap. 13).

15.9.1

Isolierungsmaßnahmen

Räumliche Isolierung Die räumliche Isolierung von Patienten mit offener Lungentuberkulose und Kehlkopftuberkulose hat oberste Priorität unter den Präventionsmaßnahmen. Idealerweise stehen hierfür Einzelzimmer (mit einer Vorschleuse) zur Verfügung. Die Zimmertüren müssen geschlossen gehalten werden. Eine Fensterlüftung darf nur bei geschlossenen Türen (einschließlich der Schleusentüren) erfolgen. Die Anzahl des behandelnde Personals ist so gering wie möglich zu halten; Besuche sollten auf ein Minimum reduziert werden.

Kohortenisolierung Die Kohortenisolierung ist problematisch und sollte die Ausnahme bleiben, da Übertragungen von M.-tuberculosisStämmen mit unterschiedlicher Resistenz möglich sind und die Resistenzinformationen in der Regel frühestens nach 10–14 Tagen vorliegen. Patienten sollten nur in Kohorten isoliert werden, wenn sie bereits erfolgreich antherapiert sind und die Resistenzmuster der Stämme der Patienten verfügbar und identisch sind. Das Vorliegen genetisch gleicher Stämme ist hierbei nicht ausreichend, da auch bei gleichen Stämmen unterschiedliche Resistenzen vorliegen können. ! Cave Auf keinen Fall dürfen Patienten mit offener Lungentuberkulose zusammen mit Patienten, bei denen lediglich ein Verdacht auf eine (offene) Lungentuberkulose besteht, in Kohorten isoliert werden.

Patienten mit Verdacht auf Tuberkulose Bei Patienten, bei denen ein Verdacht auf Vorliegen einer offenen Tuberkulose besteht, müssen bis zum Beweis des

Gegenteils die gleichen Präventionsmaßnahmen durchgeführt werden wie bei den Patienten mit bewiesener offener Tuberkulose. Auch Patienten, bei denen eine Tuberkulose nur differenzialdiagnostisch ausgeschlossen werden soll, werden bis zum tatsächlichen Ausschluss wie Tuberkulosepatienten behandelt.

Schutzmasken (»respiratorische Isolierung«) Schutzmasken müssen sowohl die kleinen Tröpfchenkerne als auch an Flüssigkeit (z. B. Sputumtröpfchen) gebundene Mykobakterien zurückhalten können. Aufgrund von Erfahrungen mit der nosokomialen Ausbreitung multiresistenter M.-tuberculosis-Stämme (teilweise mit Todesfällen unter dem medizinischen Personal) in den USA empfehlen das Deutsche Zentralkomitee zur Bekämpfung der Tuberkulose und die Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene in Anlehnung an die Empfehlungen der CDC partikelfiltrierende Feinstaubmasken der Schutzklasse FFP2 für Kontaktpersonen von Patienten mit offener Lungentuberkulose (bei multiresistenten Stämmen wird der Einsatz von FFP3-Masken empfohlen). Die Empfehlungen gründen auf theoretischen Überlegungen und sind nicht durch prospektive kontrollierte Studien belegt (RKI 2002; CDC 1994; DZK 2004; DGKH 1997). Unabhängig von der wissenschaftlichen Evidenz werden für den Personalschutz in den »Technischen Regeln für Biologische Arbeitsstoffe TRBA/BGR 250 – Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege« vom November 2003 für den Fall der Möglichkeit einer aerogenen Übertragung von biologischen Arbeitsstoffen der Risikogruppe 3 (wozu M. tuberculosis zählt) mindestens partikelfiltrierende Halbmasken der Klasse FFP2 gefordert. Die Verwendung von Atemschutzmasken mit Ausatemventil kann dem Personal die Atmung bei längeren Aufenthalten im Patientenzimmer erleichtern und die Compliance erhöhen. Entscheidend ist natürlich ein korrekter Sitz solcher Masken.

Verwendung von Atemschutzmasken Atemschutzmasken für das Personal sind in folgenden Situationen erforderlich: 4 Aufenthalt bei Patienten mit offener Tuberkulose der Atemwege; 4 Durchführung Aerosol produzierender Eingriffe (z. B. Bronchoskopie, Inhalationstherapien, offenes endotracheales Absaugen, zahnärztliche Eingriffe, Eingriffe im Hals-, Nasen-, Rachenraum, In- und Extubation) am Patienten mit offener Tuberkulose, Verdacht auf offene Tuberkulose oder bei Patienten, bei denen eine offene Tuberkulose des Respirationstrakts ausgeschlossen werden soll; 6

193

15.9 · Prävention

4 Spülungen tuberkulöser Abszesse und Wunden, Blasenspülungen bei Urogenitaltuberkulose und beim Verbandswechsel größerer tuberkulöser Wunden; 4 Transporte offen tuberkulöser Patienten; 4 pflegerische, therapeutische und diagnostische Maßnahmen (z. B. Röntgen) bei offen tuberkulösen Patienten.

Patienten mit offener Lungen-Tbc husten oder niesen am besten in Zellstoff oder Einwegpapiertaschentücher hinein. Bei Anwesenheit anderer Personen sollten sich die Patienten von diesen abwenden. Die kontaminierten Tücher werden sofort nach Benutzung als infektiöser Abfall abgeworfen.

Schutzkleidung Die Verwendung von Schutzkleidung erfolgt nach den üblichen Standardhygienemaßnahmen. Schutzkleidung wird über der Arbeitskleidung getragen, wenn mit Kontaminationen durch infektiöses Material zu rechnen ist (z. B. beim endotrachealen Absaugen, bei Bronchoskopien oder Wundspülungen). Handschuhe. Bei Tätigkeiten am Patienten mit offener Tuberkulose werden Handschuhe getragen, wenn mit einem Kontakt mit erregerhaltigem Material gerechnet werden muss.

Verlassen des Isolierzimmers Der Patient sollte nach Möglichkeit das Zimmer nicht verlassen. Untersuchungen und therapeutische Maßnahmen sollten nach Möglichkeit im Isolierzimmer durchgeführt werden. Für Patienten mit offener Lungen-Tbc werden beim Verlassen des Patientenzimmers vom RKI FFP2-Masken empfohlen. Tipp Zur besseren Anpassung an die Gesichtskonturen sollten FFP2-Masken in verschiedenen Größen zur Verfügung stehen.

Das Zurückhalten von Tröpfchen (bevor sie durch Trocknen an der Luft zu Tröpfchenkernen werden) ist auch mit gut sitzenden chirurgischen Gesichtsmasken oder FFP1Masken möglich (DZK 2004; CDC 2005). Hierbei wird der Atemwiderstand im Vergleich zu FFP2-Masken weniger erhöht. Innerhalb des Patientenzimmers ist das Tragen einer Maske für den Patienten nicht erforderlich. Nach Husten provozierenden Maßnahmen sollte der Transport erst nach Abklingen des Hustenreizes durchgeführt werden.

! Cave 5 Die Patienten sollten keine Feinstaubmasken mit Ausatemventil benutzen. Diese Masken filtern das Expirat nicht und halten infektiöse Tröpfchen und Tröpfchenkerne nicht zurück. 5 Bei der Verwendung aller Masken muss auf den korrekten Dichtsitz geachtet werden. Probleme entstehen hierbei vor allem bei Bartträgern und bei der Verwendung von chirurgischen Gesichtsmasken, die den Gesichtskonturen weniger gut angepasst werden können.

Besucher Besuche sollten streng auf nahestehende Personen limitiert bleiben. Kinder sollten möglichst keinen Zutritt zum Isolationszimmer erhalten. Die Besucher müssen über die Präventionsmaßnahmen aufgeklärt und in die exakte Durchführung eingewiesen werden. Besondere Bedeutung kommt hierbei dem korrekten Anlegen der FFP2-Masken zu.

Aufhebung der Isolierungsmaßnahmen Unter einer wirksamen Therapie ist nach 2–3 Wochen die Infektiosität der Patienten deutlich herabgesetzt (Jindani et al. 1980) In dieser Zeit liegt unter Umständen auch bereits das Ergebnis der Resistenzbestimmung vor, anhand dessen die Effektivität der Therapie abgeschätzt werden kann. Die Isolierung kann aufgehoben werden, wenn alle folgenden Kriterien erfüllt sind: 4 deutliche klinische Besserung unter der Therapie; 4 der Patient hustet nicht und hat kein Fieber; 4 die Therapie ist resistenzgerecht und es gibt keinen Verdacht oder Hinweis auf MDRTB; 4 in drei aufeinander folgenden Sputum- oder Magensaftuntersuchungen an drei aufeinander folgenden Tagen (Sputum bzw. Magensaft, morgens entnommen) sind mikroskopisch keine säurefesten Stäbchen nachweisbar. Bei schweren Verläufen (MDRTB, HIV-Patienten, Patienten mit Kavernen) kann die Ausscheidung von Mykobakterien verlängert sein. Die Patienten sollten (insbesondere bei MDRTB) erst beim Vorliegen negativer Kulturen aus der räumlichen Isolation entlassen werden. Es muss bei Entlassungen dieser Patienten nach Hause auch die Empfänglichkeit der Umgebung des Patienten mit berücksichtigt werden (z. B. Säuglinge, Kinder, HIV-Patienten, Obdachlose etc.).

15.9.2

Desinfektionsmaßnahmen

Geschirr Eine Übertragung der Tuberkulose findet nicht durch sorgfältig gereinigtes Geschirr statt. Das Geschirr kann in Geschirrspülmaschinen (75°C/10 min) auf der Station gereinigt oder in einer entsprechenden zentralen Anlage gespült werden. Beim Transport besteht keine Infektionsgefahr, ins-

15

194

Kapitel 15 ·Tuberkulose

besondere wenn das Geschirr als letztes abgeräumt und vom Personal in einem geschlossenen Geschirrwagen transportiert wird.

II

Tipp Eine gesonderte (Vor-)Desinfektion des Geschirrs in einer Desinfektionsmittelwanne auf der Station oder ein genereller Einsatz von Einweggeschirr ist aus hygienischer Sicht nicht erforderlich.

Wäsche Kontaminierte Wäsche wird in der Schleuse oder im Zimmer in als infektiös gekennzeichneten Wäschesäcken abgeworfen und einem desinfizierenden Waschverfahren zugeführt.

Abfall Abfall wird im Patientenzimmer gesammelt. Mit infektiösem Material kontaminierte Abfälle werden nach Abfallschlüssel AS 180103 der Abfallverzeichnisverordnung in einem geeigneten Sack oder Behälter gesammelt und entsorgt (7 Kap. 20).

tische Medizinprodukte und Gegenstände (z.B. Fußböden und Flächen mit geringem Handkontakt) wird eine Reinigung bzw. eine desinfizierende Reinigung mit einem »Lowlevel-Desinfektionsmittel« für ausreichend erachtet (CDC 2005). Da Desinfektionsmittel, die gegen Tb-Erreger wirksam sind (z.B. auf Aldehydbasis), weder ökonomische noch ökologische Nachteile gegenüber diesen Mitteln aufweisen, sollten für die Flächendesinfektion Flächendesinfektionsmittel mit Wirksamkeit gegen Tbc (Gutachten) und damit insgesamt breitem Wirkspektrum eingesetzt werden. In jedem Fall muss bei der gezielten Desinfektion nach Kontamination ein Mittel mit nachgewiesener Wirksamkeit gegen Tbc verwendet werden. Für die Desinfektion von Flächen und Fußböden ist die Konzentration des Einstundenwertes ausreichend. RKI-Konzentrationen und -Verfahren müssen nur bei behördlicher (amtsärztlicher) Anordnung wie z.B. im Seuchenfall eingesetzt werden. > Zur Desinfektion bei offener Tuberkulose (auch der offenen Lungentuberkulose mit multiresistenten Mykobakterien) ist die Wischdesinfektion Mittel der Wahl. Eine Formaldehydvernebelung ist nicht erforderlich!

15.9.3

Technische Maßnahmen

Ausscheidungen Urin und Stuhl werden über thermische Steckbeckenspülautomaten der Kanalisation zugeführt. Eine vorherige Desinfektion der Ausscheidungen ist nicht erforderlich. Eine Seuchengefahr besteht für die Öffentlichkeit hierdurch nicht. Die Steckbecken und Urinsammelgefäße werden im Steckbeckenspülautomaten gereinigt und thermisch desinfiziert. Gefäße oder Becher zum Sammeln von Sputum werden ebenfalls über Steckbeckenspülautomaten oder thermische Desinfektionsspülautomaten gereinigt und desinfiziert, sofern nicht Einwegmaterialien hierfür eingesetzt werden.

Instrumentendesinfektion Die Instrumentendesinfektion muss mit validierten Verfahren nach Möglichkeit maschinell und thermisch oder ggf. chemothermisch erfolgen (7 Kap. 12). Insbesondere die Aufbereitung der Endoskope ist sorgfältig durchzuführen (7 15.10.2), um nosokomiale Infektionen und Fehldiagnosen zu vermeiden.

Flächendesinfektion Die Übertragung der Tuberkulose über kontaminierte Flächen ist sehr unwahrscheinlich und betrifft in der Regel Medizinprodukte. Die CDC empfehlen daher auch bei der Tuberkulose ein Vorgehen, das sich am Einsatz der Gegenstände an den Patienten bzw. deren Kontakt zu den Flächen orientiert und nicht an den Erkrankungen der Patienten. Es wird eine Risikobewertung entsprechend dem Infektionsrisiko bei Kontakt zur kontaminierten Oberfläche in kritisch, semikritisch und unkritisch entsprechend der Bewertung von Medizinprodukten vorgenommen. Für nichtkri-

RLT-Anlage Die CDC-Guidelines empfehlen zur Reduktion erregerhaltiger Aerosole in der Raumluft die Isolierung der Patienten in einem Raum mit RLT-Anlage mit HEPA-Filtern, Unterdruck im Patientenzimmer gegenüber der Umgebung und 12fachem Luftwechsel pro Stunde. In spezialisierten Krankenhäusern, in denen Risikopatienten (z. B. HIVPatienten) und Tuberkulosepatienten mit multiresistenten Tb-Erregern behandelt werden, sind Isolationszimmer mit solcher Ausstattung sinnvoll. In den meisten Krankenhäusern wird man die Isolierung auch in Räumen ohne RLT-Anlage durchführen müssen. Sollten die Isolierzimmer über eine RLT-Anlage oder eine Belüftungsanlage mit anderen Räumen oder Arealen mit Publikumsverkehr in Verbindung stehen und nicht mit bakteriendichten Schwebstofffiltern ausgerüstet sein oder kann die Anlage nur mit Überdruck betrieben werden, so muss sie abgeschaltet werden, um eine Verteilung und Verbreitung infektiöser Aerosole über die Belüftungsanlage oder den Stationsflur zu verhindern. Der Luftaustausch in diesen Zimmern muss dann über häufige Fensterlüftung bei geschlossenen Türen erfolgen. Abluft aus den Isolationszimmern, die nicht HEPA-filtriert wird, darf nicht direkt in Bereiche mit Publikumsverkehr gelangen. Auch bei der Fensterlüftung ist darauf zu achten, dass sich keine Personen in der Lüftungszone befinden.

Desinfektion mit UV-Licht Die Desinfektion der Raumluft durch UV-Licht ist trotz zahlreicher Beschreibungen der UV-Empfindlichkeit von

195

15.10 · Tuberkulose in speziellen Fachbereichen

M. tuberculosis nicht zu empfehlen. Sie bietet gegenüber der HEPA-Filtration keine Vorteile und kann bei Exponierten zu Schädigungen führen.

15.10

Tuberkulose in speziellen Fachbereichen

15.10.1

Kinderheilkunde

Obwohl Kinder im Vergleich zu Erwachsenen in der Regel nur wenige Tuberkelbakterien ausscheiden, sind sie besonders empfänglich für die Tuberkulose. Auf Säuglings- und Kinderstationen sollten Säuglinge und Kinder daher wie Erwachsene räumlich isoliert werden.

15.10.2

Endoskopie

Bei Bronchoskopien werden infektiöse Aerosole und Tröpfchenkerne in die Raumluft freigesetzt, die bei Personal und Patienten Infektionen verursachen können. Nach der Bronchoskopie eines Patienten mit offener Tuberkulose (einschließlich Verdachts- und Ausschlussfällen) ist daher ein Luftwechsel im Raum erforderlich. Anschließend müssen die patientennahen Flächen wischdesinfiziert werden (Mittel mit Wirksamkeit gegen Tuberkelbakterien, 7 15.9.2). Endoskopieräume mit HEPA-filtrierender RLT-Anlage mit mindestens 6fachem Luftaustausch pro Stunde bieten hier Vorteile gegenüber der Fensterlüftung, die zumeist mit einer Unterbrechung des Untersuchungsprogramms verbunden ist. Bei der Durchführung Aerosol bildender Untersuchungen müssen partikelfiltrierende Halbmasken (FFP2) getragen werden (Personalschutz). Die Aufbereitung der Endoskope muss ordnungsgemäß mit validierten Verfahren (vorzugsweise maschinell) erfolgen. ! Cave Bei fehlerhafter Aufbereitung sind nicht nur nosokomiale Infektionen mit M. tuberculosis möglich (Ramsey et al. 2002), sondern auch fehlerhafte Diagnosen durch falschpositive kulturelle und/oder falsch-positive molekularbiologische Nachweise (PCR, Gensonde) von M. tuberculosis (Agerton et al. 1997).

15.10.3

Operationen

Patienten mit offener Lungentuberkulose oder Organtuberkulose können operiert werden. Planbare Operationen sollten erst nach begonnener Therapie erfolgen. Die Operationen müssen aus hygienischer Sicht nicht in einem extra für septische Operationen reservierten OP-Saal durchgeführt werden.

Organtuberkulosen außerhalb der Atemwege Die Übertragung von Infektionen bei Organtuberkulosen außerhalb der Atemwege erfolgt über erregerhaltige Materialien (Eiter, Urin, Fäzes, Genitalsekrete etc.) und wird nur mit diesen verteilt (d. h. nicht als aerogen übertragbare Tröpfchenkerne oder Aerosole, sofern keine Spülungen infizierter Organe durchgeführt wurden). Für die Desinfektion sind daher die üblichen Verfahren (patientennahe Flächen, begangene Flächen) anzuwenden. Der OP-Saal kann sofort nach Trocknung des Desinfektionsmittels weiter genutzt werden. Eine Operation erst am Ende des OP-Programms ist nicht notwendig. Chirurgische Gesichtsmasken sind ausreichend.

Offene Tuberkulose der Atemwege Das Personal trägt FFP2-Masken, wenn infektiöse Aerosole freigesetzt werden können. Insbesondere bei der Intubation und während der Extubation ist eine erhöhte Infektionsgefahr gegeben. Die Operation sollte nach Möglichkeit in einem OP-Saal mit geeigneter RLT-Anlage (7 15.9.3) durchgeführt werden, um einen schnellen Luftwechsel zu erreichen. Nach Durchführung der Desinfektionsmaßnahmen und Antrocknen des Desinfektionsmittels sollte der Luftaustausch erfolgt sein, und der Saal kann weiter genutzt werden. Bei fehlender oder nicht nutzbarer technischer Belüftung muss eine ausgiebige Fensterlüftung erfolgen. Nach dem Eingriff müssen die Patienten getrennt von anderen Patienten ausgeleitet und überwacht werden. Es kann aus organisatorischen Gründen sinnvoll sein, die Patienten am Ende eines OP-Programms zu operieren und die Patienten im OP-Saal auszuleiten/zu überwachen oder später alleine im Aufwachraum.

15.10.4

Tuberkulose auf der Intensivstation

Sollte ein Patient mit offener Tuberkulose des Respirationstrakts intensivpflichtig werden, muss auch auf der Intensivstation eine räumliche Isolierung in einem geschlossenen (Einzel-)Zimmer durchgeführt werden. Die Klimatisierung muss überprüft und ggf. abgestellt werden oder ein Unterdruck hergestellt werden (HEPA-Filter? Unterdruck möglich? Gefahr der Verbreitung infektiöser Aerosole über nicht HEPA-filtrierte Luftverteilung der RLT-Anlage?). Nach Abschalten der RLT-Anlage muss eine häufige Fensterlüftung durchgeführt werden. Der Abschluss des Isolationszimmers zu den anderen Bereichen (Flur) ist beim Lüften durch Schließen der Türen zu gewährleisten. Es werden FFP2-Schutzmasken eingesetzt; Ausnahmen sind nur möglich bei 4 geschlossenem Absaugsystem, 4 geschlossenem Beatmungssystem (keine Diskonnektion wie beim konventionellen Absaugen), 4 endständigem bakteriendichtem Filter im Exspirationsschenkel.

15

196

Kapitel 15 ·Tuberkulose

15.11

II

Ausblick

Nosokomiale Infektionen durch M. tuberculosis sind schwer zu erkennen, wenn sie als (zunächst) latente Tuberkulose asymptomatisch bleiben. Sie werden im Krankenhaus aktiv meist nur erfasst, wenn sie exponiertes Personal betreffen und in Rahmen einer Personaluntersuchung erkannt werden, oder früh zu aktiven Tuberkulosen führen (wie z. B. bei HIV-Patienten). Die übliche Diagnostik mit Tuberkulinhauttests erfasst dabei nur einen Teil der Infektionen von exponierten Personen. Später auftretende aktive Tuberkulosen werden oft nicht mehr in einen Zusammenhang mit dem Krankenhausaufenthalt gebracht. Die Anzahl der nosokomialen Tuberkuloseinfektionen ist wahrscheinlich größer als bisher angenommen. Durch den Einsatz neuer Tests zur Diagnostik der latenten Tuberkulose wird das Ausmaß nosokomialer Tuberkuloseinfektionen künftig möglicherweise besser abgebildet werden können (Richeldi et al. 2004).

Präventionsempfehlungen und Richtlinien 4 Centers for Disease Control and Prevention (2005) Guidelines for preventing the transmission of Mycobacterium tuberculosis in health-care settings. MMWR 54, No. RR-17 4 Deutsches Zentralkomitee zur Bekämpfung der Tuberkulose (1996) Empfehlungen zur Infektionsverhütung bei Tuberkulose. pmi, Frankfurt am Main 4 Deutsches Zentralkomitee zur Bekämpfung der Tuberkulose, Schaberg T et al. (2004) Empfehlungen zur Anwendung von Atemschutzmasken bei Tuberkulose. Pneumologie 58: 92–102 4 RKI (1998) Robert Koch-Institut: Mitteilung der Kommission Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am RKI: Erläuterung zur Anlage 4.5.3 »Anforderungen der Hygiene an den Krankentransport einschließlich Rettungstransport in Krankenkraftwagen« der Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention: Infektionsprävention beim Transport von Patienten mit offener Lungentuberkulose. Epidemiologisches Bulletin 38

Literatur Agerton T, Valway S, Gore B, Pozsik C, Plikaytis B, Woodley C, Onorato I (1997) Transmission of a highly drug-resistant strain (strain W1) of Mycobacterium tuberculosis. Community outbreak and nosocomial transmission via a contaminated bronchoscope. JAMA 278: 1073–1077 Beck-Sague C, Dooley SW, Hutton MD et al. (1992) Outbreak of multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis infections in a hospital: transmission to patients with HIV infection and stuff. JAMA 268: 1280–1286

Behr MA, Warren SA, Salamon H, Hopewell PC, Ponce de Leon A, Daley CL, Small PM (1999) Transmission of Mycobacterium tuberculosis from patients smear-negative for acid-fast bacilli. Lancet 353: 444–449 CDC (1989) Centers for Disease Control and Prevention: Mycobacterium tuberculosis transmission in a health clinic, Florida 1988. MMWR 38: 256–258, 263–264 CDC (1994) Centers for Disease Control and Prevention: Guidelines for preventing the transmission of Mycobacterium tuberculosis in health-care facilities. MMWR 43, No. RR-13 DGKH (1997) Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene: Infektionsverhütung bei Tuberkulose in Gesundheits- und Sozialeinrichtungen. Hyg Med 22: 523–534 DZK (2004) Deutsches Zentralkomitee zur Bekämpfung der Tuberkulose, Schaberg T et al.: Empfehlungen zur Anwendung von Atemschutzmasken bei Tuberkulose. Pneumologie 58: 92–102 DiPerry G, Cruciani M, Danzi MC et al. (1989) Nosocomial epidemic of active TB among HIV-infected patients. Lancet 2: 1502–1504 Ehrenkranz NJ, Kicklighter JL (1972) Tuberculosis outbreak in a general hospital: evidence of airborne spread of infection. Ann Int Med 77: 377–382 Fennelly KP, Martyny JW, Fulton KE, Orme IM, Cave DM, Heifets LB (2004) Cough-generated aerosols of Mycobacterium tuberculosis. Am J Respir Crit Care Med 169: 604–609 Frampton MW (1992) An outbreak of tuberculosis among hospital personnel caring for a patient with a skin ulcer. Ann Intern Med 117: 312–313 Haas W (2004) Zur Situation der wichtigen Infektionskrankheiten: Tuberkulose in Deutschland 2003. Epidemiologisches Bulletin 44 Heilman KM, Muschenheim C (1965) Primary cutaneous tuberculosis resulting from mouth to mouth respiration. N Engl J Med 273: 1035–1036 Hutton MD, Stead WW, Cauthen GM, Bloch AB, Ewing WM (1990) Nosocomial transmission of tuberculosis associated with a draining tuberculous abscess. J Infect Dis 161: 286–295 Jindani A, Baer VR, Edwards EA, Mitchison DA.(1980) The early bactericidal activity of drugs in patients with pulmonary tuberculosis. Am Rev Respir Dis 121: 939–49 Johnson KR, Braden CR, Cairns KL et al. (2000) Transmission of Mycobacterium tuberculosis from medical waste. JAMA 284: 1683–1688 Kramer F, Sasse SA, Simms JC et al. (1993) Primary cutaneous tuberculosis after needlestick injury from a patient with AIDS and undiagnosed tuberculosis. Ann Intern Med 119: 594–595 Lundgren R, Norrman E, Asberg I (1987) Tuberculous infection transmitted at autopsy. Tubercle 68: 147–150 Pearson ML, Jareb JA, Frieden TR et al. (1992) Nosocomial transmission of multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis. Ann Intern Med, 117: 191–196 Ramsey AH, Oemig TV, Davis JP, Massey JP, Török TJ (2002) An outbreak of bronchoscopy-related Mycobacterium tuberculosis infections due to lack of bronchoscope leak testing. Chest 121: 976–981 Richeldi L, Ewer K, Losi M et al. (2004) T cell-based tracking of multidrug resistent tuberculosis infection after brief exposure. Am J Respir Crit Care Med 170: 288–295 RKI (1998) Robert Koch-Institut: Mitteilung der Kommission Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am RKI: Erläuterung zur Anlage 4.5.3 »Anforderungen der Hygiene an den Krankentransport einschließlich Rettungstransport in Krankenkraftwagen« der Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention: Infektionsprävention beim Transport von Patienten mit offener Lungentuberkulose. Epidemiologisches Bulletin 38 RKI (2002) Robert Koch-Institut: RKI-Ratgeber Infektionskrankheiten – Merkblätter für Ärzte, Tuberkulose (aktualisierte Fassung März 2002). Epidemiologisches Bulletin 11 Selwyn PA, Hartel D, Lewis VA et al. (1989) A prospective study of the risk of tuberculosis among intravenous drug users with human immune deficiency virus infection. N Engl J Med 320: 545–550

16 16

Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus J.P. Pietsch

16.1

Arbeitsschutz für Arbeitgeber und Arbeitnehmer – 198

16.3

Arbeitsschutz für besondere Personengruppen – 209

16.1.1 16.1.2

Arbeitsschutzgesetz – 198 Arbeitssicherheitsgesetz (ASiG, § 3) – 198 Biostoffverordnung (BioStoffV) – 198 Infektionsschutzgesetz – 199 Arbeitsstättenverordnung – 199 Weitere Regeln – 200

16.3.1 16.3.2

Mutterschutz – 209 Jugendarbeitsschutz – 210

16.4

Praktischer Infektionsschutz – 210

16.4.1 16.4.2 16.4.3 16.4.4 16.4.5

Regelwerke zu organisatorischen Maßnahmen – 210 Persönliche Schutzausrüstungen – 212 Impfungen – 212 Einsatz von Sicherheitsprodukten – 213 Carrier im Gesundheitswesen – 214

16.5

Berufskrankheiten

16.6

Internetadressen zum medizinischen Arbeitsschutz – 216

16.1.3 16.1.4 16.1.5 16.1.6

16.2

Spezielle Infektionskrankheiten – 201

16.2.1 16.2.2 16.2.3 16.2.4 16.2.5 16.2.6 16.2.7 16.2.8 16.2.9 16.2.10

Hepatitis A – 201 Hepatitis B – 202 Hepatitis C – 203 HIV-Infektion (Aids) – 203 Tuberkulose – 205 Pertussis (Keuchhusten) – 207 Masern – 207 Mumps – 207 Röteln – 207 Varizellen – 208

Der Arbeitnehmer ist das Ziel der betriebsärztlichen Tätigkeit im Krankenhaus. Arbeitsmedizin ist Personalschutz und alle Maßnahmen sind darauf ausgerichtet. Die Verantwortung für die Umsetzung der Maßnahmen des Arbeitsschutzes trägt der Arbeitgeber (Unternehmer). Betriebsärzte dürfen nur beraten und haben keine Vollzugskompetenz. Die ärztliche Schweigepflicht gegenüber den Beschäftigten ist dabei wie in jedem Arzt-PatientenVerhältnis zu beachten. Im Gesundheitswesen zählen Infektionskrankheiten zu den wesentlichen beruflichen Gefährdungen. Die Zusammenarbeit zwischen Krankenhaushygieniker und

Literatur

– 215

– 217

Arbeitsmediziner ist aufgrund der Wechselwirkungen der Erregerübertragung vom Patienten auf das Personal und umgekehrt wichtig. Die Tätigkeit des Betriebsarztes umfasst die Individualbetreuung des Mitarbeiters wie auch die Generalprävention am gesamten Arbeitsplatz. Arbeitsschwerpunkte im Krankenhaus sind: 4 Arbeitsschutz für Arbeitgeber und Arbeitnehmer (Beratung), 4 spezielle Infektionskrankheiten und deren Prävention, 4 Arbeitsschutz bei besonderen Personengruppen, 4 praktischer Arbeitsschutz, 4 Verhütung von Berufskrankheiten.

198

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

16.1

II

Arbeitsschutz für Arbeitgeber und Arbeitnehmer

Die Rechtsgrundlagen für den Infektionsschutz im Krankenhaus sind vielschichtig und für Laien im Arbeitsschutz schwer überschaubar. Es gilt sowohl staatliche Vorschriften zu berücksichtigen wie auch Regelungen der Berufsgenossenschaften zu kennen (7 Kap. 1). Die Werke ergänzen sich teilweise, können aber auch völlig eigenständig Gültigkeit besitzen.

4 Untersuchung der Ursachen von arbeitsbedingten Erkrankungen.

16.1.3

Biostoffverordnung (BioStoffV)

Die Biostoffverordnung ist ein zentrales und wesentliches Gesetz für den Arbeitschutz im medizinischen Bereich. Die Regelungen der Biostoffverordnung sind für den Arbeitgeber wie auch für die Beschäftigten verbindlich. Grundsätzlich sind Immunisierungen soweit vorhanden den Beschäftigten anzubieten; Kostenträger ist der Arbeitgeber.

Wichtige Rechtsvorschriften für den Infektionsschutz 4 4 4 4 4 4

Arbeitsschutzgesetz Arbeitssicherheitsgesetz (ASiG/insbesondere § 3) Biostoffverordnung (BioStoffV) Infektionsschutzgesetz (IfSG) Arbeitsstättenverordnung BG-Vorschriften: – Allgemeine Vorschriften (BGV A1) – Arbeitsmedizinische Vorsorge (BGV A4) – Gesundheitsdienst (BGV C8) 4 BG-Grundsatz für arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchungen: Infektionskrankheiten (G 42) 4 Technische Regeln für Biologische Arbeitsstoffe (TRBA 001–601) 4 Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitsdienst (TRBA 250)

16.1.1

Arbeitsschutzgesetz

Dieses Gesetz regelt allgemein die Pflichten für Arbeitgeber und Arbeitnehmer im Arbeitsschutz. Das Grundprinzip vieler Arbeitschutzregelwerke ist darin verankert und auf alle Arbeitsplätze anzuwenden: 4 Beurteilung von Arbeitsplätzen, 4 Gefährdungsermittlung, 4 Schutzmaßnahmen definieren, 4 Unterweisung von Mitarbeitern.

16.1.2

Gliederung der Biostoffverordnung 4 Verantwortlichkeit: beim Arbeitgeber 4 Personenkreis: Beschäftigte, aber auch Schüler, Studenten, Praktikanten, Doktoranden 4 Gefährdungsbeurteilungen: durch den Arbeitgeber zu erstellen 4 Regelmäßige Unterweisungen 4 Arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchungen für alle biologischen Risiken durch humanpathogene Organismen 4 Impfungen: vom Arbeitgeber anzubieten

Die Biostoffverordnung nennt gezielte Tätigkeiten, wenn der Biostoff der Spezies nach bekannt ist und die Tätigkeit auf einen oder mehrere biologische Arbeitsstoffe direkt ausgerichtet ist und eine Exposition beim Normbetrieb bekannt und abschätzbar ist. Diese Tätigkeiten finden sich besonders in mikrobiologischen Forschungslaboratorien und wissenschaftlichen Einrichtungen. Ungezielte Tätigkeiten liegen vor, wenn der biologische Arbeitsstoff der Spezies nach nicht bekannt ist. Dies kann beispielhaft beim beruflichen Umgang mit Patienten in stationärer und ambulanter Betreuung stattfinden. Ebenso ist aber auch die Tätigkeit in der Landwirtschaft oder der Abfallbeseitigung als ungezielter Umgang mit biologischen Arbeitsstoffen anzusehen. Die Biostoffverordnung sieht auch vor, toxische oder sensibilisierende Wirkungen von biologischen Arbeitsstoffen zu berücksichtigen.

Arbeitssicherheitsgesetz (ASiG, § 3) Risikogruppen nach BioStoffV

Das Arbeitssicherheitsgesetz definiert die Aufgaben des Betriebsarztes insbesondere bezüglich der Generalprävention für die Arbeitnehmer. Aufgaben sind: 4 Beratung des Arbeitgebers in allen Fragen des Arbeitsschutzes, u. a. auch bei Baumaßnahmen und Gestaltung von Arbeitsplätzen; 4 Untersuchung und Beratung von Arbeitnehmern sowie Auswertung der Ergebnisse (innerbetriebliche Epidemiologie);

Risikogruppe 1: Biologische Arbeitsstoffe, bei denen es unwahrscheinlich ist, dass sie bei Menschen eine Krankheit verursachen. Risikogruppe 2: Biologische Arbeitsstoffe, die eine Krankheit bei Menschen hervorrufen können und eine Gefahr für Beschäftigte darstellen können; eine Verbreitung des Stoffes in der Bevölkerung ist unwahrschein6

199

16.1 · Arbeitsschutz für Arbeitgeber und Arbeitnehmer

lich. Eine wirksame Vorbeugung oder Behandlung ist normalerweise möglich. Risikogruppe 3: Biologische Arbeitsstoffe, die eine schwere Krankheit beim Menschen hervorrufen können und eine ernste Gefahr für die Beschäftigten darstellen können; die Gefahr der Verbreitung in der Bevölkerung kann bestehen, doch ist normalerweise eine wirksame Vorbeugung oder Behandlung ist möglich. Risikogruppe 4: Biologische Arbeitsstoffe, die eine schwere Krankheit beim Menschen hervorrufen und eine ernste Gefahr für Beschäftigte darstellen; die Gefahr einer Verbreitung in der Bevölkerung ist möglicherweise groß; eine wirksame Vorbeugung oder Behandlung ist normalerweise nicht möglich.

Auf der Basis dieser Einstufung der möglichen Gefährdung durch biologische Organismen sind Sicherheitsmaßnahmen vorgesehen. Diese betreffen sowohl die Arbeitsplatzgestaltung wie auch einen persönlichen Arbeitsschutz einschließlich Immunisierungsmaßnahmen im Rahmen der arbeitsmedizinischen Vorsorgeuntersuchung. Grundsätzlich gelten die allgemeinen Hygienevorschriften (TRBA 500) sowie weiterhin bei möglichem Umgang mit Organismen der Risikogruppe 2 und höher z. B. Zugangsbeschränkung zum Labor, Tragen von Schutzkleidung, Bereitstellung von Waschgelegenheiten für das Personal, Unterbringung der Schutzkleidung getrennt von Privatkleidung, Arbeitsplätze getrennt von Verkehrswegen. Die arbeitsmedizinische Vorsorge für Beschäftigte im Gesundheitswesen ist im Anhang IV der Biostoffverordnung eindeutig geregelt. Folgende Tätigkeiten im Gesundheitswesen unterliegen der verpflichtenden arbeitsmedizinischen Vorsorge: 4 Tätigkeiten in der Human- und Zahnmedizin, Wohlfahrtspflege sowie im Notfall- und Rettungsdienst. 4 Besondere Untersuchungsschwerpunkte in Kinderabteilungen, Infektionsstationen, mikrobiologischen Laboratorien, Tuberkuloseabteilungen, Pathologie. 4 Arbeitsmedizinische Vorsorge richtet sich nicht nur gegen übliche Gefährdungen wie Hepatitis B, C, HIV oder virale Infektionen bei bekannten Kinderkrankheiten, sondern darüber hinaus sind z. B. auch zu berücksichtigen: Infektionen durch Mycobacterium tuberculosis, Hepatitis-D-Virus, Bordetella pertussis, Corynebacterium diphtheriae. > Die Biostoffverordnung ist das zentrale Regelwerk für den arbeitsmedizinischen Gesundheitsschutz der Beschäftigten im Gesundheitswesen. Die Untersuchungen der Mitarbeiter sind verpflichtend; Inhalt und Umfang der Untersuchungen sind in der Biostoffverordnung eindeutig geregelt (. Abb. 16.1). Immunisierungen sind soweit vorhanden den Beschäftigten anzubieten; Kostenträger ist der Arbeitgeber.

Es kann aus der Biostoffverordnung für Beschäftigte aber keine Duldungspflicht für Impfungen durch den Arbeitgeber abgeleitet werden. Praktische Arbeitsschutzmaßnahmen gliedern sich in Schutzmaßnahmen, die sich aus der Eingruppierung in Risikogruppen ergeben: 4 technischer Arbeitsschutz (bauliche Maßnahmen, organisatorische Maßnahmen); 4 persönlicher Arbeitsschutz (Handschuhe, Schutzmasken, Schutzbrille etc.); 4 Impfungen.

16.1.4

Infektionsschutzgesetz

Das Infektionsschutzgesetz (IfSG) in seiner Nachfolge des Bundesseuchengesetzes hat den Zweck, übertragbare Krankheiten bei Menschen vorzubeugen, Infektionen frühzeitig zu erkennen und ihre Weiterverbreitung zu verhindern (7 Kap. 1). > Für den Betriebsarzt ist § 31 (berufliches Tätigkeitsverbot) von wesentlicher Bedeutung. Hier wird geregelt, dass die zuständige Behörde Kranken, Krankheitsverdächtigen, Ansteckungsverdächtigen und Ausscheidern die Ausübung bestimmter beruflicher Tätigkeiten ganz oder teilweise untersagen kann. Dies gilt auch für Personen, die Krankheitserreger so in sich oder an sich tragen, dass im Einzelfall die Gefahr einer Weiterverbreitung besteht. Damit wird hier der Status des Carriers angesprochen. Die zuständige Behörde kann bei Kenntnis eines Trägerstatus von Hepatitis B, C oder HIV daher ein Tätigkeitsverbot für Ärzte aussprechen. Dies bedeutet aber nicht, dass Betriebsärzte eine Meldepflicht haben, wenn im Rahmen betriebsärztlicher Untersuchungen entsprechende Befunde erhoben werden. Meldepflichten ergeben sich alleine aus den Paragraphen des Infektionsschutzgesetzes.

Der Betriebsarzt ist primär an die ärztliche Schweigepflicht auch in dieser Situation gebunden, hat allerdings auch die Verantwortung gegenüber den Patienten zu beachten und daher eine Rechtsgüterabwägung vorzunehmen. Im Gesundheitsdienst Tätige sind einem besonderen HBV-, HCV-, und HIV-Risiko ausgesetzt. Das HBV-Infektionsrisiko ist sowohl für die Übertragung des Erregers vom Patienten auf den Mitarbeiter als auch umgekehrt am höchsten und kann je nach Viruslast bis 100% betragen. Für Personal, aber auch für Patienten besteht jedoch bei gleichartigem Infektionsweg für Hepatitis C keine Immunisierungsmöglichkeit und daher grundsätzlich ebenso große Gefahr.

16.1.5

Arbeitsstättenverordnung

Diese Verordnung regelt für den Krankenhausbereich wichtige Themen wie den Nichtraucherschutz am Arbeits-

16

200

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

II

. Abb. 16.1. Arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchungen am Universitätsklinikum Freiburg 2003 (Gesamtzahl der durchgeführten Untersuchungsgrundsätze: n=6396)

platz, Gestaltung von Pausen-, Bereitschafts-, Sanitär- und Sozialräumen.

16.1.6

Weitere Regeln

Technische Regeln für Biologische Arbeitsstoffe (TRBA) Die Veröffentlichung findet im Bundesarbeitsblatt statt. Der Ausschuss für biologische Arbeitsstoffe gibt Erkenntnisse und Regeln wieder: 4 Erfüllung der allgemeinen Arbeitsschutzgrundsätze bei Tätigkeiten mit biologischen Arbeitsstoffen; 4 Einstufung biologischer Arbeitsstoffe; 4 praktischer Betrieb unter Berücksichtigung der Regelungen; 4 Unfallvermeidung. TRBA stellen meist konkrete, auf die Praxis ausgerichtete Handlungshilfen für den Arbeitsschutz dar (. Tab. 16.1). Sie geben den aktuellen Stand von Sicherheit, Technik und arbeitsmedizinischer sowie sicherheitstechnischer Erkenntnis wieder. Gleichwertige Schutzmaßnahmen können ebenso angewandt werden; dies ist ggf. zu begründen.

Berufsgenossenschaftliche Vorschriften (BGV) BGV A1: Allgemeine Vorschriften. Beschreibung allgemeiner Unternehmerpflichten, Arbeitnehmerpflichten, Sicherheitsbeauftragte, persönliche Schutzausrüstung. BGV A4: Vorschrift Arbeitsmedizinische Vorsorge (. Tab. 16.2). Regelwerk zur Durchführung von Vorsorgeuntersuchungen und mit Empfehlungen von Nachuntersuchungsfristen (zusammen mit BioStoffV und Grundsätze für Arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchungen, G 42). BGV A7: Vorschrift Betriebsärzte. Hier wird das Unternehmen verpflichtet, einen Betriebsarzt zu bestellen; der Umfang der betriebsärztlichen Tätigkeit wird definiert, und es werden auch Fragen der fachlichen Voraussetzungen geklärt. Arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchungen besitzen entsprechend der Rechtsgrundlage unterschiedliche Verbindlichkeiten. Das Ergebnis und die Beurteilung der betriebsärztlichen Untersuchung sind nur auf den Arbeitsschutz des Beschäftigten ausgerichtet. Die Beurteilung kann lauten: 4 keine gesundheitlichen Bedenken, 4 Bedenken unter besonderen Bedingungen,

201

16.2 · Spezielle Infektionskrankheiten

. Tab. 16.1. Auswahl für das Krankenhaus wichtiger TRBA (Stand 12/2004) TRBA 001

Allgemeines und Aufbau des Technischen Regelwerks zur Biostoffverordnung — Anwendung von Technischen Regeln für Biologische Arbeitsstoffe (TRBA) (BArbBl. 5/00, S. 52)

TRBA 002

Übersicht über den Stand der Technischen Regeln und Beschlüsse für Biologische Arbeitsstoffe des ABAS (BArbBl. 11/2003, S. 73–75)

TRBA 100

Schutzmaßnahmen für gezielte und nicht gezielte Tätigkeiten mit biologischen Arbeitsstoffen in Laboratorien (BArbBl. 4/02, S. 122–127)

TRBA 105

Sicherheitsmaßnahmen beim Umgang mit biologischen Arbeitsstoffen der Risikogruppe 3** (BArbBl. 4/98, S. 78, zuletzt geändert 5/00, S. 50–52)

TRBA 250

Biologische Arbeitsstoffe in Gesundheitsdienst und Wohlfahrtspflege (BArbBl. 11/2003, S. 53 ff )

TRBA 310

Arbeitsmedizinische Vorsorge nach Anhang VI: Gentechnik-Sicherheitsverordnung (BArbBl. 7–8/97, S. 87)

TRBA 400

Handlungsanleitung zur Gefährdungsbeurteilung bei Tätigkeiten mit biologischen Arbeitsstoffen (BArbBl. 8/01, S. 89–99)

TRBA 450

Handlungsanleitung zur Gefährdungsbeurteilung bei Tätigkeiten mit biologischen Arbeitsstoffen (BArbBl. 8/01, S. 89–99)

TRBA 460

Einstufung von Pilzen in Risikogruppen (BArbBl. 10/02, S. 78)

TRBA 462

Einstufung von Viren in Risikogruppen (BArbBl. 12/98, S. 41)

TRBA 464

Einstufung von Parasiten in Risikogruppen (BArbBl. 4/02, S. 134–139)

TRBA 466

Einstufung von Bakterien in Risikogruppen (BArbBl. 10/02, S. 87–146)

TRBA 500

Allgemeine Hygienemaßnahmen: Mindestanforderungen (BArbBl. 6/99, S. 81)

TRBA 601

Sicherheitstechnische Anforderungen zur Tuberkulosediagnostik in Laboratorien (BArbBl. 5/00, S. 53 u. 5/01, S. 61)

TRBA 602

Spezielle Maßnahmen zum Schutz der Beschäftigten vor Infektionen durch BSE/TSE-Erreger (BArbBl. 8/01, S. 75–77 4. Aktualisierung BArbBl. 10–2003, S. 34–39)

TRBA 603

Transmissible spongiformer Enzephalopathie: Schutzmaßnahmen bei Tätigkeiten mit TSE-assoziierten Agenzien in TSE-Laboratorien (BArbBl. 3/03, S. 55–59)

. Tab. 16.2. Gründe für Arbeitnehmeruntertsuchungen im Krankenhaus (Auswahl) Untersuchungsgrund

Regelung

Verbindlichkeit

Strahlenbelastung

StrlSchV, RöV

Pflicht

Infektionsgefährdung

BioStoffV, G 42

Pflicht/Angebot

Begasung

GefahrstoffV

Pflicht

Bildschirmarbeit

BildschirmArbV

Angebot

Hautbelastung

G 24

Angebot

Wunsch des Mitarbeiters

ArbSchG

Einstellung Lebensmittelzubereitung

16.2

Spezielle Infektionskrankheiten

Recht des Mitarbeiters

16.2.1

Hepatitis A

§ 7 BAT

Recht des Arbeitgebers

IfSG

Pflicht

Die Hepatitis A ist weltweit verbreitet und kann besonders in tropischen Regionen und den Mittelmeeranrainerstaaten epidemisch auftreten. In nördlichen Breiten geht ihre Ausbreitung aufgrund fortschreitender Hygiene in allen Alltagsbereichen stark zurück und liegt bei wenigen Prozent in der jugendlichen Bevölkerung.

4 dauernde gesundheitliche Bedenken, 4 an der Untersuchung teilgenommen. Für einen Chirurgen, HBsAg-positiv, bei sonst unauffälligem Allgemeinbefund und normalen Transaminasen, sind keine gesundheitlichen Bedenken zu äußern. Der übliche, persönliche Arbeitsschutz einschl. persönlicher Hygienemaßnahmen ist in jedem Fall zu beachten. Die Bedeutung eines Carrierstatus ist nicht Gegenstand der betriebsärztlichen Beurteilung, wohl aber einer eingehenden (betriebs-)ärztlichen Aufklärung – unter Beachtung der ärztlichen Schweigepflicht! Hier findet unbedingt der weitere Serostatus Ein-

6

gang in die Beurteilung und Beratung. Diese Fallkonstellation führt in der Sicht des Nichtarbeitsmediziners zu Unverständnis und Widerspruch. Es wird aber deutlich, dass Beurteilungen im Rahmen arbeitsmedizinischer Vorsorgeuntersuchungen sich nur auf den Arbeitsschutz von Arbeitnehmern beziehen. Nassauer (2001) geht auf dieses Spannungsfeld ein und stellt Lösungswege dar. Die Thematik wird unter 7 16.4.5 vertiefend abgehandelt.

> Risikobereiche im Gesundheitsdienst sind pädiatrische Stationen, Infektionsstationen, medizinische Laboratorien (bei Stuhluntersuchungen). Weiterhin bestehen Risiken in Bereichen der Wohlfahrtspflege mit Kinderbetreuung und in Alten- und Behindertenpflegeeinrichtungen.

Der Übertragungsweg ist fäkal-oral. Bei ca. 0,1% der Patienten kommt es zu fulminanten Verläufen. Die Infektion hinterlässt eine lebenslange Immunität. Immune Mitarbeiter können allerdings nur selten Angaben zum Erkran-

16

202

II

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

kungszeitpunkt machen. In Deutschland war nach dem 2. Weltkrieg eine hohe Hepatitis-A-Durchseuchung und -Immunität in der Bevölkerung (insbesondere Kinder und Jugendliche) zu verzeichnen. Derzeit ist bei Personen bis zum 40. Lebensjahr mit einer Immunität bei 20% und unter dem 20. Lebensjahr mit einer Immunitätsrate von unter 10% zu rechnen (Czeschinski et al. 2000). Vor 1995 erhobene Daten zeigen ein relatives Risiko der Anti-HAV-Prävalenz im medizinischen Bereich zwischen 1 (Altenpflege, Ärzte oder Krankenschwestern) bis hin zu 4 in Bezug zur Durchschnittsbevölkerung bei Reinigungspersonal (Hofmann 1996). Auf die aktuelle Situation bezogen kann damit heute bei den genannten Berufsgruppen von geringeren Fallzahlen ausgegangen werden. Eine Erhebung (2003) bei Mitarbeitern in der Küche des Universitätsklinikums Freiburg zeigt ein uneinheitliches Bild. Die Anti-HAV-Prävalenz wird weniger von der Tätigkeit (reine/unreine Seite), sondern eher von Alter und Herkunft bestimmt.

Präventive Maßnahmen Die Dauer der Ansteckungsfähigkeit, die 2 Wochen vor bis zu einer Woche nach Auftreten des Ikterus angegeben wird, ist auch für die Prävention entscheidend. Nach der Gefährdungsbeurteilung Biostoffverordnung unter Zugrundelegung von Empfehlungen der STIKO (Ständige Impfkommission) sind folgende Punkte zu beachten: 4 Immunisierung mit aktiver Hepatitis-A-Impfung, 4 persönliche Schutzmaßnahmen (Händehygiene), 4 Anwendung von persönlicher Schutzausrüstung (Schutzkleidung, ggf. Gesichtsschutz) je nach Tätigkeit. 4 Die Übertragung des Erregers kann wirksam durch das konsequente Vermeiden einer fäkal-oralen Schmierinfektion – also konsequente Händehygiene bei gefährdenden Tätigkeiten und Tragen von Handschuhen – vermieden werden.

16.2.2

Hepatitis B

Hepatitis B tritt weltweit auf; es werden regional unterschiedliche Verbreitungsgrade angegeben: 4 Mittel- und Nordeuropa 0,1–2%, 4 Osteuropa bis 8%, 4 in einzelnen Entwicklungsländern bis 20%; 4 medizinisches Personal: 10 bis max. 30% Anti-HBcNachweis (Risikobereiche/Dialyse). In der Bundesrepublik Deutschland ist bei 6% der Bevölkerung Anti-HBc als Merkmal einer durchgemachten HBVInfektion nachweisbar. Davon sind 0,6% chronische HBs-

Antigen-Träger. Es ist davon auszugehen, dass aufgrund der Hepatitis-B-Impfung der jüngeren Altersgruppen die Prävalenz in der Bevölkerung in den nächsten Jahren erheblich zurückgehen wird. Eine Infektion wird parenteral bzw. sexuell durch Körperflüssigkeiten übertragen (60–70% der Neuinfektionen vorwiegend sexuell). Patienten von Dialysestationen zählen zum besonders gefährdeten Personenkreis. Hepatitis-BÜbertragungen können von Patient zu Personal im Rahmen von Operationen oder Untersuchungsverfahren und anderen Behandlungen auftreten. Das Robert Koch-Institut berichtet, dass bei 30% aller HBV Infektionen der Infektionsmodus nicht nachvollziehbar ist (RKI 2002b).

Präventive Maßnahmen 4 Seit 1981 steht die aktive Impfung gegen Hepatitis B zur Verfügung. Es handelt sich um eine Aktivimpfung in Form einer dreimaligen Grundimmunisierung sowie Auffrischungen gemäß den Herstellerangaben und den Empfehlungen der STIKO. 4 Grundimmunisierung vor Aufnahme der Tätigkeit und Antikörperkontrolle. Ziel ist ein Antikörperwert (Anti-HBs) >100 IE/l.

Stichverletzung/Kontamination, Postexpositionsprophylaxe Bei nicht immunen Personen oder bei unbekanntem Immunstatus ist eine Postexpositionsprophylaxe (PEP) bei erfolgter oder möglicher Exposition gegen potenziell infektiöses Material durchzuführen (Epidemiologisches Bulletin 1/2000).

Fallkonstellationen 1. Der Beschäftigte ist immun und durch Impfung sicher ausreichend geschützt: 5 Anti-HBs >100 innerhalb der letzten 12 Monate oder erfolgreiche Impfung innerhalb der vergangenen 5 Jahre: Keine weiteren Maßnahmen erforderlich. 5 Der Spender ist HBs Antigen negativ: Keine weiteren Maßnahmen erforderlich (ggf. Schnelltest veranlassen). 2. Keine Daten des Beschäftigen verfügbar oder keine Spenderdaten verfügbar: Innerhalb von 48 Stunden beim Beschäftigen Anti-HBs und beim Spender HBsAntigen bestimmen. 5 Patient HBs-Antigen-negativ: keine weiteren Maßnahmen. 5 Patient HBs-Antigen-positiv (Beschäftigter AntiHBs-negativ): Aktiv-passiv-Kombinationsimpfung mit Hepatitis-B-Immunglobulin und Hepatitis-BImpfstoff; Fortsetzung der Grundimmunisierung gemäß Herstellerangaben.

203

16.2 · Spezielle Infektionskrankheiten

3. Stichverletzung mit Kanüle unbekannter Herkunft (das Infektionsrisiko durch Stichverletzungen mit Hepatitis B kontaminierten Kanülen beträgt bis zu 30%): 5 Impfanamnese des Beschäftigten erstellen, bei fehlendem sicheren Impfschutz oder nicht bekanntem oder fehlendem Antikörperschutz Durchführung eines Schnelltestes (Anti-HBs-Status). 5 Falls keine Immunität besteht, sollte simultan aktiv und passiv geimpft werden. 4. Nonresponder (d. h. kein messbares Anti-HBs nach mindestens 6 Impfungen) erhalten bei Exposition eine Aktiv-passiv-Impfung.

16.2.3

Hepatitis C

Das Hepatitis-C-Virus ist ein RNA-Virus und wird der Familie der Flaviviren zugeordnet. Die Anti-HCV-Prävalenz beträgt in der nördlichen Hemisphäre ca. 1%, in Teilen Asiens und Afrikas bis 20% (. Abb. 16.2). Die Übertragung findet parenteral durch Körperflüssigkeiten statt, beruflich meist über Stich- und andere Kontaminationsverletzungen. Das Risiko einer Nadelstichinfektion wird wiederholt als gering angegeben. Eine spanische Erhebung konnte keine Infektion auch bei Kontrolle über einen Zeitraum von einem Jahr feststellen (Maier 2000). Auch im Betriebsärztlichen Dienst am Universitätsklinikum Freiburg ist keine Infektion nach 16 Stichverletzungen/Kontaminationen bei bekannt HCV-positiven Spendern im Jahr 2003 eingetreten. Das Infektionsrisiko durch derartige Verletzungen mit HCV-kontaminierten Kanülen beträgt ca. 2–3%. Grundsätzlich gelten gleiche Infektionswege wie bei allen parenteral übertragenen Infektionskrankheiten. In medizinischen Bereichen sind Personengruppen mit einem hohen Anteil invasiver Tätigkeiten betroffen, vor allem in der Chirurgie, Orthopädie, Thoraxchirurgie sowie Mund- und Kieferchirurgie. Es gibt noch keine Impfung gegen Hepatitis C; Antikörper bestätigen keine protektive Immunität.

Prevalence of infection ≥ 10 % 2.9–9.9 % 1.0–2.4 % 0–0.9 %

. Abb. 16.2. Hepatitis-C-Ausbreitung weltweit (www.who.int)

Präventive Maßnahmen 5 Wichtig ist die Expositionsprophylaxe und damit die Reduzierung von Stichverletzungen und Kontaminationen durch sichere Arbeitstechniken und weitgehende Anwendungen persönlicher Schutzausrüstung. 5 Zurzeit werden Immunglobuline oder antivirale Prophylaxe nach einer Nadelstichverletzung grundsätzlich nicht empfohlen. 5 Sichere Entsorgung von Material und sichere Aufbereitung von Instrumenten.

Stichverletzungen/Kontaminationen Es wird geraten, den möglichen Überträger und die möglicherweise infizierte Person auf das Vorliegen von HCVAntikörpern zu testen. Wenn der Überträger im EIA HCVpositiv ist, sollte eine HCV-RNA-Testung bei der vielleicht infizierten Person durchgeführt werden. Da die HCV-RNA frühestens 2 Wochen nach Übertragung nachweisbar ist, sollten bei der Person mit der Nadelstichverletzung HCVAntikörper, HCV-RNA und ALT gemessen werden (zum Zeitpunkt der Exposition, nach 2 und nach 8 Wochen). Falls eine Serokonversion auftritt, sollte diese Person in eine Spezialambulanz überwiesen werden. Durch neueste antivirale Kombinationstherapien zu einem frühen Zeitpunkt kann mit einer verbesserten Ansprechrate und verbesserter Lebensqualität sowie Viruseliminierung gerechtet werden (National Institute of Health 2002).

16.2.4

HIV-Infektion (Aids)

Erreger ist das HIV-1- oder HIV-2, das zu den Retroviren gehört (RNA-Virus). Bis Ende 2003 hat sich die allmähliche Zunahme der gemeldeten neu diagnostizierten HIV-Infektionen fortgesetzt (Epidemiologisches Bulletin, 19.03.2004). Zum Jahresende 2003 waren 43.000 lebende HIV-infizierte Personen in Deutschland gemeldet. Jeder Infizierte gilt lebenslang als potenziell ansteckungsfähig. Die Viruskonzentrationen sind besonders hoch nachweisbar in Blut, Samenflüssigkeit und Vaginalsekret. Für Krankenhaus- und Laborpersonal sind Verletzungen und Infektionen nur vereinzelt beschrieben worden (. Abb. 16.3). Das mittlere Übertragungsrisiko einer HIVInfektion durch eine perkutane Verletzung bei gesichert positivem Spender wird mit 1 zu 300 beziffert.

Postexpositionsprophylaxe Berufliche HIV-Exposition Wie bei anderen parenteralen Infektionsgefährdungen gibt es auch bei einer beruflichen HIV-Exposition Empfehlungen zur PEP (. Tab. 16.3). Von einer HIV-Exposition muss ausgegangen werden,

16

204

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

II

. Abb. 16.3. Stichverletzungen/Kontaminationen am Universitätsklinikum Freiburg (2001–2003, nach Berufsgruppen)

. Tab. 16.3. Indikation zur HIV-PEP bei beruflicher HIV-Exposition Perkutane Verletzung mit Injektionsnadel oder anderer Hohlraumnadel (Körperflüssigkeiten mit hoher Viruskonzentration: Blut, Liquor, Punktatmaterial, Organmaterial, Viruskulturmaterial)

PEP empfehlen

Tiefe Verletzung (meist Schnittverletzung), sichtbares Blut

PEP empfehlen

Nadel nach intravenöser Injektion

PEP empfehlen

Oberflächliche Verletzung, z. B. mit chirurgischer Nadel

PEP anbieten (Ausnahme: Indexpatient hat Aids oder eine hohe HI-Viruskonzentration, dann empfehlen)

Kontakt zu Schleimhaut oder verletzter/geschädigter Haut mit Flüssigkeiten mit hoher Viruskonzentration

PEP anbieten

Perkutaner Kontakt mit anderen Körperflüssigkeiten als Blut (wie Urin oder Speichel)

PEP nicht empfehlen

Kontakt von intakter Haut mit Blut (auch bei hoher Viruskonzentration)

PEP nicht empfehlen

Haut- oder Schleimhautkontakt mit Körperflüssigkeiten wie Urin und Speichel

PEP nicht empfehlen

4 wenn der Spender bekannt infektiös ist; 4 wenn der Spender aus einer Risikogruppe stammt (HIV-Prävalenz von mindestens 10–20%); 4 wenn der Spender unbekannt ist (PEP nur bei übertragungsrelevantem Kontakt, z. B. Hohlnadel oder Verdacht auf hohe HIV-Prävalenz).

Sofortmaßnahmen Nach jeder HIV-Exposition sollten zunächst die folgenden Sofortmaßnahmen unverzüglich (in Sekunden) in der fol-

genden Reihenfolge eingeleitet werden (ggf. kann anschließend an die Sofortmaßnahmen telefonisch weiterer Rat eingeholt werden): Stich- und Schnittverletzungen: 4 Bluten lassen (ca. 1 min). 5 Geringer Blutfluss: Kompression/Auspressen (nicht direkt auf Läsion), evtl. Blutung fördern durch Spreizen der Wunde; 5 keine Blutung: zusätzlich evtl. Inzision in Richtung Schnittkanal.

205

16.2 · Spezielle Infektionskrankheiten

4 Antiseptikum (ca. 10 min). 5 Nur Risiko-HIV: PVP-Jodlösung; 5 Risiko-HIV plus HCV/HBV: Ethanol 80% bzw. hochprozentiger Alkohol. Exposition geschädigter oder entzündlich veränderter Haut: 4 Reinigung mit alkoholgetränktem Tupfer (oder – wenn Alkohol nicht zur Hand – mit Leitungswasser) oder 4 PVP-Jod-Präparat. Kontamination des Auges: 4 Augenspülung mit 5% wässriger PVP-Jodlösung; 4 alternativ (wenn Spülung nicht zur Hand) mit Leitungswasser. Aufnahme HIV-haltiger Flüssigkeiten (Blut, Sperma) in die Mundhöhle: 4 ausspucken, 4 mehrmals ca. 15 s mit unvergälltem 80%igem Ethanol spülen (sonst auch mit Leitungswasser).

Medikamentöse Postexpositionsprophylaxe Die Medikamente zur PEP sind derzeitig nicht zu diesem Zweck (Prophylaxe) zugelassen, sondern nur zur Therapie und erfordern daher besondere Sorgfalt bei Anwendung und Aufklärung. Die Deutsch-Österreichischen Empfehlungen zur Postexpositionsprophylaxe der HIV-Infektion (RKI 2002c) gehen dabei von einer Beratung und Behandlung durch einen in der HIV-Behandlung erfahrenen Arzt aus. Die prophylaktische Behandlung sollte so schnell wie möglich nach dem Kontaminationsereignis begonnen werden (möglichst innerhalb von 2–6 Stunden). Sinnvoll ist es die Postexpositionsprophylaxe an einem Zentrum durchzuführen, bei dem ggf. die Indexperson auch bekannt ist und somit die Standardkombination ggf. der Resistenzlage angepasst werden kann. Täglich infizieren sich ca. 14.000 Menschen mit HIV. Ein Präventivimpfstoff stellt sich als beste Chance dar, die Ausbreitung von HIV-Infektionen weltweit einzudämmen. Es befinden sich etwa 25 Impfstoffkandidaten in der klinischen Erprobung, davon 5 in der Versuchsphase. Bislang gibt es aber noch keinen wirksamen Impfstoff (Kurth 2004).

16.2.5

Tuberkulose

Die Tuberkulose (7 Kap. 15) wird fast ausschließlich von Mensch zu Mensch aerogen durch Tröpfchenkerne übertragen. Weltweit erkranken jedes Jahr über 8 Millionen Menschen an Tuberkulose. In Deutschland ist ein rückläufiger Trend mit 7184 Tuberkulosefällen im Jahr 2003 festzustellen. Die Rate der Neuerkrankungen ging damit im Jahr 2003 auf 8,7 pro 100.000 Einwohner zurück. Es gelten folgende Besonderheiten: 4 Eine Tb-Infektion ist nicht gleichbedeutend mit einer Tb-Erkrankung: Eine manifeste Erkrankung entwickelt sich (Monate oder Jahre nach der Primärinfektion) bei

ca. 5–10% aller infizierten Personen fast ausschließlich aufgrund einer endogenen Reaktivierung der seit der Primärinfektion ruhenden Erreger. 4 Exogene Reinfektionen (Zweitinfektion nach Verschwinden der Tuberkulinhautreaktion bei Personen mit normaler Abwehrlage) oder Superinfektionen (zusätzliche Infektion mit einem anderen Stamm von Mycobacterium tuberculosis) sind selten. Es erkranken in der Regel in Mitteleuropa ältere Einheimische (Reaktivierung) oder HIV-infizierte junge ausländische Personen (Primärinfektion). Relevant sind deshalb in erster Linie die Primärinfektionen, die durch spezielle hygienische, arbeitsmedizinische und organisatorische Maßnahmen verhütet werden sollen. Das Tuberkuloserisiko von Beschäftigten im Gesundheitsdienst wird einerseits vom Typ der Gesundheitseinrichtung, der einzelnen Berufsfelder und von der Wirksamkeit von Tb-Infektionskontrollmaßnahmen, andererseits von der Häufigkeit des Auftretens der Tuberkulose in der Region beeinflusst. Arbeitsbereiche mit den höchsten Tuberkulinkonversionsraten bei Personal und dem höchsten beruflichen Tb-Risiko stellen am Universitätsklinikum Freiburg Pathologie, Rechtsmedizin, Pneumologie und Thoraxchirurgie dar. Das Tb-Risiko HIV-positiver Personen ist höher, da endogene Reaktivierung und exogene Reinfektion häufiger vorkommen. Konsequente Einhaltung der Arbeitsschutzmaßnahmen mit persönlicher Schutzausrüstung, sinnvollen organisatorischen Maßnahmen (Betriebsanweisungen) und die Durchführung von Umfelduntersuchungen bei Kontaktpersonen zu Patienten mit offener Tuberkulose stellen effektive Mechanismen dar. Am Universitätsklinikum Freiburg kam es im Zeitraum von einem Jahr bei 236 Kontaktpersonen mit ungeschütztem Kontakt zu 10 gemeldeten Indexpatienten zu keiner Konversion im Tuberkulintest oder einer ermittelten Ansteckung durch Nachweis in der Thoraxröntgenaufnahme. Im Bereich der Pathologie ergibt sich in einer vergleichenden Untersuchung mit den Gesamtbeschäftigten eine verdoppelte Konversionsrate für einen Beobachtungszeitraum von 1985 bis 1995. Es resultierten 7 Berufskrankheitenanzeigen. Im Zeitraum von 1996 bis 2000 gibt die BGW (Berufsgenossenschaft Gesundheitsdienst und Wohlfahrtspflege) in einer Aktenstudie für 151 gemeldete Tbc-Fälle im Gesundheitswesen eine Anerkennungsrate von 38% an; als berufsbedingt wurden 62% der Konversionen anerkannt (Nienhaus 2002). Personen in Pathologie, Pulmologie und Infektiologie sowie in der Pflege sind besonders gefährdet, während Ärzte in anderen Fachbereichen statistisch ebenso wie Personen in der Altenpflege nicht auffallen.

Atemschutzmasken Zum Schutz vor der Einatmung von Tuberkulosebakterien wird Beschäftigten empfohlen, höherwertigen MundNasen-Schutz (Schutzstufe FFP2) in Form einer partikelfilt-

16

206

II

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

rierenden Halbmaske zu tragen. Die Anwendung von Schutzmasken sollte nach einer Gefährdungsermittlung erfolgen und ergibt sich besonders bei erhöhtem und hohem Risiko. Mit erhöhtem Risiko ist bei der Untersuchung und Behandlung von Verdachtsfällen, hoher Aerosolkonzentration bei akuter Erkrankung, bei längerem und engem Kontakt in der Pflege sowie auch in der Atemtherapie und in mikrobiologischen Laboratorien der Sputumdiagnostik zu rechnen. Ein hohes Risiko ist bei Husten auslösenden Maßnahmen (z. B. Bronchoskopie) bei bekannt infektiösen Patienten, insbesondere bei multiresistenten Erregern, zu unterstellen. Eine Empfehlung zum geeigneten Atemschutz gibt die BGW in ihren Empfehlungen »Schutzmaßnahmen bei luftgetragenen Infektionen«: 4 Eine FFP2-Maske wird empfohlen bei erhöhtem Risiko, d. h. enger Kontakt bei Verdachtsfällen, bei Untersuchung und Behandlung von Erkrankten einschließlich Bronchoskopie. 4 Eine FFP3-Maske wird empfohlen bei engem Kontakt zu Patienten mit wahrscheinlicher oder sicherer Tuberkulose, insbesondere bei multiresistenter Tbc. Im Gegensatz zum klassischen Mundschutz (chirurgische Maske), der in erster Linie die Freisetzung größerer respiratorischer Tröpfchen vermindert, verfügen Partikel filtrierende Halbmasken über eine geprüfte Filterleistung und Wirksamkeit sowie gute anatomische Passform. Atemschutzmasken werden nach der europäischen Norm EN 149 klassifiziert. Die Zusatzbezeichnung S (solid: wässrige Aerosole und Partikel) und SL (wässrige und ölige Aerosole und Partikel) ist nicht erforderlich, da EN 149 die Prüfung beider Eigenschaften umfasst. Bei der Verwendung dieser Atemschutzmasken ist vom Benutzer zu beachten, dass ihre maximal mögliche Wirksamkeit nur bei Dichtsitz durch sorgfältige individuelle Anpassung an die Gesichtskonturen gegeben ist. Strömt Luft über den Maskenrand (Leckage), so wird die Wirksamkeit der Maske weitgehend herabgesetzt. Dies lässt sich durch Sorgfalt bei der funktionsgerechten Handhabung vermeiden (Aufsetzanleitung des Herstellers beachten!). Bei Bartträgern können die Gesichtshaare im Bereich des Dichtrandes einen korrekten Sitz der Maske verhindern. Eine arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchung nach G 26 ist nicht erforderlich. Bei Tragezeiten unter 30 min kann diese für Masken der Klassen FFP1 und FFP2 entfallen, und auch bei Masken der Klasse FFP3 ist die Untersuchung nicht erforderlich, wenn es sich um Masken mit Ausatemventil handelt. Ein für den Maskenträger belastender Atemwiderstand wird dadurch vermieden. ! Cave Keinesfalls darf ein Patient mit offener Tuberkulose eine Maske mit Ausatemventil tragen.

Alle partikelfiltrierenden Halbmasken sollten nur von einer Person getragen werden. Auch wenn aus pneumologischer

und krankenhaushygienischer Sicht eine persönlich genutzte Maske so lange wiederholt getragen werden kann, wie sie hygienisch und funktional erscheint, sollte eine optisch nicht ansprechend erscheinende Maske auch schon nach einem Tag gewechselt werden. Eine Nutzungsdauer von einer Woche soll nicht überschritten werden. Die Aufbewahrung sollte so erfolgen, dass die Innenseite der Maske sauber bleibt. Ist der Atemwiderstand infolge Feuchtigkeitseinspeicherung zu hoch geworden oder die Maske sichtbar verschmutzt, dann muss sie ausgetauscht werden.

Infektionskontrollmaßnahmen bei offener Tuberkulose der Atemwege Maßnahmen bei Beschäftigten Für den regelmäßigen Umgang mit Tb-Patienten ist es mit Einschränkung wünschenswert, tuberkulinpositive Beschäftigte einzusetzen, da man annimmt, dass bei diesen eine gewisse spezifische Immunität vorliegt. Reinfektionen bei tuberkulinpositiven Personen sind aber beschrieben. Erkrankungen mit zellulärem Immundefekt (z. B. positiver HIV-Status) stellen bei der betriebsärztlichen Beurteilung Gründe für Bedenken bei der Beschäftigung von TbErkrankten dar. Beschäftigte sollten weiter beachten, dass bestimmte chronische Erkrankungen (z. B. Diabetes mellitus, M. Hodgkin) oder die Einnahme von Immunsuppressiva (z. B. systemische Kortisonbehandlung) unter Umständen die Immunkompetenz einschränken können. Hierdurch können die individuelle Empfänglichkeit gegenüber einer Tuberkuloseinfektion und das individuelle Risiko erhöht sein. Die Anzahl der Beschäftigten, die Zutritt zum Isolierzimmer hat, sollte grundsätzlich durch Festlegung und Einhaltung entsprechender arbeitsorganisatorischer Maßnahmen soweit wie möglich begrenzt werden. Beschäftigte sollten das Isolierzimmer nur wenn notwendig betreten und dann einen höherwertigen Mund-Nasen-Schutz tragen (FFP2-Maske). Während Husten provozierenden bzw. Aerosol erzeugenden Maßnahmen und Eingriffen sollte das beteiligte Personal auf jeden Fall höherwertigen Mund-Nasen-Schutz tragen (FFP2-Maske). Außerhalb geschlossener Räume, z. B. beim Patiententransport, kann vom Tragen von höherwertigem Mund-Nasen-Schutz abgesehen werden, sofern dieser vom Patienten angelegt ist.

Meldepflicht Namentliche behördliche Meldepflicht besteht bei behandlungsbedürftigen Tuberkulose gemäß § 6 IfSG für die Erkrankung und den Todesfall.

Vorgehen bei Tuberkuloseumfelduntersuchungen Der betriebsärztlichen Dienst ist zu verständigen um mögliche berufliche Kontaktpersonen zu erfassen. Der Betriebsärztliche Dienst wird dann evtl. erforderliche Infektionskontrollmaßnahmen im Rahmen einer Umgebungsunter-

207

16.2 · Spezielle Infektionskrankheiten

suchung bei den Kontaktpersonen einleiten. Außerdem werden die Beschäftigten hierzu beraten. Als Instrument wird der Tuberkulintest eingesetzt: 4 Tuberkulintest positiv: Thoraxröntgenaufnahme sofort und nach 3 Monaten 4 Tuberkulintest negativ: Wiederholung nach 3 Monaten Die Maßnahmen basieren auf den Empfehlungen des Untersuchungsgrundsatzes 42 und sind in detaillierter Form in den Empfehlungen der Deutschen Gesellschaft für Krankenhaushygiene (1997) dargestellt. Der Tuberkulintest sollte als Intrakutantest nach Mendel-Mantoux aufgrund seiner hohen Sensitivität und Spezifität durchgeführt werden (Loddenkemper 2003). Der Tuberkulinhauttest stellt den diagnostischen Standard zur Identifizierung von Infizierten, aber noch nicht erkrankten Personen dar (Elmer 2000). Der Tuberkulinstempeltest ist in der arbeitsmedizinischen Praxis verbreitet; eine hohe Sensitivität und Übereinstimmung zwischen positivem Mendel-Mantoux- und Tuberkulinstempeltest wurde von Hofmann et al. (1989) festgestellt. > Konsequente Einhaltung der Arbeitsschutzmaßnahmen mit persönlicher Schutzausrüstung, sinnvolle organisatorische Maßnahmen (Betriebsanweisungen) und die Durchführung von Umfelduntersuchungen bei Kontaktpersonen zu Patienten mit offener Tuberkulose stellen effektive Infektionsschutzmechanismen dar.

16.2.6

Pertussis (Keuchhusten)

Erreger ist Bordetella pertussis, ein aerobes, gramnegatives Stäbchen. Bei einer erhöhten Inzidenz in Herbst und Winter kann mit bis zu 160 Erkrankungen pro 100.000 Einwohnern gerechnet werden. Eine Verschiebung der Erkrankungen in das Jugend- und Erwachsenenalter mit bis 48% aller Erkrankungen in einer Altersstufe über dem 25. Lebensjahr ist beschrieben (RKI 2001). Die Infektion erfolgt als Tröpfcheninfektion. Für die Prävention am Arbeitsplatz ist von Bedeutung, dass Impfstrategien zwar eine deutliche Reduzierung der Gesamtmorbidität erreichen können. Wegen der begrenzten Dauer der Immunität sowohl nach natürlicher Erkrankung wie auch nach Impfung (etwa 10 Jahre) können sich jedoch auch Erwachsene wieder infizieren. > Die STIKO spricht daher eine Impfempfehlung gegen Pertussis für Personal in Pädiatrie und Infektionsmedizin aus.

Unter besonderen Umständen besteht für enge Kontaktpersonen die Empfehlung einer Chemoprophylaxe mit Erythromycin, wenn sich in der persönlichen Umgebung gefährdete Personen (pulmonale oder kardiale Erkrankungen sowie Säuglinge) befinden. Auch geimpfte Kontaktpersonen können vorübergehend Erreger beherbergen und übertragen.

16.2.7

Masern

Erreger ist das Morbillivirus (Paramyxovirus). Der Erreger ist weltweit verbreitet. Masern gehören zu den 10 häufigsten Infektionskrankheiten; besonders betroffen sind Entwicklungsländer. In Deutschland ist von bis zu 100.000 Erkrankungen jährlich auszugehen. Die Infektion wird als Tröpfcheninfektion übertragen und hat einen sehr hohen Kontagionsindex von nahezu 100%. Einen wirksamen Schutz stellen Masernimpfungen für die Beschäftigten im Krankenhaus dar (als MMRImpfung empfohlen). Die Impfung mit MMR-Vakzine wird entsprechend den Empfehlungen der STIKO allen ungeimpften und noch nicht erkrankten Personen in medizinischen Einrichtungen empfohlen, in deren Bereich die Behandlung von Kindern stattfindet. Gleiches gilt für Einrichtungen der Wohlfahrtspflege wie Kindertagesstätten, Kinderheime u. Ä. Für diesen Personenkreis wird bei Aufnahme der Tätigkeit eine Antikörperbestimmung durchgeführt und bei fehlender Immunität die Impfung. Bei ungeimpften, immunen gesunden Kontaktpersonen kann der Ausbruch der Masern durch eine rechtzeitige postexpositionelle Impfung (möglich innerhalb der ersten 3 Tage nach Exposition) wirksam unterdrückt werden (RKI, Merkblatt für Ärzte, 02/2002).

16.2.8

Mumps

Das Mumpsvirus gehört zur Gruppe der Paramyxoviren; Mumps (Parotitis epidemica) wird als Tröpfcheninfektion mit einem Erkrankungsgipfel im Winter und Frühjahr übertragen. Die durchgemachte Erkrankung führt zu lebenslanger Immunität, wobei allerdings anamnestisch zu beachten ist, dass bis zu 40% der Infektionen subklinisch verlaufen und daher von den Beschäftigen im Gesundheitsdienst nicht registriert werden. Aus arbeitsmedizinischer Sicht ergibt sich damit eine Impfindikation als präventive Maßnahme für die Beschäftigten. Ungeimpften bzw. empfänglichen Personen in Pädiatrie sowie in Kindereinrichtungen und Kinderheimen ist eine Impfung anzubieten, sofern eine Erkrankung nicht sicher dokumentiert oder Immunität nachgewiesen ist. Wichtig ist, dass anamnestisch eine Grundimmunisierung von 2 Impfungen bzw. die Gabe einer zweiten Dosis dokumentiert ist. Bei Kontakt mit Mumpskranken ist ggf. eine postexpositionelle Schutzimpfung innerhalb von 3 Tagen (maximal 5 Tagen) nach Exposition möglich.

16.2.9

Röteln

Erreger ist das Rötelnvirus (Togavirus), das weltweit endemisch ist. Eine Untersuchung aus dem Jahr 1998 bestätigt für 18- bis 30-jährige Frauen eine Immunitätslücke bis 3%

16

208

II

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

und für Männer gleichen Alters bis 13% (seronegativ; Epidemiologisches Bulletin 19/2001). Die Übertragung erfolgt durch respiratorische Tröpfchen. Die Infektion kann bei Kindern bis zu 50% asymptomatisch verlaufen. Zur erforderlichen Schließung von Immunitätslücken ist gemäß STIKO generell eine zweite MMR-Impfung spätestens bis zum Schuleintritt erforderlich. Bei seronegativen Frauen sollte jederzeit ein Schutz angestrebt werden, ohne Rücksicht auf eine Altersbegrenzung. Empfehlenswert ist die MMR-Impfung für alle ungeimpften Personen in Einrichtungen der Pädiatrie, der Geburtshilfe und Schwangerenbetreuung sowie in Einrichtungen der Wohlfahrtspflege wie Kinderheimen oder Kindertageseinrichtungen.

16.2.10

Varizellen

Das Varicella-Zoster-Virus kann Windpocken (Varizellen) sowie Gürtelrose (Herpes zoster) durch endogene Reaktivierung verursachen. Es ist davon auszugehen, dass auch Kleinkinder schon in hohem Maße bis zu 95% seropositiv sind und dies auch im Erwachsenenalter Bestand hat (Nachweis von VZV-Antikörpern). Varizellen sind äußerst kontagiös, werden durch Kontakt und Tröpfchen übertragen und haben einen saisonalen Gipfel im Winter und Frühjahr. Die STIKO empfiehlt eine Impfung aus arbeitsmedizinischer Sicht für ungeimpfte Personen bzw. bei fehlender Varizellenanamnese (Epidemiologisches Bulletin 30/2004).

Bei unklarer Vorgeschichte sollte eine Antikörperbestimmung durchgeführt und eine Varizellenimpfung für alle seronegativen Personen im Gesundheitsdienst angeboten werden. Besondere Indikationen ergeben sich für die Bereiche Pädiatrie, Onkologie, Gynäkologie, Geburtshilfe, Intensivmedizin, Infektiologie und bei der Betreuung von immuninsuffizienten Personen sowie in der Wohlfahrtspflege (Kindergarten, Kindertageseinrichtungen). Bei Personen mit negativer Varizellenanamnese und Kontakt zu Risikopersonen ist eine postexpositionelle Impfung innerhalb von 5 Tagen nach Exposition bzw. innerhalb von 3 Tagen nach Beginn des Exanthems beim Indexfall möglich. Eine Exposition ist zu unterstellen bei: 4 Face-to-Face-Kontakt, 4 Aufenthalt von einer Stunde oder länger mit infektiöser Person in einem Raum, 4 Haushaltskontakt. Eine Untersuchung aller Mitarbeiter der Universitätskinderklinik Freiburg bestätigt die aus verschiedenen Personen-, Alters- und Berufsgruppen bekannten und erhobenen hohen Durchseuchungs- und Immunitätsraten für Kinderkrankheiten. Es zeigt sich aber auch, dass arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchungen konsequent bei allen Mitarbeitern durchgeführt werden müssen. Knapp 10% der Beschäftigten waren in dieser Untersuchung dem System der rechtzeitigen Veranlassung von arbeitsmedizinischen Vorsorgeuntersuchungen entgangen (. Abb. 16.4).

. Abb. 16.4. Immunstatus von Personal der Universitätskinderklinik Freiburg (2003)

209

16.3 · Arbeitsschutz für besondere Personengruppe

16.3

Arbeitsschutz für besondere Personengruppen

Für schwangere und stillende Mütter sowie für Jugendliche unter 18 Jahren können in Bereichen mit erhöhter Infektionsgefährdung besondere Gefährdungen bestehen. Die folgenden gültigen Rechtsvorschriften sind zu beachten: 4 Mutterschutzgesetz (MuSchG), 4 Mutterschutzarbeitsplatzverordnung, 4 Mutterschutzrichtlinienverordnung; 4 Jugendarbeitsschutzgesetz.

16.3.1

Mutterschutz

Gefährdungsbeurteilungen sind zu erstellen für werdende und stillende Mütter bei Exposition gegenüber Gefahrstoffen und biologischen Arbeitsstoffen jeweils im Einzelfall. Nur bei Gefährdungsbeurteilungen im Rahmen der Gefahrstoffverordnung bzw. des Arbeitsschutzgesetzes können diese für Beschäftigtengruppen mit gleichartigen Tätigkeiten zusammengefasst werden. Beschäftigungsverbote (MuSchG §§ 3, 4, 8) bestehen bei Tätigkeiten, bei denen Berufskrankheiten entstehen können, soweit Schwangere einem vergleichsweise erhöhten Krankheitsrisiko ausgesetzt sind (besonders bei Infektionskrankheiten). Zu berücksichtigen ist bei der Gefährdungsbeurteilung die mögliche Exposition gegenüber gehäuftem Auftreten von sog. Kinderkrankheiten wie Masern, Mumps, Röteln, Windpocken, Ringelröteln, Zytomegalievirus bei Kleinkindern. Zu beachtende Gesichtspunkte bei der Gefährdungsbeurteilung sind zum einen Krankheiten, die zu Embryopathien führen können (Röteln), aber auch bei möglicher Infektion die besondere Medikation im Rahmen einer Postexpositionsprophylaxe (HIV), die als Risiko angesehen werden muss. Um ein Infektionsrisiko im Rahmen der erforderlichen Gefährdungsbeurteilung abschätzen zu können, sollte vor Aufnahme der Arbeit bzw. bei Fortsetzung der Arbeit während der Schwangerschaft oder einer zu überlegenden Umsetzung an einen anderen Arbeitsplatz für folgende Krankheitserreger die Immunität bestimmt werden: 4 Röteln, 4 Varizellen, 4 Masern, 4 Mumps, 4 Zytomegalie, 4 Parvovirus B19 (Ringelröteln), 4 Hepatitis B. Bei nicht ausreichender Immunität ist ein Beschäftigungsverbot für entsprechende gefährdende Tätigkeiten auszusprechen und die Beschäftigte an einen anderen Arbeitsplatz umzusetzen. Entsprechende Impfungen sollten vor

der Schwangerschaft durchgeführt werden; während der Schwangerschaft ist in der Regel davon abzuraten (Empfehlungen der STIKO). Zytomegalie und Ringelröteln sind nicht impfpräventabel. Die Zytomegalieseroprävalenz liegt in der Allgemeinbevölkerung bei 40–70% (beim Kindergartenpersonal bis 100%). Die Ausscheidung von Zytomegalievirus ist bei Kindern bis zum 5. Lebensjahr zu erwarten. Beschäftigungsbeschränkungen für Schwangere ergeben sich bis zum 5. Lebensmonat (empfängliche Phase einer Embryopathie), sofern keine ausreichende Immunität nachgewiesen ist. Bei der Erstellung einer Gefährdungsbeurteilung im Rahmen des Mutterschutzgesetzes und der Mutterschutzrichtlinienverordnung sind zu beachten: 4 Infektionskrankheit, 4 Inkubationszeit, 4 mögliche Schädigung/Pathogenität, 4 kritische Phase der Schwangerschaft (Schwangerschaftswoche), 4 Übertragungsmodus, 4 Impfung.

Beschäftigungsverbote Krankheiten

Maßnahmen

Röteln, Mumps

Beschäftigungsverbot bis 20. Woche

Varizellen, Masern, Zytomegalie, Parvovirus B19 (Ringelröteln)a

Bei nicht ausreichender Immunität bzw. fehlendem Impfschutz Beschäftigungsverbot in der gesamten Schwangerschaft

a

Bei Ringelröteln handelt es sich um eine Virusinfektion, die durch Tröpfchen übertragen wird und die zu ca. 20% asymptomatisch verläuft. Die erwachsene Bevölkerung ist im hohen Maße durchseucht. Es ergibt sich daher nur bei nicht ausreichender Immunität ein Beschäftigungsverbot in der gesamten Schwangerschaft.

In der Regel dürfen Schwangere nicht biologischen Arbeitsstoffen der Risikogruppen 2–4 ausgesetzt werden. Dies bedeutet praktisch, dass kein Umgang stattfinden darf mit: 4 Blut und Blutprodukten, 4 Plasma und Serum, 4 Exsudaten und Sekreten (Eiter), 4 Speichel und anderen serösen Körperflüssigkeiten, 4 Urin und Stuhl. Eine Weiterbeschäftigung kann erwogen werden, wenn ausreichende Schutzmaßnahmen realisierbar sind (Arbeiten in geschlossenen Systemen, geeignete Schutzhandschuhe, Tragen von Schutzbrillen und Schutzschild). Dies bedeutet, dass bei Arbeiten oder möglichem Kontakt mit Skalpellen, Injektionsnadeln und anderen spitzen oder schneidenden Gegenständen die sichere Anwendung von persönlicher Schutzausrüstung nicht möglich ist und daher unter diesen Bedingungen keine der folgenden Tätigkeiten für Schwangere in Betracht kommt: 4 Blutabnahme (u. U. möglich mit Sicherheitsentnahmesystemen),

16

210

II

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

4 4 4 4

Labortätigkeit mit möglichem Blutkontakt, Instrumentenaufbereitung (unreine Seite), operative Tätigkeit und Assistenz, Verabreichen von Injektionen.

Im Rahmen der arbeitsmedizinischen Vorsorgeuntersuchung ist generell bei Frauen im gebärfähigen Alter auf mögliche Infektionsrisiken bei eintretender Schwangerschaft beratend hinzuweisen und es sind möglichst rechtzeitig die nötigen Immunisierungsmaßnahmen durchzuführen.

16.3.2

Jugendarbeitsschutz

Jugendliche unter 18 Jahre dürfen nicht in Bereichen mit erhöhter Infektionsgefahr beschäftigt werden (Jugendarbeitsschutzgesetz). Eine Einschränkung hierbei kann bestehen, wenn eine entsprechende Tätigkeit zur Erreichung des Ausbildungszieles erforderlich ist und diese Tätigkeit unter Aufsicht von Fachkundigen durchgeführt wird. Gezielte Tätigkeiten mit biologischen Arbeitsstoffen der Risikogruppen 3 und 4 dürfen dabei allerdings nicht ausgeführt werden. Hier ist zu unterstellen, dass Jugendliche als Berufsanfänger besonders gesundheitlich gefährdet sind und gleichzeitig auch eine geringere tätigkeitsspezifische Erfahrung vorliegt. Jugendliche zu Beginn der Ausbildung sollten daher nicht in Bereichen mit erhöhter Infektionsgefahr eingesetzt werden (Infektionsstationen, Mikrobiologische Laboratorien mit Tätigkeiten mit bekannt infektiösen Materialien der Risikogruppen 3 und 4, Tuberkulosestationen).

16.4

Praktischer Infektionsschutz

16.4.1

Regelwerke zu organisatorischen Maßnahmen

Beschäftigte im Gesundheitswesen sind zahlreichen potenziellen Infektionsgefahren ausgesetzt. Ziel der betriebsärztlichen Tätigkeit ist es, hier im Rahmen der Gefährdungsbeurteilung Schutzmaßnahmen zu empfehlen. Die technische Regel für biologische Arbeitsstoffe (TRBA 250) gibt hierzu die Rechtsgrundlage einerseits, aber auch die Verpflichtung für den Arbeitgeber, nach Möglichkeit alle erforderlichen Maßnahmen zum Schutze der Beschäftigten umzusetzen. Hierzu zählt auch die Erarbeitung von Gefährdungsbeurteilungen im Rahmen der Biostoffverordnung, die Unterrichtung der Beschäftigten und die Festlegung von Schutzmaßnahmen (. Abb. 16.5). Hierzu dienen im Wesentlichen die Durchführung arbeitsmedizinischer Arbeitsplatzbegehungen und die Dokumentation und Mitteilung in den dazu gehörenden Berichten, die Evaluation von arbeitsmedizinischen Vorsorgeuntersuchungen sowie Arbeitsplatz-

beurteilungen im Rahmen der Beratung nach ASIG § 3 sowie gezielte Einzelarbeitsplatzanalysen.

Gültigkeit der TRBA 250 4 Krankenhäuser und Tierkliniken 4 Arzt und Zahnarztpraxen, Heilpraktikerpraxen, Tierarztpraxen 4 Zahntechnische Laboratorien 4 Rettungsdienste 4 Dialyseeinrichtungen 4 Pflegeheime, Pflegedienste 4 Tätigkeiten mit erhöhter Infektionsgefahr: 5 Klinische Untersuchung von Menschen oder Tieren 5 Abnahme von Körperflüssigkeiten und sonstigem Untersuchungsgut (z. B. Abstriche) 5 Durchführung operativer Eingriffe und Wundversorgungen 5 Versorgung pflegebedürftiger Menschen (und Tiere) 5 Durchführung von Obduktionen und Sektionen 5 Reinigungs-, Desinfektions-, Reparatur- und Wartungsarbeiten in den genannten (kontaminierten) Bereichen 5 Behandlung infektionsverdächtigen bzw. infektiösen Materials in der Wäscherei und bei der Medizinprodukteaufbereitung (unreine Seite) 5 Generell Umgang mit spitzen oder scharfen Arbeitsgeräten in den genannten Bereichen 4 Tätigkeiten, bei denen mit regelmäßigem oder häufigem Kontakt mit humanen Körperflüssigkeiten und möglicher Infektionsgefährdung durch Erreger der Risikogruppen 2 bzw. 3* zu rechnen ist: 5 Punktionen 5 Injektionen 5 Blutabnahme 5 Legen von Gefäßzugängen 5 Nähen von Wunden 5 Wundversorgung 5 Operieren 5 Instrumentieren 5 Intubieren/Extubieren 5 Absaugen 5 Respiratorische Sekrete 5 Umgang mit benutzen Instrumenten 5 Pflege von inkontinenten Patienten 5 Entsorgung und Transport von potenziell infektiösen Abfällen 5 Reinigung und Desinfektion von kontaminierten Flächen und Gegenständen 5 Reparatur, Wartung, Instandsetzung von kontaminierten medizinischen Geräten

Schutzmaßnahmen Neben baulichen Maßnahmen (räumliche Trennung von Bereichen der Probenbearbeitung zu Büroarbeitsplätzen,

16.4 · Praktischer Infektionsschutz

211

. Abb. 16.5. Arbeitsschutzhinweise nach BioStoffV § 10 und 12 (einschl. Gefährdungsbeurteilung, § 7) am Univeritätsklinikum Freiburg

16

212

II

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

4 Schutzmasken, 4 Schutzkittel.

Umkleidemöglichkeiten getrennt vom Arbeitsplatz, Zugangsbegrenzung, Händedesinfektionsmittelspender etc.) und leicht zu reinigenden oder desinfizierenden Oberflächen, Fußböden und Arbeitsflächen sind durchstichsichere Abfallbehältnisse vorzuhalten. Weiterhin sind organisatorische Maßnahmen erforderlich wie der Einsatz von unterwiesenem bzw. ausgebildetem Personal. Bei der Verwendung von spitzen oder scharfen Instrumenten und Geräten ist die Verletzungs- und Infektionsgefahr zu minimieren. Die Entsorgung von spitzen, scharfen oder zerbrechlichen Arbeitsgeräten in stich- und bruchsicheren Behältern trägt wesentlich zur Reduzierung von Verletzungen bei; ebenso das Verbot von Recapping. Auch der Einsatz von Sicherheitsprodukten bei Blutentnahmesystemen reduziert Kontaminationen und Infektionen (7 unten).

16.4.2

16.4.3

Impfungen

Impfungen von Arbeitnehmern in Bereichen mit Infektionsgefährdung gehören zu den wirkungsvollsten Instrumenten des Arbeitsschutzes. Beschäftigten, die biologischen Arbeitsstoffen ausgesetzt sein können, ist eine Impfung anzubieten, wenn ein wirksamer Impfstoff zur Verfügung steht. Der Arzt hat die Beschäftigten über die zu verhütende Krankheit, über den Nutzen der Impfung und über mögliche Nebenwirkungen und Komplikationen aufzuklären (BioStoffV § 15 Abs. 4, arbeitsmedizinische Vorsorge). Die Indikation zur Impfung stellt sich jeweils im Rahmen einer Gefährdungsbeurteilung (. Tab. 16.4). Diese ist immer individuell zu prüfen bzw. im Gesundheitswesen, aber für Tätigkeiten oder Berufsgruppen auch allgemein zu ermitteln. Grundsätzlich besteht in der Bundesrepublik Deutschland keine Impfpflicht. Auch im Rahmen der BioStoffV oder anderer Regelungen des Arbeitsschutzes existiert keine derartige Verpflichtung. Die Empfehlungen der Ständigen Impfkommissionn am Robert Koch-Institut stellen

Persönliche Schutzausrüstungen

Der Arbeitgeber muss den Beschäftigten erforderliche Schutzkleidung und sonstige persönliche Schutzausrüstung zur Verfügung zu stellen: 4 Flüssigkeitsdichte, allergenarme Handschuhe, 4 Schutzbrillen,

. Tab. 16.4. Indikationen zu Impfungen im betriebsärztlichen Dienst des Universitätsklinikums Freiburg Regelimpfungen Hep. B

Hep. A

Med. Personal, Reinigungspers.

×

Kinderkrankenpflege

×

×

Hebammen

×

×

Sitzwachen, FSJ, Zivis, Doktoranden

×

Stud. Medizin u. Zahnmed.

×

PJ

×

PJ Pädiatrie

×

Röteln

×

×

Krankenpflegeschule

×

×a

Hebammenschule

×

×

Kinderkrankenpflegeschule

×

×a

Krankenpflegehilfeschule

×

×

Mumps

×

×

×

Masern

×

×

×

VZV

FSME

Tollw.

×

Pert.

×

×

Diph.

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×b

×

×

×

×

×

×

×

×

×

×

Verwaltung, techn. Bereiche etc. Kindergarten/Hort

Tet.

Spezielle Indikationen lnfektiologie

×

×

Stuhllabor/Endoskopie

×

×

Gärtnerei

×c

×

Tierställe

×c

×c

×c

×

×

×

×

Impfungen aufgrund eines erhöhten Risikos nach Gefährdungsbeurteilung entsprechend der Biostoffverordnung und dem G 42; Indikation durch Betriebsarzt; Kostenübernahme durch Arbeitgeber/Unternehmer (Universitätsklinikum Freiburg, betriebsärztlicher Dienst). a Grundimmunisierung mit Twinrix; b Neueinstellung; c bei Indikation.

213

16.4 · Praktischer Infektionsschutz

die Basis für Impfempfehlungen dar. Damit kann aus der Kategorie B (Impfungen aufgrund eines erhöhten beruflichen Risikos) eine Indikation für eine Impfung in Verbindung mit Gefährdungsbeurteilungen nach BioStoffV gestellt werden (STIKO Empfehlung 7/2004).

16.4.4

Einsatz von Sicherheitsprodukten

Spitze, scharfe oder zerbrechliche Arbeitsgeräte sollen durch solche geeigneten Arbeitsgeräte oder Verfahren ersetzt werden, bei denen keine oder eine geringe Gefahr von Stich- oder Schnittverletzungen besteht. Der Einsatz sollte vorrangig dann erfolgen, wenn mit besonderen Gefährdungen zu rechnen ist. In den USA ist durch gesetzliche Regelungen (Federal Neddle Stic Safety and Prevention Act, 6/2000) ein intensives Programm zur Senkung der Nadelstichverletzungen im Gesundheitswesen eingeführt worden. Nadelstichverletzungen machen auch am Uniklinikum Freiburg durchschnittlich 50% der potenziellen Kontaminationen aus (. Abb. 16.6). Epidemiologische Daten über Nadelstichverletzungen sind entscheidend für die Erstellung von Gefährdungsbeur-

teilungen und Arbeitsschutzmaßnahmen. Die CDC (2004) berichten von jährlich 385.000 Nadelstichverletzungen und anderen Verletzungen mit scharfen Arbeitsmitteln im Gesundheitsdienst. Die Wahrscheinlichkeit einer Hepatitis-C-Übertragung beträgt bei HCV-positiver Quelle durchschnittlich 1,8% (0–7%). Unterschiede bestehen bei Verletzungen durch Hohlnadeln zu anderen scharfen Arbeitsmitteln (Nadeln, Skalpell). In einer großen CDC-Erhebung wurde die Häufigkeit von Stichverletzungen in verschiedenen Krankenhausbereichen registriert (. Abb. 16.7). Daraus ergibt sich ein grundsätzliches Risiko bei Verwendung insbesondere von Hohlnadeln im medizinischen Bereich. Diesem Sachverhalt wird die TRBA 250 gerecht, die den Einsatz von stichsicheren Blutentnahmesystemen zumindest in Risikobereichen fordert. Infektionsrisiko bei positivem Spender (Durchschnittswerte): 4 Hepatitis B: 30%, 4 Hepatitis C: 1,8%, 4 HIV: 0,3%. Diese Daten variieren sehr und sind abhängig von Verletzung, Verletzungsmechanismus des verletzenden Instrumentes sowie auch von der Infektiosität des Patienten

. Abb. 16.6. Stichverletzungsarten (2003) am Universitätsklinikum Freiburg (n=448; Mehrfachnennungen waren möglich)

16

214

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

II

. Abb. 16.7. Nadelstichverletzungen (06/95–12/01; www.cdc.gov)

(Viruslast). Die hohen Kosten für die Bearbeitung von Nadelstichverletzungen sind zu berücksichtigen.

Safetysysteme Die Einführung von Sicherheitskanülen soll eine bis zu 84% reichende Reduzierung der Stichverletzungen bewirken. Im Rahmen von Gefährdungsbeurteilungen ist auf der Basis der TRBA 250 die Anwendung in Bereichen mit erhöhtem Infektionsrisiko verpflichtend. Risikogruppen und Risikobereiche sind Patienten mit nachgewiesener Infektion durch Erreger der Risikogruppe 3** (HIV, HCV, HBV), Lebersprechstunde/-station, Dialyse, Tropenabteilungen, infektiologische und nephrologische Stationen, Intensivstationen. Weiterhin sind zu berücksichtigen HIV-Schwerpunktpraxen, Rettungsdienste, Notfallambulanzen, Einweisungsstationen, fremdgefährdende Patienten und psychiatrische Stationen (z. B. Drogen, Alkohol). Inzwischen sind eine Vielzahl unterschiedlicher derartiger Blutentnahmesysteme auf dem Markt. Bei der Einführung dieser Systeme sollte Folgendes beachtet werden: 4 Es muss sich um ein selbstaktivierendes System handeln. 4 Das System muss einfach zu handhaben sein (ohne veränderte Punktionsgewohnheiten). 4 Krankenhaushygienische Gutachten müssen die Infektionssicherheit des Systems bestätigen.

16.4.5

Carrier im Gesundheitswesen

Das Risiko der Virusübertragung durch infiziertes Personal im Gesundheitswesen stellt sich besonders für Hepatitis B, C und HIV, dabei häufig bei operativ tätigen Ärzten und Zahnärzten. Gunson et al. (2003) berichten von über 45 dokumentierten Hepatitisübertragungen durch Beschäftigte im amerikanischen Gesundheitswesen seit 1970, die zu über 400 infizierten Patienten führten. Fallberichte gibt es auch aus Deutschland. Die Übertragungsraten unterscheiden sich dabei aufgrund der Viruslast sowie der HBeAgPositivität oder HBeAg-Negativität und sollten daher zu einer individuellen Risikobeurteilung durch den Betriebsarzt führen. Auch die Operationsart spielt eine Rolle. Während ein HBV-infizierter Chirurg bei der Ausführung von Sternotomien bei 17% der Patienten eine Infektion verursachte, infizierte der gleiche Chirurg bei der Entnahme von Venen »nur« 3% der Patienten. Von Gerlich (2004) werden Daten zu HBV-/HCV-Übertragungen auf Patienten angegeben (Risikofachbereiche sind Thoraxchirurgie, Orthopädie und Gynäkologie): 4 HBeAg-positive Chirurgen: 0,2%–24%, 4 HBeAg-negative/HBsAg-positive Chirurgen: 0%–5,2%, 4 HCV-positive Chirurgen: 0,14–0,48%. > HBV- und HCV-Übertragungen mit einer Viruslast <105 HBV-DNA/ml Blut bzw. HCV-RNA-Molekülen sind bisher nicht beobachtet worden; es handelt sich damit wohl um einen unteren Grenzwert (Gerlich 2004).

215

16.5 · Berufskrankheiten

Für HCV-/HBV-positive Beschäftigte gibt es dem heutigen Wissensstand entsprechend keine generelle Empfehlung zur Einschränkung ihrer Tätigkeit in Einrichtungen der Krankenversorgung durch betriebsärztliche Maßnahmen (RKI 2002a). Über die Art des Einsatzes sollte in jedem Fall durch ein Expertengremium der jeweiligen Einrichtung entschieden werden (Nassauer 2001). Gesetzliche Regelungen können aus dem Infektionsschutzgesetz (§ 31, Carrier), der BioStoffVerordnung sowie dem Strafgesetzbuch (§ 34, Schweigepflicht) abgeleitet werden. Empfehlungen zur Verhütung der Übertragung von Hepatitis-C-Virus durch infiziertes Personal im Gesundheitsdienst sind durch das Robert Koch-Institut veröffentlicht worden (Epidemiologisches Bulletin 3/2001). Ein analoges Vorgehen bei HBV- und HIV-Trägern kann angenommen werden. Folgendes ist empfehlenswert: 4 Arbeitsmedizinische Vorsorgeuntersuchung konsequent bei allen exponierten Beschäftigten nach BioStoffV/G 42. 4 Erstellung von Gefährdungsbeurteilungen für besonders verletzungs-/kontaminationsträchtige Untersuchungs- und Behandlungsverfahren (diese Tätigkeiten einschl. der Assistenz dabei sollten von Carrieren nicht ausgeführt werden): 5 Operationen im beengten Operationsfeld, 5 Operationen ohne Sichtkontrolle (z. B. Oralchirurgie), 5 OP-Dauer >2 h, 5 Tasten von spitzen oder scharfen Instrumenten intraoperativ, 5 Sternotomieverschluss. 4 Personalunterweisung und konsequente Einhaltung der Arbeitsschutz- und Hygienemaßnahmen. 4 Händehygiene vor und nach Patientenkontakt. 4 Tragen doppelter Handschuhe (möglichst mit Indikator) bei verletzungsträchtigen Operationsverfahren. 4 Handschuhwechsel nach 4 Stunden, bei verletzungsträchtigen Operationen spätestens nach 2 Stunden, besser nach 30 min Wechsel des äußeren Handschuhs (Kralj 2002).

. Abb. 16.8. Die fünf häufigsten Berufskrankheiten (2002)

> Bei Tätigkeiten mit erhöhter Übertragungsgefahr sollte der Betroffene durch den Betriebsarzt aufgeklärt werden und es sollten persönliche Konsequenzen besprochen werden. Dies betrifft Konsequenzen im Privatleben, der möglichen Behandlung, der arbeitsmedizinischen Verlaufsbeobachtung, der Anzeige als Berufskrankheit und der Ausübung des Berufs.

Möglichkeiten der weiteren Einsatzfähigkeit können durch ein Fachgremium bei Bedarf abgesichert werden. Mitglieder können sein: 4 Betriebsarzt, 4 Krankenhaushygieniker, 4 Infektiologe oder medizinischer Mikrobiologe bzw. Virologe, 4 Vertreter des entsprechenden operativen Faches. Weiterhin sind bei Bedarf die Fachkraft für Arbeitssicherheit oder auch Vorgesetzte zuzuziehen. Bei fehlender Entbindung von der ärztlichen Schweigepflicht sollte die Beurteilung anonym durchgeführt werden. Gegebenenfalls kann dies auch außerhalb der Einrichtung z. B. bei der Ärztekammer ohne Nennung der Einrichtung erfolgen. Dies ist bei Personen in Leitungsfunktion zu erwägen. Der Betriebsarzt übergibt die Fallbeschreibung dann anonym an eine dritte Person, z. B. den Amtsarzt (Wunderle 2004). Der Betroffene sollte grundsätzlich in die Beurteilung mit einbezogen werden.

16.5

Berufskrankheiten

Beschäftigte im Gesundheitswesen sind besonders gefährdet, eine Berufskrankheit zu erleiden. Je nach Berufsgenossenschaft schwanken dabei die gemeldeten Zahlen für die Berufskrankheit. Im Jahr 2002 stand die BK 3101 (Infektionskrankheiten) mit 4% an 5. Stelle, bei 5684 anerkannten Berufskrankheiten (. Abb. 16.8). Den größten Anteil dabei machen mit über 50% Berufskrankheiten durch Hepatitis B oder Tuberkulose aus. Auffallend ist bei der Be-

16

216

II

Kapitel 16 · Arbeitsmedizin und Gesundheitsschutz im Krankenhaus

trachtung über einen längeren Zeitraum hinweg, dass die Einführung von Hepatitis-B-Schutzimpfungen nur zu geringer Reduktion der Berufskrankheiten führte. Weiterhin spielen bei Berufskrankheiten immer noch die Erreger der Kinderkrankheiten wie Varizellen, Masern, Mumps und Rötelnviren eine Rolle, wenn auch in sehr geringer Fallzahl. Hauterkrankungen (BK 5101) sind für Beschäftigte im Gesundheitswesen ebenfalls von Bedeutung mit einem Anteil von 10% der erkannten Berufskrankheiten. Hier spielen vor allem Hauterkrankungen der Hände eine Rolle. Dies hat große Bedeutung für den Infektionsschutz durch die Barrierefunktion sowie in der Akzeptanz der Nutzung von Händedesinfektionsmitteln, Händereinigung und dem Tragen von Schutzhandschuhen. Bei der formalen Voraussetzungen der Anerkennung einer Berufskrankheit im Gesundheitsdienst gelten dem Grundsatz nach die gleichen Voraussetzungen wie bei allen anderen Berufskrankheiten. Listenprinzip: Nur Krankheiten, die in der Anlage der Brufskrankheitenverordnung gelistet sind, werden als Berufskrankheiten angenommen. Der Gesetzgeber hat mit einer Öffnungsklausel allerdings ermöglicht, auch Krankheiten, die dem neusten Stand der wissenschaftlichen Erkenntnis nach in kausalem Zusammenhang mit dem Beruf stehen, ebenfalls anzuerkennen (quasi Berufskrankheiten).

Berufskrankheit bei einem Versicherten diese dem Unfallversicherungsträger oder der für den medizinischen Arbeitsschutz zuständigen Stelle (Gewerbeaufsicht) anzeigen müssen. Die Berufskrankheit ist daher nicht erst zu melden, wenn der Versicherungsfall bereits eingetreten ist, sondern schon droht. § 3 der BKV hat den präventiven Charakter der Versorgung durch die Unfallversicherungsträger im zentralen Blickfeld.

Meldepflicht der Tuberkulinkonversion Unzweifelhaft besteht eine Meldepflicht bei gesicherter Tuberkuloseerkrankung. Eine Tuberkulinkonversion bedeutet jedoch nicht grundsätzlich auch eine Erkrankung an Tuberkulose. Dennoch wird dieser Befund als regelwidriger Gesundheitszustand anerkannt mit der Möglichkeit einer Reaktivierung. Sofern der kausale Zusammenhang der Tuberkulinkonversion mit der Berufstätigkeit gegeben ist, ist demnach im Grunde die Anerkennung einer Berufskrankheit möglich und daher die Tuberkulinkonversion gemäß § 202 Sozialgesetzbuch VII meldepflichtig (Nienhaus 2003).

16.6

Internetadressen zum medizinischen Arbeitsschutz

Bayrisches Landesamt für Arbeitsschutz, Arbeitsmedizin und Sicherheitstechnik

http://www.lfas.bayern.de

Berufsgenossenschaftliches Institut für Arbeitsschutz (BIA)

http://www.hvbg.de/d/bia/index.html

Bundesverband der Unfallkassen

http://www.unfallkassen.de

Bundesanstalt für Arbeitsschutz und Arbeitsmedizin

http://www.baua.de

Centers for Disease Control and Prevention

http://www.cdc.gov

Hauptverband der gewerblichen Berufsgenossenschaften

http://www.hvbg.de

Öffentlicher Gesundheitsdienst BadenWürttemberg

http://www.gesundheitsamt-bw.de

National Institute for Occupational Safety and Health (NIOSH)

http://www.cdc.gov/niosh/homepage. html

Meldepflicht

Robert Koch-Institut Berlin

http://www.rki.de

Die Berufskrankheitenverordnung regelt eindeutig, dass Ärzte bei begründetem Verdacht auf Vorliegen einer

WHO

http://www.who.int

Versicherte Tätigkeit: Im Berufskrankheitenverfahren ist die versicherte Tätigkeit unabdingbare Voraussetzung. Nur Krankheiten, die im Rahmen einer versicherten Tätigkeit erworben wurden, können auch zur Anerkennung führen. Kausalität: Voraussetzung zur Anerkennung einer Berufskrankheit ist nicht nur ein versicherungsrechtlicher Aspekt, sondern auch der ursächliche Zusammenhang zwischen Tätigkeit und Erkrankung im konkreten Einzelfall. Für die BK 3101 gilt allerdings, dass die Kausalität gegeben ist, wenn sie durch Tätigkeiten in einem bestimmten grundsätzlich erhöhten Gefährdungsbereich (also dem Gesundheitsdienst) verursacht wird. Dies bedeutet aber, dass der geschützte Personenkreis der Berufskrankheit 3101 auf bestimmte Versicherte eingeschränkt wird: Mitarbeiter im Gesundheitsdienst, Wohlfahrtspflege oder in einem Laboratorium tätige Personen. Haftungsausfüllende Kausalität: Die haftungsausfüllende Kausalität stellt den Zusammenhang zwischen Exposition und Erkrankung dar. Hier muss mehr für den Zusammenhang als gegen diesen sprechen.

217 Literatur

Literatur CDC (2004) Workbook for designing, implementing and evaluating a sharps injury prevention program. www.cdc.gov/sharpssafety/ workbook.html Czeschinski P, Eing BR Gross R (2000) Infektionsschutz. Deutscher Universitätsverlag, Wiesbaden, S 183 Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene (1997) Empfehlungen Infektionsverhütung bei Tuberkulose in Gesundheitsdienst und Sozialeinrichtungen. Hyg Med 22: 523 Elmer A, Kortsik CS, Pies U et al. (2000) Intrakutaner Tuberkulintest nach Mendel Mantoux. Pneumologe 54: 425–430 Gerlich W (2004) Hepatitis B und C. Bundesgesundheitsblatt 43: 369– 378 Gunson RN, Shouval D, Roggendorf M et al. (2003) Hepatitis B virus and Hepatitis C virus in healthcare workers. Guidelines for prevention of transmission of HBV and HCV from HCW to patients J Virol 8: 213–230 Hofman F (1997) Hepatitis A. In: Daschner F (Hrsg) Praktische Krankenhaushygiene und Umweltschutz, 2. Aufl. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio, S 300 Hofmann F et al. (1989) Zur Aussagefähigkeit von Tuberkulin-Stempeltests. Öffentl. Gesundheitswesen 51: 359–361 Kralj N (2002) Nadelstichverletzungen im Gesundheitsdienst – Vorkommen, Folgen und Vorbeugung. Zahnärztliche Mitteilungen 19: 34–36 Kurth R (2004) HIV-Präventiv-Vakzine. Dtsch Ärztebl 101: 381 Loddenkemper R et al. (2003) Tuberkulose – Eine neue Bedrohung. Bundesgesundheitsblatt 46: 52–58 Maier K (2000) Hepatitis – Hepatitisfolgen. Thieme, Stuttgart, S 57 Nassauer A (2001) Zur Notwendigkeit von Regelungen der Berufsausübung von HBV- und HCV-Trägern in Einrichtungen des Gesundheitssystems. Bundesgesundheitsblatt: 1011 National Institute of Health (2002) Consensus statements. Consensus Development program. Management of hepatitis C 19/1; www. consensus.nih.gov Nienhaus A (2002) Tuberkulose im Gesundheitsdienst. Erfahrungen aus einer Aktenstudie (Poster). Symposium Arbeitsmedizin im Gesundheitsdienst, Freiburg 2002 Nienhaus et al. (2003) Tuberkulose als Berufskrankheit. ecomed, Landsberg, S 69) RKI (2000) Hepatitis B Postexpositionsprophylaxe. Epidemiologisches Bulletin 1/2000; www.rki.de RKI (2001) Empfehlungen zur Verhütung der Übertragung von Hepatitis C durch infiziertes Personal im Gesundheitsdienst. Epidemiologisches Bulletin 3/2001; www.rki.de RKI (2002a) Merkblatt für Hepatitis C Betroffene. Epidemiologisches Bulletin 1/2002; www.rki.de RKI (2002b) RKI-Ratgeber Infektionskrankheiten: Hepatitis B. www.rki.de (RKI 2002c) Deutsch-Österreichische Empfehlung zur Postexpositionsprophylaxe der HIV-Infektion. RKI (2004a) Empfehlungen der Ständigen Impfkommission am RKI. Epidemiologisches Bulletin 7/2004; www.rki.de RKI (2004b) HIV-Infektionen und AIDS-Erkrankungen in Deutschland. Epidemiologisches Bulletin 47/2004 Wunderle W (2004) Verfahrensvorschlag zum Umgang mit chronisch infizierten Mitarbeitern (HBV-, HCV-, HIV-Infektionen) in medizinischen Einrichtungen. Gesundheitswesen 66: 121–125

16

17

Technische Hygiene M. Scherrer, H. Rüden

17.1

Unterschiedliche RLT-Anlagen – 218

17.2

Aufbau von RLT-Anlagen – 220

17.2.1 17.2.2 17.2.3

Luftbefeuchter – 220 Außenluftansaugung – 220 Luftfilter – 220

17.3

RLT-Anlagen im OP – 221

17.4

Überprüfung von RLT-Anlagen – 223

17.4.1 17.4.2 17.4.3

Partikelzählung – 225 Luftkeimkonzentrationsmessung – 226 Nachweis der Strömungsrichtung – 227

17.5

Umgang mit RLT-Anlagen – 228

17.6

Legionellenprophylaxe – 228

17.6.1 17.6.2 17.6.3

Thermische Desinfektion – 228 Chemische Desinfektion mit Chlor – 229 Chemische Desinfektion mit Chlordioxid – 229 Weitere Varianten der chemischen Desinfektion – 229 UV-Desinfektion – 230 Silber-Kupfer-Ionisation – 230 Filtration – 230 Grundsätzliche Empfehlungen zur Legionellenprophylaxe – 230 Wasseruntersuchungen auf Legionellen – 231 Legionellen in Rückkühlwerken und Kühltürmen – 231

17.6.4 17.6.5 17.6.6 17.6.7 17.6.8 17.6.9 17.6.10

Literatur – 231

17.1 Raumlufttechnische Anlagen (RLT-Anlagen) sollen zu einer Verbesserung der Innenraumluftqualität führen. Dies kann jedoch dauerhaft nur bei gut gewarteten Anlagen aufrechterhalten werden. Aus diesem Grunde und auch aus Gründen der Energieeinsparung ist es sinnvoll, in Krankenhäusern RLT-Anlagen nur dort einzusetzen, wo es aufgrund der hygienischen bzw. der klimaphysiologischen Anforderungen tatsächlich notwendig ist. Neue Empfehlungen, die evidenzbasiert sind, lassen weite Gestaltungsspielräume für RLT-Anlagen im Krankenhaus zu, die auch genutzt werden sollten. Nicht neu ist das Thema der Legionellenprophylaxe, das unter 7 17.6 behandelt wird. Krankenhäuser haben zunehmend Probleme mit Legionellen in Trinkwassernetzen und setzen zur Prophylaxe und Sanierung oft Verfahren ein, die nicht vollständig wirksam sind.

Unterschiedliche RLT-Anlagen

Bei der Bezeichnung RLT-Anlage handelt es sich um einen Oberbegriff, unter dem verschiedene RLT-Anlagetypen zusammengefasst werden: 4 Bei Lüftungsanlagen wird lediglich Luft in Räume hinein- bzw. aus Räumen herausbefördert. Die Luft wird dabei nicht behandelt. 4 Bei Teilklimaanlagen erfolgt neben der Luftförderung eine Behandlung der beförderten Luft, zumeist wird die Luft erhitzt oder gekühlt und befeuchtet. 4 Lediglich bei Vollklimaanlagen wird die Luft sowohl erhitzt als auch befeuchtet und erforderlichenfalls gekühlt. Bei allen drei lufttechnischen Anlagen erfolgt eine Filterung der Luft, wobei die Anzahl und Qualität der Luftfilter abhängig ist von den Anforderungen an die Räume, die durch die Anlagen versorgt werden. Für die Auslegung von Klimaanlagen wird ein sogenanntes angenehmes Raumklima definiert. Das Raumklima wird bestimmt durch ein Behaglichkeitsfeld, mit dem die Spannbreite der angenehmen Raumlufttemperatur und der angenehmen Raumluftfeuchte in Verbindung gebracht wird.

219

17.1 · Unterschiedliche RLT-Anlagen

. Tab. 17.1. Anforderungen an ein behagliches Raumklima

Temperatur [°C]

Normale Räume

Krankenhaus

22–28

21–24

Feuchte (rel.)

35–70%

45–85%

Luftgeschwindigkeit [m/s]

0,2–0,3

0,2–0,3

Schallpegel [dB (A)]

45–70

40

Zusätzlich werden für ein angenehmes Raumklima noch die Luftgeschwindigkeit und der Schallpegel definiert. Man unterscheidet dabei zwischen angenehmem Raumklima in normalen Räumen und im Krankenhaus. Im Krankenhaus ist das Behaglichkeitsfeld gegenüber normalen Räumen eingeschränkt (. Tab. 17.1).

In Operationssälen ist grundsätzlich mit dem Problem zu rechnen, dass dort Personen mit stark unterschiedlicher körperlicher Aktivität tätig sind (Operateure vs. Anästhesisten) und damit auch die Anforderungen an ein optimales Raumklima unterschiedlich sind (. Tab. 17.2, . Abb. 17.1). Mit der derzeitigen Raumlufttechnik kann diesen unterschiedlichen Aktivitätsgraden allerdings nicht Rechnung getragen werden. So wird üblicherweise die Anlage für die Person mit dem höchsten Aktivitätsgrad optimiert. Die anderen Personen müssen sich dann mit Hilfsmitteln (z. B. »Wärmekleidung«) optimale Bedingungen schaffen. Eine Ausnahme davon bildet die Operation von Kindern, die üblicherweise mit höheren Raumtemperaturen durchgeführt wird, um eine Auskühlung zu vermeiden. Bei er-

. Tab. 17.2. Behaglichkeit von Personen mit unterschiedlichem Aktivitätsgrad im OP (Lattmann 1998, Scherrer 2003b) Raumtemperatur

PMV Chirurg

PMV Anästhesist

PMV Patient

[°C]

[Icl=0,15 m²°C/W, M=117 W/m²]

[Icl=0,124 m²°C/W, M=70 W/m²]

[Icl=0,04 m²°C/W, M=40 W/m2]

17

–0,36

–1,682

–10,623

18

–0,22

–1,459

–9,873

19

–0,07

–1,237

–9,124

20

0,079

–1,014

–8,374

21

0,227

–0,792

–7,625

22

0,374

–0,569

–6,875

23

0,521

–0,346

–6,126

24

0,669

–0,124

–5,376

25

0,816

0,099

–4,627

26

0,964

0,321

–3,877

Icl Isolationwert der Bekleidung, M Aktivitätsgrad, PMV vorausgesagtes mittleres Votum (beschreibt, inwieweit die Personen innerhalb einer Arbeitsgruppe, die dem Raumklima ausgesetzt sind, dieses beurteilen würden).

. Abb. 17.1. Behaglichkeit bei unterschiedlichen Aktivitätsgraden im OP

17

220

Kapitel 17 · Technische Hygiene

wachsenen Patienten versucht man dies durch den Einsatz von sog. Wärmedecken zu regulieren.

II

17.2

Aufbau von RLT-Anlagen

Eine raumlufttechnische Anlage besteht aus mehreren Anlageteilen, die sich je nach Aufgabe der Anlage unterschiedlich zusammensetzen. Auf jeden Fall immer vorhanden sind Ventilatoren, die dazu dienen, die Luft innerhalb der Anlage in den Raum oder aus dem Raum heraus zu fördern. Weitere Bauteile sind die Heiz- und Kühlregister, die dazu dienen, die Luft entweder zu erhitzen oder zu kühlen. Vom Aufbau her sind beide Anlagenteile im Wesentlichen identisch. Sie unterscheiden sich lediglich in der Form des sie durchströmenden Mediums. Es handelt sich dabei in der Regel um Warmwasser, im Kühlregister um Kaltwasser. Der Aufbau der Heiz- und Kühlregister entspricht dem Prinzip des Autokühlers.

17.2.1

Luftbefeuchter

Ein aus hygienischer Sicht wesentliches Bauteil ist der Luftbefeuchter. Es wird dabei zwischen zwei wichtigen Bauformen unterschieden, dem Umlaufsprüh- und dem Dampfbefeuchter.

Umlaufsprühbefeuchter Bei diesem Anlagentyp wird Wasser gegen den Luftstrom in die Luft versprüht. Die Luft sättigt sich dabei mit Feuchtigkeit, das überschüssige Wasser wird durch Tropfenabscheider wieder zurück in das Reservoir gebracht und von dort erneut zu den Düsen gepumpt. Problematisch ist dabei die z. T. lange Verweildauer des Wassers innerhalb des Reservoirs, da es bei einer Temperatur von bis zu 30°C zu einer Keimvermehrung kommen kann. Zur Verhinderung des Keimwachstums werden UV-Lampen verwendet, oder das Wasser wird mit einem toxikologisch unbedenklichen Desinfektionsmittel versetzt. Bei der Verwendung von UV-Lampen ist eine gründliche Wartung unbedingt erforderlich, da sich ihr UVLichtspektrum mit fortschreitender Lebenszeit verändert und das optimale Spektrum zur Desinfektion der Keime nachlässt. Die durchsichtige Umhüllung der UV-Lampe kann außerdem durch Biofilmproduktion von Wasserkeimen oder Schmutz verdeckt werden, wodurch die Lichtintensität beeinflußt wird. Beim Einsatz von Desinfektionsmitteln muss unbedingt darauf geachtet werden, dass keine gesundheitsschädlichen Stoffe durch den Umlaufsprühbefeuchter in die Luft eingetragen werden. An die Qualität des Befeuchterwassers werden die gleichen Anforderungen gestellt wie an Trinkwasser. Der Untersuchungsturnus des Befeuchterwassers hängt vom

Konstruktionsprinzip ab, u. U. kann hier eine häufigere mikrobiologische Überprüfung notwendig sein. Der Luftbefeuchter ist aus hygienischer Sicht eines der problematischsten Bauteile einer RLT-Anlage; bei Umlaufsprühbefeuchtern muss das Wasser regelmäßig mikrobiologisch kontrolliert werden, weil es durch den ständigen Umlauf zu einer Kontamination kommen kann. Die regelmäßige mikrobiologische Kontrolle dient dabei ebenfalls der Überwachung der Wirksamkeit des Desinfektionsverfahrens. Die Verwendung von Umlaufsprühbefeuchtern ist allerdings aufgrund der hohen Kontaminationsgefahr in Krankenhäusern nicht mehr üblich.

Dampfbefeuchter Als Stand der Technik wird bei RLT-Anlagen im Krankenhaus der Dampfbefeuchter eingesetzt. Beim Dampfbefeuchter wird Reindampf gegen den Luftstrom in die Luft eingesprüht. Aufgrund der hohen Temperaturen des Dampfes (min. 100°C) ist die Gefahr der Kontamination der Luft beim ordnungsgemäßen Betrieb ausgeschlossen. Es muss dabei aber darauf geachtet werden, dass es innerhalb der Befeuchterkammer zu keiner Kondensation kommt. Zur Kontrolle der einwandfreien Funktion von Luftbefeuchtern empfiehlt es sich, die Luftbefeuchterkammer mit einem gut zugänglichen Sichtfenster und einer Beleuchtung zu versehen.

17.2.2

Außenluftansaugung

Als weiteres Anlagenbauteil der RLT-Anlage ist die Außenluftansaugung zu nennen. Hierbei ist darauf zu achten, dass die Qualität der angesaugten Außenluft einwandfrei ist, d. h., die Ansaugöffnung muss so angeordnet sein, dass sie keine schädlichen Gase (z. B. Autoabgase, Gase aus der Narkosegasabsaugung, Abgase aus den Gassterilisatoren) ansaugt. Die Ansaugöffnung sollte wegen des erhöhten Staubeintrags dabei mindestens 3 m über Erdniveau bzw. über dem Niveau von natürlich begrünten Dachflächen angeordnet werden.

17.2.3

Luftfilter

Zum Schutz der Anlagenteile und um einen hygienisch einwandfreien Zustand der Luft zu erreichen, werden an verschiedenen Stellen der RLT-Anlage Luftfilter eingebaut. Die Filter werden entsprechend ihrem Abscheidegrad bzw. Durchlassgrad in verschiedene Klassen eingeteilt (. Tab. 17.3, 17.4). Die Anordnung der ersten Filterstufe erfolgt vor den Anlagebauteilen, sie dient dazu, die Bauteile vor grober Verschmutzung zu schützen, in der Regel werden hier Taschenfilter mindestens der Filterklasse F5 (besser F6 oder F7) eingebaut.

221

17.3 · RLT-Anlagen im OP

. Tab. 17.3. Größenordnung für Fraktionsabscheidegrade (in Prozent) in Abhängigkeit der Filterklassen G1–F9 nach DIN EN 779 (Filter im unbestaubten, sauberen Zustand) Filterklasse

Partikelgröße (μm) 0,1

0,3

0,5

1

3

G1 G2

10

5–15

40–50

0–5

5–15

15–35

50–70

0–5

5–15

15–35

35–70

70–85

0–5

5–15

15–35

30–55

60–90

85–98

G3 G4

5

0–5

F5

0–10

5–15

15–30

30–50

70–90

90–99

>98

F6

5–15

10–25

20–40

50–65

85–95

95–99

>99

F7

25–35

45–60

60–75

85–95

>98

>99

>99

F8

35–45

65–75

80–90

95–98

>99

>99

>99

F9

45–60

75–85

90–95

>98

>99

>99

>99

. Tab. 17.4. Klassifikation von HEPA- und ULPA-Filtern nach EN 1822-1 (1998) Filterklasse

Integralwert

Lokalwert 1

Abscheidegrad [%]

Durchlassgrad [%]

Abscheidegrad [%]

Durchlassgrad [%]

H10

85

15

H11

95

5

H12

99,5

0,5

H13

99,95

0,05

99,75

0,25

H14 U15

99,995

0,005

99,975

0,025

99,9995

0,0005

99,9975

0,0025

U16

99,99995

0,00005

99,99975

0,00025

U17

99,999995

0,000005

99,9999

0,0001

Die zweite Filterstufe folgt nach den Anlageteilen, sie dient zum Schutz des darauf folgenden Kanalsystems vor Verschmutzung. Der Filter ist in der Regel ein Taschenfilter mindestens der Klasse F7 (besser F9). In Räumen mit besonderen hygienischen Anforderungen (z. B OP-Räume) erfolgt als dritte Filterstufe ein Hochleistungsschwebstofffilter entweder der Klasse H12, Klasse H13 oder H14 (. Tab. 17.4). Dieser Filter soll nach Möglichkeit endständig eingebaut werden, d. h., das Filterelement sitzt direkt am Kanalende im Raum.

17.3

RLT-Anlagen im OP

Im Krankenhaus wird in speziellen Bereichen aus Gründen der Infektionsprophylaxe eine Klimatisierung für erforderlich gehalten, obwohl konkrete wissenschaftliche Daten über die Luft als potenzielles Erregerreservoir nicht vorhanden sind (Kappstein 2001; Mangram et al. 1999; RKI 2000). Es handelt sich dabei hauptsächlich um OP-Abteilungen und Patientenzimmer, in denen stark abwehrgeschwächte Patienten versorgt werden (z. B. KMT-Stationen). Für den

OP-Bereich genügt es, wenn überhaupt, lediglich den eigentlichen OP-Raum mit Schwebstofffiltern zu versehen. Es ist nicht erforderlich, übrige OP-Räume wie Einleitungsraum, Waschraum, Aufwachraum, Flure, Schleusen, Aufenthaltsräume und Toiletten mit Schwebstofffiltern zu bestücken (Ayliffe 1991; Berardi u. Leoni 1993; Hambraeus u. Laurell 1980; RKI 2000). Auch ist nicht in allen Räumen, in denen chirurgische Eingriffe durchgeführt werden, aus hygienischen Gründen eine Installation von endständigen Schwebstofffiltern erforderlich. In der Empfehlung »Anforderung der Hygiene bei Operationen und anderen invasiven Eingriffen« der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut (RKI 2000) werden die invasiven Eingriffe eingeteilt in Operationen, kleinere invasive Eingriffe und invasive Untersuchungen. Nur bei Implantatchirurgie (z. B. Hüft-TEP) ist die Verwendung von Schwebstofffiltern erforderlich. Es besteht sogar die Möglichkeit, bei Operationen z. B. in der Ophthalmologie oder Abdominalchirurgie ganz auf den Einsatz einer raumlufttechnischen Anlage als Mittel der Wundinfektionsprophylaxe zu verzichten. Als Anhaltspunkt dazu, wo der Einsatz von Schweb-

17

222

II

Kapitel 17 · Technische Hygiene

stofffiltern bzw. raumlufttechnischen Anlagen aus diesem Grund notwendig ist, kann die gemeinsame (heute nicht mehr ganz aktuelle) Empfehlung des Robert Koch-Instituts und Berufsverbandes der Chirurgen dienen (RKI 1997). Derzeit werden in der Regel in Operationssälen sog. Zuluftdecken eingebaut. Dies entspricht im wesentlichen den Empfehlungen eines eingetragenen Vereins (Deutsches Institut für Normung 1989). Allerdings spricht die oben genannte Mitteilung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention nur vom Einsatz solcher Systeme bei Operationen mit einem besonders hohen Infektionsrisiko, z. B. Endoprothesenimplantationen (RKI 2000). Diese Empfehlung deckt sich nicht mit den Empfehlungen der CDC (Mangram et al. 1999; Geffers et al. 2001). Die CDC sehen die Notwendigkeit einer RLT-Anlage mit Laminar Flow für die Implantatchirurgie als ungelöste Frage an (d. h., der infektionspräventive Effekt ist nicht durch Studien belegt). Das Wirkprinzip einer solchen Zuluftdecke beruht darauf, dass partikel- und keimarme Luft über ein Deckenfeld direkt über der sog. reinen Zone des Operationssaals eingeblasen wird und damit eine turbulenzarme Verdrängungsströmung von sauberer Luft von oben nach unten erfolgt. Die Idee dahinter ist, dass das Operationsfeld nur mit keimarmer Luft in Berührung kommt. Um die Luftmenge an Außenluft und damit den Energieverbrauch zu senken, werden derzeit immer mehr sog. Umluftdecken eingesetzt. Dabei wird die Raumluft durch Ventilatoren angesaugt, die sich direkt unter der Decke befinden, und dem Frischluftanteil zugemischt. Neben den intakten Schwebstofffiltern, die in der Decke eingebaut sind, kommt der richtigen Benutzung der Decke bzw. aller in das laminare Feld hineinragender Ge-

genstände große Bedeutung zu. Sämtliche Gegenstände wie OP-Leuchten, Köpfe der Operateure o. Ä., die in das laminare Feld hineinragen, führen aufgrund ihres Strömungswiderstandes und der Thermik zu Verwirbelungen und machen damit die Funktionsweise des Systems Zuluftdecke zunichte. Auch die bereits erwähnten Wärmedecken können ein solcher Störfaktor sein, weil angesaugte Raumluft, die erwärmt wird und über die Wärmedecke dem Raum wieder zugeführt wird, zu Verwirbelungen führen kann. Grundsätzlich gibt es keine in der Literatur gesicherten Nachweise dafür, dass die Luft als Kontaminationsweg für postoperative Wundinfektionen eine relevante Infektionsgefährdung darstellt. Die Einbeziehung der Instrumententische in das Reinluftgebiet ist ungeklärt, mit keiner Studie wurde der Instrumententisch für Wundinfektionen verantwortlich gemacht. Die wesentlichsten Quellen für postoperative Wundinfektionen sind einmal die körpereigene Flora des Patienten (endogene Infektion), zum zweiten exogene Erregerquellen, zu denen auch die körpereigene Flora des Operationspersonals gehören kann (Kappstein 2001). Zu den grundlegenden Maßnahmen der Krankenhaushygiene im OP gehört deswegen die Disziplin im Operationssaal: Je weniger Personen im OP sind und je geringer die Aktivitäten dort, desto geringer die Keimzahlen (Ayliffe 1991). Derzeit ist es in Deutschland immer noch üblich, dass raumlufttechnische Anlagen im OP 24 Stunden am Tag 365 Tage im Jahr ununterbrochen betrieben werden müssen. In Nichtbetriebszeiten ist lediglich erlaubt, den Luftvolumenstrom auf ein Minimum zurückzufahren, um die Luftströmung zwischen den Räumen aufrechterhalten zu können. In der österreichischen Norm ist schon seit Jahren

. Abb. 17.2. Durchschnittliche Partikelkonzentration im OP nach Starten der Klimaanlage

17

223

17.4 · Überprüfung von RLT-Anlagen

. Tab. 17.5. RLT-Anlagen und ihre Auswirkungen auf die Wundinfektionsraten bei der Hüftgelenkendoprothetik. (Nach Brandt 2005) Wundinfektionsrate [%]

Zahl der Operationen

RLT-Anlage Ja

1,70

31.783

Nein

2,01

2.138

Turbulent

1,52

11.151

Laminar

1,80

20.524

Luftführung

Größe der Zuluftdecke Klein

1,97

5.596

Groß

1,74

14.928

beschrieben, dass zu Nichtbenutzungszeiten die Klimaanlage des OP gänzlich ausgeschaltet werden kann (ÖNORM 1999). Es muss lediglich sichergestellt werden, dass die Anlage rechtzeitig vor OP-Beginn eingeschaltet wird. Eigene Untersuchungen haben dies bestätigt. In einem OP-Saal üblicher Bauweise konnten wir nach einer Viertelstunde nach Einschalten bzw. Umschalten keinen Unterschied mehr in der Partikel- und Keimzahl feststellen (. Abb. 17.2; Dettenkofer et al. 2003). Somit können RLT-Anlagen in OP-Sälen in Zeiten, in denen kein OP-Betrieb stattfindet, komplett abgeschaltet werden; das Hochfahren auf volle Leistung sollte dann eine halbe bis eine Stunde vor OP-Beginn durch das Einschalten ersetzt werden. Die grundsätzliche Verwendung bzw. Notwendigkeit einer RLT-Anlage sowie ihre konstruktive Ausführung begründet sich aus der Möglichkeit, dadurch postoperative Wundinfektionen zu vermeiden. Wie durch eine Erhebung im Rahmen des Krankenhaus-Infektions-SurveillanceSystems (KISS) gezeigt werden konnte, ist die Situation diesbezüglich in Deutschland sehr inhomogen: 4 In jeder 30. OP-Abteilung, in der Gelenkendoprothetik durchgeführt wird, ist keine RLT-Anlage vorhanden. 4 In jeder 8. OP-Abteilung gibt es keinen endständigen Schwebstofffilter, in jeder 4. Abteilung wird keine Zuluftdecke eingesetzt. 4 Zuluftdecken, die kleiner als 3,20×3,20 m sind, finden sich in 7 von 10 OP-Abteilungen.

Die entscheidende Frage dabei ist, sind unterschiedliche Wundinfektionsraten zu verzeichnen? Nach KISS beträgt die durchschnittliche Wundinfektionsrate bei Hüftgelenkendoprothetik 1,72% (n=33.921). Wie durch die Ergebnisse der KISS-Erhebung gezeigt werden konnte, hat weder das Vorhandensein von RLT-Anlagen noch ihre technische Ausführung signifikante Auswirkungen auf die Wundinfektionsraten (. Tabelle 17.5). Zwar ist die Aussagekraft der Erhebung aufgrund der sehr unterschiedlichen Fallzahlen teilweise statistisch nicht eindeutig, jedoch ist eine klare Tendenz erkennbar. Damit kann die Verwendung und die technische Ausführung von RLT-Anlagen im OP gemäß der in . Tab. 17.6 wiedergegebenen Matrix empfohlen werden.

17.4

Überprüfung von RLT-Anlagen

Zur Überprüfung von RLT-Anlagen im Krankenhaus existieren international unterschiedliche Anforderungen: 4 In Deutschland wird eine routinemäßige Überprüfung mit Messung von Partikelzahlen und Luftkeimzahlen im jährlichen Abstand sowie nach Wechsel der Filter und nach Reparaturen mit möglichen hygienischen Auswirkungen empfohlen. 4 Die CDC in den USA empfehlen in ihrer »Guideline for Prevention of Surgical Wound Infections« von 1985, dass eine routinemäßige mikrobiologische Untersuchung der Luft nicht erforderlich ist (Garner 1986; Mangram et al. 1999). 4 In Österreich gilt für die Überprüfung der Schwebstofffilter ein Intervall von 24 Monaten (ÖNORM, 2001). Nach Einbau der Schwebstofffilterelemente muss geprüft werden, ob der Filter dicht auf der Auslassöffnung sitzt und das Filterelement unbeschädigt ist. Diese Prüfung erfolgt durch eine Partikel- und Luftkeimzählung. In Deutschland sollen gemäß der derzeit geltenden Normen folgende hygienische Überprüfungen vorgenommen werden: 4 Partikelzählung, 4 Luftkeimkonzentrationsmessung, 4 Nachweis der Strömungsrichtung,

. Tab. 17.6. Notwendigkeit von RLT-Anlagen aus infektionspräventiver Sicht Keine RLT-Anlage

Konventionelle Luftführung

LF-Luftführung (Zuluftdecke)

2 Filterstufen (zentral F7/F9)

1,20×1,80

3 Filterstufen (zentral/dezentral) (F7/F9/H12)

>1,20×>1,80

≥3,20×≥3,20

Große Implantat-OP

–

–

Ja

Ja

–

–

Kleine Implant-OP

Ja

(Ja)

–

–

–

–

Übrige OPs

Ja

(Ja)

–

–

–

–

Kleine invasive Eingriffe

Ja

–

–

–

–

–

224

Kapitel 17 · Technische Hygiene

4 gegebenfalls Untersuchung des Befeuchterwassers für Luftbefeuchter.

II

Alle Überprüfungen sollen zu folgenden Zeitpunkten durchgeführt werden: 4 bei Erstinbetriebnahme der Anlage (hygienische Abnahmeprüfung), 4 in jährlichen Abständen, 4 nach jedem Wechsel der dritten Filterstufe (Schwebstofffilter), 4 nach Reparaturen mit möglichen hygienischen Auswirkungen. Zusätzlich ist die regelmäßige Kontrolle des Wassers aus Kühltürmen auf Legionellen empfehlenswert. Nach Errichtung der RLT-Anlage muss der ordnungsgemäße Zustand durch eine Abnahmeprüfung bestätigt werden, sie besteht im wesentlichen aus einer Begehung, bei der die aus Sicht der Hygiene kritischen Bauteile inspiziert werden. Bei der hygienischen Abnahmeprüfung von raumlufttechnischen Anlagen wird der allgemeine Zustand der Anlage beurteilt. Sie soll dazu dienen, nicht schon Anlagen . Abb. 17.3a, b. Checklisten des Universitätsklinikums Freiburg. a Abnahme.

a

in Betrieb zu nehmen, bei denen offensichtliche Probleme entstehen können. Diese grundlegende Beurteilung sollte in regelmäßigen Abständen wiederholt werden. Bei den baulichen Gegebenheiten soll dabei insbesondere auf die Inspizierbarkeit der Anlagenbauteile geachtet werden. Grundsätzlich ist die Sauberkeit zu beurteilen und sicherzustellen. Ein anderes Augenmerk sollte den Befeuchtungseinrichtungen gewidmet werden. Hier darf es nicht zu Bildung von Wasserpfützen kommen. Das Gefälle der Befeuchterwanne muss in Richtung des Ablaufs ein sicheres Ablaufen evtl. auftretenden Wassers ermöglichen. Der Überlauf der Befeuchterwanne muss durch einen freien Auslauf an das Abwassersystem angeschlossen sein. Dies dient in der Hauptsache dazu, Gerüche zu vermeiden, aber auch ein potenzielles Zurückwachsen von Wasserkeimen zu verhindern. Grundsätzlich sollte die Krankenhaushygiene schon bei der Anlagenplanung in möglichst frühem Stadium einbezogen werden. Dies dient nicht nur dazu, die Anforderungen und den Anlagenaufbau festzulegen, sondern auch beispielsweise die Anordnung der Ansaugöffnung.

225

17.4 · Überprüfung von RLT-Anlagen

Bei hygienisch wichtigen Bereichen wie Operationsräumen und Intensivstationen kommt zu diesen optischen Inspektionen auch die Kontrolle des Dichtsitzes und der Leckfreiheit der eingebauten Schwebstofffilter. Als Beispiel sind hier die Checklisten des Universitätsklinikums Freiburg für Abnahme und Kontrolle solcher Anlagen aufgeführt (. Abb. 17.3a,b). Neben der Begehung erfolgt die Abnahme in den Bereichen, in denen Schwebstofffilter installiert sind, durch eine Partikelzählung, um die einwandfreie Funktion der Schwebstofffilter zu kontrollieren. Neben der Partikelzählung wird in den Normen zusätzlich noch eine Luftkeimsammlung als routinemäßige Untersuchung für sinnvoll erachtet. Die Luftkeimsammlung bringt für die Kontrolle der Funktion einer RLT-Anlage bzw. eines Schwebstofffilters keine zusätzlich Information außer für die sachgerecht durchgeführte Desinfektion. Zudem liegt das Ergebnis der Luftkeimsammlung erst nach einigen Tagen vor, während die Partikelzahlen sofort beurteilt werden können. Wir empfehlen daher für die Routineüberwachung von RLT-Anla. Abb. 17.3a, b. (Fortsetzung) b periodische Kontrolle raumlufttechnischer Anlagen

b

gen in Räumen mit Schwebstofffiltern – mit Ausnahme der OP-Räume – lediglich die Überprüfung der Schwebstofffilter mittels Partikelzählung. Die Luftkeimsammlung sollte bei spezifischen Fragestellungen (z. B. Klärung von konkreten Infektionen in KMT-Patientenzimmern) angewendet werden.

17.4.1

Partikelzählung

Das Messprinzip der Partikelzählgeräte beruht auf der durch die Partikel hervorgerufenen Streuung von Weißlicht bzw. Laserstrahlen. Das Messvolumen solcher Geräte beträgt zwischen 0,28 und 28 l Luft pro Minute. Der Dichtsitz der Filter kann auch durch Kontrolle an einer Prüfrille vorgenommen werden. Dabei wird der Druckverlust in einem bestimmten Zeitraum in der Prüfrille gemessen. Der Druckverlust dient dann zur Beurteilung des Dichtsitzes. Die Kontrolle der Leckfreiheit und des Dichtsitzes mittels Partikelzählung muss grundsätzlich im eingebauten Zu-

17

226

Kapitel 17 · Technische Hygiene

. Tab. 17.7. Richt- und Grenzwerte für Partikelkonzentrationen. (Nach DGHM 1989) Filterklasse

II

Partikelkonzentration [Partikel ≥0,5 μm] Richtwert

Grenzwert

R (H 13)

400.000

1.000.000

S (H 14)

4.000

10.000

stand der Filter erfolgen. Gemessen werden sollte direkt in der Zuluft unmittelbar nach dem Filter, da in einiger Entfernung vom Filter zu viel Fremdluft angesaugt wird und die gemessene Partikelzahl keine Beurteilung ermöglicht, ob der Filter intakt ist. Die Messung soll zeigen, ob in dem Filter ein Leck vorhanden ist, wobei es nicht erforderlich ist aufzuzeigen, wo das Leck aufgetreten ist. Gemessen werden Partikel mit einem Durchmesser ≥0,5 mm. Die Messanordnung soll so erfolgen, dass das gesamte System überprüft wird. Bei der Interpretation der Richt- und Grenzwerte müssen die Messanordnung und der bauliche Zustand der RLTAnlage mitberücksichtigt werden. In DIN 1946 Teil 4, werden keine Richt- oder Grenzwerte für die Partikelzahlkonzentrationen angegeben. Die Deutsche Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie empfiehlt die in . Tab. 17.7 aufgeführten Anhaltszahlen. Pro Messpunkt sollen 3 Messungen durchgeführt werden. Zur Bewertung der Messungen soll der Mittelwert aus diesen 3 Messungen herangezogen werden. Die Partikelzahlen sollen bei der Erstinbetriebnahme (hygienische Abnahmeprüfung), in jährlichen Abständen und nach Reparaturen, die das Schwebstofffiltersystem betreffen, gemessen werden. Bei RLT-Anlagen, die dem derzeitigen technischen Standard entsprechen, ist von einer Standzeit der Schwebstofffilter von 3–4 Jahren auszugehen, ohne dass es in der Zwischenzeit zu Problemen kommt, entsprechend kann das Messintervall auf 2- bis 3-jährlich verlängert werden. Da diese Messungen jedoch nicht den kontinuierlich einwandfreien Zustand der Schwebstofffilter garantieren können – zwischen den Messintervallen vorkommende Ereignisse werden nicht bemerkt –, ist ihr Sinn fragwürdig. Besser wäre eine kontinuierliche Funktionsprüfung der Schwebstofffilter. Solange ein solches System aber in der OP-Klimatechnik noch nicht etabliert ist, sind periodische Messungen durchzuführen.

17.4.2

Luftkeimkonzentrationsmessung

Für die Überprüfung der Luftkeimzahlen sind mehrere Verfahren geeignet: 4 Sedimentationsverfahren, 4 Filtrationsverfahren, 4 Trägheitsabscheidungsverfahren.

Sedimentationsverfahren Dabei setzen sich die durch die Schwerkraft sedimentierenden Keime auf ausgelegten Kulturplatten oder Schalen ab. Diese Methode eignet sich nur zur orientierenden Untersuchung bei bestimmten gezielten Fragestellungen (z. B. Streuung von S. aureus oder A-Streptokokken ausgehend von einem Träger im OP-Team). Die Methode ist sehr einfach und preiswert (Botzenhart u. Marquart 1991). Die Sedimentationsplatten werden beispielsweise in der Umgebung des Operationstisches, auf dem Boden oder in Operationstischhöhe mit geöffnetem Deckel der Raumluft exponiert. Die Expositionszeit beträgt mindestens 30–60 min. Danach werden die Platten verschlossen und zur weiteren Bearbeitung ins mikrobiologische Labor gebracht. Die Methode erlaubt allerdings keine Angabe über die Konzentration der Keime in der Luft, da nicht abzuschätzen bzw. zu messen ist, in welcher Luftmenge die sedimentierten Luftkeime vorhanden waren. Für die Überprüfung des Dichtsitzes und der Leckfreiheit des Schwebstofffilterelementes ist diese Methode ebenfalls nicht geeignet.

Filtrationsverfahren Bei diesem Verfahren wird die Luft durch Membran- oder Gelatinefilter gesaugt, auf denen die Mikroorganismen abgeschieden werden. Die Probennahmezeit ist hier in der Regel frei einstellbar, sollte allerdings nur einige Minuten betragen, da viele Bakterien den Besaugungsvorgang durch den Filter nur eingeschränkt vertragen (Botzenhart u. Marquart 1991). Die Filter (Porengröße 3 μm, Durchmesser 50 /80 mm) werden aseptisch in den sterilen Filterhalter eingesetzt. Nach dem Luftdurchsatz werden die Filter im mikrobiologischen Labor entnommen und auf geeigneten Nährmedien inkubiert.

Trägheitsabscheidungsverfahren Sie sind die bei der Luftkeimzahlbestimmung am häufigsten angewendeten Methoden. Die angesaugte Luft wird dabei zur Keimabscheidung entweder in eine Flüssigkeit geleitet oder auf feste Nährböden geblasen. Man unterscheidet dabei grundsätzlich Impingement- und Impaktionsverfahren: Bei Impingementverfahren wird die angesaugte Luft durch eine enge Kapillare unter starker Beschleunigung in eine Flüssigkeit eingeleitet, in der die keimbeladenen Partikeln aufgenommen werden. Die Nährlösung muss anschließend rasch im mikrobiologischen Labor weiterverarbeitet werden. Das Impingementverfahren ist für einen hohen Luftdurchsatz und lange Messzeiten geeignet. Die Anwendung ist allerdings sehr aufwendig. Kurzzeitige Keimzahländerungen sind schlecht nachzuweisen (Botzenhart u. Marquart 1991). Dieses Verfahren ist als einziges geeignet, auch Luftkeimbestimmungen von Viren vorzunehmen (Pfirrmann u. vanden Bosche 1994). Für das Impaktionsverfahren sind mehrere Geräte mit unterschiedlichen Methoden im Handel:

227

17.4 · Überprüfung von RLT-Anlagen

4 Zentrifugalsammler: Mit diesem Gerät wird durch ein Flügelrad Luft angesaugt, die Keime werden durch die Zentrifugalkraft auf eine Agarfolie geschleudert, die sich kreisförmig um das Flügelrad legt. Das Gerät fördert 50 l/min. Die Luftmengen sind wählbar bis 100 l. Der Zentrifugalsammler ist einfach und leicht zu bedienen. 4 Schlitzsammler: Eine weitere Methode des Impaktionsverfahrens ist der sog. Schlitzsammler. Mit diesem Gerät wird der angesaugte Luftstrom mit den keimbeladenen Partikeln durch eine aerodynamisch geformte Düse, in der die Geschwindigkeit des Luftstroms stark erhöht wird, auf eine darunter rotierende Agarplatte geleitet. 4 Kaskadenimpaktor: Eine weitere Impaktionsmethode ist der Kaskadenimpaktor (Andersen-Sampler). Das Gerät besteht aus mehreren Impaktorstufen (üblicherweise 6) mit je 400 Bohrungen, deren Durchmesser von oben (>7 mm) nach unten (>1–0,65 mm) abnehmen. Jede Impaktorstufe wird mit einer Agarplatte bestückt. Der Vorteil der Kaskadenkonstruktion ist, dass man die Mikroorganismen geordnet nach ihrem aerodynamischen Äquivalenzdurchmesser auf einzelne Stufen abscheiden kann. Dies lässt Schlüsse auf die Retention der einzelnen Aerosolfraktionen im Atemtrakt zu. Die Luft wird durch eine separat mit einem Schlauch mit dem Impaktor verbundene Pumpe angesaugt. Der Zuluftvolumenstrom beträgt 28,3 l/m3. Der Kaskadenimpaktor liefert von den beschriebenen Messgeräten die genauesten Messergebnisse. Für die Messung der Luftkeimzahlen gilt im Prinzip die gleiche Messanordnung und Durchführung wie für die Partikelzählung, d. h., die Luftkeimzahlen sollen direkt in der Zuluft unmittelbar nach dem Schwebstofffilter gemessen werden. Für die Luftkeimkonzentrationen gibt es nach DGHM die in . Tab. 17.8 angegebenen Anhaltszahlen. Im Gegensatz zur Partikelzählung ist bei der Luftkeimzahlbestimmung nach DIN 1946 Teil 4 nur eine Messung pro Messpunkt erforderlich. In Abhängigkeit von dem Messverfahren lässt natürlich diese einzelne Messung keine aussagefähige Interpretation des Messergebnisses zu. Empfehlenswert wären daher mehrere Messungen pro Messpunkt, wobei man beispielsweise beim Andersen-Sampler davon ausgehen kann, dass zum Erreichen eines relativ kleinen Fehlers (±10%) ca. 16 Messungen notwendig sind.

. Tab. 17.8. Richt- und Grenzwerte für Keimkonzentrationen. (Nach DGHM 1989) Filterklasse

Keimkonzentration [KBE/m³] Richtwert

Grenzwert

R (H13)

4

10

S (H14)

4

10

Für die anderen Geräte, die entsprechend ungenauer arbeiten, müssten daher noch mehr Messungen pro Messpunkt vorgenommen werden. Die Luftkeimzählungen sollen nach DIN 1946 Teil 4 parallel zur Partikelzählung in der gleichen Häufigkeit durchgeführt werden. Für beide Luftuntersuchungen (Partikelzahl- und Luftkeimzahlmessung) ist eine individuelle Interpretation der Ergebnisse unbedingt erforderlich. Konstruktionsbedingt (z. B. nicht endständige Schwebstofffilter, ungenügende Vorfilterung) kann es auch zu Überschreitungen der empfohlenen Grenzwerte kommen, ohne dass dadurch die Funktion der RLT-Anlage fehlerhaft sein muss. Die Filtersysteme haben aufgrund der in der Luft geführten Schmutzpartikel eine begrenzte Lebensdauer. Bei RLT-Anlagen des heutigen Standes der Technik kann man jedoch davon ausgehen, dass die Schwebstofffilterelemente nur ca. alle 3–4 Jahre gewechselt werden müssen. Lediglich bei ungenügender Vorfilterung kann es notwendig werden, sie öfter zu wechseln. Zur Überwachung des optimalen Zeitpunktes für den Wechsel empfiehlt sich der Einsatz von Differenzdruckmanometern; dabei wird der Luftdruck vor bzw. nach dem Filter gemessen und aus beiden Messwerten der Differenzdruck gebildet. Bei Planung bzw. Inbetriebnahme der RLT-Anlage muss aufgrund der Filtercharakteristik der optimale Differenzdruck bestimmt werden, bei dessen Erreichen dann ein Filterwechsel erfolgt. Bei endständigen Schwebstofffiltern wird die Messung des Differenzdrucks gegenüber dem Raumdruck vorgenommen. Die Anordnung des Manometers erfolgt dabei sinnvollerweise nicht z. B. innerhalb des OP-Saals, sondern so, dass es ohne Betreten des Raums ablesbar ist. Heutzutage wird die Druckdifferenz auch durch die zentrale Leittechnik überwacht.

17.4.3

Nachweis der Strömungsrichtung

Der Nachweis der Strömungsrichtung erfolgt mit sog. Rauchprüfröhrchen. Mittels künstlich erzeugten Rauchs kann das Überströmen der Luft an Türen oder sonstigen Undichtigkeiten des Raums oder der Verlauf des Luftstroms im Raum sichtbar gemacht werden. Die Luftströmung muss immer in Richtung von Räumen mit höherer Anforderung an die Keimarmut zu Räumen mit niedrigerer Anforderung an die Keimarmut erfolgen. Die Prüfung der Strömungsrichtungen erfolgt immer bei geschlossenen Türen. Man sollte während der Überprüfung darauf achten, dass alle Türen des OP-Raumes und der angrenzenden Nebenräume geschlossen bleiben. Schon beim Öffnen einer Tür können sich die Strömungsverhältnisse an den anderen Türen verändern. Aus diesem Grund ist auch der Sinn einer solchen Maßnahme in Frage zu stellen. Optimal wäre dieses System, wenn man die Nebenräume durch Überströmen der Zuluft aus dem OP belüften

17

228

II

Kapitel 17 · Technische Hygiene

und nicht mit einer eigenen Zuluft versehen würde. Dabei ist die Installation von sog. Überströmöffnungen erforderlich. Mit dieser Maßnahme wird gewährleistet, dass im eigentlichen OP immer ein Überdruck gegenüber den angrenzenden Räumen gegeben ist.

17.5

Umgang mit RLT-Anlagen

Aufgrund von Bedienungsfehlern und Fehlverhalten kann der ordnungsgemäße Betrieb von OP-Klimaanlagen eingeschränkt sein. Entscheidend ist beispielsweise, wie viele Wärme erzeugende Geräte und wie viele Personen sich im Raum befinden. In Abhängigkeit davon kommt es zu Turbulenzen in der Raumluft, wodurch luftgetragene Keime in das Operationsfeld gelangen können. Ebenfalls entscheidend für Turbulenzen ist die Anzahl und Anordnung der in den Luftstrom ragenden Geräte, wie z. B. OP-Leuchten oder Anästhesieampeln. Aufgrund dieser Störfaktoren ist es fraglich, ob die zurzeit standardmäßig in OP-Abteilungen eingebauten aufwendigen RLT-Anlagen mit Zuluftdecken die Funktion der Reinhaltung des OP-Feldes von kontaminierter Luft überhaupt erreichen können (Scherrer 2002, 2003b). Weitere oftmals festgestellte Fehlverhaltensweisen sind beispielsweise das zu häufige Verlassen und Betreten der OP-Säle während des laufenden OP-Betriebs. So konnte in einer Untersuchung die Bewegungsrate von 0,34–0,7 pro Minute (im Mittel 0,45 pro Minute) festgestellt werden (Bischof et al. 1994). Das bedeutet, ca. alle 2 min hat entweder eine Person den OP-Raum betreten oder verlassen, und durch die Türöffnung wurde ein Schwall Luft in den OP-Raum gefördert. Oft kann man auch beobachten, dass zu viele Personen im OP-Raum anwesend sind. Nicht selten ist auch eine Fehlbedienung der RLT-Anlage, wenn nämlich die Nachtabsenkung des Zuluftvolumenstromes am Morgen vor OP-Beginn nicht rückgängig gemacht wird, sodass die Anlage während der gesamten OP-Dauer mit dem halben Zuluftvolumenstrom gefahren wird. Untersuchungen zeigen, dass hohe Luftwechselzahlen von 20/h in OP-Räumen aus Gründen der Infektionsprophylaxe nicht gerechtfertigt sind (Kruppa u. Rüden 1993, 1996). Ein hygienisch ausreichender Standard kann auch durch geringere Luftwechselzahlen erreicht werden. Allerdings ist zu berücksichtigen, dass aufgrund der im OP-Raum vorhandenen Wärmelast und zur Erhaltung des erforderlichen klimaphysiologischen Zustandes eine Luftwechselzahl von 15/h möglicherweise erforderlich sein kann. Ein Vergleich der Luftkontaminationen zeigte, dass kein wesentlicher Unterschied zwischen einem alten OPRaum mit konventionellen turbulenten Luftauslassöffnungen und einem neuen OP-Raum mit OP-Zuluftdecke nach Laminar-Flow-Prinzip besteht (Hübner et al. 1991; Hansis et al. 1997).

17.6

Legionellenprophylaxe

Legionellen sind ubiquitär vorkommende Wasserkeime; bestimmte Erreger der Gruppe Legionellen können bei bestimmten Risikogruppen eine schwere Pneumonie (Legionellose) hervorrufen, die auch tödlich verlaufen kann. Eine schwächer verlaufende Form dieser Infektion ist das sog. Pontiac-Fieber. Legionellen können auch im Trinkwassersystem vorkommen. Der Übertragungsweg ist dabei das Einatmen von legionellenhaltigem Aerosol, dass in ausreichender Menge in die Alveolen gelangen muss, um dort eine Infektion verursachen zu können (7 Kap. 10). Um das Wachstum von Legionellen in Trinkwassersystemen zu vermeiden, ist eine hydraulisch sorgfältige Planung des Trinkwassernetzes unbedingt erforderlich. Längere Stagnationen müssen vermieden werden. Dies gilt es auch bei der Errichtung bzw. Renovierung von Gebäuden zu beachten. Während der Baumaßnahmen dürfen die Wasserleitungen nicht unnötig lange gefüllt sein, ohne dass eine Abnahme von Wasser erfolgt. Üblicherweise werden derzeit Trinkwassersysteme so aufgebaut, dass die zentralen Warmwasserbereiter bzw. -speicher regelmäßig auf Temperaturen von über 60°C aufgeheizt werden. Durch diese Maßnahme lässt sich das Legionellenwachstum prophylaktisch begrenzen. Die Trinkwasserverordnung schreibt bezüglich der Legionellen eine periodische Untersuchung der zentralen Erwärmungsanlagen auf Legionellenkonzentration vor (in der Regel einmal jährlich), gibt jedoch keine Grenz- oder Richtwerte vor. Darüber hinaus können die zuständigen Gesundheitsämter für bestimmte Risikobereiche eine weitergehende Untersuchung veranlassen. Schwierig ist es dabei, die gefundenen Konzentrationen zu bewerten und daraus folgend die richtigen Maßnahmen zu ergreifen. Sinnvollerweise sollten die Bereiche des Krankenhauses gemäß dem Risikopotenzial der Patienten unterteilt werden. In . Tab. 17.9 finden sich Anhaltspunkte, wie eine solche Bewertung aussehen könnte. Wenn nun tatsächlich Legionellen im Leitungswasser gefunden werden, so steht natürlich eine Sanierung der Trinkwasserleitungen an. Dazu werden derzeit unterschiedliche Methoden angeboten, deren Effektivität jedoch nicht belegt ist (Scherrer 2003a).

17.6.1

Thermische Desinfektion

Die thermische Desinfektion des gesamten Wasserleitungsnetzes wird empfohlen. Dazu ist allerdings erforderlich, dass die Warmwasserbereiter so ausgelegt sind, dass sie entsprechend heißes Wasser zur Verfügung stellen können. Zur erfolgreichen thermischen Desinfektion sind mindestens 70°C für mindestens 3 min erforderlich. Diese Temperatur muss an jeder Entnahmestelle bei geöffnetem Auslass erreicht werden, was in der Praxis kaum machbar ist.

229

17.6 · Legionellenprophylaxe

. Tab. 17.9. Bewertung von Ergebnissen der Leitungswasseruntersuchung im Krankenhaus: Empfehlungen der Arbeitsgruppe Krankenhaushygiene beim Ministerium für Arbeit, Soziales, Gesundheit und Frauen (1996) Bereiche

Legionellen [KBE/ml]

Bewertung

Ohne Risiko (Betreuung von immunkompetenten Patienten, z. B. Allgemeinchirurgie)

Ohne Begrenzung

»Normales Risiko«

Mäßiges Risiko (Betreuung von Patienten mit immunologischer Einschränkung, z. B. Diabetes mellitus, chronische Erkrankung von Leber, Nieren, Lunge und Herz, hohes Alter)

<10

Keine Beanstandung

10–100

Kontrolle jährlicha

>100

Sanierung einleiten

>0

Sanierung einleiten Kontrolle vierteljährlicha

Hohes Risiko (Betreuung von stark immunsupprimierten Patienten mit schweren Grunderkrankungen, z. B. Malignom, Zustand nach Transplantationen) a

Die Frequenz der Kontrollen sollte in Abhängigkeit von den konkreten Gegebenheiten immer mit dem beratenden Krankenhaushygieniker festgelegt werden.

. Tab. 17.10. Personeller, zeitlicher und materieller Aufwand der thermischen Desinfektion. (Nach Linde et al. 1995) Personalbedarf Hygiene und Mikrobiologie

4 Personen

Verwaltung

4 Personen

Pflegedienst

2 Personen

Reinigungsdienst

4 Personen

Technische Zentrale Gesamt

17.6.3

Zeitbedarf 16,5 h

Dienstag 8.00–16.00

8h

Mittwoch 8.00–18.00

10 h

Gesamt

34,5 h

Energiebedarf

12,6 MW

Wasserbedarf

210 m³

Außerdem ist dafür zu sorgen, dass während dieser Zeit keine Person dieses heißes Wasser benutzt, um Verbrühungen zu vermeiden. Diese kann im laufenden Krankenhausbetrieb nur mit einem entsprechend hohen personellen und technischen Aufwand erreicht werden (. Tab. 17.10).

Anstelle von Chlor wird auch Chlordioxid zur Sanierung eingesetzt. Hier müssen die Konzentrationen 50–80 mg/l betragen. Die Einwirkzeiten für das Leitungssystem sollten bei einer Stunde liegen, für die Warmwasserspeicher bei 8 Stunden. Auch der Einsatz als Prophylaxe wird beschrieben. Hierbei sollte eine Konzentration von 0,5 mg/l gewährleistet sein. Auch hier ist die Trinkwasserverordnung zu beachten, die eine zulässige Höchstkonzentration von 0,2 mg/l vorschreibt. In einem Leitungssystem, das Trinkwasser zur Verfügung stellt, – nach Trinkwasserverordnung von 2001 ist dies nicht nur Wasser zum Trinken, sondern auch zur Körperpflege, zum Spülen, Waschen etc. – ist also der Einsatz von Chlordioxidprophylaxe kaum möglich (Srinivasan et al. 2003).

17.6.4 17.6.2

Chemische Desinfektion mit Chlordioxid

8 Personen 22 Personen

Montag 8.00–00.30

nicht benutzt wird, da es kein Trinkwasser mehr darstellt. Eine entsprechende Spülung des Leitungsnetzes nach der Desinfektionsmaßnahme muss ebenfalls durchgeführt werden.

Weitere Varianten der chemischen Desinfektion

Chemische Desinfektion mit Chlor

Auch der Einsatz von Chlor zur Desinfektion von Trinkwassersystemen wird diskutiert. Auch hier muss sichergestellt werden, dass die notwendige Konzentration (Minimum 10 mg/l freies Chlor) an jeder Auslassstelle erreicht wird und eine lange Zeit (1–2 h) einwirken kann. Die Trinkwasserverordnung begrenzt allerdings die zulässige maximale Konzentration von freiem Chlor auf 0,3 mg/l. Deswegen ist Chlor als Mittel der Prophylaxe gegen Legionellen nicht anwendbar, sondern nur zur Sanierung einzusetzen. Hierbei muss dann allerdings auch darauf geachtet werden, dass das Wasser während dieser Zeit

Neben den beiden vorhergehend geschilderten chemischen Desinfektionsverfahren gibt es noch einige weitere Varianten. Zu nennen wären hier die Diaphragmalyse und anodische Oxidation. 4 Bei der Diaphragmalyse wird aus dem Trinkwasser, evtl. unter Hinzugabe von Natriumchlorid (Kochsalz), ein Desinfektionsmittel mittels Elektrolyse hergestellt. Dabei handelt es sich um H2O2, Ozon und Chlor. Dieses Desinfektionsmittel wird dann dem Trinkwassersystem wieder zudosiert. 4 Eine weitere Methode ist die anodische Oxidation. Hierbei wird ebenfalls mittels Elektrolyse das Trink-

17

230

II

Kapitel 17 · Technische Hygiene

wasser oxidiert. Es kommt dann zur Bildung von unterchloriger Säure bzw. zur Bildung von Oxidanzien in der Elektrodengrenzschicht, die dann desinfizierend wirken sollen. Eine Wirksamkeit dieses Verfahrens an weiter entfernten Stellen des Trinkwassersystems ist bisher noch nicht sicher nachgewiesen (Selenka et al. 1995; Senger et al. 1999). > Bei allen chemischen Desinfektionsverfahren ist folgendes zu beachten: 4 Die Desinfektionschemikalie muss alle Einzelzuleitungen erreichen. 4 Das Desinfektionsmittel muss an der Entnahmestelle in ausreichender Konzentration nachgewiesen werden, und die Einwirkzeit muss eingehalten werden. 4 Während der Maßnahme muss sichergestellt werden, dass kein Trinkwasser entnommen wird, wenn die zulässige Konzentration nach Trinkwasserverordnung überschritten wird.

17.6.5

UV-Desinfektion

Auch ultraviolettes Licht kann mit entsprechender Energieund Wellenlänge (mindestens 400 J/m2 bei 245 nm) Legionellen abtöten. Mit einer entsprechenden Anlage kann damit verhindert werden, dass Legionellen ins Trinkwasser gelangen. Damit kann dieses System zur Prophylaxe eingesetzt werden und ist dabei unter Umständen erfolgreich. Allerdings kann es nicht dazu benutzt werden, kontaminierte Systeme zu sanieren, da die UV-Desinfektion nur an ihrem Einsatzort wirkt und nicht peripher gelegene Kontaminationen beseitigen kann. Zur Sanierung ist dieses System dann mit einer zusätzlichen Desinfektion zu kombinieren. Da Legionellen auch innerhalb von Amöben vorkommen können und dann vor der Einwirkung der UV-Strahlung geschützt sind, gibt es Kombinationsanlagen, bei denen der eigentlichen UV-Desinfektion eine Ultraschallbehandlung vorgeschaltet wird. Der Ultraschall soll dann die Amöben zerstören, sodass die Legionellen frei werden und mittels der UV-Desinfektion behandelt werden können (Hall et al. 2003).

17.6.6

Silber-Kupfer-Ionisation

Bei diesem Verfahren wird mittels einer Silber-KupferElektrode eine konstante Menge von Silber und Kupferionen in den Wasserkreislauf abgegeben. Silber und Kupfer sollen dann desinfizierend wirken. Als wirksam notwendige Konzentrationen wurden für Silber ≥40 mg/l, für Kupfer 400 mg/l beschrieben. Für dieses Verfahren werden ganz unterschiedliche Wirksamkeiten berichtet. So gibt es offensichtlich Trinkwassersysteme, bei denen das Verfahren erfolgreich eingesetzt werden konnte, während es andere Systeme gibt, bei

denen keine Wirksamkeit festgestellt wurde (Rohr u. Matthys 1998; Senger et al. 1999). Weder Silber noch Kupfer sind derzeit in Deutschland zur Desinfektion von Trinkwasser zugelassen.

17.6.7

Filtration

> Der Einsatz von Wasserfiltern ist die wichtigste wirksame Methode zur Prophylaxe von Legionelleninfektionen.

Dabei müssen allerdings die Filtersysteme möglichst endständig an den Entnahmestellen angebracht werden. Der Einsatz von Einweg- und Mehrwegsystemen ist möglich. Die Mehrwegsysteme haben den Nachteil, dass der Aufwand des Wechselns, Autoklavierens und Überprüfens der Filterfunktion relativ aufwendig ist, während dies alles beim Einwegsystem entfallen kann. Letztendlich entscheidend ist der wirtschaftliche Aspekt. Aufgrund der hohen Kosten und des höheren Aufwands ist der Einsatz von Filtersystemen nur in Risikobereichen, d. h. für Patienten mit starker Immunsuppression (z. B. KMT-Patienten), sinnvoll.

17.6.8

Grundsätzliche Empfehlungen zur Legionellenprophylaxe

Grundsätzlich können folgende Maßnahmen zur Prophylaxe von Legionellen empfohlen werden: 4 Betrieb des Warmwasserbereiters bei mindestens 60°C 4 Warmwasserrücklauftemperatur 55°C 4 Isolierung der Wasserleitungen (kalt getrennt von warm) 4 Einsatz von Thermostatmischventilen möglichst nah am Auslass (Verbrühungsschutz) 4 Rückbau von Totleitungen 4 Zur Sanierung sind Temperatur, Chlor oder Chlordioxid wirksam (Cave: Grenzwerte der Trinkwasserverordnung beachten!) 4 Einsatz von Wasserfiltern in Bereichen mit stark immunsupprimierten Patienten 4 Reinigen oder Ersetzen von verkalkten oder verschmutzten Armaturen 4 Einsatz von Lamellenstrahlreglern anstatt Siebstrahlreglern 4 Regelmäßige Reinigung von Strahlreglern, insbesondere in Bereichen mit immunsupprimierten Patienten und auf Intensivstationen Darüber hinaus sollten für Bereiche mit stark immunsupprimierten Patienten (Granulozytenzahl <500/ mm3) neben dem Einsatz von Filtersystemen grundsätzliche Umgangsregeln beachtet werden: 4 Kein Kontakt des Patienten mit normalem, unbehandelten Leitungswasser

231 Literatur

4 Nur steriles oder filtriertes Wasser zum Trinken, zur Körper- und Mundpflege 4 Kein Kontakt von (OP-)Wunden, Drainagen oder Eintrittsstellen intravasaler Katheter mit unbehandeltem Leitungswasser 4 Tee zur Durchspülung der Magensonden nur mit abgekochtem Wasser herstellen 4 Wasserführende Geräte nur mit sterilem Wasser füllen 4 Standzeiten wässriger Lösungen max. 8 h

17.6.9

Wasseruntersuchungen auf Legionellen

Da die infektiöse Dosis für eine Legionellose nicht bekannt ist und der Zusammenhang zwischen Kontaminationsgrad und Erkrankungsrisiko ungenügend geklärt ist, fällt die Interpretation von Resultaten von Wasseruntersuchungen auf Legionellen nicht leicht. Trotzdem sollten in kritischen Bereichen regelmäßig Untersuchungen stattfinden; bei positiven Befunden sind die Ergebnisse mit den Abteilungen bzw. Stationen zu besprechen, und mit dem Krankenhaushygieniker sollten Interventionsmaßnahmen festgelegt werden. Folgende regelmäßige Untersuchungen sollten durchgeführt werden: Zentrale Erwärmungsanlagen

Jährlich

Offene Rückkühltürme

Halbjährlich

Geburtsbadewanne

Vierteljährlich

Intensivstationen und Stationen mit stark immunsupprimierten Patienten

Jährlich (jeweils 2 Proben/Station)

Neben diesen regelmäßigen Untersuchungen sind bei lokal gehäuften Auftritten von Erkrankungen bzw. bei einzelnen Erkrankungsfällen gezielte Untersuchungen in Rücksprache mit dem Krankenhaushygieniker durchzuführen.

17.6.10

Legionellen in Rückkühlwerken und Kühltürmen

Da die Kühltürme der Rückkühlwerke von RLT-Anlagen durch Freisetzung legionellenhaltiger Aerosole als Ursache für Legionellosen in Frage kommen können, sind diese Anlagen ebenfalls von hygienischer Bedeutung. Sie dienen dazu, das Kühlwasser für die Kühlregister von RLT-Anlagen abzukühlen, wobei aerosolhaltige Luft in die Atmosphäre freigesetzt wird. In diesem Aerosol können Legionellen enthalten sein. Deshalb ist es aus Gründen der Infektionsprophylaxe erforderlich, in regelmäßigen Abständen Wasser aus den Rückkühlwerken auf Legionellen zu untersuchen. Auf jeden Fall ist es notwendig, die Rückkühlwerke so anzuordnen, dass die Abluft nicht direkt in Gebäude oder

die Ansaugöffnungen von RLT-Anlagen geblasen wird. Als Übertragungsstrecke der Erreger wurden Entfernungen bis zu ca. 30 m festgestellt. In Einzelfällen kann diese Strecke jedoch wesentlich länger, beispielsweise über 150 m oder sogar bis zu 3 km betragen (Schulze-Röbbecke u. Richter 1994; Ishimatsu et al. 2001).

Literatur Arbeitsgruppe Krankenhaushygiene beim Ministerium für Arbeit, Soziales, Gesundheit und Frauen (1997) Maßnahmen gegen Legionelleninfektionen in Krankenhäusern des Landes Brandenburg. Brandenburgisches Ärzteblatt 7: 78–81 Ayliffe GAJ (1991) Role of the environment of the operating suite in surgical wound infection. Rev Infect Dis 13 (Suppl 10): 800–804 Berardi BM, Leoni E (1993) Indoor air climate and microbiological airborne contamination in various hospital areas. Zentralbl Hygiene 194: 405–418 Bischof WE, Sander U, Sander J (1994) Raumlufttechnische Anlagen im Operationsalltag – eine praxisnahe Untersuchung. Zentralbl Hygiene 195: 306–318 Botzenhart K, Marquart K (1991) Lufthygiene. Belebte Inhaltsstoffe. In: Gundermann KO, Rüden H, Sonntag HE (Hrsg) Lehrbuch der Hygiene. G. Fischer, Stuttgart, S 89–96 Brandt C (2005) Persönliche Mitteilung. Institut für Hygiene und Umweltmedizin, Charité – Universitätsmedizin Berlin Dettenkofer M, Scherrer M, Hoch V, Glaser H, Schwarzer G, Zentner J, Daschner F (2003) Shutting down operating theatre ventilation when the theater is not in use: infection control and environmental aspects. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 596–600 Deutsches Institut für Normung (1989) DIN 1946 Teil 4: Raumlufttechnische Anlagen in Krankenhäusern. Beuth, Berlin DGHM (1989) Kommission für Krankenhaus- und Praxishygiene der Sektion Hygiene und Gesundheitswesen (III) der DGHM. Hygienische Abnahmeprüfung und hygienische Kontrollen nach DIN 1946 Teil 4: Raumlufttechnische Anlagen in Krankenhäusern (1988). Bundesgesundheitsblatt 6: 239–241 Garner JS (1986) Guideline for prevention of surgical wound infection. Infect Control 16: 193–200 Geffers C, Gastmeier P, Daschner F, Rüden H (2001) Prävention postoperativer Wundinfektionen. Zentralbl Chirurgie 126: 84–92 Hall KK, Gianneta ET, Getchell-White SI, Durbin LJ, Farr BM (2003) Ultraviolet light disinfection of hospital water for nosocomial legionella infection: a 13-year follow-up. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 580–583 Hambraeus A, Laurell G (1980) Protection of the patient in the operating suite. J Hosp Infect 1: 15–30 Hansis M, Dorau B, Hirner A, Exner M, Krizek L, von Hagen C, Arens S, Herzing H (1997) Änderungen des Hygienestandards und der Infektionsrate in einem neuen Operationstrakt. Hygiene und Medizin 22: 226–238 Hübner J, Habel H, Farthmann EH, Reichelt A, Daschner F (1991) Der Einfluss der Richtlinien des Bundesgesundheitsamtes auf die Luft-, Flächen- und Bodenkeimzahl in einer allgemeinchirurgischen und einer orthopädischen Operationsabteilung. Chirurg 62: S 871–874 Ishimatsu S, Miyamoto H, Hori H, Tanaka I, Yoshida S-I (2001) Sampling and Detection of Legionella pneumophila Aerosols Generated from an Industrial Cooling Tower. Ann Occup Hyg 45: 421–427 Kappstein I (2001) Literaturübersicht über die Bedeutung der Luft als Erregerreservoir im OP-Gebiet. http://www.dgkh.de/cgi-local/ byteserver.pl/pdfdata/leitlinie_kh.pdf Kruppa B, Rüden H (1993) Luftpartikel- und Luftkeimkonzentrationen in Zu- und Raumluft von Operationsräumen mit konventioneller Lüf-

17

232

II

Kapitel 17 · Technische Hygiene

tung bei verschiedenen Luftwechselzahlen. Gesundheits-Ingenieur 114: 74–78 Kruppa B, Rüden H (1996) The influence of various air exchnage rates on airborne particles and microorganisms in conventionally ventilated operating rooms. Indoor Air 6: 93–100 Lattmann E (1998) Klimaphysiologische Anforderungen an RLT-Anlagen im Krankenhaus, insbesondere in Operationsräumen. Diplomarbeit, Fachhochschule Braunschweig-Wolfenbüttel, Fachbereich Versorgungstechnik, Institut für Krankenhausbetriebstechnik Linde HJ, Hengerer A, Voggesberger E, Hecht J, Ehret W, Wolf H (1995) Sanierung von Warmwassersystemen mit Legionellenbefall – Dokumentation eigener Erfahrungen mit thermischer Desinfektion. Zentralbl Hygiene Umweltmed 197: 441–451 Mangram AI, Horan TC, Pearson ML, Silver LC, Jarvis WR (1999) Guideline for prevention of sugical site infection. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 247–278 ÖNORM (1999) ÖNORM H 6020–1: Lüftungstechnische Anlagen in Krankenanstalten – Projektierung, Errichtung und Kontrolle. Österreichisches Normungsinstitut, Wien ÖNORM (2001) ÖNORM H 6020–2: Lüftungstechnische Anlagen in Krankenanstalten – Betrieb, Instandhaltung, technische und hygienische Kontrollen. Österreichisches Normungsinstitut. Wien Pfirrmann A, vanden Bosche G (1994) Vorkommen und Isolierung von humanen Enteroviren aus der Luft von Abfallbeseitigungs- und verwertungsanlagen. Zentralbl Hygiene Umweltmed 196: 38–51 RKI (1997) Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert Koch-Institut, Berufsverband der Deutschen Chirurgen. Anhang zur Anlage zu Ziffern 5.1 und 4.3.3 Anforderungen der Hygiene beim ambulanten Operieren in Krankenhaus und Praxis der Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention. Bundesgeundheitsblatt 40: 361–365 (http://www.rki.de/ cln_011/nn_226780/de/content/infekt/krankenhaushygiene/ kommission/downloads/anhop-rili,templateid=raw,property= publicationfile.pdf/anhop-rili) RKI (2000) Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert Koch-Institut. Anforderungen der Hygiene bei Operationen und anderen invasiven Eingriffen. Bundesgesundheitsblatt 43: 644–648 (http://www.rki.de/cln_011/nn_ 226780/de/content/infekt/krankenhaushygiene/kommission/ downloads/op_rili,templateid=raw,property=publicationfile.pdf/ op_rili) Rohr U, Matthys W, Junge-Matthys E, Pleischl S (1998) Legionellenreduktion in Trinkwasser-Anlagen durch Ag-/Cu-Ionisation – Erfahrungsberichte und Stellungnahme aus 3 Hygieneinstituten. Hygiene und Mikrobiologie 3: 82–85 Scherrer M (2002) Raumlufttechnik im OP. Klinikmanagement aktuell 76: 94–96 Scherrer M (2003a) Trinkwasserverordnung; Reines Wasser. Klinikmanagement aktuell 79: 76–77 Scherrer M (2003b) Hygiene and room climate in the operating room. Min Invas Ther Allied Technol 12: 293–299 Schulze-Röbbecke R, Richter M (1994) Entstehung und Vermeidung von Legionelleninfektionen durch Kühltürme und Rückkühlwerke. Gesundheits-Ingenieur 115: 71–77 Senger M, Selenka F, Rohr U, Turley R, Wilhelm M (1999). Four years of experience with silver-copper ionization for control of legionella in a german university hospital hot water plumbing system. Clin Infect Dis 29: 1507–1511 Selenka F, Rohr U, Völker M (1995) Untersuchung zur Dekontamination eines legionellenbelasteten Warmwasserkreislaufs in einem Krankenhaus unter Einsatz des Tarn-Pure-Verfahrens. Hygiene und Medizin 20: 292–302 Srinivasan A, Bova G, Ross T, Mackie K, Paquette N, Merz W, Perl TM (2003) A 17-month evaluation of a chlorine dioxide water treatment sytem to control legionella species in a hosital water supply. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 575–579

18 18

Das krankenhaushygienische Labor D. Jonas, I. Engels, D. Hartung, E. Schmidt-Eisenlohr, M. Schuhmacher

18.1

Untersuchungen von Flächen – 234

18.1.1 18.1.2 18.1.3 18.1.4

Abklatschmethoden – 234 Abschwemmethode – 234 Probenentnahme – 234 Beurteilung – 235

18.2

Abstrichuntersuchungen

18.3

Wasseruntersuchung aus Geräten – 235

18.3.1 18.3.2

Probenentnahme – 235 Methode – 235

18.4

Untersuchung von sterilen Flüssigkeiten – 236

18.4.1 18.4.2 18.4.3 18.4.4 18.4.5

Probenentnahme – 236 Methode – 236 Membranfiltration – 236 Nährmedienkontrolle – 237 Beurteilung – 238

18.5

Bakteriologische Qualitätsprüfung von Therapeutika – 238

18.5.1 18.5.2 18.5.3

Probenentnahme – 238 Direktbeschickungsmethode – 238 Beurteilung – 239

18.6

Untersuchung von entmineralisiertem Wasser für die Dialyse und von Dialysat – 239

18.6.1 18.6.2 18.6.3

– 235

18.9

Untersuchung von Badewasser aus Therapie- und Bewegungsbecken – 242

18.9.1 18.9.2 18.9.3

Probenentnahme – 243 Methode – 243 Beurteilung – 243

18.10

Untersuchung von raumlufttechnischen Anlagen – 243

18.10.1 18.10.2 18.10.3

Luftkeimzahlbestimmung Beurteilung – 243 Keimzahlbestimmung im Befeuchterwasser – 244 Beurteilung – 244

18.10.4

– 243

18.11

Untersuchungen in der Küche – 244

18.11.1 18.11.2 18.11.3

Probenentnahme – 244 Methode – 244 Beurteilung – 244

18.12

Untersuchungen in der Milchküche – 244

18.12.1 18.12.2 18.12.3 18.12.4

Muttermilch – 244 Pulvernahrung – 245 Methode – 245 Beurteilung – 245

18.13

Probennahme – 239 Methode – 239 Beurteilung – 239

Überprüfung thermischer Desinfektionsverfahren in Reinigungs- und Desinfektionsautomaten – 245

18.13.1 18.13.2 18.13.3

18.7

Untersuchung von Trinkwasser – 239

Testobjekte – 245 Kontamination der Testobjekte Prüfung der Testobjekte nach Desinfektion – 245

18.7.1 18.7.2 18.7.3

Probenentnahme – 240 Bestimmungsmethoden – 240 Spezielle Differenzierungen nach Trinkwasserverordnung – 240 Beurteilung – 241

18.14

Überprüfung thermischerDesinfektionsverfahren in Geschirrspülmaschinen – 245

18.14.1 18.14.2

Kontamination der Testobjekte – 245 Prüfung der Testobjekte nach dem Spülgang – 246

18.7.4

18.8

Nachweis von Legionellen in Wasser – 242

18.15

18.8.1 18.8.2 18.8.3

Probenentahme – 242 Methode – 242 Beurteilung – 242

Überprüfung von Sterilisatoren – 246

18.16

Überprüfung von Endoskopen – 246

– 245

234

Kapitel 18 · Das krankenhaushygienische Labor

Indirekte Abklatschmethode

II

Krankenhaushygienische Umgebungsuntersuchungen sind teilweise routinemäßig, zum anderen Teil nur in besonderen Situationen (z. B. Infektionsausbruch) erforderlich. Da hierfür neben den üblichen mikrobiologischen Methoden aber auch andere Untersuchungsgänge anfallen, soll hier eine Übersicht über diese speziellen Methoden mit praktischen Hinweisen für ihre Durchführung gegeben werden.

18.1

Untersuchungen von Flächen

Abdruckverfahren (sog. Abklatschuntersuchungen) ermöglichen eine orientierende Aussage über den Grad der Kontamination von z. B. Arbeitsflächen, Gegenständen oder Händen des Personals und werden zur Untersuchung von Flächen am häufigsten angewendet. Es gibt dabei verschiedene Verfahren, die aber fast alle auf dem gleichen Prinzip basieren: Eine feste Nähragarfläche wird auf die zu untersuchende Oberfläche aufgedrückt, wobei ein repräsentativer Teil der Keime auf dem Kulturmedium haften bleibt. Eine andere Methode für die Flächenuntersuchung ist die Abschwemmmethode.

18.1.1

Abklatschmethoden

Die Nährböden sollen möglichst flexibel sein, damit auch nicht ganz plane Flächen, z. B. Hände, untersucht werden können. Es werden nach Form und Zusammensetzung unterschiedlich vorgefertigte Nährböden zur Probennahme angeboten.

Rodac-Platten Wegen der besseren Vergleichbarkeit haben sich RodacPlatten (»replicate organism detection and counting«) durchgesetzt. Sie haben einen Durchmesser von 65 mm, tragen auf der Unterseite ein Gitternetz, das die spätere Auswertung erleichtert, und fassen ca. 16 ml Agar, wobei durch die Konstruktion der Kunststoffschale der Nährboden den Schalenrand etwas überragt. Die Kontaktfläche beträgt ca. 21 cm2. Der Vorteil der Rodac-Platten liegt darin, dass der Nährbodenträger als steriles Einmalgut bezogen und mit dem jeweilig benötigten Nährboden beschickt werden kann. Hersteller Heipha Diagnostika, Postfach 1253, 69209 Eppelheim Becton Dickinson GmbH, Postfach 101629, 69006 Heidelberg Api bio Merieux Deutschland GmbH, Postfach 12041, 72602 Nürtingen.

Bei dieser Methode wird die zu untersuchende Oberfläche, die ebenfalls nicht plan sein muss, mit einer sterilen Folie oder einem Klebestreifen (z. B. Tesafilm) abgeklatscht, diese nach einigen Sekunden Kontaktzeit abgezogen und dann auf eine Agarplatte aufgebracht.

18.1.2

Abschwemmmethode

Die Abschwemmmethode (Abstrich- oder Abspülmethode) mit Wattetupfer oder Gummiwischer bzw. mit speziellen Abschwemm- oder Absaugschalen liefert stets eine höhere Keimzahl als die Abklatschmethode, da durch die intensive Bearbeitung der zu untersuchenden Oberfläche auch die in Unebenheiten haftenden Keime mit erfasst werden. Nachteil ist die höhere Variabilität der Befunde.

18.1.3

Probenentnahme

Abklatschuntersuchungen sollen möglichst nur bei glatten Oberflächen angewendet werden. Die Abklatschplatten werden bei der Untersuchung von Flächen von Hand auf den zu untersuchenden Gegenstand schräg aufgesetzt und mit einer Kraft von 200–500 g über 3 s angedrückt. Die Schale darf dabei nicht verschoben werden, weil sonst der Agar beschädigt wird. Bei Abklatschuntersuchungen von Händen wählt man am besten die Innenseite des Mittelund Endgliedes der 2.–4. Finger sowie die Handinnenfläche. Für die routinemäßige Abklatschuntersuchung von Flächen eignet sich am besten Blutagar (Columbia-Agar mit 70% Hammelblut), doch können nach Bedarf auch andere Medien eingesetzt werden (Blut als Zusatz hat auf Desinfektionsmittel einen gewissen Enthemmungseffekt). Für Flächen, die mit Desinfektionsmittel behandelt wurden, muss Nähragar mit Enthemmer (0,5% Tween 80, 0,07% Lecithin, 0,1% Histidin) verwendet werden (. Tab. 18.1). Bei Suche nach besonderen Erregern sollten Spezialabklatschplatten verwendet werden: 4 Staphylokokken: Mannitplatten, 4 Pseudomonaden: Cetrimidplatten, 4 Enterobakteriazeen: MacConkey-Platten, Endoplatten, CLED-Agarplatten. Abklatschkulturen werden 24–48 h bei 36±1°C im Inkubator bebrütet. Bei negativem Befund oder Suche nach Pilzen erfolgt eine weitere Inkubation für mindestens 24 h bei 36±1°C. Danach lässt man die Platten weitere 2–3 Tage bei Zimmertemperatur stehen. Die Abklatschplatten werden hinsichtlich der Keimzahl (quantitativ) und der unterschiedlichen angewachsenen Kolonien (qualitativ) untersucht. Eine genaue Differenzierung der Keime erfolgt nur in ausgewählten Situationen nach laborüblichen Metho-

235

18.3 · Wasseruntersuchung aus Geräten

. Tab. 18.1 Inaktivierungsmittel für einige antimikrobielle Wirkstoffe Inaktivierungsmittel

Antimikrobieller Wirkstoff

Tween 80

Benzylalkohol Dichlorbenzylalkohol Phenylethylalkohol Parahydroxybenzoesäure-Ester Phenolderivate Diphenylthiole Carbanilide

Tween 80 (3%) + Lecithin (0,3%)

Benzamidine Quarternäre Ammoniumverbindungen Dequadin Chlorhexidin

Cystein (0,1%) oder Thioglycolat Histidin (0,5%) Natriumthiosulfat (0,5%)

Schwermetalle in organischer oder anorganischer Verbindung, z. B. Organoquecksilberverbindungen, Arsenverbindungen Formaldehyd und Formaldehydabspalter Jod, Jodophore u. a. Halogene

den. Bei speziellen Fragestellungen werden evtl. auch Typisierungen (z. B. Serotypisierungen, Lysotypie, oder molekularbiologische Methoden wie die Pulsed-field-Gelelektrophorese (PFGE) durchgeführt.

Der Nachteil besteht darin, dass nur eine qualitative Aussage möglich ist. Die mit steriler physiologischer Kochsalzlösung oder Bouillon angefeuchteten sterilen Wattestäbchen werden in Bouillon (Casein-Soja-Bouillon) gegeben oder auf einen Nähragar ausgestrichen. Falls die Abstriche nicht innerhalb von 2–3 h verarbeitet werden können, müssen die Wattestäbchen in geeigneten Transportmedien aufbewahrt werden. Wenn mit Desinfektionsmittelrückständen gerechnet werden muss, müssen der Bouillon oder den Agarplatten Enthemmer zugesetzt werden (. Tab. 18.1).

18.3

Die Wasserreservoire von Beatmungsgeräten, Verneblern, O2-Sprudlern oder Inkubatoren müssen kontaminationsfrei mit sterilem Aqua destillata befüllt werden. Routinemäßige Untersuchungen sind somit nicht sinnvoll. In speziellen epidemiologischen Situationen (Ausbruch) kann es jedoch erforderlich sein, Wasserproben aus solchen Geräten zu untersuchen.

18.3.1 18.1.4

Beurteilung

Die Angabe der Gesamtkeimzahl ist obligatorisch und kann auf die Gesamtfläche der Rodac-Platte (ca. 21 cm2 oder 16 cm2) bezogen werden. Die 16 cm2 sind auf dem Boden der Kunststoffträger als 4×4 cm2 kleine Quadrate markiert. Zur Befundung können die Bakterienkoloniezahlen auch folgendermaßen definiert werden: + + + +: massenhaft (Rasenwachstum), + + +: reichlich (>51 Kolonien), + +: mäßig (16–50 Kolonien), +: wenig (6–15 Kolonien), (+): vereinzelt (1–5 Kolonien). Meist erfolgt je nach Fragestellung neben einer quantitativen auch eine qualitative Beurteilung. Potenziell pathogene Keime (z. B. Enterobakteriazeen, Pseudomonaden und S. aureus) sollten differenziert und in dem Befund mit angegeben werden. Nur auf besondere Anforderung hin ist die Differenzierung aller auf den Abklatschplatten gewachsenen Keime erforderlich und sinnvoll.

18.2

Abstrichuntersuchungen

Tupferabstriche müssen überall dort verwendet werden, wo man geformte Nährböden nicht einsetzen kann, z. B. an Endoskopöffnungen oder an Ecken, Kanten und Fugen.

Wasseruntersuchung aus Geräten

Probenentnahme

Die Probenmenge muss repräsentativ für die Gesamtflüssigkeitsmenge sein, z. B. ca. 20 ml aus Verneblern oder 100 ml bei Inkubatoren. Die Proben werden unter aseptischen Kautelen, z. B. mit steriler Spritze, entnommen.

18.3.2

Methode

Die Proben werden entsprechend der Trinkwasseruntersuchung sowohl ausgespatelt als auch filtriert. Die Membranfiltration mit dem Vakuumfiltrationsgerät (7 18.4.3) kann bei Probenvolumina von 5–20 ml durch ein anderes Filtrationsverfahren ersetzt werden. Bei diesen kleinen Filtratmengen kann man direkt an die Einwegspritzen Filtrationsvorsätze stecken (z. B. Swinnex-Scheibenfilterhalter (25 mm Durchmesser), SXOO 02500, Fa. Millipore), die mit Filtermembranen GSWPO 2500 zu bestücken sind. Die Flüssigkeit wird mit Hilfe des Spritzenkolbens durch das Filter gedrückt. Die Membran entnimmt man aseptisch dem aufschraubbaren Filterhalter und legt sie luftblasenfrei auf einen Nährboden (zur Auswahl der Nährmedien, der Inkubationsdauer und -temperatur 7 18.7.2). Die Proben müssen mindestens Trinkwasserqualität haben (7 18.7.4).

18

236

Kapitel 18 · Das krankenhaushygienische Labor

18.4

II

Untersuchung von sterilen Flüssigkeiten

Sterile Flüssigkeiten müssen z. B. bei der Endproduktkontrolle für Arzneimittel, Infusionslösungen oder Blutplasma untersucht werden. Die in der Routine üblichen mikrobiologischen Nachweismethoden erfassen aufgrund der Nährbodenwahl und der Inkubationszeit nur die üblichen schnell wachsenden Bakterien. Langsam wachsende Keime, wie Mykobakterien, entziehen sich dem Nachweis. Sollen auch diese erfasst werden, müssen sich zusätzliche Prüfungsverfahren anschließen.

18.4.1

Probenentnahme

Eine Sterilitätsüberprüfung muss bei jeder neuen Charge vorgenommen werden (. Tab. 18.2).

18.4.2

Methode

Bei der Sterilitätsprüfung ist das Arbeiten unter einer Laminar-Flow-Einheit (mit Vertikalströmung) erforderlich, um eine Kontamination von außen auszuschließen. Je nach Flüssigkeitsmenge des Prüfprodukts kann zwischen der Membranfiltration (7 18.4.3) oder einer Direktbeschickungsmethode (7 18.5.2) gewählt werden. Die erforderliche Probenmenge für Parenteralia entspricht nach Ph. Eur. 4.6 der Füllmenge bei Flüssigkeiten (. Tab. 18.3).

18.4.3

Membranfiltration

Verwendbar zur Sterilitätsprüfung sind wiederverwendbare Vakuumfiltrationssysteme oder geschlossene Einwegsysteme. Wiederverwendbare Vakuumfiltrationsgeräte sollen beim Filtrieren steriler Flüssigkeiten mit einem Deckel mit Luftansaugfilter versehen sein (z. B. Schleicher & Schüll MV050/0/08). Als Filterscheiben (50 mm Durchmesser) mit einer maximalen Porengröße von 0,45 μm eignen sich für wässrige und ölige Lösungen Membranen aus Zellulosenitrat, für Lösungen mit hohem Ethanolgehalt solche aus Zelluloseazetat. Zur Senkung der Viskosität von öligen Lösungen können diese vor dem Filtrieren mit einem geeigneten Mittel (z. B. mit Isopropylmyristat) verdünnt werden. Nach Abschluss der Filtration des Prüfprodukts wird bei öligen Lösungen und, falls sonst erforderlich, das Filter mit 300 ml Membranfilterwaschbouillon (z. B. Merck, Artikel 5286) nachgespült, um antibakteriell wirksame Substanzen auszuwaschen. Das Membranfilter wird unter aseptischen Bedingungen aus dem Filterhalter entnommen, in 2 Teile zerschnitten und je eine Hälfte in Thioglykolatbouillon, die andere Hälfte in Caseinpepton-SojapeptonBouillon (CSB) eingelegt. Die Inkubationdauer soll 14 Tage betragen, die Inkubationstemperatur für CSB 25±1°C, für Thioglykolatbouillon 36±1°C.

Filtration mit geschlossenen Einwegfiltrationssystemen Diese Einwegfiltrationsgeräte – z. B. Millipore-Steritestsysteme für Infusionsflaschen (TLHA LV210), für Fläschchen

. Tab. 18.2. Mindestprobenzahl für die Prüfung auf Sterilität nach Ph. Eur. 4.6 (European Pharmacopoeia 2002, Suppl. 4.6) Anzahl der Behältnisse je Charge

Mindestprobenzahl für die Prüfung auf Sterilitäta

Parenteralia ≤100

10% der Behältnisse, jedoch mindestens 4 Behältnisse; stets die größere Anzahl

>100, jedoch ≤500

10 Behältnisse

>500

2% der Behältnisse, jedoch höchstens 20 Behältnisse; stets die kleinere Anzahl

Ophthalmika und andere nicht zur Injektion bestimmte Zubereitungenb ≤200

5% der Behältnisse, jedoch mindestens 2 Behältnisse; stets die größere Anzahl

>200

10 Behältnisse

Chirurgisches Nahtmaterial und Catgut-Nahtmaterial

2% der Charge, jedoch mindestens 5 Packungen; stets die größere Anzahl, aber höchstens 20 Packungen

Feste Stoffe als Bulkprodukte ≤4

Jedes Behältnis

>4, jedoch ≤50

20% der Behältnisse, jedoch mindestens 4 Behältnisse; stets die größere Anzahl

a Falls der Inhalt eines Behältnisses für die Beimpfung beider Nährmedien (aerob/anaerob) ausreicht, gibt diese Spalte die benötigte Behältnisanzahl für beide Medien gemeinsam an. b Wird das Produkt in Einzeldosisbehältnissen in den Handel gebracht, so ist nach dem für Parenteralia aufgezeigten Schema zu verfahren.

237

18.4 · Untersuchung von sterilen Flüssigkeiten

. Tab. 18.3. Probenmengen für die Sterilitätsprüfung nach Ph. Eur. 4.6 Art der Zubereitung

Mindestprobenmenge für jedes Nährmedium

Flüssigkeiten <1 ml

Gesamtinhalt eines Behältnisses

≥1 ml, aber ≤40 ml

Die Hälfte des Inhalts, jedoch mindestens 1 ml

>40 ml, aber ≤100 ml

20 ml

>100 ml

10% des Inhalts, jedoch mindestens 20 ml

Flüssige Antibiotika Sonstige in Wasser oder Isopropylmyristat lösliche Zubereitungen Unlösliche Zubereitungen, Cremes, Salben nach Suspension oder Emulsion

1 ml Gesamtinhalt, jedoch mindestens 200 mg Gesamtinhalt, jedoch mindestens 200 mg

Feststoffe <50 mg

Gesamtinhalt

≥50 mg, aber <300 mg

Die Hälfte des Inhalts, jedoch mindestens 50 mg

≥300 mg, aber ≤5 g

150 mg

>5 g

500 mg

Chirurgisches Nahtmaterial

(TSHA LV210) oder für Ampullen und Plastikbeutel (TTHA LA210) – sind in sich vollständig geschlossen. Über Schlauchleitungen wird die Probe mit Hilfe einer Schlauchpumpe gleichmäßig in 2 Filtrationskammern gepumpt. Hat die Prüfflüssigkeit vollständig die am Boden der Filtrationskammern integrierten Filtermembranen (0,45 μm Porengröße) passiert, werden die Kammern mit den Anreicherungsmedien (Thiogykolatbouillon und CSB) gefüllt. Enthält die Prüfflüssigkeit antimikrobielle Substanzen (z. B. Konservierungsstoffe, Antibiotika), wird das Filter vor dem Auffüllen mit der Anreicherungsbouillon mit 300 ml Waschbouillon durchgespült. Die Bebrütung erfolgt in den Testsystemen für 14 Tage, bei 30–35°C für Thioglycolatbouillon und 20–25°C für CSB. Nur bei auftretender Trübung wird aus der Anreicherungsbouillon mit einer Einwegspritze am Schlauchabschnitt aseptisch ein Probe entnommen und auf 2 Blutagarplatten ausgeimpft. Die Bebrütung unter aeroben und anaeroben Bedingungen erfolgt für 48–72 h bei 36±1°C. Ist eine Trübung durch das Prüfprodukt selbst bedingt, sodass ein mikrobielles Wachstum nach 14 Tagen visuell nicht beurteilt werden kann, werden geeignete Mengen des Nährmediums in frische Gefäße mit dem gleichen zubereiteten Nährmedium übertragen. Die Bebrütungszeit des ursprünglichen und des neu überimpften Gefäßes wird über insgesamt mindestens 14+7 Tage fortgesetzt, von der ursprünglichen Beimpfung gerechnet (Ph. Eur. 4).

18.4.4

Nährmedienkontrolle

Die gebrauchsfertigen Nährlösungen müssen vor Verwendung oder parallel zur Untersuchung auf Sterilität über-

3 Proben eines Fadens, jeweils 30 cm lang

prüft werden. Dazu müssen die Nährmedien 14 Tage bei 30–35°C (Bakterien) bzw. bei 20–25°C (Pilze) bebrütet werden. Ein mikrobielles Wachstum darf nicht nachweisbar sein.

Prüfung auf Eignung des Mediums für aerobe und anaerobe Bakterien sowie Pilze Bei jeder neuen Nährbodencharge (abgepackte Trockennährböden) werden mit geringen Keimeinsaaten Wachstumskontrollen durchgeführt. Ein Nährmedium gilt dann als tauglich, wenn es das Wachstum von 10–100 lebensfähigen Mikroorganismen gewährleistet. Zur Überprüfung der Thioglykolatbouillon sind zur Kontamination folgende Spezies empfohlen (Ph. Eur. 4.6): 4 Staphylococcus aureus ATCC 6538 (CIP 4.83, NCTC 10788, NCIMB 9518), 4 Clostridium sporogenes ATCC 19404 (CIP 79.3), 4 Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 (NCIMB 8626, CIP 82.228). Die Überprüfung der Caseinpepton-Sojapepton-Bouillon erfolgt pro Gefäß mittels 10–100 KBE folgender Spezies: 4 Aspergillus niger ATCC 16404, 4 Bacillus subtilis ATCC 6633 (CIP52.62, NCIMB 8054), 4 Candida albicans ATCC 2091 (IP 48.72; ATCC 2091; IP 1180.79). Thioglykolatbouillon wird bei 30°C–35°C, CaseinpeptonSojapepton-Bouillon bei 20°C–25°C bebrütet. Die Inkubationsdauer beträgt 3 Tage bei den Ansätzen mit Bakterien, 5 Tage bei denen mit Pilzen. Es ist jeweils nur ein Testkeim jeder Spezies zur Nährmedienkontrolle zu verwenden. Eine einfache Bezugsquelle dieser Teststämme sind Einmal-

18

238

II

Kapitel 18 · Das krankenhaushygienische Labor

impfösen mit gefriergetrockneten Keimen (Culti-Loops, Oxoid GmbH, Wesel).

der Füllmenge im Probenbehälter. Nach Ph. Eur. 4.6 gelten die in . Tab. 18.3 gelisteten Mindestprobenmengen.

Wachstumskontrolle in Anwesenheit des Prüfobjektes

18.5.2

Auch in Anwesenheit des Prüfobjekts (z. B. eines Membranfilters, Arzneimittels etc.) darf das Bakterienwachstum nach Kontamination mit den ≤100 lebensfähigen Keimen nicht geringer ausfallen als in Abwesenheit des Prüfobjekts. Diese Wachstumskontrolle sollte für jede Rezeptur einmalig durchgeführt werden. Die Prüfung wird unter Anwendung des gleichen Verfahrens durchgeführt, das zur Sterilitätsüberprüfung des Prüfprodukts verwendet wird (Membranfiltration oder Direktbeschickung). Bei der Membranfiltermethode wird der letzten Portion der sterilen Verdünnungsflüssigkeit zum Spülen des Filters eine kleine Menge vermehrungsfähiger Mikroorganismen (≤100 KBE) zugesetzt. Es gilt für die Kontamination der Nährmedien in Anwesenheit des Prüfobjekts dieselbe Auswahl an Testkeimen, Inkubationszeit und Bebrütungstemperatur wie bei der Nährmedienkontrolle (7 oben) in Abwesenheit des Prüfobjekts.

18.4.5

Beurteilung

Sind bei Sterilprodukten Bakterien nachweisbar, muss sich zur Befundbestätigung eine Wiederholungsprüfung anschließen. Ist bei dieser kein Keimwachstum vorhanden, so kann das Prüfobjekt als steril gelten. Findet sich dagegen bei der zweiten Untersuchung der gleiche Befund wie bei der ersten, so ist die Prüflösung als unsteril anzusehen. Werden bei der Wiederholungsuntersuchung andere Keime als bei der ersten Untersuchung isoliert, muss sich eine zweite Wiederholungsprüfung mit doppelter Probenzahl anschließen.

18.5

Bakteriologische Qualitätsprüfung von Therapeutika

Eine primäre bakterielle Verunreinigung von Therapeutika (Flüssigkeiten, Öle, Pulver, Cremes, Salben, feste Körper) kann durch unzureichende Konservierung oder Sterilisation der Präparate bedingt sein. Im klinischen Alltag spielen allerdings Sekundärkontaminationen eine größere Rolle.

18.5.1

Probenentnahme

Die Prüfobjekte werden unter aseptischen Bedingungen, z. B. mit steriler Pipette, sterilem Spatel oder steriler Pinzette, direkt in das Nährmedium eingebracht (Direktbeschickungsmethode). Die Probenmenge richtet sich nach

Direktbeschickungsmethode

Das Verhältnis Prüfobjekt zu Nährmedium sollte bei flüssigen Stoffen 1:10, bei festen Stoffen 1:100 betragen. Bei Verbandsstoffen, Nahtmaterial und ähnlichem muss das Nährmedium die Proben vollständig bedecken. In der Regel genügen 20–150 ml. Als Nährbouillon verwendet man zum Nachweis von aeroben Bakterien CSB, zum Nachweis von Anaerobiern Thioglykolatbouillon. Besteht bei den Untersuchungsmaterialien der Verdacht auf antimikrobielle Wirksamkeit, müssen den Nährmedien geeignete Enthemmersubstanzen bzw. Inaktivierungsmittel zugesetzt werden. Da es nicht immer leicht zu ermitteln ist, welche Inaktivierungssubstanz für das Prüfobjekt erforderlich ist, und es auch labortechnisch zu aufwändig wäre, für die unterschiedlichen Untersuchungsmaterialien jeweils eine eigene Enthemmerbouillon vorrätig zu haben, kann man als »Universalenthemmerbouillon« folgende Zusammensetzung wählen: CSB-Trockensubstanz mit Zugabe folgender Enthemmer in der Endkonzentration: 4 3% Tween 80 (= Polysorbat), 4 0,1% Histidin, 4 0,3% Lecithin, 4 0,5% Natriumthiosulfat. Die Bestandteile in Aqua destillata lösen und autoklavieren. Das Natriumthiosulfat aber erst nach Abkühlen auf <50°C als sterile Lösung dazugeben. Tween 80 bewirkt neben der Inaktivierung von antimikrobiellen Substanzen bei Salben, Cremes und Ölen auch eine Emulgierung. Alternativ ist es auch möglich, vor dem Einbringen in das Nährmedium die Cremes und Salben mit einem geeigneten Emulgator in gepufferter Natriumchloridlösung im Verhältnis 1:100 zu emulgieren. Die Bebrütung der Nährmedien erfolgt zum Nachweis von Bakterien bei 30–35°C, zum Nachweis von Pilzen bei 20–25°C. Als Inkubationszeit sollten mindestens 7 Tage, bei Sterilitätsüberprüfungen mindestens 14 Tage eingehalten werden. Während der Bebrütungszeit ist tägliches Aufschütteln der Gefäße bzw. Röhrchen erforderlich. Bei Thioglykolatbouillon darf nur vorsichtig geschüttelt werden, um das anaerobe Milieu aufrechtzuerhalten. Am 3. und 5. Tag werden die Anreicherungsmedien auf Agarplatten ausgeimpft. Bei Keimwachstum schließt man weitere Subkulturen und Differenzierungen über Selektivplatten sowie sog. »bunte Reihen« an. Wird eine semiquantitative bakteriologische Auswertung eines Prüfobjekts gewünscht, so wird nach Einbringen des Präparates in das Kulturmedium und ggf. nach 20-minütiger Einwirkung mit den Inaktivierungssubstanzen eine

239

18.7 · Untersuchung von Trinkwasser

definierte Menge der Bouillon (z. B. 100 μl) auf einer Agarplatte ausgespatelt. Zusätzlich erfolgt eine weitere Bebrütung des Prüfobjekts im Kulturmedium zur qualitativen Beurteilung.

werden. Ist dies nicht möglich, können die Proben im Kühlschrank maximal 24 h aufbewahrt werden.

18.6.2 18.5.3

Beurteilung

Arzneimittelkategorie 1. Bei Produkten, die als steril deklariert werden, z. B. Augenpräparaten, darf kein Keimwachstum nachgewiesen werden. Nach Ph. Eur. werden diese Produkte in der Arzneimittelkategorie 1 zusammengefasst. Sollte Bakterienwachstum auftreten, so schließen sich ein oder mehrere Kontrolluntersuchung an (7 18.4.5). Arzneimittelkategorie II. Präparate, die zur topischen oder lokalen Anwendung, z. B. auf der Haut, in Nase, Rachen oder Ohr, aufgetragen werden, müssen nicht steril sein. Eine Gesamtkeimzahl an Bakterien und Pilzen von 102 KBE pro 1 g bzw. pro 1 ml darf aber nicht überschritten werden. Enterobakteriazeen, P. aeruginosa und S. aureus dürfen nicht nachgewiesen werden. Arzneimittelkategorie III. In diese Kategorie gehören Präparate zur oralen oder rektalen Anwendung. Bei diesen Zubereitungen gelten folgende Keimzahlen als Grenzwerte für vermehrungsfähige Keime pro g bzw. pro Milliliter: 103 KBE bei aeroben Bakterien und 102 KBE Pilze. E. coli darf nicht vorhanden sein. Lassen sich natürliche Ausgangsstoffe solcher Zubereitungen nicht antimikrobiell vorbehandeln, gelten als Grenzwerte 104 KBE bei aeroben Bakterien, 102 Enterobakteriazeen sowie 102 KBE bei Hefen und Schimmelpilzen. Dabei dürfen E. coli, Salmonellen und S. aureus nicht vorhanden sein. Arzneimittelkategorie IV. Präparate, die lediglich aus pflanzlichen Drogen bestehen, dürfen, wenn ihnen vor der Anwendung siedendes Wasser zugesetzt wird, höchstens 107 KBE aerobe Bakterien, 102 E. coli bzw. 105 KBE Pilze pro 1 ml oder 1 g aufweisen. Solche Mittel, denen nicht vorher siedendes Wasser zugesetzt wird, dürfen höchstens 105 KBE aerobe Bakterien, 104 KBE Pilze und keine E. coli oder Salmonellen enthalten.

18.6

18.6.1

Untersuchung von entmineralisiertem Wasser für die Dialyse und von Dialysat Probennahme

Die Häufigkeit der Untersuchungen von entmineralisiertem Wasser (E-Wasser) und Dialysierflüssigkeit bzw. Dialysat sowie die Abnahmestellen sind in 7 Kap. 29 beschrieben. Die Proben sollen innerhalb von 30 min verarbeitet

Methode

Quantitative Untersuchung Routinemäßig ist nur eine quantitative Untersuchung mit Spatel- oder Membranfiltrationstechnik unter Verwendung von Blutagarplatten und Sabouraud-Platten notwendig. Üblicherweise werden 0,1 ml Flüssigkeit ausgespatelt und mindestens 30 ml bis maximal 100 ml filtriert. Das Filter wird mit einer sterilen Schere unter aseptischen Bedingungen halbiert und je eine Hälfte auf eine Blutplatte bzw. Sabouraud-Platte gelegt. Die Bebrütung erfolgt für 48–72 h bei 36°C bzw. 20°C.

Qualitative Untersuchung Eine qualitative Analyse mit Ausdifferenzieren der Erreger ist nur bei spezieller Fragestellung bzw. nach Auftreten von Schüttelfrost oder Fieber beim Dialysepatienten notwendig. Hierfür muss mindestens 1 l der Dialysierflüssigkeit, unmittelbar vor Eintritt in den Dialysator entnommen, filtriert und untersucht werden. Dabei sollen die Proben auch auf atypische Mykobakterien (»Mycobacterium chelonei-like organisms«, MCLO) untersucht und die Platten deshalb mindestens 14 Tage bebrütet werden. MCLO wachsen in der Regel nach 7–14 Tagen als nichtpigmentierte Kolonien (rau oder glatt) auf der MacConkey-Platte.

18.6.3

Beurteilung

Als maximal zulässige Keimzahl gilt für die E-Wasserprobe 100 KBE/ml (deutschsprachige Literatur) bzw. 200 KBE/ml (angelsächsische Literatur), für das Dialysat 1000 KBE/ml (deutschsprachige Literatur) bzw. 2000 KBE/ml (angelsächsische Literatur). Nach Ausspateln dürfen somit maximal 10 (20) KBE pro Agarplatte im E-Wasser bzw. 100 (200) KBE im Dialysat angewachsen sein. Bei höheren Keimzahlen wird die Untersuchung wiederholt. Es ist sinnvoll, bei der Befundung zusätzlich den Vermerk »Probe entspricht den Qualitätsanforderungen« anzugeben.

18.7

Untersuchung von Trinkwasser

> Trinkwasser muss so beschaffen sein, dass eine Schädigung der menschlichen Gesundheit ausgeschlossen ist. Auf die bakteriologische Wasserqualität bezogen heißt das: Jedes Trinkwasser muss frei sein von Krankheitserregern.

Man beschränkt sich in der Regel auf den bakteriologischen Nachweis, da virologische Untersuchungen für die Routine zu aufwendig wären. Nach der Trinkwasserverordnung 2001 (Anlage 4, Abs. II) ist je eine jährliche Untersuchung

18

240

II

Kapitel 18 · Das krankenhaushygienische Labor

pro Abgabe von 30.000 m3 Wasser erforderlich. Die Untersuchungszahl kann auf ein Drittel gesenkt werden, wenn es während 4 Jahren keinen Grund zur Beanstandung gab. In Krankenhäusern genügen Stichproben. Zusätzlich ist hier Wasser aus zentralen Warmwasseraufbereitungsanlagen auf Legionellen zu untersuchen. Vom Gesundheitsamt angeordnete Untersuchungen können nur von entsprechend akkreditierten Laboratorien durchgeführt werden. Aus krankenhaushygienischer Sicht können jedoch Untersuchungen in Risikobereichen oder bei vermuteten Ausbrüchen von durch Wasser übertragenen Infektionen angezeigt sein, ohne dass diese von akkreditierten Probennehmern oder Untersuchungseinrichtungen durchgeführt werden müssen.

18.7.1

Probenentnahme

Zur bakteriologischen Untersuchung soll Leitungswasser vor Probenentnahme ca. 5 min laufen bzw. bei Legionellenuntersuchungen die ersten 5 l verworfen werden. Man füllt 200–750 ml Wasser kontaminationsfrei in sterile, gut verschließbare Glas- oder Plastikgefäße. Zum Binden freien Chlors sind pro Liter mindestens 2 mg Natriumthiosulfat vorzulegen. Um Keimwachstum in den Wasserproben zu verhindern, werden die Proben bis zur Verarbeitung kühl aufbewahrt. Die kulturelle Anlage soll innerhalb von 12 h erfolgen.

18.7.2

Bestimmungsmethoden

Quantitative Bestimmung Bestimmung der Koloniezahl mittels Plattengußverfahren (EN ISO 6222: 1999). Hierzu wird Hefeextraktagar in Reagenzgläsern vor Gebrauch geschmolzen, abgekühlt und bei 45±1°C im Wasserbad aufbewahrt. Für Verdünnungen wird Peptonwasser verwendet. In Petrischalen werden 100 μl und 1000 μl Probe pipettiert und der flüssige Agar (15 –20 ml) zugegeben. Dies wird durch leichte Drehbewegung vorsichtig gemischt. Nach Verfestigung des Agars wird ein Ansatz bei 36±2°C für 44±4 h und ein weiterer Ansatz bei 22±2°C für 68±4 h inkubiert. Anschließend werden die Kolonien ausgezählt und die koloniebildenden Einheiten je 1 ml Probe berechnet. Bei mehr als 300 Kolonien werden auf den Platten, die mit der höchsten Verdünnungsstufen beimpft wurden, die Ergebnisse als >300 angeben. Sind keine Kolonien auf den Platten gewachsen, wird das Ergebnis als »nicht nachgewiesen in 1 ml« angeben.

Spatelmethode (semiquantitativ und qualitativ) Nach gutem Durchmischen wird 0,1 ml der Wasserprobe mit Hilfe eines Drigalski-Glasspatels auf der Oberfläche einer Agarplatte gleichmäßig verteilt. Der Spatelvorgang soll

erst beendet werden, wenn die Flüssigkeit voll vom Agar aufgenommen ist, damit nicht zu viele Keime am Spatel zurückbleiben. Als Nährmedien verwendet man Blutagar oder DST-Agar (evtl. auch MacConkey-Agar). Die Inkubationszeit beträgt für den einen Ansatz 48 h bei 36±1°C und für den anderen Ansatz 72 h bei 22°C±2°C. Gegebenenfalls werden weitere Nährböden zur anschließenden Differenzierung verwendet, z. B. Endoagar speziell für E. coli (Inkubationszeit 24–48 h bei 43°C). Die untere Nachweisgrenze bei 0,1 ml Proben liegt bei 10 KBE/ml.

Spiralplattenmethode (semiquantitativ und qualitativ) Eine definierte Flüssigkeitsmenge (37 μl oder 92 μl) wird mit einem Präzisionsdispenser spiralförmig vom Zentrum zum Rand einer Agarplatte verteilt. Bei gleicher Flüssigkeitsabgabe entsteht eine unterschiedliche Flüssigkeits- und damit Keimverteilung auf der Agarplatte, wodurch ein Verdünnungseffekt von bis zu 1:10.000 erzielt wird. Die untere Nachweisgrenze beim Spiralplater beträgt 10 KBE/ml, die obere Nachweisgrenze 105 KBE/ml. Ausgezählt werden bestimmte Areale einer Agarplatte, die mit einem Faktor multipliziert die Keimzahl pro Milliliter ergeben (Spiralplattenapparat, H.J. Meintrup, Am Schuldenhof 7, 49774 Lähden).

Membranfiltration (quantitativ und qualitativ) Mittels Unterdruck (z. B. Fa. Schleicher & Schüll, Vakuumfiltrationsgerät MVo5o/o) werden 100 ml der gut durchmischten Wasserprobe durch eine Zellulosemembranfilterscheibe gesaugt (Porengröße des Filters 0,2–0,45 μm, Durchmesser 50 mm). Unter sterilen Bedingungen wird die Zellulosemembran (z. B. Schleicher & Schüll, Membranfilter ME 24/41 st oder ME 25/41 st) luftblasenfrei auf den Nährboden aufgelegt. Die Nährstoffe diffundieren durch die Membran, sodass die auf dem Filter festgehaltenen Keime zu Kolonien wachsen können. Eventuell kann die Filtermembran mit steriler Schere in 2 Teile zerschnitten werden und jeweils ein Teil auf Blutagar und der zweite Teil auf MacConkey-Agar bzw. Endoagar gelegt werden. Die Bebrütung erfolgt bei 36°C für 48 h.

18.7.3

Spezielle Differenzierungen nach Trinkwasserverordnung

Einzelne Bakterienarten haben als mikrobiologischer Parameter in der Trinkwasserverordnung besondere Bedeutung, in der auf die entsprechenden Standardnormen zu ihrer Identifizierung verwiesen wird. Bei behördlich angeordneten Untersuchungen ist strikt danach vorzugehen. Diese sind u. a. E. coli, coliforme Bakterien und Enterokokken als Indikatoren fäkaler Verunreinigung sowie P. aeruginosa.

241

18.7 · Untersuchung von Trinkwasser

Nachweis und Zählung von Escherichia coli und koliformen Bakterien (EN ISO 9308-1:2000) Der Standardtest basiert auf Membranfiltration, einer anschließenden Subkultur auf einem Selektivagar und der Berechnung der Anzahl der gesuchten Organismen in der Probe. Beispiel 100 ml Wasser (250 ml für in Flaschen abgefülltes Wasser) filtrieren. Das Filter aus Zelluloseestern (50 mm Durchmesser und Porengröße 0,45 μm) wird auf Lactose-TTC-Tergitol-Agar (mit Natriumheptadecylsulfat), gelegt und bei 36±2°C für 21 h (±3 h, evtl. Verlängerung bis 48 h) inkubiert. Typische Kolonien als laktosepositive Bakterien, die im Medium eine gelbe Farbentwicklung zeigen, zählen. Von repräsentativen Kolonien coliformer Bakterien und E. coli Subkulturen auf nichtselektivem Agar für die Bestätigungstests (Oxidase- und Indolbildung) anlegen.

Enterokokkenagarplatte (Galle-Äsculin-Azid-Agar), die auf 44°C vorgewärmt wurde, überführt, ohne den Filter umzudrehen. Die Bebrütung erfolgt 2 h bei 44±0,5°C. Alle Kolonien, die gelbbraune bis schwarze Färbung aufweisen, sind als Enterokokken zu zählen.

Nachweis von Pseudomonas aeruginosa (DIN EN 12780) Die Untersuchung auf P. aeruginosa wird bei Wasser gefordert, das in Flaschen oder sonstige Behältnisse abgefüllt wird. 250 ml Wasser werden filtriert, das Filter auf einen cetrimidhaltigen Agar gelegt und bei 36±2°C für 40±4 h inkubiert. P. aeruginosa wächst mit typischer Farbstoffbildung bzw. Fluorenszenz.

18.7.4

Der Schnelltest erlaubt den Nachweis und die Zählung von E. coli innerhalb von 24 h. Beispiel Nach Filtration (7 oben) der Probe wird der Filter auf TSAMedium (Trypton-Soja-Agar) gelegt und bei 36±2°C 4–5 h inkubiert und anschließend auf ein gallensalzhaltiges TBAMedium gelegt und weitere 19–20 h bei 44±0,5°C inkubiert. Die Membran wird auf ein mit Indolreagenz getränktes Filterpapier gelegt und abhängig von der Farbentwicklung 10– 30 min mit einer ultravioletten Lampe bestrahlt. Alle roten Kolonien werden als E. coli gezählt.

Zur Identifizierung von E. coli verlangt die Trinkwasserverordnung den Nachweis von Säure- und Gasbildung aus Laktose bei 36°C, eine negative Oxidasereaktion, eine positive Indolbildung, die Glukose- (oder Mannit-)Spaltung bei 44°C zu Säure und Gas sowie eine negative Zitratverwertung. Als koliformer Keim gilt ein gramnegatives sporenloses Stäbchen mit Säure- und Gasbildung aus Laktose bei 36°C, negativer Oxidasereaktion, negativer (oder positiver) Indolbildung und positiver (oder negativer) Citratverwertung. Ausschlaggebendes Unterscheidungskriterium zwischen E. coli und Koliformen ist demnach die Zuckerspaltung bei 44°C.

Nachweis und Zählung von Enterokokken (EN ISO 7899-2: 2000) Die Trinkwasserverordnung 2001 fordert eine Mengenangabe. Anstelle der bisherigen Untersuchung auf »Fäkalstreptokokken« wird jetzt gezielt auf Enterokokken untersucht. Es werden 100 ml Wasser (250 ml für in Flaschen abgefülltes Wasser) filtriert. Das Filter aus Zelluloseestern (50 mm Durchmesser und Porengröße 0,45 μm) wird auf einen Slanetz und Bartley Agar gelegt und bei 36±2°C für 44±4 h inkubiert. Erhabene Kolonien, die eine rote, kastanienbraune oder rosa Färbung entweder im Zentrum oder in der gesamten Kolonie aufweisen, müssen bestätigt werden. Dazu wird die Membran mit steriler Pinzette auf eine

Beurteilung

Als Beurteilungskriterien für die mikrobielle Sauberkeit des Wassers gelten die Koloniezahl und der Nachweis von E. coli oder coliformen Bakterien, d. h. die Genera Escherichia, Citrobacter, Klebsiella, Enterobacter. Enterokokken, E. coli und koliforme Bakterien dienen als Indikatorkeime für fäkale Verunreinigungen. In der normalen Dickdarmflora des Menschen ist E. coli in einer Konzentration von 106–1010 KBE pro Gramm Stuhl vorhanden. Kleinste Spuren von fäkalen Verunreinigungen im Wasser können so mit Hilfe von E. coli und koliformen Keimen nachgewiesen werden. Hier besteht auch die Gefährdung der Verunreinigung durch pathogene Darmbakterien, wie z. B. Salmonellen. > Laut Trinkwasserverordnung dürfen in 100 ml Trinkwasser keine E. coli, koliformen Keime oder Enterokokken bei einer Bebrütungstemperatur von 22±2°C und 36±1°C enthalten sein.

Für Wasser, das zur »Abfüllung in Flaschen oder sonstigen Behältnissen zum Zwecke der Abgabe« bestimmt ist, gelten strengere Grenzwerte, da hier bei der Lagerung nach dem Abfüllen und vor dem Verbrauch einer Vermehrung von Bakterien Rechnung zu tragen ist. Hier dürfen in 250 ml keine E. coli oder koliforme Bakterien, Enterokokken und keine Pseudomonades aeruginosae enthalten sein.

Grenzwerte für die Koloniezahl pro Milliliter Wasser Trinkwasser: 100 KBE/ml bei 22±2°C und 100 KBE/ml bei 36±1°C Wasser zur Abfüllung in Flaschen oder sonstige Behältnisse: 100 KBE/ml bei 22±2°C und 20 KBE/ml bei 36±1°C Trinkwasser

18

242

Kapitel 18 · Das krankenhaushygienische Labor

18.8

II

Nachweis von Legionellen in Wasser

Der Nachweis beruht immer auf der Anlage von Wasserproben auf speziellen Legionellenmedien (GVPC- oder BCYE-Agar), die erst das Wachsen dieser Bakterien ermöglichen. Um die Nachweissensitivität zu steigern, z. B. in Wasserproben von Transplantationseinheiten oder nach Auftreten nosokomialer Legionellosen, werden nach ISO 11731 oder auch nach den Empfehlungen des Umweltbundesamtes (Bundesgesundheitsblatt 43: 911) größere (1 l) oder mittlere (100 ml) Volumina auf Nylon oder Polycarbonatfilter (0,22–0,45 μm Porengröße) filtriert. Dieses Filter kann direkt auf Agarplatten gelegt und bebrütet werden, oder die Bakterienzellen können von ihm in einem kleinen Volumen Probenwasser abgelöst werden, um dann durch Zentrifugation auf 1 ml konzentriert zu werden.

18.8.1

Probenentahme

Die 1-Liter-Wasserproben werden direkt und ohne Abflammen getrennt aus der Kalt- und Warmwasserleitung bzw. der Entnahmearmatur entnommen, nachdem 5–10 l Wasser abgeflossen sind. Unmittelbar vor der Probenahme ist eine Messung der Wassertemperatur durchzuführen. Bei gechlorten Proben werden 0,5 ml 10%iges Natriumthiosulfat pro 1000 ml Probe in die sterile Flasche vorgelegt.

18.8.2

Methode

Von der Wasserprobe werden bis zu 0,5 ml direkt auf GVPC-Agar (Spezialnährboden für Legionellen, Hersteller Heipha Diagnostika) ausgespatelt. Nach ISO 11731 wird parallel dazu ein Konzentrierungsschritt der Bakterien aus 1000 ml auf ein Volumen von 1 ml durch Filtration, Ultraschallbehandlung und Zentrifugation durchgeführt: 35 ml der Wasserprobe werden in ein 50 ml Falcon-Tube (Fa. Greiner) mit einem Zusatz von 0,1% fötalem Kälberserum vorgelegt. Die restlichen etwa 970 ml Wasser werden durch einen Zellulosenitratmembranfilter (0,2 µm–0,45 μm Porengröße) filtriert. Das Filter wird an die Innenwand des Falcon-Tubes mit steriler Pinzette eingelegt, sodass die Filteroberseite mit den darauf liegenden Keimen in Kontakt mit dem Wasser ist. Anschließend werden im Ultraschallbad die Bakterien von der Filteroberseite durch Ultraschall für 1 min in das Wasser abgelöst. Nach Zentrifugation bei 4000 rpm für 30 min wird der Überstand bis auf 1 ml verworfen. Bei Wasser mit starker Belastung von Begleitflora wird diese konzentrierte Probe durch Hitze- oder Säurebehandlung dekontaminiert. 4 Hitzebehandlung: Konzentrierte Probe während 30 min im genau temperierten Wasserbad bei 50°C halten.

4 Säurebehandlung: Zwei Volumenteile der konzentrierten Probe zentrifugieren und einen Volumenteil Überstand durch einen Volumenteil einer 0,2 mol/l Cl/KCl (pH 2,2±0,2) ersetzen und 5 min einwirken lassen. Von der konzentrierten Probe werden 100 μl auf GVPCAgar ausgespatelt. Die Agarplatten werden bei 36±1°C und erhöhter Luftfeuchtigkeit (5% CO2) über 10 Tage bebrütet und in Abständen von 2 Tagen auf ein Wachstum legionellenverdächtiger Kolonien hin beurteilt. Solche Kolonien werden in Replika auf einen BCYE-Agar und auf Blutagar übertragen und während 2 Tagen bei 36±1°C bebrütet. Alle Kolonien, die auf BCYE-Agar, nicht aber auf Blutagar oder anderen cysteindefizienten Medien wachsen, werden als Legionellen betrachtet. Die genaue L.-pneumophila-Speziesidentität sollte durch einen serologischen Test (Immunfluoreszenz: Monofluo Legionella pneumophila IFA Test Kit, Bio-Rad 32514) bestätigt werden. Für die Identifizierung nahezu aller Legionella spp. ist der PCR-Nachweis des mip-Gens etabliert (»macrophage infectivity potentiator«; Ratcliff 1998, J Clin Microbiol 36: 1567), der über eine DNA-Sequenzierung auch die Identifizierung der selteneren Non-pneumophila-Spezies ermöglicht.

18.8.3

Beurteilung

Zur Interpretation von Befunden gibt es keine einheitlichen, sachlich ausreichend begründbaren Grenzwerte. Dennoch wird oft Bezug auf das Arbeitsblatt W 551 (Juli 2003) der Deutschen Vereinigung des Gas- und Wasserfaches (DVGW) »Trinkwassererwärmungs- und Leitungsanlagen; Technische Maßnahmen zur Verminderung des Legionellenwachstums« genommen. Danach sind bei Legionellenkonzentrationen ab 1 KBE/ml kurzfristige Kontrollen zu wiederholen und bei wiederholt bestätigten Befunden Sanierungsmaßnahmen erforderlich. Eine direkte Gefahrenabwehr, wie Desinfektion und Nutzungseinschränkung (z. B. durch Duschverbot), wird erst ab >100 KBE/ml als notwendig erachtet. Im Gegensatz dazu werden aber in Krankenhäusern von verschiedenen europäischen Referenzzentren wesentlich niedrigere Grenzwerte von ≤1 KBE/ml angewendet. Im Bereich mit besonders gefährdeten Patienten darf legionellenhaltiges Wasser nicht für die Patientenpflege verwendet werden (7 Kap. 10). Präventions- und Sanierungsmaßnahmen sind an anderer Stelle beschrieben (7 Kap. 17).

18.9

Untersuchung von Badewasser aus Therapieund Bewegungsbecken

Die wichtigsten Keime, die im Badewasser vorkommen können, sind Enterobakteriazeen, Pseudomonaden, Enterokokken, Staphylokokken, Mykobakterien und Hefen.

243

18.10 · Untersuchung von raumlufttechnischen Anlagen

18.9.1

Probenentnahme

Häufigkeit und Abnahmestellen von Badewasser werden in 7 Kap. 39 behandelt. Zum Auffangen des Wassers sind sterile, gut verschließbare Gefäße zu verwenden.

18.9.2

Methode

Die bakteriologische Untersuchung wird wie unter 7 18.6.2 beschrieben durchgeführt.

die CBA/CSA-Platte bzw. Sabouraud-Glukose-(2%-)Agarplatte ausgespatelt und bei 36±1°C bzw. 20–25°C inkubiert. Die Restflüssigkeit wird mittels Membranfiltration (Filter je nach Volumengröße auswählen, Porengröße 0,45 μm, Durchmesser 25 mm oder 50 mm) untersucht. Die Filter werden unter aseptischen Bedingungen halbiert. Die eine Hälfte wird auf die CBA/CSA-Platten gelegt und 48–72 h bei 36±1°C zum Nachweis aerober Keime inkubiert. Die andere Hälfte wird auf eine Sabouraud-Glukoseagarplatte gelegt und 3–5 Tage bei 20–25°C zum Nachweis von Pilzen inkubiert.

Impaktionsverfahren 18.9.3

Beurteilung

Badewasser muss so beschaffen sein, dass von ihm keine Schädigung der menschlichen Gesundheit durch Krankheitserreger ausgeht. Dies gilt für Schwimm-oder Badebeckenwasser ebenso wie für Bewegungsbäder. Die Koloniezahl darf 100 KBE/ml bei 22°C und 20 KBE/ml bei 36°C Badewasser nicht überschreiten (Inkubation bei 36±1°C für 48 h). In 100 ml dürfen kein E. coli, keine koliformen Keime und kein P. aeruginosa enthalten sein. > E. coli und koliforme Keime dienen als Indikatorkeime für fäkale Verunreinigung durch die Badenden, P. aeruginosa ist Indikatorkeim für mangelnde Wartung der Filter.

18.10

Untersuchung von raumlufttechnischen Anlagen

Der Aufbau von RLT-Anlagen sowie die Messgeräte und -verfahren zur Luftkeimzahlbestimmung sind ausführlich in 7 Kap. 17 beschrieben.

18.10.1

4 Reuter-Centrifugal-Sampler: Um das Austrocknen der Keime zu verhindern, sollte nicht länger als 5–6 min untersucht werden. Bei 5 min ergibt dies einen Luftdurchsatz von 200 l. Die Agarfolien werden anschließend 7 Tage bei 25–27°C inkubiert. Die Keimzahl pro Kubikmeter Luft berechnet sich als KBE mal 25 pro Minute. Die Zahl 25 errechnet sich aus der Geschwindigkeit, der axialen Komponente der Geschwindigkeit, der Querschnittsfläche des Ringspalts, dem durch den Ringspalt geblasenen Volumen und dem Umrechnungsfaktor auf 1 m3 Luft. 4 Schlitzsammler: Die Agarplatte wird 7 Tage bei 25– 27°C oder 48–72 h bei 36±1°C inkubiert. Das Gerät fördert im Normalbetrieb einen Luftstrom von 50 l pro min.

Filtrationsverfahren Nach dem Luftdurchsatz (mittlere Ansauggeschwindigkeit 1,25 m/s) werden die Gelatinefilter auf Columbia-BlutAgarplatten gelegt und 48–72 h bei 36±1°C inkubiert. Die Kolonien werden ausgezählt und die Keimzahl auf das angesaugte Luftvolumen bezogen.

Luftkeimzahlbestimmung 18.10.2

Als Nährmedien dienen Columbia-Blut-Agarplatten (CBA), Caseinpepton-Sojapepton-Agarplatten (CSA), MacConkey-Agarplatten (McC), Agarfolien (StandardNutrient-Agar), Sabouraud-Glukose-(2%-)Agarplatten, Enthemmeragarplatten (7 18.1.3), Tryptonsojabouillon, Caseinpepton-Sojapepton-Bouillon (CSB) und PBSPuffer.

Sedimentationsverfahren Die Sedimentationsplatten werden nach 30- bis 60-minütiger Exposition verschlossen und bis zu 7 Tage bei 25–27°C inkubiert.

Impingementverfahren Bei dieser Methode wird ein definiertes Luftvolumen durch eine Nährbouillon bzw. Pufferlösung geleitet. Von dieser Lösung werden je 100 μl Flüssigkeit zur Keimzählung auf

Beurteilung

Sedimentationsverfahren. Dieses Verfahren erfasst lediglich die in einem bestimmten Expositionszeitraum auf den aufgestellten Agarplatten sedimentierenden Keime. Dies liefert orientierende Ergebnisse. Aus der Keimzahl auf einer bestimmten Agarfläche lässt sich beispielsweise hochrechnen, wie viele Staphylokokken innerhalb einer bestimmten Zeit auf 1 m3 OP-Fläche sedimentieren. Das Verfahren ist auch gut geeignet zur Routinekontrolle in Sterilräumen, z. B. Laminar-Air-Flow-Bänken. Impingementverfahren. Bei diesem Verfahren ist die Zählung der einzelnen Keime exakter, da die Konglomerate zerteilt werden, doch muss darauf hingewiesen werden, dass die Keimausbeute geringer ist. Bei Verwendung von Nährlösung muss anschließend eine rasche Verarbeitung gewährleistet sein.

18

244

Kapitel 18 · Das krankenhaushygienische Labor

. Tab. 18.4. Richtwerte beim Impaktionsverfahren Filterklasse der 3. Filterstufe

II

Luftkeimzahl (KBE/m3) Richtwert

Grenzwert

S-Filter (H14)

4

10

R-Filter (H13)

4

10

Impaktionsverfahren. Die einzelnen Geräte für das Impaktionsverfahren haben Vor- und Nachteile. Bei der Aufschleudermethode erzielt man jedoch eine relativ hohe Keimausbeute. Bei dem RCS-Gerät muss darauf hingewiesen werden, dass mit der angesaugten Luftmenge ein Gemisch von wieder zurückgeschleuderter Luft und Absaugluft gemessen wird. Die Richtwerte für dieses Verfahren sind in . Tab. 18.4 zusammengestellt. Filtrationsverfahren. Dieses Verfahren liefert ebenfalls eine gute Keimausbeute. Die Erfassungsgrenze liegt hier bei >4 KBE/m3 Luft.

18.10.3

Keimzahlbestimmung im Befeuchterwasser

Von der Gesamtmenge werden etwa 100 ml entnommen, davon je 100 μl zur Keimzählung auf die entsprechenden Platten gespatelt und bei 36±1°C bzw. 20–25°C inkubiert. Die Restflüssigkeit wird mittels Membranfiltration (Filter je nach Volumengröße auswählen, Porengröße 0,45 μm, Durchmesser 25 mm oder 50 mm) untersucht. Die Filter werden unter aseptischen Bedingungen halbiert. Die eine Hälfte wird auf die CBA/CAB-Platte gelegt und 48–72 h bei 36±1°C zum Nachweis aerober Keime inkubiert. Die andere Hälfte wird auf eine Sabouraud-Glukoseagarplatte gelegt und 3–5 Tage bei 20–25°C zum Nachweis von Pilzen inkubiert. Wurde dem Wasser Desinfektionsmittel zugesetzt, muss die Anlage des Materials auf Agarplatten mit Enthemmer erfolgen (7 18.1.3).

18.11

Untersuchungen in der Küche

18.11.1

Probenentnahme

Als feste Nährmedien dienen Rodac-Columbia-Blutagarabklatschplatten, Rodac-Enthemmer-Agarabklatschplatten, Columbia-Blutagarplatten, Nissui/Mac-ConkeyAgarplatten, Cetrimidagarplatten und Enthemmeragarplatten (7 18.1.3). Als flüssige Nährmedien werden CSB oder Thioglykolatbouillon (ggf. mit Enthemmer) verwendet.

18.11.2

Bei den Abstrichuntersuchungen werden die Tupfer direkt auf Blut- oder Enthemmerplatten abgerollt und in der entsprechenden Bouillon angereichert (Anreicherung nur bei gezielter Suche nach bestimmten Erregern, z. B. Salmonellen). Die Agarplatten werden 24–48 h bei 36±1°C inkubiert. Die Bouillon wird bis zu 5 Tagen bei 36±1°C inkubiert und bei Trübung auf die entsprechende Agarplatte ausgeimpft und 24–48 h bei 36±1°C inkubiert; die gewachsenen Kolonien werden differenziert. Bei der gezielten Probenentnahme, wobei es sich meist um Flüssigkeiten handelt, werden 100 μl Flüssigkeit auf die entsprechenden Agarplatten ausgespatelt und zur anschließenden Keimzählung 24–48 h bei 36±1°C inkubiert. Die Restflüssigkeit wird mit der Membranfitration (Filter je nach Volumengröße auswählen, Porengröße 0,45 μm, Durchmesser 25 mm bzw. 50 mm) verarbeitet. Die Filter werden auf die entsprechende Platte gelegt und 24–48 h bei 36±1°C inkubiert. Bei gezielter Suche nach bestimmten Erregern wird die Anreicherungsbouillon nach Bebrütung über Nacht auf Selektivmedien ausgestrichen und wieder bei 36±1°C für 24–48 h inkubiert. Bei Suche nach Pilzen müssen die Nährmedien 3–5 Tage bei 20–25°C inkubiert werden.

18.11.3 18.10.4

Beurteilung

Beurteilung

Bedeutung und Interpretation mikrobiologischer Küchenuntersuchungen werden in 7 Kap. 40 diskutiert.

Der Richtwert ist 102 KBE/ml Wasser und soll nicht mehrmalig überschritten werden. > Bei Überschreitung muss eine Kontrolle der Frischwasserzufuhr sowie Reinigung und die Desinfektion der Anlage erfolgen.

Methode

18.12

Untersuchungen in der Milchküche

18.12.1

Muttermilch

Bei Verdacht auf Mastitis wird Muttermilch nach Desinfektion der Brustwarzen in sterilen Behältern (getrennt für die rechte und linke Brust) aufgefangen und möglichst sofort bakteriologisch untersucht. Bringen gesunde Mütter für

18.14 · Überprüfung thermischer Desinfektionsverfahren in Geschirrspülmaschinen

ihre (kranken) Kinder abgepumpte Milch von zu Hause in die Klinik, wird lediglich eine Probe aus der Gesamtmilchmenge untersucht (7 Kap. 27).

18.12.2

Pulvernahrung

Untersucht werden Proben von in der Milchküche zubereiteter Nahrung aus industriell hergestellter Pulvernahrung. Die Untersuchung solcher Proben ist wie auch bei Muttermilch routinemäßig nicht erforderlich, ggf. aber bei Frühgeborenennahrung unter bestimmten Bedingungen sinnvoll (7 Kap. 27).

18.12.3

Methode

Es werden jeweils 0,1 ml Milch auf Columbia-Blutagar ausgespatelt und bei 36±1°C 18–24 h inkubiert. Auf MacConkey-Agarplatten werden 0,05 ml Milch ausgespatelt und ebenfalls bei 36±1°C 18–24 h inkubiert. Anschließend erfolgt die Keimzählung und die laborübliche Differenzierung.

18.12.4

Beurteilung

Allgemein akzeptierte Grenzwerte für zulässige Keimzahlen in Muttermilch oder Pulvernahrung gibt es nicht (zur Interpretation der Befunde 7 Kap. 27).

18.13

Überprüfung thermischer Desinfektionsverfahren in Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen

Die Überprüfung von Reinigungs- und Desinfektionsautomaten und sog. Waschstraßen für die Aufbereitung von Instrumenten und z. B. Beatmungsschläuchen sowie anderen Gegenständen (z. B. Sekretauffanggläser, Waschschüsseln) wird an kontaminierten Testobjekten (in der Regel Schrauben und Schläuche) durchgeführt (7 Kap. 12).

18.13.1

Testobjekte

Als Testobjekte werden Schrauben aus Edelstahl (z. B. DIN 84 M 6X20) und ca. 7 cm lange Schläuche (6 mm Lumen; Hersteller: W. Rüsch & Co. KG, Waiblingen) verwendet (Empfehlung des ehemaligen BGA für die Prüfung von thermischen Desinfektionsverfahren in Reinigungsautomaten).

18.13.2

245

Kontamination der Testobjekte

Pro Maschine werden mindestens 5 Schrauben und, falls in der Maschine auch Schläuche aufbereitet werden, außerdem 5 Schläuche als Testobjekte verwendet, die mit E. faecium ATCC 6057 in einer Keimzahl von 105–106 KBE pro Testobjekt kontaminiert werden. Dafür wird der Testkeim auf Blutagarplatten bei 36±1°C 48 h inkubiert. Anschließend werden die Kolonien von 3–4 Agarplatten mit einem sterilen Tupfer abgenommen und in 6 ml Pferdeblut suspendiert. Mit dieser Suspension werden die Schrauben und Schläuche kontaminiert und in Petrischalen 24 h über CaCl2 getrocknet. Kontaminierte Prüfobjekte können bei –20°C bis zum Gebrauch gelagert werden. Jeweils eine Schraube und ein Schlauch werden zur Kontrolle der Ausgangskeimzahl verwendet. Dazu schüttelt man das Testobjekt in 10 ml NaCl, legt eine Vedünnungsreihe an und spatelt auf Blutagar verschiedene Mengen (20 μl und 100 μl) aus.

18.13.3

Prüfung der Testobjekte nach Desinfektion

Nach der Desinfektion werden Schrauben und Schläuche in Röhrchen mit TSB mit Enthemmer gegeben und 7 Tage bei 36±1°C inkubiert. Bleibt die Bouillon nach dieser Zeit klar, ist kein Wachstum erfolgt, sodass man von einer Reduktion der Keimzahl um 5 log10-Stufen ausgehen kann, was die erforderliche Keimzahlreduktion für ein Desinfektionsverfahren ist (7 Kap. 12). Kommt es zu einer Trübung der Bouillon, so wird ein Ausstrich auf Standardagarplatten mit Enthemmer angefertigt. Wächst nach Inkubation der Testkeim an, dann war das Desinfektionsverfahren nicht ausreichend wirksam.

18.14

Überprüfung thermischer Desinfektionsverfahren in Geschirrspülmaschinen

18.14.1

Kontamination der Testobjekte

Als Keimträger werden Metallplättchen (10×1 cm) verwendet, die mit E. faecium ATCC 6057 kontaminiert werden (Anzüchtung des Testkeims 7 18.13.1). Mit KochsalzPepton-Lösung und mit Hilfe eines sterilen Spatels werden die Kolonien von der Agarplatte abgeschwemmt, in ein steriles Röhrchen gegeben und anschließend zentrifugiert. Das Sediment wird in RAMS (0,6% Rinderalbumin, 1,0% Mucin, 3,0% Maisstärke, wobei die Substanzen für die Herstellung einzeln in Aqua destillata gelöst und sterilisiert werden) suspendiert. Pro Metallplättchen werden 0,1 ml des in RAMS suspendierten Testkeims aufgetragen. Dies entspricht einer Kontamination mit 105–106 KBE pro

18

246

Kapitel 18 · Das krankenhaushygienische Labor

Metallplättchen (Kontrolle der Ausgangskeimzahl auf den Testobjekten 7 18.13.2).

II

18.14.2

Prüfung der Testobjekte nach dem Spülgang

Nach Beendigung des Spülzyklus werden die Metallplättchen in leere sterile Röhrchen gegeben und 10 ml TSB mit Enthemmer zugegeben. Die Röhrchen werden 7 Tage bei 36±1°C inkubiert. Bleibt die Bouillon nach dieser Zeit klar, ist die für eine Desinfektion erforderliche Keimzahlreduktion erreicht (7 18.13.3, dort ebenso das weitere Vorgehen bei Trübung).

18.15

Überprüfung von Sterilisatoren

Die Sporenpäckchen (B. stearothermophilus und B. subtilis, heute B. atrophaeus genannt) werden nach Entnahme aus dem Sterilisator in TSB eingelegt und 14 Tage bei 36±1°C inkubiert (7 Kap. 12). Bei Trübung der Bouillon werden Subkulturen auf Blutagarplatten angelegt, um ein Wachstum der Testsporen zu bestätigen bzw. eine Kontamination auszuschließen.

18.16

Überprüfung von Endoskopen

Die Abstriche von Ventilen und Eingängen werden in TSB mit Enthemmer gegeben, und die Kanäle werden mit derselben Bouillon durchgespült (7 Kap. 34). Die Proben werden 5 Tage bei 36±1°C inkubiert. Positive Proben werden auf Blutagarplatten ausgestrichen und die Kolonien werden differenziert.

19 19 Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion A. Schuster, M. Dettenkofer

19.1 Reinigung und Desinfektion – 248

19.4 Reinigungssysteme – 257

19.1.1 Hygieneplan und Umgang mit Produkten – 248 19.1.2 Hautschutzplan – 249

19.4.1 19.4.2 19.4.3 19.4.4

19.2 Produktauswahl

Methoden – 257 Reinigungstextilien – 258 Reinigungsmaschinen – 259 Staubsauger – 259

– 249

19.2.1 19.2.2 19.2.3 19.2.4 19.2.5 19.2.6 19.2.7

Verpackung – 249 Produktinformationen des Herstellers – 250 Unabhängige Produktinformationen – 251 Biologische Abbaubarkeit – 252 UBA-Nummer – 252 Konzentrierte Produkte – 253 Abzulehnende bzw. problematische Inhaltsstoffe – 253 19.2.8 Abzulehnende bzw. problematische Produktgruppen – 255

19.5 Schulung des Personals – 259 19.6 Bauplanung – 259 19.6.1 19.6.2 19.6.3 19.6.4 19.6.5

Gebäudeumfeld – 259 Sauberlaufzonen – 259 Sonstige Konstruktionsmerkmale Bodenbeläge – 260 Hauswirtschaftsräume – 260

Literatur

– 259

– 260

19.3 Produktanwendung – 256 19.3.1 Dokumente und Beschriftungen 19.3.2 Korrekte Dosierung – 256 19.3.3 Vermischungsverbot – 256

– 256

Die Hausreinigung sorgt in erster Linie für Sauberkeit und Infektionsverhütung. Neben der Entfernung von – optisch sichtbaren – Verschmutzungen und – nicht unbedingt sichtbaren – potenziell infektiösen Kontaminationen beinhaltet diese Dienstleistung eine ganze Reihe weiterer Aspekte, die gern vergessen oder unterschätzt werden. Reinigung oder Desinfektion sollen zwar wirksam, aber auch nicht schädlich sein: Die Gesundheit von Personal und Patienten darf durch die verwendeten Produkte nicht unnötig gefährdet, Gebäude und Ausstattung sollen im Wert erhalten, Betriebsabläufe nicht gestört und die Um-

welt nicht belastet werden. Hier muss unter Berücksichtigung aller Anforderungen und der vielen krankenhausspezifischen Eigenheiten ein Optimum gefunden werden. Wichtige Schnittstellen innerhalb des Krankenhauses gibt es für die Hausreinigung somit zur Hygiene, zur Materialwirtschaft, zur Bau- und Technischen Abteilung und zur Arbeitssicherheit. Es sollte auch nicht vergessen werden, dass jeder Patient mit seinem Eindruck von der Sauberkeit und der täglich im engsten Umfeld wahrgenommenen Reinigungstätigkeit auch eine wichtige Visitenkarte eines Hauses mitnimmt.

248

Kapitel 19 · Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion

19.1

II

Reinigung und Desinfektion

Desinfektionsmaßnahmen dürfen nur durchgeführt werden, wenn sie notwendig sind (TRGS 525, 1998; BGR 250, 2003). Diese Notwendigkeit konnte für die routinemäßige Fußbodendesinfektion nicht belegt werden, d. h., es wurde bislang nicht wissenschaftlich nachgewiesen, dass diese Maßnahme zu weniger Infektionen führt (Dettenkofer et al. 2004). Entsprechend gilt auch die Substitutionspflicht gemäß Gefahrstoffverordnung (GefStoffV 2004), insbesondere wenn eine in die Schutzstufe 2 einzuordnende Desinfektion durch eine gesundheitlich weniger riskante Reinigung ersetzt werden kann (vgl. §§ 7 und 9 Abs. 1 GefStoffV). Deshalb sollte auf die tägliche Routinedesinfektion von Böden i. d. R. verzichtet werden. Obwohl Flächendesinfektionsmittel theoretisch sehr wirksam sind, werden die Keimzahlen auf dem Boden in der Praxis nur um 80–99% reduziert. Die Fußbodendesinfektion hat keine Langzeitwirkung: Unmittelbar nach der Desinfektion steigt die Keimzahl wieder an und hat nach ca. 2 Stunden wieder ihren Ausgangswert erreicht. Das Robert Koch-Institut hat für die Bedeutung der routinemäßigen Flächendesinfektion in seiner Empfehlung Folgendes festgestellt: Flächen besitzen eine den Aspekten der Händehygiene, Instrumentenaufbereitung und Pflegemaßnahmen nachgeordnete Hygienerelevanz (RKI 2004). Relevant sind vor allem Flächen mit Hautkontakt (Hände, Schleimhäute) von Personal und Patienten, insbesondere, wenn diese patientennah sind (immer relevant sind Körperflüssigkeiten). Für Bereiche mit besonderem Infektionsrisiko oder Bereiche im Umfeld von einzelnen infektiösen Patienten wird die routinemäßige Desinfektion von Flächen mit häufigem Hand-/Hautkontakt und Fußböden empfohlen. Auch das RKI stellt fest, dass die Wirksamkeit beider Empfehlungen wissenschaftlich nicht nachgewiesen ist. Die nachdrückliche Empfehlung für alle Kontaktflächen erfolgte aufgrund eines Konsenses in der Kommission. Die Empfehlung für Fußböden ist als eingeschränkt kategorisiert worden (Kat. II). Im Vergleich zu Reinigungsmitteln enthalten Flächendesinfektionsmittel vor allem zusätzlich Desinfektionskomponenten (z. B. Aldehyde, quartäre Ammoniumtenside, Biguanide, Oxidationsmittel u. a.) sowie die Desinfektion unterstützende Substanzen (z. B. EDTA, NTA, organische Lösungsmittel etc.). Einige der Inhaltsstoffe sind ausgesprochen schwer biologisch abbaubar. Desinfektionsmittel sind in der Regel auch stärker eingefärbt und zur Überdeckung des oft unangenehmen Eigengeruchs (Aldehyde, Phenole, Chlor- oder Sauerstoffabspalter) intensiver parfümiert. Schließlich werden sie höher dosiert als die modernen, meist hochkonzentrierten Unterhaltsreiniger. In der Summe aller Aspekte ist der Gebrauch von Unterhaltsreinigern umweltschonender und wirtschaftlicher als der Gebrauch von Flächendesinfektionsmitteln. Letztere

sind auch gesundheitsgefährdender für Personal (ersichtlich aus den Gefahrstoffkennzeichnungen) und für Patienten (BgVV 2000, 2002). Bei Personal im Gesundheitsdienst ist insbesondere eine erhöhte Allergisierung gegenüber Desinfektionswirkstoffen festzustellen (Schnuch et al. 1998). Um die Risiken aus dem Gebrauch von Reinigungsund Desinfektionsmitteln besser beurteilen zu können, ist es wichtig, dass behandelnde Ärzte aufgetretene Gesundheitsschäden gemäß § 16e Abs. 3 des Chemikaliengesetzes (ChemG 2002) dem BfR melden (ärztliche Mitteilungspflicht; http://www.bfr.bund.de). Zu ergänzen ist, dass sich einige Aspekte von Unterhaltsreinigung und Desinfektionserfolg grundsätzlich widersprechen. Manche Desinfektionswirkstoffe verschlechtern das Reinigungsergebnis: 4 Aldehyde bewirken bei eiweißhaltigem Schmutz eine Gerinnung; 4 Oxidationsmittel können zu Korrosionsschäden führen; 4 quartäre Ammoniumverbindungen lagern sich leicht an Oberflächen an und können diese verschmutzen. Die Tendenz der Reinigungstechnik geht hin zum schnellen Wischen mit immer weniger Flüssigkeit: zunehmend wird statt nass nur feucht gereinigt und statt zweistufig eher einstufig, oft auch mit sehr dünnen Vliesstoffen. Für eine sichere Desinfektion muss der Boden jedoch gut, d. h. im Überschuss nass sein. Flüssigkeitsreduzierte Wischmethoden können den Desinfektionserfolg gefährden, weil z. B. Chlor- oder Sauerstoffabspalter sowie Alkylamine durch Verschmutzungen neutralisiert werden (Eiweißfehler) oder quartäre Ammoniumverbindungen an den Wischtextilien adsorbieren. Somit spricht vieles dafür, die Unterhaltsreinigung weiterhin als effiziente, gefahrstoffminimierte sowie material- und umweltschonende Reinigung zu optimieren und sie nicht als kombinierte Unterhaltsreinigungsdesinfektion zu betreiben.

19.1.1

Hygieneplan und Umgang mit Produkten

Für Kliniken ist es Pflicht (IfSG 2000, § 36 Abs. 1; BGR 250, 2003, Anh. 4 Nr. 4.1.2.3), die für Reinigung und Desinfektion geltenden Regularien in einem Hygieneplan schriftlich festzulegen. Der Umgang mit Reinigungs- und Desinfektionsmitteln unterliegt auch Arbeitsschutzregelungen: »Umgang mit Gefahrstoffen in Einrichtungen der humanmedizinischen Versorgung« (TRGS 525, 1998) oder »Sensibilisierende Stoffe« (TRGS 540, 2000). Der Hygieneplan sollte diese Vorgaben berücksichtigen und Hinweise zum sachgerechten Umgang mit den Produkten enthalten.

249

19.2 · Produktauswahl

19.1.2

Hautschutzplan

Abgesehen vom zu vermeidenden Hautkontakt mit Reinigungs- und Desinfektionsmitteln kann bereits der regelmäßige Kontakt mit Wasser die Haut nachhaltig schädigen. Die Technische Regel »Gefährdung der Haut durch Arbeiten im feuchten Milieu (Feuchtarbeit)« beschreibt die Zusammenhänge (TRGS 531, 1996). Hautgeschädigte Hände können im Gesundheitsdienst zum Hygienerisiko werden, z. B. durch die residente Besiedlung mit S. aureus (Übersicht in Larson 2001). Zur Prävention sind Hautschutzpläne zu entwickeln, die z. B. den Gebrauch von Handschuhen reglementieren und Anweisungen zum Gebrauch von Schutz- und Pflegepräparaten enthalten. Tipp Die Fußbodendesinfektion sollte, abhängig von den jeweiligen Verhältnissen, in folgenden Bereichen stattfinden: 4 im OP nach dem Eingriff das Umfeld des OP-Tisches; 4 in Patientenzimmern Schlussdesinfektion nach Belegung mit isolierten, infektiösen Patienten, vor allem mit folgenden Erregern/Erkrankungen: infektiöse Enteritis (z. B. Campylobacter spp., Salmonella spp., Escherichia coli, Clostridium difficile, Noroviren, Rotaviren, Hepatitis A/E, MRSA, Tuberkulose, stark sezernierender Abszess, virusbedingtes hämorrhagisches Fieber, VRE); 4 bei schwerer Immunsuppression oder anderweitig stark infektionsgefährdeten Patienten (z. B. Transplantation, Schwerstverbrennung). Der Nutzen einer Routinedesinfektion des Fußbodens ist wissenschaftlich nicht belegt, es gibt aber eine eingeschränkte Empfehlung des RKI (7 oben). Die routinemäßige Desinfektion sonstiger Oberflächen (jeweilige Verhältnisse sind stets zu berücksichtigen) ist in folgenden Bereichen sinnvoll: 4 im OP patientennahe Oberflächen (Lafette, Instrumententische, Kabel von Überwachungsgeräten, Bedienoberflächen von Geräten, Infusionsständer etc.); 4 auf Intensivstationen sämtliche patientennahen Oberflächen (z. B. dreimal täglich Handkontaktflächen von Monitoren etc.). 4 Ansonsten grundsätzlich auf allen Flächen sämtliche Kontaminationen mit potenziell infektiösem Material sofort gezielt wischdesinfizieren. Besondere Aufmerksamkeit ist in folgenden Bereichen nötig: unreine Seite von ZSVA (zentrale Sterilgutversorgungsabteilung) und Endoskopie, Notfallaufnahme.

19.2

Produktauswahl

Neben der grundsätzlichen Entscheidung, eine Fläche routinemäßig desinfizierend oder nichtdesinfizierend zu reinigen, ist ein jeweils für den vorgesehenen Zweck optimales Produkt zu wählen. In diesem Abschnitt sind wichtige Entscheidungskriterien dafür zusammengestellt. Eine sinnvolle Entscheidung ist nur möglich, wenn eine insgesamt kleine Produktpalette vorliegt. Oft hat sich besonders in größeren Häusern eine verwirrende und nicht mehr zu überschauende Vielfalt von Reinigungs- und Desinfektionsmitteln eingebürgert. In Zusammenarbeit von Hauswirtschaft, Hygiene, Materialwirtschaft und Arbeitssicherheit sollten deshalb zunächst die grundsätzlich benötigten Produkttypen ausgewählt werden (optimal ist, wenn Kliniken über eine ständige Materialkommission verfügen). Tipp Es sollten möglichst exakt dosierbare Hochkonzentrate zum Einsatz kommen. Benötigte Produkttypen für die Reinigung oder Desinfektion von Flächen: 4 Neutralreiniger für die Unterhaltsreinigung 4 Wischpflegeprodukt, das keine Grundreinigung erfordert 4 Sanitärreiniger (meist sauer) 4 Scheuermilch 4 Grundreiniger 4 Flächendesinfektionsmittel

Für jeden Produkttyp sollte dann möglichst nur ein Produkt ausgewählt werden; nur diese Produkte sollten erhältlich sein. Auch bei der Vergabe an Fremdreinigungen sollten Kliniken die Produkte, mit denen im eigenen Haus gereinigt bzw. desinfiziert wird, zumindest prüfen, wenn nicht gar selbst festlegen. Die Materialwirtschaft muss darauf achten, dass erneute Sonderbestellungen nur in ganz begründeten Ausnahmefällen zugelassen werden. Oft sind solche Sonderbestellungen Nachbestellungen, die sich an den Aufbrauch von Gratisproben anschließen. Firmen sollten freundlich, aber bestimmt darauf hingewiesen werden, dass Produkttests nur möglich sind, wenn sie vereinbart wurden und kontrolliert ablaufen. Noch schwerer zu kontrollieren ist, dass zuweilen auch Klinikmitarbeiter privat angebliche »Super-Reinigungsmittel« mitbringen, häufig aggressive Produkte mit großem Risikopotenzial.

19.2.1

Verpackung

Bei der Auswahl möglichst umweltschonender Produkte sind folgende Punkte in jedem Fall hilfreich: 4 Verschlankte Produkt- und Umverpackungen sowie der Verzicht auf Kleinstgebinde reduzieren die Menge

19

250

Kapitel 19 · Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion

4

II 4

4

4

der Verpackungsabfälle (und den Verlust durch »Heimgängigkeit«). Die geringsten Abfallmengen entstehen beim Einsatz von Mehrwegbehältern oder Großgebinden (z. B. 200Liter-Fass). Hier sind Abfüllhilfen oder Umfüllstationen nötig. Auch größere Nachfüllpacks (z. B. 2-Liter-Beutel) sind vorteilhaft. Auf leicht sortierbare, recyclingfreundliche oder schadstoffarme Verpackungsmaterialien achten: kein PVC, keine Chips z. B. aus geschäumtem Polystyrol (Styropor). Möglichst Monostoffverpackungen, positiv sind z. B. Polyethylen oder Polypropylen. Der Einsatz hochkonzentrierter Produkte reduziert die Transportaufwendungen außerhalb und innerhalb des Klinikums (es wird weniger Wasser transportiert) sowie den Lagerbedarf. Zusätzlich fällt weniger Verpackungsabfall an. Oft enthalten Produkte mit verringertem Wasseranteil auch weniger bis gar keine Konservierungsmittel. Gebrauchsverpackungen für konzentrierte Produkte sollten integrierte Dosierhilfen enthalten (und dann nachfüllbar sein). Die korrekte Menge kann nach einmaligem Umdrehen der Flasche oder nach Drücken entnommen werden. Sonst wird der Vorteil der Verpackungsersparnis durch die Gefahr der Produktüberdosierung zunichte gemacht (7 unten).

19.2.2

Produktinformationen des Herstellers

Die nachfolgend beschriebenen Informationen kann man für die Bewertung von Reinigungs- oder Desinfektionsmitteln anfordern. Teilweise kann man die Dokumente online über das Internet einsehen oder als CD-ROM erhalten.

Daten- und Formblätter Sicherheitsdatenblatt Ein Sicherheitsdatenblatt (SDB) muss laut § 14 der Gefahrstoffverordnung (GefStoffV 2004) erstellt werden, wenn eine Zubereitung (hier ein Reinigungs- oder Desinfektionsmittel) eines von 15 definierten Gefährlichkeitsmerkmalen trägt. Inhaltlich ist es stets gleich gegliedert (. Tab. 19.1). Näheres zum SDB ist in der Technischen Regel für Gefahrstoffe »Sicherheitsdatenblatt« (TRGS 220, 2002) geregelt. So muss ein SDB mit der ersten Bestellung unaufgefordert und kostenlos geliefert werden, ebenso alle Aktualisierungen. ! Cave SDBs sollen keinen Überblick über die Rezeptur geben. Das SDB muss über die Inhaltsstoffe informieren, die für die Gefahrenkennzeichnung verantwortlich sind. Für das Gesamtverständnis eines Produktes, etwa auch seiner Umwelteigenschaften, eignen sich die meisten SDB ausdrücklich nicht.

Zu beachten ist, dass alle unter »Zusammensetzung/Angaben zu Bestandteilen« (Nr. 2) genannten Gefährlichkeitsmerkmale nur die genannten Einzelbestandteile betreffen, wie der Hersteller sie bei der Produktion selbst verwendet. Die Gefährlichkeitsmerkmale des fertigen Produkts stehen immer nur unter Nr. 3 (»Mögliche Gefahren«) und Nr. 15 (»Vorschriften«). Neben der eigentlichen Gefahrenkennzeichnung sind noch sowohl im SDB als auch auf den Gebinden R- bzw. S-Sätze angegeben, oft auch jeweils in Kombinationen zusammengefasst. Die R-Sätze (Risiko) weisen auf spezielle Risiken hin, die S-Sätze (Sicherheit) auf einzuhaltende Sicherheitsbestimmungen. Obwohl nur für Zubereitungen (Produkte), die ein Gefahrenkennzeichen tragen, ein SDB vorgeschrieben ist, hat es sich eingebürgert, dass auch für nicht kennzeichnungspflichtige Reinigungsmittel ein SDB auf freiwilliger

. Tab. 19.1. Sicherheitsdatenblatt (SDB) Gefährlichkeitsmerkmale (Kürzel in Klammern)

Gliederung

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15.

1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16.

Explosionsgefährlich (E) Brandfördernd (O) Hochentzündlich (F+) Leichtentzündlich (F) Entzündlich Sehr giftig (T+) Giftig (T) Gesundheitsschädlich (Xn) Ätzend (C) Reizend (Xi) Sensibilisierend Krebserzeugend Fortpflanzungsgefährdend Erbgutverändernd Umweltgefährlich (N)

Stoff-/Zubereitungs- und Firmenbezeichnung Zusammensetzung/Angaben zu Bestandteilen Mögliche Gefahren Erste-Hilfe-Maßnahmen Maßnahmen zur Brandbekämpfung Maßnahmen bei unbeabsichtigter Freisetzung Handhabung und Lagerung Expositionsbegrenzung und persönliche Schutzausrüstungen Physikalische und chemische Eigenschaften Stabilität und Reaktivität Angaben zur Toxikologie Angaben zur Ökologie Hinweise zur Entsorgung Angaben zum Transport Vorschriften Sonstige Angaben

251

19.2 · Produktauswahl

Basis erhältlich ist. Für die Beurteilung der Umweltverträglichkeit sind solche Dokumente ebenfalls meist schlecht geeignet.

Technisches Datenblatt Das Technische Datenblatt (TD) ist eine werblich geprägte Information zum Produkt und gibt wichtige Informationen zur korrekten Anwendung. Oft liefert es bessere Angaben zu allen Inhaltsstoffen als das SDB. Hier ist beschrieben, welchen Zweck das Produkt erfüllt und wie es zu verwenden ist. Es wird angegeben, welche Dosierung einzuhalten ist und welche Gebindegrößen es gibt. ! Cave Dosierungsangaben können für Verwirrung sorgen: Eine Verdünnung z. B. von 1:5 bedeutet, dass 1 Teil Produkt mit 4 Teilen Wasser zu vermischen ist. Die Einsatzkonzentration ist dann 20%. Ein Mischungsverhältnis von 1:5 bedeutet hingegen in der Tat, dass 1 Teil Produkt auf 5 Teile Wasser kommt. Die Verdünnung ist dann 1:6, die Einsatzkonzentration 17%.

über sämtliche enthaltenen Substanzen oder Substanzgruppen grundsätzlich informiert. Von besonderem Interesse sind Untersuchungen zur biologischen Abbaubarkeit von Bestandteilen oder sogar des kompletten Produkts (7 19.2.4). Obwohl alle Werbeaussagen zur besonderen Umweltverträglichkeit stets kritisch hinterfragt werden müssen, ist es ausdrücklich zu begrüßen, dass sich Hersteller mit umweltbezogenen Argumenten oder Innovationen um ihre Kunden bemühen.

Nachwachsende Rohstoffe Wenn Inhaltsstoffe (Tenside) als biologisch nachwachsende Rohstoffe gewonnen werden (im Gegensatz zu Erdölprodukten), so ist das grundsätzlich begrüßenswert. Es muss aber sichergestellt sein, dass der Anbau der entsprechenden Pflanzen (Ölpalmen) nachhaltig und umweltverträglich ist.

Bio-Produkt Bezeichnungen wie »Biologisch«, »Bio« oder »Bio-Produkt« sind ohne weitere Erklärung, was damit gemeint ist, unbrauchbar.

Pauschalisierte Inhaltsstoffe (z. B. FIGR-Formblatt) Eine pauschalisierte Inhaltsstoffangabe liefert sehr viel mehr Informationen zur Rezeptur als das Sicherheitsdatenblatt oder das Technische Datenblatt. Diese freiwillige Kundeninformation halten die meisten Hersteller für entsprechende Anfragen bereit. Eingebürgert hat sich das sog. FIGR-Formblatt (Forschungs- und Prüfinstitut für Facility Management GmbH, http://www.figr.de). Nach Inhaltsstoffgruppen geordnet, werden umweltrelevante Bestandteile abgefragt, besonders kritische Substanzen auch namentlich, und grob Konzentrationsbereichen zugeordnet. Das Formblatt ist vom Hersteller durch Ankreuzen auszufüllen. Zusätzliche Angaben betreffen den Anwendungsbereich und das Verpackungsmaterial bzw. ob es sich um eine Mehrwegverpackung handelt. Leider werden FIGR-Formblätter nicht immer gewissenhaft ausgefüllt. Relativ häufig sind Ungereimtheiten festzustellen, z. B. wenn im Sicherheitsdatenblatt die Produktfarbe mit »blau« und der Geruch mit »blumig« deklariert ist, im FIGR-Formblatt aber keine Duft- und Farbstoffe angekreuzt wurden.

Ökologische Beurteilung und weitere Werbeaussagen Beurteilungen Teilweise bieten Hersteller eigene ökologische Beurteilungen oder Gutachten an – sie sind auf Anforderung erhältlich. Sie haben unterschiedliche Qualität, betonen die positiven Aspekte und vermeiden z. T. Aussagen zu den kritischen Punkten. Bei der Bewertung muss darauf geachtet werden, ob die Aussagen für das gesamte Produkt oder nur für einen Teil der Inhaltsstoffe gelten. In der Regel wird aber

Tierversuche Da es weder vorgeschrieben noch üblich ist, mit Reinigungs- oder Flächendesinfektionsmitteln Tierversuche durchzuführen, ist die Werbeaussage »Ohne Tierversuche« wertlos.

Phosphatgehalt Die Werbung mit Bezug zum Phosphatgehalt (phosphatfrei, phosphatreduziert) macht nur dann Sinn, wenn Vergleichsprodukte immer noch oder mehr Phosphat enthalten bzw. wenn Phosphat durch einen umweltverträglicheren Stoff (keinesfalls z. B. EDTA) ersetzt worden ist.

19.2.3

Unabhängige Produktinformationen

Umweltzeichen Für den Bereich der Hausreinigung sind bislang leider nur sehr wenige Umweltzeichen festgelegt worden. Grundsätzlich gibt es den »Blauen Engel« des Umweltbundesamtes und die »Euroblume« der Europäischen Union. Beide Zeichen werden nur auf Antrag eines Herstellers verliehen. Die Kriterien werden unabhängig festgelegt und sind transparent. Aufgrund der hohen Akzeptanz des Blauen Engels spielt die Euroblume in Deutschland derzeit kaum eine Rolle. Über beide Umweltzeichen wird auf der Homepage des Blauen Engels (http://www.blauer-engel.de) informiert. Bislang ist der Blaue Engel im Reinigungsbereich nur für die chemiefreie, mechanische Rohrreinigung (RAL-ZU 24 Rohrreiniger) vergeben worden. Die Euroblume kann

19

252

II

Kapitel 19 · Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion

für umweltverträgliche Allzweckreiniger und Sanitärreiniger vergeben werden (weitere Euroblumenproduktgruppen aus dem Reinigungssektor betreffen Handgeschirrspülmittel, Maschinengeschirrspülmittel und Waschmittel).

Umweltmanagement Zertifikate oder Logos, die das Umweltmanagement betreffen (EMAS, Öko-Audit, ISO 14.001), sagen nichts über die Umweltverträglichkeit eines konkreten Produkts aus. Sie betreffen die Betriebsführung und die Produktionsbedingungen, d. h. die Art und Weise, wie ein Hersteller die Umweltauswirkungen eines Produktionsstandortes erfasst und damit umgeht. Ein verantwortungsvolles, ernsthaftes Umweltmanagement sollte aber zu geringeren Umweltbelastungen durch die Produktion führen und entsprechend gewertet werden. Tipp Um zu einem Produkt Informationen zur Umweltverträglichkeit zu erhalten, sollten vom Hersteller folgende Unterlagen angefordert werden: 4 Sicherheitsdatenblatt (Hinweise zur Gesundheitsgefährdung, z. T. Umwelteigenschaften) 4 Technisches Datenblatt (Anwendungshinweise) 4 Inhaltsstoffangabe (Formblatt der FIGR) 4 Ökologische Beurteilung Auf folgende Umweltzeichen sollte geachtet werden: 4 Blauer Engel des Umweltbundesamtes 4 Euroblume der EU Zusätzlich beachtenswert ist das Umweltmanagement (gilt nicht für das konkrete Produkt!).

19.2.4

Biologische Abbaubarkeit

Eine typische Herstelleraussage für ein Reinigungsmittel ist, dass es »alle gesetzlichen Anforderungen bezüglich der biologischen Abbaubarkeit vollständig erfüllt«. Das klingt und ist gut, ist aber nicht genug. Wasch- und Reinigungsmittelgesetz (WRMG 1987) und Tensidverordnung (TensV 1977) schreiben lediglich vor, dass anionische (A) und nichtionische (N) Tenside in einem Test zu mindestens 80% biologisch abbaubar sein müssen (zuweilen sind die europäischen Tensidvorschriften 82/242/EEC und 82/243/ EEC aufgeführt, die dem WRMG inhaltlich entsprechen). Damit ist zunächst festzuhalten, dass es für kationische oder amphotere Tenside und auch für alle anderen organischen Reinigungsmittelbestandteile keine gesetzlichen Anforderungen für den biologischen Abbau gibt. Der für A- bzw. N-Tenside geforderte Test misst auch nicht den vollständigen Abbau, sondern nur die Abnahme der Waschwirkung durch den allerersten Abbauschritt (Primärabbau).

Es gibt jedoch Tenside, die zwar schnell primär abgebaut werden, dann aber stagnieren: Aus APEO-Tensiden (Alkylphenolethoxylate, 7 19.2.7) etwa entstehen durch Primärabbau langlebige Nonylphenole, die z. B. auf Fische schädliche Hormonwirkung haben. Auch technische Tensidmischungen, die schwer abbaubare Anteile enthalten (LAS, lineare Alkylsulfonate, 7 19.2.7), sind problematisch, obwohl sie die gesetzliche Vorschrift erfüllen. Viel wichtiger als Hinweise auf die ohnehin für alle geltenden gesetzlichen Vorschriften sind deshalb Herstellerangaben, welche die vollständige biologische Abbaubarkeit (»Mineralisierung«) nachweisen. In der Regel werden nur die Tenside getestet, in Ausnahmefällen aber auch das gesamte Produkt. Meist werden Tests der OECD (Organisation for Economic Cooperation and Development) durchgeführt. Es gibt 2 Kategorien. 4 Leichte biologische Abbaubarkeit (ready biodegradability): Die Tests der OECD-301-Serie (A–F) weisen eine leichte und vollständige biologische Abbaubarkeit nach. Substanzen, die den Test bestehen, sind »leicht biologisch abbaubar«. 4 Inhärente biologische Abbaubarkeit (inherent biodegradability): Die Tests der OECD-302-Serie (A–C) weisen eine zwar eingeschränkte, aber grundsätzlich mögliche biologische Abbaubarkeit nach. Substanzen, die solche Tests bestehen, sind »grundsätzlich biologisch abbaubar«. »Biologische Abbaubarkeit« kann also sehr unterschiedliche Dinge bedeuten, je nachdem, ob Bezug auf die gesetzlichen Vorschriften oder viel weiter gehende Abbautests genommen wird und ob die Tests für Einzelsubstanzen gelten oder für das gesamte Produkt. Die Aussage »biologisch abbaubar« ohne Nennung des Bezuges ist wertlos. Der zuweilen verwendete Terminus »Elimination« hat mit biologischem Abbau nichts zu tun. Elimination meint, dass eine Substanz durch Sedimentation/Filtration aus dem Abwasser entfernt wird (aber an den Klärschlamm gebunden wird und dort noch vorhanden ist).

19.2.5

UBA-Nummer

In Deutschland müssen nach dem Wasch- und Reinigungsmittelgesetz (WRMG 1987) alle Produkte dem Umweltbundesamt (UBA) gemeldet werden (»UBA-Registrierung«). Alle Reinigungsprodukte erhalten diese achtstellige Nummer vom UBA dann automatisch. Eine Möglichkeit, umweltbelastende Produkte unmittelbar zu verbieten, besteht nicht, eine Prüfung auf Gebrauchstauglichkeit wird ebenfalls nicht durchgeführt. Die UBA-Registrierung dient lediglich dem Marktüberblick und der Identifikation. Hersteller, die mit der UBA-Nummer werben oder gar von einer »Prüfung« oder »Zulassung« sprechen, sind nicht seriös.

253

19.2 · Produktauswahl

> Mit der UBA-Nummer ist keine Zulassung, Prüfung der Gebrauchstauglichkeit oder gar der Ausweis einer Umweltverträglichkeit verbunden.

19.2.6

Konzentrierte Produkte

Viele Umweltvorteile (Einsparung von Verpackungsabfall, Transportaufwendungen) werden von konzentrierten Reinigungsmitteln erfüllt. Von Konzentraten spricht man meist dann, wenn ein bisher gebrauchsfertig bezogenes Mittel durch Auffüllen einer konzentrierten Stammlösung selbst hergestellt wird – die eigentliche Dosierung in das Wischwasser erfolgt dann wie gehabt. Von Hochkonzentraten spricht man dagegen meist dann, wenn der konzentrierte Reiniger in kleinerer Menge direkt in das Wischwasser dosiert wird. Bei Vergleichen muss immer selbst errechnet werden, wie sparsam die jeweiligen Produkte wirklich sind. Typische Hochkonzentrate für die Unterhaltsreinigung gibt es ab einer Verdünnung von etwa 1:1000 (das entspricht einer Konzentration von 0,1% oder einer Dosierung von 10 ml auf 10 Liter Wasser). > Egal, ob ein herkömmliches oder ein konzentriertes Produkt verwendet wird: es sollte immer nur eine abgemessene und keine abgeschätzte Menge dosiert werden.

Bei konzentrierten Reinigern wiegt eine Überdosierung natürlich ungleich schwerer – sie dürfen niemals ohne zuverlässige Dosiereinrichtung benutzt werden. Da konzentrierte Reinigungsmittel auch im Hinblick auf den Arbeitsschutz gefährlicher sind (oftmals sind sie auch entsprechend gekennzeichnet), müssen die Dosiereinrichtungen sicher sein, d. h. eine saubere, spritzerfreie Anwendung ermöglichen. Alle durch Wasserzugabe selbst hergestellten Reinigungsmittel müssen schnell verbraucht werden, da sonst die Gefahr besteht, dass sich Wasserkeime darin vermehren. Die dazu verwendeten Konzentrate sollten einen auch für die Verdünnung ausreichend wirksamen Konservierungsstoff enthalten. Unproblematischer sind Hochkonzentrate, die mit einer integrierten Dosierhilfe ohne Zwischenstufe direkt in das Wischwasser dosiert werden.

19.2.7

Abzulehnende bzw. problematische Inhaltsstoffe

Reinigungs- oder Desinfektionsmittel können verschiedene Belastungen aller 3 Umweltmedien (Wasser, Boden, Luft) sowie Gesundheits- oder Materialschäden verursachen. Aus folgenden Gründen sind einzelne Inhaltsstoffe abzulehnen bzw. als problematisch anzusehen: 4 fehlender oder unvollständiger Abbau in der Kläranlage (Persistenz),

4 Bildung von toxischen Reaktionsprodukten (z. B. AOX), 4 toxische Wirkung auf Abwasserbakterien (aquatische Toxizität), 4 Entfernung aus dem Abwasser lediglich durch Elimination, 4 Tendenz zur Bioakkumulation, 4 Luftbelastung durch Verdunstung flüchtiger Bestandteile, 4 Gefahr von Gesundheitsschäden beim Gebrauch, 4 Gefahr von Materialschäden beim Gebrauch.

Reinigungsmittel Folgende Inhaltsstoffe sollen in den Reinigungs- und Pflegemitteln nicht bzw. nur in speziellen Ausnahmefällen enthalten sein (alphabetische Reihenfolge): Ammoniak (Salmiak): Ammoniak wird als Lösungsmittel eingesetzt und ist ein Zellgift. Es bewirkt auch eine Geruchsbelästigung und ist abzulehnen. Antibakterielle Zusätze: Als »antibakteriell« deklarierte Reinigungsmittel sind abzulehnen. Sie haben ein schlechteres Umweltprofil als normale Reinigungsmittel. > Eine »antibakterielle Reinigung« bringt wie die ungezielte Desinfektion keine hygienischen Vorteile. Muss gezielt desinfiziert werden, so eignen sich dafür nur geprüfte Desinfektionsmittel. Antibakterielle Zusätze in niedriger Konzentration, die als Konservierungsmittel dienen, um ein wasserhaltiges Produkt vor Verkeimung und Zersetzung (Verderb) zu schützen, sind jedoch sinnvoll und erwünscht.

APEO-Tenside (Alkylphenolethoxylate): Dies sind spezielle nichtionische Tenside. Der erste Abbauschritt ist problemlos – dabei entstehen aber sehr abbauresistente Verbindungen (Nonylphenole), die Wasserorganismen durch ihre Hormonwirkung schädigen. APEO-Tenside sind abzulehnen. Aromatische Lösungsmittel: Stoffe, wie z. B. Xylol oder Toluol können Bestandteil von Bohnerwachsen, Beschichtungsmitteln, Wachsentfernern, Fleckenentfernungsmitteln, Edelstahlreinigern, Grundreinigern und sog. Cleanern sein. Sie schädigen die Leber oder das Nervensystem, teilweise sind sie krebserzeugend (Benzol). Aromatische Lösungsmittel sind abzulehnen. CKW und FCKW: Chlor bzw. Fluor-Chlor-Kohlenwasserstoffe sind teilweise toxisch, teilweise auch für die fortschreitende Zerstörung der lebenswichtigen Ozonschicht verantwortlich. Die Anwendung der gefährlichsten Substanzen, z. B. als Treibgas für Spraydosen oder als Lösungsmittel in Spezialreinigern (z. B. Kaltreiniger, Backofenreiniger, Fleckenentferner) ist mittlerweile verboten. Ein gene-

19

254

Kapitel 19 · Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion

relles Verbot von halogenierten Kohlenwasserstoffen besteht jedoch nicht. CKW und FCKW sind als Inhaltsstoffe abzulehnen.

II

Duft- und Farbstoffe: Duft- und Farbstoffe haben mit Produktwirksamkeit oder guter Reinigungsleistung nichts zu tun. Sie dienen allein der Psychologie: Die Produktwirksamkeit soll durch Farbstoffe optisch suggeriert werden bzw. der Reinigungserfolg durch das Duften belegt werden. Vielen Patienten sind die täglichen Reinigungsmittelgerüche sehr lästig. Duftstoffe aus der Gruppe der MoschusXylole sind schwer abbaubar und sogar in Fischen und Muttermilch nachgewiesen worden. > Duft- und Farbstoffe sind häufige Allergieauslöser, deshalb sollten (falls angeboten) parfümfreie bzw. ungefärbte Produkte gewählt werden.

EDTA: Ethylendiamintetraacetat wird als Enthärter bzw. Stabilisator von Oxidationsmitteln oder Wirkungsverstärker von Desinfektionsmitteln eingesetzt. Es baut sich nur schwer ab und steht im Verdacht, in Gewässern Schwermetalle zu mobilisieren. EDTA sollte abgelehnt werden. Essig: Essighaltige Reiniger sind abzulehnen, da sie an Kupfer oder Messing (z. B. im Sanitärbereich an Armaturen) korrosiv sind und zu Geruchsbelästigungen führen. Formaldehyd als Konservierungsmittel: Aufgrund seiner allergieauslösenden Wirkung sollte Formaldehyd bei Reinigungsmitteln nicht als Konservierungsstoff enthalten sein.

ohne Phosphat auskommen können. Phosphatalternativen sind z. B. Zitrate oder auch NTA. Quarz: Quarzhaltige Scheuerpulver zerstören Oberflächen von Armaturen, Kunststoffen oder Fliesen. Man sollte nur materialschonende Pulver oder Scheuermilch auf der Basis von z. B. Kalk, Marmor oder Kaolin verwenden. Starke Laugen: Sie werden in Spezialreinigern eingesetzt (z. B. Natronlauge, Kalilauge), etwa im Küchenbereich zur Fettentfernung. Dort sind sie sinnvoll. Aufgrund der Abwasserbelastung durch Alkalien sollten für die normale Unterhaltsreinigung pH-neutrale Reinigungsmittel (Neutralreiniger) genügen. Auch die stark alkalischen Grundreiniger sollten nur in Ausnahmefällen eingesetzt werden. Starke Mineralsäuren: Solche Säuren (z. B. Salzsäure, Phosphorsäure in manchen Sanitärreinigern) werden angeboten, um Urinstein oder Verkalkungen zu lösen, teilweise auch, um eine antibakterielle oder gar desinfizierende Wirkung zu erzielen. Sie sind umweltbelastend und unnötig, denn eine regelmäßige Unterhaltsreinigung ohne oder nur mit schwächeren Säuren (z. B. Zitronensäure oder Amidosulfonsäure) verhindert Ablagerungen. Starke Säuren wirken korrosiv (z. B. für manches Email, Zementfugen oder Aluminium). Weichmacher: Manche Bodenbeschichtungen enthalten Weichmacher (z. B. Phthalate). Diese belasten die Raumluft und sind beim »Fogging« (schwarze Ablagerungen in Innenräumen) beteiligt.

Desinfektionsmittel Lineare Alkylbenzolsulfonate (LAS): Sie gehören zu den anionischen Tensiden. Die technische Mischung enthält Fraktionen, die nicht gut biologisch abbaubar sind. Diese werden lediglich eliminiert, d. h., sie wechseln in den Klärschlamm über.

In diesem Abschnitt werden aus Umweltsicht nachteilige Eigenschaften von Desinfektionswirkstoffen zusammengefasst (7 auch Kap. 12). Ansonsten gelten auch für Desinfektionsmittel die bereits oben unter »Reinigungsmittel« genannten Punkte.

Organische Lösemittel (allgemein): Diese Lösemittel (z. B. Alkohole, Mineralölprodukte) belasten die Luft und sollten nur in Spezialprodukten zum Einsatz kommen. Die normale Unterhaltsreinigung sollte weitgehend frei von organischen Lösungsmitteln sein.

Chlor (Hypochlorit oder Chlorabspalter): Aktivchlor bildet im Abwasser abbauresistente, toxische Kohlenwasserstoffe (AOX). Hypochloritprodukte sind immer deutlich alkalisch und können zu Korrosionsschäden führen (z. B. an Aluminium). In Verbindung mit sauren Sanitärreinigern können bei unsachgemäßer gemeinsamer Anwendung sehr giftige Chlorgase entstehen.

Oxidationsmittel: Eine oxidierende (bleichende) Wirkung ist bei Reinigungsmitteln nicht nötig. Durch die verschiedenen Wirkstoffe kann es zu Gesundheitsgefährdungen, Korrosion, Abwasser- und Raumluftbelastung kommen. Phosphat: Phosphat dient vorwiegend der Enthärtung, etwa zum Schutz von A-Tensiden. Phosphat ist schädlich für Gewässer und muss in der Kläranlage gesondert entfernt werden. Insbesondere N-Tenside sind unempfindlich gegenüber hartem Wasser. Reinigungsmittel sollten deshalb

Guanidine: Guanidinderivate, Biguanid, Chlorhexidin sind biologisch nur schwer abbaubar und belasten das Abwasser. Halogenierte Phenole: Chlorphenole sind schwer abbaubar und belasten die Gewässer, sie können in der Umwelt Dioxinquellen sein. Teilweise können chronische Gesundheitsschäden entstehen.

255

19.2 · Produktauswahl

QUATS: Quartäre Ammoniumtenside, auch quartäre Ammoniumverbindungen (QAV) genannt, sind kationische Tenside. Einige, wie das DDMAC (Didecyldimethyl-Ammoniumchlorid) sind biologisch nur schwer abbaubar (auf Abbautests achten!). Sauerstoffabspalter (Peroxide): Unterschiedliche Wirkstoffe (meist Kaliumperoxomonosulfat), Gefahr von Korrosion durch Oxidationswirkung. Perborat ist pflanzengiftig. Teilweise sind Sauerstoffabspalter mit bedenklichen Substanzen (z. B. EDTA) stabilisiert.

19.2.8

Abzulehnende bzw. problematische Produktgruppen

Durch Anwendung milder Reiniger und zusätzlich mechanischer Verfahren kann die Benutzung aggressiver und umweltbelastender Reinigungsmittel vermieden werden. In . Tab. 19.2 sind Alternativen für Reinigungsmittel aufgeführt, die aus Umweltschutzgründen nicht verwendet werden sollen. Häufig verwendete Aussagen und Kennzeichnungen sowie ihre Bewertung sind abschließend in . Tab. 19.3 zusammengefasst.

. Tab. 19.2. Abzulehnende Produktgruppen und umweltfreundliche Alternativen Produktgruppe

Alternative

Flächendesinfektionsmittel mit umweltbelastenden Inhaltsstoffen (Chlor, schwer abbaubare Quats, Biguanide, Phenole etc.)

Produkte auf Basis schwer flüchtiger Aldehyde wie Glutaral, Succinal u. a., Alkylamine u. a. (auf unnötige Desinfektion verzichten)

Bodenbeschichtungen mit wasserunlöslichen Kunststoffpolymeren oder Wachsen, nur durch Grundreinigungen entfernbar

Regelmäßig Wischpflegemittel auf Seifenbasis oder mit wasserlöslichen Polymeren verwenden (Rhythmus unterschiedlich)

Grundreiniger (enthalten Lösemittel und Ätzalkalien; nötig nur bei Bodenbeschichtungen, s. oben)

Bei Verzicht auf Bodenbeschichtungen sind regelmäßige Grundreinigungen praktisch entbehrlich

Rohrreiniger, Abflussreiniger

Mechanische Produkte mit Blauem Engel »Rohrreiniger« (RAL-UZ 24) verwenden bzw. Siphon abschrauben und reinigen

Sanitärreiniger mit Bleichmittel (Chlor oder Sauerstoff ) bzw. mit Phosphorsäure oder Salzsäure

Laufende Sanitärreinigung ohne Bleichmittel und Säuren: Neutralreiniger, Scheuermilch (wenn saure Reiniger nötig, dann mit Zitronensäure oder Amidosulfonsäure)

Intensivreiniger, alkalische Allzweckreiniger, ausgesprochene »Duftreiniger«

Neutralreiniger, pH-neutrale Alkoholreiniger

Alkoholhaltige Fenster- und Glasreiniger

Neutralreiniger verwenden, Flüssigkeit mit Fensterwischer abziehen

Reiniger mit ausgeprägtem Anteil an Komplexbildnern, insbesondere EDTA- oder Phosphat

Reiniger ohne oder mit wenig Komplexbildnern. Als Enthärter sind Zitrat, NTA oder geringe Mengen Phosphonate zu bevorzugen

Sämtliche Duftpräparate für Urinale, WC-Becken, Wasserkästen, Raumluft

Ersatzlos streichen

. Tab. 19.3. Werbeaussagen und Kennzeichnungen von Reinigungs- oder Desinfektionsprodukten Aussagen

Bewertung

Kennzeichnung »Blauer Engel«

Objektiver Umweltvorteil

Kennzeichnung »Euroblume«

Objektiver Umweltvorteil

Bezeichnung »ist phosphatfrei«

Umweltvorteil nur bei wirklichem Phosphatverzicht oder bei Wahl eines unschädlicheren Ersatzstoffes

UBA-Nummer

Kein Umweltvorteil

»Abbaubarkeit nach Wasch- und Reinigungsmittel-Gesetz«

Kein besonderer Umweltvorteil, allgemein vorgeschriebener Minimalstandard

Bezeichnung »biologisch abbaubar«

Umweltvorteil nur, wenn leichter und vollständiger Totalabbau (möglichst des Gesamtprodukts) nachgewiesen ist

Bezeichnung »wird eliminiert«

Kein Umweltvorteil, lediglich Bindung an Klärschlamm

Bezeichnung »nachwachsende Rohstoffe«

Umweltvorteil nur, wenn umweltverträglicher Pflanzenbau

Umweltmanagement-Zertifizierung

Umweltvorteil hinsichtlich der Produktionsbedingungen (aber keine Aussage zum Umweltvorteil des Produkts)

Bezeichnung »ohne Tierversuche«

Kein Umweltvorteil

Bezeichnungen wie: »ist umweltfreundlich«, »ist ungiftig«, »biologisch« etc.

Kein Umweltvorteil, z. T. unseriöse Aussagen

19

256

Kapitel 19 · Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion

19.3

II

Produktanwendung

Da alle Reinigungs- und Desinfektionsmittel mehr oder weniger umweltbelastend sind (eine umweltfreundliche Reinigung oder Desinfektion gibt es nicht) sollte die Beachtung folgender Punkte eine möglichst umweltverträgliche Produktanwendung sicherstellen.

19.3.1

Dokumente und Beschriftungen

Dem Personal müssen die für jede Aufgabe richtigen Produkte bekannt und vertraut sein. Im Reinigungs- bzw. Hygieneplan sollte klar beschrieben sein, welche Produkte für welchen Zweck zum Einsatz kommen und wie sie anzuwenden sind. Regelmäßige Schulungen (7 19.5) sind unerlässlich, um das Wissen bei allen Mitarbeitern präsent und auf dem aktuellen Stand zu halten. Für jedes Reinigungs- oder Desinfektionsprodukt sollten den Mitarbeitern folgende Dokumente (soweit verfügbar) zugänglich sein: 4 Sicherheitsdatenblatt des Herstellers (7 19.2.2), 4 technisches Datenblatt des Herstellers (7 19.2.2), 4 pauschalisierte Inhaltsstoffe (z. B. FIGR-Formblatt) des Herstellers (7 19.2.2), 4 ökologische Beurteilung durch Hersteller (7 19.2.2), 4 eigene Arbeitsanweisung (zwingend, falls Produkt nach GefStoffV gekennzeichnet).

Eigene Arbeitsanweisung Werden Produkte verwendet, die im Sinne der GefStoffV als »gefährlich« gekennzeichnet sind (. Tab. 19.1), so hat der Arbeitgeber nach § 20 GefStoffV (Betriebsanweisung) für die Beschäftigten arbeitsbereichs- und stoffbezogene Betriebsanweisungen zu erstellen, in denen auf die mit dem Umgang mit Gefahrstoffen verbundenen Gefahren für Mensch und Umwelt hingewiesen wird (7 Kap. 16). Auf die sachgerechte Entsorgung entstehender gefährlicher Abfälle ist hinzuweisen. Zusätzlich müssen bezüglich der Gefahren und Schutzmaßnahmen Unterweisungen erfolgen.

Beschriftungen und Etiketten von Gebinden Alle Gebinde von Reinigungs- oder Desinfektionsmitteln müssen korrekt und dauerhaft beschriftet oder etikettiert sein. ! Cave Beschriftungen können durch herunterlaufende Flüssigkeit schnell unlesbar werden oder sich ablösen. Werden Desinfektionsgebrauchslösungen angesetzt, die länger als einen Tag verwendet werden, so muss das Datum und das Verfallsdatum mit angegeben werden. Auf allen Behältern, die gefährliche Zubereitungen enthalten, müssen die gesetzlichen Warnhinweise (orangegelbe Symbole) angebracht sein.

19.3.2

Korrekte Dosierung

Reinigungs- und Desinfektionsmittel müssen nach Herstellerangabe korrekt dosiert werden. Eine Unterdosierung beeinträchtigt die Wirkung. Es können sich z. B. Verschmutzungen aufbauen oder Desinfektionen wirkungslos bleiben. Überdosierungen können durch Ablagerungen von Reinigungsmitteln Verschmutzungen oder durch zu aggressive Lösungen Materialschäden verursachen. Unnötig teuer und umweltbelastend sind Überdosierungen in jedem Fall! Eine Untersuchung der Fachhochschule München ergab, dass nach der Schussmethode (aus einem 10-LiterKanister) um mindestens 40% überdosiert wird. Deshalb bedeutet eine gute Dosierhilfe große Einsparungen an Reinigungsmitteln. 4 Empfehlenswerte Dosierhilfen: 5 Dosierflaschen mit integrierten Dosierhilfen (bei Konzentraten ein »Muss«), z. T. aufschraubbar (Nachteil: keine variablen Mengen möglich); 5 dezentrale Dosiergeräte (optimal: liefern richtige Dosierung unabhängig von der Menge, für OPBereiche unerlässlich, regelmäßige Kontrolle der Dosierfunktion nötig) (RKI 2004); 5 Dosierpumpen (Nachteil: umständliche Handhabung, z. T. unzuverlässige Funktion). 4 Nicht empfehlenswerte Dosiermethoden: 5 Schussmethode (Fehldosierungen zwangsläufig); 5 Schraubkappen als Dosierbecher (Fehldosierungen, Gefahr des Hautkontakts); 5 Messbecher (werden nicht benutzt, gehen verloren); 5 Portionsbeutel (umständliches Öffnen, schlechte Durchmischung, teuer); 5 zentrale Mischanlagen mit Weiterleitung der Gebrauchslösung (häufig mikrobiell kontaminiert, ungenau, teuer).

19.3.3

Vermischungsverbot

Solange nicht ausdrücklich dafür vorgesehen, darf kein Reinigungsmittel mit einem anderen oder gar mit einem Desinfektionsmittel vermischt werden. Es kann zu Unverträglichkeiten, Inaktivierung oder Schadwirkungen kommen. Mögliche Probleme sind: 4 lebensgefährliche Chlorgasentwicklung bei Vermischung eines sauren Produkts mit einem hypochlorithaltigen Produkt; 4 Inaktivierung von Hypochlorit und Aldehyden durch peroxidhaltige Produkte; 4 Hitzeentwicklung bei Vermischung eines stark sauren mit einem stark alkalischen Reiniger; 4 anionische Tenside inaktivieren gebräuchliche Desinfektionswirkstoffe (z. B. Quats, Biguanide, amphotere Tenside);

257

19.4 · Reinigungssysteme

4 Alkalien fördern die Zersetzung von Peroxidwirkstoffen und Aldehyden.

19.4

Reinigungssysteme

Für Reinigung und Desinfektion wird eine Vielzahl von Produkten und Systemen angeboten, auf die im Folgenden nicht detailliert eingegangen werden kann. Große Schwierigkeiten für die Beurteilung von Reinigungssystemen macht allgemein, dass es keine etablierte Methode gibt, die in der Praxis erzielte Reinigungsleistung objektiv zu messen.

19.4.1

Methoden

Nassreinigung Dieses Reinigungssystem hinterlässt auf dem Boden einen Nässefilm. Es sind unterschiedliche Flüssigkeitsmengen möglich. Mit zunehmendem Einsatz steigt der Verbrauch von Wasser und Reinigungsmittel sowie die körperliche Belastung, die Arbeitszeit und die Unfallgefahr durch Ausrutschen.

Zweieimerverfahren Hierbei handelt es sich um ein veraltetes Nasswischverfahren, das nicht mehr eingesetzt werden sollte. Ein Nasswischmopp wird wechselweise in die Reinigungslösung getaucht, zur Reinigung verwendet, in einem Schmutzwassereimer ausgepresst, wieder in die Reinigungslösung getaucht und so fort. Zweieimerverfahren sind körperlich sehr anstrengend, verbrauchen viel Wasser und Reinigungsmittel und führen zu einer Keimverschleppung. Da meist nicht trockengewischt wird (einstufiges Verfahren), besteht nach dem Wischen erhöhte Unfallgefahr.

Bezugwechselverfahren Modernes Nasswischverfahren, bei dem in jedem Zimmer ein frischer Mopp (Wischbezug) aufgezogen und mit Reinigungslösung versetzt wird. Nach dem Nasswischen wird der Bezug abgeworfen. Bei einstufigem Wischen ist die Reinigung damit beendet, beim zweistufigen Wischen werden die Flächen mit einem neuen Bezug trockengewischt (was die Reinigungswirkung erhöht und die Unfallgefahr senkt). Beim Bezugwechselverfahren wird die Reinigungslösung ohne Verschmutzen verbraucht und es gibt keine Keimverschleppung. Obwohl viele Bezüge anfallen, die gewaschen werden müssen, ist das Bezugwechselverfahren insgesamt ökologisch im Vorteil (Wasser, Reinigungschemie), und die Körperbeanspruchung ist reduziert.

Feuchtreinigung Bei der Feuchtreinigung werden ebenfalls Wechselbezüge eingesetzt. Die Bezüge werden zum Wischen lediglich (»nebelfeucht«) eingesprüht. Die Feuchtreinigung hat eine

geringere Reinigungswirkung und ist im Klinikbereich wenig verbreitet. Das Einsprühen der Bezüge kann zu einer Raumluftbelastung führen. Moderne Systeme verfügen über einen am Mopphalter befestigten Druckbehälter. Solche Geräte müssen gut gewartet werden, damit sie ordnungsgemäß funktionieren und nicht verkeimen. Die Feuchtreinigung ist ein einstufiges Verfahren (jede Fläche wird nur einmal durchgewischt).

Trockenreinigung Neuere Reinigungssysteme arbeiten ganz ohne Wasser und mit Mikrofaserbezügen, die ebenfalls zimmerweise gewechselt werden müssen. Hier soll der Schmutz ohne Einsatz von Reinigungschemie an die große Faseroberfläche gebunden werden. Eigene Untersuchungen an einem System ergaben eine sehr zufriedenstellende Reinigungsleistung und deutliche Einsparungen an Wasser und Reinigungschemie. Als problematisch erwiesen sich die hohen Kosten für die Bezüge und die Wiederaufbereitung in der Wäscherei. Verbreitet gab es bleibende Verschmutzungen der Wischbezüge durch Flusen und Haare.

Maschinelle vs. manuelle Reinigung Reinigungsarbeiten sind körperlich anstrengend und als Feuchtarbeit hautschädlich. > Nach der Technischen Regel für Gefahrstoffe Nr. 531 »Gefährdung der Haut durch Arbeiten im feuchten Milieu« (TRGS 531, 1996) ist die manuelle Reinigung zugunsten der maschinellen so weit wie möglich zu reduzieren. Reinigungsautomaten sind auch aus Umweltsicht vorteilhaft, denn sie weisen einen geringeren Verbrauch von Wasser und Reinigungschemie auf, und es fallen keine Wischbezüge an (7 19.4.4).

Allerdings sind die Geräte aufwendig und verbrauchen Energie. Praktische Reinigungsprobleme können durch eingeschränkte Erfassung von Rändern und Ecken, häufig verstellte Flächen sowie die Geräuschentwicklung entstehen.

Flächendesinfektion Die Flächendesinfektion kann als völlig separater Vorgang nach einer Reinigung erfolgen oder kombiniert als desinfizierende Reinigung. Dabei steht immer die Desinfektionswirkung im Vordergrund und nicht die Reinigung. Teilweise treten gegensätzliche Effekte auf: Die Reinigungstechnik kann den Desinfektionserfolg gefährden und Desinfektionsmittel können die Reinigungswirkung beeinträchtigen oder materialschädigend sein (7 oben). Folgende Punkte sollten bei der Flächendesinfektion generell beachtet werden (7 auch RKI 2004): 4 Ein Hygieneplan muss klar festlegen, wer (Verantwortlichkeit) wann (Indikation) womit (Nennung von Produkt und Konzentration) und in welcher Weise desinfiziert.

19

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II

Kapitel 19 · Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion

4 Nur bezüglich der Wirksamkeit geprüfte Produkte verwenden (z. B. DGHM- oder RKI-Listung). RKIgeprüfte Produkte und Verfahren können im Einzelfall vom Gesundheitsamt vorgeschrieben werden. 4 Verdünnungen nur mit kaltem Wasser ansetzen und Volumina abmessen. 4 Behälter mit Verdünnungen beschriften, datieren und auf Verfallsdatum achten. 4 Desinfektionsmittel im Überschuss (deutlich nass) auftragen. 4 Desinfektionswirkung mechanisch verstärken (wischen!). 4 Desinfektionsmittel nicht unkritisch mit Reinigungsmitteln vermischen. 4 Nicht vor Ablauf der Einwirkzeit mit Wasser oder Reinigungslösung nachwischen. 4 Desinfizierte Flächen sind nach Abtrocknung sofort begehbar. 4 Keine Sprühdesinfektion durchführen. Es entstehen schädliche Aerosole – ohne mechanisch unterstütztes Wischen ist die Desinfektionswirkung fraglich. 4 Geeignete Handschuhe benutzen (Pflegehandschuhe sind ungeeignet).

19.4.2

Reinigungstextilien

Reinigungstextilien (Wischbezüge/Mopps für Fußböden bzw. Wischtücher für sonstige Oberflächen) unterscheiden sich vielfältig, z. B. bezüglich des Fasermaterials (Naturoder Kunstfasern), der Textilkonstruktion (Schlingen, Fransen, Vliese), des Flächengewichts, der Abmessungen (z. B. Arbeitsbreite) sowie bezüglich des Befestigungssystems. Aus Umweltsicht sind Mehrwegmaterialien Einwegmaterialien vorzuziehen. Allgemein sind folgende Anforderungen zu stellen, die sich leider z. T. gegenseitig widersprechen: 4 Gute Schmutzlösung und -aufnahme vom Boden – gute Schmutzabgabe in der Wäscherei: Kunstfasern lösen Schmutz gut ab, in Kombination mit Baumwolle gute Schmutzaufnahme, bei gleichzeitig guter Waschbarkeit. Normale Kunstfasern nehmen abgelösten Schmutz nur schlecht auf. Mikrofasern sind vorteilhafter, bei Mikrofasermopps sind Probleme beim Waschergebnis möglich (z. B. bleibende Fusseln, Haare). Mikrofasertücher zeigen diesen Effekt seltener. 4 Hohe mechanische Haltbarkeit (geringes Flusen, Schlingen dürfen sich aus der Textilkonstruktion nicht herausziehen lassen): Bewährt haben sich Mischungen aus Baumwolle und Polyester (Erhöhung der Scheuerfestigkeit), Viskose ist dagegen wenig scheuerfest. 4 Thermische Unempfindlichkeit bis mindestens 60°C: Die Textilien müssen für die Krankenhauswäscherei geeignet sein. Baumwolle und Polyester sind gut geeig-

net, Polyamid (Nylon) und Viskose sind thermisch empfindlich. 4 Leichtes Trocknen: Die Textilien sollen leicht zu trocknen sein. Viskose ist ungünstig durch hohe Wasseraufnahme. 4 Geringes Gewicht: Um den Aufwand in der Wäscherei zu reduzieren, sollten die Bezüge die gewünschten Eigenschaften erzielen und möglichst leicht sein. 4 Verschieden eingefärbte Wischtücher sind sinnvoll, um ein Farbleitsystem zu unterstützen: Alle für eine aus hygienischen und reinigungstechnischen Gründen zusammengehörenden Reinigungsutensilien (Eimer, Bürsten, Tücher) sind einheitlich eingefärbt (z. B. für Toilettenreinigung, Desinfektion usw.). Auch die Gebinde (Kappen, Etiketten) können in das Farbleitsystem integriert sein, eine Einfärbung der Reinigungsmittel selbst ist jedoch abzulehnen.

Aufbereitung (Wäscherei) Waschbezüge müssen, wie sonstige Krankenhauswäsche auch (7 Kap. 41), desinfizierend gewaschen werden. Eine hygienische Verpflichtung, dafür separate Waschmaschinen einzusetzen, besteht nicht. Das Waschprogramm sollte auf den hohen Anteil von Schmutzpartikeln (Flusen, Sand, Haare etc.) und die störenden Bodenreinigungsmittel (Schaumbildung) abgestimmt sein. > Aus hygienischen Gründen ist es erforderlich, nur vollständig durchgetrocknete Mopps an die Hausreinigung auszuliefern. Ansonsten drohen Verkeimung, Geruchsbildung oder Stockflecken.

Da die maschinelle Volltrocknung der Bezüge in der Praxis meist untragbar lange dauert, können die Mopps auch so weit vorgetrocknet werden, dass sie erst beim Auskühlen durchtrocknen (z. B. Lagerung der noch heißen Bezüge in offenen Gitterbehältern).

Reinigungswagen und -utensilien Reinigungswagen sollen einen zügigen Arbeitsablauf gewährleisten. Um Verwechslungen der verschiedenen Reinigungslösungen zu vermeiden und hygienisch sicher zu arbeiten, ist es sinnvoll, die Behälter sowie die jeweils verwendeten Putztücher durch ein Farbleitsystem zu kennzeichnen. Ausrüstung, die nass wird, ist bei Arbeitsende zu trocknen und regelmäßig zu reinigen (Behälter, Mopphalter, Abtropfsiebe etc.). Insbesondere sind folgende Punkte wichtig: 4 Alle Reinigungslösungen arbeitstäglich frisch ansetzen und möglichst rasch aufbrauchen; 4 nicht benötigte Reinigungslösungen wegschütten (Behälter müssen über Nacht trocknen können); 4 Mopphalter nach Arbeitsende aufklappen und so stellen, dass sie über Nacht trocknen können; 4 bei Arbeitsende nicht benötigte, aber bereits befeuchtete Mopps und Tücher in die Wäsche geben (keine Reinigungstextilien »auf Vorrat« ins Putzwasser geben).

259

19.6 · Bauplanung

19.4.3

Reinigungsmaschinen

Aus Arbeitsschutzgründen sind Reinigungsmaschinen der manuellen Reinigung vorzuziehen (TRGS 531, 1996; 7 Kap. 16). In Kliniken beschränkt sich der Einsatz meist auf Eingangs- und Flurbereiche. ! Cave Wasserführende bzw. nass werdende Teile können verkeimen und müssen in hygienisch einwandfreiem Zustand sein. Bei manchen Reinigungsgeräten sind Lärmemissionen problematisch.

Nach Arbeitsstättenverordnung (ArbStättV 1975) gilt zumindest für die Belastung des Personals, dass in Bereichen mit überwiegend geistiger Tätigkeit 55 dBA und bei einfachen und Routinetätigkeiten 70 dBA einzuhalten sind. Auch für Patienten können Lärmemissionen sehr belastend sein, besonders wenn die Geräte im Zimmer oder gar nachts zum Einsatz kommen.

Einscheibenmaschinen Sie werden (auch als »High-Speed-Maschinen«) zum Polieren von Pflegefilmen oder zum Scheuern eingesetzt. Ein Spritzschutz sollte angebracht sein. Der Treibteller der Scheibenmaschinen kann mit Tellerbürsten oder Bodenreinigungsscheiben (Pads) bestückt werden. Diese sind nach Arbeitsende auszuspülen und so aufzubewahren, dass sie rasch trocknen.

gelmäßige Schulungen, in die Hygienefachkräfte eingebunden sind, sollten Reinigungstechnik, Arbeitssicherheit, Materialkunde, Hygiene und Umweltschutz betreffen. In den Schulungen müssen die Kenntnis, das Verständnis und der Gebrauch der relevanten Dokumente vermittelt werden. Insbesondere sind dies der Hygieneplan, der Hautschutzplan sowie die Sicherheitsdatenblätter und die technischen Merkblätter der Produkte. Hygiene- und Hautschutzpläne sind zusätzlich zu den Schulungen in den Arbeitsbereichen auszuhängen. Für den Umgang mit gefährlichen Zubereitungen (Produkten) sind individuelle Betriebsanweisungen erforderlich. Für ausländisches Personal ist eine Übersetzung des Hygiene- u. Hautschutzplanes und anderer wichtiger Informationen in ihre Landessprache sinnvoll. > In Bereichen, an die besonders hohe hygienische Anforderungen gestellt werden, z. B. Infektionsstation, Frühgeborenenstation oder OP-Abteilung, soll speziell ausgebildetes Reinigungspersonal eingesetzt werden. Besonders wichtig sind Informationen über den korrekten Umgang mit Desinfektionsmitteln.

19.6

Bauplanung

Nähere Ausführungen zum Thema »Baumaßnahmen« allgemein finden sich in 7 Kap. 22.

Gebäudeumfeld

Scheuersaugmaschinen oder Sprühextraktionsgeräte

19.6.1

Bei Arbeitsende müssen sämtliche Behälter und Leitungssysteme vollständig entleert und ggf. gereinigt werden. Siebe und Düsen sind regelmäßig zu prüfen und ggf. zu reinigen. Sprühextraktionsgeräte können die Raumluft durch Aerosolbildung belasten, was besonders beim Arbeiten mit Desinfektionsmitteln beachtet werden muss.

Der beste Schmutz ist der, der gar nicht erst ins Gebäude kommt. Die Wege sollten bereits außerhalb des Gebäudes so konzipiert und gepflegt sein, dass sie nicht verschmutzen und keine Trampelpfade über Grünflächen provoziert werden. Vor den Eingängen sollten Aschenbecher und Abfallbehälter stehen und Überdachungen Regenwasser fernhalten.

19.4.4

Staubsauger 19.6.2

Staubsauger dienen der Teppichreinigung. Staubbeutel, Motor und Mikrofilter, ggf. auch HEPA-Filter sind regelmäßig zu wechseln. Bei ordnungsgemäß betriebenen Geräten kommt es nicht zu einer Erhöhung von Luftkeimen oder Partikeln.

19.5

Schulung des Personals

Eine effektive und materialschonende Reinigung und wirksame Desinfektion kann nur mit qualifiziertem, d. h. insbesondere auch mit dem Klinikbetrieb vertrautem und motiviertem Personal erzielt werden. Dazu gehören Hauswirtschaftsleitung, Vorarbeiter und Reinigungskräfte. Re-

Sauberlaufzonen

Die Eingangsbereiche sollten über großzügig bemessene Sauberlaufzonen inklusive Schmutzfangkonstruktionen verfügen. Dadurch kann der Schmutzeintrag drastisch reduziert werden. Schmutzfänger müssen gewartet (gereinigt) werden. Im Winter können zusätzliche, waschbare Schmutzfangmatten, z. B. vor Aufzügen, sehr sinnvoll sein.

19.6.3

Sonstige Konstruktionsmerkmale

4 Heizkörper und Rohre mit genügend Bodenfreiheit installieren.

19

260

II

Kapitel 19 · Umweltschonende Hausreinigung und Flächendesinfektion

4 WCs, Urinale, Papierkörbe mit genügend Bodenfreiheit installieren. 4 Treppengeländer seitlich ansetzen. 4 Alle Durchgänge so bemessen, dass sie mit Reinigungsmaschinen befahrbar sind.

19.6.4

Bodenbeläge

Allgemeine Aspekte Im Klinikbereich sind vor allem elastische Bodenbeläge verbreitet, d. h. Linoleum, Kautschuk, Polyolefine oder PVC. Der Verbrauch von Reinigungsmitteln hängt vor allem vom Zustand und der Qualität der Oberfläche ab. Je poröser die Oberfläche, desto schneller ist die Wiederanschmutzung und desto höher der Reinigungsmittelverbrauch, desto höher ist auch der Kraftaufwand beim Wischen und die Tendenz, umweltbelastende Grundreinigungen durchzuführen, welche die Probleme weiter verschärfen. Oberflächlich angegriffene Linoleumbeläge sind besonders reinigungsintensiv. Aus der Gesamtsicht, d. h. inklusive der Aspekte Herstellung, Entsorgung sowie der Brandfallproblematik sind insbesondere PVC-Beläge als umweltbelastend anzusehen. Bodenbeläge sollten nicht zu hell und innerhalb eines Reinigungsbereiches möglichst einheitlich sein.

Teppichböden Auch in ausgewählten Patientenbereichen eines Krankenhauses kann ein textiler Bodenbelag (Vlies oder Schlingenware) eingesetzt werden (nicht in Intensivstationen). Grundvoraussetzung ist, dass er über einen flüssigkeitsdichten Rücken verfügt und bei praxisrelevanten Verschmutzungen (z. B. Fäkalien, Blut) desinfizierbar ist. Um Raumluftbelastungen auszuschließen, sollten Aldehyde in Sprühextraktionsgeräten nicht zum Einsatz kommen. Der Bodenbelag selbst sollte emissionsarm und lösemittelfrei verklebt sein. Es sollte ein ständig verfügbarer Fleckendienst organisiert sein. Wesentliche Vorteile eines Teppichs sind mehr Wohnlichkeit, Schalldämmung, Staubbindung, Tritt- und Rutschsicherheit sowie Verminderung von Verletzungsgefahren bei Unfällen. Befürchtungen hinsichtlich der Entstehung von Allergenen (Hausstaubmilben) sind unbegründet. Probleme können durch eine zu hohe Lärmbelastung durch Geräte (Staubsauger, Sprühextraktionsgerät) oder für das Personal durch einen erhöhten Rollwiderstand, z. B. beim Schieben der Betten, entstehen. Die Lebensdauer sollte grundsätzlich mit der eines Hartbodens vergleichbar sein.

19.6.5

Hauswirtschaftsräume

Funktionsgerechte Räume sind wichtig, um Reinigungsund Desinfektionsmittel sachgerecht einzusetzen und Utensilien und Maschinen in hygienisch einwandfreiem

Zustand zu halten. Pro Gebäude sollte ein größerer Zentralraum (mindestens ca. 20 m2) und auf jeder Etage eine abschließbare Putzkammer (mindestens ca. 8 m2) vorhanden sein. Eine eigene Wasserversorgung und ein Ausguss erleichtern die Wartung der Putzgeräte, und eine wirksame Entlüftung sollte ein rasches Trocknen gewährleisten. Reinigungs- und Desinfektionsmittel sollten sicher gelagert werden und problemlos umzufüllen bzw. zu dosieren sein. Es sollten Reinigungspläne aushängen, die über die korrekte Verwendung und Dosierung der Reinigungschemie informieren.

Literatur ArbStättV (1975) Arbeitsstättenverordnung. BGBl. I, 1975, S 729 ff (in der aktuell gültigen Fassung) BGR 250 (2003) Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege BgVV (2000) Haushalts-Chemikalien. Auch ältere Mitbürger sind verstärkt gefährdet. Pressemitteilung 01/2000 BgVV (2002) Shampoo, Schaumbad, Allzweck-Reiniger: Gefahr auch für Erwachsene. Pressemitteilung 11/2002 ChemG (2002) Gesetz zum Schutz vor gefährlichen Stoffen – Chemikaliengesetz. BGBl. I Nr. 40 v. 27.06.2002, S. 2090 ff (in der aktuell gültigen Fassung) Dettenkofer M, Wenzler S, Amthor S et al. (2004) Does disinfection of environmental surfaces influence nosocomial infection rates? A systematical review. Am J Infect Control 32: 84–89 GefStoffV (2004) Verordnung zum Schutz vor Gefahrstoffen. BGBl. I Nr. 74 v. 29.12.2004, S 3758 ff (in der aktuell gültigen Fassung) IfSG (2000) Gesetz zur Verhütung und Bekämpfung von Infektionskrankheiten beim Menschen. BGBl. I, 2000, S 1045 ff (in der aktuell gültigen Fassung) Larson E (2001) Hygiene of the Skin: When Is Clean Too Clean? Emerg Infect Dis 7: 225–230 RKI (2004) Anforderungen an die Hygiene bei der Reinigung und Desinfektion von Flächen. Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert Koch-Institut (RKI). Bundesgesundheitsblatt 47: 51–61 (DesinfektionsmittelDosiergeräte: 67–72) Schnuch A, Uter W, Geier J et al. (1998) Contact allergies in healthcare workers. Results from the IVDK. Acta Derm Venerol 78: 358–363 TensV (1977) Tensidverordnung. BGBl. I, 1977, S 244 ff (in der aktuell gültigen Fassung) TRGS 220 (2002) Sicherheitsdatenblatt. BArbBl. 4/2002, S 112 ff TRGS 525 (1998) Umgang mit Gefahrstoffen in Einrichtungen zur humanmedizinischen Versorgung: BArbBl. 5/1998, S. 99 ff TRGS 531 (1996) Technische Regeln für Gefahrstoffe 531 Gefährdung der Haut durch Arbeiten im feuchten Milieu (Feuchtarbeit). BArbBl. 9/1996 S. 65–67 TRGS 540 (2000) Sensibilisierende Stoffe. BArbBl. 2/2000, S. 73 ff WRMG (1987) Gesetz über die Umweltverträglichkeit von Wasch- und Reinigungsmitteln.. BGBl. I, 1987, S 875 ff (in der aktuell gültigen Fassung)

20 20 Umweltschutz und Abfallentsorgung M. Scherrer 20.1 Abfallwirtschaft – 261

20.5 Energieeinsparung – 277

20.1.1 20.1.2 20.1.3 20.1.4 20.1.5

20.5.1 20.5.2 20.5.3 20.5.4 20.5.5 20.5.6 20.5.7 20.5.8

Einteilung der Abfälle – 262 Wie gefährlich ist Krankenhausabfall? – 269 Abfallvermeidung – 270 Abfallverwertung – 272 Der Betriebsbeauftragte für Abfall – 272

20.2 Umweltfreundliche Beschaffung 20.3 Abwasser 20.3.1 20.3.2 20.3.3 20.3.4 20.3.5

– 273

– 273

Desinfektionsmittel – 274 Arzneimittel und Diagnostika – 274 Zytostatika – 275 Röntgenkontrastmittel – 275 Körperflüssigkeiten – 275

20.4 Wassereinsparung – 276 20.4.1 20.4.2 20.4.3 20.4.4

Wasch- und Spülmaschinen – 276 Armaturen – 276 Toilettenspülung – 276 Steckbeckenspülapparate, Desinfektionsautomaten – 276 20.4.5 Regenwassernutzung – 276

– 279

20.6 Außenanlagen – 280 20.7 Verkehr

– 280

20.7.1 Umstieg auf das Fahrrad – 281 20.7.2 Öffentlicher Nahverkehr – 281

20.8 Umweltschutz und Kosteneinsparung – 281 20.9 Umweltmanagementsysteme – 282 Literatur

20.1 In den vergangenen Jahren ist der Umweltschutz im Krankenhaus immer mehr ein Thema geworden. Vor allem wegen Problemen bei der Abfallentsorgung sind Initiativen zur genaueren Definition von Abfällen, zur Abfallvermeidung und -verwertung gestartet worden. Darüber hinaus sind aber auch andere Umweltthemen, wie z. B. Abwasserentsorgung, Energie und Wassereinsparungen, vor allem auch aus ökonomischen Gründen für Kliniken wichtig geworden. In letzter Zeit wird auch in Kliniken – allerdings mehr aus ökonomischen Gründen – über Ressourcenschonung und Steigerung der Effizienz nachgedacht. Nur ein systematischer Ansatz wird letztendlich zu einem kontinuierlichen Verbesserungsprozess im Umweltschutz führen. Um alle Optimierungspotenziale zu entdecken und zu erschließen, ist die Einführung eines Umweltmanagementsystems sinnvoll, dies kann auch in einem Qualitätsmanagementsystem integriert sein.

Energieerzeugung – 277 Bautechnik – 277 Wärmeversorgung – 278 Kälteversorgung – 278 Stromversorgung – 278 Reduktion des Stromverbrauchs Raumlufttechnik – 279 Nutzerverhalten – 280

– 283

Abfallwirtschaft

Die Entsorgung von Abfällen in der Bundesrepublik Deutschland wird durch knapper werdende Entsorgungsmöglichkeiten (Deponieraum bzw. Müllverbrennungsanlagen) immer schwieriger. Gleichzeitig werden Genehmigungen für neue Abfallentsorgungsanlagen immer komplizierter und langwieriger. Dadurch soll eine Gefährdung der Umwelt bzw. eine Gesundheitsgefährdung der Bevölkerung ausgeschlossen werden. So gab es beispielsweise in den alten Bundesländern 1972 noch rund 50.000, im Jahr 1993 nur noch 546 Deponien (Wissenschaftlicher Beirat der Bundesärztekammer 1995) – entsprechend schwieriger und teurer wird die Abfallentsorgung. Mit Inkrafttreten der TA Siedlungsabfall ab dem Jahr 2005 gehört eine Deponierung von Abfällen, wie wir sie bisher kannten, der Vergangenheit an. Gemäß dieser Konkretisierung des Kreislaufwirtschafts- und Abfallgesetzes müssen alle Abfälle vorbehandelt werden, was in den meisten Fällen bedeutet, dass sie zunächst eine Verbrennungs-

262

II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

anlage durchlaufen müssen, bevor Sie deponiert werden dürfen. Der Gesetzgeber hat mit dem Kreislaufwirtschaftsund Abfallgesetz eindeutige Ziele in Richtung Kreislaufwirtschaft, d. h. vermehrter Verwertung von Abfällen, gesetzt. Sie gibt der Vermeidung eindeutigen Vorrang vor der Verwertung und der Verwertung wiederum Vorrang vor der endgültigen Entsorgung. Was für den kommunalen hausmüllähnlichen Abfall gilt, trifft ähnlich auch auf die Krankenhausabfälle zu. So hatten wir im Jahr 1984 noch 554 krankenhauseigene Verbrennungsanlagen. Diese Zahl ist gemäß dem Statistischen Bundesamt im Jahr 2001 abgesunken bis auf 7 Anlagen. Der wichtigste Leitfaden für die Abfallwirtschaft im Gesundheitswesen ist die »Richtlinie über die ordnungsgemäße Entsorgung von Abfällen aus Einrichtungen des Gesundheitsdienstes« der Länderarbeitsgemeinschaft Abfall (LAGA 2002). Sie gibt wichtige Hinweise, wie mit Abfällen aus Einrichtungen des Gesundheitsdienstes umgegangen werden soll und welche Entsorgungsart notwendig ist.

Untergruppen. Für das Gesundheitswesen wird unterschieden zwischen der Humanmedizin (01) und der Veterinärmedizin (02). 4 Die letzten beiden Ziffern nummerieren dann die unterschiedlichen Abfälle durch. Eine Übersicht über die früher übliche Einteilung und die jetzige Nomenklatur gibt . Tab. 20.1. Da sich die Bezeichnungen A bis E jedoch bisher in der Praxis eingeprägt haben, besteht natürlich keine Veranlassung, sie krankenhausintern nicht auch weiterzuverwenden. > Für den externen Gebrauch müssen allerdings zwingend die Abfallschlüsselnummern nach Abfallverzeichnisverordnung verwendet werden.

Die Abfallverzeichnisverordnung unterscheidet die im Folgenden aufgeführten Abfälle aus dem Gesundheitsdienst, wobei die LAGA-Richtlinie die Definition dazu liefert.

Spitze oder scharfe Gegenstände (Abfallschlüsselnummer 18 01 01) 20.1.1

Einteilung der Abfälle

Die LAGA-Richtlinie teilt die Abfälle aus dem Gesundheitsdienst analog den Abfallarten des europäischen Abfallverzeichnisses bzw. der Abfallverzeichnisverordnung zu. Dabei wird die früher übliche Einteilung in Abfallgruppen A bis E verlassen. Die Abfallverzeichnisverordnung teilt die Abfälle entsprechend ihres Herkunftsbereiches ein. Dabei wird eine sechsstellige Schlüsselnummer vergeben, deren Aufbau folgendermaßen strukturiert ist: 4 Die ersten beiden Ziffern bezeichnen den Herkunftsbereich. Für das Gesundheitswesen ist dies die Nummer 18. 4 Die nächsten beiden Ziffern unterteilen diesen übergeordneten Herkunftsbereich noch einmal in sinnvolle

Hierbei handelt es sich um alle Abfälle aus der Krankenversorgung, bei denen ein Risiko für Schnitt- oder Stichverletzungen besteht, also beispielsweise Kanülen oder Skalpelle. Diese Abfälle sind in geeigneten stichfesten und bruchsicheren Behältnissen zu sammeln und sollen vor unbefugtem Zugriff geschützt entsorgt werden. Eine gemeinsame Entsorgung mit Abfällen aus dem Abfallschlüssel 18 01 04 ist möglich. Ganz wichtig ist die Beachtung des Arbeitsschutzes beim Umgang mit diesen Abfällen. So muss natürlich gewährleistet werden, dass beim Transport- und Entsorgungsvorgang die spitzen und scharfen Gegenstände nicht wieder frei werden und kein Risiko mehr für die damit Beschäftigten sind. Aus diesem Grund ist eine Verdichtung dieser Abfälle auch nur zulässig, wenn die Anforderungen des Arbeitsschutzes bis zur endgültigen Beseitigung

. Tab. 20.1. Neue Nomenklatur bei der Einteilung von Krankenhausabfällen Abfallgruppe nach LAGA-Merkblatt 1992

Abfallschlüssel nach LAGA-Richtlinie 2002 bzw. Abfallverzeichnisverordnung

A

Abfälle, an deren Entsorgung keine besonderen Anforderungen zu stellen sind

20 03 01 15 01 XX

B

Abfälle, an deren Entsorgung innerhalb der Einrichtung besondere Anforderungen zu stellen sind

18 01 01 18 01 04

C

Infektiöse, ansteckungsgefährliche oder stark ansteckungsgefährliche Abfälle

18 01 03*

D

Abfälle, an deren Entsorgung innerhalb und außerhalb der Einrichtung besondere Anforderungen zu stellen sind

18 01 06* 18 01 07 18 01 08* 18 01 09 18 01 10*

E

Körperteile und Organabfälle

18 01 02

* Besonders überwachungsbedürftig.

20.1 · Abfallwirtschaft

gewährleistet sind. Die sichere Umhüllung durch das Kanülenentsorgungsbehältnis muss bis zur Übergabe des Sammelbehältnisses zur Entsorgung der Abfälle gewährleistet sein. Dieses Sammelbehältnis kann für Krankenhäuser oder Arztpraxen auch der Presscontainer oder ein Müllsammelfahrzeug sein. ! Cave Durch ihre potenzielle Verletzungsgefahr besteht bei diesen Abfällen das besondere Risiko der Infektionsübertragung. Deswegen ist der richtige Umgang bei der Sammlung und dem Transport extrem wichtig.

Eine stoffliche Verwertung, die ein Öffnen der Sammelbehältnisse voraussetzt, ist auch nach einer Desinfektion unzulässig. In jedem Falle ist verfahrenstechnisch sicherzustellen, dass beim Umgang mit diesen Abfällen allen mit der Kontamination mit Blut verbundenen Gesundheitsrisiken Rechnung getragen wird. Es ist keineswegs so, dass auf jeden Fall gekaufte Behältnisse verwendet werden müssen. Auch geleerte, bereits im Krankenhaus vorhandene Behältnisse,wie Reinigungsmittelkanister können eingesetzt werden. Voraussetzung dafür ist, dass relativ dickwandige Behältnisse, vergleichbar mit den gekauften, dafür eingesetzt werden. Wir untersuchten im Universitätsklinikum Freiburg die Behälterverschlüsse sowie die Markierungen von Kanülenentsorgungsbehältnissen. Dabei zeigte sich, dass die gekauften Behältnisse z. T. schlechter verschlossen waren als bereits vorhandene Kanister. Es konnte durch die Untersuchung festgestellt werden, dass die bisher eingesetzte und gekaufte kleine Entsorgungsbox konstruktionsbedingt nicht geeignet war. Was die Beschriftung angeht, war diese bei gekauften Behältnissen ebenso schlecht wie bei weiterverwendeten Kanistern. Die Sammelbehältnisse sollten auf gar keinen Fall überfüllt werden, da dabei eine Gefahr der Penetration der Umhüllung besteht und eine Verletzung möglich wird. Angebrachte Markierungen zur Füllhöhe sollten unbedingt beachtet werden. Falls eine solche Markierung nicht angebracht ist, sollte das Behältnis nur bis maximal 80% seines Volumens befüllt werden (Bundesverband der Unfallkassen 2001; Scherrer u. Kowalska 2002). Ein ordentliches und sicheres Verschließen des Behältnisses ist ebenfalls wichtig. Der vorgesehene Verschluss muss fest aufgedrückt werden. Das Verschließen der Einfüllöffnung mit Heftpflaster, wie es oft zu beobachten ist, ist kein »sicherer Verschluss«.

Körperteile und -organe einschließlich Blutbeutel und Blutkonserven (Abfallschlüsselnummer 18 01 02) Üblicherweise versteht man unter Körperteilen und Organabfällen in diesem Sinne Abfälle, die makroskopisch noch als vom menschlichen Körper stammend erkennbar sind und aus ethischen bzw. ästhetischen Gründen gesondert

263

entsorgt werden. Nicht zu den Körperteilen in diesem Sinne zählen beispielsweise extrahierte Zähne oder Haare. In der neuesten deutschen Richtlinie werden mit Blut oder flüssigen Blutprodukten gefüllte Behältnisse (z. B. nicht zum Einsatz gekommene Blutkonserven) auch unter den Begriff Körperteile und Organabfälle gefasst. Dies ist dadurch begründet, dass immer wieder Schwierigkeiten bei der Entsorgung von stark blutkontaminierten Abfällen auftreten, da diese von den Entsorgungseinrichtungen als infektiös zurückgewiesen werden. Körperteile und Organabfälle sollen bereits am Entstehungsort getrennt erfasst werden. Die Abfälle sind in geeigneten, sicher verschlossenen Behältnissen zu befördern und zur Abholung bereitzustellen. Ein Umfüllen oder Sortieren der Abfälle sollte nicht durchgeführt werden. Körperteile und Organabfälle müssen einer gesonderten Beseitigung in einer zugelassenen Verbrennungsanlage zugeführt werden. Einzelne mit Blut oder flüssigen Blutprodukten gefüllte Behältnisse können in dafür vorgesehene Ausgüsse entleert werden. Dabei müssen hygienische und infektionspräventive Gesichtspunkte und der Arbeitsschutz beachtet werden. Der Inhalt kann unter Beachtung wasserwirtschaftlicher Vorgaben (kommunale Abwassersatzung) dem Abwasser zugeführt werden. Bei der Lagerung ist darauf zu achten, dass eine Gasbildung in den Sammelbehältnissen vermieden wird (z. B. Lagerungstemperatur unter +15°C bei einer Lagerdauer von längstens einer Woche). Bei einer geringeren Lagerungstemperatur (z. B. unter +8°C) kann die Lagerdauer in Abstimmung mit einem für die Hygiene Zuständigen (z. B. Krankenhaushygieniker oder Hygienefachkraft) verlängert werden. An einem Krankenhaus der Maximalversorgung entstehen bei durchschnittlich 50 Eingriffen pro Tag 50–100 l Körperflüssigkeiten zur Entsorgung. Zuzüglich muss mit ca. 1 l Vollblut und 10 l Serum durch verfallene Konserven gerechnet werden. Bei einer Abwassermenge von 470 m3/ Tag resultiert daraus eine Proteinkonzentration im Abwasser von 12 mg/l. Da dies keine nennenswerte zusätzliche Abwasserbelastung darstellt, spricht nichts gegen eine Entsorgung in der öffentlichen Kanalisation. Bei Vollblut besteht allerdings die Gefahr der Gerinnung und dadurch der Verstopfung. Falls also Vollblut nicht genügend durch das sowieso entstehende Abwasser verdünnt wird (das Verdünnungsverbot ist zu beachten!), ist die Entsorgung als Abfall vorzuziehen. Alle anderen bluthaltigen Körperflüssigkeiten können problemlos ins Abwasser eingeleitet werden. Kommunales Abwasser gilt grundsätzlich als infektiös, deswegen ergibt sich aus den geringen Mengen eingeleiteter Körperflüssigkeiten keine zusätzliche Infektionsgefahr (ATV-DVWK 2001). Bei großen Entsorgungsmengen von mit Blut oder flüssigen Blutprodukten gefüllten Behältnissen kann auf Mehrwegsysteme (z. B. Absaugsysteme, Redonflaschen) zurück-

20

264

II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

gegriffen werden. Hierbei muss allerdings beachtet werden, dass die Behältnisse entleert und aufbereitet werden müssen (Reinigung und Desinfektion, ggf. Sterilisation). Mit dieser Aufbereitung sind auch Umweltbelastungen verbunden (Wasser- und Energieverbrauch, Abwasserbelastung). Üblicherweise werden Anatomieleichen mit Formalin, einer wässrigen Formaldehydlösung, konserviert. Neuerdings kommt es vor, dass dem Formalin noch Zusätze beigegeben werden. Deswegen ist bei der Verbrennung von Anatomieleichen in Krematorien, die mögliche Dioxin-/ Furanbildung (insbesondere aus der De-novo-Synthese) zu beachten (BUWAL 2004). Während in der Schweiz auch eine Verbrennung in dazu geeigneten und zugelassenen Krematorien und in Österreich sogar die Bestattung auf Friedhöfen möglich ist, ist dies in Deutschland aus abfallrechtlicher Sicht nicht zugelassen.

Infektiöse Abfälle (Abfälle, an deren Sammlung und Entsorgung aus infektionspräventiver Sicht besondere Anforderungen gestellt werden; Abfallschlüsselnummer 18 01 03*) Infektiöse Abfälle sind Abfälle, an deren Sammlung und Entsorgung aus infektionspräventiver Sicht besondere Anforderungen gestellt werden müssen. Dies ergibt sich aus der bekannten oder aufgrund medizinischer Erfahrung zu erwartenden Kontamination mit Krankheitserregern, wenn dadurch eine Verbreitung der Krankheit zu befürchten ist. Die Einschätzung der Verbreitungsmöglichkeit erfolgt unter Berücksichtigung 4 der Ansteckungsgefährlichkeit (Kontagiösität, Infektionsdosis, epidemisches Potenzial), 4 der Überlebensfähigkeit des Erregers (Dauer der Infektionstüchtigkeit), 4 des Übertragungsweges, 4 des Ausmaßes und der Art der potenziellen Kontamination, 4 der Menge des kontaminierten Abfalls, 4 der Schwere der ggf. ausgelösten Erkrankung und deren Behandelbarkeit. Infektiöse Abfälle müssen auch aufgrund § 17 IfSG (Gegenstände, die mit meldepflichtigen Erregern behaftet sind) besondere Beachtung erfahren. Es handelt sich um Abfälle, die bei der Diagnose, Behandlung und Pflege von Patienten mit Infektionskrankheiten anfallen und mit erregerhaltigem Blut/Serum, Exkret oder Sekret kontaminiert sind. Um das Infektionsrisiko konkret beurteilen zu können, sind detaillierte Kenntnisse der örtlichen Gegebenheiten und Voraussetzungen erforderlich. Daher sind notwendige Maßnahmen im Einzelfall im Einvernehmen mit dem hygienebeauftragten Arzt oder mit dem für die Hygiene Zuständigen (z. B. der Krankenhaushygieniker oder die Hygienefachkraft) sowie dem Betriebsarzt und der Fachkraft für die Arbeitssicherheit festzulegen.

Infektiöse Abfälle können nach dem gegenwärtigen Stand des Wissens bei folgenden Krankheiten des Menschen entstehen (in Klammern ist die jeweilige für die Übertragung relevante erregerhaltige Ausscheidung/Körperflüssigkeit aufgeführt):

Übertragung durch unmittelbaren Kontakt mit verletzter oder nicht intakter Haut oder Schleimhaut (z. B. durch Inokulation) 4 Aids/HIV-Infektion (Blut) 4 Virushepatitis (Blut) 4 TSE (transmissible spongiforme Enzephalopathien; Gewebe, Liquor; mit TSE-Erregern kontaminierte Abfälle sind immer zu verbrennen) – CJK (Creutzfeldt-Jakob-Krankheit) – vCJK (Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit)

Fäkal-orale Übertragung (Kontaktinfektion) 4 Cholera (Stuhl, Erbrochenes) 4 Ruhr, HUS (enterophatisches hämolytischurämisches Syndrom) (Stuhl) 4 Typhus/Paratyphus (Stuhl, Urin, Galle, Blut)

Aerogene Übertragung/Tröpfcheninfektion; Kontaktinfektion 4 Aktive Tuberkulose (Sputum, Urin, Stuhl) 4 Meningitis/Enzephalitis (insbesondere Meningokokkenmeningitis) (Sputum/Rachensekret) 4 Brucellose (Blut) 4 Diphtherie (Sputum/Rachensekret, Wundsekret) 4 Lepra (Nasensekret, Wundsekret) 4 Milzbrand (Sputum/Rachensekret, Wundsekret) 4 Pest (Sputum/Rachensekret, Wundsekret) 4 Pocken (Rachensekret, Pustelsekret) 4 Poliomyelitis (Sputum/Rachensekret, Stuhl) 4 Psittacose (Veterinärmedizin, keine Übertragung durch den Menschen) 4 Q-Fieber (Veterinärmedizin, keine Übertragung durch den Menschen) 4 Rotz (Sputum/Rachensekret, Wundsekret) 4 Tollwut (Sputum/Rachensekret) 4 Tularämie (Wundsekret, Eiter) 4 Virusbedingte hämorrhagische Fieber einschl. Hanta (renale Symptomatik/HFRS; pulmonale Symptomatik/HPS) (Blut, Sputum/Rachensekret, Wundsekret, Urin)

In jedem Falle zählen zu diesen Abfällen alle nicht inaktivierten/desinfizierten mikrobiologischen Kulturen. Nicht gemeint sind kontaminierte trockene (nicht tropfende) Abfälle von entsprechend erkrankten Patienten (HIV, Virushepatitis) aus Einzelfallbehandlungen, wie z. B. kontaminierte Tupfer im Rahmen der Blutabnahme, nicht

20.1 · Abfallwirtschaft

tropfende Wundverbände oder OP-Abdeckungen, Watterollen aus der zahnärztlichen Praxis. Zu diesen Abfällen zählen aber spitze und scharfe Gegenstände, blutgefüllte Gefäße sowie blutgetränkter Abfall aus Operationen entsprechender Patienten, aus entsprechenden Schwerpunktpraxen und Laboren sowie gebrauchte Dialysesysteme aus der Behandlung bekannter Virusträger. Bei den fäkal-oral übertragbaren Infektionen können Urin und Stuhl unter Beachtung der persönlichen Hygiene und des Arbeitsschutzes dem Abwasser zugeführt werden (kommunale Abwassersatzung beachten). Bei Cholera und Ruhr ist die vom Robert Koch-Institut herausgegebene Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention zu beachten. Da in der vorstehenden Auflistung auch Krankheiten aufgezählt werden, die in Deutschland extrem selten bzw. gar nicht vorkommen können, kann für den internen Umgang im Krankenhaus die Liste erheblich reduziert werden. Für das Universitätsklinikum Freiburg haben wir ein Merkblatt erarbeitet, das sich an der LAGARichtlinie orientiert (. Abb. 20.1).

. Abb. 20.1. Merkblatt zum infektiösen Abfall

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Alle infektiösen Abfälle sollen direkt am Ort ihres Entstehens gesammelt werden. Dazu bieten sich reißfeste, feuchtigkeitsbeständige und dichte Behältnisse an. Bei einer Entsorgung außerhalb des Krankenhauses erfolgt die Sammlung am besten gleich in den bauartgeprüften Gefahrgutverpackungen. Die Abfälle sollten ohne Umfüllen oder Sortieren in geeigneten, sicher verschlossenen Behältnissen (ggf. Säcke in Kombination mit Rücklaufbehältern) zur zentralen Sammelstelle befördert werden. Eine Kennzeichnung der Behältnisse mit dem biohazard-Symbol ist zweckmäßig. Die Behältnisse sollen nicht zu groß sein, um eine sichere Handhabung (Heben, Tragen) zu gewährleisten. Eine Kontamination der Außenseite der Sammelgefäße ist in jedem Falle zu vermeiden (oder ggf. zu beseitigen). Auch hier muss bei der Lagerung die Möglichkeit der Gasbildung beachtet werden. Für die Lagerbedingungen gelten die gleichen Angaben wie bei der Lagerung von Körper- und Organabfällen (7 oben). Infektiöse Abfälle müssen ohne vorheriges Verdichten oder Zerkleinern in den bei der Sammlung verwendeten

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II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

Behältnissen in einer zugelassenen Anlage verbrannt werden. Sofern keine Körperteile und Organabfälle oder TSEErreger entsorgt werden, können infektiöse Abfälle vor der endgültigen Entsorgung desinfiziert werden. Dazu sind anerkannte Verfahren (gelistet in der Liste der vom Robert Koch-Institut anerkannten Desinfektionsmittel und -verfahren; § 18 IfSG; Verfahren mit dem Wirkungsbereich ABC) zu verwenden. Desinfizierte Abfälle können dann unter Beachtung des weiter bestehenden Verletzungsrisikos durch spitze und scharfe Gegenstände zusammen mit dem restlichen Abfall gemäß Abfallschlüssel 18 01 04 entsorgt werden (. Abb. 20.2).

Krankenhausspezifischer Abfall (Abfälle, an deren Sammlung und Entsorgung aus infektionspräventiver Sicht keine besonderen Anforderungen gestellt werden; Abfallschlüsselnummer 18 01 04) Neben infektiösen Abfällen und normalem Restmüll gibt es in Krankenhäusern noch mit Blut, Stuhl o. Ä. kontaminierte und damit nicht mit dem Restmüll vergleichbare Abfälle, die aber gleichzeitig nicht »infektiös« sind. An die Entsorgung dieser Abfälle müssen außerhalb des Krankenhauses aus infektionspräventiver Sicht keine besondere Anforderungen gestellt werden. Es handelt sich dabei um mit Blut, Sekreten oder Exkreten behaftete Abfälle wie Wundverbände, Gipsverbände, Einwegwäsche, Stuhlwindeln, Einwegartikel etc. aus der Krankenversorgung. Die Abfälle sollen wie alle Abfälle aus dem Krankenhaus unmittelbar am Ort ihres Anfallens in geeigneten Behältnissen (reißfest, feuchtigkeitsbeständig, dicht) gesammelt und ohne Umfüllen oder Sortieren in sicher verschlossenen Behältnissen zur zentralen Sammelstelle befördert werden. Die Behältnisse sollen nicht zu groß sein, um eine sichere Handhabung zu gewährleisten. Bei größeren Mengen von Körperflüssigkeiten in Behältnissen muss sichergestellt werden, dass bei Lagerung und Transport keine Flüssigkeiten austreten können. Dies kann z. B. durch Verwendung von geeigneten aufsaugenden Materialien geschehen. Kann dies nicht gewährleistet werden, müssen die Abfälle zusammen mit den Körperteilen und Organabfällen (Abfallschlüsselnummer 18 01 02) entsorgt werden. Selbstverständlich können auch bei diesen Abfällen die Behältnisse mit Körperflüssigkeiten unter Beachtung von hygienischen und infektionspräventiven Gesichtspunkten des Arbeitsschutzes entleert und die Inhalte dem Abwasser zugeführt werden. Krankenhausspezifische Abfälle sind getrennt von gemischten Siedlungsabfällen zu halten und in dafür zugelassenen Anlagen zu beseitigen. Um die Verletzungsgefahr und eine mögliche Infektion (Arbeitsschutz) ausschließen zu können, sind diese Abfälle ohne jegliche außerbetriebliche Vorbehandlung (Sortierung, Siebung, Zerkleinerung, usw.) der Verbrennung zuzuführen.

Aus Arbeitsschutzgründen ist eine Sortierung oder stoffliche Verwertung dieser Abfälle nur möglich, wenn die Anforderungen des Arbeitsschutzes beachtet werden und allen mit Blut und menschlichen Ausscheidungen verbundenen Gesundheitsrisiken Rechnung getragen wird.

Chemikalienabfälle (Abfallschlüsselnummer 18 01 06* und 18 01 07) Hierunter sind grundsätzlich sämtliche Chemikalien zu sehen, die im Krankenhaus als Abfall anfallen können. Man unterscheidet dabei zwei Gruppen: 1. Chemikalien, die aus gefährlichen Stoffen bestehen oder solche enthalten (Abfallschlüsselnummer 18 01 06*); 2. Chemikalien mit Ausnahme derjenigen, die unter 18 01 06* fallen, also solche ohne gefährliche Inhaltsstoffe (Abfallschlüsselnummer 18 01 07). Unterscheidbar sind diese Abfälle dadurch, dass auf den Verpackungen der gefährlichen Chemikalien Gefahrensymbole angebracht sind, während bei den anderen kein solches Symbol aufgedruckt ist. Unter der ersten Gruppe (Abfallschlüsselnummer 18 01 06*) sind z. B. folgende Gruppen von Labor- und Chemikalienabfällen mit gefährlichen Eigenschaften zu verstehen: 4 Säuren, 4 Laugen, 4 halogenierte Lösemittel, 4 sonstige Lösemittel, 4 anorganische Laborchemikalien inkl. Restmengen von Diagnostika, 4 organische Laborchemikalien inkl. Restmengen von Diagnostika, 4 Spül- und Waschwässer mit gefährlichen Inhaltsstoffen, 4 Fixier- und Entwicklerbäder, 4 Desinfektions- und Reinigungsmittelkonzentrate, 4 Formaldehydlösungen, 4 nicht restentleerte Druckgaspackungen. Selbstverständlich ist eine getrennte Sammlung, z. B. von Säuren und Laugen, vorzunehmen; die Entsorgung kann allerdings unter diesem gemeinsamen Sammelschlüssel erfolgen. Bei größeren Einzelmengen können diese Abfälle auch spezielleren Abfallschlüsseln zugeordnet werden (dies kann für die Entsorgung günstiger sein): Säuren: AS 06 01 06* andere Säuren – oder Zuordnung zu AS 06 01 01* bis AS 06 01 05* Laugen: AS 06 02 05* andere Basen – oder Zuordnung zu AS 06 02 01* bis AS 06 02 04* Halogenierte Lösemittel: AS 07 01 03* halogenorganische Lösemittel, Waschflüssigkeiten und Mutterlaugen

20.1 · Abfallwirtschaft

. Abb. 20.2. Schematische Darstellung der Entsorgungswege gemäß LAGA-Richtlinie

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Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

Sonstige organische Lösemittel: AS 07 01 04* andere organische Lösemittel, Waschflüssigkeiten und Mutterlaugen

II

Entwicklerbäder: AS 09 01 01* Entwickler und Aktivatorenlösungen auf Wasserbasis – oder AS 09 01 03* Entwicklerlösungen auf Lösemittelbasis Fixierbäder: AS 09 01 04* Fixierbäder – oder AS 09 01 05* Bleichlösungen und Bleichfixierbäder Zu den Chemikalienabfällen ohne Gefährdungspotenzial zählen alle Chemikalien, auf deren Verpackungen kein Gefährdungssymbol aufgebracht ist oder Chemikalien, die bei der Nutzung so stark verdünnt werden, dass eine Gefährdung nicht mehr gegeben ist. Dazu gehören z. B. chemische Abfälle aus diagnostischen Apparaten, die nicht dem Abwasser zugeführt werden dürfen, Atemkalk, Reinigungsmittel oder Händedesinfektionsmittel.

Zytostatikaabfälle (Abfallschlüsselnummer 18 01 08*) Unter dieser Abfallgruppe werden nicht nur die eigentlichen Zytostatika als Abfälle definiert, sondern alle weiteren Arzneimittel, die ähnliche Eigenschaften haben. Bei der chemischen Therapie von Krebserkrankungen werden krebserzeugende, erbgutverändernde oder reproduktionstoxische Arzneimittel (CMR-Arzneimittel) eingesetzt. Diese Arzneimittel sind für den nicht kranken Menschen, der mit Ihnen umgeht, eine potenzielle Gefahr. Deswegen ist ein besonderer Umgang notwendig. Die bei der Zubereitung und Applikation entstehenden Abfälle müssen getrennt entsorgt werden. Abfälle sind vorrangig bei der Anwendung von Zytostatika und Virusstatika zu erwarten, aber auch bei anderen ähnlich wirkenden Substanzen. Dieser Abfallgruppe sind alle Abfälle zuzuordnen, die aus Resten oder Fehlchargen dieser Arzneimittel bestehen oder die deutlich erkennbar mit CMR-Arzneimitteln verunreinigt sind. Dies gilt u. a. für 4 nicht vollständig entleerte Originalbehältnisse (z. B. bei Therapieabbruch angefallene oder nicht bestimmungsgemäß angewandte Zytostatika), 4 verfallene Arzneimittel in Originalpackungen, 4 Reste an Trockensubstanzen und zerbrochene Tabletten, 4 Spritzen und Infusionsflaschen/-beutel mit deutlich erkennbaren Flüssigkeitsspiegeln/Restinhalten (>20 ml), 4 Infusionssysteme und sonstiges mit Zytostatika kontaminiertes Material (>20 ml) z. B. Druckentlastungssysteme und Überleitungssysteme, 4 nachweislich durch Freisetzung mit großen Flüssigkeitsmengen oder Feststoffen bei der Zubereitung oder Anwendung der vorgenannten Arzneimittel kontaminiertes Material (z. B. Unterlagen, stark kontaminierte persönliche Schutzausrüstung).

Gering kontaminierte Abfälle gehören in der Regel nicht dazu. Zu diesen Abfällen zählen u. a. 4 Tupfer, 4 Ärmelstulpen, Handschuhe, 4 Atemschutzmasken, 4 Einmalkittel, 4 Plastik/Papiermaterial, 4 Aufwischtücher, 4 leere Zytostatikabehältnisse nach bestimmungsgemäßer Anwendung (Ampullen, Spritzenkörper, Schläuche und Infusionsflaschen), 4 Luftfilter von Sicherheitswerkbänken. Diese Abfälle sind dem Abfallschlüssel 18 01 04 zuzuordnen. > Da Zytostatika und ähnliche Arzneimittel auch bei gesunden Menschen toxisch wirken können, müssen diese als besonders überwachungsbedürftiger Abfall entsorgt werden (Eitel et al. 2004).

Zytostatikareste, die als besonders überwachungsbedürftige Abfälle entsorgt werden, müssen bei einer Temperatur von mindestens 1000°C verbrannt werden, um eine sichere Inaktivierung zu gewährleisten. Bei der Verbrennung entstehen die üblichen atmosphärischen Emissionen. Neben der Abfallentsorgung ist für Zytostatika aber auch der Abwasserpfad zu beachten. Sowohl durch flüssige Zytostatikareste als auch über Patientenausscheidungen gelangen Zytostatika ins Abwasser. Da der Großteil der Zytostatika biologisch nicht abbaubar ist, können sie die Kläranlagen passieren und in Oberflächengewässer gelangen, wie dies bei Cyclophosphamid und Ifosfamid nachgewiesen wurde. Manche Zytostatika (z. B. Epirubicin) adsorbieren stark an den Klärschlamm. Wird dieser anschließend landwirtschaftlich genutzt, kann ein Eintrag in Böden nicht ausgeschlossen werden. Das Auftreten von Zytostatika im Trinkwasser ist bislang zwar nicht dokumentiert, es sollte aber aus Vorsorgegründen der Eintrag von Zytostatika in die Umwelt minimiert werden. Die Konzentrationen durch Patientenausscheidungen sind so gering, dass nach derzeitigem Kenntnisstand nicht von einer Gefährdung für Mensch und Umwelt ausgegangen werden muss. Ein deutlich höheres Krebsrisiko entstünde hingegen für Pflegepersonal durch das Sammeln von Patientenausscheidungen zur Entsorgung als Sondermüll (deshalb nicht empfehlenswert).

Altarzneimittel (Abfallschlüsselnummer 18 01 09) Neben Abfällen durch CMR-Arzneimittel (siehe Zytostatika) entstehen in Krankenhäusern auch Abfälle durch andere weniger gefährliche oder ungefährliche Arzneimittel (z. B. unverbrauchte Röntgenkontrastmittel, unverbrauchte Infusionslösungen, verfallene Tabletten oder Kapseln). Eine gemeinsame Entsorgung dieser Abfälle mit Abfällen nach Abfallschlüsselnummer 18 01 04 ist möglich. Dabei muss ein

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20.1 · Abfallwirtschaft

missbräuchlicher Zugriff durch Dritte und eine möglicherweise damit verbundene Gefährdung ausgeschlossen werden. Eine gemeinsame Beseitigung mit gemischten Siedlungsabfällen (Abfallschlüsselnummer 20 03 01) ist – im Rahmen der freiwilligen Rücknahme durch Apotheken – zulässig. Die Aussagen über Mengen an Altmedikamenten aus dem Haushaltsbereich differieren zwischen 8000–16.000 t pro Jahr. Im Gegensatz dazu sind über die Menge der im Krankenhausbereich rücklaufenden Altmedikamente bisher keine Angaben bekannt. Deswegen wurde im Universitätsklinikum Freiburg über 2,5 Monate bilanziert, welche Medikamente in die Apotheke zurückkommen. Dabei wurden 3833 Packungen registriert, dazu kamen noch 552 Packungen harmlose Arzneimittel (z. B. Mineralien, Wasser, Vitamine). Die erfassten Arzneimittel hatten inklusive Verpackung ein Gesamtgewicht von 104,5 kg. Davon hatte die Wirkmenge einen Anteil von 7,9 kg. > Das Abfallrecht lässt die Entsorgung von Altmedikamenten in haushaltsüblichen Mengen zusammen mit dem Hausmüll zu. Als Grundsatz gilt allerdings weiterhin, dass die Entsorgung so zu erfolgen hat, dass das Wohl der Allgemeinheit nicht beeinträchtigt und die Umwelt geschützt wird.

Es ist also zu betrachten, ob bei der Entsorgung von Altmedikamenten die Allgemeinheit beeinträchtigt oder die Umwelt belastet wird. Bei einem mittleren Wirkanteil von 5% der Medikamente und einem durchschnittlichen Restfüllgrad von 75% ergibt sich somit ein jährlich zu entsorgendes Arzneistoffgewicht zwischen 300 und 600 t. Gemessen an der gesamten zu entsorgenden Hausmüllmenge in Deutschland erscheint diese Menge verschwindend gering. Eine besondere Umweltbelastung bei der Entsorgung ist deshalb von den meisten Altmedikamenten nicht zu erwarten. Allerdings gibt es Arzneimittel, z. B. halogenhaltige Arzneimittel, Zytostatika, Antibiotika, Chemotherapeutika und hormonhaltige Arzneimittel, für die eine besondere Umweltrelevanz bekannt bzw. zu vermuten ist. Da die Abfallverbrennung nach TA Siedlungsabfall die einzige zukünftige primäre Entsorgungsmethode ist, müssten in Deutschland maximal 800 Tonnen Arzneiwirkstoff im Jahr verbrannt werden, bei einem Hausmüllaufkommen von etwa 30 Mio. Tonnen. Es handelt sich also um eine relativ geringe Menge an Wirkstoffen, deren ökologisches Risiko für die Umwelt bei der Verbrennung durch Freisetzen von Emissionen vernachlässigbar gering erscheint (Scherrer 2000). ! Cave Die größte Menge an Medikamentenabfall wird durch verfallene Medikamente verursacht. Um dies zu vermeiden, muss 1. die Bestellung an den Verbrauch angepasst erfolgen, 2. regelmäßig der Medikamentenbestand auf den Stationen kontrolliert werden.

Gelingt es, nicht mehr benötigte Arzneimittel vor dem Ablauf des Verfallsdatums in die Apotheke zurückzuschicken, kann dort geprüft werden, ob ein erneuter Einsatz möglich ist. Dazu ist es grundsätzlich notwendig, die Arzneimittel mit der Originalverpackung und dem Beipackzettel zurückzusenden. Durch diese Maßnahme kann nicht nur die Menge an Altmedikamentenabfall reduziert werden, sondern durch den Wiedereinsatz können auch große Kosten eingespart werden.

Amalgamabfälle (Abfallschlüsselnummer 18 01 10*) In der Zahnmedizin fallen zur Entsorgung die Inhalte von Amalgamabscheidern, Amalgamreste und extrahierte Zähne mit Amalgamfüllungen an. Aufgrund des Quecksilbergehaltes sind amalgamhaltige Abfälle als besonders überwachungsbedürftig zu entsorgen. Üblicherweise werden diese Abfälle dem Hersteller oder Vertreiber zur stofflichen Verwertung zurückgegeben. Werden diese Abfälle per Versand zurückgegeben, so ist zu beachten, dass eine Befreiung von der Nachweispflicht erteilt werden muss. Die einschlägigen Transportbedingungen (z. B. Desinfektion, Transportbehältnisse) sind zu beachten (s. oben, . Abb. 20.2).

20.1.2

Wie gefährlich ist Krankenhausabfall?

Immer wieder wird die Frage nach der Gefährlichkeit von Abfällen aus dem Krankenhaus gestellt. Für die Krankenhäuser kann diese andauernde Diskussion bedeuten, dass Krankenhausabfälle nicht über den normalen Weg entsorgt werden können, sondern spezielle Logistiken durchlaufen müssen, die die Entsorgung verteuern. In der Praxis werden gefährliche Krankenhausabfälle von ungefährlichen gemäß der schon erwähnten LAGARichtlinie getrennt gesammelt und entsorgt (LAGA 2001). Grundsätzlich ist daher die Verwertung von ungefährlichen Abfällen aus dem Krankenhaus nicht nur möglich, sondern auch im Sinne der Kreislaufwirtschaft geboten (. Abb. 20.2). Arbeiten in der Abfallwirtschaft sind grundsätzlich mit einem hygienischen Risiko verbunden, dieses Risiko ist unabhängig vom Herkunftsort der Abfälle. Durch geeignete Arbeitsschutzmaßnahmen können diese Risiken minimiert, aber nicht vollständig vermieden werden. Krankenhausabfälle spielen in dieser Hinsicht keine besondere Rolle. Eine Vielzahl von Studien hat in den letzten 20 Jahren gezeigt, dass von diesen Krankenhausabfällen kein höheres Infektionsrisiko ausgeht als vom normalen Hausmüll. Aus einer neueren Untersuchung geht hervor, dass in Abfällen aus dem Gesundheitswesen weniger Keime enthalten sind als in vergleichbaren Abfällen von Privathaushalten und dass bei einer ordnungsgemäßen Erfassung dieser im Gesundheitsdienst entstehenden Abfälle

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II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

eine negative Veränderung der hygienischen Situation bei der Abfallentsorgung nicht zu erwarten ist (Krist et al. 2003) (. Tab. 20.2). Auch ästhetische Gründe werden gerne angeführt, um zu begründen, dass Krankenhausabfall besondere Entsorgungswege gehen muss. Ästhetik ist jedoch eine sehr subjektive Einschätzung. Ästhetisch wenig ansprechende Bestandteile finden sich sowohl im Krankenhausabfall als auch in Privathaushalten. Immerhin werden in Deutschland jährlich 47 Mrd. Papiertaschentücher, 3,3 Mrd. Höschenwindeln und 8 Mrd. Damenhygieneartikel pro Jahr verkauft, die in der Mehrzahl letztendlich im Siedlungsabfall der Privathaushalte landen.

20.1.3

Abfallvermeidung

Die Abfallvermeidung im Gesundheitswesen kann vor allem durch die Beachtung von drei Strategien erfolgen: 4 Vermeidung von unnötigen Produkten, 4 Einsatz von Mehrwegartikeln statt Einwegartikeln, 4 Wiederaufbereitung von Einwegartikeln. Neben den bereits bei den unterschiedlichen Abfallgruppen genannten Vermeidungsmöglichkeiten finden sich hier noch weitere Maßnahmen, die zur Reduktion des Abfallaufkommens beitragen können. Ein klassisches Beispiel für unnötige Produkte sind Einwegüberschuhe, die aus hygienischen Gründen völlig überflüssig sind. Weitere fragliche Produkte sind beispielsweise Kanülenentsorgungsbehälter, an deren Stelle leere Reinigungs- oder Desinfektionsmittelkanister benutzt werden

können. Zur Vermeidung unnötiger Abfälle gehört auch die Vermeidung unnötiger, vor allem auch unnötig aufwendiger Verpackung (7 oben). Eine Vielzahl von Produkten für den pflegerischen oder ärztlichen Bedarf ist mittlerweile wieder als Mehrwegartikel erhältlich. Ein Einwegartikel ist nicht notwendigerweise hygienischer als das entsprechende Mehrwegprodukt. Bisher ist wissenschaftlich nur für Spritzen und Kanülen nachgewiesen, dass durch Einwegprodukte Krankenhausinfektionen verhütet werden. In vielen Fällen kann das Einwegprodukt ohne jegliches hygienisches Risiko durch ein Mehrwegprodukt ersetzt werden (Bauer et al. 1995). In . Tab. 20.3 sind Alternativen zu Einwegprodukten zusammengestellt. Mehrwegprodukte sind pro Anwendung meist kostengünstiger als Einwegprodukte; bei der Kostenkalkulation für Einwegprodukte dürfen die häufig hohen Entsorgungskosten nicht vergessen werden. Einige Beispiele dafür, dass der Einsatz von Mehrwegprodukten kostengünstiger sein kann als der Einsatz von Einwegprodukten, finden sich in . Tab. 20.4.

Auch die Wiederaufbereitung von Einwegmedizinprodukten kann zur Abfallvermeidung beitragen. Die Wiederaufbereitung ist in Deutschland nicht verboten. Es werden vielmehr die gleichen Qualitätsanforderungen bezüglich der sicherheitsrelevanten Eigenschaften eines Medizinprodukts zugrunde gelegt wie für das Einwegprodukt. Unter Berücksichtigung des Risikos für den Patienten bei einer unzureichenden Aufbereitung und der Schwierigkeit bei der Aufbereitungstechnik werden dabei unterschiedliche Anforderungen gestellt. Während bei einem kritischen Produkt wie z. B. einem Dilatationskatheter sehr hohe Anforderungen gestellt werden, sind sie bei einem

. Tab. 20.2. Keimbelastung von Abfällen unterschiedlicher Herkunftsorte. Mediane aller untersuchten Abfallproben; gruppiert nach Entsorgungswegen. (Nach Krist et al. 2003) KBE/(g FS Abfall) Gesamtkeimzahl

MPN/(g FS Abfall) Pilze

Gramnegative Erreger

Anaerobier

Median A-/B-Abfall bzw. Restabfall Großkrankenhaus

6,3×105

7,5×102

5,5×103

2,7×104

Kleinkrankenhaus

6,8×106

6,3×104

1,1×107

8,4×106

Arztpraxen

1,3×105

1,2×102

2,4×104

4,7×104

Entsorger

2,6×107

6,9×105

1,5×107

5,3×107

Haushalte

4,5×108

1,0×107

9,1×108

1,4×109

Großkrankenhaus

3,0×103

1,0×102

1,0×102

1,6×103

Arztpraxen

2,2×102

1,0×102

1,0×102

1,0×102

Entsorger

1,7×102

1,0×102

1,0×102

1,9×102

C-Abfall

KBE koloniebildende Einheit; MPN most probable number (Mehrfachverdünnungsansatz in Röhrchen mit Flüssignährmedium); FS Feuchtsubstanz).

271

20.1 · Abfallwirtschaft

. Tab. 20.3. Einwegmedizinprodukte und mögliche Alternativen. (Nach Bauer et al. 1995) Produkt

Alternativmöglichkeit

Absaugschläuche, -geräte, Beatmungsschläuche

Mehrweg, Wiederverwendung

Atemtrainer

Wiederverwendung

Bauchtücher

Mehrweg

Bettenabdeckhauben

Verzicht bzw. Bettücher

Einwegrasierer

Mehrweg, elektrische Haarschneidemaschine

Einmalscheren, Einmalpinzetten

Mehrweg, Wiederverwendung

Einmalslip

Netzhöschen bzw. Verzicht

Einwegunterlage (Moltex)

Mehrweg (PVC-frei) bzw. Verzicht

Infusionsflaschenhalter

Mehrweg

Kathetersets

(Eigen)zusammenstellung

Klammergerät, -entferner

Mehrweg, Wiederaufbereitung

Medikamentenbecher

Mehrweg

Messer, Skalpelle

Mehrweg (Metall)

Mundpflegebecher

Mehrweg

Nierenschalen

Mehrweg (Metall), Recyclingpappe je nach Verwendungszweck und Aufbereitungsart

Redon-Flaschen

Mehrweg

Sauerstoffmasken

Wiederverwendung

Säuglingsflaschen

Mehrweg

Schnuller

Mehrweg

Spatel, Mundspatel unsteril

Mehrweg (Metall, Kunststoff )

Thermometer

Quecksilberfreie Thermometer, Elektrothermometer, Ohrthermometer

Thermometerhüllen

Verwendung nur bei rektaler Messung, Thermometer mit Isopropylalkohol abwischen

Thoraxdrainage

Mehrweg

Waschlappen, -handschuhe

Mehrweg

Wäschesäcke

Stoffwäschesäcke

Windel

Mehrweg (Baumwolle)

. Tab. 20.4. Kostenvergleich von Einweg- und Mehrwegprodukten pro Anwendung unter Berücksichtigung der Wiederaufbereitungskosten. (Nach Jungwirth 1995; Scherrer u. Daschner 1993; Deprez et al. 2000; Adler et al. 2005; Holländer 1992) Artikel

Kosten pro Anwendung [€] Einweg

Mehrweg

Redon-Flaschen

1,56

0,94

Thoraxdrainagen

33,24

13,74

0,11

0,12

Absaugsysteme

3,71

1,46

Biopsiezangen

19,88

4,91

449,19

28,59

1,46

1,04

Nierenschalen

Instrumente für die laparoskopische Cholezystektomie Bauchtücher

weniger sicherheitsrelevanten Einwegprodukt wie z. B. einer Sondenkostspritze nicht so hoch (7 Kap. 12). Sowohl bei der Verwendung von Mehrwegprodukten als auch bei der Wiederaufbereitung von Einwegmedizinprodukten ist eindeutig mit einer Abfalleinsparung zu rechnen. Bei der gesamtökologischen Betrachtung muss jedoch der Aufwand für die jeweilige Aufbereitung mit einbezogen werden. Die Aufbereitung bedeutet in aller Regel auch Wasserverbrauch, Abwasserbelastung und Energieverbrauch. Um ein gesamtökologisches Urteil fällen zu können, müsste dem Aufbereitungsprozess der Produktionsprozess gegenübergestellt werden. In aller Regel ist dies jedoch nicht durchführbar, da Informationen über den Produktionsprozess nicht vorliegen. Somit kann eine gültige Ökobilanz nicht gezogen werden.

20

272

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

20.1.4

II

Abfallverwertung

Durch die Umsetzung der Verpackungsverordnung hat sich mittlerweile auch in Krankenhäusern ein System der Wertstofferfassung etabliert. Demnach ist der Hersteller und Vertreiber von Verpackungen dazu verpflichtet, dafür zu sorgen, dass seine Verpackungen beim Endverbraucher eingesammelt und verwertet werden. Falls er dies nicht selbst durchführen will, kann er sich dazu eines von ihm beauftragten Dritten bedienen. Dies ist mittlerweile die Regel. Unternehmen wie das Duale System Deutschland oder die Vereinigung für Wertstoffrecycling beispielsweise erheben von Herstellern eine Lizenzgebühr und sammeln dafür diese lizensierten Verpackungen wieder ein und führen sie einer Verwertung zu. Oft wird von den Entsorgungsunternehmen oder den Herstellern gefordert, die Verpackungen hersteller- bzw. systemspezifisch getrennt einzusammeln und der Verwertung zur Verfügung zu stellen. Da die Krankenhäuser in der Regel nicht wissen, welcher Hersteller bei welchem System lizensiert ist, dies an den Verpackungen auch nicht erkennbar ist und im Krankenhausbetrieb eine solche Sortierung nicht durchführbar ist, sollte solchen Forderungen nicht nachgegeben werden. Krankenhäuser sollten ein Wertstofferfassungssystem betreiben und die weitere Aufteilung dem Entsorgungsunternehmen überlassen, das die Verpackungen zur Verwertung abholt. Ein Anhaltspunkt für die Aufteilung können Daten aus Untersuchungen am Universitätsklinikum Freiburg bieten, die wir vor einigen Jahren erhoben haben. Dabei haben wir festgestellt, dass ca. 80% unserer Verpackungen beim Dualen System lizenziert sind (Mallmann et al. 1996). Krankenhäuser sollten allerdings dafür sorgen, dass alle Lieferanten ihrer Verpflichtung gemäß der Verpackungsverordnung nachkommen. Dazu kann eine entsprechende Abfrage beim Einkauf dienen. Üblicherweise hat sich die Sammlung folgender Wertstoffgruppen etabliert: 4 Papier, Pappe, Karton; 4 Weißglas, Grünglas, Braunglas; 4 Verbundmaterialien, Metall (»Gelber Sack«). Nach Absprache mit dem jeweiligen Entsorgungsunternehmer kann die Sammlung von Grün- und Braunglas auch zu Buntglas zusammengefasst werden, da in der Regel der Grünglasanteil in Krankenhäusern nicht sehr hoch ist und eine separate Sammlung sich deswegen nicht lohnen würde. Zur Erreichung dieser Getrenntsammlung ist ein erheblicher Aufwand notwendig. Zum einen müssen die erforderlichen räumlichen Voraussetzungen für die Getrennterfassung von 5 Wertstoffgruppen und mindestens einer zusätzlichen Abfallgruppe geschaffen werden, wobei zu berücksichtigen ist, die Orte der Sammelbehälter sinnvoll in den Betriebsablauf einzufügen. Zum anderen müssen personalintensive Schulungsmaßnahmen und Kontrollen

der Trenndisziplin durchgeführt werden. Zusätzlich zu den im Dualen System gesammelten Wertstoffen können und sollen in allen Kliniken noch weitere Wertstoffe getrennt und gesammelt werden: 4 expandiertes Polystyrol (Styropor), 4 Aluminium, 4 Speisereste, 4 kompostierbare Abfälle, 4 Textilien, 4 Elektronikschrott, 4 Metallschrott. Mittlerweile gibt es sogar für besonders überwachungsbedürftige Abfälle Verwertungsmöglichkeiten. So können beispielsweise Leuchtstoffröhren, Fixier- und Entwicklerchemikalien aus dem Röntgenbereich sowie Röntgenfilme verwertet werden. Die Sammlung der oben aufgeführten Wertstoffe lohnt sich allerdings in der Regel nur, wenn sie dezentral an der jeweiligen Anfallstelle erfolgt.

20.1.5

Der Betriebsbeauftragte für Abfall

Nach wie vor haben Krankenhäuser gemäß den §§ 54 ff. des Kreislaufwirtschafts- und Abfallgesetzes und der Verordnung über Betriebsbeauftragte für Abfall einen Betriebsbeauftragten für Abfall zu bestellen und die Bestellung der zuständigen Behörde schriftlich anzuzeigen. Nicht nur auf Grundlage der gesetzlichen Forderung sondern auch aufgrund der zunehmenden Komplexität der Krankenhausabfallwirtschaft insgesamt ist eine professionelle Herangehensweise an dieses Thema sinnvoll und erforderlich. Der Betriebsbeauftragte für Abfall hat gemäß Kreislaufwirtschafts- und Abfallgesetz folgende Aufgaben: 4 Abfallwirtschaftliche Initiativen: Neben der Organisation der ordnungsgemäßen Entsorgung aller Abfälle muss er auch Strategien zur Vermeidung oder Verwertung von Abfällen entwickeln. Dazu hat er die Möglichkeit, sich für die Beschaffung umweltfreundlicher Produkte und Verfahren einzusetzen. Er hat auf diesem Gebiet eng mit anderen Beauftragten (z. B. Gewässerschutz, Emissionsschutz) sowie mit den für die Hygiene Zuständigen, der Fachkraft für Arbeitssicherheit und dem Betriebsarzt zusammenzuarbeiten. 4 Informationspflicht: Der Betriebsbeauftragte für Abfall hat die Pflicht, die Krankenhausleitung sowie alle Mitarbeiter über die Gefahren, die von Abfällen für Mensch und Umwelt ausgehen können und über die von ihm getroffenen Maßnahmen in geeigneter Form, z. B. durch Schulungen, aufzuklären. 4 Kontrolle: Da auch die Krankenhäuser bis zur endgültigen Entsorgung verantwortlich für ihre Abfälle sind, hat der Betriebsbeauftragte für Abfall den Weg der Abfälle innerhalb und außerhalb der Einrichtung zu verfolgen und zu kontrollieren, um eine ordnungsgemäße

273

20.3 · Abwasser

Entsorgung sicherzustellen. Dabei soll er auch auf die Optimierung der Entsorgungsprozesse und der Entsorgungskosten achten. 4 Berichtspflicht: Er hat in regelmäßigen Abständen (mindestens jährlich) der Krankenhausleitung einen Bericht über die entstehenden und entsorgten Abfälle, die festgestellten Mängel und die getroffenen Abhilfemaßnahmen zu erstatten. 4 Beratung: Er berät die Krankenhausleitung in allen Angelegenheiten, die für die Abfallwirtschaft bedeutsam sein können. Um diesen Aufgaben nachkommen zu können, müssen Betriebsbeauftragte für Abfall ausreichende Qualifikationen besitzen, die auch in regelmäßigen Weiterbildungen auf dem aktuellsten Stand gehalten werden sollten. Die förmliche Bestellung gegenüber der Behörde muss zusammen mit der Festlegung von Kompetenzen erfolgen. Neben der Unterstützung durch die Bereitstellung von Hilfsmitteln und Räumen ist dem Betriebsbeauftragten für Abfall die für die Aufgabenerfüllung notwendige Zeit zur Verfügung zu stellen. Man kann davon ausgehen, dass für größere Krankenhäuser mit mehr als 800 Betten ein hauptamtlicher Abfallbeauftragter notwendig ist. Bei Krankenhäusern der Maximalversorgung sollte aufgrund der größeren Schwierigkeit schon ab 600 Betten eine vollzeitbeschäftigte Person zur Verfügung stehen. Bei mittelgroßen Krankenhäusern ist von einem Zeitumfang von etwa 20 Stunden pro Woche, bei kleineren Einrichtungen von 10–15 Stunden pro Woche auszugehen (Krankenhausgesellschaft Sachsen 1999).

20.2

Umweltfreundliche Beschaffung

Ein bedeutender Faktor bei Umweltschutzmaßnahmen ist der Beschaffungsvorgang. Was hier an umweltverträglichen Produkten eingekauft wird, erzeugt bei der späteren Nutzung und Entsorgung keine weiteren Probleme mehr. Bei der klassischen Art der Beschaffung sind neben der Handhabung vor allen Dingen die Kosten ein Kriterium. Ein zukünftiges Beschaffungssystem sollte sich an einer systematischen Produktbewertung orientieren. Diese systematische Produktbewertung sollten in alle Bereiche einfließen (neben Gebrauchstauglichkeit und Kosten auch Kriterien wie Umweltschutz, Hygiene, Arbeitsschutz usw.). Selbstverständlich kommt nicht allen diesen Bereichen die gleiche Bedeutung zu. Deswegen sollten die einzelnen Bereiche hinsichtlich ihrer Bedeutung gewichtet werden. Weiterhin ist es wichtig, ein Anforderungsprofil festzulegen sowie Kriterien aufzuschreiben, die das gewünschte Produkt erfüllen soll. Bei der Ökologie könnten dies Kriterien wie das Produktgewicht, das Verpackungsgewicht, die verwendeten Materialien (z. B. PVC), Einweg/Mehrweg oder Gefahrstoff sein. Auch können beispielsweise Energieverbräuche, Stillstandsverluste oder Ähnliches als Anfor-

derungen definiert werden. Letztendlich hängt dieses Anforderungsprofil von dem zu beschaffenden Produkt ab. Eine Einwegspritze wird sicher ein anderes Anforderungsprofil haben als ein PC. Bei der Bewertung sollten die unterschiedlichen Anforderungskriterien dann gewichtet bzw. bewertet werden, d. h., innerhalb der Anforderungskriterien für den Bereich Ökologie müssen auch hier wieder Gewichtungsfaktoren eingeführt werden. Die eigentliche Bewertung kann dann aufgrund von Herstellerangaben erfolgen, wobei man sich dabei auf die ordnungsgemäße Angabe verlassen muss. In vielen Fällen bleibt einem nichts anderes übrig, da eine eigene Erfassung durch Wiegen oder Messen zu aufwendig bzw. nicht durchführbar wäre. Für den Bereich Ökologie wird aufgrund dieser Bewertung dann eine sog. Bewertungsziffer gebildet, die dann bei der systematischen Produktbewertung Eingang findet. Die einzelnen Bewertungsziffern für die Bereiche werden mit ihrem jeweiligen Gewichtungsfaktor multipliziert und anschließend aufsummiert. Damit erhält man für jedes zu bewertende Produkt eine Ziffer, die dann zum Vergleich herangezogen werden kann. Das Produkt mit der günstigsten Ziffer sollte dann beschafft werden. Dieses Modell wurde so ähnlich in der Kooperation ökologische Produktbewertung der Hamburgischen Krankenhausgesellschaft in Zusammenarbeit mit dem Landesbetrieb Krankenhäuser in Hamburg durchgeführt. In dieser Kooperation haben beinahe 70 Krankenhäuser zusammen gearbeitet, um den Aufwand für das einzelne Krankenhaus zu minimieren (. Abb. 20.3).

20.3

Abwasser

In der Regel entspricht die Beschaffenheit des Abwassers aus einem Krankenhaus dem häuslichen Abwasser. Dies bedeutet, dass die Behandlung der Abwässer in einer üblichen kommunalen Kläranlage, die dem Stand der Technik entspricht, ohne weiteres möglich ist. Wichtig ist dabei, dass die Größe der medizinischen Einrichtung in einem angemessenen Verhältnis zum Einzugsgebiet der Kläranlage steht. Einige Abwasserteilströme müssen vor der Einleitung in das kommunale Abwassersystem vorbehandelt werden, z. B. aus der Nuklearmedizin und den Infektionsstationen (ATV-DVWK 2001). Weiterhin gibt es in Krankenhäusern eine Vielzahl von Stoffen z. B. aus der Röntgendiagnostik, dem klinischchemischen Labor oder der Pathologie, die nicht ins Abwasser gelangen dürfen. Natürlich treten auch im Abwasser von Krankenhäusern Krankheitserreger auf. Allerdings sind diese Krankheitserreger fast immer auch im kommunalen Abwasser zu finden. So werden beispielsweise Salmonellen und Hepatitiserreger von den Patienten schon ausgeschieden, bevor sie eine Symptomatik zeigen und wegen ihrer Erkrankung im Kran-

20

274

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

. Abb. 20.3. Schematische Darstellung einer systematischen Produktbewertung. (Nach Großmann et al. 2002)

II

kenhaus stationär behandelt werden. Im Normalfall – die Ausnahme ist der amtlich festgestellte Seuchenfall – ist deswegen eine gesonderte Behandlung von Krankenhausabwasser durch eine Desinfektion nicht notwendig (ATVDVWK 2001). Grundsätzlich ist durch das Abwasserrecht geregelt, in welchen Konzentrationen welche Stoffe in das Abwasser eingeleitet werden dürfen. In aller Regel sind dafür die kommunalen Abwassersatzungen maßgebend. ! Cave Unabhängig davon ist dafür zu sorgen, dass das Einleiten von gefährlichen Stoffen ins Abwasser unterbunden wird. Um gefährliche Stoffe handelt es sich, wenn eine Giftigkeit für Mensch und/oder Umwelt zu befürchten ist, sie langlebig sind und eine Anreicherung in der Umwelt möglich ist.

Da ein wesentlicher Bestandteil der Abwasserreinigung die biologische Stufe ist, bei der Mikroorganismen arbeiten, ist grundsätzlich der Eintrag von Substanzen, die die Wirksamkeit von Mikroorganismen beeinträchtigen (Desinfektionsmittel, Antibiotika), so gering wie möglich zu halten. Krankenhausabwasser ist durch einige spezielle Inhaltsstoffe charakterisiert, die in dieser Menge üblicherweise im kommunalen Abwasser nicht vorkommen.

20.3.1

Desinfektionsmittel

Insbesondere bei der Flächen- und Instrumentendesinfektion mit chemischen Desinfektionsmitteln gelangen diese Desinfektionsmittelinhaltsstoffe früher oder später ins Ab-

wasser. Die eingeleiteten Desinfektionsmittel könnten die Wirksamkeit der dort angesetzten Mikroorganismen beeinträchtigen. Bei den derzeit eingesetzten Mengen ist jedoch keine solche Beeinträchtigung zu erwarten. Anders sieht die Situation aus, wenn in großem Umfang Desinfektionsmittel angewendet und eingeleitet werden oder wenn das Abwasser aus einem großen Krankenhaus in eine kleine Kläranlage eingeleitet wird. Dann kann eine Beeinträchtigung der Funktionsfähigkeit der biologischen Stufe einer Kläranlage nicht ausgeschlossen werden. Neben den Vorschriften des Arbeitsschutzes ist deswegen auch aus Gründen der Abwasserbelastung vor dem Einsatz von Desinfektionsmitteln zu prüfen, ob wirklich eine Desinfektion erforderlich ist und beim Einsatz von Desinfektionsmitteln neben den hygienischen Erfordernissen auch der Umweltschutz beachtet wird.

20.3.2

Arzneimittel und Diagnostika

Der Haupteintrag von Medikamenten in das Abwasser geschieht durch Ausscheidung der nicht oder nur teilweise metabolisierten Arzneimittel durch den Patienten. Hier ist zu beachteten, dass ca. 90% der Medikamente im niedergelassenen Bereich verschrieben und verabreicht werden. Allerdings unterscheiden sich die verabreichten Arzneimittel in qualitativer Hinsicht. Insbesondere aus den besonders relevanten Gruppen der Antibiotika und Zytostatika werden im stationären Bereich wirksamere Präparate eingesetzt, die zugleich auch in der Regel eine höhere Abwasserbelastung darstellen. Dies resultiert natürlich daraus, dass die wesentlich schwereren und komplizierteren Erkrankungen stationär behandelt werden.

275

20.3 · Abwasser

Antibiotika gehören in den letzten Jahren zu den wenigen Arzneiwirkstoffen, die einen steigenden Verbrauch aufweisen. Berücksichtigt man die Ausscheidungsraten, so ergibt sich ein Eintrag an Antibiotika ins Abwasser aus der Humanmedizin von ca. 210 t jährlich. Dies entspricht einer mittleren Antibiotikakonzentration im kommunalen Abwasser von ca. 50 µg/l. Diese erwarteten Konzentrationen von Antibiotika im Abwasser liegen für einige Wirkstoffe bzw. Wirkstoffgruppen in derselben Größenordnung wie die halbminimalen Hemmkonzentrationen pathogener Bakterien. Daher kann eine Resistenzentwicklung in Biofilmen, z. B. in Abwasserrohren oder im Belebtschlamm der Kläranlage nicht ausgeschlossen werden. Die bisher untersuchten Antibiotikawirkstoffe müssen als nicht leicht biologisch abbaubar eingestuft werden. Dies bedeutet, dass Antibiotika in der biologischen Reinigungsstufe der Kläranlage nicht eliminiert werden können und somit in die Oberflächengewässer eingeleitet bzw. im Belebtschlamm der Kläranlage bleiben. Von dort gelangen sie in die Umwelt und können dann potenziell weitere Resistenzen verursachen. Es muss jedoch auch festgestellt werden, dass der Eintrag von Antibiotika aus der Veterinärmedizin oder Tierhaltung bisher größer ist als durch die Humanmedizin (Kümmerer u. Henninger 2003; Kümmerer 2004) (7 Kap. 21).

20.3.3

Zytostatika

Zwar werden Zytostatika nicht in gleicher Menge eingesetzt wie andere Arzneimittel, jedoch sind sie unter dem Aspekt ihrer Kanzerogenität, Mutagenität oder Reproduktionstoxizität beim Eintrag in die Umwelt als eine der wichtigsten Medikamentengruppen bezüglich des Gefährdungspotenzials für Mensch und Umwelt zu sehen. Nahezu alle bisher untersuchten Wirkstoffe sind nicht leicht biologisch abbaubar. Das bedeutet, dass auch diese Wirkstoffe die kommunale Kläranlage unverändert passieren und in die Oberflächengewässer gelangen. Eine Elimination durch Absorption, z. B. am Belebtschlamm, ist nach bisherigen Ergebnissen nur für wenige Verbindungen zu erwarten (Kümmerer 2004). Grundsätzlich bedeutet der Eintrag von nicht eliminierten Substanzen wie Antibiotika und Zytostatika ins Abwasser, dass sich diese Substanzen in der Umwelt anreichern können und die dadurch entstehenden Beeinträchtigungen der Flora und Fauna noch nicht abzuschätzen sind. Auch können wir diese Substanzen teilweise schon jetzt im Oberflächenwasser und Grundwasser und damit auch früher oder später in unserem Trinkwasser feststellen. Neben den Emissionen aus KFZ-Katalysatoren sind platinhaltige Zytostatika (z. B. Cisplatin, Carboplatin) mit 10–30% die zweithäufigste Gruppe, die für den Eintrag von Platin in die Umwelt verantwortlich ist (Kümmerer 1999) (7 Kap. 21).

20.3.4

Röntgenkontrastmittel

In allen Untersuchungen von Krankenhausabwasser konnte ein erhöhter AOX-Wert festgestellt werden. AOX steht für adsorbierbare organische Halogene; dies ist ein Abwasserparameter, der den Gehalt an meist schwer abbaubaren ökotoxischen organischen Halogenverbindungen (z. B. Chlor, Iod, Brom) angibt. Weitergehende Untersuchungen konnten die Hauptquelle für diesen erhöhten Abwasserparameter identifizieren. Durch Bilanzierung aller halogenhaltigen Verbindungen im Krankenhaus konnte sehr schnell festgestellt werden, dass die wesentliche Quelle die Röntgenkontrastmittel darstellen. Zwar werden auch im niedergelassenen Bereich Kontrastmittel verabreicht, jedoch teilen sich die Verhältnisse etwa zur Hälfte auf, sodass im Krankenhaus eine spezifisch höhere Abwasserbelastung vorhanden ist. Von Röntgenkontrastmitteln wird im Vergleich zu anderen Arzneimitteln eine besonders geringe Toxizität verlangt. Sie dürfen keine pharmakodynamischen Eigenwirkungen haben. Weiterhin werden sie mit einer biologischen Halbwertzeit von ca. 2 Stunden wieder nahezu vollständig ausgeschieden. Unter humantoxischen Gesichtspunkten ist der Eintrag von Röntgenkontrastmitteln in die Umwelt eher unproblematisch. Unter ökologischen Aspekten ist jedoch der Eintrag persistenter organischer Verbindungen in die Umwelt auf jeden Fall zu minimieren, da bei längerer Aufenthaltszeit in der Umwelt bisher unbekannte Effekte nicht ausgeschlossen werden können (Erbe et al. 1998; Kümmerer et al. 1998; Schröder et al. 1999) (7 Kap. 21).

20.3.5

Körperflüssigkeiten

In einer Klinik fallen größere Mengen an bluthaltigen Flüssigkeiten zur Entsorgung an. An einer Klinik der Maximalversorgung können täglich zwischen 50 und 100 l Körperflüssigkeiten zu entsorgen sein. Dazu kommen noch aus einer evtl. angeschlossenen Blutbank maximal ein Liter verfallene Blutkonserven pro Tag und 10 l Serum. Im gleichen Zeitraum entsteht ein Abwasservolumen von 470 m3. Daraus resultierend sind Körperflüssigkeiten nicht als nennenswerte Zusatzbelastung für das Abwasser zu sehen und können in das kommunale Abwasser eingeleitet werden. Kommunales Abwasser gilt grundsätzlich als infektiös. Deswegen ergibt sich aus der Einleitung geringer Mengen möglicherweise mikrobiologisch kontaminierter Körperflüssigkeiten keine zusätzliche Infektionsgefahr. Die Einleitung von Vollblut ins Abwasser könnte jedoch hinsichtlich der Verstopfungsgefahr ein Problem werden (ATV-DVWK 2001).

20

276

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

20.4

II

Wassereinsparung

Häufig hört man das Argument, dass in Mitteleuropa Wassersparmaßnahmen nicht notwendig seien, weil genügend Wasser – auch Trinkwasser – zur Verfügung stünde. Die Erfahrungen der letzten Jahre, insbesondere im Großraum Frankfurt, haben jedoch gezeigt, dass es auch in Deutschland bei extrem heißer Witterung zu Trinkwassermangel kommen kann (Koenigs 1995). Der durchschnittliche Trinkwasserverbrauch liegt in Deutschland bei ca. 140 l pro Person und Tag. Im Gegensatz dazu liegt der Trinkwasserverbrauch in Krankenhäusern deutlich höher (. Abb. 20.4). In Abhängigkeit von der Krankenhausgröße und -struktur kann der Trinkwasserverbrauch in Krankenhäusern bis zu 1000 l pro Bett und Tag betragen (Hartlieb et al. 1994). Vor allem Wäschereien, Küchen, Zentralsterilisationen und Klimaanlagen erhöhen den Wasserverbrauch. Im Folgenden werden einige Möglichkeiten der Wassereinsparung aufgezeigt.

20.4.1

Wasch- und Spülmaschinen

Häufig werden Geschirr, Geräte und Wäsche noch auf den Stationen gewaschen. Dies geschieht dann mit haushaltsüblichen Kleingeräten, die oft nicht optimal ausgelastet werden können. Wenn solche Geräte eingesetzt werden müssen, sollte unbedingt darauf geachtet werden, dass sie nur bei voller Beladung betrieben werden. Dies führt zu einer optimalen Auslastung und verringert den Wasser-, Energie- und Reinigungsmittelverbrauch. Um die Abwasserbelastung zu reduzieren, sollten die Reinigungsmittel genau dosiert werden. Auf jeden Fall soll geprüft werden, ob die Umstellung auf eine zentrale Reinigung durchführbar ist.

20.4.2

Armaturen

Alle Armaturen sollten mit Luft einsprudelnden Strahlreglern oder automatischen Wassermengenreglern ausgestattet sein. Wassermengenregler haben den Vorteil, dass die durchlaufende Wassermenge begrenzt wird, ohne dass der Fließdruck nachlässt. Dadurch kann die Wassermenge von 8–10 l pro Minute um die Hälfte reduziert werden (Brinker 1994; Thalmayr 1999). Wassersparen beim Händewaschen ist besonders in den Bereichen wichtig, in denen die Hände oft und gründlich gewaschen werden. So sollen bei Neubaumaßnahmen im OP grundsätzlich näherungselektronisch gesteuerte Armaturen eingebaut werden, damit während des präoperativen Händewaschens nicht mehr Wasser als nötig verbraucht wird. Wassermengenregler sind auch bei Duschen einsetzbar. Zusammen mit speziellen Duschköpfen wird der Wasserverbrauch in Duschen damit ebenfalls um etwa die Hälfte reduziert.

. Abb. 20.4. Durchschnittlicher Trinkwasserverbrauch (Liter/Tag) in Kliniken in Abhängigkeit von der Planbettenzahl (zum Vergleich: Angaben für Haushalt und Hotel).

20.4.3

Toilettenspülung

Moderne Toilettenspülkästen lassen sich so einstellen, dass schon mit 6 l Spülwassermenge eine einwandfreie Spülung erreicht werden kann. Bei Altanlagen werden ca. 10 l Trinkwasser verbraucht. Spülkästen können außerdem noch mit einer Wasserstoppeinrichtung versehen werden, sodass nicht immer die gesamte Spülwassermenge, sondern beim Spülen nach Urinieren nur die Hälfte oder noch weniger verbraucht wird. Erfahrungen in anderen öffentlichen Gebäuden haben gezeigt, dass durch die Verwendung von Druckspülern statt Spülkästen eine weitere Wassereinsparung möglich ist. Im Gegensatz zu 6 l bei Sparspülkästen werden bei Druckspülern im Mittel nur noch ca. 5 l Wasser verbraucht (Koenigs 1995).

20.4.4

Steckbeckenspülapparate, Desinfektionsautomaten

Bei Einsatz von hochalkalischen Reinigern in Steckbeckenspülapparaten oder Desinfektionsautomaten muss zur Vermeidung von Alkalienresten auf dem Spülgut mindestens dreimal klargespült werden. Bei Verwendung von mildalkalischen Reinigern kann man dagegen auf einen Nachspülgang verzichten, so dass pro Charge der Wasserverbrauch um ca. 10 l reduziert wird (Brinker 1994).

20.4.5

Regenwassernutzung

Für viele Einsatzbereiche ist es nicht erforderlich, kostbares Trinkwasser zu gebrauchen, z. B. zum Kühlen oder zum Spülen von Toiletten. Dazu kann auch Regenwasser bzw. sog. Grauwasser (d. h. Wasser, das nicht die Trinkwasseraufbereitung durchlaufen hat bzw. schon einmal benutzt wurde) verwendet werden. Erfahrungsberichte aus Hamburg (Moll 1990) und Untersuchungen aus Bremen (Holländer et al. 1993) zeigen, dass die bakteriologische Belastung von Regenwasser in vielen Fällen so gering ist,

277

20.5 · Energieeinsparung

dass es den Anforderungen der Trinkwasserverordnung genügt. In keinem Fall ist sie so bedenklich, das man Regenwasser nicht zum Toilettenspülen oder Wäschewaschen einsetzen könnte. Selbstverständlich kann Regenwasser oder Grauwasser auch zur Pflege der Grünanlagen verwendet werden.

20.5

Energieeinsparung

20.5.1

Energieerzeugung

Schon bei der Planung und beim Bau von Krankenhäusern können die Voraussetzungen für einen energieoptimierten Betrieb geschaffen werden. Dabei kommt der Wärmedämmung der Gebäudehülle (Wände, Fenster, Decken und Böden) und der richtigen Dimensionierung der Energieerzeugungs- und Verteilungsanlagen besondere Bedeutung zu. Durch adäquate Wärmedämmung, die möglicherweise auch noch über das gesetzlich vorgeschriebene Maß hinausgeht, können erhebliche Energieeinsparungen erzielt werden. Diese Maßnahme kann allerdings nur erfolgreich sein, wenn auch die entsprechende Dimensionierung der Wärmeerzeugung heruntergefahren wird und die Nutzer in ihrem Verhalten entsprechend geschult werden. Durch verschiedene Erhebungen (Tipkötter u. Schüwer 2003) konnte festgestellt werden, dass die Wärmeerzeugungsanlagen in Krankenhäusern teilweise um den Faktor 2 bis 3 überdimensioniert sind. Dies hat einen unwirtschaftlichen, da nicht ausgelasteten Betrieb dieser Anlagen zur Folge. Die Gründe dafür können sein, dass während der Planungsphase die Anlagen zu großzügig ausgelegt wurden oder dass nachträgliche Umstrukturierungen dafür gesorgt haben, dass sich der Wärmebedarf verringert hat. Auch entsprechen viele dieser Anlagen nicht mehr dem Stand der Technik. Hier lohnt es sich, die Anlagen entsprechend auf den technischen Stand bringen zu heben. Ein ständiges Optimieren der Energieversorgung unter Umständen im Rahmen eines Contractings kann dabei helfen, die Betriebskosten und die CO2-Emissionen eines Krankenhauses zu reduzieren. Die Energieerzeugung belastet zu einem ganz erheblichen Teil die Luft. Durch die Luftverschmutzung sind einige negative Effekte auf unsere Umwelt zu beobachten. Zu nennen sind hier das Waldsterben, das Ozonloch über der Antarktis bzw. der Sommersmog durch bodennahes Ozon in unseren Breiten. Auch eine globale Erwärmung durch anthropogene Effekte ist nicht mehr von der Hand zu weisen. Energieerzeugung und -verbrauch in Krankenhäusern tragen dazu bei. In Deutschland werden pro Krankenhausbett und Jahr durchschnittlich 26.000 kWh verbraucht. Insgesamt beläuft sich der Energiebedarf für alle deutschen Krankenhäuser auf 17 Mio. Megawattstunden/Jahr. Das bedeutet: Alleine für die Wärmeerzeugung emittieren die deutschen Krankenhäuser beinahe 4 Mio. Tonnen Kohlendioxid. Ähnliche

Zahlen kann man auch für den Stromverbrauch hochrechnen. Im Mittel werden 7240 kWh pro Bett und Jahr verbraucht. Das entspricht einem Gesamtstromverbrauch von 4.684.280 Megawattstunden. Gemessen an den Gesamtemissionen für die Energieerzeugung und den Energieverbrauch in Deutschland von 730 Mio. t Kohlendioxid pro Jahr erscheint der Anteil der Krankenhäuser mit 1% relativ gering. Schaut man sich jedoch die spezifischen Emissionen pro Bett und Jahr an, so betragen diese 11,8 t pro Jahr gegenüber 9,1 t pro Jahr und Person für Deutschland, wobei hier die gesamten industriellen Emissionen eingerechnet wurden (Scherrer 1999). Nicht nur aus Gründen des Umweltschutzes ist es daher sinnvoll, Energie in Krankenhäusern einzusparen. Nach mehr oder weniger langen Amortisationszeiten rechnen sich die Investitionen auch wirtschaftlich. Für den rationellen Energieeinsatz lassen sich 4 Handlungsfelder identifizieren: 4 Bautechnik, 4 Wärmeversorgung, 4 Stromversorgung, 4 Raumlufttechnik (7 Kap. 17).

20.5.2

Bautechnik

Bereits bei der Planung und Errichtung von Gebäuden sollte der spätere energieeffiziente Betrieb Berücksichtigung finden. Das fängt bei der Ausrichtung der Gebäude an, bei der man darauf achten sollte, dass die großen Fensterflächen nach Süden ausgerichtet sind, während die Einrichtungen mit großen inneren Wärmelasten (z. B. Operationssäle und Laboratorien) in Richtung Norden angeordnet werden sollten. Dies hat zur Folge, dass durch die großen Fensterflächen im Winter der Heizbedarf reduziert wird, da schon durch die Sonneneinstrahlung die Räume erwärmt werden. Dabei ist natürlich im Sommer auf eine effiziente außen liegende Verschattung zu achten. Operationssäle, Laboratorien und ähnliche Räume mit großen inneren Wärmelasten müssen gekühlt werden, um ein behagliches Raumklima zu erzeugen. Durch die Anordnung Richtung Norden wird verhindert, dass durch die Sonneneinstrahlung zu den inneren Wärmelasten auch noch äußere Wärmelasten hinzukommen, die dann durch eine energieaufwendige Klimatisierung beseitigt werden müssen. Auch bautechnische Maßnahmen tragen zur Energieeffizienz bei. An erster Stelle steht dabei natürlich die effiziente Wärmedämmung der Gebäudehülle (Fassaden und Fenster). Entsprechende Mindestvorgaben macht die Energieeinsparverordnung. Oft lohnt es sich allerdings, auch langfristig über diese vorgeschriebenen Grenzwerte hinauszugehen. Auch bei Renovierungen von Gebäuden muss die Wärmedämmung beachtet werden und sollte im Rahmen von Energieoptimierung auf jeden Fall angegangen werden.

20

278

II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

Auch regenerative Energien sollten im Krankenhaus viel öfter eingesetzt werden als derzeit praktiziert. Das Spektrum geht dabei von Heizkesseln, die statt Öl oder Gas Hackschnitzel verfeuern, bis zum Einsatz von Solarenergie und in Zukunft möglicherweise auch der Geothermie. Der Einsatz von Solarenergie ist auch in unseren Breiten schon effizient möglich. Neben der Photovoltaik, mit der direkt aus dem Sonnenlicht Strom erzeugt wird, gibt es auch solarthermische Anlagen, die Warmwasser erzeugen, Luft erwärmen und inzwischen sogar zur Kälteerzeugung verwendet werden können. Die Photovoltaik und solarthermische Warmwassererzeugung wird inzwischen schon sehr breit in Privathaushalten eingesetzt, nur leider in Krankenhäusern bisher nur sehr reduziert. Dabei können Photovoltaikanlagen aufgrund der im Erneuerbare-Energien-Gesetz festgelegten Einspeisevergütungen auch schon wirtschaftlich, mit interessanten Renditen, betrieben werden.

20.5.3

Wärmeversorgung

Durch verschiedene Untersuchungen konnte gezeigt werden, dass Wärmeversorgungsanlagen in Krankenhäusern oft zwei- bis dreifach überdimensioniert sind, sodass ein effektiver optimierter Betrieb nicht möglich ist. Ursache dafür können zum einen zu großzügige Auslegungen in der Planungsphase sein, aber auch bereits im Haus durchgeführte Energieoptimierungsmaßnahmen oder Umstrukturierungen (z. B. Auslagerung der Wäscherei), die den Gesamtwärmebedarf reduziert haben. Für einen optimalen Betrieb der Wärmeversorgung ist es daher zunächst einmal wichtig, die Dimensionierung der Wärmeerzeugungsanlagen zu überprüfen und entsprechende Maßnahmen daraus abzuleiten. Sehr oft findet man auch Heizkessel, die nicht mehr dem Stand der Technik entsprechen und entsprechend nachgerüstet oder erneuert werden sollten. Für die Wärmeverteilung ist wiederum eine gute Isolation wichtig, damit die Wärme nicht in der Heizzentrale oder den Technikräumen bleibt, sondern dort hingelangt, wo sie tatsächlich benötigt wird. Durch solche Maßnahmen kann grundsätzlich der Wirkungsgrad, d. h. die Ausnutzung der in den Rohstoffen enthaltenen Energie, erhöht werden. In den zu beheizenden Räumen selbst ist der Einsatz von Thermostatventilen an den Heizkörpern heutzutage schon selbstverständlich. Darüber hinaus können über moderne Gebäudeleitungssysteme auch der Raumnutzung angepasste Temperaturprofile gefahren werden. Beispielsweise kann die Temperatur in Räumen, die in der Nacht oder am Wochenende nicht benutzt werden, automatisch auf ein niedrigeres Niveau reduziert und rechtzeitig zum Betriebsbeginn wieder erhöht werden. Eine solche Maßnahme ist durch aufwendige Gebäudeleittechnik, aber auch durch entsprechend programmierbare Thermostatventile realisierbar.

20.5.4

Kälteversorgung

Viele Räume im Krankenhaus müssen aufgrund ihrer hohen inneren Wärmelasten zur Einhaltung eines behaglichen Raumklimas klimatisiert, d. h. in diesem Fall gekühlt werden. Die Erzeugung von Kälte ist aber in der Regel entweder mit einem sehr schlechten Wirkungsgrad verbunden oder mit der Verwendung von problematischen Kältemitteln (R11, R12, R22; dies sind halogenierte oder teilhalogenierte Fluorkohlenwasserstoffe, die in Neuanlagen nicht mehr verwendet werden dürfen und in Altanlagen Zug um Zug ersetzt werden sollen). Bei der Kälteversorgung ist es zunächst einmal wichtig, den tatsächlichen Kältebedarf festzustellen. Oft genügt schon eine Tolerierung von etwas höheren Temperaturen, um auf die Kühlung entweder ganz verzichten oder den Kältebedarf entscheidend verringern zu können (Tipkötter u. Schüwer 2003). Effizient ist sicher die Verwendung von Absorptionskältemaschinen, die mit Dampf, Abwärme oder sogar Solarenergie betrieben werden können. Da in den Krankenhäusern in den allermeisten Fällen sowieso Dampf erzeugt wird, der für andere Prozesse (z. B. Befeuchtung, Sterilisation, Küche oder Wäscherei) benötigt wird, bietet sich der Einsatz von dampfbetriebenen Absorptionskältemaschinen eigentlich an. Bei geschickter Planung kann der im Sommer für Wärmezwecke nicht benötigte Dampf dabei zur Kälteerzeugung genutzt werden. Noch effizienter ist dabei der Einsatz von Kraft-Wärme-Kopplungssystemen, bei denen Strom und Wärme gleichzeitig erzeugt werden. Hier kann der Strom bzw. Wärmedeckungsgrad durch die entsprechende Kälteerzeugung effizienter gestaltet werden. Hinsichtlich der optimalen Ausnutzung der Energie ist einer zentralen Kälteversorgung der Vorzug zu geben. Allerdings muss dann hier ähnlich wie bei der Fernwärmeversorgung ein Kälteversorgungsnetz installiert werden, was nachträglich in Krankenhäusern eher schwierig sein dürfte. Der Vorteil der zentralen Versorgung liegt darin, dass hier alle Kälteverbraucher an einer oder mehrere Kälteerzeugungszentralen angeschlossen werden können und damit die Kälteerzeugung effizienter betrieben werden kann (Glaser 2003).

20.5.5

Stromversorgung

Bei der Versorgung mit Strom bietet sich der Einsatz von Kraft-Wärme-Kopplungsanlagen in Krankenhäusern an, da hier jahreszeitlich unabhängig ein Grundbedarf für Wärme (Warmwasser, Heizung, Sterilisation, Kälte) besteht. Als »Abfallprodukt« dieser Wärmeerzeugung kann mit der Kraft-Wärme-Kopplung gleichzeitig selber Strom produziert werden. Zwar reicht dies normalerweise nicht zur 100%igen Deckung des Strombedarfs aus, aber eine gewisse Reduktion des externen Strombezugs lässt sich

279

20.5 · Energieeinsparung

dadurch erreichen. Durch geschickte Planung und die Kombination von Kraft-Wärme-Kopplung, Photovoltaik und der Nutzung der Notstromaggregate zur Spitzenlastreduktion kann dabei ein sehr hoher Deckungsgrad erreicht werden. Zur Reduktion des Stromverbrauchs sollte dringend geprüft werden, ob noch der Einsatz von Strom zur Wärmeoder Kälteerzeugung genutzt wird. Wann immer möglich, sollte für Wärme- oder Kälteprozesse nicht Strom eingesetzt werden, sondern die üblicherweise im Krankenhaus schon vorhandenen Energieträger Warmwasser oder Dampf. Die Nutzung von Strom zur Wärme- oder Kälteerzeugung ist mit einem erheblich niedrigeren Wirkungsgrad verbunden als der Einsatz von Warmwasser oder Dampf (Energieagentur NRW). Selbstverständlich sollte bei der Beschaffung auch auf energieeffiziente, stromsparende Geräte geachtet werden. Bei der Optimierung des Stromverbrauchs kann eine moderne Gebäudeleittechnik sehr hilfreich sein, bei der nutzungsabhängige Profile durchgeführt werden können. So können in Nichtbenutzungszeiten bestimmte Geräte zentral abgeschaltet werden oder in bestimmten Bereichen, z. B. Verwaltung die Beleuchtung, erheblich reduziert werden. Bei der Beleuchtung können weitere technische Maßnahmen wie tageslichtabhängige oder bewegungsabhängige Steuerung ebenfalls nützlich sein. Der Einsatz von Energiesparlampen und elektronischen Vorschaltgeräten sollte inzwischen Standard sein.

20.5.6

Reduktion des Stromverbrauchs

Zur Einsparung von elektrischer Energie muss bei der Beschaffung von Energie verbrauchenden Geräten darauf geachtet werden, dass nur solche Geräte eingekauft werden, deren Verbrauch an elektrischer Energie am geringsten ist. Wichtig ist auch die optimale Nutzung: Lange Stillstandzeiten, z. B. von Röntgen- oder EDV-Bildschirmen, sind zu vermeiden. Wenn sie längere Zeit nicht benutzt werden, sollen sie abgeschaltet werden. > Der Anteil der Beleuchtung am Stromverbrauch liegt im Durchschnitt bei ca. 20–50%, deswegen lohnt es sich, besonders dort auf Energieeinsparung zu achten.

Durch moderne energiesparende Lampen in Verbindung mit verlustarmen elektronischen Vorschaltgeräten und durch genau angepasste Beleuchtungsstärken können ca. 50% an elektrischer Energie und eine große Anzahl von Leuchten eingespart werden (Deutsche Krankenhausgesellschaft 1993). Auch hier gilt, dass bei Nichtbenutzung des Raumes das Licht ausgeschaltet werden muss. In Bereichen, in denen eine sichere Beleuchtung gewährleistet sein muss, beispielsweise in Treppenhäusern, Fluren oder Außenanlagen, kann die Beleuchtung tageslichtabhängig gesteuert werden, sodass sie sich selbständig ein- bzw. ausschaltet.

Vor allem in Küche und Wäscherei sind besonders große Energieeinsparungen möglich, wobei darauf geachtet werden muss, dass energiesparende Geräte eingebaut werden. Diese anfänglich möglicherweise erhöhte Investition amortisiert sich in wenigen Jahren. Küche. In der Küche gibt es beispielsweise eine Reihe von Geräten mit energiesparenden Selbststeuerungen, die erkennen, ob ein Topf auf der Herdplatte steht und Energie benötigt wird oder nicht. Wichtig für den energiesparenden Einsatz in der Küche sind auch optimal wärmeisolierte Geräte. Die Oberflächen dieser Geräte sollen sich auch beim vollen Betrieb nur handwarm anfühlen. Weitere Maßnahmen zur Energieeinsparung sind die Anordnung der Kühl- und Gefriergeräte, diese sollten möglichst an einem kühlen Standort stehen und nicht direkt in der Sonne bzw. neben dem Herd. Kühl- und Gefriergeräte müssen regelmäßig abgetaut werden, da die Eisschicht nicht kühlt, sondern als Isolierung dient und dadurch weitere Energie verbraucht. Kühl- und Gefriergeräte sollen nur kurzzeitig geöffnet werden. Dadurch dringt weniger warme Außenluft ein, und der Energieverbrauch wird vermindert. Gefrorene Waren sollen möglichst im Kühlschrank aufgetaut werden, dadurch wird Energie zum Auftauen eingespart. Alle gefrorenen Speisen sollen grundsätzlich vor dem Kochen aufgetaut werden. Aufgetaute Speisen verbrauchen ein Drittel weniger Kochzeit und damit weniger Energie. Töpfe und Kochmulden sollen immer abgedeckt werden, so dass die Wärme im Kochgut bleibt und nicht die Küche beheizt wird. Geschirrspüler sollen grundsätzlich nur vollständig gefüllt benutzt werden (Brinker 1994). Wäscherei. Ein weiterer großer Energieverbraucher (ca. 10–20% des Energiebedarfs) in Krankenhäusern ist die Wäscherei. 45% der Energie wird für das Bügeln verbraucht, für das eigentliche Waschen ca. 30% und für das Trocknen der Wäsche nur ca. 25% (Deutsche Krankenhausgesellschaft 1993). Hier ist vor allem wichtig, schon beim Einkauf der Wäsche darauf zu achten, dass diese möglichst wenig oder gar nicht gebügelt werden muss. Besonders Wäsche und Kittel aus Baumwolle müssen häufig und somit energieaufwendig gebügelt werden.

20.5.7

Raumlufttechnik

Die Raumlufttechnik stellt in den Krankenhäusern einen der größten Energiefresser dar. Deswegen ist es grundsätzlich notwendig, genau zu überprüfen, wo und aus welchen Gründen der Einsatz raumlufttechnischer Anlagen insbesondere der Klimatisierung notwendig ist. Zwar haben wir in Deutschland auch Sommer mit extrem hohen Temperaturen, bei denen es für unsere Patienten sicher angenehm wäre, in klimatisierten Zimmern zu liegen. Allerdings muss die Klimatisierung von Patientenzimmern mit enormen

20

280

II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

Kosten, die wir heutzutage nicht mehr erwirtschaften können, und natürlich mit ökologischen Nachteilen erkauft werden. Die Klimatisierung sollte daher auf die wenigen Bereiche im Krankenhaus reduziert werden, bei denen sie aufgrund der inneren Wärmelasten oder aufgrund spezieller krankenhaushygienischer Isolierungsmaßnahmen (z. B. Knochenmarktransplantationseinheiten) notwendig ist. Um die Raumtemperatur erträglich zu halten, sollten neben der Klimatisierung auch andere Maßnahmen wie Bauteilaktivierung geprüft werden. Derzeit beseitigen wir Wärmelasten mit einem sehr schlecht leitenden Medium, nämlich der Luft. Der Einsatz von Wasser, das eine viermal höhere Wärmeleiteigenschaft als Luft besitzt, z. B. in Wänden oder Decken, kann hier erheblich zur Energiereduktion beitragen. Inzwischen gibt es auch entsprechende Empfehlungen für einen wesentlich stärker reduzierten und optimierbaren Einsatz von raumlufttechnischen Anlagen in Operationssälen (7 Kap. 17).

20.5.8

Nutzerverhalten

All die oben geschilderten Maßnahmen zur optimierten Wärmeversorgung, Kälteversorgung oder Stromproduktion müssen natürlich durch ein entsprechendes Nutzerverhalten ergänzt werden. Dabei ist nicht nur die gute Schulung des technischen Betriebspersonals notwendig, das die Funktionsweise der Anlagen und entsprechende Regel- und Steuervorgänge kennen und beherrschen sollte. Auch das Bewusstsein der Benutzer auf den Stationen, in den OPs, in den Laboratorien und den Büros muss geschärft werden. Oft sind Zusammenhänge, die für jeden im eigenen Privathaushalt selbstverständlich sind, im Krankenhaus nicht erkennbar oder werden einfach nicht durchgeführt. Durch entsprechende Informationsveranstaltungen, die regelmäßig wiederholt werden müssten, kann dieses Bewusstsein geschaffen werden. Viel nachhaltiger ist eine solche Maßnahme allerdings, wenn mit dieser Information auch eine Motivation verbunden ist. Denkbar wäre eine entsprechende Budgetierung auch der Betriebskosten auf die Abteilung und eine entsprechende positive Berücksichtigung der Einsparungen im Abteilungsbudget. Dies würde allerdings auch die Einrichtung von entsprechenden Verbrauchsmengenzählern bedeuten, die mit höheren Investitionen verbunden sind. Des Weiteren könnten mögliche Wettbewerbe, z. B. über Maßnahmen und Ideen zur Energieeinsparung, der Motivation dienen. Auch externe Wettbewerbe, z. B. Benchmarking oder Auszeichnung als energieeffizientes Krankenhaus, sollten für die interne Verbrauchermotivation genutzt werden. Um bei der Energieoptimierung nicht ausschließlich auf das Benutzerverhalten angewiesen zu sein, kann wie schon bei den einzelnen Punkten geschildert eine weitgehende Automatisierung stattfinden, bei der dann der Benutzer nicht mehr eingreifen kann, muss oder soll.

Für all diese Energieoptimierungsmaßnahmen bietet sich mittlerweile auch das Contracting als mögliche Finanzierungsquelle an. Dabei werden die zunächst anstehenden Investitionskosten von entsprechenden Firmen übernommen und über die erzielten Einsparungen und einen gewissen Zeitraum refinanziert. Nach Ablauf dieser Frist gehen dann die Einsparungen in das Budget des Krankenhauses über. Contracting kann dazu dienen, die notwendigen Investitionen zur Energieoptimierung zunächst zwischenzufinanzieren (Energieagentur NRW; Umweltbundesamt 2000).

20.6

Außenanlagen

Krankenhäuser haben durch die Gestaltung und Pflege ihrer Außenanlagen die Möglichkeit, wesentlich zum Naturschutz beizutragen. Dabei ist die Erhaltung der Artenvielfalt wichtig. Durch die Verwendung von einheimischen Sträuchern und Bäumen können Vögel und Tiere angesiedelt werden. Selbstverständlich ist bei der Auswahl der Pflanzen auf ihre Giftigkeit zu achten. 4 Es ist nicht notwendig, alle Grünflächen wöchentlich zu mähen; bei einem großen Teil der Wiesen genügt es, sie zweimal jährlich zu mähen. So können Refugien für bedrohte Kleintiere und Insekten geschaffen werden. 4 Der Baumschnitt ist auf das wirklich notwendige Maß zum Sach- und Personenschutz zu reduzieren. Selbstverständlich soll das anfallende Schnittgut (Gras-, Hecken- und Baumschnitt) kompostiert werden. 4 Der Einsatz von Herbiziden und Pestiziden verbietet sich ebenso wie der Einsatz von Streusalz im Winter. 4 Bei der Bewässerung der Pflanzen ist darauf zu achten, dass nur die wirklich notwendige Menge an Wasser verbraucht wird und nach Möglichkeit kein kostbares Trinkwasser, sondern Regenwasser. Auch bei Baumaßnahmen kann Rücksicht auf die Natur genommen werden. Fassaden- und Dachbegrünungen sehen nicht nur schöner aus als eine Betonfassade, sondern tragen auch zu einem besseren Klima und zur Energieeinsparung bei. Geeignete Kletter- und Windepflanzen sind z. B. Efeu, Wilder Wein oder Geißblatt (Steger-Hartmann 1994). Fahrwege für Einsatzfahrzeuge der Feuerwehr müssen nicht asphaltiert oder betoniert sein, sie können genauso gut mit Rasengittersteinen befestigt werden, um die Oberflächenversiegelung zu reduzieren. So kann Regenwasser leichter versickern und das Grundwasser wieder anreichern.

20.7

Verkehr

Der Publikumsverkehr eines Krankenhauses kann erheblich zur Umweltbelastung beitragen. Wir haben für das Universitätsklinikum Freiburg geschätzt, dass die über 8000 Beschäftigten ca. 9 Mio. km pro Jahr zurücklegen. Dabei

281

20.8 · Umweltschutz und Kosteneinsparung

sind die Besucher und das Verkehrsaufkommen durch Lieferanten und betriebsinterne Transporter nicht berücksichtigt. Obwohl in Freiburg schon ein sehr großer Prozentsatz von ca. 43% der Beschäftigten bereits auf das Auto verzichten und mit dem Fahrrad, zu Fuß oder dem öffentlichen Nahverkehr zur Arbeit kommen, resultieren die Emissionen durch die Autofahrer in 63 t Kohlenmonoxid, 13,5 t Stickoxid und über 2,3 t Kohlendioxid (Daschner 2001). Nicht nur aufgrund dieser Tatsache, sondern auch aufgrund der zunehmenden Parkplatznot sollten Beschäftigte und Besucher zum Umstieg auf umweltverträglichere Verkehrsmittel motiviert werden. Zu diesem Zweck wurden am Universitätsklinikum Freiburg die im Folgenden aufgeführten Maßnahmen realisiert.

20.7.1

Umstieg auf das Fahrrad

Um den Umstieg auf das Fahrrad zu erleichtern, wurden für die jeweiligen noch mit dem Fahrrad zu bewältigenden Wohnorte Fahrradwegrouten ausgesucht, erprobt und in einer Broschüre zusammengestellt. Die Auswahl der Routen erfolgte zum einen nach der kürzesten Strecke und zum anderen nach der Route, die landschaftlich am ehesten ansprechend ist. Diese Broschüre kann von allen Beschäftigten angefordert werden. Weitere Motivationsfaktoren für die Fahrradbenutzung sind geeignete Unterstellmöglichkeiten. Im Universitätsklinikum Freiburg wurden die vorhandenen Fahrradabstellplätze analysiert, bewertet und daraus zukünftige Anforderungen für Fahrradabstellplätze definiert. Ein optimaler Fahrradabstellplatz sollte folgende Faktoren berücksichtigen: 4 überdacht, um eine trockene Unterbringung zu ermöglichen; 4 gute Möglichkeiten zum Anschließen des Fahrrads, ohne dass es zu Beschädigungen kommt; 4 gute Beleuchtung (besonders für Schichtarbeiterinnen ein wichtiges Kriterium); 4 solider Untergrund; 4 Anordnung der Stellplätze in möglichst geringer Entfernung zum Arbeitsplatz. Nach und nach werden nun alle Fahrradabstellplätze des Universitätsklinikums anhand der dargestellten Kriterien modernisiert.

20.7.2

Öffentlicher Nahverkehr

Neben der Nutzung des Fahrrads ist die Verwendung des öffentlichen Nahverkehrs eine Möglichkeit, auf den Individualverkehr zu verzichten. Dabei ist es natürlich entscheidend, dass das Krankenhaus gut an das Nahverkehrsnetz

angebunden ist. Das Universitätsklinikum Freiburg hat in dieser Hinsicht sehr günstige Voraussetzungen. Es ist an eine S-Bahnlinie, mit einer durch das Klinikum finanzierten und eingerichteten Haltestelle, an eine Straßenbahnlinie mit 2 Haltestellen sowie an 2 innerstädtische und 2 überregionale Buslinien angeschlossen. Um den Mitarbeitern und Mitarbeiterinnen den Umstieg zu erleichtern, wurde analysiert, aus welchen Orten sie zum Klinikum gelangen. Für die jeweiligen Wohnorte wurden die entsprechenden Verkehrsverbindungen herausgesucht, überprüft und dann den Mitarbeitern zur Verfügung gestellt. Zudem wurden die Verbindungen auf Schwachstellen – insbesondere Umsteigezeiten – untersucht. Zusammen mit den Betreibern des öffentlichen Nahverkehrs wurde anschließend versucht, diese Schwachstellen zu beseitigen. Als letzte Maßnahme wurden die vorhandenen Parkplätze bewirtschaftet: Beschäftigte, die den Parkplatz nutzen, müssen eine Parkgebühr von 50 Cent täglich entrichten. Für Besucher beträgt die Parkgebühr 50 Cent pro Stunde. Begleitet wurde diese Maßnahme durch die Einführung eines sog. Jobtickets, die durch einen Teil der Einnahmen der Parkgebühren finanziert wird. Dabei erhalten Beschäftigte, die mit dem öffentlichen Nahverkehr, mit dem Fahrrad oder zu Fuß kommen, einen jährlichen Zuschuss zur Fahrkarte bzw. einen Bonus. Mit Erlangung dieses Bonusses verpflichtet sich der Mitarbeiter, den Parkplatz nicht mehr in Anspruch zu nehmen. Tut er dies doch, so wird eine erhöhte Parkgebühr von 3 € pro Tag fällig. Im Jahr 2003 nutzten immerhin über 3500 Beschäftigte diese Möglichkeit. Die geschilderten Maßnahmen sollten Beispiele aufzeigen, mit welchen Methoden man Beschäftigte zum Verzicht auf das Auto motivieren kann. Sicher sind noch jede Menge anderer Maßnahmen möglich, die allerdings auf die örtlichen Gegebenheiten abgestimmt sein müssen.

20.8

Umweltschutz und Kosteneinsparung

Das Gesundheitswesen in Deutschland steht im Moment unter einem enormen wirtschaftlichen Druck. Krankenhäuser müssen nach Einführung der diagnosebezogenen Fallpauschalen die Versorgung der Patienten mit einem eingeschränkten Budget sicherstellen. Dabei darf es nicht passieren, dass aus Rationalisierungsgründen der bisher erreichte Standard des Umweltschutzes im Gesundheitswesen aufgegeben bzw. reduziert wird. Umweltschutz kann im Gegensatz zum gängigen Vorurteil das Budget der Krankenhäuser weiter entlasten. Medizinische Einrichtungen müssen sich auch in der Zukunft vermehrt der Herausforderung der wachsenden ökologischen und sozialen Ansprüche einerseits und dem gestiegenen Kostendruck andererseits stellen. Systematischer Umweltschutz z. B. durch Etablierung eines Umweltmanagementsystems kann als Instrument dazu dienen, die Effektivität der Dienstleis-

20

282

II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

tungen in Krankenhäusern zu erhöhen. Dass Kliniken in fast allen Bereichen wirkungsvollen Umweltschutz betreiben können, ohne dass der medizinische Standard beeinträchtigt wird, zeigen einige publizierte Fallbeispiele, die wir im Folgenden aufführen. Das Thema Abfallwirtschaft spielt in deutschen Krankenhäusern seit nahezu 20 Jahren eine erhebliche Rolle – und es sind immer noch Optimierungsmöglichkeiten gegeben. Gerade bei der Definition und den damit verbundenen Mengen von infektiösen Abfällen steckt ein erhebliches Optimierungspotenzial. Mit einer konsequenten Einstufung von infektiösen Abfällen bezüglich ihrer Infektiösität, der Überlebensfähigkeit des Erregers, der Art und des Ausmaßes der Kontamination sowie der Menge des kontaminierten Abfalls können die Abfallmengen deutlich reduziert werden (7 Kap. 20.1.1, »Infektiöse Abfälle«). Im Falle eines Krankenhauses mit 1300 Betten ergab dies eine jährliche Einsparung von beinahe 65.000 € (Adler et al. 2003). Auch eine konsequente Wertstofferfassung kann je nach Umfang der bisher schon durchgeführten Maßnahmen weitere Einsparpotenziale bedeuten. Durch die Einführung einer Getrenntsammlung von Pappe, Karton, Papier, Glas und Leichtstoffen (7 20.1.4) konnten in einem Krankenhaus mit 850 Betten beinahe 29.000 € pro Jahr eingespart werden (Adler et al. 2003). Ein hohes Einsparpotenzial liegt beim Einsatz von ökologisch sinnvollen Mehrwegprodukten anstelle von Einwegprodukten, z. B. bei Bauchtüchern (Holländer 1992). Ein Krankenhaus mit einem Jahresverbrauch von ca. 18.000 Bauchtüchern konnte durch den Einsatz von Mehrwegalternativen eine Einsparung von ca. 7700 € aufzeigen. Auch der Einsatz von Mehrweginstrumenten bei der laparoskopischen Cholezystektomie zeigt, dass der Einsatz von Mehrweginstrumenten deutlich günstiger ist als vergleichbare Einwegalternativen. Pro Operation lassen sich hierbei unter Berücksichtigung aller Kosten über 400 € einsparen (Adler et al. 2005). Des Weiteren ist die Wiederaufbereitung von Einwegprodukten (7 20.1.3; 7 Kap. 12) möglich und sinnvoll. Es wurde gezeigt, dass auf einer Intensivstation eines Krankenhauses der Maximalversorgung mit einem jährlichen Verbrauch von ca. 14.600 Spritzen zur Sondenernährung über 14.000 € pro Jahr durch die Aufbereitung und den Wiedereinsatz dieses Einwegprodukts eingespart werden können. Im gleichen Krankenhaus konnte durch die Wiederaufbereitung von Atemtrainern eine Einsparung von über 13.000 € pro Jahr erzielt werden (Scherrer 2001). Auch bei der Hygiene lassen sich unnötige Desinfektionsmaßnahmen reduzieren, ohne den hygienischen Standard zu verlassen (7 Kap. 19). Durch den Verzicht auf eine routinemäßige Wischdesinfektion im Sanitärbereich und die Einführung einer gezielten Desinfektion sowie die Eingrenzung der Produktpalette konnten in einem 430-BettenKrankenhaus 3000 l Desinfektionsmittel und beinahe 12.000 € jährlich eingespart werden (Adler et al. 2002).

Die Abschaltung der Klimaanlage im OP in Nichtbetriebszeiten (7 Kap. 17) führte in einem 1800-BettenKrankenhaus zur Einsparung von beinahe 68.000 kWh, der Emissionsreduktion von 14 t CO2 und einer jährlichen Kosteneinsparung von ca. 7300 € (Dettenkofer 2003). Ein bewusster Umgang mit Wäsche entlastet durch einen geringeren Wasserverbrauch, eine geringere Abwasserbelastung und einen geringeren Energieverbrauch nicht nur die Ökologie, sondern führt auch zu deutlich ökonomischen Einsparungen. Mit der Einführung eines sog. Standardbettenaufbaus, bei dem unter anderem auf das routinemäßige Einziehen einer Inkontinenzunterlage verzichtet wurde, können pro Wäschewechsel 2,5 kg Wäsche vermieden werden. Dadurch konnten in einem Krankenhaus mit 1770 Betten die Wäschemenge um 130 t jährlich und die Kosten um ca. 140.000 € jährlich reduziert werden (Adler et al. 2003). Beim Einsatz der schon geschilderten Durchflusskonstanthalter an Handwaschbecken (7 20.4.2) konnte ein 800Betten-Haus seinen Wasserverbrauch um 19.000 m3 reduzieren und damit die Wasserkosten um 75.000 € senken (Thalmayr 1999). > Wenn man nur diese wenigen Beispiele, die eine Auswahl unter vielen anderen Möglichkeiten darstellen, zugrunde legt und sie auf alle Krankenhausbetten in Deutschland hochrechnet, so ergibt sich idealisiertes Einsparpotenzial von ca. 150 Mio. € im Jahr. Damit kann gezeigt werden, dass Umweltschutz einen wesentlichen Beitrag zur Budgetentlastung leisten kann (Daschner u. Scherrer 2003).

20.9

Umweltmanagementsysteme

Alle oben geschilderten Einsparungen und weitere, die darüber hinausgehen, lassen sich durch ein systematisches Umweltmanagement erreichen. Analog zum Qualitätsmanagement soll ein Umweltmanagementsystem die Umweltschutzmaßnahmen systematisieren, und es soll ein kontinuierlicher Verbesserungsprozess in Gang gebracht werden. Ein Umweltmanagementsystem soll eine Verknüpfung aller organisatorischen Maßnahmen darstellen, die es möglich machen, alle notwendigen Informationen und Maßnahmen systematisch zu erfassen und falls möglich entsprechende Maßnahmen einzuleiten. Zweck des Systems ist das Erfassen und das ständige Aktualisieren der tatsächlichen Betriebssituation, das Erkennen der Schwachstellen und das Optimierungspotenzial, um die Umweltauswirkungen zu senken. Strebt man eine offizielle Teilnahme am Umweltmanagementsystem wie ISO 14001 oder nach EMAS-Verordnung an, so steht am Ende des Prozesses eine externe Begutachtung, nach erfolgreicher Überprüfung eine Zertifizierung. Neben der Entscheidung über die Teilnahme an einem solchen System steht als erstes die Umweltprüfung an. Dabei sollen alle umweltrelevanten Auswirkungen des Betriebes erfasst werden

283 Literatur

oder zumindest bei der erstmaligen Umweltprüfung festgestellt werden, dass entsprechende Informationen nicht vorliegen. Wie bei jedem Managementsystem soll auch beim Umweltmanagementsystem eine entsprechende Umweltpolitik des Unternehmens formuliert werden. Da sich EMAS (»Management and Audit Scheme«) mittlerweile an der ISO 14001 orientiert, sind auch die entsprechenden Schritte und Maßnahmen weitgehend identisch. In der Umweltpolitik muss die Leitung einer Organisation bestimmte Punkte festlegen; darin sollte eine Verpflichtung zur kontinuierlichen Verbesserung und Verhütung von Umweltbelastungen enthalten sein. Weiterhin wird die eigentlich selbstverständliche Verpflichtung zur Einhaltung der relevanten Umweltgesetze und -vorschriften verlangt und der Rahmen für die Festlegung und Bewertung der Ziele definiert. Diese Umweltpolitik muss allen MitarbeiterInnen und der Öffentlichkeit zugänglich sein. Resultierend aus den bei der Umweltprüfung festgestellten Defiziten muss dann ein Umweltprogramm formuliert werden, das realistische Ziele und Umsetzungszeiträume definiert. Ist dies geschehen und eine innerbetriebliche Organisation aufgebaut, die Verantwortungen für die einzelnen Bereiche und die Umsetzung der definierten Maßnahmen zuweist (inkl. einer entsprechenden Dokumentation), so steht der Zeitpunkt der ersten Zertifizierung an. Dabei wird ein externer Gutachter das Unternehmen und die erstellten Dokumente prüfen und die Konformität mit der EMAS-Verordnung bzw. der ISO 14001 feststellen. War dies erfolgreich, wird das Unternehmen in eine Liste zertifizierter Unternehmen eingetragen und darf zukünftig ein entsprechendes Logo verwenden. Nach dieser ersten Zertifizierung steht die Umsetzung der im Umweltprogramm definierten und festgelegten Maßnahmen an (Scherrer u. Daschner 2000; Daschner 2001). Ähnlich wie beim Qualitätsmanagement werden regelmäßig weitere interne und externe Prüfungen durchgeführt. Wie beim Qualitätsmanagement dienen die externen Prüfungen vor allem dazu, dass ein betriebsfremder Gutachter das Funktionieren des Systems feststellt. In regelmäßigen Abständen muss auch das Umweltprogramm überarbeitet und den aktuellen Gegebenheiten angepasst werden, damit ein kontinuierlicher Verbesserungsprozess entstehen kann. Regelmäßig müssen auch die Umweltauswirkungen erfasst und Veränderungen dokumentiert werden. Da Krankenhäuser derzeit dabei sind, ein Qualitätsmanagementsystem aufzubauen oder dieses bereits erfolgreich getan haben, bietet sich eine Verknüpfung des Qualitätsmanagementsystems mit dem Umweltmanagementsystem an. Viele der organisatorischen Schritte aber auch der durchzuführenden Maßnahmen sind bei beiden Systemen identisch, sodass sich der Mehraufwand für ein integriertes Managementsystem in Grenzen hält. Natürlich kann man die geschilderten Umweltschutzmaßnahmen auch ohne ein zertifiziertes Umweltmanage-

mentsystem durchführen, jedoch bietet nur ein systematischer Ansatz die Gewähr, dass die wesentlichen Umweltauswirkungen und ihre Optimierungs- und Kosteneinsparungspotenziale erkannt und nachhaltig umgesetzt werden. Ein solches System kann auch ohne Zertifizierung eingeführt und durchgeführt werden (Bayerisches Staatsministerium für Landesentwicklung und Umweltfragen et al. 2001; Landesanstalt für Umweltschutz Baden-Württemberg 2001; Bayerisches Staatsministerium für Landesentwicklung und Umweltfragen 2002).

Literatur Adler S, Scherrer M, Daschner F (2002) Durchdachter Umweltschutz spart den Kliniken Millionenbeträge. Vom sinnvollen Umgang mit Müllcontainern, Bettwäsche und Lampen. f&w Führen und Wirtschaften im Krankenhaus 19: 57–59 Adler S, Scherrer M, Daschner F (2003) Umweltschutz im Krankenhaus – Sparpotenzial in Millionenhöhe. Arzt und Krankenhaus 7: 209– 211 Adler S, Scherrer M, Rückauer KD, Daschner FD (2005) Comparison of economic and environmental impacts between disposable and reusable instruments used for laparoscopic cholecystectomy. Surg Endosc 19: 268–272 ATV-DVWK (Deutsche Vereinigung für Wasserwirtschaft, Abwasser und Abfall e. V.) (2001) Merkblatt ATV-DVWK-M 775 Abwasser aus Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen. GFAGesellschaft zur Förderung der Abwassertechnik e. V., Hennef Bauer M, Mari M, Daschner F (1995) AOK-Handbuch – Umweltschutz im Krankenhaus. Weimann, Filderstadt Bayerisches Staatsministerium für Landesentwicklung und Umweltfragen, IHK für München und Oberbayern, IHK Nürnberg für Mittelfranken, IHK für Oberfranken Bayreuth, HWK für München und Oberbayern (Hrsg) (2001) EMAS – Das neue EG-Öko-Audit in der Praxis. Bayerisches Staatsministerium für Landesentwicklung und Umweltfragen, München Bayerisches Staatsministerium für Landesentwicklung und Umweltfragen (2002) Umweltschutz und Umweltmanagement im Krankenhaus. Bayerisches Staatsministerium für Landesentwicklung und Umweltfragen, München Brinker L (1994) Maßnahmen zur Wassereinsparung. In: Daschner F (Hrsg) Umweltschutz in Klinik und Praxis. Springer, Berlin Heidelberg New York, S 135–141 Bundesverband der Unfallkassen (Hrsg) (2001) Kanülenstichverletzungen sind vermeidbar! Bundesverband der Unfallkassen, München. http://regelwerk.unfallkassen.de/daten/inform/I_8537.pdf BUWAL Bundesamt für Umwelt, Wald und Landschaft (2004) Vollzugshilfe für die Entsorgung von medizinischen Abfällen. Bundesamt für Umwelt, Wald und Landschaft, Bern. http://www.umwelt-schweiz. ch/imperia/md/content/abfall/medabf_rl_d.pdf Daschner F (Hrsg) (2001) Umweltmanagement für Krankenhäuser, Arztpraxen, Apotheken und anderen Einrichtungen des Gesundheitswesens. IUK-Schriftenreihe 2, Freiburg. http://www.iuk-freiburg. de/infomaterial/iuk_schriften/umweltmanagbrosch.pdf Daschner F, Scherrer M (2003) Exposé – Kostenexplosion im Gesundheitswesen: Profit mit Umweltschutz. Freiburg. http://www.iukfreiburg.de/allgemein/expose03.pdf Deprez H, Horsmans Y, Van Hassel M, Hoang P, Piessevaux H, Geugel A (2000) Disposable versus reusable biopsy forceps: a prospective cost evaluation. Gastrointesti Endosc 51: 262–265 Dettenkofer M, Scherrer M, Hoch V, Glaser H, Schwarzer MS, Zentner J, Daschner FD (2003) Shutting down operating theatre ventilation

20

284

II

Kapitel 20 · Umweltschutz und Abfallentsorgung

when the theater is not in use: Infection control and environmental aspects. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 596–600 Deutsche Krankenhausgesellschaft (1993) Umweltschutz im Krankenhaus. Deutsche Krankenhaus-Verlagsgesellschaft mbH, Düsseldorf Eitel A; Scherrer M; Metz L; Kümmerer K (2004) Umgang mit Zytostatika, 5. Aufl. IUK-Schriftenreihe, Freiburg. http://www.iuk-freiburg.de/ infomaterial/iuk_schriften/zytodreal.pdf Energieagentur NRW (ohne Datum) Kraft-Wärme-Kopplung. Energieagentur NRW, Wuppertal http://www.ea-nrw.de/_database/_data/ datainfopool/KraftWaermeKopplung_Broschuere.pdf Energieagentur NRW (ohne Datum) Contracting für Krankenhäuser. Neuer Energiepark für den Gebäudekomplex der Rheinischen Klinik Bonn. Energieagentur NRW, Wuppertal, http://www.ea-nrw.de/_ database/_data/datainfopool/Contracting_Bonn_Broschuere.pdf Erbe T, Kümmerer K, Gartiser S, Brinker L (1998) Röntgenkontrastmittel, Quelle für die AOX-Belastung des Abwassers durch Krankenhäuser. Fortschr Röntgenstr 169: 420–423 Glaser H (2003) Kraft und Wärme für das Klinikum Freiburg. Klinikmanagement aktuell 8: 76–77 Großmann D, Witt H, Ipsen A (2002) Medizinprodukte im Test. Müllmagazin 2: 24–28 Hartlieb T, Scherrer M, Daschner F (1994) Der Umweltschutz in deutschen Krankenhäusern. Krankenhaus-Umschau 10: 760–763 Holländer R (1992) Hygienisch einwandfreie Aufbereitung von wieder verwertbaren medizinischen Bauchtüchern. Krankenhaushygiene und Infektionsverhütung 14: 168–173 Holländer R, Block D, Walter C (1993) Hygienische Aspekte bei der Wäsche mit Regenwasser. Forum Städte-Hygiene 44: 252–256 Jungwirth H (1995) Umweltschutz im Krankenhaus. ecomed, Landsberg Koenigs T (Hrsg) (1995) Minus 50% Wasser möglich! Blottner, Taunusstein Krankenhausgesellschaft Sachsen, Industrieabfall – Koordinierungsstelle Sachsen (1999) Abfallwirtschaftliches Branchenkonzept für sächsische Krankenhäuser. Industrieabfall – Koordinierungsstelle Sachsen, Dresden Krist H, Hoppenheidt K, Mücke W (2003) BIfA-Text-Nr. 24: Untersuchung zum Gehalt an pathogenen Mikroorganismen in relevanten Abfallfraktionen aus dem Gesundheitsdienst und deren mögliche Übertragbarkeit auf den Menschen. Bayerisches Institut für Angewandte Umweltforschung und -technik BIfA GmbH, Augsburg. http:// www.bifa.de/download/bifatext24.pdf Kümmerer K (1999) Relevanz von Platinemissionen durch Krankenhäuser. In: Zereini F, Alt F (Hrsg) Emission von Platinmetallen: Analytik, Umwelt- und Gesundheitsrelevanz. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio, S 191–203 Kümmerer K (2001) Belastung von Krankenhausabwasser – Relevanz von Arzneimitteln in der aquatischen Umwelt. In: Scherrer M, Daschner F, Strehl E (Hrsg): Umweltschutz in Krankenhaus-Apotheken. IUKSchriftenreihe 1. Freiburg, S 61–76 (http://www.iuk-freiburg.de/ infomaterial/iuk_schriften/apofibaktuell.pdf) Kümmerer K (Hrsg) (2004) Pharmaceuticals in the environment, 2nd edn. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Kümmerer K, Henninger A (2003) Promoting resistance by the emission of antibiotics from hospitals and households into effluent. Clin Microbiol Infect 9: 1203–1214 Kümmerer K, Erbe T, Gartiser S, Brinker L (1998) AOX-Emissions from Hospitals into municipal waste water. Chemosphere 36: 2437–2445 LAGA – Länderarbeitsgemeinschaft Abfall (2002) Richtlinie über die ordnungsgemäße Entsorgung von Abfällen aus Einrichtungen des Gesundheitsdienstes. Erich Schmidt, Berlin. http://www.lagaonline.de/mitteilungen/docs/RL_Gesundheitsdienst_09_02.pdf Landesanstalt für Umweltschutz Baden-Württemberg (2001) Der Weg zu EMAS. Landesanstalt für Umweltschutz Baden-Württemberg, Karlsruhe

Mallmann C, Tscheulin DK, Häberlein U, Daschner F, Scherrer M (1996) Der Grüne Punkt im Krankenhaus. Krankenhaus Umschau 65: 269– 272 Moll B (1990) Regenwassernutzung. Fachliche Berichte. HWW 9: 33–44 Scherrer M (1999) Emissionen aus dem Krankenhaus. In: MerschSundermann V (Hrsg) Umweltmedizin. Thieme, Stuttgart, S 328– 330 Scherrer M (2000) Geringes Reste-Risiko. Müllmagazin 2: 24–25 Scherrer M (2001) Umweltschutz zum Einspartarif. Klinikmanagement aktuell 6: 10–11 Scherrer M, Daschner F (1993) Einweg oder Mehrweg? Ökonomischer und ökologischer Vergleich von Redonflaschen. f&w Führen und Wirtschaften im Krankenhaus 1: 47–50 Scherrer M, Daschner F (2000) Umweltmanagement im Krankenhaus. In: Eichhorn P, Seelos H-J; von der Schulenburg M (Hrsg) Krankenhausmangement. Urban & Fischer, München, S 488–503 Scherrer M, Kowalska M (2002) Praxis der Kanülenentsorgung. Müllmagazin 2: 53 Schröder H, Osterhorn S, Flöser V (1999) AOX im Krankenhausabwasser. Eine Studie zu Herkunft, Menge und Substitution. Wasser-AbwasserPraxis 140: 20–26 Steger-Hartmann T (1994) Umweltschutz bei Außenanlagen. In: Daschner F (Hrsg) Umweltschutz in Klinik und Praxis. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio, S 151–153 Thalmayr M (1999) Schluß mit »volles Rohr!«. Klinikmanagement aktuell 12: 73 Tippkötter R, Schüwer D (2003) Rationelle Energienutzung in Krankenhäusern. Vieweg, Wiesbaden Umweltbundesamt (Hrsg) (2000): Energiespar-Contracting als Beitrag zu Klimaschutz und Kostensenkung. Umweltbundesamt Berlin Wissenschaftlicher Beirat der Bundesärztekammer (1995) Gesundheitsgefährdung der Bevölkerung durch Mülldeponien (Siedlungsabfall). Dtsch Ärztebl 52: A-3633–3640

21 21 Herkunft, Vorkommen, Verhalten und Verbleib von Arzneimitteln in der aquatischen Umwelt K. Kümmerer 21.1 Schutz von Gewässern vor Stoffeinträgen – 285 21.2 Verbrauch, Eigenschaften, Eintrag – 286 21.3 Vorkommen und Nachweis – 287

21.5 Wirkung

– 288

21.6 Wie kann der Eintrag in Gewässer vermindert werden – Risiko und Risikomanagement – 289 Literatur

– 290

21.4 Verhalten – 287

Humanarzneimittel gelangen auch bei sachgerechter Anwendung naturgemäß in das Abwasser und damit potenziell auch ins Trinkwasser, wo sie unerwünscht sind. Sie sind sehr oft schwer abbaubar. Über ihre möglichen Wirkungen gegenüber Umweltorganismen ist das Wissen unzureichend. Um ihre Konzentration im Wasser so gering wie möglich zu halten, sollte jeder unter vertretbarem Aufwand vermeidbare Eintrag ausgeschlossen werden. Das separate Sammeln der Patientenausscheidungen ist wegen anderer damit verbundener Risiken allerdings nicht grundsätzlich zu empfehlen und aus organisatorischen Gründen oft nicht machbar.

21.1

Schutz von Gewässern vor Stoffeinträgen

Über Arzneimittel in der Umwelt wurde schon in den 70er Jahren des letzten Jahrhunderts immer wieder vereinzelt berichtet. Besondere Aufmerksamkeit erfuhr dieses Thema vor allem seit Anfang der 90er Jahre. Gleichzeitig gerieten in dieser Zeit endokrin wirksame Stoffe in den Blickpunkt des Interesses. Die meisten der bisher durchgeführten Untersuchungen beschreiben das Vorkommen der Wirkstoffe in unterschiedlichen Umweltmedien. Sehr viel weniger verlässliche und weniger umfangreiche Daten gibt es hinsichtlich der Wirkung der Stoffe auf Umweltorganismen und der

Bedeutung einzelner Bereiche für den Eintrag der Stoffe sowie mögliche Minderungsmaßnahmen (Kümmerer 2004b). Eines der Probleme für Gewässer, auch für Grund- und Trinkwasser, ist die zunehmende Belastung mit persistenten chemischen Stoffen. Standen zu Beginn der Untersuchung der Gewässerbelastung vor allem Stoffe mit eutrophierender Wirkung, Schwermetalle und organische Stoffe in vergleichsweise hoher Konzentration im Mittelpunkt des Interesses, so hat sich zwischenzeitlich gezeigt, dass auch Spurenstoffe (Konzentrationsbereich μg/l und darunter) für die Gewässerbelastung von großer Bedeutung sind. Über die Auswirkungen dieser in geringen Konzentrationen vorkommenden z. T. biologisch hochaktiven Stoffe wie Arzneimittel, Desinfektionsmittel oder Pflanzenschutzmittel auf die Ökosysteme ist bisher wenig bekannt. Dabei stellen sich angesichts der in den letzten Jahren stetig gewachsenen analytischen Möglichkeiten Fragen nach der ökotoxikologischen Bewertung und auch nach möglichen Vermeidungsstrategien sowie den damit verbundenen Kosten. Als wichtige, heute schon erkennbare Defizite einer nicht nachhaltigen Wassernutzung sind in der Denkschrift der DFG (2003) zur Wasserforschung bereits genannt: 4 unzureichender Abbau von Fremdstoffen in Boden, Oberflächengewässern und Grundwasser, 4 zu hohe, den Standorten und Ökosystemen nicht angepasste Ein- und Austräge von Schadstoffen, 4 schleichende Verunreinigung des Grundwassers durch schwer nachweisbare Spurenstoffe.

286

II

Kapitel 21 · Herkunft, Vorkommen, Verhalten und Verbleib von Arzneimitteln in der aquatischen Umwelt

Es wird gefordert, 4 dass die Ausbreitung dieser Spurenstoffe durch das urbane Wassersystem und angrenzende Kompartimente umfassend zu verfolgen ist, 4 dass über die Systeme der Siedlungswasserwirtschaft keine persistenten Stoffe in die Umwelt gelangen sollen, 4 dass das Grundwasser als Ressource langfristig qualitativ und quantitativ erhalten bleiben muss, 4 dass eine gezielte Abwasserzusammensetzung herzustellen sei (»waste water design«). Arzneimittel sind in unserem Bewusstsein zunächst keine Schadstoffe oder Spurenstoffe. An ihre Umweltverträglichkeit denkt man nicht, schließlich dürfen sie ja sogar eingenommen werden. Sie werden verabreicht, erfüllen ihren Zweck und sind dann vergessen. Mit modernen Methoden der Analytik findet man sie überall, wo man sie sucht. Im Folgenden wird der derzeitige Kenntnisstand zu Verbrauch, Eintrag, Verhalten und Wirkung in der Umwelt für Humanarzneimittel exemplarisch dargestellt. Ausführliche Darstellungen finden sich in Kümmerer (2004b) und Track u. Kreysa (2003).

21.2

Verbrauch, Eigenschaften, Eintrag

Es wird geschätzt, dass weltweit mehrere 100.000 Tonnen an Arzneimittelwirkstoffen jährlich verbraucht werden. Aufgrund der komplexen Verbrauchsmuster gibt es jedoch keine ganz exakten Zahlen. Dabei können Parameter wie absolute Mengen und Pro-Kopf-Verbrauch, aber z. T. auch die Art der Wirkstoffe in einzelnen Ländern sehr unterschiedlich sein. Nach Daten der WHO nehmen beispielsweise etwa 0,4% der japanischen Frauen im gebärfähigen Alter Verhütungsmittel, die Ethinylestradiol als wichtigste Wirkstoffkomponente enthalten. In Nordamerika sind dies 16%. Antibiotika sind in Deutschland rezeptpflichtig. In manchen anderen Ländern in Europa wird dies nicht so streng gehandhabt; in Ländern in Mittel- und Südamerika sind Antibiotika frei verkäuflich. Wesentliche Unterschiede des Verhaltens und der Auswirkung von Arzneimitteln bei

der Anwendung und in der Umwelt sind in . Tab. 21.1 zusammenfassend dargestellt. Arzneimittelwirkstoffe sind im Vergleich zu vielen anderen Umweltchemikalien komplexe Stoffe mit unterschiedlichen funktionellen Gruppen – oft innerhalb desselben Moleküls. Auch die Spannweite der physikochemischen und biologischen Eigenschaften und damit des Umweltverhaltens ist sehr groß. Oft handelt es sich um ionische oder zwitterionische Verbindungen mit Molekulargewichten zwischen 300 und 1000 Dalton. Sie wurden und werden vor allem hinsichtlich ihrer Wirkung und Anwendungseigenschaften entwickelt bzw. optimiert. Arzneimittelwirkstoffe werden in sehr unterschiedlichem Ausmaß im Körper metabolisiert; die Ausscheidungsraten für die Muttersubstanz schwanken zwischen 0 und 100%. Die Metabolisierung führt oft zu einer drastischen Änderung der Eigenschaften der Moleküle. Phase-I-Metaboliten resultieren aus der Veränderung des Wirkstoffs selbst (z. B. durch Hydrolyse, Oxidation ). Phase-II-Metaboliten sind Ergebnis der Modifikation der Phase-I-Metaboliten, z. B. durch Glukoronidierung oder Sulfatierung, um die Wasserlöslichkeit und damit die Ausscheidung über die Niere zu verbessern. Phase-IIMetaboliten können in der Umwelt unter Bildung von Phase-I-Metaboliten gespalten werden. Der diffuse Eintrag von Arzneimitteln, Desinfektionsmitteln und Kontrastmitteln nach ihrem Gebrauch in die Umwelt ist der Normalfall (. Abb. 21.1). Selbst im Falle der Antibiotika stellen Krankenhäuser nicht die Haupteintragsquelle dar (Kümmerer u. Henninger 2003). Die Wirkstoffe werden zum größeren Anteil zu Hause eingenommen und ausgeschieden. Desinfektionsmittel werden außer im Gesundheitsbereich in großen Mengen u. a. in der Nahrungsmittelindustrie und -verarbeitung, der Leimindustrie und der Tierhaltung verwendet. Verfallene Medikamente und Reste werden (unzulässigerweise) z. T. über den Abfluss entsorgt. Gemäß der Gesetzgebung können unverbrauchte Arzneimittel mit dem Hausmüll entsorgt werden. Ausnahme sind Zytostatika und ähnlich wirkende Arzneimittel. Schätzungen gehen davon aus, dass etwa ein Drittel der gesamten in Deutschland verkauften Arzneimittelmenge in den Hausmüll oder

. Tab. 21.1. Pharmakologie vs. Ökopharmakologie. Unterschiedliche Aspekte von Arzneimitteln in Medizin und Umwelt. (Nach Kümmerer 2004b) Kriterium

Pharmakologie (Mensch und Tier)

Ökopharmakologie (Umwelt)

Anzahl der verabreichten Wirkstoffe

Einer oder einige wenige zur gleichen Zeit

Unbekannte Mischung vieler Wirkstoffe

Erwünschte physikochemische Eigenschaften

Stabil

Leicht und vollständig (biologisch) abbaubar

Verabreichung

Bei Bedarf, gezielt, kontrolliert

Diffus, aus Einrichtungen der Gesundheitsfürsorge, der Landwirtschaft etc.

Erwünschte Wirkung/Nebenwirkung

Aktiv, Wirkung, Nebenwirkung

Erwünschte Wirkung für die Anwendung ist oft die größte »Nebenwirkung« in der Umwelt

Metabolismus/Biotransformation, beeinflusste Organismen

Ein Typ von Organismus

Verschiedene Arten unterschiedlicher Bedeutung und unterschiedlicher Trophiestufe

287

21.4 · Verhalten

. Abb. 21.1. Eintrags- und Verteilungswege von Arzneimittelwirkstoffen. (Nach Kümmerer 2004b)

als Abfall ins Abwasser gelangt (Greiner u. Rönnefahrt 2003). Für Österreich werden 25% angegeben (Sattelberger 1995) (7 Kap. 20). Viele Pharmaka werden nach der Applikation z. T. nicht metabolisiert vom Patienten ausgeschieden und gelangen somit ins Abwasser. Aber auch über (Massen-)Tierhaltung und Aquakultur können Medikamente und ihre Metaboliten über Gülle und Abwasser in die Umwelt gelangen. Vereinzelt finden sie auch Anwendung im Obstbau, der Bienenhaltung oder anderen besonderen Bereichen. Diagnostika und Desinfektionsmittel gelangen nach ihrer Anwendung und z. T. auch als Restmengen ebenfalls in Abwässer. Es wurde u. a. vermutet, dass Desinfektionsmittel die biologischen Vorgänge in Kläranlagen zumindest kurzzeitig stören können. Auffällig waren z. T. genotoxische und mutagene Effekte von Krankenhausabwasser, die Arzneimittelwirkstoffen zugeschrieben wurden. Im Jahr 2001 waren in Deutschland etwa 50.000 verschiedene Arzneimittel zugelassen, 2700 machten 90% des Gesamtverbrauchs aus. Diese 2700 Arzneimittel enthielten 900 verschiedene Wirkstoffe. Insgesamt entspricht dies 38.000 t an Wirkstoff (Greiner u. Rönnefahrt 2003; Daten für andere Länder 7. Kümmerer 2004b). Ausgehend von den derzeit diskutierten Triggerwerten – d. i. die erwartete Konzentration in der aquatischen Umwelt, ab der Untersuchungen zum Umweltverhalten der Arzneimittel für die Zulassung gefordert werden (0,01 µg/l) – sind etwa 6000–7000 t Wirksubstanz pro Jahr in Deutschland von Relevanz. 110 Wirkstoffe werden in Mengen von über 5 t pro Jahr verbraucht. Dies entspricht einem pro Kopf-Verbrauch von rund 60 g pro Jahr (Greiner u. Rönnefahrt 2003).

21.3

Vorkommen und Nachweis

Arzneimittel wurden in der aquatischen Umwelt schon vor etwa 30 Jahren erstmals und dann immer wieder nach-

gewiesen (Überblick in Kümmerer 2004b). In den Blickpunkt des öffentlichen Interesses gelangten sie zu Beginn der 90er Jahre. Übersichten über den derzeitigen internationalen Kenntnisstand finden sich zum Nachweis in der aquatischen Umwelt bei Heberer (2002), in Thiele-Bruhn (2003) für Böden, und in Kümmerer (2001, 2004b), was diese und weitere Aspekte anbelangt. Neben Schmerzmitteln und entzündungshemmenden Stoffen (Antiphlogistika) stellen β-Blocker, Antibiotika und Kontrastmittel große Gruppen von in die Umwelt eingetragenen Wirkstoffen dar. Vertreter dieser Stoffgruppen wurden daher auch wiederholt und weltweit in Abwässern, Oberflächengewässern und z. T. auch in Grund- und Trinkwasser (Sacher et al. 2001) nachgewiesen. Aber auch Hormone und Zytostatika wurden nachgewiesen, trotz ihrer vergleichsweise eher geringen Verbrauchsmengen. Reste von Arzneimitteln und verfallene Medikamente werden und wurden auf Deponien entsorgt. Daher überrascht es nicht, dass auch im Sickerwasser von Deponien Wirkstoffe nachgewiesen werden konnten. Generell ist zu bedenken, dass bisher etwa für 100 Wirkstoffe analytische Verfahren zu ihrem Nachweis in der Umwelt verfügbar sind. Es ist davon auszugehen, dass mit der Entwicklung von Verfahren für weitere Stoffe Vertreter weiterer Arzneimittelklassen in der Umwelt nachgewiesen werden. Alle vorliegenden Untersuchungen zeigen, dass die Konzentrationen in den unterschiedlichen aquatischen Kompartimenten und in unterschiedlichen Ländern in ähnlicher Größenordnung auftreten (ng/l bis µg/l).

21.4

Verhalten

> Werden Stoffe in der Umwelt nicht oder nur unvollständig abgebaut, so können sie sich in ihr anreichern, z. B. in Sedimenten, im Klärschlamm oder in Böden. Sie können auch wieder mobilisiert werden und dann, wie auch schon zuvor, von Organismen aufgenommen und gespeichert werden (Bioakkumulation, Biokonzentration). Gelangen sie ins Grundwasser, so können sie über das Trinkwasser den Menschen erreichen.

Für eine Beurteilung von Arzneimitteln in der Umwelt ist daher die Prüfung ihrer Abbaubarkeit und im Falle des Fehlens eines Abbaus (idealerweise vollständige Mineralisierung) die Kenntnis der Lebensdauer der Stoffe in den Zielkompartimenten der Umwelt notwendig. Bei persistenten Verbindungen nimmt die Möglichkeit langfristiger und damit vielfältiger Effekte sowie der multiplen Belastung von Ökosystemen mit zunehmender Dauer der Exposition zu. Dies kann mit Testsystemen nicht vorab geprüft werden. Daher ist die Persistenz ein zentrales Kriterium der Umweltbeurteilung von Stoffen. Neben dem chemischen und photochemischen Abbau sowie der Adsorption ist die biologische Abbaubarkeit von in die Umwelt eingetragenen Substanzen von großer Be-

21

288

II

Kapitel 21 · Herkunft, Vorkommen, Verhalten und Verbleib von Arzneimitteln in der aquatischen Umwelt

deutung für ihre Elimination und damit letztlich auch für die Expositions- und Risikoabschätzung. In Testsystemen untersuchte wichtige Antibiotikagruppen (z. B. Penicilline, Carbapeneme, Cephalosporine, Sulfonamide) müssen als nicht leicht biologisch abbaubar eingestuft werden (Alexy et al. 2004). So wurden beispielsweise in einfachen Abbautests die Genotoxizität von Ciprofloxacin, Ofloxacin und Metronidazol biologisch nicht verändert (Kümmerer et al. 2000). Bisher untersuchte Wirkstoffe, die wichtige Gruppen von Antibiotika repräsentieren, müssen in Modellkläranlagen im Labormaßstab als nicht leicht biologisch abbaubar eingestuft werden. Gleiches gilt für die meisten anderen Wirkstoffe aus den unterschiedlichsten Wirkstoffklassen, ebenso für Diagnostika. Zum Teil adsorbieren sie stark an Belebtschlamm (z. B. Chinolone, Tetrazykline, Mitoxantron). Substanzen der Stoffklasse Fluorochinoloncarbonsäuren werden zwar in wässriger Lösung durch Sonnenlicht abgebaut (Burhenne et al. 1997), dieser Eliminationsmechanismus ist aber auf dem Weg zur Kläranlage und in der Kläranlage für Abwasserinhaltsstoffe nicht von Bedeutung. In Oberflächenwasser beeinträchtigen Trübung, Gewässerbeschattung und -tiefe sowie die jahreszeitliche Variation der Sonneneinstrahlung diesen Abbau. Zudem können die Substanzen durch Adsorption an Sedimente dem photochemischen Abbau entzogen werden. Obwohl Zytostatika bei weitem nicht die Mengenrelevanz anderer Medikamente erreichen, sind sie aufgrund ihrer toxischen Eigenschaften von Interesse. Nahezu alle der untersuchten Wirkstoffe aus der Gruppe der Zytostatika erwiesen sich nicht als leicht biologisch abbaubar. Diese Wirkstoffe dürften also kommunale Kläranlagen unverändert passieren (z. B. Ifosfamid, Cyclophosphamid) und in Oberflächengewässer gelangen, soweit sie nicht sorbiert werden (z. B. Mitoxantron, Epirubicin). Hormone sind von grundlegender Bedeutung für die Entwicklung von Organismen. Insgesamt betrachtet ist neben dem in Kläranlagen leicht abbaubaren Östradiol vor allem das synthetische 17-α-Ethinylöstradiol (östrogener Anteil oraler Kontrazeptiva: »Pillenhormon«) von Bedeutung. Es ist in Kläranlagen viel schwerer eliminierbar als das natürliche 17-β-Östradiol, sodass es in Gewässer gelangen kann. Im Ablauf von Kläranlagen wurden bis 60 ng/l Ethinylöstradiol gemessen. Lokale, abgeschätzte Konzentrationen im Zulauf der Kläranlage Breisgauer Bucht (Freiburg) liegen im Bereich von bis zu 30 ng/l im Jahresdurchschnitt. In deutschen Fließgewässern konnten immerhin noch bis zu 5 ng/l an freiem 17-α-Ethinylöstradiol nachgewiesen werden. Lipidsenker, β-Blocker, Spasmolytika, und Schmerzmittel sowie weitere Arzneimittel haben sich bis auf wenige Ausnahmen (z. B. Acetylsalicylsäure) als nicht oder nur wenig biologisch abbaubar erwiesen. Wie auch bei den anderen Gruppen ist in einzelnen Fällen ein photochemischer Abbau möglich – inwieweit er in der Umwelt von Bedeutung ist, kann derzeit noch nicht abgeschätzt wer-

den. Starke Sorption an Belebtschlamm wurde bisher nicht beobachtet. Quellen für den Eintrag ins kommunale Abwasser sind bei diesen Stoffen ebenfalls hauptsächlich die Privathaushalte. Iodierte Röntgenkontrastmittel, Coffein, Clofibrat, oder Stoffe, die Schwermetalle wie z. B. Gadolinium enthalten, sind in der aquatischen Umwelt sehr stabil und weit verbreitet, sodass sie in der Hydrologie zwischenzeitlich als Tracer für die Beeinträchtigung von Gewässern und Grundwasser durch menschliche Aktivitäten genutzt werden (Möller et al. 2000; Buerger et al. 2003). Der Gesundheitsbereich trägt zum diffusen Eintrag von Quecksilber in Klärschlämmen und Oberflächengewässern bei (Amalgam aus der Zahnmedizin, Desinfektions- und Konservierungsstoffe). Im Fall des Platins (platinhaltige Zytostatika) sind die Emissionen in die Umwelt aber deutlich geringer als die durch Pkw mit Katalysator. Die in Oberflächengewässern nachgewiesenen Konzentrationen an Gadolinium (MRT-Diagnostika) sind bei Einleitung von Kläranlagenabläufen deutlich erhöht. Die in der Diagnostik eingesetzten organischen Komplexe sind nicht biologisch abbaubar. > Zum Summenparameter AOX gehören neben Desinfektionsnebenprodukten und halogenierten Lösungsmitteln vor allem iodorganische Diagnostika (Röntgenkontrastmittel), die in Kläranlagen nicht eliminiert werden und zu den Stoffen gehören, die mit in den höchsten Konzentrationen in der aquatischen Umwelt und im Trinkwasser nachgewiesen wurden. Neben Krankenhäusern tragen auch die Praxen niedergelassener Radiologen zum diffusen Hintergrund im kommunalen Abwasser bei.

21.5

Wirkung

Arzneimittel verdanken ihre Anwendung ihrer Wirkung. Dafür wurden sie optimiert. Daher ist ihre Wirksamkeit beim Menschen gegenüber Zielorganismen wie Bakterien und Pilzen ganz offensichtlich in Betracht zu ziehen. Nichtzielorganismen können jedoch aufgrund von ähnlichen oder sogar gemeinsamen physiologischen und biochemischen Eigenschaften ebenso betroffen sein. Ganz generell kann festgehalten werden, dass über die Wirkung von Arzneimittelwirkstoffen gegenüber Nichtzielorganismen bisher nur vereinzelte Untersuchungen vorliegen (z. B. Nentwig 2004). Oft werden klassische Tests mit vergleichsweise hohen Testsubstanzkonzentrationen verwendet, von denen nicht bekannt ist, inwieweit sie für Arzneimittel überhaupt geeignet sind (Kümmerer et al. 2004). Häufig sind Algen die empfindlichere Gruppe im Vergleich zu Fischen oder Daphnien. Bei den Bakterien hat sich gezeigt, dass klassische, genormte Tests wie z. B. der Respirations- oder der Nitrifikationshemmtest keine verlässlichen Ergebnisse liefern. Bei genormten Wachstumshemmtests ist zu beachten, dass damit nur Wirkungen auf

21.6 · Wie kann der Eintrag in Gewässer vermindert werden – Risiko und Risikomanagement

gramnegative Bakterien, nicht jedoch auf grampositive Bakterien erfasst werden. Wirkungen in vergleichsweise niedrigen Konzentrationen, d. h. nahe den in der Umwelt gemessenen oder zu erwartenden Konzentrationsbereichen, konnten gegenüber Daphnien, Algen und Bakterien vor allem bei Antibiotika in chronischen Tests nachgewiesen werden. Als besondere Gruppe sind Zytostatika wegen ihrer häufig nachgewiesenen Krebs erregenden, mutagenen oder fruchtschädigenden Eigenschaften anzusehen. Aufgrund der geringen Konzentration von Zytostatika im Abwasser ist mit Wirkungen gegenüber aquatischen Organismen nicht zu rechnen. Es ist aber bekannt, dass sich z. B. 5Fluorouracil und β-Laktame in ihrer Wirkung gegenseitig verstärken können. Im Fall der Adsorption von Antibiotika an Belebtschlamm ist nicht auszuschließen, dass es im Belebtschlamm selbst, im Faulturm, in Böden oder auch in Sedimenten zur Ausbildung von Resistenzen und Störungen der biologischen Prozesse kommen kann. ! Cave Die Konzentrationen von Antibiotika im Krankenhausabwasser sind deutlich höher als im kommunalen Abwasser und kommen bereits den Hemmkonzentrationen für pathogene Keime nahe. Eine Resistenzentwicklung in Biofilmen, z. B. von Abwasserrohren oder Belebtschlamm, d. h. Bereichen hoher Bakteriendichte, ist daher nicht auszuschließen.

Zu klären ist allerdings noch, in welchem Umfang es in Krankenhausabwasser (Ohlsen et al. 2003) und im kommunalen Abwasser tatsächlich zur Resistenzausbildung kommt und inwieweit diese Resistenz durch Übertragung der Resistenzgene auf andere in Kläranlagen und Oberflächengewässern vorkommende Bakterien erhalten bleibt und für die Zunahme der Resistenzen in Krankenhäusern mitverantwortlich sein kann. Resistente Bakterien sind in nahezu allen Umweltmedien nachgewiesen worden (Kümmerer 2004a). Der Eintrag von infolge der Anwendung von Antibiotika bereits resistenter Bakterien scheint die Hauptquelle resistenter Bakterien in der Umwelt zu sein. Konzentrationen einiger Xenoöstrogene sind im Ablauf von Kläranlagen vergleichsweise hoch. Ihr Wirkpotenzial ist aber im Vergleich zu dem des natürlicherweise ausgeschiedenen Östradiols und des Ethinylöstradiols sehr viel geringer. Nachteilige Effekte auf Mensch und Organismen während kritischer Entwicklungsphasen der Geschlechtsdifferenzierung beim Menschen sind noch nicht abschließend einschätzbar, sie sind aber für eine Reihe aquatischer Organismen bekannt. Die Wirkschwellen einiger synthetischer Hormone sind sehr niedrig, z. T. unter 1ng/l.

21.6

289

Wie kann der Eintrag in Gewässer vermindert werden – Risiko und Risikomanagement

Für den Menschen scheint das direkte Risiko durch Arzneimittel aufgrund der geringen in der Umwelt vorhandenen Konzentrationen vernachlässigbar zu sein (nicht krebsauslösende Wirkung, nicht Resistenz). Neben den Antibiotika sind vor allem CMR-Arzneimittel (cancerogen, mutagen, reproduktionstoxisch) zu beachten. Aus Gründen der Umwelthygiene sind jedoch alle Arzneimittel, Diagnostika und Desinfektionsmittel in Gewässern unerwünscht. Außerdem kann derzeit das Risiko insbesondere für Nichtzielorganismen kaum abgeschätzt werden. Für das Risk Assessment von neu zuzulassenden Stoffen liegt ein Entwurf der EU vor, der in naher Zukunft verabschiedet werden soll. Für das Risikomanagement kann einerseits beim Gebrauch der Stoffe angesetzt werden, andererseits können technische Maßnahmen bei der Abwasserbehandlung von Interesse sein. Photochemische Oxidation sowie Filtrations- und Umkehrosmosetechnologie sind dafür bisher allerdings nahezu ausschließlich im Versuchsmaßstab beschrieben worden (z. B. Qiting und Xiheng 1988; Ravina et al. 2002; Kiffmeyer 2003; Ternes et al. 2003; Zwiener et al. 2001; Schröder 2002; Drewes 2002; Heberer u. Feldmann 2004). Die EU hat ab 2006, Wachstumsförderer, die in der Tiermast Anwendung finden, verboten. Die WHO empfiehlt schon seit längerer Zeit, Wachstumsförderer nicht mehr zu verwenden, da ihr Nutzen fragwürdig sei (Ferber 2003).

Weitere Maßnahmen 4 Da ein Verbot von Arzneimittelwirkstoffen außer Frage steht, ist die Reduktion der Verbrauchsmengen durch gute Diagnostik und passende Dosierung bzw. Zubereitungsmengen der Wirkstoffe, aber auch die Formulierung und Beachtung der Erkenntnisse der Chronopharmakologie zu fordern. 4 Es sollten Umweltqualitätsziele für Arzneimittel bzw. ihre Wirkstoffe erarbeitet werden. 4 Keine Entsorgung von Restmengen der Wirkstoffe über das Abwasser! Reste von Arzneimitteln, Desinfektionsmitteln und Diagnostika sind als Abfall schadlos zu entsorgen. Die Information über die sachgerechte Entsorgung muss auf Beipackzetteln enthalten sein. 4 Durch eine sinnvolle Vorratshaltung kann dafür gesorgt werden, dass die Vorräte auf den Stationen von Krankenhäusern und in Haushalten gering gehalten werden. So fallen auch weniger verfallene Medikamente an, und es werden Kosten gespart. 6

21

290

II

Kapitel 21 · Herkunft, Vorkommen, Verhalten und Verbleib von Arzneimitteln in der aquatischen Umwelt

4 Die bei einzelnen Arzneimitteln bestehenden z. T. erheblichen Reduktionspotenziale sind individuell zu ermitteln und zu nutzen. Bei Antibiotika muss das vermutete Reduktionspotenzial in der Größenordnung von 50% sowohl im Bereich der Humanmedizin als auch für den Bereich der Veterinärmedizin voll genutzt werden. So könnte durch bessere mikrobiologische Diagnostik und eine darauf abgestimmte Verordnungspraxis gleich das geeignete Antibiotikum ausgewählt und damit gezielt therapiert werden. Darüber hinaus müsste den Patienten (und den Ärzten) klar gemacht werden, dass bei viral bedingten Erkältungskrankheiten Antibiotika nicht indiziert sind. 4 Die Aus- oder Weiterbildung des pharmazeutischen und medizinischen Fachpersonals muss auch Fragen der risikofreien Restebeseitigung behandeln. 4 Die mit anderen Chemikalien, insbesondere Pestiziden und Bioziden gemachten Erfahrungen für die Bewertung und Testung müssen genutzt und ggf. weiterentwickelt werden. 4 Die Stoffe sollen in internationale Abkommen wie beispielsweise zum Schutz der Meere wie Nordund Ostsee einbezogen werden. 4 Arzneimittel, Desinfektionsmittel sowie Diagnostika müssen wie andere Stoffe vor dem »In-Verkehrbringen« auf ihre Umwelteigenschaften untersucht werden. 4 Bei der Neuentwicklung von Wirkstoffen müssen auch Umweltaspekte eine Rolle spielen.

Literatur Alexy R, Kümpel T, Kümmerer K (2004) Assessment of degradation of 18 antibiotics in the closed bottle test. Chemosphere 57: 505–512 Buerger IJ, Poiger T, Muller MD, Buser HR (2003) Caffeine, an anthropogenic marker for wastewater contamination of surface waters. Environ Sci Technol 37: 691–700 Burhenne J, Ludwig M, Nikoloudis P, Spiteller M (1997) Photolytic degradation of fluoroquinolone carboxylic acids in aqueous solution. Primary photoproducts and halflives. ESPR-Envion. Sci Pollut Res 4: 10–15 DFG (2003) Wasserforschung im Spannungsfeld zwischen Gegenwartsbewältigung und Zukunftssicherung. Wiley-VCH, Weinheim Drewes JE, Heberer T, Reddersen K (2002) Fate of pharmaceuticals during indirect potable use. Wat Sci Technol 46: 73–80 Ferber D (2003) Antibiotic resistance. WHO advices kicking the livestock antibiotic habit. Science 301: 1027 Greiner P, Rönnefahrt I (2003) Management of environmental risks in the life cycle of pharmaceuticals. European Conference on Human and Veterinary Pharmaceuticals in the Environment. Lyon, April 14–16 Heberer T (2002) Occurence, fate and removal of pharmaceutical residues in the aquatic environment: a review of recent research data. Toxicol Lett 131: 5–17

Heberer T, Feldmann D (2004) Removal of pharmaceutical residues from contaminated raw water sources by membrane filtration. In: Kümmerer K (ed) Pharmaceuticals in the environment. Fate, source, effects, and risk, 2nd edn. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Kiffmeyer T (2003) Minimisation of human drug input by oxidative treatment of toilet effluents from hospital wards. European Conference on Human and Veterinary Pharmaceuticals in the Environment. Lyon, April 14–16 Kümmerer K, Al-Ahmad A, Mersch-Sundermann V (2000) Biodegradability of some antibiotics, elimination of their genotoxicity and affection of waste water bacteria in a simple test. Chemosphere 40: 701–710 Kümmerer K (2001) Drugs, diagnostic agents and disinfectants in waste water and water – a review. Chemosphere 45: 957–969 Kümmerer K (2004a) Resistance in the environment. J Antimicrob Chemother 54: 311–320 Kümmerer K (ed) (2004b) Pharmaceuticals in the environment. Fate, source, effects, and risk, 2nd edn. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Kümmerer K, Henninger A (2003) Promoting resistance by the emission of antibiotics from hospitals and households into effluent. Clin Microb Inf 9: 1203–1214 Kümmerer K, Alexy R, Hüttig J, Schöll A (2004) Standardized tests fail to assess the effects of antibiotics against environmental bacteria. Wat Res 38: 2111–2116 Möller P, Dulski P, Bau M, Knappe A, Pekdeger A, Sommer-von Jarmerasted C (2000) Anthropogenic gadolinium as a conservative tracer in hydrology. J Geochem Explor 69/70: 409–414 Netwig G, Oetken M, Oehlmann J (2004) In: Kümmerer K (ed) Pharmaceuticals in the environment. Fate, source, effects, and risk, 2nd edn. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Ohlsen K; Werner G, Ternes T, Ziebuhr W, Witte W, Hacker J (2003) Impact of antibiotics on conjugational resistance in gene transfer in Staphylococcus aureus in sewage. Environ Microbiol 8: 711–716 Qiting J, Xiheng Z (1988) Combination process of anaerobic digestion and ozonization technology for treating wastewater from antibiotics production. Wat Treat 3: 285–291 Ravina M, Campanella L, Kiwi J (2002) Accelerated mineralization of the drug diclofenac via Fention reactions in a concentric photo-reactor. Wat Res 36: 3553–3560 Sacher F, Lange FT, Brauch HJ, Blankenhorn I (2001) Pharmaceuticals in groundwaters – analytical methods and results of a monitoring program in Baden-Württemberg, Germany. J Chromatogr A 938: 199–210 Sattelberger S (1995) Arzneimittelrückstände in der Umwelt, Bestandsaufnahme und Problemstellung. Report des Umweltbundesamtes Österreich, Wien Schröder HF (2002) Mass spectrometric monitoring of the degradation and elimination efficiency for hardly eliminable and hardly biodegradable polar compounds by membrane bioreactors. Wat Sci Technol 46: 57–64 Ternes TA, Stuber J, Hermann N, McDowell D, Ried A, Kampmann M, Teiser B (2003) Ozonation: a tool for removal of pharmaceuticals, contrast media and musk fragrances from wastewater? Wat Res 37: 1976–1982 Thiele-Bruhn S (2003) Pharmaceutical antibiotic compounds in soils – a review. J Plant Nutr Soil Sci 166: 145–167 Track T, Kreysa G (Hrsg.) (2003) Spurenstoffe in Gewässern. Pharmazeutische Reststoffe und endokrin wirksame Substanzen. Wiley-VCH, Weinheim Zwiener C, Gremm TJ, Frimmel FH (2001) Pharmaceutical residues in the aquatic environment and their significance for drinking water production. In: Kümmerer K (ed) Pharmaceuticals in the environment. Fate, sources, effects, and risks. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio

22 22 Baumaßnahmen M. Dettenkofer, E. Tabori 22.1 Evidenz baulicher Maßnahmen zur Prävention von nosokomialen Infektionen – 291 22.1.1 Systematische Literaturrecherche – 291 22.1.2 Ergebnisse der publizierten Kohortenstudien – 292

22.2 Bauen und Krankenhaushygiene – Empfehlungen für die Praxis – 292 22.2.1 Allgemeine Aspekte – 293 22.2.2 Schutzvorkehrungen bei Umbauund Baumaßnahmen im Krankenhaus

Literatur

Wohl in nur sehr wenigen Kliniken wird nicht entweder aktuell gebaut oder zumindest geplant, doch in der Praxis wird die Krankenhaushygiene – wenn überhaupt – dann spät in die Überlegungen mit einbezogen. Dabei können Baumaßnahmen ein erhebliches Risiko für Infektionen darstellen, z. B. durch Baustaubbelastung verursachte Aspergillosen bei immungeschwächten Patienten. Fehlplanungen können zu hohen Kosten und zu erheblicher Behinderung hygienischen Arbeitens führen. Hier sind sorgfältige Planung, Abstimmung und Schutzmaßnahmen zur Vorbeugung unerlässlich. Auf wissenschaftlicher Ebene sind nur wenige kontrollierte Studien verfügbar, in denen der Einfluss verschiedener Baumaßnahmen zur Reduktion nosokomialer Infektionen untersucht wurde. In vielen Veröffentlichungen werden aber als Folgerung aus Untersuchungen zur Umgebungskontamination Forderungen an die baulich-funktionelle Ausstattung von Krankenhäusern gestellt. Baulich-funktionelle Gegebenheiten können zwar unterstützend auf die Einhaltung essenzieller Hygienemaßnahmen wirken und damit indirekt zur Prävention beitragen. Ihr Einfluss sollte jedoch nicht überbewertet werden, was zu einer ungerechtfertigt hohen Zuweisung beschränkter Finanzmittel führen kann, die dann an anderer Stelle fehlen, z. B. für einen adäquaten Personalschlüssel.

22.1

– 295

– 296

Evidenz baulicher Maßnahmen zur Prävention von nosokomialen Infektionen

Die bauliche Gestaltung von Krankenhäusern trägt mit zur Infektionsverhütung bei, vor allem durch die Bereitstellung adäquater Räumlichkeiten für Behandlung und Pflege infektionsgefährdeter oder infektiöser Patienten (z. B. Intensivstationen oder Operationsabteilungen; Noskin u. Peterson 2001). Offen ist allerdings, inwieweit einzelne baulichfunktionelle Maßnahmen durch wissenschaftliche Daten belegt zur Prävention von nosokomialen Infektionen beitragen.

22.1.1

Systematische Literaturrecherche

Diese Fragestellung wurde im Rahmen einer systematischen Literaturübersicht bearbeitet (Dettenkofer et al. 2004). Um die systematische Erfassung und Auswertung der verfügbaren wissenschaftlichen Literatur zu den krankenhaushygienischen Themen zu gewährleisten, erfolgte die Recherche über die Bedeutung von Baumaßnahmen zur Prävention nosokomialer Infektionen in Zusammenarbeit mit dem deutschen Cochrane-Zentrum. Die identifizierten Artikel wurden durch zwei Personen unabhängig beurteilt und im Sinne eines »critical appraisals« eingruppiert (. Tab. 22.1).

292

Kapitel 22 · Baumaßnahmen

. Tab. 22.1. Einteilung der gefundenen Literatur in Levels of Evidence. (Mod. nach Mindorff et al. 1999) I

II

Metaanalysen randomisierter kontrollierter Studien

II

Randomisierte kontrollierte Studien (RCT)

IIIa

Zeitgleicher (nicht randomisierter) Kohortenvergleich

IIIb

Historischer (nicht randomisierter) Kohortenvergleich

IIIc

Fallkontrollstudien

IV

Fallberichte ohne Kontrollgruppen

V

Berichte von Expertenkreisen, Konsensuskonferenzen

Es wurden 382 potenziell relevante Publikationen identifiziert, von denen 178 eingeschlossen und evaluiert wurden (davon 17 Kohortenstudien mit verwertbaren Ergebnissen). Keine dieser Literaturstellen konnte in Level I oder II eingeteilt werden. Der größte Teil der Artikel wurde Level V zugeordnet (Expertenmeinung; 7 Dettenkofer et al. 2004).

22.1.2

Ergebnisse der publizierten Kohortenstudien

Die unter Level IIIa und IIIb erfassten Kohortenstudien erbrachten folgende Ergebnisse: Intensivstationen: Von 8 Studien zeigten 5 keine signifikante Senkung der Rate nosokomialer Infektionen (NI) durch bauliche Verbesserungen. Bei denjenigen Studien, die eine Reduktion nachweisen konnten, lag der wesentliche Grund in einer Verminderung von Übertragungen durch Kontakt, bedingt durch Personalaufstockung (Goldmann et al. 1981), mehr Platz pro Patient (Goldmann et al. 1981; Vincent et al. 1995), einer höheren Anzahl von Waschbecken (Mullin et al. 1997) oder einer insgesamt höheren Personaldisziplin (Smith et al. 1980). Operationsabteilungen: Hier konnten 3 von 4 Studien keine signifikante Senkung der NI-Rate durch baulichfunktionelle Maßnahmen feststellen, trotz z. T. aufwendiger Baumaßnahmen (Leisner 1976; Van Griethusen et al. 1996; Hansis et al. 1997). Die davon abweichende Untersuchung (Millar et al. 1979) ging von einer mit heutigen Standards nicht vergleichbaren baulichen Situation aus. Krankenhaus allgemein: Kibbler et al. (1998) fanden einen Anstieg der nosokomialen Infektionsrate durch ein geringeres Platzangebot und sinkenden Pflegeschlüssel (relativ weniger Personal) auf einer Pflegestation. Die Studie von Maki et al. (1982) weist keinen Rückgang der Infektionsraten eines Krankenhauses beim Umzug in ein neu errichtetes Gebäude auf, obwohl die mikrobielle Kontamination der Umgebung zeitweise signifikant vermindert war.

Isolierstationen: Die zwei einbezogenen Studien bestätigen das Ergebnis aus dem Bereich der Intensivstationen: Chattopadhyay (2001) fand keinen signifikanten Rückgang der nosokomialen Infektionsrate durch Einrichtung von Einzelzimmern zur Isolierung; bei McKendrick et al. (1976) korrelierte die Übertragungsrate mit großen Stationen und wenig Personal. In den genannten Bereichen berichteten eine Vielzahl von Studien über die Ergebnisse hygienisch-mikrobiologischer Umgebungsuntersuchungen bei unterschiedlichen baulichen Verhältnissen; als Outcomeparameter wurde jedoch nur die Keimbelastung der jeweils untersuchten Bereiche mit einbezogen, nicht aber die Rate nosokomialer Infektionen. Ein kausaler Zusammenhang zwischen dem Kontaminationsgrad von Oberflächen z. B. in Patientenzimmern oder OP-Sälen und der Häufigkeit von NI ist in der wissenschaftlichen Literatur nicht belegt. > Baumaßnahmen in Krankenhäusern können erst in Kombination mit einem adäquaten Personalschlüssel, einem ausreichenden Kontingent an Material (Instrumente) und der konsequenten Einhaltung grundlegender hygienischer Maßnahmen (insbesondere Händedesinfektion) eine signifikante Reduktion nosokomialer Infektionen ermöglichen. Eine sorgfältige Planung zur Vermeidung unnötiger Ausgaben sowie zur sinnvollen Verteilung der finanziellen Ressourcen ist unabdingbar.

22.2

Bauen und Krankenhaushygiene – Empfehlungen für die Praxis

Bauliche Maßnahmen in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen wurden in der Vergangenheit in Deutschland hinsichtlich der Hygiene entscheidend durch die Vorgaben des ehemaligen Bundesgesundheitsamtes (BGA) und durch die Empfehlungen zur technischen Ausführung (z. B. durch die DIN) geprägt. Auch heute noch werden diese mancherorts als eine Vorschrift oder zumindest als Richtlinie mit Verordnungscharakter betrachtet. Durch teilweise realitätsfremde Forderungen werden Kosten in die Höhe getrieben und zuweilen auch noch Arbeitsabläufe behindert. Gerade bei der Einrichtung einer Operationseinheit ist eine durchdachte und den individuellen Bedürfnissen angepasste Planung und Ausstattung der Einrichtungen von entscheidender Bedeutung. > Die krankenhaushygienische Forderung nach einer Krankenhausplanung, die das Auftreten nosokomialer Infektionen verringern hilft, und der Wunsch nach einer kosteneffizienten Baustrategie schließen sich nicht aus. Was die Beratung und Planung betrifft, so ist sowohl für das Krankenhaus als auch für eine ambulante Operations6

22.2 · Bauen und Krankenhaushygiene – Empfehlungen für die Praxis

einheit oder die Praxis eines niedergelassenen Arztes mit oder ohne OP-Einheit stets die jeweilige Fachrichtung mit ihrer spezifischen Aufgabenstellung und zukünftigen Nutzung zu berücksichtigen.

Die räumliche Gestaltung und die technische Ausstattung der OP-Einheit müssen sich an der chirurgischen Disziplin, der Art und der durchschnittlichen Dauer der Eingriffe orientieren. Für die Reduktion des Wundinfektionsrisikos ist die konsequente Realisierung der einschlägigen Empfehlungen zum hygienisch korrekten Arbeiten im OP von entscheidender Bedeutung (7 Kap. 6), d. h. vor allem die Compliance des Personals (Hauer et al. 2002). Eine nutzbringende krankenhaushygienische Bauberatung wird daher diesen individuellen Bedürfnissen Rechnung tragen und das Eingriffsspektrum berücksichtigen.

293

Verkehrswege Gänge, Türen, Aufzüge und Kreuzungspunkte sollten ihrem jeweiligen Zweck entsprechend ausreichend groß und verkehrstechnisch günstig, d. h. ohne unnötige Kurven und Schleifen angelegt werden und auch für den Bettentransport kollisionsfrei begeh- und befahrbar sein. Diese Forderung steht nicht im Widerspruch zu einer modernen architektonisch ansprechenden Gestaltung der Krankenhauskorridore. Die leider oft anzutreffende Lagerung von Geräten und Verbands- bis hin zu Visitenwagen (mit sensiblen Patientendaten) im Krankenhausflur kann durch eine umsichtige Planung mit bereits im Vorfeld an günstigen Stellen eingeplanten Nischenabstellflächen sowie ausreichend große Funktions- und Lagerräume vermieden werden.

Ausstattung 22.2.1

Allgemeine Aspekte

Die Beurteilung hängt davon ab, aus welcher Funktion heraus (Architekt, Krankenhausbetreiber, Ärzte, Pflege, Patient etc.) ein Krankenhaus gesehen wird. Während der Beschäftigte primär die Funktionalität (Verkehrswege, Raumgröße, Arbeitsabläufe) in den Vordergrund stellt, zählen für den Patienten besonders solche Aspekte, die er z. B. auch an einem Hotelzimmer schätzt (Größe, Gestaltung, Einrichtung und Bequemlichkeit »seines« Zimmers). Da es aber nicht »den einen« Patienten gibt, kann es auch nicht »das eine« von allen als ideal empfundene Patientenzimmer geben. Vielmehr sollten auch bei der Gestaltung die lokalen und funktionalen Besonderheiten des Krankenhauses oder des ambulanten Operationszentrums berücksichtigt werden (Tabori u. Zinn 2003). – Nähere Ausführungen in Bezug auf »Reinigung« finden sich in 7 Kap. 19. > Grundsätzlich müssen alle hygieneverantwortlichen Personen frühzeitig mit in die Bauplanung einbezogen werden, um Mängeln und evtl. später notwendigen Änderungen vorzubeugen. Eine enge Zusammenarbeit mit dem Krankenhaushygieniker, dem hygienebeauftragten Arzt und der Hygienefachkraft ist unerlässlich. Sie sollten in alle relevanten Entscheidungen mit eingebunden werden. Alle mit den Baumaßnahmen involvierten Bereiche und verantwortlichen Mitarbeiter sollten über Art, Umfang sowie Beginn und voraussichtliche Dauer der Bautätigkeiten und der zu ergreifenden Schutzmaßnahmen rechtzeitig informiert werden. Die Verantwortlichkeiten müssen dokumentiert und die Planungsschritte sowie alle Absprachen protokolliert werden. Selbstverständlich sollten auch die Patienten z. B. mittels einer Informationstafel über die Baumaßnahmen unterrichtet werden.

Bei der Wahl des Fußbodenbelags ist in erster Linie darauf zu achten, dass dieser gut zu reinigen und gegen übliche Flächendesinfektionsmittel beständig ist (7 Kap. 19). Um unansehnlichen Flecken vorzubeugen, sollte die Zusage des Herstellers eingeholt werden, dass der Belag auf Spritzer von im Krankenhaus verwendeten alkoholischen Händedesinfektionsmitteln nicht mit Farbveränderungen reagiert. Nicht zuletzt ist es ratsam, bei der Auswahl des Materials auch umweltmedizinische Aspekte, wie die Abgabe von Lösungsmitteldämpfen und/oder Weichmacher (Phthalate in PVC) und die spätere Entsorgungsauflagen, in die Überlegungen einfließen zu lassen. Um dem Patienten im Zimmer der Bettenstation eine wohnliche Atmosphäre zu vermitteln, kann die Wahl auch auf einen beschichteten Holzparkettboden oder geeigneten textilen Bodenbelag fallen. Sofern diese die grundlegenden Forderungen an einen Bodenbelag (Reinigung, Desinfektion) erfüllen und nicht in Funktions- oder Nassbereichen eingesetzt werden, stellen sie nicht grundsätzlich ein hygienisches Problem dar und können für bestimmte Bereiche wie Aufenthaltsräume, Flure und Patientenzimmer mancher Einrichtungen oder Abteilungen (z. B. Tageskliniken, Psychiatrien, Reha-Einrichtungen) eine optisch ansprechende Alternative darstellen. Eine uneingeschränkte Empfehlung für alle Krankenhäuser oder gar alle Stationen einer Klinik kann jedoch keinesfalls ausgesprochen werden, da der Reinigungsbedarf nach Verschmutzung und vor allem bei Kontamination mit Blut, Stuhl, Erbrochenem meist deutlich größer ist als bei glatten, geschlossenporigen Materialien und zudem die gereinigten Stellen mit Farbveränderungen reagieren können. Die Ausbildung von »Hohlkehlen« ist kostenintensiv und aus krankenhaushygienischer Sicht nicht notwendig. Wichtig ist jedoch, dass sich die Reinigung der Fußböden problemlos gestaltet, keine Fugen und Ritzen im Boden und im Übergang zur Wand auftreten und der Wandbelag durch die Reinigungsarbeiten nicht beschädigt oder verschmutzt wird. Die Wand kann mit Glasfasertapeten belegt

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Kapitel 22 · Baumaßnahmen

und einem Naturlatexanstrich gestaltet oder aber glatt verputzt werden. In jedem Fall sollte die Wand leicht zu reinigen und desinfektionsmittelbeständig sein.

II

fig) gefliest werden. Wichtig ist, dass die verwendeten Fliesen rutschfest sind und die Fugen vollständig versiegelt werden.

Tipp

Tipp

Es ist günstig, den Fußbodenbelag an der Wand quasi als Sockelleiste ca. 10 cm emporzuführen und mit dem Wandbelag bündig abschließen zu lassen. Die Wände der Flure und der Verkehrswege sollten mit umlaufenden Rammschutzleisten vor Schäden, die bei Stößen durch z. B. Bettentransporte entstehen, geschützt werden.

Vom hygienischen Standpunkt aus sollten die Händedesinfektionsmittelspender in den Patientenzimmern an günstiger Stelle angebracht sein, d. h. leicht erreichbar (arbeitsplatznah), ohne jedoch zum Hindernis zu werden(!). In diesem Fall kann auf einen (zusätzlichen) Desinfektionsmittelspender im Sanitärbereich verzichtet werden. Umgekehrt muss im Patientenzimmer nur dann eine Waschmöglichkeit installiert werden, wenn kein Sanitärraum vorhanden ist oder hier kein Waschbecken installiert werden kann.

Es ist sinnvoll und entspricht dem heutigen Krankenhausbaustil, die Patientenzimmer der Bettenstationen jeweils mit einer eigenen Nasszelle auszustatten, die neben einer Toilette über eine Dusche und ein Waschbecken verfügt. Weiter müssen ein Seifen- und (Papier-)Handtuchspender installiert sein. Auch wenn Duschwannen und -wände nicht routinemäßig desifizierend gereinigt werden müssen, so sollten deren Oberflächen dennoch für den Bedarfsfall beständig sein. Die Verwendung von Duschvorhängen statt fester Kabinenwände kann bei einigen Patienten, die beim Waschen und Duschen pflegerische Unterstützung brauchen, angezeigt sein. Wichtig ist, dass die Vorhänge stets sauber sind. Für diesen Bereich eignen sich vor allem Vorhänge aus Kunstfasern, da sie leicht zu reinigen sind und innerhalb kurzer Zeit trocknen. In aller Regel ist die routinemäßige Reinigung der Vorhänge akzeptabel (Waschen in der Waschmaschine bei 40–60°C ausreichend). Bei Verschmutzungen und/oder sichtbarer Kontamination mit infektiösem oder potenziell infektiösem Material müssen sie allerdings einem desinfizierenden Waschverfahren unterzogen oder ggf. ersetzt werden. Die Duschköpfe sollten leicht (de-)montierbar sein, da sie in festzulegenden Intervallen überprüft, gereinigt oder ggf. auch ausgewechselt werden müssen. Im Duschschlauch sollte kein Wasser verbleiben, d. h., er sollte nach der Benutzung entleert werden. Dies kann über sich selbst entleerende Duschköpfe oder dadurch erreicht werden, dass der Duschkopf nach unten hängend versorgt wird (Haltevorrichtung in geeigneter Höhe). Um die beim Waschen und Duschen anfallende hohe Luftfeuchtigkeit wirksam abführen zu können, müssen die Sanitärräume über ausreichend starke Zwangsentlüfter verfügen, um einer Schimmelbildung vorzubeugen. Diese müssen in einem festen Zeitintervall kontrolliert, gereinigt und die eingesetzten Filter bei Bedarf ersetzt werden. Oft werden Wandbereiche, die häufig mit Spritzwasser in Kontakt kommen (z. B. Dusche, Waschbecken) mit Fliesen belegt. Eine günstige Alternative als oberer Wand- und Deckenbelag stellen z. B. aber auch Glasfasertapeten mit einem abwasch- und desinfizierbaren Dispersionsanstrich auf Latexbasis dar. Der Fußboden der Nasszone kann (muss aber nicht zwangsläu-

Waschbecken sollten so montiert werden, dass sie leicht gereinigt werden können (fugenfrei mit der Wand verbunden). Gleiches gilt für evtl. vorhandene Wandspiegel. Wiederholt wird die Frage gestellt, ob zwingend (teure) Waschbecken ohne Überlauf angeschafft werden müssen. Die theoretische Überlegung, die hinter dieser Empfehlung steht, zielt darauf, dass die Überlauföffnung nicht selten mit Feuchtkeimen besiedelt ist. Allerdings ist auch der Siphon mit diesen (gleichen) Keimen besiedelt, ohne dass man deswegen empfiehlt, auf ihn zu verzichten. Aus hygienischer Sicht ist viel entscheidender, darauf zu achten, dass die Waschbecken eine Mindestgröße und -tiefe aufweisen, die ein regelrechtes Händewaschen möglich machen unter Vermeidung einer Umgebungskontamination mit Spritzwasser. Der Wasserstrahl darf nicht direkt auf die Abflussöffnung treffen (vermeiden von Rückspritzen keimbelasteten Wassers). In der Regel sollte kein Abflussverschluss angebracht sein. Waschbecken neben reinen Arbeitsplätzen müssen mit einem ausreichend großen Spritzschutz abgetrennt werden. > Die Wasserauslässe sollten generell mit Lamellenstrahlreglern ausgestattet werden, da das Wasser ohne die Zwischenschaltung eines Strahlreglers oft ungerichtet verspritzt wird und nachläuft. Siebstrahlregler halten bauartbedingt mehr Konkremente zurück und sind anfälliger für eine Verkeimung und Biofilmbildung. Sie werden daher für den medizinischen Bereich nicht empfohlen.

Die Anschaffung von berührungsfrei bedienbaren elektrisch gesteuerten Armaturen ist in vielen Fällen nicht erforderlich. Ellenbogenmischhebel funktionieren zuverlässig, sind wartungsarm und dazu noch kostengünstig. Im Sanitärbereich der Patientenzimmer genügen einfache Handmischbatterien. Die Toilettenbecken sollten ebenso wie die Bürstenhalter wandständig angebracht sein, womit die Reinigung des Fußbodens vereinfacht wird. Da heute nicht mehr notwendig, sollte ein Fußbodenablauf nicht eingebaut werden: Er ist schwer zu reinigen und stellt, so-

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22.2 · Bauen und Krankenhaushygiene – Empfehlungen für die Praxis

bald ausgetrocknet, eine Geruchsbelästigung oder eine Zugangsmöglichkeit für Ungeziefer dar. Werden die Patientenzimmer jeweils mit einer Sanitäreinheit ausgestattet, so sind die früher auf jeder Bettenstation vorgehaltenen Patientenbadezimmer mit Badewannen nicht mehr erforderlich. Bei der Krankenhausplanung sollten – in Abhängigkeit der Fachdisziplinen und des Patientenklientels – nur noch die Stationen und Bereiche mit einem eigenen Stationsbadezimmer versehen werden, bei denen ein entsprechender Bedarf zu erwarten ist. Diese Badezimmer können dann ggf. auch von anderen Stationen genutzt werden. Patienten- und Besuchertoiletten werden mit Möglichkeiten zum Händewaschen, d. h. mit Waschbecken, Seifenund (Papier-)Handtuchspendern ausgestattet. Personaltoiletten sollten darüber hinaus auch mit Händedesinfektionsmittelspendern ausgestattet werden.

Bauhygienische Anforderungen an OP-Einheiten Allgemeine Voraussetzungen 4 Trennung von allgemeinem Krankenhaus- und OP-Bereich 4 Präoperative Vorbereitungszone mit räumlicher oder funktioneller Abtrennung 4 Bedarfsorientierte Anzahl von ausreichend großen OP-Sälen bzw. Eingriffsräumen 4 Geeignete Waschmöglichkeiten außerhalb der OP-Säle 4 Angemessen große Arbeitsflächen zum Richten von Infusionen und Injektionen 4 Lagerraum und Schränke/Regale zur Lagerung von Sterilgut, Medikamenten, Infusionen, OP-Wäsche und Geräten 4 Für Reinigung und Desinfektion geeigneter fugendichter Fußbodenbelag (ebenso Wände und Decken im OP-Saal) 4 Ausreichend große Fläche für die Sammelbehälter zur Entsorgung von OP-Wäsche und der verschiedenen Abfallfraktionen 4 Einplanen eines separaten Raumes für Reinigungsutensilien (Putzwagen etc.). Putz- und Entsorgungsraum können miteinander kombiniert sein

Empfohlene Maßnahmen 4 Installation von ausreichend vielen arbeitsplatznahen Händedesinfektionsmittelspendern in allen Funktionsbereichen der Einrichtung, einschließlich Personalumkleideräumen und -toiletten 4 Fugendichte Ausführung der wasserdichten und desinfektionsmittelbeständigen Arbeitsflächen, von Fußboden-, Decken- und Wandbelägen im Funktions- und Patientenbereich. Dabei Berück6

sichtigung von Umweltaspekten (z. B. Raumluftbelastung durch Lösungsmitteldämpfe, Weichmacher) 4 Installation von Lamellenstrahlreglern an den Wasserauslassstellen 4 Installation von umlaufenden Rammschutzleisten entlang der Verkehrswege

Einsparmöglichkeiten 4 Elektrisch betriebene Türen sind selten erforderlich; statt dessen mechanische (über Fußbetrieb bedienbare) Schiebetüren verwenden 4 Keine unnötigen Schleusen einbauen (gegenseitig verriegelbare Türen nicht erforderlich) 4 Raumlufttechnische (RLT-)Anlagen bedarfsorientiert planen und realisieren 4 Bettenzentralen mit Bettendesinfektionsmaschinen und Matratzenautoklaven sind krankenhaushygienisch nicht erforderlich 4 Spezielle WCs (z. B. mit Duschfunktion) sind krankenhaushygienisch bedenklich und nicht sinnvoll 4 Trennung der OP-Räume in aseptische und septische Einheiten ist aus krankenhaushygienischer Sicht nicht erforderlich

22.2.2

Schutzvorkehrungen bei Umbau- und Baumaßnahmen im Krankenhaus

Im Zusammenhang mit Baumaßnahmen kommt es immer wieder zu erheblichen Verschmutzungen und Staubbelastungen der angrenzenden Bereiche. Ganz besonders deutlich wird dies bei Abrissarbeiten. Die hohen Staubbelastungen sind schon generell ein Problem, und Staub und Schmutzpartikel können zu Vehikeln für Mikroorganismen werden, die für bestimmte Bevölkerungsgruppen eine Infektionsquelle darstellen (Streiffel et al. 1983, 1987; Weems et al. 1987). Vor allem für Bereiche, in denen sich kranke, geschwächte und ganz besonders immunsupprimierte Menschen aufhalten, sind daher konsequente Schutzmaßnahmen erforderlich. Die Luftkeimzahlen insbesondere von Aspergillussporen sind während umfänglicher Bautätigkeiten höher, und damit verbunden ist eine Zunahme des Risikos bei immunsupprimierten Patienten, eine Aspergillose zu akquirieren (7 Kap. 9; Goodley et al. 1994; Pannuti 1993; Lentino et al. 1982; Sarubbi et al. 1982; Weems et al 1987). Auch innerhalb der Krankenhäuser sollte eine klare Einteilung der verschiedenen Bereiche nach Risikogruppen, d. h. vor allem nach dem Patienteninfektionsrisiko erfolgen und die notwendigen Schutzvorkehrung danach ausgerichtet werden. Es ist unerlässlich, vor Bauausführun-

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II

Kapitel 22 · Baumaßnahmen

gen angemessene Vorkehrungen zu treffen, um die Baustelle vom Patientenbereich wirksam abzugrenzen und den Krankenhausbereich vor dem Eintrag und dem gesundheitlichen Risiko durch Staub und Schmutz zu schützen (Bartley 2000). Tipp Bei größeren Umbauarbeiten in aller Regel fest installierte und dichte Staubschutzwände aufstellen. Fugen und Ritzen müssen mit Dichtungsschaum abgedichtet oder zumindest abgegeklebt werden. Bei kleineren und weniger staublastigen Maßnahmen sollten zumindest Schutzplanen verwendet werden, um die angrenzenden Bereiche und Stationen vor Schmutz und Staub zu schützen (nur für kleinere, kurzdauernde Arbeiten geeignet).

Die Baustelle sollte eine separate, nach Möglichkeit von außen erschlossene Zugangsmöglichkeit und getrennte Wegführungen (Zu- und Abgänge, Treppen, Aufzüge) aufweisen, damit die Wege der Arbeiter nicht durch das Krankenhaus führen. Die Staubschutzwände sollten nach Möglichkeit ohne Türen ausgestaltet sein (Schwachstelle). Es ist streng darauf zu achten, dass starke Staub- und Schmutzaufkommen soweit wie möglich vermieden werden, z. B. sind bei Stemm- und Abbrucharbeiten nasse Arbeitsweisen zu wählen. Die angrenzenden Klinikabschnitte müssen trotz Staubschutzwänden häufiger feucht gereinigt werden. Staubsauger müssen mit Schwebstofffiltern ausgestattet sein. Falls erforderlich, sind geschlossene Staubrutschen und Schuttcontainer zu verwenden. Fenster von Patientenbereichen vor oder in der Nähe dieser Baustellen sollten abgedichtet werden. Nach Bartley (2004) sollten die Bereiche, in denen beim Bau ein hohes Staubaufkommen zu erwarten ist, mit Unterdruck im Vergleich zu dem sie umgebenden Bereich belüftet werden. Die abgesaugte Luft muss dann über Partikelfilter geführt werden. Falls betroffen, sollten Stationen mit Hochrisikopatienten (stark abwehrgeschwächte Patienten, KMT-Patienten und Patienten mit Stammzelltransplantation, Neu-, vor allem aber Frühgeborenenstationen, Sterilgutlagerraum) evtl. für die Dauer der Baumaßnahmen in einen anderen geeigneten Klinikbereich ausgelagert werden (Pannuti 1993). Baumaßnahmen innerhalb einer OP-Abteilung stellen eine ganz besondere Herausforderung für die Hygiene dar. Idealerweise werden Umbauarbeiten innerhalb der OPAbteilung nicht während des laufenden OP-Betriebs, sondern vornehmlich zu Zeiten ausgeführt, wenn die OPAbteilung nicht in Betrieb ist (z. B. am Wochenende). Günstig, allerdings nicht immer möglich ist es, wenn der OP-Betrieb für diese Phase ausgelagert werden kann.

Krankenhaushygienisch sinnvolle Maßnahmen während Bau- und Umbauphasen 4 Einbindung der Krankenhaushygiene in Planung, Ausführung, Schutzmaßnahmen und Kontrolle der Bautätigkeiten 4 Information der Patienten und der Mitarbeiter über Art und Dauer der Maßnahmen 4 Effektiven Staubschutz planen, durchführen und überwachen (Staubschutzwände, Schutt- und Staubbeseitigung, feuchte Reinigung) 4 Getrennte Wegführung von Klinik und Baustelle

Während der Bautätigkeiten müssen die Schutzmaßnahmen engmaschig kontrolliert und dokumentiert werden. Vor allen Baumaßnahmen sollte eine rechtzeitige Terminabsprache mit den betroffenen und angrenzenden Stationen durchgeführt werden. Bei der Reinigung kommen feuchte Staubaufnehmer zum Einsatz (kein trockenes Fegen).

Literatur Bartley J (2004) Prevention of infections related to construction, renovation, and demolition. In: Mayhall GC (ed) Hospital epidemiology and infection control, 2nd edn. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 1499–1575 Bartley JM (2000) APIC State-of-the-art-report: the role of infection control during construction in health care facilities. Am J Infect Control 28: 156–169 Chattopadhyay B (2001) Control of infection wards – are they worthwhile? J Hosp Infect 47: 88–90 Dettenkofer M, Seegers S, Antes G, Motschall E, Schumacher M, Daschner F (2004) Does the architecture of hospital facilities influence nosocomial infection rates? A systematic review. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 21–25 Goldmann DA, Durbin WA, Freeman J (1981) Nosocomial infections in a neonatal intensive care unit. J Infect Dis 144: 449–459 Goodley JM, Clayton YM, Hay RJ (1994) Environmental sampling for aspergilli during building construction on a hospital site. J Hosp Infect 26: 27–35 Hansis M, Dorau B, Hirner A, Exner M, Krizek L, Hagen C von et al. (1997) changes in hygienic standard and infection rates in a new surgical unit. Hyg Med 22: 226–238 Hauer T et al. (2002) Sinnvolle und nicht sinnvolle Hygienemaßnahmen in der Chirurgie. Chirurg 4: 375 Kibbler CC, Quick A, O’Neill AM (1998) The effect of increased bed numbers on MRSA transmission I on acute medical wards. J Hosp Infect 39: 213–219 Leisner H (1976) Postoperative wound infection in 3200 clean operations. Acta Chir Scand 142: 83–90 Lentino JR, Rosenkranz MA, Michaels JA, Kurup VP, Rose HD, Rytel MW (1982) Nosocomial aspergillosis: a retrospective review of airborne diseases secondary to road construction and contaminated air conditioners. Am J Epidemiol 116: 430–437 Maki DG, Alvarado CJ, Hassemer CA, Zilz MA (1982) Relation of the inanimate hospital environment to endemic nosocomial infection. N Engl J Med 507: 1562–1566 McKendrick GD, Edmond RT (1976) Investigation of cross-infection in isolation ward of different design. J Hyg 76: 23–31

297 Literatur

Millar KJ (1979) The impact of a new operating theatre suite on surgical wound infections. Aust NZ J Surg 49: 437–440 Mindorff CM, Cook DJ (1999) Critical review of the hospital epidemiology and infection control literature. In: Mayhall GC (ed) Hospital epidemiology and infection control. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 1273–1281 Mullin B, Rouget C, Clement C et al. (1997) Association of a private isolation room with ventilator-associated Acinetobacter baumannii pneumonia in a surgical intensive-care unit. Infect Control Hosp Epidemiol 187: 499–503 Noskin GA, Peterson LR (2001) Engineering infection control through facility design. Emerg Infect Dis 7: 354–357 Pannuti CS (1993) Hospital environment for high-risk patients. In: Wenzel RP (ed) Prevention and control of nosocomial infections, 2nd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 65–384 Sarubbi FA Jr, Kopf HB, Wilson MB, McGinnis MR, Rutala WA (1982) Increased recovery of Aspergillus flavus from respiratory specimens during hospital construction. Am Rev Respir Dis 125: 33–38 Smith G, Smylie HG, McLauchlan J, Logie JR (1980) Ward design and wound infection due to Staphylococcus pyogenes. J R Coll Surg Edinb 25: 76–79 Streifel AJ, Lauer JL, Vesley D, Juni B, Rhame FS (1983) Aspergillus fumigatus and other thermotolerant fungi generated by hospital building demolition. Appl Environ Microbiol 46: 375–378 Streifel AJ, Stevens PP, Rhame FS (1987) In-hospital source of airborne Penicillium species spores. J Clin Microbiol 25: 1–4 Tabori E, Zinn C (2003): Bauliche Hygienemaßnahmen beim Ambulanten Operieren. ambulant operieren 4: 158–162 Van Griethusen A, Spies-van Rooijen N, Hoogenboom-Verdegaal A (1996) Surveillance of wound infections and a new theatre: unexpected lack of improvement. J Hosp Infect 34: 99–106 Vincent JL, Bihari DJ, Suter PM, Bruining HA, White J, Nicolas-Chanoin MH, Wolff M, Spencer RC, Hemmer M (1995) The prevalence of nosocomial infection in intensive care units in Europe. Results of the European Prevalence of Infection in Intensive Care (EPIC) Study. EPIC International Advisory Committee. JAMA 274: 639–644 Weems JJ Jr, Davis BJ, Tablan OC, Kaufman L, Martone WJ (1987) Construction activity: an independent risk factor for invasive aspergillosis and zygomycosis in patients with hematologic malignancy. Infect Control 8: 71–75

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23 Kosten nosokomialer Infektionen U. Frank 23.1 Allgemeines – 298 23.2 Ökonomische Bedeutung

23.6 Nosokomiale Bakteriämie/Sepsis – 301 – 299 23.7 Nosokomiale Pneumonien – 301

23.3 Kosteneffektivität von Infektionskontrollprogrammen

– 299

23.4 Nosokomiale Harnwegsinfektionen – 300

23.8 Zusammenfassung und Ausblick – 302 Literatur – 303

23.5 Postoperative Wundinfektionen – 300

Kostenschätzungen bei nosokomialen Infektionen können lediglich grob ausfallen, doch einen wichtigen Hinweis auf die finanzielle Belastung geben. Unglücklicherweise beruhen die meisten Kostenschätzungen auf nordamerikanischen Daten und lassen sich nicht ohne Weiteres auf europäische Verhältnisse übertragen. Insbesondere die unterschiedlichen Gesundheitssysteme in Europa führen zu sehr variablen Angaben. Hinzu kommt, dass die Infektionskontrollprogramme je nach europäischem Land sehr unterschiedlicher Natur sind. Es wäre wünschenswert, dass gesundheitsökonomische Studien geplant und durchgeführt werden, die zum Ziel haben, die Kosten von nosokomialen Infektionen und Infektionskontrollprogrammen in Deutschland und Europa zu bestimmen und gegeneinander abzuwägen.

23.1

Allgemeines

Grundsätzlich ist es sehr schwierig, die Kosten durch nosokomiale Infektionen (NI) abzuschätzen. Obwohl die direkten Kosten, z. B. infektionsbedingt durch zusätzliche Krankenhausverweildauer, Labor- und Röntgendiagnostik und Behandlung, von verschiedenen Arbeitsgruppen ermittelt wurden (Stone et al. 1979; Beyt et al. 1985; Wakefield et al. 1987; Götz et al. 1988; Martin et al. 1989; Haley et al. 1991; Kappstein et al. 1992), sind die Informationen bezüglich anderer Kosten, z. B. durch erhöhte Morbidität, Schmerzen,

Verlust der Arbeitskraft oder verminderte Lebensqualität, nur selten näher untersucht worden (Fabry et al. 1982; Schäfer et al. 1987). > Ein bedeutender kostentreibender Faktor bei Patienten mit nosokomialen Infektionen ist die Verlängerung der Krankenhausverweildauer. Diese variiert je nach Studie und ist abhängig vom Infektionsort und Infektionserreger. Eine Verlängerung der Krankenhausverweildauer von bis zu 30 Tagen wurde beschrieben (Haley et al. 1981; Weih et al. 1988; Martin et al. 1989).

Ungefähr 5–10% der Krankenhauspatienten erkranken an einer im Krankenhaus erworbenen (nosokomialen) Infektion, die substanzielle medizinische Kosten nach sich zieht. Die primären Kosten nosokomialer Infektionen sind maßgeblich – wie bereits angedeutet – bedingt durch die Verlängerung der Krankenhausverweildauer, aber auch durch die Blockierung von Krankenhausbetten und die zusätzlichen diagnostischen und therapeutischen Interventionen (Haley et al. 1991). Erschwerend kommt hinzu, dass Krankenhäuser heutzutage ein wichtiges Reservoir für antibiotikaresistente Mikroorganismen darstellen, die die Behandlung dieser Infektionen erheblich erschweren (Haley et al. 1980, 1985; Archibald et al. 1987; French et al. 1989; Vincent et al. 1995; Flaherty et al. 1996; CDC-Report 1997; ICARE Report 1999; Niederman 2001; Lynch 2001). Aktuellen Kostenschätzungen zufolge betragen die jährlichen Ausgaben für NI in den USA rund 6,7 Mrd. US-Dollar bzw. in Großbritannien ca. 1 Mrd. Pfund (Graves 2004).

299

23.3 · Kosteneffektivität von Infektionskontrollprogrammen

Es gibt weltweit anerkannte effektive Interventionsprogramme zur Verhütung nosokomialer Infektionen. Wie viele komplexe Kontrollsysteme erfordern sie jedoch tiefgreifende Veränderungen innerhalb der Infrastruktur eines Krankenhauses und verursachen dadurch zusätzliche Kosten. Weil in der heutigen Zeit medizinische Versorgungseinrichtungen darauf angewiesen sind, ihre finanziellen Ausgaben streng zu überwachen, ist es für derartige Infektionskontrollprogramme von großer Bedeutung, dass ihre Kosteneffektivität gegenüber den Krankenhausverwaltungen nachgewiesen wird. In der Vergangenheit wurden deshalb zwar wenige, aber umso wichtigere gesundheitsökonomische Untersuchungen durchgeführt, die die Kosten und Bedeutung von NI für das Gesundheitssystem untersucht haben. In diesen Studien wurden größtenteils die Kosten von Patienten mit NI mit den Kosten von Patienten ohne NI verglichen, wobei darauf geachtet wurde, dass die miteinander verglichenen Patientenpopulationen hinsichtlich wichtiger klinischer Parameter (Schwere der Grunderkrankung, Diagnose, Komorbiditäten) Vergleichbarkeit besaßen. Bei dieser Vorgehensweise findet ein sog. Matching von Patienten statt, wobei durch eine sorgfältige Auswahl der klinischen Parameter eine Vergleichbarkeit erreicht wird. Hierbei sind Patienten mit unbestimmbaren oder nicht übereinstimmenden Kriterien auszuschließen. Gelegentlich wurde auch versucht, anhand einer zeitgleichen Analyse die zusätzlichen Behandlungskosten von NI zu ermitteln. Dabei wurden die durch NI bedingten überschüssigen Kosten mit den hypothetischen Kosten derselben Patienten verglichen, wenn diese keine nosokomiale Infektion entwickelt hätten. Zahlreiche andere Studien befassten sich vornehmlich mit Intensivpatienten, also einer Patientengruppe, die ein oberes Extrem sowohl hinsichtlich Schwere der Erkrankung als auch Behandlungskosten darstellt. Andere Untersucher untersuchten schwerpunktmäßig Krankenhausinfektionen mit speziellen (resistenten) Infektionserregern oder Infektionsorten.

23.2

Ökonomische Bedeutung

Verschiedene Studien hatten das Ziel, die ökonomische Bedeutung von NI zu bestimmen. Die Ermittlung der Kosten, die z. B. durch spezielle Infektionskontrollprogramme (z. B. Gründung einer Taskforce, Isolierungs-, Desinfektionsmaßnahmen), behinderte Arbeitsabläufe (Schließen von Krankenstationen, Patientenwartelisten), Verunsicherung des Personals, Rechtsstreitigkeiten, Verlust an Lebensqualität sowie erhöhte Morbidität und Letalität entstehen, ist allerdings problematisch. > Es herrscht jedoch ein allgemeiner Konsens, dass der bei weitem bedeutendste Kostenfaktor die Verlängerung der Krankenhausverweildauer darstellt (Wilcox 2004).

In den USA, wo ungefähr 2 Mio. NI pro Jahr auftreten, schätzte man die Verlängerung der Krankenhausaufenthalte auf 1–4 Tage bei Harnwegsinfektionen, 7–8 Tage bei postoperativen Wundinfektionen, 7–21 Tage bei Bakteriämien/Sepsis und 7–30 Tage bei Pneumonien (Jarvis 1996). Vor mehr als 20 Jahren berichteten bereits Haley et al. (1985, 1987), dass eine nosokomiale Infektion zu einer Verlängerung der Krankenhausverweildauer von durchschnittlich 4 Tagen und einer Erhöhung der Kosten von 1833 $ führte. Ausgehend von diesen Zahlen schätzte man, dass ein amerikanisches Krankenhaus mit 250 Betten pro Jahr 2000 zusätzliche stationäre Behandlungstage für Patienten mit NI benötigte, wobei ein zusätzlicher Kostenaufwand von rund 1 Mio. US-Dollar erbracht werden musste. Man schätzte weiterhin, dass über 2,1 Mio. NI in den USA auftraten, wobei diese Infektionen ganz oder teilweise für das Auftreten von 80.000 Todesfällen verantwortlich gemacht wurden. Nosokomiale Infektionen waren damit direkt hinter Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Krebsleiden und Schlaganfällen die vierthäufigste Todesursache. In einer spanischen Studie schätzte man die Krankenhausinfektionsrate bei Intensivpatienten auf 7,4%, wobei eine Verlängerung der Krankenhausverweildauer von 4,3 Tagen und zusätzliche Kosten von rund 2000 $ pro Patient veranschlagt wurden. In einer Studie an einem Krankenhaus in Hongkong führten NI zu einer Verlängerung der Krankenhausverweildauer von durchschnittlich 23 Tagen und waren mit einer Letalität von 7,4% assoziiert. Bei Hochrechnung dieser Zahlen pro Jahr schätzte man, dass in diesem Krankenhaus jährlich 100 Todesfälle infolge nosokomialer Infektionen auftraten, zusätzlich 42.000 Behandlungstage entstanden und über 330.000 $ für Antibiotika ausgegeben werden mussten (French et al. 1991). Laut einer Studie in einem 2700-Betten-Krankenhaus in Taiwan führten NI bei Intensivpatienten zu einer Verlängerung der Krankenhausverweildauer von durchschnittlich 18,2 Tagen und waren mit einer Kostenzunahme über 3300 $ pro Patient verbunden (Chen 2005). Auch die zur Behandlung von NI eingesetzten Antibiotika stellen einen bedeutenden Kostenfaktor dar. Für die Behandlung von Krankenhausinfektionen liegen die Antibiotikatageskosten in Europa zwischen 15 und 130 € (Astagneau et al. 1999; Inan et al. 2005).

23.3

Kosteneffektivität von Infektionskontrollprogrammen

Infektionskontrollprogramme bringen keinen direkten finanziellen Gewinn, sind aber – selbst bei minimalem Einsatz – kosteneffektiv. Grundsätzlich gelten hierbei die Prinzipien der Umverteilung finanzieller Ressourcen (Scott et al. 2001). Daher ist es erforderlich, die Krankenhausverwaltungen davon zu überzeugen, dass krankenhaushygienische Aktivitäten zu erheblichen Kosteneinsparungen

23

300

II

Kapitel 23 · Kosten nosokomialer Infektionen

führen können. Leider haben nur wenige Studien bisher den Nachweis für derartige Kosteneinsparungen erbracht. Die klassische Studie, die in diesem Zusammenhang immer angeführt wird, wurde wie oben erwähnt von Haley et al. bereits Mitte der 80er Jahre durchgeführt. Die Untersucher konnten damals überzeugend darlegen, dass eine Senkung der nosokomialen Infektionsrate um lediglich 6% durch ein aktives Infektionskontrollprogramm zu einer Kosteneinsparung von rund 60.000 $ pro Jahr führen kann. Falls das Infektionskontrollprogramm zu einer Verhütung von 32–50% der NI geführt hätte, wären Kosteneinsparungen von rund 260.000–440.000 $ möglich gewesen. Entsprechende Kosteneinsparungen ließen sich auch ermitteln, wenn eine Berechnung der stationären Kosten über sog. »Fallpauschalen« erfolgte. Für jede auftretende nosokomiale Infektion würde ein amerikanisches Krankenhaus demnach rund 1779 $ verlieren; der finanzielle Verlust reichte von ungefähr 600 $ bei nosokomialer Harnwegsinfektion bis zu 4900 $ bei nosokomialer Pneumonie (Haley et al. 1985, 1987).

23.4

Nosokomiale Harnwegsinfektionen

Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass die Anlage eines Harnblasenkatheters der Hauptrisikofaktor für die Entstehung einer nosokomialen Harnwegsinfektion darstellt. Bei Patienten, die einen Harnblasenkatheter für die Dauer von 2–10 Tagen tragen, kommt es in bis zu 26% der Fälle zum Auftreten einer Bakteriurie. Jede vierte dieser Bakteriurien (24%) geht mit Symptomen einher, und bei 3,6% ist mit dem Auftreten einer Urosepsis zu rechnen (Saint 2000). Die Rate nosokomialer Harnwegsinfektionen liegt zwischen 3,1 und 18,5 pro 1000 Kathetertage bei Intensivpatienten (7 Kap. 4; Jarvis et al. 1991). Nur wenige Studien haben die ökonomische Bedeutung von nosokomialen Harnwegsinfektionen analysiert. Während man davon ausgehen darf, dass eine asymptomatische Bakteriurie nicht mit einem Kostenzuwachs assoziiert ist, entstehen zusätzliche Kosten, wenn eine symptomatische Harnwegsinfektion eine therapeutische Intervention erfordert. Legt man eine Verlängerung der Krankenhausverweildauer um 1–2 Tage zugrunde, sind die entstehenden Kosten bereits substanziell. Die Kostenzunahme variiert allerdings je nach Krankenhaus, durchgeführter Diagnostik

und Behandlungsschema. In einer Berechnung, in der die Daten einer amerikanischen Universitätsklinik (Ann Arbor, Michigan) zugrunde gelegt wurden, betrugen die zusätzlichen Kosten durch eine symptomatische katheterassoziierte Harnwegsinfektion 676 $ bzw. durch eine Urosepsis mindestens 2836 $ (Saint 2000). Vergleichbare Ergebnisse fand man zuvor in der erwähnten retrospektiven Studie von Haley et al., an der randomisiert über 6000 verschiedene amerikanische Kliniken teilnahmen: Hier wurde ermittelt, dass rund 900.000 nosokomiale Harnwegsinfektionen jährlich in den USA auftreten; die Infektionsrate lag dementsprechend bei 2,4 pro 100 stationäre Aufnahmen. Nosokomiale Harnwegsinfektionen führten zu einer Verlängerung der Krankenhausverweildauer von einem Tag mit dadurch entstehenden Kosten von knapp 600 $ (Haley et al. 1985; 1987). Weitere Studien zur Verlängerung der Krankenhausverweildauer und Kosten infolge nosokomialer Harnwegsinfektionen finden sich in . Tab. 23.1. So wurde z. B. die ökonomische Bedeutung nosokomialer Harnwegsinfektionen bei chirurgischen Patienten untersucht, die sich einer koronaren Bypassoperation, Darmresektion, Sectio Caesarea oder Hüftkopfresektion unterzogen. Die nosokomialen Harnwegsinfektionen führten bei diesen Patienten zu einer Verlängerung der Krankenhausverweildauer um durchschnittlich 2,4 Tage; die dadurch entstehenden Kosten beliefen sich auf 585 $ (Givens et al. 1980). In einer britischen Studie betrugen die ermittelten Kosten für nosokomiale Harnwegsinfektionen £ 467 (ca. 700 $; Coello et al. 1993), in einer weiteren amerikanischen Studie 589 $ (Tambyah et al. 2002).

23.5

Postoperative Wundinfektionen

Obwohl postoperative Wundinfektionen eine der wichtigsten Kategorien nosokomialer Infektionen darstellen, gibt es nur wenige Studien zu deren Bedeutung bezüglich Morbidität und Letalität (. Tab. 23.2). Nach »klassischen« Schätzungen von Haley et al. (1985) traten Mitte der 80er Jahre über 500.000 postoperative Wundinfektionen jährlich in den USA auf; dies entsprach einer Wundinfektionsrate von 2,8 pro 100 Operationen. In der amerikanischen Studie schätzte man die Verlängerung der Krankenhausverweildauer auf 7 Tage und die dadurch entstehenden Kosten auf 2734 $ pro Patient.

. Tab. 23.1. Geschätzte Verlängerung der Krankenhausverweildauer und durchschnittliche Kosten infolge nosokomialer Harnwegsinfektionen (HI) Autoren Givens et al. 1980 (chirurgische Patienten) Haley et al. 1985, 1987 (verschiedene Patienten) Coello et al. 1993 (verschiedene Patienten) Tambyah et al. 2002 (verschiedene Patienten)

Patienten mit HI 32 3825 36 235

Verlängerung (Tage)

Kosten

2,4

558 $

1 (bis 28)

593 $ (Max. 8280 $)

3,6

700 $ (476 £)

–

589 $

301

23.7 · Nosokomiale Pneumonien

. Tab. 23.2. Geschätzte Verlängerung der Krankenhausverweildauer und durchschnittliche Kosten infolge postoperativer Wundinfektion Autoren

Inf.-Patienten

Haley et al. 1985 (verschiedene Patienten)

233

Coello et al. 1993 (verschiedene Patienten

12

McGarry et al. 2004 (ältere Patienten (≥70 Jahre) mit S.-aureus-Infektion McGarry et al. 2004 (jüngere Patienten (18‒60 Jahre) mit S.-aureus-Infektion

Andere Untersucher haben aber gezeigt, dass das Risiko für postoperative Wundinfektionen je nach chirurgischem Eingriff und patientenbezogenen Risikofaktoren schwankt (Culver et al. 1991). In einer britischen Studie führten postoperative Wundinfektionen zu einer Verlängerung der Krankenhausverweildauer um 8,2 Tage und verursachten Kosten von mehr als 1000 £ pro Patient (Coello et al. 1993). Insbesondere bei älteren Patienten (≥70 Jahre) mit postoperativen Wundinfektionen durch Staphylococcus aureus fand man ein erhöhtes Letalitätsrisiko, verlängerte postoperative Krankenhausaufenthalte und angestiegene Krankenhauskosten (McGarry et al. 2004). Im Vergleich zu jüngeren Patienten mit postoperativen Staphylokokkeninfektionen war die Letalität dreifach erhöht und die Krankenhausverweildauer mit 9 vs. 13 Tagen signifikant verlängert. Die durchschnittlichen Krankenhausbehandlungskosten betrugen 85.648 $ gegenüber 45.767 $ (McGarry et al. 2004).

23.6

Nosokomiale Bakteriämie/Sepsis

Die nosokomiale Bakteriämie/Sepsis ist eine häufige Komplikation bei stationären Patienten, bei denen die Anlage eines Gefäßkatheters, insbesondere eines zentralen Venenkatheters, erforderlich ist (7 Kap. 7). Die höchsten nosokomialen Bakteriämie-/Sepsisraten fand man bei Intensivpatienten mit Infektionsraten von 2,4–30 pro 1000 Kathetertage (Jarvis et al. 1991). Haley et al. (1985, 1987) fanden heraus, dass in amerikanischen Krankenhäusern mit mehr als 100.000 Bakteriämien/Sepsisfällen jährlich gerechnet

Verlängerung (Tage)

Kosten

7,0 (Max. 68)

2.734 $ (Max. 26.019 $)

8,2

1041 £

96

13

85.648 $

131

9

45.767 $

werden musste; dies entsprach einer Infektionsrate von 0,27 pro 100 stationäre Aufnahmen, einer Verlängerung der Krankenhausverweildauer um 7 Tage und einem zusätzlichen Kostenaufwand von über 3000 $ pro Fall (. Tab. 23.3). Weitere Studien bei erwachsenen Intensivpatienten schätzten eine durch Bakteriämien/Sepsen verursachte Verlängerung der Krankenhausverweildauer auf bis zu 24 Tage, eine attributive Letalität von 16,3–35% und Kosten von über 40.000 $ pro überlebenden Patienten (Pittet et al. 1994; Fagon et al. 1994; Fagon et al. 1996). In einer Studie von Townsend und Wenzel (1981) wurde auf einer Neugeborenenintensivstation eine Sepsisgesamtletalität von 27% und eine Verlängerung der Krankenhausverweildauer auf 20 Tage ermittelt. Vergleichbare Zahlen wurden in einer Studie von Slonim et al. (2001) gefunden, wobei die attributiven operationalen Kosten mit über 46.133 $ beziffert wurden (. Tab. 23.3). In einer neueren belgischen Studie betrug die Inzidenz nosokomialer Bakteriämien 6,6 pro 10.000 Patientenbehandlungstage. Patienten mit nosokomialer Bakteriämie beanspruchten verlängerte Krankenhausaufenthalte (34,6 vs. 13,5 Tage), besaßen eine signifikant erhöhte Letalitätsrate (36% vs. 6%), und verursachten stark erhöhte Krankenhauskosten (18.288 vs. 5440 €).

23.7

Nosokomiale Pneumonien

Die Pneumonie ist die häufigste nosokomiale Infektion bei Intensivpatienten. Die meisten nosokomialen Pneumonien bei diesen Patienten sind assoziiert mit Intubation und mechanischer Beatmung. Bei diesen Patienten findet man

. Tab. 23.3. Geschätzte Verlängerung der Krankenhausverweildauer, durchschnittliche Kosten und Letalität infolge nosokomialer Bakteriämien Autoren

Inf. Patienten

Inf.-Raten [%]

Ges.-Letalität [%]

Attributive Letalität [%]

Verlängerung (Tage)

Haley et al. 1985 (verschiedene Patienten

167

0,27

–

–

Pittet et al. 1994 (chirurgisch-intensiv)

86

2,7

50,0

37,0

24

40.000 $ pro Überlebender

Slonim et al. 2001 (Pädiatrie)

38

2,2

23,7

13,1

21

46.133 $

Pirson et al. 2005 (verschiedene Patienten)

46

0,56

36,0

–

21

18.288 €

7 (Max. 17)

Kosten 3061 $ (Max. 9027 $)

23

302

II

Kapitel 23 · Kosten nosokomialer Infektionen

z. B. in Deutschland mittlere Pneumonieraten von 8,4 pro 1000 Beatmungstage bei medizinischen Patienten bis zu 12,7 Pneumonien bei neurochirurgischen Intensivpatienten (7 Kap. 5). Die meisten Untersuchungen, mit deren Hilfe versucht wurde, die finanzielle Tragweite der nosokomialen Pneumonie zu erfassen, beziehen sich folglich auf beatmete Patienten. In diesen Studien lag die Gesamtletalität zwischen 20 und 71%, je nach Patientenklientel (Townsend et al. 1981; Craig et al. 1984; Craven et al. 1988; Leu et al. 1989; Torres et al. 1989; Kollef et al. 1993; Bueno-Cavanillas et al. 1994; Fagon et al. 1994, 1996). In denjenigen Studien, in denen auch die attributive Letalität bei Intensivpatienten mit beatmungsassoziierter Pneumonie berechnet wurde, fanden sich Raten von 6,8–30%. Die Verlängerung des stationären Aufenthalts im Krankenhaus bzw. auf der Intensivstation ist ein entscheidender Kostenfaktor. Bei beatmeten Intensivpatienten mit nosokomialer Pneumonie wurde je nach Studie eine Verlängerung der Krankenhausverweildauer von 9,2 bis zu 20 Tagen ermittelt (Townsend et al. 1981; Craig et al. 1984; Leu et al. 1989; Torres et al. 1989; Fagon et al.1993). Anhand einer ersten nordamerikanischen Studie an stationären Patienten schätzte man eine Inzidenz von ca. 227.000 nosokomialen Pneumonien pro Jahr mit einer Pneumonierate von 0,6 pro 100 Krankenhausaufnahmen, einer daraus resultierenden Verlängerung der Krankenhausverweildauer von durchschnittlich 6 Tagen bzw. zusätzlich verursachten Kosten von ca. 5000 $ pro Pneumonie (Haley et al.1987). Eine Freiburger Studie betrachtete lediglich die Zusatzkosten infolge des verlängerten Aufenthalts auf der anästhesiologischen Intensivstation: Die durch die beatmungsassoziierte Pneumonie entstandenen Kosten betrugen 14.253 DM (Kappstein et al. 1992). Eine vergleichbare französische Studie ermittelte zusätzliche Kosten in Höhe von 7752 $ bei medizinisch-chirurgischen Intensivpatienten (Papazian et al. 1992). In einer Krankheitskostenstudie, die am Institut für Umweltmedizin und Krankenhaushygiene in Freiburg durchgeführt wurde, wurde versucht, die Gesamtkosten der nosokomialen Pneumonie zu bestimmen, wobei akribisch

die Kosten für Diagnostik, Therapie und Krankenhausaufenthalt berücksichtigt wurden. Dabei ergaben sich Zusatzkosten bis zu 29.610 DM pro Patient mit beatmungsassoziierter Pneumonie (Dietrich et al. 2002). In einer argentinischen Studie in 3 Kliniken wurde gezeigt, dass bei Auftreten einer nosokomialen Pneumonie mit einer durchschnittlich 9-tägigen Verlängerung der Krankenhausverweildauer gerechnet werden muss (Rosenthal et al. 2005). Die durchschnittlichen Ausgaben für Antibiotika, die für die Behandlung der nosokomialen Pneumonie eingesetzt wurden, betrugen allein 996 $ pro Patient, während sich die Krankenhauskosten auf insgesamt 2225 $ pro Fall beliefen (. Tab. 23.4). Vielfach höher waren demgegenüber Krankenhausverweildauer und -kosten, die in einer texanischen Studie an Traumaintensivpatienten ermittelt wurden: Hier betrug die Verlängerung des Aufenthaltes infolge nosokomialer Pneumonie rund 15 Tage (Cocanour et al. 2005). In dieser Studie, bei der ein Matching von Intensivpatienten mit und ohne nosokomialer Pneumonie erfolgte, waren die Kostenunterschiede der Intensivbehandlung zwischen den Patientenkollektiven signifikant (82.195 vs. 25.037 $). Ein substantieller Anteil der erhöhten Kosten war dem verlängerten Aufenthalt auf der Intensivstation zuzuschreiben (1861 $/ Tag).

23.8

Zusammenfassung und Ausblick

Nosokomiale Infektionen sind häufige Komplikationen bei stationär behandelten Patienten. Sie führen zu einer signifikanten Erhöhung der Morbidität, Letalität sowie der Krankenhauskosten. Ungefähr ein Drittel dieser Infektionen sind durch ein wirksames Infektionskontrollprogramm vermeidbar. Zur Einschätzung der personellen und materiellen Erfordernisse derartiger Infektionskontrollprogramme sind weitere gesundheitsökonomische Studien mit adäquater Methodik erforderlich, in denen die Kosten von nosokomialen Infektionen und von Infektionskontrollprogrammen miteinander verglichen werden.

. Tab. 23.4. Geschätzte Verlängerung der Krankenhausverweildauer, durchschnittliche Kosten, Letalität infolge nosokomialer Pneumonie Autoren

Inf. Patienten

Inf.-Raten [%]

Ges.-Letalität [%]

Attributive Letalität [%]

Haley et al. 1985, 1987 (verschiedene Patienten)

770

–

–

–

6 (Maximum 44)

Rosenthal et al. 2005 (verschiedene Patienten)

307

63,5

30,3

9

2225 $

22,6

–

15

82.195 $

Cocanour et al. 2005 (Traumaintensivpatienten)

93

5,8 14

Verlängerung (Tage)

Kosten 4947 $ (Max. 41.628 $)

303 Literatur

Literatur Astagneau P, Fleury L, Leroy S, Lucet J-C, Golliot F, Regnier, Brücker G (1999) Cost of antimicrobial treatment for nosocomial infections based on a French prevalence survey. J Hosp Infect 42: 303–312 Beyt BE et al. (1985) Prospective payment and infection control. Infect Control 6: 161–164 Bueno-Cavanillas A et al. (1994) Influence of nosocomial infection on mortality rate in an intensive care unit. Crit Care Med 22: 55–60 Chen Y-Y (2005) Impact of nosocomial infection on cost of illness and length of stay in intensive care units. Infect Control Hosp Epidemiol 26: 281–287 Cocanour CS et al. (2005) Cost of ventilator-associated pneumonia in a shock trauma intensive care unit. Surgical Infections 6: 65–72 Coello R et al. (1993) The cost of infection in surgical patients: a casecontrol study. J Hosp Infect 25: 239–250 Cohen DR (1984) Economic issues in infection control. J Hosp Infect 5 (Suppl A): 17–25 Craig CP, Connelly S (1984) Effect of intensive care unit nosocomial pneumonia on duration auf stay and mortality. Am J Infect Control 12: 233–238 Craven DE et al. (1988) Nosocomial infection and fatality in medical and surgical intensive care unit patients. Arch Intern Med 148: 1161– 1168 Culver DH et al. (1991) Surgical wound infection rates by wound class, operative procedure, and patient risk index. National Nosocomial Infections Surveillance System. Am J Med 91 (3B): 152S–157S Diaz-Molina C et al. (1993) The estimation of the cost of nosocomial infections in an intensive care unit. Med Clin (Barc) 100: 329–332 Dietrich ES et al. (2002) Nosocomial pneumonia: A cost-of-illness analysis. Infection 30: 61–67 Digiovine B et al. (1999) The attributable mortalitiy and costs of primary nosocomial bloodstream infections in the intensive care unit. Am J Respir Crit Care Med 160: 976–981 Drummond MF, Davies LM (1991) Evaluation on the costs and benefits of reducing hospital infection. J Hosp Infect 18 (Suppl A): 85–93 Fabry J et al. (1982) Cost of nosocomial infections: analysis of 512 digestive surgery patients. World J Surg 6: 362–365 Fagon JY et al. (1989) Nosocomial pneumonia in patients receiving continuous mechanical ventilation. Prospective analysis of 52 episodes with use of a protected specimen brush and quanititve culture techniques. Am Rev Respir Dis 139: 877–884 Fagon JY et al. (1993) Nosocomial pneumonia in ventilated patients: a cohort study evaluating attributable mortality and hospital stay. Am J Med 94: 231–238 Fagon JY et al. (1994) Mortality attributable to nosocomial infections in the ICU. Infect Control Hops Epidemiol 15: 428–434 Fagon JY et al. (1996) Nosocomial pneumonia and mortality among patients in intensive care units. JAMA 275: 866–869 Fraser VJ (2002) Starting to learn about the costs of nosocomial infections in the new millennium: where do we go from here. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 174–176 French GL, Cheng AF (1991) Measurement of the costs of hospital infection by prevalence surveys. J Hosp Infect 18 (Suppl A): 65–72 Girou E et al. (1998) Risk factors and outcome of nosocomial infections: results of a matched case-control study of ICU patients. Am J Respir Crit Care Med 157: 1151–1158 Givens CD (1980) Catheter-associated urinary tract infections in surgical patients: a controlled study on the excess morbidity and costs. J Urol 124: 646–648 Goetz A et al. (1988) Surgical complications related to insertion of penile prostheses with emphasis on infection and cost. Infect Control Hosp Epidemiol 9: 250–254 Graves N (2004) Economics and preventing hospital-acquired infection. Emerg Infect Dis 10: 561–566

Haley RW (1991) Measuring the costs of nosocomial infections: methods for estimating economic burden on the hospital. Am J Med 91: 32S–38S Haley RW et al. (1980) Estimating the extra charges and prolongation of hospitalization due to nosocomial infections: a comparison of methods. J Infect Dis 141: 248–257 Haley RW et al. (1981) Extra charges and prolongation of stay attributable to nosocomial infections: a prospective interhospital comparison. Am J Med 70: 51–58 Haley RW et al. (1985) Identifiying patients at high risk of surgical wound infection. A simple multivariate index of patient susceptibility and wound contamination. Am J Epidemiol 121: 206–215 Haley RW et al. (1985) The effacy of infection surveillance and control programs in preventing nosocomial infections in US hospitals. Am J Epidemiol 121: 182–205 Haley RW et al. (1985) The nationwide nosocomial infection rate. A new need for vital statistics. Am J Epidemiol 121: 159–167 Haley RW et al. (1987) The financial incentive for hospitals to prevent nosocomial infections under the prospective payment system. An empirical determination from a nationally respresentive sample. JAMA 257: 1611–1614 Howard D et al. (2001) Measuring the economic costs of antimicrobial resistance in hospital settings; summary of the Centers for Disease Control and Prevention-Emory Workshop. Clin Infect Dis 33: 1573– 1578 ICARE (1999) Intensive Care Antimicrobial Resistance Epidemiology (ICARE) Surveillance Report, data summery from January 1996 through December 1997: A report from the National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS) System. Am J Infect Control 27: 279– 284 Inan D et al. (2005) Daily antibiotic cost of nosocomial infections in a Turkish university hospital. BMC Infect Dis 5: 5 Jarvis WR (1996) Selected aspects of the socioeconomic impact of nosocomial infections: morbidity, mortality, cost, and prevention. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 552–557 Jarvis WR et al. (1991) Nosocomial infection rates in adult and pediatric intensive care units in the United States. National Nosocomial Infections Surveillance System. Am J Med 91 (3B): 185S–191S Kappstein I et al. (1992) Prolongation of hospital stay and extra costs due to ventilator-associated pneumonia in an intensive care unit. Eur J Microbiol Infect Dis 11: 504–508 Kirkland KB et al. (1999) The impact of surgical-site infections in the 1990s: attributable mortality, excess length of hospitalization, and extra costs. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 725–730 Kollef MH (1993) Ventilator-associated pneumonia. A multivariate analysis. JAMA 270: 1965–1970 Kyne L et al. (2002) Health care costs and mortality associated with nosocomial diarrhea due to Clostridium difficile. Clin Infect Dis 34: 346–353 Leu HS et al. (1989) Hospital-acquired pneumonia. Attributable mortality and morbidity. Am J Epidemiol 129: 1258–1267 Martin MA et al. (1989) Coagulase-negative staphylococcal bacteremia. Mortality and hospital stay. Ann Intern Med 110: 9–16 McGarry SA et al. (2004) Surgical-site infection due to Staphylococcus aureus among elderly patients: Mortality, duration of hospitalization, and cost. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 461–467 Niederman MS (2001) Cost effectiveness in treating ventilator-associated pneumonia. Crit Care 5: 243–244 Papazian L et al. (1996) Effect of ventilator-associated pneumonia on mortality and morbidity. Am J Respir Crit Care Med 154: 91–97 Pena C et al. (1996) Estimation of costs attributable to nosocomial infection: prolongation of hospitalization and calculation of alternative costs. Med Clin (Barc) 106: 441–444 Pinner RW et al. (1982) High cost nosocomial infections. Infect Control 3: 143–149

23

304

II

Kapitel 23 · Kosten nosokomialer Infektionen

Pittet D et al. (1994) Nosocomial bloodstream infection in critically ill patients. Excess length of stay, extra costs, and attributable mortality. JAMA 272: 1819–1820 Plowman R et al. (2001) The rate and cost of hospital-acquired infections occurring in patients admitted to selected specialties of a district general hospital in England and the national burden imposed. J Hosp Infect 47: 198–209 Poulsen KB et al. (1994) Estimated costs of postoperative wound infections. A case-control study of marginal hospital and social security costs. Epidemiol Infect 113: 283–295 Pirson M et al. (2004) Costs associated with hospital-acquired bacteraemia in a Belgian hospital. J Hosp Infect 59: 33–40 Rello J et al. (2000) Evaluation of outcome of intravenous catheterrelated infections in critically ill patients. Am J Respir Crit Care Med 162: 1027–1030 Roberts RR et al. (1999) Distribution of variable vs fixed costs of hospital care. JAMA 281: 644–649 Roberts RR et al. (2003) The use of economic modeling to determine the hospital costs associated with nosocomial infections. Clin Infect Dis 36: 1424–1432 Rosenthal VD et al. (2005) The attributable cost and length of hospital stay because of nosocomial pneumonia in intensive care units in 3 hospitals in Argentina: A prospective, matched analysis. Am J Infect Control 33: 157–161 Rubinstein E et al. (1982) The effects of nosocomial infections on the length and costs of hospital stay. J Antimicrob Chemother 9 (Suppl A): 93–100 Saint S (2000) Clinical and economic consequences of nosocomial catheter-related bacteriuria. Am J Infect Control 28: 68–75 Scheckler WE (1980) Hospital costs of nosocomial infections: a prospective three-month study in a community hospital. Infect Control 1: 150–152

Scott II RD et al. (2001) Applying economic principles to health care. Emerging Infect Dis 7: 282–255 Slonim AD et al. (2001) The costs associated with nosocomial bloodstream infections in the pediatric intensive care unit. Pediatr Crit Care Med 2: 170–174 Stamm WE (1975) Guidelines for prevention of catheter-associated urinary tract infections. Ann Intern Med 82: 386–390 Stone HH et al. (1979) Prophylactic and preventive antibiotic therapy: timing, duration and economics. Ann Surg 189: 691–699 Tambyah PA et al. DG (2002) The direct costs of nosocomial catheterassociated urinary tract infection in era of managed care. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 27–31 Torres A et al. (1990) Incidence, risk, and prognosis factors of nosocomial pneumonia in mechanically ventilated patients. Am Rev Respir Dis 142: 423–428 Townsend TR, Wenzel RP (1981) Nosocomial bloodstream infections in a newborn intensive care unit: a case-matched control study of morbidity, mortality, and risk. Am J Epidemiol 114: 73–80 Wakefield DS et al. (1987) Use of the appropriateness evaluation procotol for estimating the incremental costs associated with nosocomial infections. Med Care 25: 481–488 Wakefield DS et al. (1988) Cost of nosocomial infection: relative contributions of laboratory, antibiotic, and per diem costs in serious Staphylococcus aureus infections. Am J Infect Control 16: 185–192 Wenzel RP (1995) The Lowbury lecture. The economics of nosocomial infections. J Hosp Infect 31: 79–87 Wey SB et al. (1988) Hospital-acquired candidemia. The attributable mortality and excess length of stay. Arch Intern Med 148: 2643–2645 Wilcox MH (2004) Health-care-associated infection: Morbidity, mortality and costs. Hospital Med 65: 88–91 Yalcin AN (2003) Socio-economic burden of nosocomial infections. Indian J Med Sci 57: 450–456

24 24 Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken S. Wenzler-Röttele 24.1 Basishygienemaßnahmen 24.1.1 24.1.2 24.1.3 24.1.4 24.1.5 24.1.6 24.1.7 24.1.8

– 307

Händehygiene – 307 Handschuhe – 312 Schutzmasken – 313 Schutzkittel, Schutzbrillen und andere Schutzkleidung – 313 Verhalten und Umgang mit nichtmedizinischem Personal – 315 Verhalten des Reinigungspersonals – 315 Desinfektion von Gegenständen und Flächen – 315 Haut- und Schleimhautdesinfektion – 317

Hygiene ist präventive Medizin. Sie lehrt, wie durch vorbeugende Maßnahmen infektiöse Krankheiten verhindert werden können. Im Krankenhausbereich ist dabei nicht nur darauf zu achten, dass die Umgebung des Patienten bzw. Instrumente, mit denen er in Berührung kommt, keine Gefährdung für ihn darstellen, sondern auch, dass das Personal nicht als Überträger von Infektionskrankheiten fungiert. Das größte Reservoir für nosokomiale Infektionen stellt die körpereigene Flora des Patienten dar. Hier können Infektionen nur eingeschränkt durch Hygienemaßnahmen verhindert werden. Aber schon durch die konsequente Einhaltung von einigen wenigen Basishygienemaßnahmen können diejenigen Infektionen vermieden werden, die durch Erregerübertragung durch das Krankenhauspersonal verursacht werden. Im Folgenden werden deshalb die Standardhygienemaßnahmen beschrieben, die im Krankenhaus in allen Bereichen Gültigkeit haben.

24.1

Basishygienemaßnahmen

24.1.1

Händehygiene

Die Händehygiene spielt die wichtigste Rolle bei der Prävention nosokomialer Infektionen, da die Hände den Hauptübertragungsweg von Keimen vom medizinischen

24.2 Hygienestandards

– 318

24.2.1 Reinigungs- und Desinfektionsplan für Allgemeinstationen – 318 24.2.2 Hygienemerkblätter – 321

Literatur

– 322

Personal auf den Patienten ausmachen. Grundsätzlich sollten die Hände einschließlich der Fingernägel bei Arbeitsantritt sauber sein. Wunden an den Händen sollten mit einem frischen Verband versorgt sein, der bei Bedarf gewechselt werden sollte. Bei Gefahr der Erregerübertragung müssen beim Umgang mit dem Patienten Handschuhe getragen werden. Personal mit chronischen Hauterkrankungen an den Händen, z. B. mit florider Neurodermitis, darf nicht in Hochrisikobereichen, wie z. B. auf der Intensivstation oder in der Dialyse, arbeiten. Hier sollte eine Betreuung durch die Arbeitsmedizin und/oder Hautklinik erfolgen, um für den Betroffenen eine bestmögliche Händehygiene zu ermöglichen. Bei infizierten Wunden oder anderen infektiösen Krankheiten im Hand-/Unterarmbereich dürfen keine Tätigkeiten, die mit einem Infektionsrisiko verbunden sind, wie z. B. das Mitwirken bei Operationen oder das Zubereiten von Speisen, durchgeführt werden. Bei den Maßnahmen zur Händehygiene wird unterschieden zwischen dem Händewaschen mit normaler Seife, dem Händewaschen mit antiseptischer Seifenlösung und der einfachen Händedesinfektion, die auch als »hygienische Händedesinfektion« bezeichnet wird, bzw. der »chirurgischen Händedesinfektion«, die vor operativen Eingriffen durchgeführt wird.

Händewaschen Durch das Händewaschen wird eine Reinigung der Hände und durch den Abschwemmeffekt eine gewisse Reduktion

308

Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

der Keimzahl auf den Händen erreicht. Die Hände müssen prinzipiell immer dann gewaschen werden, wenn sie verschmutzt sind. Beim Händewaschen sollte darauf geachtet werden, dass es dabei nicht zum Verspritzen von Wasser kommt, da dadurch die Umgebung kontaminiert werden kann. Die angefeuchteten Hände sollten gründlich mit Flüssigseife bzw. synthetischen Detergenzien (Syndets) aus einem Wandspender eingeseift werden und unter dem Wasserhahn abgewaschen werden. Dabei sollte darauf geachtet werden, dass nicht nur Handflächen und -rücken, sondern auch Fingerzwischenräume, Fingerspitzen und Daumen mit eingeschlossen werden. Anschließend sollten die Hände mit einem Einmalhandtuch gut abgetrocknet werden. Stückseifen und auch Handtücher, die mehrmals benutzt werden, sind ideale Nährböden für Mikroorganismen, weshalb sie in medizinischen Bereichen nicht verwendet werden sollten. Um das Auftreten von Allergien beim Personal zu minimieren, ist parfüm- und farbstofffreien Waschsyndets der Vorzug zu geben. Sowohl bei Händedesinfektionsmittelspendern als auch bei Seifenspendern ist es empfehlenswert, dass sie fest montiert (in der Regel an der Wand) und mit einem Armbügel ausgestattet sind, den man mit dem Ellenbogen bedienen kann, um Kontaminationen des Spenders von außen zu vermeiden. In speziellen Hochrisikobereichen sollten die Wasserhahnarmaturen sensorgesteuert berührungslos zu bedienen sein: VBG 103 (1994), Unfallverhütungsvorschrift Gesundheitsdienst v. 01.10.1982 i.d.F.v. 01.01.1997, 1. Nachtrag (RKI 1998). Auch Seifen- oder Desinfektionsmittelspender, die sensorgesteuert bedienbar sind, sind im Handel erhältlich. Allerdings besteht auch hier bei unsachgemäßem Gebrauch (Berühren des Auslasses) das Risiko einer Kontamination.

Die Haut ist natürlicherweise mit Bakterien besiedelt. Bei medizinischem Personal wurde eine Bakterienanzahl auf der Hand zwischen 3,9×104 und 4,6×106 ermittelt (Pittet 2003). Definition Die physiologische Besiedlung der Hände wie auch der Haut am ganzen Körper wird als residente Flora (auch Standortflora) bezeichnet.

Als normale residente Flora der Hände findet man typischerweise koagulasenegative Staphylokokken wie z. B. Staphylococcus epidermidis, sowie Mikrokokken, Coryneund Propionibakterien und Sprosspilze. Auch Staphylococcus aureus oder Streptokokkenstämme können passager oder ständig zur residenten Hautflora gehören. Rund 30% der Menschen sind in der Nase mit Staphylococcus aureus besiedelt (Bischoff et al. 2004; Zanelli et al. 2002), bei medizinischem Personal ist die Trägerrate oft noch höher. Diese Besiedlung ist oft nur intermittierend, einige Menschen sind aber auch dauerhaft mit Staphylococcus aureus besiedelt. Insbesondere bei vorgeschädigter Nasenschleimhaut oder chronischen Entzündungen kann die Besiedlung

für längere Zeit bestehen bleiben. Die residente Hautflora besitzt eine wichtige Schutzfunktion, indem sie als »Schutzwall« die Ansiedlung anderer pathogener Mikroorganismen verhindert oder zumindest erschwert. Die Bakterien der residenten Flora stellen keine Infektionsgefahr dar, solange die Haut intakt ist. Bei invasiven Maßnahmen bzw. operativen Eingriffen in physiologisch sterile Körperhöhlen oder bei nicht intakter Haut können sie jedoch zu Infektionen führen. Definition Die transiente Hautflora (auch Anflugsflora genannt) besteht dagegen aus Mikroorganismen, die von extern auf die Haut gelangen, sich aber bei intakter Haut in der Regel nur vorübergehend dort befinden. Dabei kann es sich in vielen Fällen auch um pathogene Mikroorganismen handeln, die eine Infektionsgefahr darstellen.

Hygienische Händedesinfektion Die hygienische Händedesinfektion, die zum ersten Mal vom ungarischen Arzt Ignaz Philipp Semmelweis 1848 auf einer geburtshilflichen Station in einem Wiener Krankenhaus mit Erfolg eingeführt wurde, hat in erster Hinsicht das Ziel, die transiente Flora von den Händen zu entfernen. Hierdurch soll im praktischen Klinikalltag eine Reduktion der Bakterienmenge auf den Händen um rund 2–3 Logarithmusstufen erreicht werden (Pittet u. Widmer 2001). Bei der Durchführung wird reichlich Händedesinfektionsmittel (mindestens 3 ml) auf die trockene Hand gegeben (keine Verdünnung mit Wasser!). Als Faustregel gilt, dass die gesamte Hohlhand mit Desinfektionsmittel gefüllt sein sollte. Tipp Die Händedesinfektion sollte folgendermaßen durchgeführt werden (. Abb 24.1): Das Desinfektionsmittel sollte zunächst auf den Händen (Handfläche und Handrücken) verrieben werden. Die Fingerzwischenräume sollten anschließend ebenso mit eingeschlossen werden wie die Außenseiten der Finger, die Fingerkuppen und der Daumen der einreibenden Hand. Die Händedesinfektion sollte auch das Handgelenk mit einschließen. Die Dauer der Händedesinfektion sollte 30 s betragen. Während dieser Zeit sollte das Desinfektionsmittel ständig eingerieben werden (bei Bedarf erneut Händedesinfektionsmittel entnehmen), bis die Hände trocken sind. Es darf dabei kein Schmuck an der Hand und am Handgelenk wie Ringe, Armbänder oder Uhren getragen werden. Außerdem dürfen keine künstlichen Fingernägel oder Nagellack getragen werden. Um ein Gefühl dafür zu bekommen, wie lange die hygienische Händedesinfektion dauern soll, ist es hilfreich, ein paar Mal die Händedesinfektion mit der Stoppuhr durchzuführen.

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24.1 · Basishygienemaßnahmen

Bei der hygienischen Händedesinfektion das Händedesinfektionsmittel in die hohlen, trockenen Hände applizieren und über 30 Sek. nach den aufgeführten Schritten bis zu den Handgelenken kräftig einreiben. Die Bewegungen jedes Schrittes jeweils 5-mal durchführen, bevor zum nächsten Schritt gegangen wird. Um die erforderliche Einreibedauer einzuhalten, sind im Bedarfsfall nach Beendigung des 6. Schrittes einzelne Schritte zu wiederholen.

Bei der chirurgischen Händedesinfektion ist nach der Waschung mit einer milden Waschlotion und gründlichen Abtrocknung der Hände mit einem Einmalhandtuch genauso zu verfahren, wobei über einen Zeitraum von 3 Min. nach den aufgeführten Schritten das Händedesinfektionsmittel in die Hände und Unterarme einschl. der Ellenbogen und Handgelenke einzureiben ist. Die Hände müssen über die gesamte Einreibezeit feucht bleiben.

Schritt 1 Händfläche auf Handfläche

Schritt 4 Außenseite der Finger auf gegenüberfliegende Händflächen mit verschränkten Fingern

Schritt 2 Rechte Händfläche über linkem Handrücken und linke Handfläche über rechtem Handrücken

Schritt 5 Kreisendes Reiben des rechten Daumens in der geschlossenen linken Handläche und umgekehrt

Schritt 3 Händfläche auf Handfläche mit verschränkten, gespreitzten Fingern

Schritt 6 Kreisendes Reiben hin und her mit geschlossenen Fingern der rechten Hand in der linken Handläche und umgekehrt

Nach den Desinfektionsvorgängen dürfen Hände und Unterarme nicht mehr abgetrocknet werden. . Abb. 24.1. Händedesinfektions-Einreibemethoden

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Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

Händedekontamination Eine Möglichkeit, die Hände gleichzeitig zu reinigen und zu desinfizieren, bietet das Händewaschen mit einem Händedekontaminationspräparat. Dieses Präparat beinhaltet gleichzeitig reinigende und antiseptisch wirkende Substanzen. Die kommerziell erhältlichen Präparate töten Mikroorganismen nicht so effektiv ab wie reine Händedesinfektionsmittel, haben aber den Vorteil, dass sie die Haut nicht so stark strapazieren, wie das Händewaschen mit anschließender Händedesinfektion. Händedekontaminationsmittel werden im Krankenhausbereich in erster Linie in Küchen angewendet, da dort besonders häufig die Hände verschmutzt sind und sowohl eine Reinigung als auch eine Desinfektion der Hände erforderlich ist.

Chirurgische Händedesinfektion Die chirurgische Händedesinfektion soll zusätzlich eine vorübergehende Eliminierung der residenten Hautflora bewirken. Sie wird vor operativen Eingriffen durchgeführt (7 Kap. 25).

Händedesinfektionsmittel Als Antiseptikum zur Händedesinfektion werden heutzutage in allererster Linie Präparate auf Alkoholbasis verwendet. Propanol hat eine sehr gute mikrobiozide Wirksamkeit, wirkt bakterizid, fungizid, tuberkulozid und viruzid. Gegen unbehüllte Viren wie z. B. Adeno-, Poliound Noroviren besteht jedoch eine verminderte Wirksamkeit. Hier eignen sich kurzkettige Alkohole wie Äthanol in hoher Konzentration besser, außerdem muss die Einwirkzeit länger sein (Kampf et al. 2002). Alkohol wirkt nicht gegen Sporen. Auch gegen Prionen besteht keine Wirksamkeit. Desinfektionsmittel auf Alkoholbasis sind im Allgemeinen besser hautverträglich als antiseptische Waschlotionen, wie z. B. solche mit Chlorhexidinzusatz (Sauermann et al. 1995). Auch die Verwendung von nicht antiseptischer Seife schädigt die Haut stärker als alkoholische Desinfektionsmittel. Die drei am häufigsten verwendeten Alkohole sind Äthanol, 1-Propanol und 2-Propanol in Konzentrationen zwischen 60 und 95%. Händedesinfektionsmittel in Gelform, die besonders in den USA beliebt sind, enthalten niedrigere Alkoholkonzentrationen und sind deshalb signifikant schlechter wirksam (Pietsch 2001). Alkoholische Händedesinfektionsmittel enthalten darüber hinaus im Gegensatz zu Hautdesinfektionsmitteln pflegende, rückfettende Substanzen zur besseren Hautverträglichkeit. Auch bei Händedesinfektionsmitteln kann es aufgrund der enthaltenen Farb- und Parfümstoffen zu allergischen Reaktionen kommen. Hier gibt es ebenfalls farb- und parfümstofffreie Alternativen. Da Händedesinfektionsmittel trotz allem bei häufiger Anwendung eine austrocknende und damit auch schädigende Wirkung auf die Haut haben können, ist die Hautpflege von großer Bedeutung (7 unten). Bei Auftreten von Hautirritationen ist oft der Betriebsarzt

der richtige Ansprechpartner, der auch Alternativprodukte empfehlen kann. Speziell für die chirurgische Händedesinfektion werden bei Unverträglichkeit des alkoholischen Händedesinfektionsmittels antiseptische Seifenlösungen mit Polyvinylpyrrolidon-Iod (PVP-Iod) oder Chlorhexidin verwendet.

Schmuck Das Tragen von Schmuck an den Händen, insbesondere von Eheringen während der Arbeit ist ein viel diskutiertes Thema unter medizinischem Personal. Im Allgemeinen sollte Personal in Krankenhäusern keinen Schmuck an Händen und Unterarmen während der Arbeit tragen: Das Tragen von Schmuck führt nämlich dazu, dass die Hände seltener und weniger gründlich desinfiziert werden, z. B. um das Material zu schonen. Unter Ringen können sich außerdem sowohl Keimreservoire als auch Desinfektionspfützen bilden. > Die TRBA 250, die Technische Regel für Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege (BArbBl. Nr. 11/2003) löst die bisherige UVV (Unfallverhütungsverordnung) des Gesundheitsdienstes ab. Sie hat gesetzlichen Charakter und gilt u. a. für alle Arbeitsbereiche, in denen »Menschen medizinisch untersucht, behandelt oder gepflegt werden«, also in Krankenhäusern und Arztpraxen.

Die TRBA teilt die Tätigkeiten in Schutzstufen von 1 bis 4 ein, je nachdem wie hoch die Gefahr im jeweiligen Bereich ist, sich zu infizieren. In allen Arbeitsbereichen von Schutzstufe 1–4 bestehen jedoch, was die Schutzmaßnahmen betrifft, allgemeine Anforderungen. Bei Tätigkeiten, die eine hygienische Händedesinfektion erfordern, dürfen an Händen und Unterarmen keine Schmuckstücke, Uhren und Eheringe getragen werden. Derartige Gegenstände können die Wirksamkeit der Händedesinfektion vermindern.

Es gibt aber auch Bereiche im Krankenhaus, in denen das Tragen von Ringen hygienisch erlaubt ist, wie z. B. bei beruflicher Tätigkeit an der Pforte und in der Verwaltung. Insbesondere in Grenzbereichen (z. B. Stationssekretärin) sollte hinsichtlich des Tätigkeitsspektrums des Mitarbeiters festgelegt werden, ob das Tragen von Ringen oder Uhren erlaubt ist oder nicht. Sonstiger Schmuck wie Halsketten oder Ohrringe sind krankenhaushygienisch weniger relevant. Im Operationssaal darf jedoch überhaupt kein (sichtbarer) Schmuck getragen werden. Generell sollten im Krankenhausbereich keine langen Ketten oder Ohrringe getragen werden, die eine Verletzungsgefahr darstellen können oder z. B. beim Verbandswechsel durch direkten Kontakt mit der Wunde diese kontaminieren können.

24.1 · Basishygienemaßnahmen

Indikationen zum Händewaschen und zur Händedesinfektion Sowohl von den CDC als auch vom RKI sind evidenzbasierte Empfehlungen zur Händehygiene herausgegeben worden (evidenzbasierte Kategorieeinteilung der Empfehlungen des RKI 7 Textkasten).

Kategorien in der Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention Kategorie IA: Nachdrückliche Empfehlung für alle Krankenhäuser: Die Empfehlungen basieren auf gut konzipierten experimentellen oder epidemiologischen Studien. Kategorie IB: Nachdrückliche Empfehlung für alle Krankenhäuser. Die Empfehlungen werden von Experten und aufgrund eines Konsensbeschlusses der RKIKommission als effektiv angesehen und basieren auf gut begründeten Hinweisen für deren Wirksamkeit. Eine Einteilung kann auch erfolgen, wenn wissenschaftliche Studien möglicherweise hierzu nicht durchgeführt wurden. Kategorie II: Empfehlungen zur Einführung/Umsetzung in vielen Kliniken. Die Empfehlungen basieren teils auf hinweisenden klinischen oder epidemiologischen Studien, teils auf nachvollziehbaren theoretischen Begründungen oder Studien, die in einigen, aber nicht allen Kliniken anzuwenden sind. Kategorie III: Keine Empfehlung oder ungelöste Frage: Maßnahmen, über deren Wirksamkeit nur unzureichende Hinweise vorliegen oder bislang kein Konsens besteht.

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4 vor Tätigkeiten mit Kontaminationsgefahr (z. B. Richten von Infusionen, Aufziehen von Medikamenten) (IB); 4 bei stattgefundener oder möglicher mikrobieller Kontamination der Hände (IA); z. B. Umgang mit Untersuchungsmaterial (Blut, Urin, Trachealsekret usw.), kontaminierten Gegenständen (z. B. Urinkatheterbeutel, Absauggeräte), Schmutzwäsche und Abfällen; 4 auch nach dem Ausziehen der Handschuhe müssen grundsätzlich die Hände desinfiziert werden, wenn Kontakt mit (potenziell) infektiösem Material bestand; 4 vor Kontakt mit Patienten, die im besonderen Maße infektionsgefährdet sind (z. B. hämatologisch-onkologische Patienten, Verbrennungspatienten) (IB); 4 vor dem Betreten der reinen Seite der Personalschleuse von Operationsabteilungen, Sterilisationsabteilungen und anderen Reinraumbereichen (IB); 4 vor und nach jeglichem Kontakt mit Wunden (IB); 4 nach Kontakt mit infektiösen Patienten oder Patienten mit Besiedlung mit krankenhaushygienisch relevanten multiresistenten Erreger; 4 vor und nach Kontakt mit dem Bereich der Einstichstellen von Kathetern, Drainagen u. Ä. (IB). In folgenden Situationen ist in der Regel auch das alleinige Händewaschen ausreichend, wenn nicht eine der oben genannten Indikationen für eine Händedesinfektion vorliegen: 4 vor der Essenszubereitung und der Essensverteilung (IB); 4 vor und nach der Pflege von Patienten (IB); 4 nach Toilettenbenutzung (cave: bei Durchfallerkrankungen oder Ausscheiderstatus ist eine anschließende Händedesinfektion erforderlich); 4 nach dem Naseputzen.

Organisatorische Voraussetzungen Kategorie IV: Anforderungen, Maßnahmen und Verfahrensweisen in Krankenhäusern, die aufgrund gesetzlicher Bestimmungen, durch autonomes Recht oder Verwaltungsvorschriften vorgeschrieben sind.

In manchen Situationen sind entweder die Händedesinfektion oder alternativ das Händewaschen aus hygienischer Sicht möglich; bei einigen Tätigkeiten muss dagegen eine Händedesinfektion durchgeführt werden; bei sichtbarer Verschmutzung der Hände ist immer das Händewaschen mit nachfolgender Händedesinfektion erforderlich. In unklaren Fällen ist die Händedesinfektion dem Händewaschen vorzuziehen. In folgenden Situationen müssen die Hände desinfiziert werden: 4 vor invasiven Maßnahmen, auch wenn dabei Handschuhe getragen werden (z. B. Legen eines Venenkatheters, Injektionen, Punktionen, Intubation) (Kategorie IB);

Eine notwendige Voraussetzung dafür, dass das medizinische Personal die Händehygiene auch dort, wo es notwendig ist, durchführen kann, ist die Verfügbarkeit von Waschbecken und Händedesinfektionsmittelspendern in den Patientenzimmern und in allen Räumen, in denen diagnostische oder therapeutische Maßnahmen durchgeführt werden. Um die Gefahr des Ausrutschens auf Desinfektionsmittel, das auf den Boden tropft, zu vermeiden, können unter den Spendern Auffangschalen angebracht werden. In speziellen medizinischen Fachabteilungen, wie z. B. in der Pädiatrie oder der Psychiatrie, in denen aufgrund einer möglichen Patientengefährdung durch Missbrauch der alkoholischen Händedesinfektionsmittel (orale Aufnahme) keine Desinfektionsmittelspender in den Patientenzimmern angebracht werden können, können alternativ »Kitteltaschen-Flaschen« eingeführt werden. Wegen der häufigen Kontamination der Kittelflaschen von außen mit den Händen müssen die Kittelflaschen jedoch regelmäßig von außen mit Desinfektionsmittel abgewischt werden, wobei

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Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

darauf zu achten ist, dass keine anderen Gegenstände in der Tasche mit dem Desinfektionsmittel zusammen gelagert werden. Leider wird die Händehygiene als die wichtigste und am häufigsten erforderliche Hygienemaßnahme oft vernachlässigt. Es gibt verschiedene Studien, die die Compliance zur Händehygiene beim medizinischen Personal untersucht haben. Die Ergebnisse waren oftmals enttäuschend: Bei einer schweizerischen Studie aus Genf (Pittet et al. 1999) betrug die Compliance des Krankenhauspersonals im Durchschnitt lediglich 48%. Dabei desinfizierten sich die Ärzte und Schwesternpflegehelferinnen seltener die Hände als das examinierte Pflegepersonal. Männliches Geschlecht war ein weiterer Risikofaktor für eine mangelnde Händehygiene. Gründe dafür sind zum einen, dass die Bedeutung der Händehygiene für die Prävention von Infektionen nicht ausreichend erkannt wird, zum anderen aber auch Unwissenheit oder Zeitmangel beim Personal. Um die Compliance der Händehygiene zu erhöhen, sollten Händedesinfektionsmittelspender bzw. Handwaschbecken überall gut erreichbar sein. Weitere Maßnahmen, die Bereitschaft und vor allem auch das Wissen über die Indikationen zur Händedesinfektion zu erhöhen, sind Schulungen zur Händehygiene, ggf. auch mit praktischen Übungen, bei denen z. B. mit Fluoreszenzfarbstoff und UV-Licht die ungenügend desinfizierten Regionen der Hände sichtbar werden, oder mit Handabklatschen beim Personal, um die Reduktion der Bakterien nach der Händehygiene im Vergleich zur nicht desinfizierten Hand sichtbar zu machen. Mit mehr Aufwand verbunden, aber sehr effektiv ist der Einsatz von »stillen Beobachtern«, die über einen gewissen Zeitraum hinweg für mehrere Stunden auf den Krankenstationen die Händehygiene des Personals beobachten und dokumentieren. Weitere mögliche Maßnahmen zur Verbesserung der Händehygiene in einer medizinischen Einrichtung sind Aktionstage, die mit Ausstellungen, Postern, Vorträgen und anderem Material für die Händehygiene werben. Waschlotionen bieten einen guten Nährboden für Bakterienwachstum, deshalb sollte die Wiederaufbereitung und das Nachfüllen der Flaschen nur von darin eingewiesenem Personal durchgeführt werden. Nur so lassen sich Kontaminationen der Lotionen vermeiden. Eine Alternative ist die Verwendung von Einmalflaschen. Bei wiederverwendbaren Händedesinfektionsflaschen dürfen entleerte Flaschen von Händedesinfektionsmitteln aufgrund des Arzneimittelgesetzes nur unter aseptischen Bedingungen in einer Krankenhausapotheke nachgefüllt werden(Arzneimittelgesetz§ 2 Abs. 1und§ 4 Abs. 14 (1994). Wichtig ist nach der Wiederbefüllung auch die Bezeichnung des Inhalts und die Angabe des Verfallsdatums.

Hautpflege Wichtig für medizinisches Personal ist auch die Pflege der Hände. Denn schon kleinste Verletzungen der Haut können

Erregerreservoire bilden und eine Eintrittspforte für pathogene Keime sein. Hautpflegecremes sollten ebenfalls aus Spendern oder auch aus personenbezogenen Tuben entnommen werden, um Kontaminationen zu vermeiden. Grundsätzlich ist farb- und parfümstofffreien Produkten der Vorzug zu geben, um das Risiko von Allergien zu minimieren. Da Hautpflegemittel die Wirksamkeit von Desinfektionsmittel beeinträchtigen können, sollte die Hautpflege in erster Linie in Arbeitspausen bzw. außerhalb der Arbeit durchgeführt werden. Bei Anzeichen für eine Hautschädigung oder allergischen Erscheinungen an Händen oder Unterarmen, sollte der Betriebsarzt hinzugezogen werden.

24.1.2

Handschuhe

Handschuhe sollten immer bei erhöhtem Kontaminationsrisiko mit erregerhaltigem Material getragen werden. Dies gilt z. B. beim endotrachealen Absaugen, bei der Entsorgung von Sekreten, Exkreten und Erbrochenem, bei der Blutentnahme, oder bei der Versorgung infektiöser Patienten. Handschuhe dienen hauptsächlich dem Selbstschutz, bei sachgerechtem Gebrauch aber auch dem Schutz vor Übertragung. Sterile Handschuhe dienen dem Schutz des Patienten vor Infektionen bei invasiven Eingriffen. > Handschuhe ersetzen nicht die Händedesinfektion.

Nach Beendigung einer Tätigkeit müssen die Handschuhe umgehend ausgezogen und eine hygienische Händedesinfektion durchgeführt werden. Dies kann auch der Fall sein, wenn man von einer Tätigkeit zu einer anderen Tätigkeit am gleichen Patienten wechselt, z. B. vom Entleeren des Urinbeutels zum Verbandswechsel des zentralen Venenkatheters. Nach dem Ausziehen der Handschuhe ist stets eine hygienische Händedesinfektion erforderlich, da es beim Abstreifen der Handschuhe zu einer Kontamination der Hände kommen kann. Außerdem weist ein nicht unerheblicher Teil der Handschuhe Perforationen auf. In einer klinischen Untersuchung lag der Anteil unbenutzter perforierter Latexhandschuhe bei 1%, bei den benutzten Handschuhen waren 8% perforiert (oft Mikroläsionen). Generell steigt die Zahl an (Mikro-)Perforationen mit der Tragedauer, der Anzahl ausgeübter Tätigkeiten und vor allem mit der Anzahl an notfallmedizinschen Tätigkeiten an (Hansen et al. 1998). Besonders bei operativen Eingriffen ist die Gefahr von Perforationen der Handschuhe groß. Deshalb wird dort auch, insbesondere bei Eingriffen mit hohem Verletzungsrisiko, als Arbeitsschutzmaßnahme das »double gloving« empfohlen, das Tragen von 2 Paar Handschuhen übereinander. Bei den Handschuhen im medizinischen Bereich wird unterschieden zwischen keimarmen und sterilen Handschuhen. Keimarme Handschuhe werden bei Pflegetätigkeiten bzw. Untersuchungen am Patienten, die nicht unter

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24.1 · Basishygienemaßnahmen

sterilen Bedingungen durchgeführt werden müssen (z. B. Blutentnahmen), oder beim Umgang mit (potenziell) erregerhaltigem Material (z. B. der Entsorgung von Bettpfannen, Abnahme von Trachealsekret, usw.) verwendet. Sterile Handschuhe, die paarweise steril verpackt sind, werden demgegenüber für invasive diagnostische (z. B. ZVKAnlage, Lumbal- oder Knochenmarkpunktion) und operative Eingriffe eingesetzt. Medizinische Schutzhandschuhe werden in verschiedenen Materialien angeboten. Latexhandschuhe sind aufgrund des hohen Tragekomforts und der Reißfestigkeit trotz der Allergiegefahr immer noch sehr weit verbreitet. Durch die Verwendung ungepuderter Handschuhe kann das Risiko einer Latexallergie deutlich vermindert werden. Die TRGS (Technische Regel für Gefahrstoffe) 540 fordert, dass gepuderte Latexhandschuhe durch puderfreie, allergenarme Latexhandschuhe oder andere Handschuhe ersetzt werden. Auf der Grundlage der Gefahrstoffverordnung ist die TRGS rechtsverbindlich. Als Alternative gibt es Handschuhe aus Polyvinylchlorid (PVC), Nitril und Polyethylen (PE). PVC-Handschuhe können aufgrund ihrer geringen Reißfestigkeit und aus ökologischen Gründen nur bedingt empfohlen werden. Nitrilhandschuhe stellen insbesondere für Latexallergiker eine hochwertige Alternative dar. PE-Handschuhe sind recht preisgünstig und umweltverträglich. Da sie häufig undicht und nicht sehr reißfest sind (PE-Handschuhe werden durch Verschweißen zweier PE-Folien hergestellt), sind sie nicht für Tätigkeiten mit hoher mechanischer Belastung oder für Risikobereiche geeignet. Eine Desinfektion der Handschuhe, um sich den Handschuhwechsel zu ersparen, kann nicht empfohlen werden, da das Desinfektionsmittel das Handschuhmaterial stark angreift, wodurch es gehäuft zu Mikroperforationen kommt. Deshalb darf eine Desinfektion der Handschuhe nur in Ausnahmefällen erfolgen, wobei darauf zu achten ist, dass der Handschuh vom Hersteller als desinfizierbar ausgewiesen ist.

24.1.3

Schutzmasken

Zu den Masken, die in der Medizin benutzt werden, zählt der chirurgische Mund-Nasen-Schutz, der keine echte Atemschutzmaske ist, aber die Abgabe von infektiösen Tröpfchen in die Umgebung verhindert. Er wird in der Regel bei operativen Eingriffen und einigen anderen Maßnahmen am Patienten (z. B. ZVK-Anlage) getragen, außerdem bei der Pflege von knochenmarktransplantierten Patienten in der Neutropenie (7 Kap. 13). Außerdem bietet die chirurgische Maske Schutz bei infektiösen Erkrankungen des Patienten, die über respiratorische Tröpfchen übertragen werden, wie beispielsweise den klassischen Kinderkankheiten (Masern, Mumps, Röteln, Keuchhusten, Windpocken), bei Diphtherie u. Meningokokkeninfektion. Hier ist die

Maske aber nur bei engem Kontakt erforderlich (Abstand <2 m). Prinzipiell dienen vom Personal getragene Masken auch dem Schutz des Patienten vor der Übertragung von Erkältungskrankheiten durch erkranktes Personal. Krankenhauspersonal mit respiratorischen Erkrankungen sollte in der Regel nicht arbeiten oder für die Zeit der Erkrankung in Bereichen ohne Patientenkontakt eingesetzt werden. Dies gilt insbesondere für Hochrisikobereiche, wie z. B. KMT-Stationen. Atemschutzmasken werden in die 3 Klassen FFP 1, 2 und 3 eingeteilt (FFP: Filtering Facepiece Particle; DINEN 149). Sie unterscheiden sich in ihrer Schutzwirkung: FFP-1-Masken entsprechen hinsichtlich ihrer Schutzfunktion ungefähr dem chirurgischen Mund-Nasen-Schutz; sie verhindern die Durchgängigkeit von größeren Tröpfchen, Spucke und Hustensekreten. FFP-2-Masken können zum Schutz gegen eine Reihe von Erregern verwendet werden, die an größere Aerosole gebunden sind; sie werden z. B. als Schutz bei Kontakt mit Patienten mit offener Lungentuberkulose empfohlen. FFP-3-Masken haben die größte Schutzwirkung und schützen besonders auch vor Viren. Wesentlich für die Schutzwirkung von Masken ist die richtige Anpassung an die Gesichtsform: Die Maske muss gut auf der Haut anliegen, um eine Undichtigkeit an den Rändern zu vermeiden. Eine Durchfeuchtung der Maske kann die Filterwirkung erheblich beeinträchtigen. Eine Einweisung des Personals in die Handhabung dieser Masken ist unabdinglich. Grundsätzlich gilt, dass der Atemwiderstand durch die Maske umso höher ist, je größer die Filterleistung ist. Hierdurch wird der Tragekomfort entscheidend beeinträchtigt. Wenn möglich, sollte deshalb vermieden werden, Patienten mit respiratorischen Problemen mit einer FFP-2- oder FFP-3-Maske zu versorgen. Zur Erleichterung der Atmung werden auch Masken mit Ausatemventil angeboten. ! Cave Masken mit Ausatemventil dürfen nur zum Eigenschutz verwendet werden, nicht jedoch für einen Patienten mit einer infektiösen Atemwegsinfektion, vor der die Umgebung geschützt werden soll.

FFP-2- oder FFP-3-Masken können, solange sie unversehrt sind, personenbezogen mehrere Tage getragen werden, solange sie nicht sichtbar verschmutzt, kontaminiert oder beschädigt sind. Masken verlieren bei Durchfeuchtung ihre Filterleistung und sollten dann in jedem Fall gewechselt werden.

24.1.4

Schutzkittel, Schutzbrillen und andere Schutzkleidung

Medizinisches Personal trägt in der Regel Arbeitskleidung (Hose und Kasack oder Kittel), die dem Schutz der privaten Kleidung vor Kontamination dient, aber auch den Mitar-

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Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

beiter vom Patienten oder Besucher optisch unterscheidet. Die Arbeitskleidung muss sauber sein und muss regelmäßig und bei Bedarf (Verschmutzung) gewechselt werden. Dasselbe gilt für die Privatkleidung, die in manchen Bereichen (Pädiatrie, Psychiatrie) während der Arbeit getragen wird. Wenn Arztkittel zum Schutz der Privatkleidung getragen werden, sollten diese geschlossen getragen werden, da sie sonst keinen tatsächlichen Schutz darstellen. In bestimmten Bereichen im Krankenhaus, wie z. B. im OP oder auf Intensivstationen, wird häufig eine Bereichskleidung (Kasack und Hose) getragen, die sich farblich von der Arbeitskleidung auf peripheren Stationen unterscheidet. Dies hat aber weniger hygienische Gründe, sie dient vielmehr der Unterscheidung gegenüber anderem Personal. Außerhalb dieser Bereiche sollte diese spezielle Kleidung vor allem aus disziplinarischen Gründen nicht getragen werden. Da die Bereichskleidung hauptsächlich in Risikobereichen getragen wird, ist hier besonders auf Sauberkeit und häufigen Wechsel zu achten.

Schutzbrillen

Schutzkittel

Schutzhauben

Um eine Kontamination der Arbeitskleidung zu vermeiden, ist es in manchen Situationen sinnvoll, zusätzlich einen langärmeligen Schutzkittel, bei der Gefahr der Durchfeuchtung zusätzlich eine Schürze bzw. einen Kittel mit Nässeschutz zu tragen. Im OP-Bereich und bei einigen anderen invasiven Eingriffen, wie z. B. der ZVK-Anlage, werden sterile Schutzkittel auch zum Schutz des Patienten vor einer Erregerübertragung von der Kleidung getragen. Prinzipiell ist das Risiko der Übertragung pathogener Erreger über die Kleidung eher als gering einzustufen. Schutzkittel sind in folgenden Situationen und Bereichen sinnvoll: 4 im OP; 4 bei bestimmten invasiven Eingriffen (wie z. B. bei der ZVK-Anlage); 4 bei Pflegetätigkeiten mit engem Patientenkontakt (z. B. beim Umlagern auf der Intensivstation); 4 bei der Pflege von Patienten mit infektiösen Erkrankungen bzw. von Patienten, die mit multiresistenten Erregern besiedelt sind; 4 bei der Pflege von immunsupprimierten Patienten, insbesondere KMT/PBSZT-Patienten in der Neutropenie; 4 bei der Pflege von Säuglingen außerhalb des Inkubators; 4 bei engem Körperkontakt bei der Physiotherapie; 4 bei der Pflege von Patienten, wenn die vorhersehbare Gefahr der Kontamination der Arbeitskleidung besteht.

Schutzhauben werden eher zum Schutz des Patienten als zum Selbstschutz getragen. Bei Operationen sollen sie verhindern, dass Haare oder Hautschuppen des Operateurs das Operationsgebiet kontaminieren. Deshalb ist es auch bei Bartträgern wichtig, dass diese einen Bartschutz tragen (spezielle Schutzhauben). Wichtig für die protektive Wirkung der Schutzhauben ist, dass alle Haare darunter Platz finden (und nicht während der Operation herausfallen) und auch die Ohren bedeckt sind. Ob Schutzhauben bei anderen invasiven Eingriffen, wie z. B. der ZVK-Anlage oder bei Liquorpunktionen, getragen werden müssen, ist nicht eindeutig belegt. Die Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention des RKI spricht sich in ihren Empfehlungen zur Prävention gefäßkatheterassoziierter Infektionen (7 Kap. 7) beim Legen eines ZVK klar für das Tragen einer Haube aus. Allerdings beziehen sich diese Empfehlungen auf eine Studie, die eine signifikante Senkung der katheterassoziierten Infektionsrate bei kompletter Einkleidung der durchführenden Person (langärmeliger steriler Kittel, Mundschutz, Haube und sterile Handschuhe) und der Verwendung eines großen sterilen Abdecktuches zeigen konnte (Raad et al. 1994). Welchen Anteil einzelne Maßnahmen an der Infektionsprävention haben und ob tatsächlich alle durchgeführten Maßnahmen gleichzeitig notwendig sind, ist weiterhin unklar. Wichtig ist, dass die Haare nicht den Eingriffsbereich kontaminieren können; lange Haare sollten also in jedem Fall zusammengebunden werden.

Schutzkittel und Schürzen können beim selben Patienten auf Station mehrfach verwendet werden. Sie sollten auf Intensivstationen einmal pro Schicht und auf Pflegestationen einmal täglich und immer bei sichtbarer Kontamination gewechselt werden. Schutzkittel sollten in jedem Fall im

Schutzanzüge

Patientenzimmer verbleiben und nicht vor der Tür aufgehängt werden, um pathogene Erreger nicht nach draußen zu tragen und eine Kontamination der Kittel durch Dritte zu vermeiden. Im Mehrbettzimmer sollten die Kittel in der Nähe des Patienten aufgehängt werden, um Verwechslungen zu vermeiden. Beim Aufhängen der Kittel sollte die Außenseite gekennzeichnet sein, damit der Kittel bei der nächsten Verwendung richtig angezogen werden kann.

Schutzbrillen sollten im Bereich der Patientenversorgung immer dann getragen werden, wenn mit dem Verspritzen von potenziell infektiösem Material gerechnet werden muss. Solche Situationen sind bei speziellen Operationen häufig. Auch beim Absaugen von Sekreten kann eine Schutzbrille notwendig sein. Dabei ersetzt das Tragen einer Brille mit optischen Gläsern bei Fehlsichtigkeit nicht die Schutzbrille, die größere Gläser und auch einen seitlichen Schutz bietet.

Schutzanzüge sind nur sehr wenigen Situationen vorbehalten. Zusammen mit speziellen Respiratorhauben, in denen eine Luftfilterung stattfindet, werden sie bei allen Fällen (auch Verdachtsfällen) von viralem hämorrhagischen

315

24.1 · Basishygienemaßnahmen

Fieber (hervorgerufen durch Viren wie Ebolaviren) getragen. Die Patienten werden in der Regel in speziellen Zentren behandelt. Eine weitere Einsatzmöglichkeit für komplette Schutzanzüge besteht bei bioterroristischen Angriffen mit unbekannten Erregern (7 Kap. 46). Ähnliche Schutzanzüge werden von manchen Operateuren z. B. beim Einsetzen von Gelenkprothesen, bei denen besonders hohe Anforderungen an die Luftreinheit gestellt werden, getragen. Deren Stellenwert zur Infektionsprophylaxe ist noch unklar.

24.1.5

Verhalten und Umgang mit nichtmedizinischem Personal

Die Einhaltung von Hygienemaßnahmen im Krankenhaus obliegt nicht nur dem medizinischen Personal und den Patienten, sondern auch anderen hier tätigen Berufsgruppen, wie z. B. Psychologen, Sozialpädagogen, und Technikern, aber auch den Besuchern. Bei fehlendem direkten Kontakt zum Patienten sind zwar nur wenige Hygienemaßnahmen zu beachten, grundsätzlich aber sollte bei allen infektiösen Erkrankungen der Kontakt mit den Patienten, insbesondere mit immunsupprimierten Patienten, vermieden werden bzw. eine vorherige Rücksprache mit dem medizinischen Personal auf Station erfolgen. Bei Patienten, bei denen eine Umkehrisolierung erfolgt, muss das Personal vor Betreten des Zimmers nach vorheriger Händedesinfektion entsprechende Schutzkleidung anlegen (Mund-Nasen-Schutz, Schutzkittel). Bei infektiösen Patienten sollte ein Hinweisschild an der Zimmertür angebracht werden und das Personal auf Station den Stationsfremden über die Risiken und Schutzmaßnahmen aufklären. Bei MRSA-Patienten ist beispielsweise in der Regel eine abschließende Händedesinfektion vor Verlassen des Zimmers ausreichend, soweit kein näherer Kontakt zwischen Patient und dem nichtmedizinischen Personal besteht. Für Besucher gelten prinzipiell die gleichen Regelungen wie für nichtmedizinisches Personal. Da diese aber häufiger einen engeren Kontakt zu dem Patienten haben, gelten hier evtl. strengere Hygienemaßnahmen. Auch können auf Intensivstationen oder anderen Stationen mit schwerkranken Patienten die Anzahl der Besucher und die Besuchszeit reglementiert sein.

24.1.6

Verhalten des Reinigungspersonals

Reinigungspersonal hat meist keinen direkten Kontakt zu Patienten. Da es aber in allen Patientenzimmern täglich reinigt, kann es bei Benutzung kontaminierter Reinigungsutensilien oder falschem hygienischen Verhalten ebenfalls zur Übertragung von Krankheitserregern beitragen. Deshalb ist es wichtig, auch das Reinigungspersonal regelmäßig über Infektionsgefahren zu schulen und es bei infektiösen

oder mit multiresistenten Erregern besiedelten Patienten über die Schutzmaßnahmen aufzuklären.

24.1.7

Desinfektion von Gegenständen und Flächen

Auch über Gegenstände können pathogene Mikroorganismen übertragen werden. Deshalb müssen diese zwischen Patienten fachgerecht gereinigt bzw. aufbereitet werden. Das Infektionsrisiko hängt davon ab, ob der Gegenstand mit der intakten Haut des Patienten (Barriere gegen das Eindringen von Erregern), Schleimhaut bzw. krankhaft veränderter Haut oder dem Körperinneren in Berührung kommt. Der Umgang und die Aufbereitung von Medizinprodukten ist im Medizinproduktegesetz und in den Empfehlungen der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention des RKI in grundsätzlichen Zügen festgelegt (7 Kap. 12, 7 Kap. 34).

Risikokategorien Medizinprodukte kann man nach ihren Aufbereitungsanforderungen in verschiedene Risikokategorien einteilen. Unkritische Medizinprodukte: Bei Medizinprodukten, die mit der intakten Haut des Patienten in Berührung kommen, ist eine Reinigung meist ausreichend. Semikritische Medizinprodukte: Bei Kontakt mit nicht intakter Haut oder Schleimhaut ist eine Desinfektion erforderlich (z. B. Laryngoskop, Spekulum etc.). Kritische Medizinprodukte: Durchdringt das Medizinprodukt die Haut oder Schleimhaut und kommt dabei in Kontakt mit Blut, innerem Gewebe oder Organen, dann muss es steril sein. Das betrifft beispielsweise alle OP-Instrumente und Punktionsnadeln.

Bei (sichtbarer) Kontamination des Produktes mit potenziell pathogenen Erregern müssen auch Gegenstände, bei denen sonst eine Reinigung ausreichend ist, desinfiziert werden. Bei Patienten, die mit resistenten Erregern, wie z. B. MRSA oder VRE, besiedelt sind, erfolgt vor der Weiterbenutzung des Gegenstandes durch einen anderen Patienten grundsätzlich mindestens eine Desinfektion, da es in diesem Fall nicht nur um die Vermeidung einer Infektion, sondern auch um die Vermeidung einer Besiedlung geht. Außer Medizinprodukten befinden sich im nahen Umfeld des Patienten Mobiliar und Gegenstände des täglichen Gebrauchs. Hier findet der Kontakt – wenn überhaupt – hauptsächlich über die intakte Haut statt. (Näheres zur

24

316

Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

Flächendesinfektion 7 Kap. 19). Eine regelmäßige Reinigung ist in der Regel beispielsweise beim Fußboden, beim Bettgestell, Nachttisch usw. ausreichend. Das Infektionsrisiko durch bestimmte epidemiologisch relevante Erreger hängt davon ab, wie lange sie in der unbelebten Umgebung überleben können (. Tab. 24.1). Aber auch die Umweltbedingungen (Oberflächenmaterial und Beschaffenheit, Temperatur, relative Luftfeuchte, Sonnenlicht, Sauerstoffkonzentration, Anwesenheit von Blut und Eiweiß, chemische Einflüsse etc.) spielen eine gewisse Rolle. Darüber hinaus ist auch der Übertragungsmechanismus für die Übertragbarkeit des Erregers entscheidend. Das Risiko, sich beispielsweise mit dem HI-Virus über kontaminiertes Essbesteck anzustecken, ist sehr gering. Da man oft nicht genau weiß, mit welchen Erregern man rechnen muss, spielt das Umweltverhalten und der Übertragungsmechanismus des Erregers eine untergeordnete Rolle bei der Beurteilung des Infektionsrisikos eines Gegenstandes.

Desinfektion kontaminierter Flächen Kommt es zu einer Kontamination mit (potenziell) infektiösem Material, z. B. Blut, Sputum oder anderen Körpersekreten, ist eine sofortige gezielte Desinfektion der Fläche notwendig. Hierzu sollten auf der Station schon fertig angesetztes Flächendesinfektionsmittel und spezielle Tücher (z. B. Microfasertücher oder auch Einmalpapiertücher) zur Verfügung stehen. In geschlossenen Behältern kann das

angesetzte Desinfektionsmittel meist 14–28 Tage aufbewahrt werden (7 auch Herstellerangaben).

Bettenaufbereitung Das Bettgestell gehört zu den Gegenständen mit niedrigem Infektionsrisiko. Deshalb ist in der Regel bei der Bettenaufbereitung zwischen Patienten eine Reinigung ausreichend. Bei Kontamination mit (potenziell) infektiösem Material ist aber eine Desinfektion erforderlich. Auch ist eine Desinfektion der Bettgestelle von Patienten mit Infektionskrankheiten wie infektiösen Durchfallerkrankungen und bei Patienten mit multiresistenten Erregern wie z. B. MRSA sinnvoll. Viele Bettgestelle (z. B. bei Patienten mit Traumata, Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Diabetes etc.) werden bei diesem Vorgehen nicht desinfiziert, sodass nur etwa 10% der Bettgestelle desinfiziert werden müssen. Aus hygienischen Gründen ist eine zentrale Bettendesinfektionszentrale nicht notwendig. Durch die Aufbereitung der Betten in Stationsnähe (entweder in einem dafür vorhergesehen Raum auf der Station oder im gleichen Stockwerk, notfalls auch auf dem Flur oder im Patientenzimmer) durch einen mobilen Bettendienst können erhebliche Kosten eingespart werden. Matratzen sollten einen abwaschbaren Überzug haben, der ebenfalls regelmäßig gereinigt bzw. bei Bedarf desinfiziert werden muss. Kopfkissen und Bettdecken müssen bei mindestens 60°C waschbar sein (keine Federbetten), müssen aber nur bei sichtbarer Kontamination bzw. infektiösen

. Tab. 24.1. Maximal in Untersuchungen beobachtete Trockenresistenz ausgewählter Krankheitserreger Erreger

Überleben

Literatur

HBV

>7 Tage

Bond et al. 1981

HIV-1

>7 Tage

Barré-Sinoussi et al. 1985 Rheinbaben u. Wolff 2002 Tjotta et al. 1991

Influenzaviren

1–2 Tage

Bean et al. 1982 Brady et al. 1990

Clostridium difficile (Sporen)

5 Monate

Kim et al. 1981 Mulligan et al. 1980 McFarland u. Stamm 1986

Enterococcus spp. (einschl. VRE und VSE)

5 Tage bis 4 Monate

Bale et al. 1993 Mielke u. Hahn 2001 Noskin et al. 1995 Wendt et al. 1998 Neely 2000

Pseudomonas aeruginosa

2 Tage bis 16 Monate, auf trockenem Fußboden 5 Wochen

Gould 1963 Gundermann 1972

Staphylococcus aureus (einschl. MRSA)

Wochen bis 7 Monate

Gundermann 1972 Wagenvoort u. Penders 1997 Wagenvoort et al. 2000

C. albicans

48–120 Tage

Blaschke-Helmessen et al. 1985

Schimmelpilzsporen

Mehrere Jahre

Mücke u. Lemmen 1999

317

24.1 · Basishygienemaßnahmen

Erkrankungen des vorhergehenden Patienten (7 oben) in die Wäsche gegeben werden. Die Bettwäsche wird nach Kontamination, in routinemäßigem Wechsel und zwischen Patienten zur üblichen Wäsche gegeben, es sei denn, es handelt sich um Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen; im letzteren Fall wird die Bettwäsche,wenn sie sichtbar kontaminiert ist, als infektiöse Wäsche in speziellen Säcken entsorgt (Hygienestandard Bettenaufbereitung, s. unten bzw. 7 Kap. 41).

Badewannen, Duschen, Waschbecken, Waschschüsseln, Toiletten Bei Badewannen, Duschen, Waschbecken und Toiletten ist in der Regel eine Reinigung ausreichend. Bei Patienten mit ausgedehnten Hautinfektionen oder beispielsweise auch MRSA sollten die Dusche oder Badewanne desinfizierend gereinigt werden. Bei Patienten mit infektiösen Durchfallerkrankungen sowie bei VRE ist eine routinemäßige Desinfektion der Toilette notwendig. Waschschüsseln werden am besten in einem Reinigungs- und Desinfektionsautomaten aufbereitet. Ist dies nicht möglich, kann die Waschschüssel mit Reinigungsmittel bzw. bei Patienten mit infektiösen Erkrankungen mit Flächendesinfektionsmittel ausgewischt werden, nach dem Antrocknen gründlich mit Wasser nachgespült und mit einem frischen Tuch abgetrocknet werden.

Geschirr und Besteck Geschirr und Besteck der Patienten wird in der Regel zentral in Spülmaschinen in der Krankenhausküche aufbereitet, in denen eine thermische und teilweise zusätzlich chemische Desinfektion erfolgt. Das gilt prinzipiell ebenfalls für Geschirr und Besteck von Patienten mit infektiösen oder multiresistenten Erregern. Hier muss aber darauf geachtet werden, dass das Geschirr nach Verwendung vom Patientenzimmer direkt wieder im Essenswagen untergebracht wird, um zu vermeiden, dass andere Patienten oder Besucher damit in Kontakt kommen.

Wäsche Sämtliche Wäsche wird in der Krankenhauswäscherei oder extern desinfizierend (in der Regel thermisch und chemisch) gewaschen. Sichtbar kontaminierte Wäsche von Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen wird jedoch in speziellen Säcken (als infektiöse Wäsche) gesammelt und gesondert gewaschen. Da infektiöse Wäsche außerdem im Patientenzimmer gesammelt wird, kann so vermieden werden, dass jemand mit der Wäsche in Kontakt kommt und sich so infizieren könnte. Das Waschwasser, mit dem die infektiöse Wäsche gewaschen wird, wird außerdem desinfiziert, bevor es in die Kanalisation gelangt. Grundsätzlich wird aber die ganze Wäsche so behandelt, dass Keime zuverlässig abgetötet werden. Deshalb können hier auch Kosten eingespart werden, indem wirklich nur Wäsche als infektiöse Wäsche entsorgt wird, für die es vorgeschrieben ist (7 Kap. 41).

Steckbecken, Nachtstühle und Urinflaschen Für die Aufbereitung von Steckbecken, den Topfeinsätzen von Nachtstühlen und Urinflaschen sollte möglichst auf jeder Station ein (thermisch desinfizierender) Steckbeckenautomat (Topfspüle) vorhanden sein.

Abfallentsorgung Ausführliche Informationen zu Umweltschutz und Abfallentsorgung finden sich in 7 Kap. 20.

24.1.8

Haut- und Schleimhautdesinfektion

Vor jedem diagnostischen oder therapeutischen Eingriff, der mit einer Durchtrennung der Haut- oder Schleimhautbarriere einhergeht, erfolgt in der Regel eine lokale Desinfektion des Hautareals. Ziel ist eine möglichst weitgehende Reduktion der Keimzahl der residenten und vor allem auch der transienten Hautflora, um ein Eindringen von Erregern in das Köperinnere durch die invasive Maßnahme zu vermeiden. Zur Hautdesinfektion werden in Deutschland in der Regel alkoholische Präparate, PVP-Iod oder Kombinationen aus Alkohol und PVP-Iod oder Alkohol und Octenidin verwendet. Auch Chlorhexidin ist zur Hautdesinfektion möglich, in Deutschland jedoch nicht verfügbar (Stand: 12/2005). Zur Schleimhautdesinfektion werden aufgrund der starken Reizung keine alkoholischen Präparate verwendet, sondern meist Mittel auf PVP-Iododer Octenidinbasis. Für die fachgerechte Hautdesinfektion ist die Applikation einer ausreichenden Menge an Desinfektionsmittel und die Einwirkzeit entscheidend. Für die Länge der Einwirkzeit werden folgende Empfehlungen gegeben: 4 30 Sekunden: vor der Blutentnahme, intravenösen, intramuskulären sowie subkutanen Injektionen, Anlage peripherer Venenkatheter; 4 1 Minute: Anlage zentraler Venenkatheter, Thoraxdrainagen, perkutaner transhepatischer Drainagen, und ähnlichen Eingriffen, Lumbalpunktionen; 4 3 Minuten: Gelenkpunktionen, vor allem bei intraartikulären Injektionen, operative Eingriffe. Generell gilt, dass vor der Punktion der Haut diese sauber sein muss, evtl. muss also vor der Hautdesinfektion noch eine Reinigung stattfinden. Es wird kontrovers diskutiert, ob beispielsweise für Insulininjektionen überhaupt eine Hautdesinfektion erfolgen muss. Das Infektionsrisiko ist nachweisbar bei diesen Maßnahmen sehr gering. Sollte es aber zu einer infektiösen Komplikation kommen, wird bei nicht erfolgter Desinfektion mit hoher Wahrscheinlichkeit derjenige, der die Punktion durchgeführt hat, verantwortlich gemacht werden, da die Hautdesinfektion vor Punktion als eine Grundregel der Hygiene gilt.

24

318

Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

> Somit sollte aus rechtlichen Gründen grundsätzlich vor perkutanen Punktionen eine Hautdesinfektion durch medizinisches Personal durchgeführt werden. Dies betrifft z. B. auch die Thromboseprophylaxe mit niedermolekularem Heparin.

Anders verhält sich die Situation, wenn sich Diabetiker in der häuslichen Umgebung selbst das Insulin applizieren. Aufgrund des äußerst geringen Infektionsrisikos muss hier eine vorherige Hautdesinfektion nicht grundsätzlich empfohlen werden, zumal diese auch zu Hautreizungen und bei langjährigem Gebrauch auch zu Hautschäden führen kann. Ein Grund für das niedrige Infektionsrisiko bei der Insulininjektion kann auch der im Insulin enthaltene Konservierungsstoff sein, der eine mikrobizide Wirkung hat.

Applikation des Desinfektionsmittels Das Desinfektionsmittel wird entweder im Wechsel direkt auf die Haut gesprüht, anschließend wird mit einem Tupfer gewischt, dann wird erneut gesprüht und nach dem Einwirken erneut gewischt oder es wird beispielsweise mit einem sterilen Tupfer auf die Haut aufgetragen. Dieser Vorgang kann bei einer längeren Einwirkungszeit mehrmals wiederholt werden. Bei der Sprüh-Wisch-Desinfektion soll das Wischen die Keime zusätzlich mechanisch eliminieren. Wichtig ist, dass genügend Desinfektionsmittel verwendet und die Einwirkzeit eingehalten wird. Ein weiteres Argument für das Wischen am Schluss ist, dass das restliche alkoholische Desinfektionsmittel vor der Punktion entfernt sein sollte, da das Stechen durch eine »Desinfektionspfütze« für den Patienten schmerzhaft sein kann. Auch könnten Reste des Desinfektionsmittels, die dann evtl. bei der Blutentnahme mit entnommen werden, das Laborergebnis verfälschen. Bei peripher venösen, subkutanen oder muskulären Injektionen, Blutentnahmen oder der Anlage peripherer Venenkatheter genügt es, wenn die verwendeten Tupfer keimarm sind. Meist werden hierfür Tupfer von einer Rolle genommen, die nach dem Fertigungsprozess zwar sterilisiert worden ist, für deren Sterilität allerdings nach dem

Öffnen der Packung keine Garantie mehr übernommen werden kann. Für Gelenkpunktionen und für operative Eingriffe, aber auch für die Anlage zentraler Katheter oder beispielsweise Lumbalpunktionen werden sterile Kompressen verwendet.

24.2

Hygienestandards

Die Standardhygienemaßnahmen sollten in jeder medizinischen Einrichtung sichtbar in Form eines Reinigungs- und Desinfektionsplanes auf allen Stationen, Diagnostik- und Eingriffsräumen, im OP etc. vorhanden sein. Dies erleichtert den Mitarbeitern, insbesondere neuen Mitarbeitern, das hygienisch korrekte Arbeiten und verhilft zu einem standardisierten Vorgehen. Je nach Arbeitsbereich können die Reinigungs- und Desinfektionspläne an das vorhandene medizinische Inventar und die Erfordernisse angepasst werden. Für spezielle Fragestellungen sollten Hygienemerkblätter verfügbar sein. Jeder Mitarbeiter muss wissen, wo die Merkblätter zu finden sind (z. B. im Hygieneordner auf Station oder über das elektronische Kliniknetz). Besteht das notwendige Fachwissen, können die Reinigungs- und Desinfektionspläne von der jeweiligen Institution selbst erstellt werden, ansonsten kann man sich die Empfehlungen des Robert Koch-Instituts bzw. andere bei Fachgesellschaften oder im Handel erhältliche Hygienestandards besorgen. Zur Qualitätssicherung sollten die Empfehlungen in jedem Fall auf dem neuesten Stand der wissenschaftlichen Erkenntnis sein und in regelmäßigen Abständen aktualisiert werden.

24.2.1

Reinigungs- und Desinfektionsplan für Allgemeinstationen

Im Folgenden wird ein beispielhafter Reinigungs- und Desinfektionsplan für Allgemeinstationen wiedergegeben, der als Vorlage verwendet werden kann. Spezielle Reinigungs- und Desinfektionspläne für die einzelnen Bereiche sind in den entsprechenden Kapiteln zu finden.

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, vor und nach Patientenkontakt

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor invasiven Maßnahmen (z. B. vor Blutentnahme, Injektionen, Anlage von Blasen- und Venenkathetern etc.) Nach Kontamination (mit Körpersekreten und anderem potenziell infektiösem Material; bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen) Nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben

6

319

24.2 · Hygienestandards

Was

Wann

Womit

Wie

Hautdesinfektion

Vor Punktionen etc.

Hautdesinfektionsmittel

Sprühen, wischen, sprühen, wischen (30 s)

Vor Anlage von intravasalen Kathetern, Lumbalpunktionen etc

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (1 min)

Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektionsgefährdung (z. B. Gelenkpunktionen, KM-Punktionen)

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (3 min)

Schleimhautdesinfektion

z. B. vor Anlage von Blasenkathetern

Schleimhautdesinfektionsmittel

Unverdünnt auftragen (1 min)

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Thermisch desinfizieren Einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken (ggf. zusätzlich sterilisieren)

Absauggefäß inkl. Verschlussdeckel und Verbindungsschläuche

Alle 48 h Bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Thermisch desinfizieren

Beatmungsbeutel

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Staubfrei und trocken aufbewahren

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungsund Desinfektionsautomat

Nach Kontamination Einmal täglich

Alkohol (70%) oder Reinigungsund Desinfektionsautomat

Drainageflaschen (Mehrweg: Redon, Bülau, Monaldi)

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat Autoklav

Thermisch desinfizieren anschließend Sterilisieren

Haarschneidemaschine/ Rasierapparat Scherkopf bzw. Schermesser

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Reinigen, einlegen (10 min), trocknen (oder reinigen und sterilisieren)

Kühlkompresse (immer Schutzbezug verwenden)

Nach Gebrauch

Flächendesinfektionsmittel bzw. ggf. Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Medikamentenschale

Nach Kontamination Bei Patientenwechsel

Alkohol (70%) oder Geschirrspülmaschine

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Einmal täglich, bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat Alkohol (70%)

Thermisch desinfizieren

Blutdruckmanschette

Blutentnahmetablett (inkl. Becher)

Mundpflegeset: Tablett/Becher/Klemme Mundpflegeklemme, Becher mit Gebrauchslösung Standgefäß mit Kornzange

Nach Gebrauch

Einmal täglich

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungsund Desinfektionsautomat

Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Alle 48 h

Reinigungs- und Desinfektionsautomat Reinigungs- und Desinfektionsautomat Alkohol (70%)

Stethoskop

6

Bei Patientenwechsel, alle 7 Tage bzw. bei Bedarf Bei Bedarf

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Wischdesinfizieren

Reinigen, verpacken, sterilisieren

Stauschlauch

Sauerstoffanfeuchter: Wasserbehälter, Gasverteiler (Mehrweg, mit Aqua dest.) Verbindungsschlauch, Maske Flowmeter

Einlegen, abspülen, trocknen

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren Ggf. reinigen Wischdesinfizieren Thermisch desinfizieren Thermisch desinfizieren Wischdesinfizieren

24

320

Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

Was

Wann

Womit

Steckbecken

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Thermometer (bei rektalem Gebrauch Hüllen verwenden) Ohrthermometer

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Nach Gebrauch Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Wechsel der Schutzkappe (zusätzl. wischdesinfizieren)

Toilettenstuhl

Bei Patientenwechsel Nach Kontamination

Trommeln (Filterwechsel nach Herstellerangabe)

Einmal täglich

Waschschüssel

Nach Gebrauch Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel Reinigungs- und Desinfektionsautomat Flächendesinfektionsmittel oder

Reinigungs- und Desinfektionsmaschine

Wie

Reinigen Wischdesinfizieren Anschließend sterilisieren Reinigen Zusätzl. wischdesinfizieren, mit Wasser nachspülen, trocknen Thermisch desinfizieren

Urinflasche

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Urometer

Nach Gebrauch

Instrumentendesinfektionsmittel

Einlegen, abspülen, trocknen

Geräte, Mobiliar

Einmal täglich Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Aufbewahrungsboxen, Schubladen etc.

Nach Bedarf Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Desinfizieren

Badewannen, Duschen

Nach Gebrauch Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Einmal täglich Nach Kontamination Nach Gebrauch

Flächendesinfektionsmittel Alkohol (70%)

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren Wischdesinfizieren

Fußboden

Einmal täglich Nach Kontamination,

Hausübliches Reinigungssystem Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Kühlschrank (für Lebensmittel, Medikamente oder Blut)

Bei Verschmutzung, sonst halbjährlich Nach Kontamination

Reinigungsmittel Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Patientenbett

Nach Belegung

Reinigungsmittel

Nach Kontamination, nach infektiösen Patienten

Flächendesinfektionsmittel

Bettgestell und Matratzenschonbezug reinigen Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Nach Gebrauch

Mit weichem Tuch/Mull, Alkohol (70%) oder Instrumentendesinfektionsmittel (Herstellerangaben beachten!) Ggf. zusätzl. Einmalhandschuh oder PE-Folie über Ultraschallkopf stülpen Plasmasterilisator

Einmal täglich Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Einmal täglich Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

EKG-Gerät Elektroden (Mehrweg), EKG-Kabel

Ultraschallkopf ohne Punktion

mit Punktion

Ultraschallgerät Waschbecken (inkl. Armaturen)

6

Reinigen Wischdesinfizieren, nachspülen, trocknen

Reinigen,wischdesinfizieren Einlegen, abspülen, abtrocknen

Zusätzl. sterilisieren bzw. nach dem Einlegen mit sterilem Wasser spülen, mit sterilem Tuch abtrocknen, in Tuch einschlagen

321

24.2 · Hygienestandards

Was

Wann

Womit

Strahlregler

Einmal/Monat

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Geschirrspülmaschine

Wie

5 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der alleinigen Reinigung durchgeführt werden (s. entsprechende Hygienestandards). 5 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (Näheres s. oben bzw. 7 Kap. 19). 5 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 5 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 5 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 5 Anwendungskonzentrationen beachten, Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 5 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 5 Nach Wischdesinfektion Benutzung der Flächen, sobald wieder trocken. 5 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 5 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen (Vorrats-)Behälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

24.2.2

Hygienemerkblätter

Im Folgenden werden Vorschläge für Merkblätter zu einigen der im Text behandelten Hygienestandardmaßnahmen bzw. zu häufig durchgeführten diagnostischen Eingriffen gemacht.

Händehygiene (Hygienestandard) Die Händehygiene ist die entscheidende Maßnahme zur Prävention nosokomialer Infektionen! Beim Händewaschen sind auch Fingerkuppen, Zwischenräume der Finger, Falten der Handinnenflächen und Daumen mit einbeziehen.

Wann genügt es, die Hände zu waschen? 4 4 4 4

Bei Beginn bzw. Ende der Arbeit Nach Benutzung der Toilette Vor dem Essen bzw. vor dem Verteilen von Essen Nach Kontakt mit einem nichtinfizierten Patienten (z. B. Bettenmachen, körperliche Untersuchung) 4 Nach dem Naseputzen (nach Husten und Niesen mit Hand vor Mund und Nase) 4 Bei sichtbarer Verschmutzung

Wann ist die Händedesinfektion erforderlich? 4 Vor Tätigkeiten mit Kontaminationsgefahr, z. B. Bereitstellung von Infusionen, Herstellung von Mischinfusionen, Aufziehen von Medikamenten 4 Vor und nach infektionsgefährdenden Tätigkeiten, z. B. Absaugen, Verbandswechsel oder Manipulationen am Venen-/Blasenkatheter, Tracheostoma, Infusionsbesteck (auch zwischen verschiedenen Tätigkeiten beim selben Patienten) 4 Vor invasiven Maßnahmen, auch wenn dabei Handschuhe, ob steril oder unsteril, getragen werden, z. B. Anlage von Venen- und Blasenkatheter, Punktionen, Endoskopie, Angiographie 4 Nach Kontakt mit Blut, Exkreten, Sekreten

4 Vor Kontakt mit abwehrgeschwächten Patienten 4 Nach Kontakt mit infizierten/kolonisierten Patienten 4 Nach Kontakt mit (potenziell) kontaminierten Gegenständen, z. B. Entleeren von Wasserfalle, Absauggefäß, Urinbeutel 4 Nach Ausziehen von Einmalhandschuhen 4 Vor dem Betreten von Reinbereichen (z. B. in der Zentralsterilisation)

Durchführung der Händedesinfektion: 4 Ausreichend alkoholisches Händedesinfektionsmittel in die trockenen Hände geben, damit die Hände vollständig damit benetzt werden können (kein Wasser zugeben) 4 Gründlich verreiben (Dauer 30 s), bis die Hände trocken sind, dabei auch die Fingerkuppen, die Zwischenräume der Finger, die Falten der Handinnenflächen und die Daumen mit einbeziehen

Wie geht man bei sichtbarer Kontamination der Hände vor? Bei Verschmutzung der Hände mit z. B. Blut, Stuhl oder eitrigem Sekret: 4 Hände mit Wasser und Seife waschen oder zunächst die Kontaminationen mit einem mit Desinfektionsmittel getränktem Einmaltuch abwischen und dann erst Hände waschen, 4 Hände mit Papierhandtuch gründlich abtrocknen 4 anschließend Hände desinfizieren. Die Kombination von Händewaschen und Händedesinfektion muss nur in diesen Fällen, aus Hautschutzgründen also nicht regelmäßig erfolgen.

Bettenaufbereitung (Hygienestandard) Eine umfangreiche Untersuchung hat gezeigt, dass die meisten Klinikbetten lediglich mit apathogenen (nicht

24

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Kapitel 24 · Standardhygienemaßnahmen und abteilungsübergreifende Pflegetechniken

krank machenden) Keimen besiedelt sind. Eine gründliche Reinigung dieser sichtbar »sauberen« Betten mit einem umweltfreundlichen Reiniger nach Entlassung oder Verlegung eines Patienten ist daher ausreichend. Selbstverständlich müssen Kontaminationen mit erregerhaltigem Material unverzüglich einer Wischdesinfektion unterzogen werden. Das Standardbett besteht aus Bettlaken, Kopfkissen, Bettdecke. 4 Bei sichtbarer Kontamination werden Kopfkissen, Bettdecken sowie Matratzenschonbezüge in die Wäscherei gegeben. 4 Kopfkissen und Bettdecken von Patienten mit krankenhaushygienisch relevanten Keimen, z. B. MRSA, multiresistenten gramnegativen Erregern, VRE, Clostridium difficile (s. Isolierungsprotokoll) werden ebenfalls in die Wäscherei gegeben. 4 Defekte Matratzenschonbezüge werden erneuert (nicht mit Pflaster bekleben).

Bettenreinigung Mit umweltfreundlichem Reiniger nach Verlegung/Entlassung des Patienten das Bettgestell und den Matratzenschonbezug reinigen.

Bettendesinfektion 4 Generell, wenn Betten mit (potenziell) infektiösem Material (Blut, Stuhl, Urin, Sputum usw.) kontaminiert sind 4 Bei Patienten mit meldepflichtigen Infektionskrankheiten laut §6 IfSG 4 Bei krankenhaushygienisch relevanten Keimen, z. B. MRSA, multiresistenten gramnegativen Erregern, VRE, Clostridium difficile 4 Betten auf Intensivstationen 4 Betten in der Notaufnahme der inneren Medizin 4 Betten in der Dialyse 4 Bitte markieren Sie für den Bettenreinigungsdienst Betten zur Desinfektion am Kopfteil mit einem gut sichtbaren roten Punkt oder einem Schild

– Mund-/Nasenschutz – Ggf. 2 sterile Abdecktücher (zum Abdecken der Haut um die Punktionsstelle und zum Ablegen des Instrumentariums)

Durchführung 4 Während der Punktion sollte das Sprechen auf das notwendige Minimum beschränkt werden 4 Den Patienten in die entsprechende Position (sitzend oder auf der Seite liegend) für die Lumbalpunktion bringen 4 Markierung der Einstichstelle üblicherweise 4./5. LWK mit dem Fingernagel oder einem Stift 4 Nur bei starker Behaarung Rasur des zu punktierenden Areals 4 Händedesinfektion (mindestens 30 s) des Durchführenden und der Assistenz 4 Desinfektionsmittel mindestens dreimal mit jeweils einem sterilen Tupfer großflächig im Bereich der Punktionsstelle spiralförmig von innen nach außen auftragen; mindestens 1 Minute 4 Anlegen des Mund-/Nasenschutzes (vor allem bei Erkältung, Herpes labialis) 4 Anziehen der sterilen Handschuhe 4 Der Kontakt der Kleidung und der Haare der punktierenden Person mit dem Punktionsareal muss vermieden werden 4 Abdecken der Haut um die Punktionsstelle 4 Nadel und andere Gegenstände von Assistenzperson aseptisch anreichen lassen, das Berühren der Nadel vermeiden 4 Bei Verwendung einer Lokalanästhesie aseptische Technik zum Aufziehen des Lokalanästhetikums 4 Nach Herausziehen der Nadel Abdecken der Punktionsstelle mit einem sterilen Pflaster 4 Nach der Abnahme sollte der Liquor möglichst direkt in das Labor gebracht werden; ist dies nicht gleich möglich sollte er im Kühlschrank aufbewahrt werden.

Lumbalpunktion (Hygienestandard)

Literatur

! Cave Keine Punktion in der Umgebung von Hautinfektionen, Hautschäden!

Bale MJ, Bennett PM, Benninger JE et al. (1993) The survival of bacterial exposed to dessication on surfaces associated with farm buildings. J Appl Bacteriol 75: 519–528 Barré-Sinoussi F, Nugeyre MT, Chermann JC (1985) Resistance of Aids virus at room temperature. Lancet II: 721–722 Blaschke-Hellmessen R, Kreuz M, Sprung M (1985): Umweltresistenz und natürliche Keimreservoire medizinisch bedeutsamer Sprosspilze. Z Ges Hyg 31: 712–715 Bean B, Moore BM, Sterner B, Peterson LR, Gerding DN, Balfour HH Jr (1982) Survival of influenza viruses on environmental surfaces. J Inf Dis 146: 47–51 Bond WW, Favero MS, Petersen NJ Gravelle CR, Ebert JW, Maynhard JE (1981) Survival of hepatitis B virus after drying and storage for one week. Lancet I: 550–551 Bischoff WE, Wallis ML, Tucker KB, Reboussin BA, Sheretz RJ (2004) Staphylococcus aureus nasal carriage in a student community:

Vorbereitung 4 Assistenz zum Anreichen des Instrumentariums 4 Vorrichtung der benötigten Materialien: – Punktionsnadeln – Ausreichende Anzahl steriler Liquorröhrchen – Hautdesinfektionsmittel – Sterile Handschuhe – Bevorzugt Clipper (wenn nicht vorhanden Einmalrasierer) bei starker Behaarung im Bereich der Punktionsstelle

323 Literatur

prevalence, clonal relationships, and risk factors. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 485–491 CDC (2002) Centers for Disease Control and Prevention. Guideline for Hand Hygiene in Health-Care Settings. Recommendations of the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee and the HICPAC/SHEA/APIC/IDSA Hand Hygiene Task Force. MMWR 51 Hansen KN, Korniewicz DM, Hexter DA, Kornilow JR, Kelen GD (1998) Loss of glove integrity during emergency department procedures. Ann Emerg Med 31: 65–72 Gundermann K-O (1972) Untersuchungen zur Lebensdauer von Bakterienstämmen im Staub unter dem Einfluss unterschiedlicher Luftfeuchtigkeit. Zbl Bakt Hyg I. Abt Orig B 156: 422–429 Kampf G (2003) Hände-Hygiene im Gesundheitswesen. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Kampf G, Rudolf M, Labadie J-C, Barrett SP (2002) Spectrum of antimicrobial activity and user acceptability of the hand desinfectant agent Sterillium® Gel. J Hosp Infect 52: 141–147 Kim KH, Fekety R, Batts DH, Brown D, Cudmore M, Silva J, Waters D (1981) Isolation of Clostridium difficile from the environment and contacts of patients with antibiotic associated colitis. J Inf Dis 143: 42–50 Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut (2000) Händehygiene. Bundesgesundheitsbl 43230–43233 McFarland LV, Stamm WE (1986) Review of Clostridium difficile-associated diseases. Am J Infect Control; 14: 99–109 Mielke M, Hahn H (2001) Anthropozoonoseerreger ohne Familienzugehörigkeit: Listerien, Brucellen, Francisellen und Erysipelothrix.: In: Hahn H, Falke D, Kaufmann SHE, Ullmann U (Hrsg) Medizinische Mikrobiologie und Infektiologie, 4. Aufl. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio, S 330–340 Mulligan ME, George WL, Rolfe RD, Finegold, SM (1980) Epidemiological aspects of Clostridium difficile-induced diarrhea and colitis. Am J Clin Nutr (Suppl) 33: 2533–2538 Mücke W, Lemmen C (1999): Schimmelpilze. Ecomed, Landsberg Neely AN, Maley MP (2000) Survival of Enterococci and Staphylococci on hospital fabries and plastic. J Clin Microbiol 38: 724–726

Noskin GA, Stosor V, Cooper I, Peterson LR (1995) Recovery of vancomycin-resistant enterococci on fingertips and environmental surfaces. Infect Control Hosp Epidemiol 16: 577–581 Pietsch H (2001) Hand antiseptics: rubs versus scrubs, alcoholic solutions versus alcoholic gels. J Hosp Infect 48: S33–S36 Pittet D (2003) Improving compliance with hand hygiene In: Wenzel R (ed) Prevention and control of nosocomial infections, 4th edn.: Williams & Wilkins, Phildadelphia, pp 525–541 Pittet D, Widmer A (2001) Händehygiene: Neue Empfehlungen. SwissNOSO 8: 25–32 Pittet D, Mourouga P, Perneger TB, and members of the Infection Control Program (1999) Compliance with handwashing in a teaching hospital. Ann Intern Med 130: 126–130 Raad II, Hohn DC, Gilbreath BJ, Suleiman N, Hill LA, Bruso PA, Marts K, Mansfield PF, Bodey GP (1994) Prevention of central venous catheter-related infections by using maximal sterile barrier precautions during insertion. Infect Control Hosp Epidemiol 15: 231–238 Rheinbaben F von, Wolff MH (2002) Handbuch der viruswirksamen Desinfektionen. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio RKI (1998) RKI-Richtlinie Krankenhaushygiene, Lieferung 15. Fischer, Stuttgart Sauermann G, Proske O, Keyhani R, Leneveu M-C, Pietsch H, Rohde B (1995) Hautverträglichkeit von Sterillium und Hibiscrub in einer klinischen Vergleichsstudie. Hyg Med 20: 184–189 Tjotta E, Hungnes O, Grinde B (1991) Survival of HIV-1 activity after disinfection, temperature and pH changes, or drying. J Med Virol 35: 223–227 Wagenvoort JHT, Penders PJR (1997) Long-term in-vitro survival of an epidemic MRSA phage-group III-29 strain. J Hosp Inf 35: 319–326 Wagenvoort JHT, Slinjsmans W, Penders RJR (2000) Better environmental survival of outbreak vs. sporadic MRSA isolates. J Hosp Infect 45: 231–234 Wendt C, Wiesenthal B, Dietz E, Rüden H (1998) Survival of vancomycinresistant and vancomycin-susceptible enterococci on dry surfaces. J Clin Microbiol 36: 3734–3736 Zanelli G, Sansoni A, Zancho A, Cresti S, Pollini S, Rossolini GM, Cellesi C (2002) Staphylococcus aureus nasal carriage in the community: a survey from central Italy. Epidemiol Infect 129: 417–420

24

25 25

Operative Medizin B. Grossart

25.1

Allgemeines

– 328

25.2

Präoperative Maßnahmen – 328

25.2.1 25.2.2

OP-Personal – 328 Vorbereitung des Patienten

25.4.8 25.4.9 25.4.10

Reinigung und Desinfektion Mikrobiologische Untersuchungen – 339 Surveillance – 339

– 338

25.5

Verschiedenes

Baulich-funktionelle Anforderungen – 339 Hygienemaßnahmen bei Hepatitis-Bund -C- sowie HIV-infizierten Patienten – 340 Ambulantes Operieren – 340 Umweltschutz im operativen Bereich – 341 Reinigungs- und Desinfektionsplan für operative Abteilungen – 341

– 332

25.3

Intraoperative Maßnahmen – 335

25.5.1

25.3.1

25.5.2

25.3.2

Perioperative Antibiotikaprophylaxe – 335 OP-Personal – 335

25.4

Postoperative Maßnahmen – 336

25.4.1 25.4.2 25.4.3 25.4.4 25.4.5 25.4.6 25.4.7

Entsorgung der Instrumente – 336 OP-Wäsche und Abfall – 337 Blei- und Gummischürzen – 337 Gipsverbände – 337 Extubation – 337 Rücktransport des Patienten – 337 Postoperative Wundpflege – 337

Postoperative Wundinfektionen stellen heute in Deutschland mit 15,8% die dritthäufigste nosokomiale Infektionsart dar (Rüden et al. 1997). Die moderne Medizin ermöglicht immer schwierigere, aufwendigere und länger andauernde operative Eingriffe bei immer älteren Patienten. Damit steigt die Anzahl der Patienten, die primär ein hohes Infektionsrisiko besitzen. Hinzu kommen vermehrt Infektionen durch multiresistente Erreger, die die Situation zusätzlich verschlechtern. Neben den daraus resultierenden erheblichen medizinischen Problemen entstehen durch die verlängerten Liegezeiten auch erhebliche ökonomische Folgen für das Gesundheitssystem. So zeigt eine Untersuchung bei orthopädischen Patienten, dass sich der Krankenhausaufenthalt beim Auftreten postoperativer Wundinfektionen im Mittel um 2 Wochen verlängert, die Patienten etwa doppelt so häufig nach Entlassung wieder auf-

25.5.3 25.5.4 25.5.5

Literatur

– 339

– 344

genommen werden und dass sich die Kosten um mehr als das Dreifache erhöhen (Whitehouse et al. 2002). Daher ist die Einführung von Präventionsmaßnahmen zur Reduktion postoperativer Wundinfektionen von besonderer Bedeutung. Durch die Einführung evidenzbasierter Empfehlungen (Guideline for Prevention of Surgical Site Infection 1999; Empfehlungen der Hospital Infection Society Working Party on Infection Control in Operating Theatres 2002; Empfehlungen der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention 2000) wird nicht nur ein guter Hygienestandard etabliert, sondern vor allem sollen überzogene Anforderungen an die Hygiene im OP vermieden werden. Viele Kliniker halten jedoch immer noch an Hygienemaßnahmen fest, die wissenschaftlich nicht belegt sind, häufig aber zu erhöhtem Zeitaufwand und somit zu erhöhten Kosten führen.

328

Kapitel 25 · Operative Medizin

25.1

III

Allgemeines

Neben der speziellen, im Folgenden zu besprechenden OP-Hygiene gelten auch im OP-Bereich die sog. Standardhygienemaßnahmen (7 Kap. 24). Ein wichtiger Faktor zur Vermeidung postoperativer Wundinfektionen stellt eine zeitgemäße und moderne Instrumentenaufbereitung dar, die im Medizinproduktegesetz (MPG) sowie in der Medizinprodukte-Betreiberverordnung (MPBetreibV) gesetzlich verankert ist (7 Kap. 12).

25.2

Präoperative Maßnahmen

25.2.1

OP-Personal

(Humphreys et al. 1991). Auf die Verwendung von Überschuhen sollte generell verzichtet werden, da die Hände durch das An- und Ausziehen kontaminiert werden (Carter 1990). OP-Schuhe können das OP-Team vor Kontamination mit Blut und anderen Flüssigkeiten während einer Operation, insbesondere bei zu erwartender Durchfeuchtung, schützen und werden deshalb empfohlen (VBG 1997, § 7 Abs. 1). Sie sollten leicht zu reinigen sein, weil sie häufig während der Eingriffe kontaminiert werden. Die Reinigung erfolgt am besten in einem Reinigungs- und Desinfektionsgerät (RDG). Wenn die Schuhe sichtbar kontaminiert sind, werden sie im OP-Saal ausgezogen. Saubere Schuhe werden im OP-Saal angezogen, damit das Personal nicht unbeschuht in die Umkleide gehen muss (Unfallgefahr).

Bereichskleidung und Bereichsschuhe

OP-Haube und chirurgische Maske

Die OP-Abteilung wird von allen Personen über die Umkleide betreten, die aus krankenhaushygienischer Sicht aus einem Raum bestehen kann. So genannte Zwei- oder Dreiraumschleusen mit gegenseitig verriegelbaren Türen sind aus hygienischer Sicht nicht erforderlich und bringen infektiologisch keinen Vorteil (Kappstein et al. 1991). In den Umkleiden wird die Dienst- oder Privatkleidung abgelegt und gegen die OP-Bereichskleidung ausgetauscht. Zuvor wird eine hygienische Händedesinfektion durchgeführt. Die OP-Bereichskleidung besteht üblicherweise aus einer Hose und einem Kasack aus Baumwolle oder Baumwollmischgewebe. Sie soll sauber sein, da sie vom OP-Team direkt unter dem sterilen Kittel während der Operation getragen wird. Nach einem Toilettenbesuch muss die Bereichskleidung nicht notwendigerweise gewechselt werden. Dies erfolgt nur nach sichtbarer Kontamination. Zusätzliche persönliche Kleidung, z. B. Unterhemd oder T-Shirt, kann nicht sichtbar unter der Bereichskleidung getragen werden. Vor Verlassen der OP-Abteilung soll die Bereichskleidung ausgezogen werden. Dies geschieht weniger aus hygienischen als aus disziplinären Gründen. Es soll nicht der Eindruck aufkommen, dass man den OP-Bereich auch in der normalen Arbeitskleidung betreten kann, wenn die OP-Mitarbeiter ihn in der z. B. grünen Bereichskleidung verlassen. Allerdings kommen immer dann hygienische Gründe zum Tragen, wenn außerhalb der OP-Abteilung in der Bereichskleidung Tätigkeiten mit einem Kontaminationsrisiko, z. B. Verbandswechsel oder Visite auf der Intensivstation, durchgeführt werden. Um nicht unnötig viel Wäsche zu verbrauchen, kann gebrauchte, aber saubere Bereichskleidung im Schrank aufbewahrt werden, damit sie bei erneutem Besuch der OP-Abteilung wieder angezogen werden kann. Spezielle OP-Schuhe sowie Überschuhe haben keinen speziellen Nutzen bei der Prävention postoperativer Wundinfektionen, sie reduzieren weder die Wundinfektionsrate noch den Kontaminationsgrad des OP-Fußbodens

Trotz des Tragens von OP-Hauben wurden in der Vergangenheit einzelne Ausbrüche beschrieben, bei denen die Erreger aus den Haaren oder von der Kopfhaut des Personals stammten (Mastro et al. 1990). Dennoch steht außer Frage, dass OP-Hauben die Wahrscheinlichkeit einer Kontamination des OP-Situs durch Mikroorganismen und Haare (Fremdkörpergranulome) reduzieren können. OP-Hauben müssen die gesamten Haare bedecken und sollten nur im OP-Saal getragen werden, da sie außerhalb des OP-Saals keinen hygienischen Nutzen besitzen. Die CDC empfehlen deshalb in ihren Guidelines von 1999, erst vor Betreten des OP-Saals einen Haarschutz anzuziehen (Mangram et al. 1999). Da die Luftkeimzahl durch das Tragen von OP-Hauben nicht beeinflusst wird, ist es fraglich, ob Springer eine Haube tragen müssen (Humhreys et al. 1991). Das Tragen von Mund-Nasen-Masken während einer Operation zum Schutz der OP-Wunde vor Kontamination hat eine lange chirurgische Tradition, obwohl Studien immer wieder den Nutzen und die Kosteneffektivität solcher Masken in Frage stellten (Knopf 2000; Romney 2001). In Untersuchungen konnte gezeigt werden, dass es wesentlich wirksamer ist, das Reden zu beschränken und nur leise zu sprechen, um die Freisetzung von Keimen aus dem Nasen-Rachen-Raum des OP-Personals zu reduzieren und damit eine Übertragung in das OP-Gebiet zu verhindern (Tunevall 1991). Durch das Tragen von Masken kann zwar die Kontamination der OP-Wunde reduziert werden, dies hat aber keinen direkten Einfluss auf die postoperative Infektionsrate (Alwitry et al. 2002). Es genügt aus infektiologischer Sicht wahrscheinlich, dass das Personal, das unmittelbar am operativen Eingriff beteiligt ist, eine Maske trägt, um den OP-Situs bestmöglich und zusätzlich sich selbst vor verspritzendem Blut zu schützen (VBG 1997, § 7 Abs. 3). Außerdem muss das Personal vor der Inhalation von Rauch, der durch Elektrokoagulation oder Laserprozeduren entsteht, geschützt werden, denn dieser Rauch kann infektiöse Viruspartikel enthalten (Taravella et al. 1999).

329

25.2 · Präoperative Maßnahmen

Am besten werden Entnahmeboxen mit chirurgischen Masken im Wasch- und ggf. im Einleitungsraum aufgestellt. Vor der chirurgischen Händedesinfektion sollte das OPTeam die Masken anlegen. Der Mundschutz muss Mund und Nase vollständig bedecken und fest am Gesicht anliegen. Für Vollbartträger gibt es einen speziellen zusammenhängenden Kopf-Bart-Schutz. Die Masken sollen nach Durchfeuchtung oder Kontamination gewechselt werden. Sie müssen nicht routinemäßig nach jedem operativen Eingriff, z. B. kurzer Eingriff in der Ophthalmologie oder routinemäßig während einer Operation, z. B. alle 2 Stunden, abgenommen werden. Der Mundschutz kann zwischen zwei Eingriffen entweder anbehalten oder ganz abgenommen und verworfen werden. > Masken dürfen nicht herunterhängen und wieder verwendet werden, da die Innenseite durch die NasenRachen-Flora immer kontaminiert ist.

Personal, das zwischen den Eingriffen oder nach OP-Programm-Ende den OP-Saal betritt, z. B. Reinigungspersonal, muss keine Maske tragen.

Sterile OP-Kleidung Kittel und Abdeckungen dienen zum einen dem Schutz des Patienten. Sie sollen verhindern, dass Bakterien vom Personal oder aus der Umgebung des Patienten durch das Material direkt in die Wunde gelangen. Zum anderen sollen Kleidung und Abdeckung auch das Personal vor durch Blut übertragenen Infektionen schützen (z. B. Hepatitis B, C, HIV). Das unmittelbar an dem operativen Eingriff beteiligte Personal trägt über der Bereichskleidung einen sterilen OPKittel. Dieser wird dem ärztlichen Personal in der Regel vom Instrumentierpersonal angezogen. Muss während der Operation der Kittel gewechselt werden, soll er abseits vom OP-Feld und immer vor dem Ausziehen der sterilen Handschuhe ausgezogen werden, um eine Kontamination der Hände zu vermeiden. Die Eigenschaften der Materialien von OP-Kitteln (und Abdeckungen) werden von der Richtlinie für Medizinprodukte 93/42 EWG (14.06.1993) und vom Europäischen Standard prEN 13975 vorgegeben. OP-Kittel und OP-Abdeckmaterialien sind Medizinprodukte und müssen für Patienten, Anwender und Dritte einen hochgradigen Schutz gewährleisten und die vom Hersteller festgelegten Leistungen erfüllen (CE-Kennzeichnung). Das Material der OP-Kleidung (und der Abdecktücher) sollte auch im feuchten Zustand eine effektive Barriere gegen Flüssigkeitsdurchdringung darstellen (Granzow et al. 1998; Lewis u. Brown 1998; Mangram et al. 1999; Woodhead et al. 2002). Außerdem sollen OP-Mäntel und OP-Abdeckungen eine wirksame Keimbarriere darstellen, die nicht nur den Patienten, sondern zusätzlich die Chirurgen auch vor durch Blut übertragenen Virusinfektionen schützen.

Konventionelle textile OP-Mäntel und Abdecktücher aus Baumwolle bilden keine sichere Flüssigkeits- und Keimbarriere und setzen zu viele Partikel frei. Studien weisen darauf hin, dass es bei Verwendung von Baumwolle zu höheren Luft- und Wundkontaminationen sowie zu erhöhten postoperativen Infektionsraten kommt (Moylan et al. 1987). Operationsbekleidung (und Abdeckmaterialien) aus konventionellen Materialien müssen in Zukunft durch qualifizierte Medizinprodukte mit ausreichender Barrierewirkung ersetzt werden (z. B. Mikrofilamentgewebe, textile Laminate, Vliesmaterialien) (Hambraeus u. Hoborn 1998; Urech 2000; Werner et al. 2001). Dabei wird der größte Nutzen der neuen Materialien bei Operationen der »sauberen« Wundkontaminationsklasse erreicht (Müller et al. 1989).

Sterile Handschuhe Das OP-Team muss sterile Handschuhe tragen, die nach dem Anlegen des sterilen OP-Mantels angezogen werden (Mangram et al. 1999). OP-Handschuhe haben wie OPMäntel eine doppelte Funktion: Sie sollen eine Transmission von Mikroorganismen von den Händen des OP-Teams auf den Patienten minimieren und gleichzeitig das Personal vor Kontamination mit Blut oder Körperflüssigkeiten des Patienten schützen. Dichte, unverletzte Handschuhe bieten einen wirksamen Widerstand gegen mikrobiologische Gefahren. In der Literatur sind allerdings Perforationsraten von einzeln getragenen OP-Handschuhen zwischen 4,6% und 62,8%, von doppelt getragenen OP-Handschuhen nur zwischen 0,5% und 11,5% beschrieben. Durch das Tragen doppelter Handschuhe wird das Blutkontaktrisiko um den Faktor 10 gesenkt. Deshalb empfehlen einige Autoren trotz der hohen ökonomischen und ökologischen Kosten bei allen chirurgischen Eingriffen doppelte Handschuhe zu tragen (Kralj et al. 1999). Konsens besteht darin, doppelte Handschuhe bei bestimmten operativen Eingriffen mit starker Beanspruchung der Handschuhe und dadurch erhöhter Perforationsgefahr zu tragen, wie z. B. bei Operationen am Thorax, an Knochen und bei schlechten Sichtverhältnissen (Carlton et al. 1997; Jensel et al. 1997; Marin-Bertolin et al. 1997). > Handschuhe müssen sofort nach Perforation und nach »septischem«Teil einer Operation gewechselt werden. Davor empfiehlt sich eine kurze Händedesinfektion.

Wie OP-Mäntel sind auch sterile OP-Handschuhe Medizinprodukte, die als effektive mikrobiologische Barriere auch einer mechanischen Belastung standhalten müssen. Sie müssen der Europäischen Norm EN 455-2 entsprechen. Über 90% der heute eingesetzten Handschuhe werden aus Naturlatex gefertigt. Latex bietet neben einer sicheren Keimbarriere eine extrem hohe Reißfestigkeit, Elastizität und Flexibilität, gute Beständigkeit gegenüber Körperflüssigkeiten, gute Sterilisierbarkeit, gute Passform und damit einen angenehmen Tragekomfort. Solche Handschuhe las-

25

330

III

Kapitel 25 · Operative Medizin

sen sich kostengünstig herstellen und sind ökologisch verträglich. Nachteilig ist die mögliche Allergisierung von Personal und Patienten durch Latexproteine, die insbesondere durch die Verwendung von Puder verstärkt wird (Latexallergie vom Soforttyp). Deshalb fordert die TRGS 540 (1997), dass gepuderte Latexhandschuhe durch puderfreie, allergenarme Latexhandschuhe oder andere geeignete Handschuhe zu ersetzen sind.

Vorbereitung der Instrumententische > Die Instrumententische werden vom steril angezogenen Instrumentierpersonal mit Hilfe eines Springers erst unmittelbar vor OP-Beginn gerichtet. Kein Vorrichten am Morgen für mehrere Eingriffe!

Die Tische müssen so platziert werden, dass unbeabsichtigtes Berühren durch Personal nicht möglich ist. Das Öffnen der Sterilcontainer und das Anreichen steriler Materialien müssen unter aseptischen Kautelen erfolgen. Die Sterilverpackung soll vorsichtig geöffnet und der Inhalt vom Instrumentierpersonal entnommen werden. Aus Kostengründen sollten Sterilgüter immer erst dann angereicht werden, wenn sie benötigt werden.

Hand- und Unterarmschmuck Von allen im OP-Bereich Tätigen, unabhängig von ihrem Aufgabenbereich, müssen Ringe – auch Eheringe –, Uhren und Armbänder abgelegt werden, da diese die Händedesinfektion beeinträchtigen (Larson 1995). Außerdem besteht eine erhöhte Perforationshäufigkeit von OP-Handschuhen beim Tragen von Eheringen (Nicolai et al. 1997). Auch aus Personalschutzgründen darf kein Hand- oder Fingerschmuck getragen werden (VBG 1997, § 22). Die Empfehlung, keine künstlichen Fingernägel zu tragen, beruht auf einem Ausbruch mit Serratia marcescens in der Kardiochirurgie, bei dem die künstlichen Nägel einer Schwester als Quelle identifiziert werden konnten (Passaro et al. 1997). Unter falschen Fingernägeln sitzen häufig pathogene Erreger, dabei werden umso häufiger Erreger nachgewiesen, je länger die Nägel sind (Hedderwick et al. 2000). Aus diesem Grund müssen auch natürliche Fingernägel kurz gehalten werden. Es sollte kein Nagellack, ob farblos oder farbig, getragen werden, obgleich es dazu keine Untersuchungen gibt. Halsketten, Ohrstecker und sonstiges Bodypiercing spielen keine Rolle für die Entstehung postoperativer Wundinfektionen. Sie können deshalb vom Personal aus hygienischer Sicht auch im OP-Bereich getragen werden.

Hygienische Händedesinfektion Eine hygienische Händedesinfektion soll vor Betreten des OP-Bereichs, vor und nach jedem Patientenkontakt und nach Berühren kontaminierter Gegenstände, z. B. Manipulationen am Mund-Nasen-Schutz, durchgeführt werden.

Chirurgische Händedesinfektion 4 Vor dem ersten operativen Eingriff: – Waschen der Hände und Unterarme bis zum Ellenbogen mit Flüssigseife (1 min); – Reinigung der Fingernägel und der Nagelfalze mit einer thermisch desinfizierten Bürste (nur bei Bedarf); – gründliches Abtrocknen der Hände und Unterarme mit einem sauberen Einmal- oder Baumwolltuch; – danach 3 min Einreiben mit alkoholischem Händedesinfektionsmittel, bis die Haut trocken ist. 4 Vor dem nächsten operativen Eingriff: – Händewaschen ist in der Regel nicht notwendig, sondern nur bei Verschmutzung oder reichlich Resten von Hautpflegemitteln; – liegt die letzte Händedesinfektion <60 min zurück, ist eine einminütige Händedesinfektion vor dem nächsten Eingriff ausreichend; – liegt die letzte Händedesinfektion >60 Minuten zurück, muss eine 3-minütige Händedesinfektion erfolgen. Die chirurgische Händedesinfektion erfolgt im Waschraum bzw. auf der dafür vorgesehenen Fläche (nicht im OP-Saal selbst!) nach einem Plan. Alle Mitglieder des OP-Teams, die direkten Kontakt mit dem sterilen Operationsfeld, den sterilen Instrumenten oder sterilem Material haben, müssen die chirurgische Händedesinfektion vor jedem Eingriff durchführen (Faoagali et al. 1995; Larson 1995; Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention 2000). Die chirurgische Händedesinfektion eliminiert die transiente Hautflora und reduziert im Gegensatz zur hygienischen Händedesinfektion auch weitgehend die residente Hautflora. Ziel ist es, die Kontamination der Operationswunde während des Eingriffs bei Handschuhperforation auf ein Minimum zu reduzieren. Goldstandard in Deutschland sind Händedesinfektionsmittel auf alkoholischer Basis. Eine preisgünstige Alternative zu den gängigen, industriellen Produkten ist in der Apotheke sterilfiltrierter und somit sporenfreier 60–70%iger Isopropylalkohol mit einem Zusatz von 1–2% Glycerin. > Händedesinfektionsmittel sind Arzneimittel, deshalb dürfen Behälter nur in der Apotheke befüllt werden.

Die bakterizide Wirkung soll nach prEN 12054 (1997) und prEN 12791 (1999) belegt sein. Zusätzlich soll eine Wirksamkeit gegenüber Hefepilzen nachgewiesen sein. Im Gegensatz zu den in den USA verbreiteten Wirkstoffen zur chirurgischen Händewaschung PVP-Iod und Chlorhexidin führt Alkohol zu einer stärkeren und schnelleren Keimreduktion der Hände (Boyce u. Pittet 2002) und ist anderen Methoden der präoperativen Händebehandlung überlegen (Rotter 2001). Außerdem ist die Hautver-

25.2 · Präoperative Maßnahmen

träglichkeit von Präparaten zur chirurgischen Händewaschung schlechter als die von Präparaten zur chirurgischen Händedesinfektion (Widmer et al. 1994; Sauermann et al. 1995). Deshalb werden mittlerweile auch im englischsprachigen Raum vorzugsweise Alkohole zur hygienischen und chirurgischen Händedesinfektion empfohlen (Teare et al. 2001). Die früher durchgeführten langen Händedesinfektionszeiten von 5 oder sogar 10 min bewirken keine erhöhte Keimzahlreduktion. In einer bereits 1993 veröffentlichten Studie konnte gezeigt werden, dass ein verkürztes Verfahren auf 3 min gleich effektiv wie die 5-minütige Standardmethode ist (Kappstein et al. 1993). Dieses verkürzte Verfahren wird inzwischen von den meisten Experten empfohlen (Arbeitskreis »Krankenhaushygiene«2003). Eine weitere Studie zeigt, dass nach Operationen, die weniger als 60 min gedauert haben, ein Einreiben mit einem alkoholischen Händedesinfektionsmittel für eine Minute vor der nächsten Operation ohne nochmaliges Händewaschen ausreicht (Rehork u. Rüden 1991). Nach länger dauernden Operationen (>60 min) wird eine erneute 3minütige Händedesinfektion erforderlich. Vor der ersten Händedesinfektion sollten die Hände eine Minute lang (einschließlich Unterarmen und Ellenbogen) mit Flüssigseife gewaschen werden, obwohl die optimale Waschdauer nicht bekannt ist (O’Shaughnessy et al. 1991). Regelmäßiges Waschen mit Wasser und Seife vor Anwendung des Desinfektionsmittels hat keinen Effekt auf die Keimzahlreduktion. Bei aufeinander folgenden Eingriffen sollen die Hände nur dann gewaschen werden, wenn sie verschmutzt sind oder wenn zu viel Reste von Hautpflegemitteln vorhanden sind. > Zu häufiges Waschen der Hände schädigt die Haut. Einige Experten empfehlen, ganz auf die Waschphase bei der chirurgischen Händedesinfektion zu verzichten, wenn die Hände vor dem Betreten der OP-Abteilung mit Flüssigseife gewaschen wurden und eine hygienische Händedesinfektion durchgeführt worden ist (Labadie et al. 2002).

Auf regelmäßiges Bürsten vor der Händewaschung kann völlig verzichtet werden, ohne höhere Infektionsraten in Kauf zu nehmen (Berman 2004). Das kräftige Bürsten der gesamten Haut führt vielmehr zu einer unerwünschten zusätzlichen Keimfreisetzung aus den tiefen Hautschichten. Außerdem wird die Haut durch die starke mechanische Beanspruchung geschädigt, was bis zu toxischen oder allergischen Unverträglichkeitsreaktionen führen kann. Deshalb sollten nur bei sichtbaren Verschmutzungen Fingernägel und Nagelfalze gebürstet werden (Loeb et al. 1997). Die Bürsten werden in einem Reinigungs- und Desinfektionsgerät thermisch desinfiziert und müssen nicht zusätzlich sterilisiert werden.

331

Empfehlungen für das OP-Personal (nach CDC 1999; Geffers et al. 2001) 4 Bei Betreten des OP-Saals Tragen einer MundNasen-Maske, wenn im OP-Saal steriles Instrumentarium gerichtet ist, eine OP beginnt oder im Gange ist. Die Maske muss Mund und Nase bedecken und während der gesamten OP getragen werden (Kat. IB) 4 Bei Betreten des OP-Saals Tragen eines Haarschutzes, der Kopf- und Gesichtshaar vollständig bedeckt (Kat. IB) 4 Keine Benutzung von Überschuhen oder speziellen OP-Schuhen zur Vermeidung postoperativer Wundinfektionen (nur zum Personalschutz!) (Kat. IB/IV) 4 Das OP-Team muss sterile Handschuhe tragen. Anziehen steriler Handschuhe nach dem Anlegen der sterilen Kleidung (Kat. IB) 4 Das Material der OP-Kleidung und der Abdecktücher sollte auch im feuchten Zustand eine effektive Barriere gegen Flüssigkeitsdurchdringung darstellen (Kat. IB) 4 Wechsel der OP-Bereichskleidung bei sichtbarer Verschmutzung, Kontamination und/oder Verunreinigung mit Blut oder anderem potenziell infektiösem Material (Kat. IB) 4 Keine Empfehlung für die Reinigung der OP-Bereichskleidung, die Beschränkung des Gebrauchs auf die OP-Abteilung oder die Notwendigkeit eines Überkittels über der Bereichskleidung beim Verlassen der OP-Abteilung (Kat. III) 4 Fingernägel kurz halten und keine künstlichen Fingernägel tragen (Kat. IB) 4 Durchführung einer chirurgischen Händewaschung für die Dauer von 1 min, die die Hände und Unterarme bis zum Ellenbogen mit einbezieht. Nach dem Händewaschen sollten die Hände vom Körper weg gehalten werden (Ellenbogen in gebeugter Haltung), sodass die Flüssigkeit von den Fingerspitzen zu den Ellenbogen abläuft. Abtrocknen der Hände mit keimarmen Papierhandtüchern aus dem Spender. Anschließend Desinfektion der Hände und Unterarme mit einem geeigneten Mittel (3 min) und Anlegen von steriler Kleidung und sterilen Handschuhen. Nach kürzeren Operationen (<60 min) ist eine Händedesinfektion von einer Minute ohne nochmaliges Waschen ausreichend (Kat. IB) 4 Reinigung der Fingernägel vor Durchführung der ersten chirurgischen Händedesinfektion des Tages (Kat. II) 4 Kein Schmuck an den Händen und Unterarmen (Kat. II/IV)

25

332

Kapitel 25 · Operative Medizin

Kategorie IA: Maßnahme nachdrücklich empfohlen. Stützt sich auf gut geplante experimentelle, klinische oder epidemiologische Untersuchungen (Muss). Kategorie IB: Maßnahme nachdrücklich empfohlen. Stützt sich auf einige experimentelle, klinische oder epidemiologische Untersuchungen und rationale theoretische Überlegungen (Muss).

III

Kategorie II: Maßnahme zur Übernahme vorgeschlagen. Stützt sich auf hinweisende klinische oder epidemiologische Untersuchungen oder rationale theoretische Überlegungen (Soll). Kategorie III: keine Empfehlungen, ungelöste Frage. Vorgehensweisen, für die keine ausreichenden Hinweise oder kein Konsens bezüglich der Effektivität existieren (Nein). Kategorie IV: gesetzliche Vorschriften und Regelungen (Muss).

Umgang mit infiziertem oder kolonisiertem Personal Infiziertes oder kolonisiertes Personal war in zahlreichen Untersuchungen immer wieder die Quelle für Ausbrüche oder Häufungen postoperativer Wundinfektionen (Sherertz et al. 1996; Weber et al. 1996; Wenger et al. 1998). Daher muss in abteilungsinternen Verhaltensrichtlinien festgelegt werden, wie eine Übertragung von Mikroorganismen vom Personal auf Patienten verhindert werden soll. Zu solchen Maßnahmen zählt auch der Ausschluss von infiziertem oder kolonisiertem Personal vom operativen Eingriff und ggf. von der Arbeit. Personal, das infiziert oder kolonisiert ist, sollte direkten Patientenkontakt vermeiden. Dabei dürfen Betroffene nicht stigmatisiert werden (Bolyard et al. 1998).

25.2.2

Vorbereitung des Patienten

Es gibt eine Reihe prädisponierender Faktoren, die das Risiko einer postoperativen Infektion erhöhen (7 Kap. 6). Erst das Wissen um die verschiedenen Risikofaktoren erlaubt eine Stratifikation der Operationen (Surveillance) und ermöglicht gezielte Präventionsmaßnahmen bei der präoperativen Vorbereitung des Patienten.

Endogene Risikofaktoren Niedriges oder hohes Lebensalter führen zu reduzierten Abwehrfunktionen und stellen unabhängige Risikofaktoren für die Entstehung postoperativer Wundinfektionen dar (Scott et al. 2001; Smith et al. 2004; Harrington et al. 2004). Adipositas führt zu Infektionen im Bereich der Inzision durch reduzierte Durchblutung, vergrößertes Wundgebiet und operationstechnische Probleme und wird in zahlreichen Studien als ein unabhängiger Risikofaktor nachgewiesen (Canturk et al. 2003; Abboud et al. 2004; Harrington et al. 2004). Zusätzlich sind Übergewichtige häufiger Träger von S. aureus in der Nase (Herwaldt et al. 2004). Bei einigen Operationen ist Unterernährung, insbesondere wenn sie zu Proteinmangel führt, mit postoperativen Wundinfektionen, verzögerter Wundheilung oder Tod kor-

reliert (Hu et al. 1998; Pessaux et al. 2003). Erfahrene Chirurgen führen vor und nach einer großen elektiven Operation bei unterernährten Patienten eine zusätzliche Ernährung (parenteral oder enteral) durch, um eventuelle zusätzliche Komplikationen zu verhindern (Klein et al. 1996; Senkal et al. 1997). Das Risiko einer postoperativen Wundinfektion steigt bei Vorliegen einer Infektion an einer anderen Körperstelle. Deshalb sollten vor elektiven Eingriffen vorhandene Infektionen saniert werden (Cruse u. Foord 1980; Valentine et al. 1986). Staphylococcus aureus ist der häufigste Erreger postoperativer Wundinfektionen (Sharma et al. 2004). Ein wichtiger Risikofaktor dafür stellt die Kolonisation der Nase des Patienten mit S. aureus dar, insbesondere bei der Implantation großer Fremdkörper und kardiochirurgischen Eingriffen (Casewell 1998; Kalmeijer et al. 2000; Perl 2003). Durch die präoperative Applikation von intranasalem Mupirocin kann die postoperative Wundinfektionsrate um bis zu 55% reduziert werden (Usry et al. 2002), deshalb wurde von Kluytmans unabhängig vom Trägerstatus eine präoperative Sanierung vor kardiochirurgischen Eingriffen mit Mupirocinsalbe empfohlen (Kluytmans et al. 1996). Im Hinblick auf eine mögliche Mupirocinresistenzbildung wird dieses Vorgehen nicht von allen Verantwortlichen geteilt (Perl u. Golub 1998). Zudem konnte in neueren Studien die Wirkung von Mupirocin auf die Reduktion postoperativer Wundinfektionen nicht nachgewiesen werden (Perl et al. 2002; Suzuki et al. 2003). Deshalb wird empfohlen, nur S.-aureus-Träger präoperativ mit Mupirocin zu behandeln (Jernigan 2004). Ein verlängerter präoperativer Aufenthalt zeigt sich in zahlreichen Studien als Risikofaktor für die Entwicklung einer postoperativen Infektion. Allerdings muss hierbei bedacht werden, dass häufig schwerkranke und multimorbide Patienten zur besseren präoperativen Vorbereitung früher stationär aufgenommen werden müssen als weniger kranke Patienten (Lee 1996; Samuel et al. 2002; Herruzo-Cabrera et al. 2004). Es zeigt sich eine Korrelation zwischen erhöhten Werten von glykolisiertem Hämoglobin (HbA1c) und erhöhten Wundinfektionsraten (Gordon et al. 1997; Harrington et al. 2004). In einer neuen Fallkontrollstudie führten bereits präoperative Glukosewerte ab 126 mg/dl zu einem signifikant erhöhten Risiko, eine postoperative Mediastinitis nach Sternotomie zu erleiden (Wilson u. Sexton 2003). Erhöhte postoperative Glukosewerte (>200 mg/dl innerhalb 48 h postoperativ) führen ebenfalls zu einem erhöhten Wundinfektionsrisiko (Latham et al. 2001; Van den Berghe et al. 2001). Raucher haben in der Regel einen schlechteren Gesundheitsstatus als Nichtraucher, werden häufiger postoperativ auf Intensivstationen aufgenommen und besitzen eine höhere Letalität. Sie erkranken vor allem häufiger postoperativ an Atemwegsinfektionen. Nikotin verzögert möglifcherweise die primäre Wundheilung und kann das

25.2 · Präoperative Maßnahmen

Wundinfektionsrisiko erhöhen (Jones u. Triplett 1992; Abboud et al. 2004). Der Zusammenhang zwischen Rauchen und postoperativen Wundinfektionen kann allerdings nicht in allen Studien nachgewiesen werden (DelgadeRodríguez et al. 2003). Es wurde berichtet, dass leukozytenhaltige Bluttransfusionen das Risiko, postoperative Infektionen zu erleiden, erhöhen (Vamvakas u. Carven 1998). In 3 randomisierten Studien zeigte sich eine Verdoppelung des Wundinfektionsrisikos bei Karzinompatienten, bei denen eine elektive Kolonresektion durchgeführt wurde und die perioperativ Bluttransfusionen erhielten (Heiss et al. 1993; Vamvakas et al. 1996; Jensen et al. 1996). Bei einer Überprüfung fanden sich 12 verzerrende Faktoren, die einen Einfluss auf den beschriebenen Zusammenhang hatten. Der Effekt der Bluttransfusion auf die Infektionsrate war gering oder gar nicht vorhanden, sodass die früher ausgesprochene Empfehlung, auf perioperative Bluttransfusionen zur Verhütung postoperativer Wundinfektionen zu verzichten, nicht länger aufrechterhalten werden kann (Blajchman 1997). Andere Risikofaktoren sind Hypothermie <36°C (Kurz et al. 1996; Hunt u. Hopf 1997; Kluytmans u. Voss 2002), niedrige Sauerstoffsättigung (Greif et al. 2000), reduzierter Albuminspiegel (Scott et al. 2001), weibliches Geschlecht, niedriger Hämoglobinwert und postoperative Transfusionen (Swenne et al. 2004).

Exogene Risikofaktoren Präoperatives Duschen Die Haut des Patienten ist die Hauptquelle bakterieller Kontamination von sauberen OP-Wunden. Traditionell wurde der Patient deshalb vor elektiver Chirurgie gebadet oder geduscht, obwohl kein Anhalt für einen Einfluss auf die Infektionsrate besteht. Präoperatives Duschen mit antiseptischen Seifen reduziert signifikant die mikrobiologische Besiedlung der Haut (Garibaldi 1988; Paulson 1993; Seal u. Paul-Cheadle 2004). Allerdings konnte in keiner Studie eine Reduktion der postoperativen Wundinfektionsrate durch präoperatives Duschen mit antiseptischen Seifen nachgewiesen werden (Ayliffe et al. 1983, 1993; Rotter et al. 1988; Lynch et al. 1992; Kappstein 1993; Woodhead et al. 2002). Der Patient sollte sich am Vortag mit normaler hautschonender Seife baden oder duschen. Dabei muss auf eine gründliche Reinigung bestimmter Körperregionen wie Finger- und Fußnägel, Bauchnabel, Ohrmuscheln etc. geachtet werden. > Kein Einwirken einer Hautdesinfektion am Vortag über Nacht! Kein Eincremen von Gesicht und Körper mit einer fetthaltigen Creme oder Lotion!

Präoperative Haarentfernung Lange Zeit wurde der Patient präoperativ im Glauben rasiert, dass die Haarentfernung zu einer Reduktion der In-

333

fektionsrate führe. Traditionell wurde diese Handlung zumeist am Abend vor dem Eingriff durchgeführt. In einer systematischen Literaturrecherche (1966–1999) fanden sich 120 Arbeiten zum Thema präoperative Haarentfernung (Kjonniksen et al. 2002). Die Ergebnisse variieren von signifikant erhöhten bis zu gleich bleibenden Wundinfektionsraten nach präoperativer Rasur. Erwiesen ist, dass nach Rasuren mikroskopisch kleine Schnitte der Haut entstehen, die von Mikroorganismen infiziert werden und später als Fokus einer bakteriellen Streuung dienen und damit die postoperative Infektionsrate erhöhen können. Viele ältere Untersuchungen zeigen, dass die Nassrasur des OP-Feldes am Vorabend der Operation mit einem signifikant höheren Wundinfektionsrisiko verbunden ist als die Haarentfernung mit Enthaarungscremes oder der völlige Verzicht auf eine Haarentfernung (Seropian u. Reynolds 1971; Hamilton et al. 1977; Cruse u. Foord 1980; Olson et al. 1986; Mehta et al. 1988). In einer Untersuchung von Cruse beispielsweise betrug die Infektionsrate von rasierten Patienten 2,3%, von Patienten, deren Haare mittels Clipper entfernt wurden, 1,7% und 0,9% bei Patienten, die weder rasiert noch geclippt wurden (Cruse u. Foord 1973). Das Infektionsrisiko ist umso höher, je größer der Zeitraum zwischen Rasur und Operation ist. Rasuren unmittelbar vor dem operativen Eingriff besitzen das geringste Wundinfektionsrisiko (3,1%), innerhalb von 24 Stunden steigt die Rate auf 7,1% und über 24 Stunden beträgt sie mehr als 20% (Seropian u. Reynolds 1971). Die Benutzung von Enthaarungscremes geht mit dem niedrigsten Infektionsrisiko einher (verglichen mit Rasierern und Haarschneidemaschinen); diese Haarentfernungsmethode wird im englischsprachigen Raum bevorzugt empfohlen (Woodhead et al. 2002). Sie kann allerdings zu allergischen Hautreaktionen führen, was zu einer Verschiebung des operativen Eingriffs führen kann. Außerdem ist sie zeitaufwendig und führt häufig zu keinem befriedigenden Ergebnis. > Aus hygienischer Sicht kann vollständig auf eine präoperative Haarentfernung verzichtet werden (Winston 1992; Moro et al. 1996; Bekar et al. 2001). Keine Rasur am Vorabend!

Ist aus operationstechnischen Gründen eine Haarentfernung erwünscht, dann soll dies bei Rasur, auch wenn sie mittels eines Clippers durchgeführt wird, am besten unmittelbar vor der Operation geschehen. Untersuchungen haben gezeigt, dass auch das Clipping am Vorabend mit einem erhöhten Wundinfektionsrisiko einhergeht (4,0% vs. 1,8%) (Alexander et al. 1983; Masterson et al. 1984; Ko et al. 1992). Die Scherköpfe sollten nach Verwendung ausgewechselt, gereinigt und desinfiziert werden, z. B. durch 10-minütiges Einlegen in 60–70%igen Alkohol.

25

334

Kapitel 25 · Operative Medizin

Transport in die Operationsabteilung

III

Der Transport des Patienten in die OP-Abteilung erfolgt im Bett. Ein routinemäßig frisch bezogenes Bett vor und nach einem operativen Eingriff ist aus hygienischer Sicht nicht notwendig. Es genügt die Bettwäsche nur zu wechseln, wenn sie sichtbar verschmutzt ist. Jeder Patient trägt ein frisches Operationshemd mit oder ohne Unterwäsche und einen Haarschutz, der jedoch keinen Einfluss auf die postoperative Infektionsrate hat. Patienten können z. B. bei ambulanten Operationen den OP-Saal mit Straßenkleidung und -schuhen betreten, ohne dass höhere Infektionsraten zu befürchten sind (Woodhead et al. 2002). Patienten, die eine Lokal- oder Regionalanästhesie erhalten, tragen zumeist eine Maske. Da die Patienten häufig wach sind und sich mit dem Personal unterhalten, vermindert das Tragen einer Maske die Freisetzung respiratorischer Tröpfchen und damit potenziell pathogener Keime aus dem Nasen-Rachen-Raum. Allerdings sind Masken bei Patienten von zweifelhaftem Nutzen, da sie selbst beim OP-Team umstritten sind. In der sog. Patientenübergabe wird der Patient manuell (z. B. mit Hilfe eines Rollbrettes) oder mittels mechanischer Hebevorrichtung vom Bett auf die OP-Lafette umgelagert. Die Hebevorrichtungen werden nach jedem Patienten gereinigt bzw. gezielt desinfiziert. Eine Unterteilung der sog. Patientenschleuse in eine reine und in eine unreine Seite führt nicht zu einer signifikant erniedrigten Kontamination der Flächen der reinen Seite (Hambraeus et al. 1978; Rotter 1989). Es gibt auch keine wissenschaftlichen Daten und auch keine infektionsprophylaktischen Gründe, gesonderte Patientenschleusen für Patienten mit sog. »aseptischen«oder sog. »septischen«Operationen festzuschreiben (Kappstein et al. 1991; Hauer et al. 1998). Infizierte Wunden müssen mit einem trockenen Verband versehen sein, wenn sie in den Operationsbereich eingeschleust werden. Damit ist auch der potenzielle Infektionsherd abgedeckt.

Präoperative Hautdesinfektion Nach der Lagerung des Patienten wird das OP-Gebiet großflächig mit einem geeigneten Hautdesinfektionsmittel 3 min durch ärztliches Personal desinfiziert. Die Hautdesinfektion dient der Reduktion der Keime aus der Körperflora des Patienten. Über die Dauer der präoperativen Hautantiseptik werden kontroverse Angaben gemacht. Wahrscheinlich genügen in Analogie zur chirugischen Händedesinfektion 3 min unabhängig von der Art des Hautareals (talgdrüsenarme vs. talgdrüsenreiche Haut). Mit satt in Desinfektionsmittel getränkten sterilen Tupfern wird die Haut des OP-Gebiets in konzentrischen Kreisen beginnend von der vorgesehenen Inzision abgerieben. Das desinfizierte Gebiet sollte groß genug sein, um ggf. den Schnitt zu verlängern. Auch muss an die Austrittsstelle von

Drainagen gedacht werden (Hardin u. Nichols 1997). Die Tupfer werden dabei mehrmals gewechselt. Während der gesamten Einwirkzeit muss die zu desinfizierende Fläche satt benetzt und feucht gehalten werden (Christiansen 1995). Anschließend ist darauf zu achten, dass der Patient nicht in einer Desinfektionsmittelpfütze liegt, um Verbrennungen/Hautnekrosen beim Umgang mit dem Elektrokauter zu vermeiden. Als Hautdesinfektionsmittel werden in Deutschland zumeist PVP-Iod-Alkohol-Lösungen verwendet. Alkohol ist billig und das wirksamste, insbesondere schnell wirkende, Hautantiseptikum (Larson 1988). Außerdem wirkt er gegen Bakterien, Pilze und Viren; Sporen aber können resistent sein (Larson 1988; Hardin u. Nichols 1997). Ein Nachteil ist die leichte Entflammbarkeit. PVP-Iod besitzt ebenfalls ein breites Wirkspektrum (Hardin u. Nichols 1995). In englischsprachigen Ländern wird häufig Chlorhexidin (0,5% in 70%igem Alkohol) als Hautantiseptikum verwendet. Die fertige Lösung sollte in kleinen Einmalcontainern abgefüllt werden, die keinesfalls wieder befüllt werden dürfen. Mehrwegflaschen dürfen nur einen Tag lang benutzt werden, sonst besteht die Gefahr der Kontamination der Lösung (Woodhead et al. 2002).

Patientenabdeckung Der Patient wird von zwei steril eingekleideten Personen mit sterilen Tüchern abgedeckt. Die Handschuhe müssen danach nicht unbedingt gewechselt werden. Die verwendeten Tücher sind einfach gelegt und dürfen keine Löcher aufweisen. Beim Fixieren von Tüchern mit Tuchklemmen muss eine Verletzung der Haut vermieden werden. Laut Empfehlungen der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention sollen bei Operationen, bei denen mit Durchfeuchtung zu rechnen ist, flüssigkeitsundurchlässige Abdeckungen verwendet werden (Jalovaara u. Puranen 1989; Hoborn 1990; Werner u. Feltgen 1998). Es ist absehbar, dass Baumwollabdeckungen bald nicht mehr »Stand der Technik«sein werden und durch flüssigkeitsdichte Materialien ersetzt werden, die dem europäischen Standard prEN 13975 entsprechen. Aus hygienischer und ökologischer Sicht ist es unerheblich, ob Mehrweg- oder Einwegtücher verwendet werden (Garibaldi et al. 1986; Mangram et al. 1999; Rutala u. Weber 2001; Salzberger et al. 2004). Allerdings sollten keine Mischabdeckungen benutzt werden, da dadurch die ökologischen Nachteile von Baumwolle mit denen einer Einwegabdeckung addiert werden (Dettenkofer et al. 1999). Die Abdeckung des OP-Feldes mit Inzisionsfolien ist teuer und bringt keine infektiologischen Vorteile (Daschner et al. 1984; Breitner u. Ruckdeschel 1986; Chiu et al. 1993; Mangram et al. 1999).

335

25.3 · Intraoperative Maßnahmen

Empfehlungen zur präoperativen Patientenvorbereitung 4 Keine Empfehlung zur Verbesserung der Ernährungssituation chirurgischer Patienten zur Prävention postoperativer Wundinfektionen (Kat. III) 4 Wann immer möglich, sollten vor elektiven Eingriffen alle Infektionen außerhalb des Operationsgebietes identifiziert und behandelt werden. Der Eingriff sollte bis zur erfolgreichen Behandlung der Infektion verschoben werden (Kat. IA) 4 Keine Empfehlung zur präoperativen Anwendung von Mupirocin-Nasensalbe zur Prävention postoperativer Wundinfektionen (Kat. III) 4 Die präoperative Verweildauer sollte für eine adäquate OP-Vorbereitung so kurz wie möglich gehalten werden (Kat. II) 4 Bei Diabetikern sollte eine adäquate Kontrolle des Blutglukosespiegels erfolgen. Eine perioperative Hyperglykämie sollte vermieden werden (Kat. IB) 4 Patienten zum Nichtrauchen auffordern. Den Patienten instruieren, mindestens 30 Tage vor einem elektiven Eingriff keinen Tabak zu konsumieren (Kat. IB) 4 Keine Empfehlung zum Ausschleichen oder zur Unterbrechung von Steroidgaben vor elektiven Eingriffen (Kat. III) 4 Notwendige Blutprodukte sollten zur Prävention postoperativer Wundinfektionen nicht zurückgehalten werden (Kat. IB) 4 Keine Empfehlung von Maßnahmen, welche die Oxygenierung der Wunde verbessern sollen (Kat. III) 4 Patienten sollten am Abend vor der Operationbaden oder duschen (Kat. IB) 4 Eine präoperative Haarentfernung sollte nur dann erfolgen, wenn es operationstechnisch notwendig ist (Kat. IA) 4 Wenn eine Haarentfernung erforderlich ist, sollte diese unmittelbar vor der Operation bevorzugt mit einer elektrischen Haarschneidemaschine erfolgen (Kat. IA) 4 Gründliche Reinigung des Operationsgebiets einschließlich der Umgebung vor der Hautdesinfektion (Kat. IB) 4 Verwendung geeigneter Hautdesinfektionsmittel für die präoperative Hautdesinfektion (Kat. IB) 4 Präoperative Hautdesinfektion von der Mitte zum Rand hin. Bei der präoperativen Hautdesinfektion sollte das Gebiet so groß sein, dass der Schnitt evtl. noch verlängert oder an anderer Stelle gesetzt werden kann und auch die Durchtrittsstellle für den Drain mit berücksichtigt wird (Kat. II)

25.3

Intraoperative Maßnahmen

25.3.1

Perioperative Antibiotikaprophylaxe

Ziel einer perioperativen Antibiotikaprophylaxe (PAP) ist es, für den kritischen Zeitraum der Operation die intraoperative Kontamination so niedrig zu halten, dass die körpereigene Abwehr des Patienten eine Infektion verhindern kann. Eine PAP kann keine Wundinfektionen verhindern, die postoperativ entstehen (Sanderson 1993; 7 Kap. 6). Das zur perioperativen Prophylaxe ausgewählte Antibiotikum soll möglichst atoxisch, kostengünstig, kein Reserveantibiotikum und kein Breitspektrumantibiotikum sein und ein angemessenes antibakterielles Spektrum besitzen. Es soll einmalig verabreicht (»single shot«bei Einleitung, bei OP-Dauer über 3–4 h zweite Antibiotikadosis intraoperativ) und nie länger als 24 h gegeben werden (Gefahr der Keimselektion, Resistenzentwicklung, höhere Nebenwirkungen; Daschner u. Frank 2004). Operationen mit empfohlener Antibiotikaprophylaxe sind kardiochirurgische, neurochirurgische, thoraxchirurgische, traumatologische, gynäkologische Operationen, Magen- und Darmresektionen.

25.3.2

OP-Personal

Das OP-Personal gibt ständig abgeschilferte Epithelien ab, vor allem bei körperlicher Bewegung oder durch Reibung der Kleidung an der Haut. Da die Haut häufig mikrobiell besiedelt ist, werden mit den Epithelien auch Mikroorganismen in die Luft freigesetzt. Dabei ist die Anzahl der Mikroorganismen von der Anzahl und körperlichen Aktivität der Personen abhängig (Noble 1975). Deshalb sollen die Anzahl der Personen und der Personaldurchgang auf ein Minimum beschränkt werden. Bewegungen und Gespräche aller während der Operation anwesenden Personen sollen ebenfalls auf das Notwendigste reduziert werden (Hemker 1983). Zusätzlich sollen die Türen des OP-Saals während der Operation möglichst immer geschlossen bleiben (Ayliffe et al. 1993). Da nach dem Duschen mehr Epithelien freigesetzt werden, sollte das OP-Team nicht unmittelbar vor einem chirurgischen Eingriff duschen, insbesondere nicht vor Eingriffen mit Implantation großer Fremdkörper.

Asepsis und Operationstechnik Strikte Asepsis, die vom gesamten OP-Team eingehalten werden muss, ist die Grundlage der Prävention postoperativer Wundinfektionen. Aber auch alle anderen Personen, die sich in der Nähe des sterilen OP-Feldes aufhalten, z. B. Anästhesisten, müssen sich an diese Grundregeln halten (Paul et al. 1990; Wenger et al. 1998).

25

336

III

Kapitel 25 · Operative Medizin

Anästhesiepersonal führt viele invasive Eingriffe durch, wie z. B. das Legen zentralvenöser Venenkatheter und endotrachealer Tuben, darüber hinaus die Zubereitung und Gabe von i.v-Medikamenten. Fehler, die in diesem Zusammenhang gemacht werden, sind immer wieder Ursache für diverse Ausbrüche gewesen, wie z. B. die Benutzung einer Spritze für verschiedene Patienten oder kontaminierte Infusionspumpen (CDC 1990; Bennett et al. 1995; Herwaldt et al. 1996). Insbesondere in Notfallsituationen kann es durch fehlerhaftes Handling zu Ausbrüchen postoperativer Infektionen kommen (Rudnick et al. 1996). Um dies zu vermeiden, müssen die anerkannten Leitlinien in der Anästhesie eingehalten werden. Die chirurgische Technik hat einen bedeutenden Einfluss auf die postoperative Wundinfektionsrate (Holzheimer et al. 1997). Die Einführung neuer chirurgischer Techniken, wie z. B. biologische Osteosyntheseverfahren, zwei- oder mehrzeitige Verfahren bei komplexen Verletzungen oder initial offene Wundbehandlung bei offenen Frakturen, haben in den vergangenen Jahren mehr zur perioperativen Infektionsprophylaxe beigetragen als bauliche oder sonstige Hygienemaßnahmen (Hansis 1998). Überragende Bedeutung dabei hat das geschickte, geplante und gut trainierte und möglichst standardisierte Operieren. Zu einer exzellenten OP-Technik gehören sichere Blutstillung, gewebeschonendes Operieren, Vermeidung einer Hypothermie, Entfernung von devitalisiertem oder nekrotischem Gewebe, indizierter Umgang mit Drainagen und Nahtmaterial und Vermeidung von Totraumbildung (Mayhall 1993; Smilanich et al. 1995; Zacharias u. Habib 1996; Dellinger 1997). Elektrokauter sollten nur gezielt benutzt werden, da ihr Gebrauch die Rate an oberflächlichen Wundinfektionen erhöht (Meakins u. Masterson 2003). Alle Fremdkörper, einschließlich Nahtmaterial, Prothesen oder Drains, können eine Entzündung im OP-Gebiet fördern. Somit können selbst sehr geringe Keimzahlen zu einer postoperativen Infektion führen. Für das Nahtmaterial gilt, dass monofilamentäres Nahtmaterial die geringste infektionsverstärkende Wirkung besitzt (Garner 1993; Mayhall 1993). Die Entscheidung, einen Drain zu verwenden, die Auswahl des geeigneten Drains, die Lage der Austrittsstelle und die Liegedauer haben nachgewiesenermaßen einen Einfluss auf die Entwicklung einer postoperativen Wundinfektion. Drains, die durch die OP-Wunde austreten, erhöhen das Risiko einer Infektion im Wundbereich (Dougherty u. Simmons 1992). Deshalb sollen Drains durch eine separate Inzision ausgeleitet werden (Ehrenkranz u. Meakins 1992). Anstelle offener Systeme sollten geschlossene Drains verwendet werden (Moro et al. 1996). Sie müssen zeitig entfernt werden, da ihre bakterielle Kolonisation mit steigender Liegedauer zunimmt (Drinkwater u. Neil 1995). Insgesamt sollten Drainagen sehr zurückhaltend eingesetzt werden, da durch sie das Infektionsrisiko nicht gesenkt werden kann, auch wenn sie positive Effekte bei der Reduk-

tion von Toträumen, Hämatomen und Seromen besitzen (Parker u. Roberts 2001; Minnema et al. 2004). Der Wechsel des Skalpells nach dem Hautschnitt ist nicht notwendig, da er keinen Einfluss auf die postoperative Wundinfektionsrate hat.

Empfehlungen zur Asepsis und Operationstechnik 4 Einhaltung aseptischer Grundregeln beim Legen intravaskulärer Katheter (z. B. ZVK), Spinal- oder Epiduralkatheter oder beim Zubereiten und Verabreichen parenteraler Medikamente (Kat. IA) 4 Richten von sterilem Equipment und Lösungen erst unmittelbar vor Gebrauch (Kat. II) 4 Das Gewebe sollte möglichst schonend behandelt werden. Auf eine effektive Blutstillung sollte geachtet werden, devitalisiertes Gewebe und Fremdkörper sollten minimiert und Toträume im OP-Gebiet vermieden werden (Kat. IB) 4 Die Wunde sollte verzögert primär verschlossen werden oder zunächst offen bleiben und erst sekundär verschlossen werden, wenn sie stark kontaminiert ist (Kat. IB) 4 Sofern eine Drainage erforderlich ist, sollte nur eine geschlossene benutzt werden. Sie sollte bevorzugt durch eine separate Inzision und nicht durch die Operationswunde ausgeleitet werden. Die Drainage sollte möglichst zeitig entfernt werden (Kat. IB)

25.4

Postoperative Maßnahmen

25.4.1

Entsorgung der Instrumente

Benutztes Instrumentarium wird unmittelbar nach dem Eingriff ohne manuelle Vorreinigung in spezielle Entsorgungscontainer gegeben (VBG 1997, § 11). Dabei ist darauf zu achten, dass die Instrumente abgelegt und nicht geworfen werden. Die Instrumtentenentsorgungscontainer werden geschlossen zur Geräteaufbereitung gebracht (VBG 1997, § 27). Hierbei wird besonders auf eine gefahrlose Entsorgung spitzer Gegenstände geachtet (VBG 1997, § 13). Auf eine Nassentsorgung soll verzichtet werden, da diese aus hygienischer Sicht nicht erforderlich, umständlich und teuer ist. Zudem wird durch Reinigungs- und Desinfektionsmittel die Lebensdauer der Instrumente verkürzt (Chu et al. 1999). Ausnahmen von der Trockenentsorgung können gemacht werden, wenn keine zeitnahe Aufbereitung möglich ist, z. B. am Wochenende und nachts. Dann sollen die Instrumente in Reinigungslösung eingelegt werden, damit organisches Material nicht antrocknet. Nicht benutzte, saubere Instrumente bleiben in den Sterilcontainern und

337

25.4 · Postoperative Maßnahmen

werden ohne vorangehende Reinigung und Desinfektion in der Zentralsterilisation sterilisiert.

25.4.2

OP-Wäsche und Abfall

Schmutzige Abdeck-, Bauchtücher und die OP-Kittel werden in Wäschesäcken im OP-Saal entsorgt. Nicht benutzte und saubere (Mehrweg) Abdecktücher, Bauchtücher und Verbandsmaterialien werden sofort (ohne Waschen!) zum Sterilisieren gegeben. Angefallener Abfall wird im OP-Raum in entsprechende Abfallsäcke gegeben (Einteilung des Abfalls nach dem europäischen Abfallschlüssel).

Kleidung betreten werden, die bei der Rückkehr in den OP nur gewechselt werden muss, wenn sie verschmutzt ist. Dies ist insbesondere für die postoperative Versorgung des Patienten durch den Anästhesisten wichtig, der üblicherweise unmittelbar nachdem er den Patienten in den Aufwachraum begleitet hat, in den OP-Bereich zurückkehrt. Für den Rücktransport auf die Station benötigt der Patient in der Regel kein frisches postoperatives Bett. Das Bett kann zum Umlagern in den Aufwachraum geschoben werden, ohne dass zuvor irgendwelche Desinfektionsmaßnahmen (z. B. Absprühen der Räder) durchgeführt werden müssen.

25.4.7 25.4.3

Blei- und Gummischürzen

Nach jedem Eingriff werden Blei- und Gummischürzen gereinigt, bei Verschmutzung mit Körperflüssigkeiten, z. B. Blut, erfolgt eine gezielte Wischdesinfektion. Zum Trocknen werden sie auf Bügeln, z. B. in den Waschräumen, aufgehängt.

25.4.4

Gipsverbände

Müssen Gipsverbände angelegt werden, so sollte dies in einem separaten Gipsraum erfolgen. Das Hantieren mit Gipsbinden oder das Aufsägen eines getrockneten Gipsverbandes führt zu einer erheblichen Staubentwicklung. Wenn Gipsarbeiten im OP-Saal selbst stattfinden, dann muss wegen nachträglicher, ausgedehnter Reinigungsarbeiten eine längere Unterbrechung des laufenden OP-Programms in Kauf genommen werden.

25.4.5

Extubation

Intubation wie auch Extubation des Patienten können sowohl im OP-Saal selbst als auch in einem speziellen Einund/oder Ausleitungsraum durchgeführt werden. Ein Infektionsrisiko durch die freigesetzten Tröpfchen besteht für den nächsten Patienten nicht (RLT-Anlage!). Bei Patienten, die nachbeatmet werden müssen, findet die Extubation im Aufwachraum oder auf der Intensivstation statt.

25.4.6

Rücktransport des Patienten

Die postoperative Überwachung des Patienten erfolgt zumeist im Aufwachraum, der sich am besten in unmittelbarer Nähe zur OP-Abteilung befinden sollte. Er kann als grüne oder grün-weiße Zone geführt werden, d. h., der Aufwachraum kann auch von Personal in OP-Bereichs-

Postoperative Wundpflege

Das Ziel jeder Wundbehandlung ist die Unterstützung oder Wiederherstellung der physiologischen Wundheilung durch Beseitigung von Störfaktoren oder Mangelzuständen. Die chirurgische Wundversorgung dient einer ungestörten primären oder sekundären Wundheilung ohne Infektion (Fleischmann et al. 1998). Die Art des Verbandes richtet sich danach, ob die Inzision primär bzw. verzögert primär verschlossen wurde oder ob die Wunde einer Sekundärheilung überlassen wird. Die meisten chirurgischen Wunden werden primär verschlossen. Diese Wunden werden 24–48 Stunden mit einem sterilen Verband bedeckt. Ein Verbandswechsel ist danach nicht mehr erforderlich, wenn der unmittelbar nach der Operation angelegte Verband spätestens nach 48 Stunden entfernt wird (Chrintz et al. 1989). Ob ein Verband länger als 48 Stunden notwendig ist, ob Duschen oder Baden sich negativ auf die Wundheilung auswirkt, ist unklar (Neues u. Haas 2000). Primäre Wunden müssen nicht mit einem Desinfektionsmittel behandelt werden, nur die Austrittsstellen von Drainagen sollten regelmäßig antiseptisch behandelt werden, bis nach ihrer Entfernung die Haut wieder verschlossen ist. Nahtmaterial und Klammern sollten erst nach vorangegangener Desinfektion entfernt werden. Die Standardbehandlung von primär verzögerten und sekundär heilenden Wunden besteht aus der Applikation von Wundauflagen, die hydroaktiv, bioaktiv und bakterizid sein können. Sie schützen die Wunde und schaffen ein günstiges Heilungsmilieu. Als Verbandsmaterialien eignen sich Verbandsfolien aus Polyurethan, textile Wundauflagen, Hydrogele und Hydrokolloide, polymere Schwämme und silberhaltige Wundauflagen. Zur Säuberung und Stimulation der Granulation hat sich die sog. Biochirurgie mittels Fliegenlarven (Lucilia sericata) und die Vakuumversiegelung als brauchbar erwiesen (Fleischmann et al. 1998). Wundantiseptika dürfen nur nach sorgfältiger Indikationsstellung angewendet werden, da es sonst zu Wundheilungsstörungen kommen kann. Sie werden in der Regel bei infizierten oder sekundär heilenden Wunden, die unmittelbar infektionsgefährdet sind, verwendet. Geeignete

25

338

Kapitel 25 · Operative Medizin

Wirkstoffe zur Wundantiseptik sind z. B. Povidon-Iod, Octenidinhydrochlorid, Polihexanid, Taurolidin (Kramer et al. 2004). > Viele der angebotenen Antiseptika, insbesondere Lokalantibiotika, sind überflüssig und sogar schädlich!

III

Um eine Kontamination der Wunde von außen zu vermeiden, sollen beim Verbandswechsel sterile Handschuhe und sterile Instrumente verwendet werden (Asepsis!). Alternativ kann auch die sog. No-touch-Technik angewendet werden. Auch Wundspülflüssigkeiten müssen steril sein. Das häufig in der Chirurgie vorgenommene Spülen sekundär heilender Wunden mit Leitungswasser ist obsolet. Es besteht die Gefahr, die Wunden mit Wasserkeimen (häufig Pseudomonaden!) zu infizieren.

Empfehlungen zur postoperativen Wundpflege 4 Postoperativer Schutz einer primär verschlossenen Wunde durch einen sterilen Verband für 24–48 h (Kat. IB) 4 Händedesinfektion vor und nach jedem Verbandswechsel und Kontakt mit der Wunde (Kat. IB) 4 Beim Verbandswechsel sollte eine sterile Technik angewendet werden (Verwendung steriler Handschuhe oder No-touch-Technik mit sterilen Pinzetten) (Kat. II) 4 Schulung des Patienten und seiner Familie in der Durchführung einer ordnungsgemäßen Wundpflege und dem Erkennen von Symptomen einer Infektion (Kat. II) 4 Keine Empfehlung bezüglich der Notwendigkeit eines Verbandes bei primär verschlossenen Wunden über 48 h hinaus bzw. wann mit nicht abgedeckten Wunden wieder geduscht oder gebadet werden kann (Kat. III)

25.4.8

Reinigung und Desinfektion

Es ist notwendig, für jeden operativen Bereich neben einem Hygieneplan detaillierte Reinigungs- und Desinfektionspläne zu erstellen und regelmäßig zu überarbeiten (7 25.5.5). Sie müssen übersichtlich gestaltet und für jeden sichtbar aufgehängt werden, z. B. im Waschraum. Die Flächen von OP-Sälen, wie z. B. OP-Tische, Fußböden, Wände, Decken, Beleuchtung, spielen nur sehr selten als Quelle postoperativer Wundinfektionen eine Rolle. Es gibt bisher keine Daten, die die Notwendigkeit einer routinemäßigen Reinigung der Oberflächen zwischen aufeinander folgenden Operationen belegen, wenn nicht eine sichtbare Verschmutzung oder Kontamination vorliegt. Die CDC und auch die Hospital Infection Society Working Party empfehlen konsequenterweise, nur kontaminierte

Flächen mit einem (gelisteten) Desinfektionsmittel zu wischdesinfizieren. Ansonsten genügt zwischen den Eingriffen eine Reinigung der Flächen und des Fußbodens auch im OP-Saal. Nach dem letzten operativen Eingriff sollte eine Schlussdesinfektion der Flächen und des Fußbodens im OP-Saal erfolgen (Mangram et al. 1999; Woodhead et al. 2002). Die Kommission für Krankenhaushygiene und Infektonsprävention empfiehlt hingegen nach jeder Operation eine Wischdesinfektion der patientennahen Flächen, aller sichtbar kontaminierten Flächen und des gesamten begangenen Fußbodens des OP-Raumes (RKI 2000). Zur Vereinfachung kann empfohlen werden, zwischen den Operationen eine desinfizierende Reinigung der patientennahen Flächen, aller sichtbar kontaminierten Flächen und des Fußbodens um die OP-Lafette herum durchzuführen, da es während der Operation (je nach Fachgebiet) zu einer Kontamination in der Umgebung des Operationstisches kommt. Nach Abtrocknen (lufttrocknen lassen, nicht trockenwischen!) kann der Operationsraum wieder begangen und für den nächsten Eingriff vorbereitet werden. Unmittelbar nach Abschluss des OPProgramms erfolgt die desinfizierende Reinigung der patientennahen Flächen und des gesamten Fußbodens des OP-Saals, damit Kontaminationen nicht antrocknen können. Allerdings sollte die Fußbodendesinfektion im OP-Saal abhängig von der Fachdisziplin und dem jeweils üblichen Verschmutzungsgrad des Bodens während des Eingriffes individuell festgelegt werden. In Fachbereichen, in denen eine sichtbare Kontamination der Umgebung durch Blut eher selten gegeben ist, z. B. Stereotaxie, Augenheilkunde, genügt im Normalfall eine Reinigung. Die Reinigungs- und Desinfektionsarbeiten werden mit dem hausüblichen Reinigungssystem durchgeführt. Als Flächendesinfektionsmittel werden solche mit breitem Wirkungsspektrum bevorzugt (7 Kap. 12, 19). Dabei werden die Konzentrationen zur sog. Hospitalismusprophylaxe (DGHM-Liste, Einstundenwert) eingesetzt. Reinigungsund Desinfektionsmittellösungen sowie benutzte Lappen werden nach jeder Verwendung ausgewechselt. Die Reinigungsutensilien sollen nach Möglichkeit in einer Waschmaschine aufbereitet und anschließend trocken gelagert werden (7 Kap. 19). Außerhalb der OP-Säle in Nebenräumen, wie z. B. Wasch-, Einleitungsräumen etc., genügt eine routinemäßige Reinigung der Flächen. Nur bei sichtbarer Kontamination wird eine gezielte Wischdesinfektion durchgeführt. Da die mikrobielle Kontamination der Luft oder der Flächen nach einem »septischen«und »aseptischen«Eingriff nicht signifikant unterschiedlich sind, erfolgen bei allen operativen Eingriffen unabhängig von ihrer Wundkontaminationsklasse die gleichen Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen. Zusätzliche Desinfektionsmaßnahmen bei »septischen«Eingriffen sind nicht notwendig! Auch eine

339

25.5 · Verschiedenes

Stilllegung des OP-Saales für eine bestimmte Zeitdauer lässt sich nicht mit wissenschaftlichen Daten belegen. Dies gilt auch nach Operationen von Patienten mit krankenhaushygienisch relevanten Erregern, wie methicillinresistenten S. aureus (MRSA), vancomycinresistenten Enterokokken (VRE), Clostridium difficile oder Mycobacterium tuberculosis 7 Kap. 14). Auch hier muss die gezielte Desinfektion kontaminierter Flächen nicht mit den erhöhten Konzentrationen der RKI-Liste erfolgen. Diese sind speziellen Situationen und Erregern vorbehalten und sollten nur nach amtsärztlicher Anordnung eingesetzt werden. Die damit verbundene unnötige Geruchsbelästigung und Allergisierungsgefahr wird dadurch minimiert. > Insgesamt sollte aus Gründen der Kostenersparnis, des Personalschutzes (Allergisierungspotenzial) sowie des Umweltschutzes der Einsatz von Desinfektionsmitteln auf ein vernünftiges Minimum reduziert werden (Daschner et al. 1980).

Mit Desinfektionsmittel getränkte Fußmatten am Eingang des OP-Saals führen weder zu einer Keimreduktion des Fußbodens noch zu einer Keimreduktion auf den Schuhen des OP-Personals; die Keimzahl erhöht sich im Gegenteil noch, wenn die Matten nicht regelmäßig gewechselt werden (Ayliffe 1991; Daschner 2004). Zu einer Reduktion der postoperativen Wundinfektionsrate kommt es durch diese Maßnahmen nicht! Maki et al. konnten bereits 1982 zeigen, dass das Ausmaß der mikrobiellen Kontamination von Flächen in der Klinik nicht mit den nosokomialen Infektionsraten korreliert (Rekontamination!).

Empfehlungen zur Reinigung und Desinfektion 4 Bei sichtbaren Verschmutzungen oder Kontaminationen mit Blut oder anderen Körperflüssigkeiten auf Oberflächen oder Geräten während einer Operation Wischdesinfektion der betroffenen Stellen mit einem geeigneten Desinfektionsmittel vor der nächsten OP (Kat. IB) 4 Nach Operationen, die in die Wundkontaminationsklassen »kontaminiert«oder »septisch« eingeordnet werden, ist keine spezielle Reinigung/ Desinfektion oder Sperrung des OP-Saals erforderlich (Kat. IB) 4 Keine Anwendung von Fußmatten am OP-Eingang zur Infektionsprävention (Kat. IB) 4 Wischdesinfektion des Fußbodens des OP-Saals nach der letzten Operation des Tages (oder der Nacht) mit einem geeigneten Desinfektionsmittel (Kat. II) 4 Keine Empfehlung zur Desinfektion des Operationssaals zwischen Operationen, wenn keine sichtbare Verschmutzung von Oberflächen oder Geräten vorliegt (Kat. III)

25.4.9

Mikrobiologische Untersuchungen

Da keine standardisierten Parameter existieren, nach denen eine Beurteilung von Kontaminationsgraden der Luft oder von Oberflächen vorgenommen werden können, sind routinemäßige mikrobiologische Untersuchungen im OP-Saal nicht gerechtfertigt. So sind routinemäßig durchgeführte Nasen-Rachen-Abstriche beim OP-Personal, Abklatschuntersuchungen von Flächen, Händen oder gar vom Fußboden sowie eine Überprüfung sterilisierter Produkte überflüssig. Mikrobiologische Untersuchungen sollten nur im Rahmen epidemiologischer Untersuchungen bei klar definierten Fragestellungen gezielt durchgeführt werden, z. B. bei Auftreten einer postoperativen Wundinfektion durch Streptokokken der Gruppe A oder bei Epidemien, die durch ein- und denselben Erreger hervorgerufen werden (Dharan u. Pittet 2002). Selbst durch intraoperative Wundabstriche lassen sich postoperative Infektionen nicht vorhersagen; sie sind deshalb nutzlos (Bernhard et al. 2004).

25.4.10

Surveillance

Die prospektive Überwachung postoperativer Wundinfektionen, die auch ein Feedback der Daten an die Chirurgen beinhaltet, spielt eine entscheidende Rolle beim internen Qualitätsmanagement und ist geeignet, die Wundinfektionsrate zu senken (Haley et al. 1985). Mittlerweile schreibt das Infektionsschutzgesetz in § 23 vor, dass nosokomiale Infektionen sowohl in Krankenhäusern als auch in ambulant operierenden Zentren erfasst werden müssen. Ein derartiges System wurde zuerst für die USA von den CDC entwickelt (NNIS: National Nosocomial Infection Surveillance; Emori et al. 1991); inzwischen wurde auch für Deutschland ein entsprechendes Surveillancesystem für postoperative Wundinfektionen geschaffen. Es wird im Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS) verwendet (zur Erklärung der Konzepte und Methodik und insbesondere der Problematik der »Post-DischargeSurveillance« 7 Kap. 11.)

25.5

Verschiedenes

25.5.1

Baulich-funktionelle Anforderungen

Die Maßnahmen baulich-funktioneller Art im OP-Bereich sollen hauptsächlich der Prävention exogen bedingter postoperativer Wundinfektionen dienen. So sollen Operationsräume z. B. in sich abgeschlossen sein und möglichst wenige Türen besitzen. Wasserarmaturen und Bodeneinläufe innerhalb eines Operationsraumes sind nicht zulässig (Kat. IB).

25

340

III

Kapitel 25 · Operative Medizin

Wie aber Studien zeigen, haben Hygienemaßnahmen, äußere Faktoren und eine schonende OP-Technik einen weitaus größeren Einfluss auf die Rate postoperativer Wundinfektionen (Daschner u. Rüden 1997). Es liegen bisher keine Studien vor, die beweisen, dass durch Baumaßnahmen die Rate nosokomialer Infektionen gesenkt werden konnte (Unger u. Renner 1996; Einzelheiten zu Baumaßnahmen und Prävention nosokomialer Infektionen 7 Kap. 21).

25.5.2

Hygienemaßnahmen bei Hepatitis-B- und -C- sowie HIV-infizierten Patienten

Für Eingriffe bei Patienten mit parenteral übertragbaren Infektionen gelten die gleichen Hygienemaßnahmen wie bei allen anderen Patienten. Denn auch Patienten, bei denen diese Infektionen unbekannt sind, können infektiös sein. Sowohl der Schutz der Patienten als auch der Mitarbeiter muss beachtet werden! Eingriffe an Patienten mit parenteral übertragbaren Infektionen können an jede Stelle des OP-Programms platziert werden. OP-Mäntel und Abdecktücher sollen flüssigkeitsdicht sein, wenn mit einer Durchfeuchtung zu rechnen ist. Dabei spielt es keine Rolle, ob Einmal- oder Mehrwegmaterial verwendet wird. Es sollten doppelte Handschuhe getragen werden, da diese das Risiko einer Inokulation durch den sog. Abstreifeffekt reduzieren. Als zusätzlicher Schutz des Personals vor Blutkontakten dienen neben Handschuhen, Schutzkleidung, Schutzbrille, Masken, Visiere sowie die arbeitsmedizinisch indizierten Schutzimpfungen, insbesondere beim Auftreten von Aerosolen (Personalschutz! VBG 1997, § 7 Abs. 3). Stich- oder Schnittverletzungen während einer Operation müssen durch umsichtiges und konzentriertes Arbeiten mit scharfen und spitzen Gegenständen verhindert werden. Auf keinen Fall sollten Nadeln manuell gefasst und geführt werden, ein blindes Arbeiten bei unübersichtlichem OP-Situs muss durch eine Operationstechnik mit vermehrtem instrumentellen Arbeiten ersetzt werden! Nach Beenden der Operation werden die üblichen Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen durchgeführt. Keinesfalls müssen erhöhte Dosierungen der Desinfektionsmittellösungen oder verlängerte Einwirkzeiten verwendet werden. Mit Blut kontaminierte Wäsche wird als infektiöse Wäsche entsorgt. Abfall wird zum sog. Hausmüll gegeben (AS 180104 nach Europäischem Abfallkatalog).

25.5.3

Ambulantes Operieren

In den letzten Jahren hat die Zahl ambulant operierender Zentren (AOZ) im allgemeinchirurgischen Bereich, aber auch in speziellen operativen Fächern, wie Ophthalmolo-

gie, Gynäkologie etc. erheblich zugenommen. Gleichzeitig werden auch in Krankenhäusern vermehrt Eingriffe ambulant durchgeführt. > Das ambulante Operieren darf für den Patienten nicht mit einem höheren Infektionsrisiko verbunden sein. Für die ambulante Chirurgie werden die gleichen hygienischen Maßstäbe wie für die stationäre Chirurgie angelegt (Kappstein u. Salrein 1993, 1994; Grossart et al. 2000; Hauer 2003; Heudorf et al. 2003).

Allerdings müssen die ambulant operierenden Zentren nur den hygienischen Anforderungen genügen, die für die dort durchgeführten Eingriffe auch im Krankenhaus gelten würden. Beim ambulanten Operieren sind niedrigere nosokomiale Infektionsraten zu erwarten als bei stationären Eingriffen. Dies ist begründet zum einen in der Auswahl der Patienten (ASA-Klassen 1-2, keine präoperative Verweildauer) und zum anderen im Charakteristikum des OPTeams (erfahrene Fachärzte, hochspezialisierte Eingriffe in hoher Frequenz). Eine sorgfältige, schonende Operationstechnik und diszipliniertes Verhalten der Mitarbeiter sind auch hier die wichtigsten Maßnahmen zur Verhütung postoperativer Infektionen. Auch AOZ benötigen vernünftige Hygienestrukturen und ein sinnvolles Hygienemanagement. Hierzu gehört, dass ein Praxismitarbeiter zum Hygienebeauftragten ernannt wird. Für alle wichtigen Funktionsbereiche sollte ein AOZ über individuelle Reinigungs- und Desinfektionspläne und Merkblätter für wichtige Arbeitsabläufe als Grundlage für hygienisch einwandfreies Arbeiten verfügen. Diese sollten in unmittelbarer Nähe zum jeweiligen Arbeitsgang gut sichtbar aufgehängt und regelmäßig aktualisiert werden. In den Reinigungs- und Desinfektionsplänen sollten auch die mikrobiologischen Funktionsprüfungen aufgeführt sein, die in den einzelnen Praxisbereichen erforderlich sind.

Organisatorische und räumliche Anforderungen beim ambulanten Operieren 4 Deutliche räumliche Trennung von Sprechstundenbetrieb und OP-Bereich 4 Betreten des OP-Bereichs in Bereichskleidung mit Haarschutz und OP-Schuhen 4 Tragen einer chirurgischen Maske in den Eingriffsoder OP-Sälen 4 Ausreichend große und funktionell gestaltete Räume 4 Räumliche Trennung von Ein- und Ausleitung (aus psychologischen und organisatorischen Gründen, nicht aus hygienischen Gründen) 4 Ausreichende Anzahl von OP-Räumen mit geeigneter Waschmöglichkeit (außerhalb des OP-Saals mit 6

341

25.5 · Verschiedenes

4

4 4

4 4

4

25.5.4

geeigneter Armatur zur chirurgischen Händedesinfektion) Separater Raum für die Aufbereitung der Instrumente mit Trennung von unreiner und reiner Seite (Zugang von Sprechstundenbereich und OP-Bereich möglich) Möglichst maschinelle und thermische Desinfektion des Instrumentariums Schränke oder Regale für die Lagerung von Sterilgut, Medikamenten und Infusionsflaschen (am besten geschlossene Lagerung) Ausreichend große Arbeitsfläche zum Richten von Infusionen und Injektionen Für Reinigung und Desinfektion geeigneter Fußbodenbelag, z. B. PE, Terrazzo, Großsteinzeugplatte, (für Wände und Decken im OP-Saal, z. B. Glasfasergittergewebe mit Latexanstrich) Ausreichend große Fläche für die Sammelbehälter zur Entsorgung von OP-Wäsche und der verschiedenen Abfallfraktionen

Umweltschutz im operativen Bereich

In . Tabelle 25.1 sind einige Möglichkeiten für umweltbewusstes und kostensparendes Vorgehen im OP aufgeführt und den umweltbelastenden sowie oft auch kostenintensiven Alternativen gegenübergestellt. In der operativen Medizin steigt das Umwelt- und Kostenbewusstsein der Mitarbeiter und somit die Be-

4 Durchführung endoskopischer Untersuchungen, von Verbandswechsel, Repositionen oder Gipsanlagen in einem speziellen Raum im Sprechstundenbereich 4 Keine Multifunktionsräume für die genannten Aufgaben oder septische Eingriffe 4 RLT-Anlagen mit endständigem Schwebstofffilter sind entbehrlich (ausgenommen Implantation großer Fremdkörper), 4 Keine separaten OP-Räume für Operationen der Wundkontaminationsklassen »kontaminiert«und »septisch«, 4 Keine routinemäßige Wischdesinfektion der Flächen und Fußböden im OP-Bereich, je nach Art des Eingriffs genügt eine Reinigung. Bei sichtbarer Kontamination erfolgt die sofortige und gezielte Wischdesinfektion, 4 Personal- und Patientenvorbereitung entsprechen denen bei stationären Eingriffen, 4 Erfassung postoperativer Wundinfektionen nach IfSG § 23, z. B. AMBU-KISS (http://www.nrz-hygiene.de)

reitschaft, Arbeitsweisen neu zu überdenken und ggf. umzustellen. Das Angebot und der Einsatz von Einwegmaterialien nehmen stetig zu. Die bequeme Handhabung führt jedoch nicht notwendigerweise zu einer Verbesserung des Hygienestandards. Vielmehr gilt zu beachten, dass neben den oft erheblichen Anschaffungskosten zusätzliche Kosten für Lagerung und Abfallentsorgung entstehen. Durch die steigende Abfallmenge steigt die Umweltbelastung. Wiederauf-

. Tab. 25.1. Umweltschutz und Kosteneinsparung im OP Umweltbelastend

Umweltschonend

Ein Skalpell nur für die Hautinzision

Ein Skalpell für alle Schichten

Einwegrasierer

Wiederverwendbare Klinge Rasierapparat Haarschneidemaschine

Einwegthoraxdrainagensysteme

Wiederaufbereitbare Systeme

Einweg-Redon-Flaschen

Wiederaufbereitbare Redon-Flasche mit Spezialventil

Einwegabsaugsystem

Wiederaufbereitbares Absaugsystem

Einwegplastiküberschuhe

Waschbare OP-Schuhe

Einwegbauchtücher

Waschbare Bauchtücher

Einweginstrumente

Wiederaufbereitbare Instrumente

Industriell hergestellte Abwurfbehälter für sog. Sharps

Durchstichfeste, verschließbare Reinigungsu. Desinfektionsmittelkanister

Hautinzisionsfolien

Hautdesinfektion genügt

Routinemäßiger Handschuhwechsel nach dem Abdecken des Patienten

Kein Handschuhwechsel

PVC-Handschuhe

Latexhandschuhe (puderfrei)

Abdecken von vorgerichteten Instrumententischen mit sterilen Tüchern

Instrumententische unmittelbar vor OP- Beginn richten (wenn vorgerichtet wird, genügt eine Zweifachtuchabdeckung)

25

342

Kapitel 25 · Operative Medizin

. Tab. 25.1. (Fortsetzung)

III

Umweltbelastend

Umweltschonend

Chirurgische Händedesinfektion 5 min

Händedesinfektion 3 min

Händewaschen vorher >2 min

Händewaschen 1 min

Hautdesinfektion 5 min

Hautdesinfektion 3 min

Reinigungssystem: 2-Eimer-System

Bezugswechselverfahren

Papiersterilverpackung 3-fach

Papiersterilverpackung 2-fach

Krepp-Papiersterilverpackung

Metallcontainer

Naßentsorgung der Instrumente in Desinfektionsmittellösung

Trockenentsorgung, Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Routinemäßige Desinfektion aller Flächen und Fußböden

Routinemäßige Desinfektion nur im OP-Saal

Chemische Instrumentendesinfektion

Thermische Instrumentendesinfektion

Routinemäßige Umgebungsuntersuchungen

Umgebungsuntersuchungen nur bei definierter Fragestellung

Wechsel der Bereichskleidung nach Toilettenbesuch

Kein Kleiderwechsel

RLT-Anlage tags und nachts auf Volllastbetrieb

Reduktion des Betriebs der RLT-Anlage am Ende des OP-Programms oder ggf. ausschalten

bereitbare Materialien stellen eine kostengünstige und umweltschonende Alternative dar. Ebenso kann durch einen reduzierten und gezielten Einsatz von Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen neben einer deutlichen Kostenreduktion die Umwelt geschont werden.

25.5.5

Für die bauliche Gestaltung einer OP-Abteilung müssen sowohl funktionelle als auch hygienische Erfordernisse berücksichtigt werden. Es sollten möglichst umweltschonende Materialien verwendet werden, sodass ein hoher hygienischer Standard bei möglichst geringer Belastung der Umwelt erreicht und gehalten werden kann.

Reinigungs- und Desinfektionsplan für operative Abteilungen

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches Vor und nach Patientenkontakt

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor invasiven Maßnahmen (z. B. vor Blutentnahme, Injektionen, Anlage von Blasen- und Venenkathetern etc. Nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen). Nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel: ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind; verreiben, bis Hände trocken sind (30 s); kein Wasser dazugeben

Chirurgische Händedesinfektion

Vor operativen Eingriffen

Seife: Hände und Unterarme 1 min waschen und bei Bed. Nägel und Nagelfalze bürsten, trocknen Alkoholisches Händedesinfektionsmittel

Während 3 min portionsweise auf Händen und Unterarmen verreiben

Hautdesinfektion

Vor operativen Eingriffen

Alkoholisches Hautdesinfektionsmittel PVP-Iod-Alkohol-Lösung

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (3 min)

Schleimhautdesinfektion

z. B. vor Anlage von Blasenkathetern

Schleimhautdesinfektionsmittel

Unverdünnt auftragen (1 min)

Instrumente (bei Verletzungsgefahr: vorheriges Einlegen in Instrumentendesinfektionsmittel)

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Thermodesinfizieren, ggf. zusätzl. sterilisieren

6

Einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, ggf. zusätzl. sterilisieren

343

25.5 · Verschiedenes

Was

Wann

Womit

Absauggefäß inkl. Verschlussdeckel und Verbindungsschläuche

Täglich und bei Bedarf Bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder

Beatmungsbeutel

Wie

Instrumentendesinfektionsmittel

Einlegen, abspülen, trocknen

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Staubfrei und trocken aufbewahren

Nach Kontamination

Mit Alkohol (70%) oder Reinigungsund Desinfektionsautomat

Drainageflaschen (Mehrweg: Redon, Bülau, Monaldi)

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Zusätzl. sterilisieren

Haarschneidemaschine/ Rasierapparat

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Reinigen, wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Einlegen (10 min), trocknen oder reinigen, sterilisieren

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder

Blutdruckmanschette

Scherkopf bzw. Schermesser Nagelbürste

Instrumentenreiniger Standgefäß mit Kornzange

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren

Einlegen, abspülen, trocknen, verpacken, sterilisieren

Einmal täglich

Reinigen, verpacken, sterilisieren

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren

Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Trommeln (Filterwechsel nach Herstellerangabe)

Einmal täglich

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

OP-Geräte, Mobiliar

Einmal täglich Nach Kontamination

OP-Tisch

Nach jedem Patienten

OP-Leuchte

Einmal täglich Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Waschbecken (inkl. Armaturen)

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen, trocknen

Strahlregler

Einmal/Woche

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Fußboden um OP-Lafette

Nach jedem Eingriff Nach Kontamination

Hausübliches Reinigungssystem Flächendesinfektionsmittel

Stauschlauch

Stethoskop

Reinigen Wischdesinfizieren Zusätzl. sterilisieren

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Flächendesinfektionsmittel oder automatische Waschstraße

Reinigen, wischdesinfizieren

Wischdesinfizieren

Nach Kontamination: nach Verunreinigung mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (siehe entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (Näheres s. oben und 7 Kap. 19). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial).

4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten. 4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Nach Wischdesinfektion Benutzung der Flächen, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen Vorratsbehälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

25

344

Kapitel 25 · Operative Medizin

Literatur

III

Abboud CS, Wey SB, Baltar VT (2004) Risk factors for mediastinitis after cardiac surgery. Ann Thorac Surg 77: 676–683 Alexander JW, Fischer JE, Boyajian M, Palmquist J, Morris MJ (1983) The influence of hair removal methods on wound infections. Arch Surg 118: 347–352 Alwitry A, Jackson E, Chen H, Holden R (2002) The use of surgical facemasks during cataract surgery: is it necessary? Br J Ophthalmol 86: 975–977 Arbeitskreis »Krankenhaushygiene«der AWMF (2003) Händedesinfektion und Händehygiene. Hyg Med 28: 129–133 Ayliffe GA (1991) Role of the environment of the operating suite in surgical wound infection. Rev Infect Dis 13 (Suppl 10): 800–804 Ayliffe GA, Noy MF, Babb JR, Davies JG, Jackson J (1983) A comparison of pre-operative bathing with chlorhexidine-detergent and nonmedicated soap in the prevention of wound infection. J Hosp Infect 4: 237–244 Ayliffe GAJ, Lowbury EJL, Geddes AM, Williams JD (eds) (1992) Control of hospital infection. A practical handbook, 3rd edn. Chapman & Hall Medical, London Ayliffe GAJ, Collins BJ, Taylor LJ (1993) Hospital aquired infection – principles and prevention, 2nd edn. Butterworth-Heinemann, Oxford Bekar A, Korfali E, Dogan S, Yilmazlar S, Baskan Z, Aksoy K (2001) The effect of hair on infection after cranial surgery. Acta Neurochir (Wien) 143: 533–536; discussion 537 Bennett SN, McNeil MM, Bland LA, Arduino MJ et al. (1995) Postoperative infections traced to contamination of an intravenous anesthetic, propofol. N Engl J Med 333: 147–154 Berman M (2004) One hospital’s clinical evaluation of brushless scrubbing. AORN J 79: 349–354, 357–358 Bernhard L, Sadowski C, Monin D, Stern R, Wyssa B, Rohner P, Lew D, Hoffmeyer P, Groupe d’Etude sur l’Ostéite (2004) The value of bacterial culture during clean orthopedic surgery: a prospective study of 1036 patients. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 512–514 Blajchman MA (1997) Allogenic blood transfusions, immunomodulation, and postoperative bacterial infection: do we have the answers yet? Transfusion 37: 121–125 Bolyard EA, Tablan OC, Williams WW, Pearson ML, Shapiro CN, Deitchman Sd et al. (1998) Guideline for infection control in healthcare personnel, 1998. Hospital Infection Control Practices Advisory Committee. Am J Infect Control 26: 289–354 Boyce JM, Pittet D (2002) Guideline for Hand Hygiene in Health-Care Settings: recommendations of the Healthcare Infection Control Practice Advisory Committee and the HICPAC/SHEA/APIC/IDSA Hygiene Task Force. Infect Control Hosp Epidemiol 23 (Suppl 12): 3–40 Breitner S, Ruckdeschel G (1986) Bakteriologische Untersuchungen über den Nutzen von Inzisionsfolien bei orthopädischen Operationen. Unfallchirurgie 12: 301–304 Canturk Z, Canturk NZ, Cetinarslan B, Utkan NZ, Tarkun I (2003) Nosocomial infections and obesitiy in surgical patients. Obes Res 11 (6): 769–775 Carlton JE et al. (1997) Percutaneous injuries during oral and maxillofacial surgery procedures. J Oral Maxillofac Surg 55: 553–556 Carter R (1990) Ritual and risk. Nursing Times 86: 63–64 Casewell MW (1998) The nose: an underestimated source of Staphylococcus aureus causing wound infection. J Hosp Infect 40: 3–11 CDC (1990) Centers for Disease Control. Postsurgical infections associated with an extrinsically contaminated intravenous anesthetc agent – California, Illinois, Maine, and Michigan. MMWR 39: 436– 427, 433 CDC (1992) Centers for Disease Control. Postsurgical infections associated with nonsterile implantable devices. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 41: 263

Chiu KY, Lau SK, Fung B, Ng KH, Chow SP (1993) Plastic adhesive drapes and wound infection after hip fracture surgery. Aust NZ J Surg 63: 798–801 Chrintz H, Vibits H, Cordtz TO, Harreby JS, Waadegaard P, Larsen SO (1989) Need for surgical wound dressing. Br J Surg 76: 204–205 Christiansen B (1995) Untersuchungen zur Wirksamkeit der Hautdesinfektion mit 70% Isoporopanol in Feuchtbereichen der Haut (Axilla, Leiste). Immun Infekt 1 (Suppl): 96 Chu NS, Chan-Mayers H, Ghazanfari N, Antonoplos P (1999) Levels of naturally occuring microorganisms on surgical instruments after clinical use and after washing. Am J Infect Control 27: 315–319 Cruse PJ, Foord R (1973) A five-year prospective study of 23.649 surgical wounds. Arch Surg 107: 206–210 Cruse PJ, Foord R (1980) The epidemiology of wound infection: a 10 year prospective study of 62.939 wounds. Surg Clin North Am 60: 27–40 Daschner F (2003) Letters to the editor. Re: Marchetti MG, Finzi G, Cugini P, Manfrini M, Salvatorelli G (2003) Hospital use of decontamination mats. J Hosp Infect 55: 68–72; J Hosp Infect 56: 166–167 Daschner F, Frank U (2004) Antibiotika am Krankenbett. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio, S 228–231 Daschner F, Rüden H (1997) Hygiene in Operationsabteilungn. Empfehlungen des Nationalen Referenzzentrums für Krankenhaushygiene. Chirurg 68: 941–944 Daschner F, Rabbenstein G, Langmaack H (1980) Flächendekontamination zur Verhütung und Bekämpfung von Krankenhausinfektionen. DMW 105: 325–329 Daschner F et al. (1984) Einfluß von Plastikinzisionsfolien auf die postoperative Wundinfektionsrate? Chir Praxis 34: 357–358 Delgade-Rodríguez M, Medina-Cuadros M, Martínez-Gallego G et al. (2003) A Prospective Study Of Tobacco Smoking As A Predictor Of Complications In General Surgery. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 37–43 Dellinger EP (1997) Surgical infections and choice of antibiotics. In: Sabiston DC (ed) Textbook of surgery. The biological basis of modern surgical practice, 15th edn. Saunders, Philadelphia, pp 264–280 Dettenkofer M, Grießhammer R, Scherrer M, Daschner F (1999) Einwegversus Mehrweg-Patientenabdeckung im Operationssaal. Chirurg 70: 485–492 Dettenkofer M, Scherrer M, Hoch V, Glaser H, Schwarzer G, Zentner J, Daschner F (2003) Shutting down operating theater ventilation when the theater is not in use: infection control and environmental aspects. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 596–600 Deutschsprachiger Arbeitskreis für Krankenhaushygiene (1999) Anforderungen an Handschuhe zur Infektionsprophylaxe im Gesundheitswesen. Hyg Med 24: 310–316 Dharan S, Pittet D (2002) Environmental controls in operating theatres. J Hosp Infect 51: 79–84 Dougherty SH, Simmons RL (1992) The biology and practice of surgical drains. Part II. Curr Probl Surg 29: 635–730 Drinkwater CJ, Neil MJ (1995) Optimal timing of wound drain removal following total joint arthroplasty. J Arthroplasty 10: 185–189 Ehrenkranz NJ, Meakins JL (1992) Surgical infections. In: Bennett JV, Brachman PS (eds) Hospital Infections. 3rd edn. Boston: Little, Brown, pp 685–710 Emori TG, Culver DH, Horan TC, Jarvis WR et al. (1991) National Nosocomial Infection Surveillance System (NNIS): description of surveillance methodology. Am J Infect Control 19: 9 Faoagali MBB et al. (1995) Comparison of the immediate, residual and cumulative antibacterial effects of Novaderm R, Novascrub R, Betadine Surgical Scrub, Hibilens and liquid soap. AJIC 23: 337–343 Fleischmann W, Russ MK, Moch S (1998) Chirurgische Wundbehandlung. Chirurg 69: 222–232 Garibaldi RA (1988) Prevention of intraoperative wound contamination with chlorhexidine shower and scrub. J Hosp Infect 11 (Suppl B): 5–9

345 Literatur

Garibaldi RA, Maglio S, Lerer T,, Becker D, Lyons R (1986) Comparison of nonwoven and woven gown and drape fabric to prevent intraoperative wound contamination and postoperative infection. Am J Surg 152: 505–509 Garner JS (1993) The CDC Hospital Infection Control Practices Advisory Committee. Amm J Infect Control 21: 160–162 Gastmeier P, Geffers C, Koch J, Sohr D et al. (1999) Surveillance noskomialer Infektionen: Das Krankenhaus-Infektions-Surveillance-System (KISS). J Lab Med 23: 173 Geffers C, Gastmeier P, Daschner F, Rüden H (2001) Prävention postoperativer Wundinfektionen, State of the art. Zentralbl Chir 126: 84–92 Gordon SM, Serkey JM, Barr C, Cosgrove D, Potts W (1997) The relationship between glykosylated hemoglobin (hgA1c) levels and postoperative infections in patients undergoing primary coronary artery bypass surgery (CABG). Infect Control Hosp Epidemiol 18: 29 Granzow JW, Smith JW, Nichols RL, Waterman RS, Muzik AC (1998) Evaluation of the protective value of hospital gowns against blood strike-through and methicillin-resistant Staphylococcus aureus penetration. Am J Infect Control 26: 85–93 Greif R, Akca O, Horn EP, Kurz A, Sessler DI (2000) Supplemental perioperative oxygen to reduce the incidence of surgical-wound infection. Outcomes Research Group. N Engl J Med 342: 161–167 Grossart B, Schwind B, Daschner F (2000) Modernes Hygienemanagement beim Ambulanten Operieren aus interdisziplinärer Sicht. ambulant operieren 2: 1–7 Haley RW, Culver DH, White JW, Morgan WM et al. (1985) The efficacy of infection surveillance and control programs in preventing nosocomial infections in US hospitals. Am J Epidemiol 121: 182 Hambraeus A, Hoborn J (1998) Kontamination der Operationswunde: Die Bedeutung von Abdeckmaterialien und Bereichskleidung. Hyg Med 23: 152–156 Hambraeus A, Bengtsson S, Laurell G (1978) Bacterial contamination in a modern operating suite. Effect of a zoning system on contamination of floors and other surfaces. J Hyg 80: 57 Hamilton HW, Hamilton KR, Lone FJ (1977) Preoperative hair removal. Can J Surg 20: 269–275 Hansis M (1998) Infektionsschutzmaßnahmen bei der Wundversorgung. Vortrag beim Hygiene und Umwelt Forum Siegen e. V. Hardin WD, Nichols RL (1995) Aseptic technique in the operating room. In: Fry DE (ed) Surgical infections.: Little, Brown, Boston, pp 109– 118 Hardin WD, Nichols RL (1997) Handwashing and patient skin preparation. In: Malangoni MA (ed) Critical issues in operating room management. Lippincott-Raven, Philadelphia, pp 133–149 Harrington G, Russo P, Spelman D et al. (2004) Surgical-site infection rates and risk factor analysis in coronary artery bypass graft surgery. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 472–476 Hauer T (2003) Sinnvolle und nicht sinnvolle krankenhaushygienische Maßnahmen beim Ambulanten Operieren. ambulant operieren 4: 148–152 Hauer T, Rüden H, Daschner F (1998) Anforderungen der gesetzlichen Unfallversicherung (GUV) an Krankenhäuser, die sich an der stationären Arbeitsunfallverletzter beteiligen: Stellungnahme des Nationalen Referenzzentrums für Krankenhaushygiene. Chirurg 69: 924–927 Hauer T, Troidl H, Rüden H, Daschner F (2002) Sinnvolle und nicht sinnvolle Hygienemaßnahmen in der Chirurgie. Chirurg 73: 375–379 Hedderwick SA, McNeill SA, Lyons MJ, Kauffman CA (2000) Pathogenic organisms associated with artificial fingernails worn by healthcare workers. Infect Control Hosp Epidemiol 21: 505–509 Heiss MM, Mempel W, Jauch KW, Delanoff C et al. (1993) Beneficial effect of autologous blood transfusion on infectious complications after colorectal cancer surgery. Lancet 342: 1328 Hemker K (1983) Luftkeimzahl während Operationen. Langenbeck Arch Chir 359: 93–99

Herruzo-Cabrera R, Lopez-Gimenez R, Diez-Sebastian J, Lopez-Acinero MJ, Banegas-Banegas JR (2004) Surgical site infection of 7301 traumatologic inpatients (divid in two sub-cohorts, study and validation): modifiable determinants and potenzial benefit. Eur J Epidemiol 19: 163–169 Herwaldt LA, Cullen JJ, French P, Hu J, Pfaller MA, Wenzel RP, Perl TM (2004) Preoperative risk factors for nasal carriage of Staphylococcus aureus. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 481–484 Herwaldt LA, Pottinger J, Coffin SA (1996) Nosocomial infections associated with anesthesia. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 655– 675 Heudorf U, Hofmann H, Kutzke G, Otto U (2003) Hygiene beim ambulanten Operieren. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 46: 756–764 Hoborn J (1990) Wet strike-through and transfer of bacterial through operating barrier material. Hyg Med 15: 15–20 Holzheimer RG, Haupt W, Thiede A, Schwarzkopf A (1997) The challenge of postoperative infections: does the surgeon make a difference? Infect Control Hosp Epidemiol 18: 449–456 Hu SS, Fontaine F, Kelly B, Bradford DS (1998) Nutritional depletion in staged spinal reconstructive surgery. The effect of total parenteral nutrition. Spine 23: 1401–1405 Humphreys H, Taylor EW (2002) Operating theatre ventilation standards and the risk of postoperative infection. J Hosp Infect 50: 85–90 Humphreys H, Marshall RJ, Ricketts VE, Russell AJ, Reeves DS (1991) Theatre over-shoes do not reduce operating theatre floor bacterial counts. J Hosp Infect 17: 117–123 Humphreys H, Russell AJ, Marshall RJ, Ricketts VE, Reeves DS (1991) The effect of surgical theatre headgear on bacterial counts. J Hosp Infect 19: 175–180 Hunt TK, Hopf HW (1997) Wound healing and wound infection. What surgeons and anesthesiologists can do. Surg Clin North Am 77: 587–606 Jalovaara P, Puranen J (1989) Air bacterial and particle counts in toral hip replacement operations using non-woven and cotton gowns and drapes. J Hosp Infect 14: 333–338 Jensel SL et al. (1997) Double gloving as self protection in abdominal surgery. Eur J Surg 163: 163–167 Jensen LS, Kissmeyer-Nielsen P, Wolff B, Qvist N (1996) Randomised comparison of leucocyte-depleted versus buffy-coat-poor blood transfusion and complications after colorectal surgery. Lancet 348: 841 Jernigan JA (2004) Is the burden of Staphylococcus aureus among patients with surgical-site infections growing? Infect Contro Hosp Epidemiol 25: 457–460 Jones JK, Triplett RG (1992) The relationship of cigarette smoking to impaired intraoral wound healing: a review of evidence and implications for patient care. J Oral Maxillofac Surg 50: 237–239 Kalmeijer MD, van Nieuwland-Bollen E, Bogaers-Hofman D, de Baere GAJ, Kluytmans JAJW (2000) Nasal carriage of Staphylococcus aureus is a major risk factor for surgical-site infections in orthopedic surgery. Infect Control Hosp Epidemiol 21: 319–323 Kappstein I (1993) Kult oder Notwendigkeit: Die chirurgische Waschzeremonie und die Patientenvorbereitung. In: Schweins M, Holthausen U, Troidl H, Neugebauer E, Daschner F (Hrsg) Hygiene im chirurgischen Alltag – Traditionen, Glaubensbekenntnisse, Fakten. De Gruyter, Berlin, S 77–82 Kappstein I, Salrein G (1993) Anforderungen an die Hygiene (Teil 1). ambulant operieren 1: 8–10 Kappstein I, Salrein G (1994) Anforderungen an die Hygiene (Teil 2). ambulant operieren 1: 11–16 Kappstein I, Matter H-P, Frank U, Meier L, Daschner F (1991) Hygienische und ökonomische Bedeutung von Schleusen im Krankenhaus. Die bauliche Umsetzung der Richtlinie des Bundesgesundheitsamtes. DMW 116.JG Nr 43: 1622–1627

25

346

III

Kapitel 25 · Operative Medizin

Kappstein I, Schulgen G, Waninger J, Daschner F (1993) Mikrobiologische und ökonomische Untersuchungen über verkürzte Verfahren für die chirurgische Händedesinfektion. Chirurg 64: 400–405 Kjonniksen I, Andersen BM, Sondenaa VG, Segadal L (2002) Preoperative hair removal – a systematic literature review. Aorn 75: 928–940 Klein JD, Hey LA, Yu CS, Klein BB, Coufal FJ, Young EP et al. (1996) Perioperative nutrition and postoperative complications in patients undergoing spinal surgery. Spine 21: 2676–2682 Kluytmans J, Voss A (2002) Prevention of postsugical infections: some like it hot. Curr Opin Infect Dis 15: 437–432 Kluytmans JA, Mouton JW, vanden Bergh MF, Manders MJ, Maat A et al. (1996) Reduction of surgical-site infections in cardiothoracic surgery by elimination of nasal carriage of Staphylococcus aureus. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 780–785 Knopf H-J (2000) Reduziert der Mund-Nasen-Schutz die Rate nosokomialer Infektionen nach transurethraler Prostataresektion? Hyg Med 25: 19–22 Ko W, Lazenby WD, Zelano JA, Isom W, Krieger KH (1992) Effects of shaving methods and intraoperative irrigation on suppurative mediastinits after bypass operations. Ann Thorac Surg 53: 301–305 Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (2000) Händehygiene. Bundesgesundheitsbl 43: 230–233 Kralj N, Beie M, Hofmann F (1999) Chirurgische Handschuhe – wie gut schützen sie vor Infektionen? Gesundheitswesen 61: 398–403 Kramer A, Daeschlein G, Kammerlander G et al. (2004) Konsensusempfehlung zur Auswahl von Wirkstoffen für die Wundantiseptik. Hyg Med 29: 147–157 Kurz A, Sessler DI, Lenhardt R (1996) Perioperative normothermia to reduce the incidence of surgical-wound infectionand shorten hospitalization. Study of Wound Infection and Temperature Group. N Engl J Med 334: 1209–1215 Labadie J-C, Kampf G, Lejeune B, Exner M, Cottron O, Girard R, Orlick M, Goetz ML, Darbord J-C, Kramer A (2002) Empfehlung zur chirurgischen Händedesinfektion, Anforderungen, Durchführung, Forschungsbedarf. Hyg Med 27: 166–168 Larson E (1988) Guideline for use of topical antimicrobial agents. Am J Infect Control 16: 253–266 Larson EL (1995) APIC guideline for handwashing and hand antisepsis in health care settings. AJIC 23: 251–269 Latham R, Lancaster AD, Covington JF, Pirolo JS, Thomas CS Jr (2001) The association of diabetes and glucose control with surgical-site infections among cardiothoracic surgery patients. Infect Control Hosp Epidemiol 22: 607–612 Lee JT (1996) Operative complications and quality improvement. Am J Surg 171: 545–547 Lewis JA, Brown PL (1998) Breaking the comfort barrier in impervious gowns. Surgical Services Management 4: 29–38 Lewis DA, Weymont G, Nokes CM et al. (1990) A bacteriological study of the effect on the environment of using a one- or two-trolley system in theatre. J Hosp Infect 15: 35–53 Lidwell OM, Lowbury EJL, Whythe W, Blowers R, Stanley SJ, Lowe D (1982) Effect of ultraclean air in operating rooms on deep sepsis in the joint after total hip or knee replacement. BMJ 285: 10–14 Lidwell OM, Elson RA, Lowbury EJ et al. (1987) Ultraclean air and antibiotics for prevention of postoperative infection. A multicenter study of 8052 joint replacement operations. Acta Orthop Scand 58: 4–13 Loeb MB, Wilcox L, Smaill F, Walter S, Duff Z (1997) A randomized trial of surgical scrubbing with a brush compared to antiseptic soap alone. Am J Infect Control 25: 11–15 Lynch W, Davey PG, Malek M, Byrne DJ, Napier A (1992) Cost-effectiveness analysis of the use of chlorhexidine detergent in preoperative whole-body disinfection in wound infection prophylaxis. J Hosp Infect 21: 179–191 Maki DG, Alvarado CJ, Hassemer CA, Zilz MA (1982) Relation of the inanimate hospital environment to endemic nosocomial infection. N Engl J Med 307: 1562–1566

Mangram AJ, Horan TC, Pearson ML, Silver LC, Jarvis WR (1999) Guideline for Prevention of Surgical Site Infection, 1999. Hospital Infection Control Practices Advisory Committee. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 247–280 (www.cdc.gov/ncidod/hip) Marin-Bertolin S et al. (1997) Does double gloving protect surgical staff from skin contamination during plastic surgery? Plast Reconstruct Surg 99: 956–969 Masterson TM, Rodeheaver GT, Morgan RF, Edlich RF (1984) Bacteriologic evaluation of electric clippers for surgical hair removal. Am J Surg 148: 301–302 Mastro TD, Farley TA, Elliott JA, Facklam RR, et al. (1990) An outbreak of surgical-wound infections due to group A streptococcus carried on the scalp. N Engl J Med 323: 968 Mayhall CG (1993) Surgical infections including burns. In: Wenzel RP (ed) Prevention and control of nosomial infections, 2nd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 614–664 Meakins JL, Masterson BJ (2003) Prevention of postoperative infection. ACS Surgery: Principles & Practice. http://www.medscape.com Mehta G, Prakash B, Karmoker S (1988) Computer assisted analysis of wound infection in neurosurgery. J Hosp Infect 11: 244–252 Meierhans R (1998) Wieviel Klimatechnik braucht eine OP-Abteilung? Krh Hyg Inf Verh 20: 7–12 Minnema B, Vearncombe M, Augustin A, Gollish J, Simor A (2004) Risk factors for surgical-site infection following primary total knee arthroplasty. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 477–480 Moro ML, Carrieri MP, Tozzi AE, Lana S, Greco D (1996) Risk factors for surgical wound infections in clean surgery: a multicenter study. Italian PRINOS Study Group. Ann Ital Chir 67: 13–19 Moylan JA, Fitzpatrick KT, Davenport KE (1987) Reducing wound infections. Improved gown and drape barrier performance. Arch Surg 122: 152–157 Müller W, Jiru P, Mach R, Polaschek F, Fasching W (1989) The use of disposable draping materials in the operating room and ist effect on the postoperative wound infection rate. Wien Klin Wochenschr 101: 837–842 Neues C, Haas E (2000) Beeinflussung der postoperativen Wundheilung durch Duschen. Chirurg 71: 234–236 Nicolai P, Aldam CH, Allen PW (1997) Increased awareness of glove perforation in major joint replacement. A prospective, randomised study of Regent Biogel Reveal gloves. J Bone Joint Srg Br May 79: 371 Noble WC (1975) Dispersal of skin microorganisms. Br J Dermatol 93: 477–485 ÖNORM-H6020/1 und 2, Lüftungstechnische Anlagen in KH-Anstalten, ON Postfach 130, A-1021 Wien Olson MM, Mac Callum J, Mc Quarrie DG (1986) Preoperative hair removal with clippers does not increase infection rate in clean surgical wounds. Surg Gynecol Obstet 162: 181–182 O’Shaughnessy M, O’Malley VP, Corbett G, Given HF (1991) Optimum duration of surgical scrub time. Br J Surg 78: 685–686 Parker MJ, Roberts C (2001) Closed suction surgical wound drainage after orthopaedic surgery. Cochrane Darabase Syst Rev 4: CD 001825 Passaro DJ, Waring L, Armstrong R et al. (1997) Postoperative Serratia marcescens wound infections traced to an out-of-hospital source. J Infect Dis 174: 992 Paul SM, Genese C, Spitalny K (1990) Postoperative group. A betahemolytic streptococcus outbreak with the pathogen traced to a member of a healthcare worker’s hoeusehold. Infect Control Hosp Epidemiol 11: 643–646 Paulson DS (1993) Efficacy evaluation of a 4% chlorhexidine gluconate as a full-body shower wash. Am J Infect Control 21: 205–209 Perl TM (2003) Prevention of Staphylococcus aureus infections among surgical patients: beyond traditional perioperative prophylaxis. Surgery 134 (Suppl 5): 10–17 Perl TM, Golub JE (1998) New approaches to reduce Staphylococcus aureus nosocomial infection rates: treating S. aureus nasal carriage. Ann Pharmacother 32: S7–S16

347 Literatur

Perl TM, Cullen JJ, Wenzel RP et al. (2002) Intranasal mupirocin to prevent postoperative Staphylococcus aureus infections. N Engl J Med 346: 1871–1877 Pessaux P, Msika S, Atalla D, Hay JM, Flamant Y, French Association for Surgical Research (2003) Risk factors for postoperative infectious complications in noncolorectal abdominal surgery: a multivaraite analysis based on a prospective multicenter study of 4718 patients. Arch Surg 138: 314–324 prEN 12054 (1997) Chemische Desinfektionsmittel und Antiseptika. Produkte für die hygienische und chirurgische Händedesinfektion und Händewaschung. Bakterizide Wirkung – Prüfverfahren und Anforderungen (Phase 2/Stufe 1) prEN 12791 (1999) Chemische Desinfektionsmittel und Antiseptika. Chirurgische Händedesinfektionsmittel – Prüfverfahren und Anforderungen (Phase 2/Stufe 2) Rehork B, Rüden H (1991) Investigations into the efficacy of different procedures for surgical hand disinfection between consecutive opeations. J Hosp Infect 19: 115–127 Ritter MA, Stringer EA (1980) Laminar airflow versus conventional air operating systems. Clin Orth Rel Res 150: 177–180 RKI (2000) Mitteilung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut. Anforderungen der Hygiene bei Operationen und anderen invasiven Eingriffen. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 43: 644–648 Romney MG (2001) Surgical face masks in the operating theatre: reexamining the evidence. J Hosp Infect 47: 251–256 Rotter ML (1989) Bauliche Maßnahmen und Krankenhaushygiene. Krankenhauspharmazie 10: 213 Rotter ML (2001) Arguments for the alcoholic hand disinfection. J Hosp Infect 48: 4–8 Rotter ML, Larsen SO, Cooke EM et al. (1988) A comparison of the effects of preoperative whole-body bathing with detergent alone and with detergent containing chlorhexidine gluconate onthe frequency of wound infections after clean surgery. The European Working Party on Control of Hospital Infections. J Hosp Infect 11: 310–320 Rudnick JR, Beck-Sague CM, Anderson RL, Schable B, Miller JM, Jarvis WR (1996) Gram-negative bacteremia in open-heart-surgery patients traced to probable tap-water contamination of pressure-monitoring equipment. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 281–285 Rüden H, Gastmeier P, Daschner F, Schumacher M (1997) Nosocomial and community-acquired infections in Germany. Summary of the results of the first national prevalence study (NIDEP). Infection 25: 199–202 Rutala WA, Weber DJ (2001) A review of single-use and reusable gowns and drapes in healthcare. Infect Control Hosp Epidemiol 22: 248– 257 Salzberger B, Dettenkofer M, Baer FM, Cornely O, Herrmann M, Hoher J, Lemmen S (2004) IKOP-Infection control in the operating theatre Consensus of the theme »Barrier measures during operations and invasive procedures“. Anaesthesist 53: 727–733 Samuel R, Axelrod P, John KSt, Fekete T, Alexander S, McCarthy J, Truant A, Todd B, Furukawa S, Eisen H, Spotnitz W (2002) An outbreak of mediastinitis among heart transplant recipients apparently related to a change in the United Network For Organ Sharing Guidelines. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 377–381 Sanderson PJ (1993) Antimicrobial prophylaxis in surgery: microbiological factors. J Antimicrob Chemother 31 (Suppl B): 1–9 Sauermann G, Proske O, Keyhani R, Leneveu M-C, Pietsch H, Rohde B (1995) Hautverträglichkeit von Sterillium und Hibiscrub in einer klinischen Vergleichsstudie. Hyg Med 20: 184–189 Scott JD, Forrest A, Feuerstein St, Fitzpatrick P, Schentag JJ (2001) Factors Associated With Postoperative Infection. Infect Control Hosp Epidemiol 22: 347–351 Seal LA, Paul-Cheadle D (2004) A systems approach to preoperative surgical patient skin preparation. Am J Infect Control 32: 57–62

Senkal M, Mumme A, Eickhoff U et al. (1997) Early postoperative enteral immunonutrition. Clinical outcome and costcomparison analysis in surgical patients. Crit Care Med 25: 1489–1496 Seropian R, Reynolds BM (1971) Wound infections after preoperative depilatory versus razor preparation. Am J Surg 121: 251–254 Sharma M, Berriel-Cass D, Baran J Jr (2004) Sternal surgical-site infection following coronary artery bypass graft: prevalence, microbiology, and complications during a 42-month period. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 468–471 Sherertz RJ, Reagan DR, Hampton KD et al. (1996) A cloud adult: the Staphylococcus aureus-virus interaction revisited. Ann Intern Med 124: 539–547 Smilanich RP, Bonnet I, Kirkpatrick JR (1995) Contaminated wounds: the effect of initial management on outcome. Ann Surg 61: 427–430 Smith RL, Bohl JK, McElearney ST, Friel CM, Barclay MM, Sawyer RG, Foley EF (2004) Wound infection after elective colorectal resection. Ann Surg 239: 599–605; discussion 605–607 Suzuki Y, Kamigaki T, Fujino Y, Tominaga M, Ku Y, Kuroda Y (2003) Randomized clinical trial of preoperative intranasal mupirocin to reduce surgical-site infection after digestive surgery. Br J Surg 90: 1072– 1075 Swenne CL, Lindholm C, Borowiec J, Carlsson M (2004) Surgical-site infections within 60 days of coronary artery by-pass graft surgery. J Hosp Infect 57: 14–24 Taravella MJ, Weinberg A, May M, Stepp P (1999) Live virus survives excimer laser ablation. Ophthalmology 106: 1498–1499 Teare L, Cookson B, Stone S (2001) Hand hygiene. BMJ 323: 411–412 Tunevall TG (1991) Postoperative wound infections and surgical face masks: a conrolled study. World J Surg 15: 383–388 Unger G, Renner P (1996) Auswertung einer Umfrage zur Krankenhaushygiene in Baden-Württemberg, TeilIV: Durchführung von Baumaßnahmen in Krankenhäusern. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 10 Urech D (2000) OP-Mäntel und OP-Abdeckmaterialien. Der neue harmonisierte europäische Standard – ein Update. Hyg Med 25: 401–404 Usry GH, Johnson L, Weems JJ Jr, Blackhurst D (2002) Process improvement plan fort he reduction of sternal surgical site infections among patients undergoing coronary artery bypass graft surgery. Am J Infect Control 30: 434–436 Valentine RJ, Weigelt JA, Dryer D, Rodgers C (1986) Effect of remote infections on clean wound infection rates. Am J Infect Control 14: 64–67 Vamvakas EC, Carven JH (1998) Transfusion of white-cell-containing allogenic blood components and postoperative wound infection: effect of confounding factors. Transfus Med 8: 29–36 Vamvakas EC, Carven JH, Hibberd PL (1996) Blood transfusion and infection after colorectal cancer surgery. Transfusion 36: 1000 Van den Berghe G, Wouters P, Weekers F, Verwaest C, Bruyninckx F, Schetz M, et al. (2001) Intensive insulin therapy in critically ill patients. N Engl J Med 345: 1359–1367 VBG (1997) VBG Gesundheitsdienst (103) vom 01.10.1982, i.d. Fassung vom 01.01.: §§ 7, 11, 13, 22, 27 Weber DJ, Rutala WA, Denny FW Jr (1996) Management of healthcare workers with pharyngitis or suspected streptococcal infections. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 753–761 Wenger PN, Brown JM, McNeil MM, Jarvis WR (1998) Nocardia farcinia sternotomy site infections in patients following open heart surgery. J Infect Dis 178: 1539–1543 Werner HP, Feltgen M (1998) Qualität von OP Abdeckmaterialien und OP Mänteln. Hyg Med 23 (Suppl 1) 1–36 Werner H-P, Feltgen M, Schmitt O (2001) Qualität von OP-Abdeckmaterialien und OP-Mänteln. Hyg Med 26: 62–75 Werner H-P, Feltgen M, Schmitt O (2003) Charakterisierung von OPAbdeckmaterialien und -Mänteln aus Einwegmaterialien mittels hydrostatischem Drucktest EN 20811. Hyg Med 28: 291–295

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348

III

Kapitel 25 · Operative Medizin

Whitehouse JD, Friedman ND, Kirkland KB, Richardson WJ Sexton DJ (2002) The impact of surgical-site infections following orthopedic surgery at a community hospital and a university hospital: adverse quality of life, excess length of stay, and extra cost. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 183–189 Widmer AF, Perschmann M, Gasser TC, Frei R (1994) Alcohol (ALC) vs Chlorhexidinegloconate (CHG) for preoperative hand scrub: a randomized cross-over trial. Abstracts of the 34th ICAAC: 187 Wilson St J, Sexton DJ (2003) Elevated preoperative fasting serum glucose levels increase the risk of postoperative mediastinitis in patients undergoing open heart surgery. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 776–780 Winston KR (1992) Hair and neurosurgery. Neurosurg 31: 320–329 Woodhead K, Taylor EW, Bannister G, Chesworth T, Hoffman P, Humphreys H (2002) Bahaviours and rituals in the operating theatre. A report from the Hospital Infection Society Working Party on Infection Control in Operating Theatres. J Hosp Infect 51: 241–255 Zacharias A, Habib RH (1996) Delayed primary closure of deep sternal Wound infections. Tex Heart Inst J 23: 211–216

26 26 Intensivmedizin und Anästhesiologie S. Lemmen 26.1 Intensivstation – 349 26.1.1 Allgemeine Maßnahmen – 349 26.1.2 Baulich-funktionelle Empfehlungen – 350 26.1.3 Spezielle Maßnahmen – 351

26.3 Hygieneplan für Intensivstation und Anästhesie – 356 Literatur

– 359

26.2 Anästhesiologie – 354 26.2.1 26.2.2 26.2.3 26.2.4 26.2.5

Baulich-funktionelle Gegebenheiten Intravenöse Anästhesien – 355 Inhalationsnarkosen – 355 Regionalanästhesie – 356 Anlage von Peridualund Spinalkatheter – 356

– 354

Rund 5–10% aller stationären Patienten eines Krankenhauses liegen auf einer Intensivstation und sind häufig wegen der Grunderkrankung oder der Schwere ihrer akuten Erkrankung immunsupprimiert. Die Letalität ist mit 25–30% entsprechend hoch. Weiterhin werden zunehmend invasive diagnostische und therapeutische Maßnahmen auf Intensivstationen durchgeführt, sodass 25% aller nosokomialen Infektionen auf Intensivstation erworben werden (Widmer 1994; Trilla 1994). Diese sind überwiegend »deviceassoziiert«, wobei die patienteneigene, endogene Bakterienflora das wichtigste Erregerreservoir darstellt. Etwa 20–25% dieser Infektionen sind vermeidbar (Gastmeier et al. 2002), sodass die konsequente Einhaltung sinnvoller und soweit wie möglich evidenzbasierter, infektionspräventiver Maßnahmen auf einer Intensivstation besonders wichtig ist.

26.1

Intensivstation

26.1.1

Allgemeine Maßnahmen

Personal In sämtlichen aktuellen Empfehlungen zur Prävention nosokomialer Infektionen der US-amerikanischen Gesundheitsbehörden (Centers for Disease Control and Prevention) sowie der Kommission für Krankenhaushygiene und

Weiterhin kommt es insbesondere auf Intensivstationen häufig zur Übertragungen von Bakterien überwiegend durch die Hände des Stationspersonals oder durch inadäquat wiederaufbereitete Gegenstände, die beim Patienten angewendet werden. Die Bedeutung der unbelebten Umgebung wie z. B. Luft, Wasser oder der patientennahen oder -fernen Flächen bei der Übertragung wird in der Literatur sehr kontrovers diskutiert (Talon 1999). Dennoch sollte eine Intensivstation so konzipiert sein, dass das Risiko der Infektionsentstehung sowie der Übertragung von beispielsweise multiresistenten Erregern minimiert werden. Hierzu zählen ausreichende Möglichkeiten für eine hygienische Händedesinfektion, desinfizierbare Oberflächen sowie ausreichende räumliche Gestaltung der einzelnen Patientenzimmer.

Infektionsprävention am Robert Koch-Institut wird auf die große Bedeutung einer regelmäßigen Personalschulung über infektionspräventive Maßnahmen hingewiesen. Hierdurch kann die Compliance des Personals bei nachvollziehbaren und nachgewiesenen sinnvollen krankenhaushygienischen Maßnahmen erhöht werden, um so die Infektionsrate zu senken. Gegenstand solcher Fortbildungen ist z. B. die Indikation für eine hygienische Händedesinfektion und deren

350

III

Kapitel 26 · Intensivmedizin und Anästhesiologie

adäquate Durchführung. Auch wenn in mehreren Studien die Bedeutung der Händedesinfektion sowohl bei der Übertragung von Erregern wie auch bei der Entstehung von Infektionen gezeigt werden konnte, bestätigen prospektiv durchgeführte Beobachtungsstudien, dass die Compliance bei der Händedesinfektion nur zwischen 30% und 60% liegt (Pittet et al. 2000). Zusätzlich sollte das Stationspersonal auf Intensivstationen prinzipiell keinen Schmuck an den Händen und Unterarmen tragen, denn die Kontamination der Hände mit nosokomialen Infektionserregern wie S. aureus ist auch nach adäquat durchgeführter Händedesinfektion signifikant höher, wenn z. B. Fingerringe getragen werden (Trick et al. 2003; 7 Kap. 24). > Es ist bekannt, dass eine personelle Unterbesetzung im Pflegebereich einer Intensivstation mit einer erhöhten Infektionsrate assoziiert ist; ein Verhältnis von 1:1 zwischen Pflegenden und Patienten wird aus krankenhaushygienischer Sicht als optimal empfohlen (Fridkin et al. 1996).

Schutzkittel In mehreren prospektiven Beobachtungsstudien konnte gezeigt werden, dass durch das routinemäßige Anlegen eines Schutzkittels beim Betreten einer Intensivstation keine Senkung der Infektionsrate erreicht wurde (Fenner u. Daschner, 1992). Berücksichtigt man die Pathogenese tubusassoziierter Pneumonien, blasenkatheterassoziierter Harnwegsinfektionen oder katheterassoziierter Bakteriämien, so ist eine Protektion durch diese Maßnahme auch nicht nachvollziehbar. Es ist daher krankenhaushygienisch unbedenklich, auf das routinemäßige Anlegen eines Schutzkittels beim Betreten bzw. Verlassen der Intensivstation sowie auch auf das Tragen farbiger Bereichskleidung zu verzichten. Hierdurch kann ein zusätzliches Sparpotenzial realisiert werden, ohne die Qualität der Krankenhaushygiene zu mindern (Lemmen et al. 2001). Ein Schutzkittel sollte ausschließlich bei folgenden Indikationen getragen werden: 4 bei Tätigkeiten, bei denen zu erwarten ist, dass die eigene Bereichskleidung kontaminiert werden kann; 4 im Rahmen von Isolationsmaßnahmen bei Patienten mit multiresistenten Erregern (z. B. MRSA, VRE, multiresistenten gramnegativen Bakterien); 4 bei neutropenischen Patienten bzw. bei Patienten nach Organtransplantation (»Umkehrisolation«, 7 Kap. 13) .

Besucher Für Besucher ist eine hygienische Händedesinfektion vor Betreten und nach Verlassen der Station ausreichend. Eine besondere Schutzkleidung (Schutzkittel) ist generell für Besucher einer Intensivstation nicht notwendig. Eine Ausnahme stellen isolierte Patienten dar, hier gelten dieselben Empfehlungen wie für das Personal.

Besucher mit akuten Atemwegsinfektionen sollten zusätzlich zur Händehygiene eine chirurgische Atemschutzmaske anziehen; bei Durchfallerkrankungen oder bei Dauerausscheidern von darmpathogenen Erregern sollte ein direkter Patientenkontakt vermieden werden. Gesunde Kinder, die sich nicht offensichtlich in der Inkubationsphase einer Infektionskrankheit befinden, können eine Intensivstation besuchen.

Desinfektion und Reinigung Arbeitsflächen, auf denen Infusionslösungen oder Medikamente zur intravenösen Applikation zubereitet werden, müssen vor Beginn wischdesinfiziert werden. Weiterhin müssen sämtliche Flächen, die mit potenziell infektiösen Materialien (z. B. Blut, Eiter, Wundsekret usw.) kontaminiert sind, desinfizierend wiederaufbereitet werden (RKI 2004). Die Wiederfindungsrate multiresistenter grampositiver Erreger wie z. B. MRSA oder VRE beträgt in der unbelebten Umgebung ca. 25% (Lemmen et al. 2004). Im Rahmen der Isolationsmaßnahmen wird daher bei diesen Patienten eine routinemäßige Flächendesinfektion patientennaher und -ferner Flächen empfohlen (Cozad u. Jones 2003; RKI 1999). Weiterhin wird für patientennahe Flächen und Flächen mit häufigem Handkontakt (z. B. Computertastatur, Monitore) eine routinemäßige Desinfektion empfohlen (RKI 2004). Es wird sehr kontrovers diskutiert, welche Bedeutung eine bakterielle Kontamination der unbelebten Umgebung auf einer Intensivstation bei der Pathogenese nosokomialer Infektionen hat. Nach Dharan et al. (1999) kommt diesen Erregern bei der Entstehung von Pneumonie, Sepsis, Harnwegsinfektion und Wundinfektion eine extrem untergeordnete Rolle zu. Weiterhin konnte gezeigt werden, dass schon wenige Stunden nach einer Flächendesinfektion die gleiche bakterielle Kontamination wie vor der Desinfektion auftritt (Daschner et al. 1980). Eine routinemäßige Desinfektion patientenferner Flächen und des Fußbodens ist auf einer Intensivstation nicht notwendig, eine regelmäßige Reinigung ist hier ausreichend (RKI 2004).

26.1.2

Baulich-funktionelle Empfehlungen

Bedeutung baulich-funktioneller Gestaltung Die Bedeutung der baulich-funktionellen Gestaltung einer Intensivstation bezüglich Vermeidung nosokomialer Infektionen wurde jahrelang überschätzt. Es wurde in mehreren vergleichenden Untersuchungen gezeigt, dass die Infektionsrate durch Umstrukturierung bzw. Neubau nicht gesenkt werden konnte (Hübner et al. 1989; Pittet u. Harbarth 1998). Aktuelle Empfehlungen zur baulich-funktionellen Gestaltung einer Intensivstation werden zurzeit durch die Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am RKI neu überarbeitet.

351

26.1 · Intensivstation

Lage der Intensivstation Da von der Intensivstation keine besondere Infektionsgefahr für andere Bereiche ausgeht und auch der umgekehrte Weg bei Einhaltung der Standardhygienemaßnahmen sehr unwahrscheinlich ist, muss eine Intensivstation räumlich nicht separat in einem Krankenhaus gelegen sein. Es hat sich ganz im Gegenteil bewährt, operative Intensivstationen baulich-funktionell in den Operationsbereich zu integrieren. Eine Schleuse, um die Intensivstationen zu betreten, hat keine infektionspräventive Bedeutung und ist daher aus krankenhaushygienischer Sicht nicht notwendig.

Größe der Patientenzimmer Die Patientenzimmer sollten ausreichend groß gestaltet sein, sodass ein krankenhaushygienisch adäquates Verhalten und Arbeiten möglich ist. Die Zimmergröße richtet sich nach den üblicherweise auf der speziellen Intensivstation eingesetzten Geräten, wie z. B. Beatmungsgeräte, Perfusoren und Infusoren, Dialysegeräte usw.. Bei Mehrbettzimmern sollte ausreichend Platz zwischen den Patientenbetten vorhanden sein. Der Abstand zwischen Bettende und Wand sowie zwischen den Patientenbetten muss ausreichend sein, um ein kontaktfreies Bewegen mit einem sterilen Kittel zu ermöglichen. Tipp Aufgrund der zunehmenden Zahl von Patienten, die mit multiresistenten Erregern (z. B. MRSA oder VRE) kolonisiert oder infiziert sind, ist es sinnvoll und notwendig, mehrere Einzelzimmer auf einer Intensivstation zu integrieren. Erfahrungsgemäß sollte pro 6 Intensivbetten 1 Isolatierzimmer mit Schleuse, Handwaschbecken und ausreichend Stauraum vorhanden sein (O’Connell u. Humphreys 2000).

Raumlufttechnische Anlage

Bei speziellen, pulmologisch orientierten Intensivstationen, die regelmäßig Patienten mit offener Tuberkulose der Atemwege betreuen, wird eine RLT-Anlage mit negativem Luftdruck im Patientenzimmer gegenüber den direkt angrenzenden Bereichen empfohlen, um so eine aerogene Übertragung der Mykobakterien auf andere Patienten effektiv zu vermeiden (7 Kap. 15).

Händedesinfektionsmittelspender Händedesinfektionsmittelspender sollten vor allen Patientenzimmern, neben jedem Waschbecken sowie bei Mehrbettzimmern auch zwischen den Patientenbetten angebracht sein, um jederzeit die Möglichkeit zur Händedesinfektion zu gewährleisten.

Flächen für die Zubereitung von i.v.Medikamenten Auf der Station müssen ausreichend große Flächen zu Verfügung stehen, um Infusionslösungen sowie i.v.-Medikamente krankenhaushygienisch adäquat vorbereiten zu können; diese Flächen müssen wischdesinfizierbar sein.

Anforderungen an eine Intensivstation (Zusammenfassung) Die wichtigsten krankenhaushygienischen baulichfunktionellen Erfordernisse sind 4 eine ausreichende räumliche Gestaltung, 4 eine geeignete Anzahl von Isolationseinheiten, 4 genügend Möglichkeiten, eine hygienische Händedesinfektion durchzuführen. Bei der Planung muss auf einen ausreichend großen Versorgungs- und Entsorgungsraum mit adäquaten Möglichkeiten der Entsorgung sowie Reinigung und Desinfektion von Gegenständen geachtet werden. Es wird dringend empfohlen, bei der Konzeption von Neubauten bzw. Umbaumaßnahmen einen Krankenhaushygieniker frühzeitig in die Planung mit einzubeziehen.

Normalerweise ist die Ausstattung einer Intensivstation mit einer zweistufigen raumlufttechnischen Anlage (RLT-Anlage) zur Be- und Entlüftung bzw. Kühlung und Erwärmung der Luft aus arbeitsphysiologischen Gründen ausreichend. Es spricht nichts dagegen, die Fenster so zu gestalten, dass diese zu öffnen sind (Fliegenschutzgitter).

26.1.3

> Durch Inhalation von Aspergillussporen besteht bei extrem immunsupprimierten Patienten die Gefahr einer häufig letalen, invasiv-pulmonalen Aspergillose. Intensivstationen, die regelmäßig solche Hochrisikopatienten (z. B. nach Knochenmarktransplantation) versorgen, müssen über Isolatierzimmer mit endständiger Luftfilterung verfügen (dreistufige RLT-Anlage mit HEPA-Filter); durch einen positiven Luftdruck gegenüber den direkt angrenzenden Bereichen kann so die Luftbelastung mit Aspergillussporen reduziert werden 7 Kap. 9).

Die häufigsten Infektionen auf Intensivstationen sind device-assoziiert, wie tubus-assoziierte Pneumonien, ZVKassoziierte Bakteriämie/Sepsis oder blasenkatheter-assoziierte Harnwegsinfektion; auf operativen Intensivstationen treten postoperative Wundinfektionen auf. Spezielle Maßnahmen zur Vermeidung dieser Infektionen werden in den entsprechenden Kapiteln ausführlich beschrieben. Ergänzend hierzu werden im Folgenden weitere spezielle infektionspräventive Empfehlungen dargestellt, die unabhängig von diesen »invasiven Hilfsmitteln« sind.

Spezielle Maßnahmen

26

352

Kapitel 26 · Intensivmedizin und Anästhesiologie

Bedeutung des Leitungswassers auf Intensivstationen

III

Trotz hoher Qualitätsanforderungen ist Trinkwasser praktisch nie keimfrei; temporär können potenziell pathogene Keime – überwiegend gramnegative Stäbchenbakterien wie beispielsweise Acinetobacter spp. oder Pseudomonaden – nachgewiesen werden. So wurden in einer Studie 33% genomisch identische Pseudomonas-aeruginosaStämme aus respiratorischen Sekreten von Patienten und an den Wasserhähnen der Waschbecken in deren Zimmern isoliert (Reuter et al. 2002). Eine Übertragung von Wasserkeimen auf den Patienten ist möglich, der wichtigste und häufigste Vektor hierbei sind die Hände des Personals. > Die Autoren empfehlen daher nach Kontakt mit Trinkwasser vor infektionsgefährdenden Eingriffen am Patienten konsequent eine hygienische Händedesinfektion durchzuführen.

Zusätzlich muss darauf geachtet werden, dass kein Leitungswasser, beispielsweise im Rahmen der aktiven Befeuchtung, der Vernebelung von Medikamenten oder vergleichbarer Maßnahmen am Patienten, eingesetzt wird; hierfür muss ausschließlich keimfreies, steriles Wasser verwendet werden. Häufig werden großflächige Wunden mit Leitungswasser »ausgeduscht«: Auch wenn von chirurgischer Seite der Wasserdruck zum Ausspülen und Reinigen der Wundfläche gewünscht wird, kann es so zum Eintrag von Bakterien in die Wunde kommen; alternativ sollten diese mit steriler Flüssigkeit wie z. B. 0,9%iger NaCl-Lösung gereinigt werden. Um den Wasserstrahl an den Wasserhähnen zu regeln, wird von einigen Autoren empfohlen, Lammellenstrahlregler im Gegensatz zu Siebstrahlreglern zu bevorzugen, da so Verunreinigungen und bakterielle Vermehrung reduziert werden können; auch diese sollten zusätzlich regelmäßig gereinigt und desinfiziert werden.

Tipp Bei der Herstellung der Mundspüllösungen sollte daher auf Folgendes geachtet werden: 4 Für die Verdünnung von Konzentraten (wie z. B. Salviatymol oder Chlorhexidin) ist ausschließlich keimfreies Wasser (z. B. nach Abkochen) zu verwenden. 4 Alternativ können fertig hergestellte Mundspüllösungen eingesetzt werden.

Die Mundspüllösung sollte regelmäßig neu angesetzt werden, z. B. für jede Schicht. Es muss darauf geachtet werden, dass es zu keiner Kontamination der Spüllösung mit Bakterien aus dem Mund-Rachen-Bereich von Patienten kommt, wenn sie auch für andere Patienten verwendet wird; hier hat sich eine patientenbezogene Verwendung bewährt.

Sondenkostnahrung Da die Sondenkost ein ideales Nährmedium für viele potenziell pathogene Erreger ist, erfordert deren Zubereitung und Verabreichung ein strenges hygienisches Vorgehen; idealerweise wird sie an einem separaten Platz auf der Intensivstation hergestellt. Vor der Zubereitung flüssiger Fertignahrung werden die Arbeitsfläche und die Hände desinfiziert. Nach dem Öffnen der Flasche wird das Applikationssystem aufgesteckt oder der Inhalt in ein spezielles System zur enteralen Ernährung (z. B. Enterofix) eingefüllt. Auch bei der Herstellung pulverisierter Fertignahrung müssen zuerst die Arbeitsfläche und die Hände desinfiziert werden, bevor man den Beutel mit einer sterilen Schere öffnet; das Pulver muss mit sterilem bzw. abgekochtem Wasser angerührt werden. Da auch Pulvernahrung nicht keimfrei ist, muss sie nach Herstellung schnellstmöglich verbraucht werden. Alle Hilfsmittel zur Zubereitung der Sondenkost (Löffel, Gefäße, Schneebesen oder Mixer) müssen nach Gebrauch z. B. in einer haushaltsüblichen Spülmasche gereinigt werden.

Mundpflege

Umgang mit Sondennahrung

Bei der Herstellung und Verwendung von Mundpflegelösungen muss auf eine keimfreie Herstellung und Verwendung geachtet werden. Durch Mikroaspiration bakterienhaltiger Spüllösung können bei intubierten Patienten Pneumonien entstehen. Weiterhin können kontaminierte Lösungen, wenn sie für mehrere Patienten verwendet werden, Quelle eines nosokomialen Ausbruchs sein (Krause et al. 2003). Es ist beschrieben, dass es zu einer hohen mikrobiellen Belastung der Spüllösung kommen kann, wenn sie mit Teebeuteln oder Teeblättern hergestellt wird (Wilson et al. 2004).

4 Nach dem Öffnen darf der Inhalt von industriell hergestellten flüssigen Fertignahrungen nur maximal 12 Stunden verwendet werden. 4 Zum Verdünnen der Sondennahrung sollte nicht Tee (bakterielle Kontamination!), sondern keimarmes oder besser abgekochtes, keimfreies Wasser verwendet werden. 4 Zum Spülen der PEG-Sonden soll ebenfalls nicht Tee, sondern Mineralwasser oder abgekochtes Wasser verwendet werden; zum Spülen eignet sich zum Beispiel eine neue sterile Spritze. 4 Die Ernährungssysteme werden routinemäßig alle 24–48 Stunden gewechselt. Adapter sollten in 6

26.1 · Intensivstation

demselben Zeitintervall wie das Ernährungssystem gewechselt werden; bei Bedarf muss die Konnektionsstelle der Sonde zur Sondenüberleitung gereinigt werden. 4 Bei Verabreichung der Sondenkost mit Hilfe einer Spritze muss für jede Mahlzeit eine neue Spritze verwendet werden. Die Spritzen können thermisch desinfizierend wiederaufbereitet werden.

Zubereitung von Infusionen Das Verfallsdatum der Infusionsflasche bzw. des Beutels muss routinemäßig überprüft werden; die Flaschen/Beutel müssen auf Defekte, der Infusionsinhalt auf Trübungen, Farbveränderung oder Ausflockung kontrolliert werden. Ist das Produkt verfallen, der Beutel defekt oder der Inhalt getrübt oder sonst verändert, darf die Infusion nicht weiter verwendet werden. Bei Verdacht auf bakterielle Kontamination sollte man die Infusionslösung mikrobiologisch untersuchen lassen; ggf. muss die gesamte Charge zurückgenommen und der Hersteller informiert werden. 4 Infusionen müssen unter aseptischen Bedingungen hergestellt werden, d. h. nach Desinfektion des Arbeitsplatzes, der Hände und des Gummistopfens der Infusionslösung. 4 Infusionen sollten erst kurz vor Gebrauch zubereitet werden (idealerweise maximal 1 Stunde vor Gabe). 4 Die Infundierzeit sollte 24 Stunden nicht überschreiten (bzw. es sollten die Herstellerangaben hierzu beachtet werden). 4 Mischinfusionen können auch in der Apotheke unter entsprechenden sterilen Kautelen hergestellt werden.

Zubereitung von Medikamenten zur Injektion Analog zur Infusionsprüfung müssen Medikamente zur Injektion vor der Zubereitung auf Verfallsdatum, Defekte sowie Trübung, Färbung oder Ausflockung überprüft werden. Zur Herstellung müssen die Arbeitsfläche, die Hände und bei Stechampullen die Gummimembran desinfiziert werden. Medikamente zur Injektion sollten kurz vor Gebrauch (idealerweise maximal 1 Stunde) zubereitet werden. Entsprechend der Herstellerangaben können aufgezogene Medikamente im Kühlschrank (bei 4–8°C) für maximal 24 Stunden gelagert werden; ausgenommen hiervon sind Mehrdosismedikamente mit Konservierungsmitteln wie z. B. spezielle Insuline oder Heparine (Herstellerangaben beachten).

353

Das Volumen sollte prinzipiell gering sein (z. B. 50 ml oder 100 ml), um die Standzeit und damit die Kontaminationsgefahr zu minimieren. Entsprechend dem Medizinproduktegesetz sind Datum und Uhrzeit des Anbruchs an der Außenseite zu dokumentieren. Vor Entnahme aus Mehrdosisbehältnissen muss eine hygienische Händedesinfektion durchgeführt werden. Bei Punktion der Membran des Behältnisses mit einer Kanüle muss die Membran zunächst 30 Sekunden lang desinfiziert werden (z. B. mit Alkohol). Bei jeder Punktion muss eine neue sterile Spritze mit neuer steriler Kanüle verwendet werden; bei der Praxis, eine offene Kanüle in der Membran des Mehrdosisbehältnisses stecken zu lassen und jeweils nur eine neue Spritze zur Entnahme aufzusetzen, besteht ein erhöhtes Risiko einer bakteriellen Kontamination. Alternativ können Minispikes verwendet werden, die in Mehrdosisbehältnissen verbleiben; diese Minispikes sind mit einem Deckel versehen, der nach Entnahme geschlossen werden soll. Die Herstellerangaben für Lagerbedingungen und Verwendungszeiten von angebrochenen Mehrdosisbehältnissen müssen beachtet werden.

Wechsel von Trachealkanülen Trachealkanülen ohne Blockungsmechanismus Aus unterschiedlichen Gründen müssen manche Patienten für einen längeren Zeitraum auf einer Intensivstation über eine Trachelkanüle atmen, ohne jedoch gleichzeitig mechanisch beatmet zu werden (z. B. Aspirationsgefahr, Schwellung im Oropharynx). Die hierfür verwendeten Kanülen können je nach Hersteller wiederaufbereitet und patientenspezifisch verwendet werden. Bei wieder verwendbaren Kanülen empfiehlt es sich, jeweils zwei Kanülen pro Patienten zu verwenden – eine wird am Patienten eingesetzt, während die andere wiederaufbereitet wird. Die Trachealkanülen sollten bei Bedarf gewechselt werden. In der Praxis hat sich gezeigt, dass bei den meisten Patienten auf Grund von Sekretbildung und der Gefahr der Kanülenverlegung ein Wechsel nach 48–72 Stunden notwendig ist. Nach hygienischer Händedesinfektion wird der Verband mit neuen, sauberen, unsterilen Einmalhandschuhen oder einer Pinzette entfernt. Bei Bedarf kann der Rand des Tracheostomas mit physiologischer Kochsalzlösung und einer sterilen Kompresse gereinigt werden. Eine neue bzw. wiederaufbereitete Kanüle wird vorsichtig (evtl. mit desinfizierter Einführhilfe) eingesetzt. Die Kanüle wird mit einer sterilen, geschlitzten Kompresse unterlegt und mit den entsprechenden Haltebändern fixiert. Die Wiederaufbereitung erfolgt nach den Herstellerangaben

Umgang mit Mehrdosisbehältnissen > Im Rahmen von Ausbruchsuntersuchungen auf Intensivstationen konnten Mehrdosisbehältnisse als Quelle identifiziert werden (Krause et al. 2003). Der krankenhaushygienisch adäquate Umgang mit diesen Behältnissen ist daher von großer Bedeutung.

Trachealkanülen mit Blockungsmechanismus Bei Patienten, die absehbar für einen längeren Zeitraum mechanisch beatmet werden müssen, wird zunehmend in den ersten Tagen der Beatmung eine Dilatationstracheotomie unter sterilen Kautelen durchgeführt. Diese Kanülen

26

354

III

Kapitel 26 · Intensivmedizin und Anästhesiologie

werden in der Regel für 7–10 Tagen in der Trachea belassen, um Komplikationen beim Wechseln zu vermeiden (Verlegung der Punktionsstelle); anschließend erfolgt ein Wechsel nach Bedarf. Da die Gefahr der Verlegung des Kanülenlumens durch respiratorisches Sekret besteht, bevorzugen einige Kliniker und Hygieniker ein festes Wechselintervall. Entsprechende Leitlinien oder konkrete Empfehlungen aus Studien gibt es hierzu allerdings nicht. Alternativ können Trachealkanülen auch durch eine klassische Tracheotomie gelegt werden. Ein Wechsel der Kanülen sollte bei Bedarf oder wie oben beschrieben durch ein fixes Wechselintervall erfolgen. Zum Wechsel dieser Trachealkanülen sind idealerweise zwei Pflegekräfte anwesend; nach hygienischer Händedesinfektion sollten sterile Handschuhe angezogen werden. Es erfolgt die Cuffkontrolle und Vorbereitung der neuen sterilen Trachealkanüle. Nach Absaugung (endotracheal und oberhalb des Cuffs) wird der Verband entfernt, der Cuff entblockt und die Trachealkanüle unter gleichzeitigem Absaugen entfernt. Bei Bedarf wird der Tracheostomarand mit physiologischer Kochsalzlösung und einer sterilen Kompresse gereinigt. Die neue Trachealkanüle wird unter aseptischen Bedingungen vorsichtig eingesetzt, anschließend wird der Cuff geblockt und eine Lagekontrolle durchgeführt. Nach Unterlegen einer sterilen Schlitzkompresse wird die Kanüle mit Haltebändern fixiert. Bei Bedarf wird erneut abgesaugt und anschließend der Cuffdruck gemessen. Nach Ausziehen der Handschuhe erfolgt eine hygienische Händedesinfektion.

Wiederaufbereitung von wiederverwendbaren Trachealkanülen: Die Trachealkanüle wird mit Einmalhandschuhen unter fließendem Wasser abgespült; mit einer sauberen Bürste wird anschließend mechanisch gereinigt. Die Desinfektion der Kanüle erfolgt nach Herstellerangaben (z. B. Einlegen in Instrumentendesinfektionslösung) und anschließender Spülung mit Aqua destillata. – Wechselkanülen sollten trocken und staubgeschützt gelagert werden.

! Cave Bei Verwendung von lipidhaltigen Medikamenten (z. B. Propofol) müssen die Herstellerangaben bezüglich des Wechselintervalls der Perfusorleitungen beachtet werden. Bei Gabe von Blut- und Blutprodukten müssen die Vorgaben des Transfusionsgesetzes mit einem 6-stündigen Wechselintervall eingehalten werden.

Thorax- und Pleuradrainage Das Legen einer Thorax- oder großlumigen Pleuradrainage (z. B. Bülow-Drainage) entspricht einem operativen Eingriff; der Operateur führt daher eine chirurgische Händedesinfektion über 3 Minuten durch, trägt einen sterilen Kittel, sterile Handschuhe, OP-Maske und eine Haube. Vor dem Legen der Drainage müssen evtl. Körperhaare entfernt werden; anschließend wird die Haut 3 Minuten desinfiziert. Die Punktionsstelle wird mit einem ausreichend großen sterilen Lochtuch abgedeckt. Es wird mit einem sterilen Trokar punktiert; anschließend wird das sterile Ableitungssystems an das Sogsystem (z. B. Wandsogsystem) angeschlossen. Der Verband wird mit einer sterilen Kompresse und einem sterilen Pflaster angelegt; bei Bedarf bzw. bei der täglichen Verbandskontrolle erfolgt ein Wechsel mit unsterilen, sauberen, neuen Einmalhandschuhen. Grundsätzlich muss vor und nach jeder Manipulation an Drainagen eine hygienische Händedesinfektion erfolgen.

26.2

Anästhesiologie

Im Operationsbereich werden durch den Anästhesisten zahlreiche invasive Maßnahmen durchgeführt, wie beispielsweise In- und Extubation, Anlage eines zentralvenösen Zugangs, Legen eines Blasenkatheters. Auch wenn diese Aktivitäten im Operationsbereich bzw. im Operationssaal stattfinden, gelten hierfür dieselben Hygienemaßnahmen wie außerhalb des Operationsbereichs (7 Kap. 24).

26.2.1

Baulich-funktionelle Gegebenheiten

Wechsel von Perfusorleitung und -spritzen Die Leitungen von leergelaufenen Perfusorspritzen/Infusionssystemen können in der Regel sofort weiterverwendet werden; diese Systeme sollten inklusive der Dreiwegehähne und Hahnenbänke nicht öfters als alle 72 Stunden gewechselt werden. Befindet sich beim Wechsel der Infusionsleitung noch Restlösung in der Perfusorspritze, kann diese beim selben Patienten weiter verwendet werden. Leergelaufene Perfusorspritzen müssen verworfen werden, sie dürfen nicht durch Zurückziehen des Stempels und erneutes Befüllen der Spritze wiederverwendet werden.

Ein- und Ausleitungsraum Aus infektionspräventiver Sicht können alle operationsbegleitenden Maßnahmen, wie z. B. Intubation, Extubation, Anlage eines ZVK, eines arteriellen Zugangs und eines Blasenkatheters im OP-Saal selbst durchgeführt werden; aus logistischen Gründen hat es sich bewährt, dass dies überwiegend im Einleitungsraum erfolgt. Es bestehen keine krankenhaushygienischen Bedenken dagegen, nach der Operation einen Patienten im Einleitungsraum auszuleiten, in dem der bereits für die nächste Operation vorbereitete Patient liegt.

355

26.2 · Anästhesiologie

Aufwachraum Dem Aufwachraum kommt aus krankenhaushygienischer Sicht eine nur untergeordnete Rolle zu; hier entstehen ursächlich keine postoperativen Wundinfektionen. Er sollte daher so gelegen sein, dass eine optimale Logistik möglich ist. Traditionell gehört der Aufwachraum entweder dem OP-Bereich an und kann so vom OP-Personal – meist in grüner Bereichskleidung – betreten werden, oder er wird als »außerhalb des OP-Bereichs« definiert, um ungehinderten Zugang für das Stationspersonal – meist in weißer Bereichskleidung – zu gewähren; diese krankenhaushygienisch inkonsequente Trennung führt in der Praxis leider zu regelmäßigen Verstößen gegen die Kleiderordnung. In vielen Krankenhäusern mit einem modernen OPManagement wird daher der Aufwachraum als »gemischte Zone« definiert, dass heißt, der Patient kann vom OPPersonal ohne Wechsel der Bereichskleidung dorthin transportiert und ebenfalls ohne Wechsel der Bereichskleidung oder Überziehen eines Schutzkittels vom Pflegepersonal dort abgeholt werden. Gegen eine solche praktische, zeitund kostensparende Lösung bestehen keine krankenhaushygienischen Bedenken.

sie sollten auch im OP-Bereich ausschließlich kurz vor Verwendung patientenspezifisch aufgezogen werden und mit Medikamentennamen, Datum und Uhrzeit beschriftet sein. Medikamente, die im Rahmen der totalintravenösen Anästhesie (TIVA) verwendet werden, müssen nach Herstellerangaben ausschließlich patientenspezifisch eingesetzt werden. Eine Verwendung der Restmedikation für nachfolgende Patienten ist aus krankenhaushygienischer Sicht kontraindiziert; eine Übertragung von beispielsweise Hepatitis- oder HI-Viren ist zu befürchten, auch wenn zwischen den Patienten die Infusionsleitung ggf. mit Rückschlagventil gewechselt wird. Rückschlagventile werden von den Herstellern nicht auf die Filterungsleistung bzw. Zurückhaltung von Viren überprüft, sondern nur auf Druckverhältnisse. Diese werden beispielsweise überschritten, wenn der Blutdruck am selben Arm gemessen wird, an dem die Infusionsleitung liegt. Da die Medikamente, die zur TIVA verwendet werden, teuer sind – nur deshalb möchte man die Restmedikation weiter verwenden –, stellt ein möglichst patientenspezifisches und bedarfsgerechtes Aufziehen eine Alternative dar, um nicht große Restmengen verwerfen zu müssen.

Schleusen Unter Berücksichtigung der Pathogenese einer postoperativen Wundinfektion ist es unerheblich, ob ein Patient in den OP-Bereich durch eine spezielle OP-Schleuse eingeschleust oder mit Hilfe einer rückenschonenden Umbetthilfe von seinem Stationsbett direkt auf die OP-Lafette gelegt wird; ein solches Umlagern kann entgegen der Vorstellung vieler Operateure auch direkt im OP-Saal erfolgen. Das wichtigste Erregerreservoir postoperativer Wundinfektionen ist die patienteneigene Besiedelung des Operationssitus selbst – und diese bleibt unbeeinflusst von der Art und dem Ort der Einschleusung. Aber auch exogene Reservoire für potenzielle Infektionserreger wie z. B. OP-Personal, Instrumente, Implantate usw. werden durch eine Schleuse nicht reduziert. Besteht eine spezielle Kleiderordnung für den OPBereich, muss dem Personal die Möglichkeit gegeben werden, sich umzuziehen. Hierfür ist ein einzelner Raum ausreichend, der funktionell in eine »reine Seite« zum Lagern der frischen OP-Kleidung und in eine »unreine Seite« zum Abwurf der benutzten OP-Kleidung getrennt ist. Eine Zwei- oder Dreikammerschleuse bietet keinen krankenhaushygienischen Vorteil und ist aus moderner infektionspräventiver Sicht nicht notwendig (Kappstein et al. 1991).

26.2.2

Intravenöse Anästhesien

Bei der Vorbereitung von Anästhetika und anderen intravenös zu applizierenden Substanzen im OP-Bereich gelten dieselben hygienischen Vorgaben wie für Intensivstationen;

26.2.3

Inhalationsnarkosen

Die Außenseite des Beatmungsgeräts sollte täglich routinemäßig sowie bei sichtbarer Kontamination mit potenziell infektiösem Material mit einem geeigneten Desinfektionsmittel desinfiziert werden. Für den Wechsel des Kreisteils sollten, falls vorhanden, die Empfehlungen des Herstellers beachtet werden. Da es hierzu keine Studien oder Expertenempfehlungen gibt, hat sich ein festes Zeitintervall bewährt, z. B. wöchentlich oder monatlich oder ein Intervall nach einer gewissen Anzahl von Betriebsstunden (z. B. 1000 Stunden). Die Befeuchtung der Atemluft erfolgt häufig passiv mit Hilfe eines »heat moist exchanger« (HME) mit bakterienfilternder Funktion. Hierbei kann das komplette Narkoseschlauchsystem für nachfolgende Patienten weiter verwendet werden; eine thermische Aufbereitung ist dann nur einmal täglich notwendig. Der HME kann entweder für eine Nachbeatmung desselben Patienten auf Intensivstation verwendet werden, oder er wird verworfen. Bei der alternativen, aktiven Befeuchtung über das Kreisteil muss das gesamte Narkoseschlauchsystem zwischen den Patienten routinemäßig gewechselt werden. Auch bei Patienten mit kontagiösen Infektionskrankheiten – wie z. B. Tuberkulose der Atemwege, CJK, Verdacht auf SARS oder andere Virusinfektionen oder bei einer MRSA-Besiedlung – ändert sich weder die Art oder Frequenz der Wiederaufbereitung des Beatmungsgeräts noch das Wechselintervall der Narkoseschlauchsysteme. Aus infektionspräventiver Sicht müssen auch bei kontagi-

26

356

III

Kapitel 26 · Intensivmedizin und Anästhesiologie

ösen Infektionskrankheiten keine Einwegssysteme verwendet werden. Generell ist eine thermische Desinfektion von Narkosezubehör aus ökologischen Gründen einer chemothermischen vorzuziehen. Bei der Aufbereitung des Absauggeräts sollten Sekretauffangbehälter/Spülglas nach OP-Ende thermisch desinfizierend wiederaufbereitet werden; alternativ werden heute häufig Einmalsysteme (meist mit einer Geliermasse) verwendet. Bei offener Absaugung muss der Katheter nach jedem Absauvorgang verworfen werden; der Absaugschlauch sollte täglich gewechselt werden. Das Absauggerät selbst sollte täglich wischdesinfizierend aufbereitet werden.

26.2.4

Regionalanästhesie

Anstelle von Intubationsnarkosen oder zur Therapie chronischer Schmerzsyndrome werden häufig Regionalanästhesien durchgeführt. Da es hierbei zu lokalen und systemischen Infektionen kommen kann, sind prinzipiell die üblichen Standardhygienemaßnahmen zu beachten (7 Kap. 24).

26.3

26.2.5

Anlage von Peridual- und Spinalkatheter

Zur Evaluierung einzelner Hygienemaßnahmen für das Legen eines Peridual- bzw. Spinalkatheters wurden bisher keine Studien durchgeführt; daher gibt es von den entsprechenden Expertenkommissionen keine speziellen krankenhaushygienischen Empfehlungen. Hygienemaßnahmen sollten sich jedoch aufgrund des sterilen Peridural- bzw. Spinalgebiets, in dem diese Katheter gelegt werden, aufgrund der Pathogenese und der Schwere der möglichen Infektion, wie z. B. Epiduralabszeß oder Meningitis, an den Empfehlungen zur ZVK-Anlage orientieren. Im Gegensatz zur Anlage eines ZVKs gibt es keine Daten, welche die Notwendigkeit eines sterilen Kittels für das Legen eines Peridural- bzw. Spinalkatheters belegen. Analog zur ZVK-Anlage ist aber zumindest beim Periduralkatheter ein langer, meist spiralförmig aufgerollter Führungsdraht notwendig; zusätzlich erschwert die sitzende und nach vorn gebeugte Haltung des Patienten bei der Anlage des Katheters ein sauberes, steriles Arbeiten. Wir empfehlen daher zumindest beim Legen eines Periduralkatheters das routinemäßige Tragen eines sterilen Kittels.

Reinigungs- und Desinfektionsplan für Intensivstation und Anästhesie

Was

Wann

Womit

Wie

Händewaschen

Beginn und Ende der Arbeit, nach Toilettenbesuch, nach Kontakt mit nicht infizierten Patienten, bei sichtbarer Verschmutzung

Waschlotion aus Spender (keine Stückseife!). Mit Einmaltuch abtrocknen

Gründlich Händewaschen; Fingerkuppen, Zwischenräume der Finger und Daumen mit einbeziehen

Händedesinfektion (hygienisch)

Bei Kontaminationsgefahr, Infektionsgefahr, Kontakt mit Blut etc.

Hände-DIMa (Einmalflaschen in Spendern)

Alkoholisches Hände-DIM. Mit ausreichender Menge die Hände vollständig benetzen und 30 s gründlich verreiben, bis Hände trocken sind. Fingerkuppen, -zwischenräume u. Daumen miteinbeziehen. Kein Wasser zugeben

Vor Tätigkeiten mit Kontaminationsgefahr: Richten von Infusionen, Aufziehen von i.v.-Medikamtenten, Manipulation z. B. an ZVK, HWK und Tracheostoma (auch beim selben Pat.). Vor dem Umgang mit Sterilgut. Vor und nach infektionsgefährdenden Tätigkeiten, z. B. Injektionen, Verbands wechsel und Absaugen. Nach Kontakt mit Blut, Exkreten, Sekreten, kontaminierten Gegenständen (Urinbeutel). Nach Ausziehen von Einmalhandschuhen Händedesinfektion (chirurgisch)

Vor allen operativen Eingriffen

Waschlotion aus Spender

1 min Hände und Unterarme bis zum Ellbogen waschen Abtrocknen mit sauberem Einmal- oder Baumwolltuch (nur bei Bedarf: Nägel bürsten!)

Alkoholisches Hände-DIM

3 min ausreichende Menge einreiben, bis Hände trocken

Vor dem nächsten operativen Eingriff ist Händewaschen in der Regel nicht nötig, sondern nur bei Verschmutzung. Liegt die letzte Händedesinfektion <60 min zurück, ist vor dem nächsten Eingriff 1 min Desinfizieren der Hände ausreichend. Liegt die letzte Händedesinfektion >60 min zurück, ist vor dem nächsten Eingriff 3 min Desinfizieren der Hände erforderlich. Hautpflege

6

Regelmäßig und bei Bedarf (z. B. in Pause, nach der Arbeit)

Hautpflegemittel (Tuben, Spender)

In die Hände einreiben

357

26.3 · Reinigungs- und Desinfektionsplan für Intensivstation und Anästhesie

Was

Wann

Womit

Wie

Hautdesinfektion (äußere Haut)

Vor Punktion peripherer Gefäße und vor allen Injektionen

Haut-DIM, z. B. alkoholisch oder iodhaltig

Hautareal direkt besprühen, mit sterilisierten Tupfern einreiben, erneut sprühen (30 s, bis Haut trocken)

Vor Punktion zentraler Gefäße

Haut-DIM, z. B. alkoholisch oder iodhaltig

Hautareal direkt besprühen, einreiben, erneut sprühen (1 min, bis Haut trocken)

Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektionsgefahr (z. B. präoperativ und vor Gelenkund Lumbalpunktionen)

Haut-DIM

Einreiben mit sterilem Tupfer (Einwirkzeit 3 min)

Schleimhautdesinfektion

Vor der Anlage von Blasenkathetern

Schleimhaut-DIM, z. B. iodhaltig oder auf Octenidinbasis

Auftragen mit sterilem Tupfer (Einwirkzeit 1 min) oder direktes Besprühen des Schleimhautareals

Instrumente (z. B. Schere, Pinzette etc.)

Unmittelbar nach Gebrauch

Gebrauchsfertiges Instrumenten-DIM (z. B. Glucoprotamin). Herstellerangabe zur Standzeit der Lösung beachten!

Evtl. vorreinigen, Instrumente öffnen, zerlegen und vollständig in Lösung einlegen. Einwirkzeit beachten!

Danach die weitere Aufbereitung der Instrumente (z. B. Reinigung, Funktionsprüfung, Verpacken und Dampfsterilisation) in der ZSVA durchführen lassen. Hier erfolgt auch die Risikobewertung und Einstufung von Medizinprodukten vor der Aufbereitung Medizinische Geräte/teile (z. B. RR-Manschette, Laryngoskopgriff, Stethoskop, Bedienungsteile/knöpfe an Geräten etc.)

Täglich, bei Bedarf u. bei Kontamination

Gebrauchsfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucoprotamin

Wischdesinfektion

Lagerungsmittel (z. B. kunststoffbezogen)

Unmittelbar nach Gebrauch oder nach Patientenwechsel und bei Kontamination mit Blut, Sekret, Exkreten

Gebrauchsfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucoprotamin

Wischdesinfizieren und Trocknung abwarten

Schutzhüllen für Computertastaturen

Täglich, bei Bedarf und bei Kontamination mit potenziell infektiösem Material

Gebrauchsfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucoprotamin

Wischdesinfizieren und Trocknung abwarten

Ultraschallkopf

Unmittelbar nach Untersuchung

Alkoholisches Haut-DIM, Einmaltuch

Gelreste entfernen und wischdesinfizieren

Arbeitsflächen

Täglich, bei Bedarf und immer vor Zubereitung von Infusionen und Injektionen

Gebrauchfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucoprotamin

Wischdesinfizieren und Trocknung abwarten

Thermometer

Unmittelbar nach Gebrauch (beim selben Patienten)

Alkoholisches Haut-DIM, Einmaltuch

Wischdesinfizieren

Nach Patientenwechsel

Gebrauchsfertiges Instrumenten-DIM, z. B. Glucoprotamin

In Lösung einlegen: Einwirkzeit beachten!

Vor jeder rektalen Temperaturmessung neue Schutzhülle verwenden. Vor Wahl der Desinfektionsmethode Herstellerangabe zur Materialverträglichkeit beachten Temperatursonde, Haarbürste, Nagelpflegeset

Unmittelbar nach Gebrauch oder nach Patientenwechsel

Gebrauchsfertiges Instrumenten-DIM, z. B. Glucoprotamin

In Lösung einlegen; Einwirkzeit beachten!

Laryngoskopspatel, Magill-Zange, Führungsstab

Unmittelbar nach Gebrauch

Gebrauchsfertiges Instrumenten-DIM, z. B. Glucoprotamin

In Lösung einlegen; Einwirkzeit beachten

Scherkopf vom elektr. Haarschneider

Unmittelbar nach Gebrauch

70%iger Alkohol

Reinigen und 10 min einlegen

Spülmaschine mit ThermoProgramm (10 min bei 75°C)

Thermisch desinfizieren

Absaugzubehör (Mehrwegsystem) Sekretauffangbehälter, Spülglas

Täglich und bei Bedarf

Absaugkappe, Verbindungsschlauch

Täglich und bei Bedarf

»Innenleben« des Beatmungsgeräts

6

Verwerfen (Einmalartikel) Herstellerangaben zur Aufbereitung beachten!

26

358

Kapitel 26 · Intensivmedizin und Anästhesiologie

Was

Wann

Womit

Wie

Mehrweg-Beatmungsschläuche Langzeitbeatmung, mit/ohne HME

Alle 7 Tage und bei Patientenwechsel

Spülmaschine mit ThermoProgramm (10 min bei 75°C)

Thermisch desinfizieren

Beatmung im OP

Mit patientenbez. HME einmal täglich wechseln; ohne HME nach jedem Patienten wechseln

Spülmaschine mit ThermoProgramm (10 min bei 75°C)

Thermisch desinfizieren

Ambu-Beutel, Masken

Einmal täglich oder nach jedem Gebrauch bei verschiedenen Patienten

Spülmaschine mit ThermoProgramm (10 min bei 75°C)

Thermisch desinfizieren

Inline-Medikamentenvernebler

Nach jedem Gebrauch

70%iger Alkohol, steriles Aqua dest.

Wischdesinfizieren und nachspülen (trocken und staubgeschützt lagern)

Mehrwegkanüle ohne Blockungsmechanismus

Einmal täglich

Unter fließendem Wasser abspülen. Mechanische Reinigung mit Bürste

Desinfektion nach Herstellerangabe durchführen Danach ausreichend mit sterilem Aqua dest. spülen. Wechselkanülen trocken und staubgeschützt lagern

Reinigungsbürste

Nach Patientenwechsel

Sterilisieren lassen

Bei pat.-bezogenem Einsatz ist eine Desinfektion nach jedem Gebrauch ausreichend

Tablett/Becher/Klemme

Einmal täglich, bei Bedarf und nach Patientenwechsel

Spülmaschine mit Thermo-Programm (10 min bei 75°C)

Thermisch desinfizieren

Mundpflegeklemme, Becher mit Gebrauchslösung

Nach jedem Gebrauch

70%iger Alkohol

Wischdesinfizieren

III

Trachealkanülen

Mundpflegeset

TEE-Sonden (bei sichtbaren Beschädigungen nicht einsetzen) Schallkopf (distales Ende, flexibler Schaft)

Unmittelbar nach der Untersuchung

Gebrauchsfertiges Instrumenten-DIM, z. B. Glucoprotamin

Mit Wasser befeuchteter Kompresse abwischen und gründlich mit Trinkwasser abspülen. Nur bis zur Markierung in Lösung einlegen. Einwirkzeit beachten!

Flexionssteuerung

Unmittelbar nach der Untersuchung

70%iger Alkohol

Kompresse mit 70%igem Alkohol anfeuchten,. vorsichtig abwischen. TEE-Sonde an Gestell hängen und trocknen lassen

Notfallbeatmungsgerät, Notfallwagen, Verbandswagen, Sonographiegerät etc.

Nach jedem Gebrauch und bei Kontamination mit Blut, Sekret, Exkreten

Gebrauchsfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucuprotamin

Wischdesinfizieren und Trocknung abwarten

Geschirr

Nach Gebrauch

Geschirrspülmaschine

Normale Aufbereitung in der Geschirrspülmaschine (es gibt keine Indikation für Einmalgeschirr)

Urinflaschen, Steckbecken

Unmittelbar nach Gebrauch

Thermischer Steckbeckenspülautomat

Maschinell aufbereiten (nach Programm)

Waschschüsseln

Unmittelbar nach Gebrauch

Gebrauchsfertiges FlächenDIM, z. B. Glucoprotamin

Reinigen, Wischdesinfizieren

Nach Patientenwechsel

Thermisch desinfizieren

Spülmaschine mit Thermo-Programm (10 min bei 75°C)

Unmittelbar nach Gebrauch Nach Kontamination

Reinigungsmittel Gebrauchsfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucoprotamin

Evtl. Reinigen Wischdesinfizieren und Trocknung abwarten

Badewannen

6

359 Literatur

Was

Wann

Womit

Wie

Fußböden, sanitäre Einrichtungen, Mobiliar

Einmal täglich und bei Bedarf (hausinterner Reinigungsplan) Bei Kontamination mit Blut, Sekret, Exkreten

Reinigungsmittel

Reinigen Gezielt wischdesinfizieren und Trocknung abwarten

Patientennahe Flächen (mit häufigem Handbzw. Hautkontakt)

Dreimal täglich, bei Bedarf Bei Kontamination mit Blut, Sekret, Exkreten

Wäsche/Abfallb

Bei Infektionsgefahr

Gebrauchsfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucoprotamin Gebrauchsfertiges Flächen-DIM, z. B. Glucoprotamin

Wischdesinfizieren Gezielt Wischdesinfizieren und Trocknung abwarten

In Wäsche-/Abfallbehälter abwerfen und nach üblichem Verfahren aufbereiten/entsorgen lassen

a

DIM Desinfektionsmittel. Infektiöse Wäsche ist ausschließlich die Wäsche, die mit infektiösem Material kontaminiert ist; infektiöser Abfall ist nur der Abfall, der zur Abfallgruppe C gehört. Wäsche ist als infektiös zu betrachten, wenn von ihr eine unmittelbare Infektionsgefahr für Dritte ausgehen kann. b

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Bei Verschmutzung der Hände mit z. B. Blut, Exkreten oder Sekreten: Kontaminationen mit desinfektionsmittelgetränktem Einmaltuch entfernen, Hände mit Wasser und Seife waschen und abtrocknen, hygienische Händedesinfektion durchführen. 4 Für die Aufbereitung von Medizinprodukten ist ein standardisiertes, schriftlich festgelegtes Verfahren erforderlich (MPG). 4 Herstellerangaben zur Reinigung, Desinfektion und Sterilisation von Medizinprodukten beachten (MPBetreibV § 4 Abs. 2). 4 Zur Desinfektion von Medizinprodukten sind thermische Aufbereitungsverfahren im Reinigungs- und Desinfektionsautomaten (10 min bei 75°C) zu bevorzugen. 4 Bei Kontaminationen mit potenziell infektiösem Material, z. B. Blut, Sekret, Exkreten, direkt und gezielt wischdesinfizieren. 4 Herstellen von Desinfektionsmittellösungen: Dosierung nach Herstellerangaben und mit kaltem Wasser. 4 Für die Instrumentendesinfektion die angegebene Einwirkzeit einhalten. 4 Flächendesinfektion nur als Wischdesinfektion durchführen, Trocknung abwarten und direkt weiterbenutzen. 4 Kein Versprühen von Desinfektionsmitteln! 4 Beim Einsatz von Reinigungs- und Desinfektionsmitteln sollen feste, flüssigkeitsdichte Handschuhe getragen werden (UVV).

Literatur Cozad A, Jones RD (2003) Disinfection and the prevention of infectious disease. Am J Infect Control 31: 243–254 Daschner F, Rabbenstein G, Langmaack H (1980) Surface decontamination in the control of hospital infections: comparison of different methods. Dtsch Med Wochenschr 105: 325–329 Dharan S, Mourouga P, Copin P, Bessmer G, Tschanz B, Pittet D (1999) Routine disinfection of patients’ environmental surfaces. Myth or reality? J Hosp Infect 42: 113–117

Fenner T, Daschner F (1992) Schutzkittel und Mundschutz in der Kinderklinik: Sinnvoll oder Ritual. Monatsschr Kinderheilkd 140: 194–198 Fridkin SK, Pear SM, Williamson TH, Galgiani JN, Jarvis WR (1996) The role of understaffing in central venous catheter-associated bloodstream infections. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 150– 158 Gastmeier P, Brauer H, Forster D, Dietz E, Daschner F, Ruden H (2002) A quality management project in 8 selected hospitals to reduce nosocomial infections: a prospective, controlled study. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 91–97 Huebner J, Frank U, Kappstein I, Just HM, Noeldge G, Geiger K, Daschner FD (1989) Influence of architectural design on nosocomial infections in intensive care units – a prospective 2-year analysis. Intensive Care Med 15: 179–83 Kappstein I, Matter H-P, Frank U, Meier L, Daschner F (1991) Hygienische und ökonomische Bedeutung von Schleusen im Krankenhaus. Dtsch Med Wochenschr 116: 1622–1627 Krause G, Trepka MJ, Whisenhunt RS, Katz D, Nainan O, Wiersma ST, Hopkins RS (2003) Nosocomial transmission of hepatitis C virus associated with the use of multidose saline vials. Infect Control Hosp Epidemiol 24: 122–127 Lemmen SW, Zolldann D, Häfner H, Saß H, Lütticken R (2001) Den Hygienestandard halten und trotzdem Kosten senken. Klinikarzt 30: 211–217 Lemmen SW, Hafner H, Zolldann D, Stanzel S, Lutticken R (2004) Distribution of multi-resistant Gram-negative versus Gram-positive bacteria in the hospital inanimate environment. J Hosp Infect 56: 191–197 O’Connell NH, Humphreys H (2000) Intensive care unit design and environmental factors in the acquisition of infection. J Hosp Infect 45: 255–262 Pittet D, Harbarth S (1998) The intensive care unit. In: Bennet JV Brachman PS (eds) Hospital infection, 4th edn. Lippincott-Raven, Philadelphia, pp 381–402 Pittet D, Hugonnet S, Harbarth S, Mourouga P, Sauvan V, Touveneau S, Perneger TV (2000) Effectiveness of a hospital-wide programme to improve compliance with hand hygiene. Infection Control Programme. Lancet 356: 1307–1312 Reuter S, Sigge A, Wiedeck H, Trautmann M (2002) Analysis of transmission pathways of Pseudomonas aeruginosa between patients and tap water outlets. Crit Care Med 30: 2222–2228 RKI (1999) Empfehlungen zur Prävention und Kontrolle von Methicillinresistenten Staphylococcus aureus Stämmen (MRSA) in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen Bundesgesundheitsbl 42: 954–958 RKI (2004) Anforderungen an die Hygiene bei der Reinigung und Desinfektion von Flächen. Bundesgesundheitsbl 47: 51–61

26

360

III

Kapitel 26 · Intensivmedizin und Anästhesiologie

Talon D (1999) The role of the hospital environment in the epidemiology of multi-resistant bacteria. J Hosp Infect 43: 13–17 Trick WE, Vernon MO, Hayes RA, Nathan C, Rice TW, Peterson BJ, Segreti J, Welbel SF, Solomon SL, Weinstein RA (2003) Impact of ring wearing on hand contamination and comparison of hand hygiene agents in a hospital. Clin Infect Dis 36: 1383–1390 Trilla A (1994) Epidemiology of nosocomial infections in adult intensive care units. Intensive Care Med (Suppl 3): S1–4 Widmer AF (1994) Infection control and prevention strategies in the ICU. Intensive Care Med (Suppl 4): S7–11 Wilson C, Dettenkofer M, Jonas D, Daschner FD (2004) Pathogen growth in herbal teas used in clinical settings: a possible source of nosocomial infection? Am J Infect Control 32: 117–119

27 27 Neonatologie und Pädiatrie C. Zinn, W. Ebner 27.1 Häufigkeit nosokomialer Infektionen im Kindesalter – 361

27.6.3 Säuglingspflege – 366 27.6.4 Isolierung – 367

27.2 Personal/Besucher

27.7 Spezielle Maßnahmen bei ausgesuchten Erregern

– 362

27.3 Katheter – 363 27.3.1 27.3.2 27.3.3 27.3.4

Zentrale Venenkatheter – 363 Arterielle Katheter – 363 Nabelkatheter – 364 Katheter in der pädiatrischen Onkologie – 364 27.3.5 Ports – 364

27.4 Infusionstherapie und Infusionssysteme – 364

27.7.1 27.7.2 27.7.3 27.7.4 27.7.5 27.7.6

Atemwegsinfektionen – 368 Gastrointestinale Infektionen – 368 Windpocken – 369 Meningitiden – 369 Läuse – 370 Skabies – 370

27.8 Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Pädiatrie – 371 Literatur

27.5 Beatmung

– 368

– 373

– 365

27.6 Allgemeine Hygieneregeln – 366 27.6.1 Reinigung und Desinfektion – 366 27.6.2 Aktive Schutzmaßnahmen – 366

Die Hygiene ist für Erwachsene ein wichtiger Baustein des gesunden Lebens. Für Kinder ist sie, zusammen mit den Impfungen, überlebenswichtig. Auch heute noch sind die häufigsten Todesursachen im Kindesalter Atemwegsinfektionen und Durchfallerkrankungen. Die Zahl dieser heutzutage durch Basishygienemaßnahmen teilweise vermeidbaren Erkrankungen geht in die Millionen. Dies gilt nicht nur für die dritte Welt, denn in Deutschland sind Kinder akut durch Infektionen bzw. mangelnde Hygiene gefährdet.

Generell sind Kinder aufgrund Ihres noch unvollkommenen Immunstatus anfälliger für systemische Infektionen. Folgende Risikogruppen lassen sich identifizieren: 4 Früh-/Mangelgeborene; 4 pädiatrische Intensivpatienten; 4 kleine Patienten, an denen invasive Maßnahmen vorgenommen werden (z. B. jede Art von Kathetern); 4 Patienten mit chronischen Erkrankungen wie Mukoviszidose oder dialysepflichtige Kinder; 4 onkologisch-pädiatrische Patienten.

. Tab. 27.1. Relative Häufigkeit (in %) einzelner nosokomialer Infektionen in der Pädiatrie

27.1

Häufigkeit nosokomialer Infektionen im Kindesalter

Neugeborene (Emori et al. 1993) HWI

Im pädiatrischen Bereich spielen nosokomiale Infektionen eine bedeutende Rolle; sie unterscheiden sich jedoch in ihren relativen Häufigkeiten deutlich von denen der Erwachsenen (. Tab. 27. 1).

Pneumonie WI Sepsis

4,2

Erwachsene (Gastmeier et al. 1998) 40

14,9

20

1,8

15

36,9

8

362

Kapitel 27 · Neonatologie und Pädiatrie

. Tab. 27.2. Nosokomiale Infektionen bei Kindern bzw. Neugeborenen (nach Lokalisation, in %) Deutschland (Drews 1995)

Kanada (FordJones 1989)

USA (CDC 1997)

1,6

35

–

Respirationstrakt

33,9

16

23

Blutbahn

27,4

21

13

Harnwege

3,2

6

17

OP-Gebiet

11,3

7

10

Haut

Gastrointestinaltrakt

III

11,3

5

7

Augen

6,5

5

–

Sonstige

4,8

5

29

Die aktuellen nosokomialen Infektionsraten bei Kindern sind in . Tab. 27.2 vergleichend zusammengefasst. Die häufigsten Krankenhausinfektionen bei Kindern sind Infektionen des Gastrointestinal- und des Respirationstrakts, gefolgt von Harnwegs- und Wundinfektionen. Die Reihenfolge der Häufigkeiten variiert je nach Behandlungsschwerpunkt der Kliniken. Die Erreger von Infektionen im Kindesalter können wie bei Erwachsenen entweder aus der patienteneigenen Flora

. Tab. 27.3. Häufige Erreger nosokomialer Infektionen bei Kindern (Zusammenfassung neuerer Studien) Kanada (Ford-Jones 1989)

USAa (CDC 1997)

Koagulasenegative Staphylokokken

26,2

13,2

S. aureus

15,4

16,6

8,1

6,5

E. coli

6,6

11,4

Pseudomonas spp.

5,3

9,7

Grampositive Bakterien

Andere Gramnegative Bakterien

Andere Bakterien gesamt Viren

9,7 71,2

Neonatologie/Intensivmedizin. Intensivpflichtige Neugeborene und Kinder sind besonders anfällig für nosokomiale Infektionen. Auf Neugeborenenintensivstationen erleiden 5–25% der Neugeborenen eine nosokomiale, potenziell lebensgefährliche Infektion (Donowitz 1993), die meist mit sog. invasiven Maßnahmen in Zusammenhang steht. Aus diesem Grund ist man dazu übergegangen, die Infektionsraten in Abhängigkeit der entsprechenden Maßnahmen (»Device«) anzugeben. Bezüglich dieser sog. deviceassoziierten Infektionsraten liegen für Deutschland bei Kindern keine vergleichbaren Zahlen vor, daher wurden Daten der National Nosocomial Infections Surveillance der USA von 2003 zugrunde gelegt (NNIS 2003) . Tab. 27.4.

27.2

Personal/Besucher

Entgegen früherer Meinung hat man festgestellt, dass Schleusensysteme für Besucher, Intensivpersonal oder bereichsfremdes Krankenhauspersonal aus krankenhaushygienischer Sicht nicht erforderlich sind. Das Tragen von Bereichskleidung auf Intensivstationen sowie das Anlegen einer zusätzlichen Schutzkleidung bei Betreten der Intensivstation von Besuchern oder dem übrigen Klinikpersonal ist aus hygienischen Gründen nicht notwendig. Auch Mitarbeiter der Intensivstation müssen bei Verlassen der Intensivstation keinen Schutzkittel überziehen. Der Verzicht auf Schutzkittel bringt erhebliche ökonomische und ökologische Vorteile mit sich. Ebenfalls spielt die farbliche Kennzeichnung der Dienstkleidung aus hygienischer und infek-

10,5

–

11,5

–

Andere Enteroviren

0,7

–

. Tab. 27.4. Deviceassoziierte Infektionsraten auf pädiatrischen Intensivstationen. (Nach NNIS 2003)

RSV

0,2

–

Venenkatheterassoziierte Sepsisa

7,3 (3,8–8,8)d

–

Beatmungsassoziierte Pneumonieb

2,9 (0–4,3)d

Blasenkatheterassoziierte Harnwegsinfektionc

4,7 (2,3–6,5)d

Rotaviren

Andere respiratorische Viren Viren gesamt Pilze Andere a

5,0 67,6

kommen oder exogen bedingt sein, d. h. von anderen Patienten, Besuchern oder vom Personal stammen. Die meisten dieser Krankenhausinfektionen werden durch Bakterien verursacht. Rotaviren und Adenoviren sind die häufigsten Erreger gastrointestinaler Infektionen. Bei Infektionen des Respirationstrakts dominieren RS-Viren. Bei venenkatheterassoziierten Septikämien werden am häufigsten koagulasenegative Staphylokokken isoliert, gefolgt von S. aureus. Häufigste Erreger von Harnwegsinfektionen sind E. coli, Enterokokken, Klebsiellen und Pseudomonas spp. Postoperative Infektionen werden hauptsächlich durch S. aureus verursacht (. Tab. 27.3)

22,9 5,1

8,8

5,1

8,8

5,1

Universitätskliniken und Lehrkrankenhäuser.

20

a

Anzahl Infektionen × 1000/Anzahl der Tage mit zentralem Venenkatheter. b Anzahl Infektionen × 1000/Anzahl der Beatmungstage. c Anzahl Infektionen × 1000/Anzahl der Tage mit Blasenkatheter. d 25- bis 75%-Perzentile.

363

27.3 · Katheter

tiologischer Sicht keine Rolle, vielmehr ist es Gründen der vereinfachten Wäscheversorgung sinnvoll, auf Intensivstationen wie in anderen Krankenhausbereichen weiße Dienstkleidung zur Verfügung zu stellen. Dabei muss stets darauf geachtet werden, dass Dienstkleidung in ausreichender Anzahl zum Wechsel auf der Station vorhanden ist. Sollte dies berücksichtigt werden, so können erhebliche Einsparungen erzielt werden (Hauer et al. 2000). Das Anziehen einer zusätzlichen Schutzkleidung (langärmeliger Stoffkittel bzw. flüssigkeitsdichte Schürze) ist nur dann notwendig, wenn eine Kontamination der Arbeitskleidung mit potenziell infektiösem Material erwartet wird oder möglich ist. Dies gilt auch, wenn Früh- bzw. Neugeborene auf den Arm genommen werden. Der Schutzkittel bzw. die Schürze bleiben am Inkubator bzw. Bettchen des Patienten. Die flüssigkeitsdichte Schürze wird immer dann angezogen, wenn Kontakt mit Blut, Stuhl oder Sekret zu erwarten ist, ferner beim Verbandswechsel von großflächig infizierten Wunden sowie als Nässeschutz. Ein langärmeliger Stoffkittel ist z. B. auch bei der Physiotherapie und bei Konsilen angebracht. Dieser Schutzkittel kann patientenbezogen von mehreren Mitarbeitern des Krankenhauses und Besuchern getragen werden. Auf Intensivstationen erfolgt der Wechsel nach sichtbarer Kontamination bzw. einmal pro Schicht.

27.3

Katheter

Die häufigste und gefährlichste nosokomiale Infektion ist die Sepsis. Im Gegensatz zur Sepsis bei Erwachsenen (8,9%) macht die nosokomiale Sepsis bei Kindern 36,9% der nosokomialen Infektionen aus. Am häufigsten ist sie mit der Verwendung von zentralen Gefäßkathetern am Patienten assoziiert. Es zeigte sich, dass Infektionen bei periphervenösen Zugängen sehr selten sind. Bei kleinen pädiatrischen Patienten wird die Anlage im Bereich der Kopfhaut, an der Hand oder am Fuß empfohlen (Garland et al. 2000). > Beim Legen der Venenverweilkanüle gelten bei Kindern dieselben hygienischen Standards wie bei Erwachsenen: hygienische Händedesinfektion und Desinfektion der Einstichstelle mit Hautdesinfektionsmittel inkl. Beachtung der angegebenen Einwirkzeit.

Zusätzlich müssen immer, auch bei Frühgeborenen, Einmalhandschuhe zum Personalschutz getragen werden. Wichtig dabei ist, dass auch bei Kindern die Einstichstelle nach der Hautdesinfektion nicht mehr palpiert wird. Die Wahl des geeigneten Verbandmaterials sollte sich an der Fixierbarkeit der Kanülen, der Haltbarkeit und der Handhabung orientieren (Tripepi-Bova KA et al. 1997). Bei Gazeverbänden und Transparentverbänden gibt es keine Unterschiede bezüglich der Phlebitis- und Infektionsrate (Hoffmann et al. 1988). Sollten Transparentverbände ver-

wendet werden, ist darauf zu achten, beim Nachbluten an der Insertionsstelle entstandene Blutreste zu entfernen. Die Applikation antibakterieller Cremes oder Salben sollte unterbleiben, da hierdurch die Beurteilbarkeit der Katheterinsertionsstelle eingeschränkt, andererseits jedoch die Kolonisierung mit resistenten Erregern gefördert werden kann (Danchaivijitr u. Theeratharathorn 1989). Katheterverbände sollten nicht routinemäßig, sondern alle 72 Stunden oder später gewechselt werden, außer wenn ein Wechsel sinnvoll erscheint (Verschmutzung, Lösung, Durchfeuchtung, Infektverdacht). Ein täglicher Wechsel ist notwendig, wenn der Verband keine Inspektion der Einstichstelle ermöglicht.

27.3.1

Zentrale Venenkatheter

Es sollten möglichst einlumige zentrale Venenkatheter (ZVK) verwendet werden. Antimikrobiell oder antiseptisch, z. B. silberbeschichtete Katheter bieten kaum infektiologische Vorteile. Bei der Katheteranlage kommt den Standardhygienemaßnahmen eine besondere Bedeutung zu (Cook et al. 1997). Tipp Die Infektionshäufigkeit kann gesenkt werden, wenn sich die Mitarbeiter steril einkleiden (langärmeliger steriler Kittel, Mund-Nasen-Schutz, Haube, sterile Handschuhe) und ein großes steriles Abdecktuch verwendet wird. Hierdurch konnte bei zentralen Venenkathetern die Sepsisrate um den Faktor 6,3 gesenkt werden (Raad et al. 1994).

Eine systemische Antibiotikaprophylaxe vor der Katheterinsertion ist kontraindiziert, zumal eine Resistenzentwicklung begünstigt wird (Carratala 2001). Feste Wechselintervalle von zentralen Venenkathetern führen nicht zu einer Verringerung der Sepsisrate. Bei sichtbarer Entzündung an der Kathetereintrittsstelle bzw. Tunnelinfektion ist der Katheter sofort zu entfernen. Gegebenenfalls kann ein neuer Katheter an anderer Stelle neu gelegt werden (Mermel et al. 2001).

27.3.2

Arterielle Katheter

Auch im neonatologischen Bereich kommt es häufig zur Anlage von arteriellen Kathetern. Einiges deutet darauf hin, dass bei Kindern eine relativ niedrige Infektionsrate bei arteriellen Kathetern im Vergleich zu ZVK gefunden wird (Kolonisationsrate 5%, lokale Infektionen 2,4%, Kathetersepsis 0,6%) (Furfaro et al. 1991). Bei arteriellen Kathetern scheint die Insertionsstelle, im Gegensatz zu den ZVK, keine wesentliche Rolle auf die Sepsisrate zu haben (Thomas et al. 1983). Wichtig ist, die

27

364

III

Kapitel 27 · Neonatologie und Pädiatrie

Manipulationen am Kathetersystem auf ein Minimum zu beschränken (Mermel u. Maki 1989). Arterielle Blutentnahmen sollten idealerweise aus einem geschlossenen System und über Dreiwegehähne erfolgen (Crow et al. 1989). Glukosehaltige Spüllösungen im arteriellen Drucksystem begünstigen bakterielle Besiedelung des Systems (Weems et al. 1987). Ein routinemäßiger Wechsel der Dreiwegehähne oder des gesamten Systems nach bestimmten Zeitintervallen ist nicht sinnvoll (Leroy et al. 1989).

27.3.3

Nabelkatheter

Die Nabelgefäße von Früh- und Neugeborenen werden oft zur Anlage von Gefäßkathetern benutzt, da sie relativ einfach kanülierbar sind und sich gut zur Verabreichung von lebenswichtigen Medikamenten bei Notfällen unmittelbar nach der Geburt und zur Gabe von Infusionslösungen eignen. Die Inzidenz katheterassoziierter systemischer Infektionen beträgt 5–6% bei arteriellen und 3–8% bei venösen Nabelkathetern (Landers et al. 1991). Die Anlage kann im Kreißsaal, im Sectio-OP oder auf der Station erfolgen. Nabelarterienkatheter mit einer endständigen Öffnung sind zu bevorzugen, da sie seltener Gefäßthrombosen als solche mit seitlichen Öffnungen zeigen (Barrington 2000b). Im Gegensatz zu den ZVK sind mehrlumige Katheter nicht mit einer erhöhten Sepsisrate assoziiert. Bei der Anlage der Nabelkatheter gelten dieselben hygienischen Anlagebedingungen wie bei ZVK. Analog zu den anderen beschriebenen Kathetern sollten Manipulationen an Nabelkathetern auf ein Mindestmaß reduziert werden. Aussagekräftige Daten zum Vorteil prophylaktischer Antibiotikagaben oder fester Wechselintervalle liegen nicht vor. Sichtbare Zeichen einer Omphalitis (eitrige Sekretion, Rötung der Periumbilikalregion) sollten zur sofortigen Entfernung des Katheters führen. Intermittierende Spülungen mit heparinhaltigen Lösungen sind nicht zu empfehlen, da sie die Thrombosierung von Nabelarterienkathetern nicht reduzieren. Im Gegensatz dazu wird durch den kontinuierlichen Zusatz von 0,25–1,0 IE/ml Heparin zur Infusionslösung die Durchgängigkeit positiv beeinflusst und so die Liegedauer verlängert, ohne dass die Inzidenz von Komplikationen wie intraventrikulären/periventrikulären Blutungen, einer Aortenthrombose oder anderer Durchblutungsstörungen beeinflusst wird (Barrington 2000a).

27.3.4

Katheter in der pädiatrischen Onkologie

Die Infektionsrate partiell implantierter Katheter beträgt bei Kindern mit Tumorerkrankungen 2,8 pro 1000 Kathetertage (Stamou et al. 1999), bei hochgradig immunsupprimierten Knochenmarktransplantationspatienten liegt sie

mit 7,9 pro 1000 Kathetertage wesentlich höher (Elishoov et al. 1998). Aus hygienisch-infektiologischer Sicht sollten vorzugsweise einlumige Katheter implantiert werden. Als Insertionsstelle kommen die V. subclavia, V. jugularis interna, V. cephalica, und ggf. auch die V. femoralis in Frage (Tavecchio et al. 1996). Alternativ ist auch ein direkter translumbaler Zugangsweg über die untere Hohlvene möglich. Studien belegen, dass es in der oberen Körperhälfte (rechte Seite) zu einer geringeren Komplikationsrate kommt, die deshalb als Anlageort bevorzugt werden sollte. Die Anlage kann in einem Eingriffsraum oder einem radiologischen Interventionsraum durchgeführt werden (Nouwen et al. 1999). Die Länge des Kathetertunnels und der Abstand der Muffe von der Hautaustrittsstelle haben einen direkten Einfluss auf das Entstehen von Infektionen. Eine Kathetertunnellänge von <6 cm und Muffenposition näher als 2 cm an der Haut gehen mit einer erhöhte Sepsisrate einher (Hayward et al. 1990). Verbandswechsel und Pflege der Insertionsstelle sind analog wie bei peripheren und zentralen Venenkathetern durchzuführen. Feste Wechselintervalle sind nicht notwendig und bieten aus infektiologischer Sicht keine Vorteile (Giacchino et al. 1996).

27.3.5

Ports

Bei Portsystemen ist darauf zu achten, dass sich die Hautinzisionsstelle nicht direkt über der Portkammer befindet. Die Implantation hat im OP oder Eingriffsraum zu erfolgen. Zum Nutzen einer perioperativen Antibiotikaprophylaxe liegen keine aussagekräftigen Studien vor. Vor jeder Punktion des Ports und Anschluss einer Infusion ist eine hygienische Händedesinfektion durchzuführen. Die Punktionsstelle sollte großflächig desinfiziert werden. Sollte die Punktionsstelle nach der Desinfektion palpiert werden, so muss dies mit sterilen Handschuhen erfolgen. Die Punktion sollte nur mit geeigneten Spezialkanülen (nach Huber) durchgeführt werden. Das Konnektieren des Infusionssystems muss unter aseptischen Bedingungen durchgeführt werden. Zur maximalen Liegedauer von Portnadeln gibt es bisher keine ausreichenden Informationen. Für die durchschnittlichen Portkatheterliegezeiten werden 240–315 Tage angegeben (Denny 1993). Bei Auftreten nicht beherrschbarer Komplikationen wie Infektionen, Katheterverlegungen etc. sollte der Port entfernt werden (Haindl et al. 1993)

27.4

Infusionstherapie und Infusionssysteme

Die Infusionstherapie muss als eine der zahlreichen möglichen Quellen nosokomialer Infektionen angesehen werden. Klinische Studien haben gezeigt, dass Infusionslösungen,

365

27.5 · Beatmung

Infusionssysteme und Katheteransatzstücke im Alltag rasch mikrobiell kontaminiert werden (Trautmann et al. 1997). Auf den hygienisch einwandfreien Umgang mit Infusionssystemen, -lösungen oder -behältern ist besonderer Wert zu legen. Die Wechselintervalle für Infusionssysteme und Dreiwegehähne können problemlos 72 h betragen (Jakobsen et al. 1986). Zum einen wird dadurch eine Einsparung an Materialien erzielt, zum anderen werden Konnektions- und Diskonnektionsvorgänge vermieden, die das Risiko einer Infektion erhöhen. Die Kontaminationsrate und damit die Wahrscheinlichkeit nosokomialer Katheterinfektionen sinkt mit der Reduktion von Konnektions- und Diskonnektionsvorgängen. > Die einzigen Infusionslösungen und die dazugehörigen Infusionssysteme, die von der 72-Stunden-Regel ausgenommen sind, sind lipidhaltige Infusionslösungen. Diese müssen alle 24 Stunden gewechselt werden. Reine Lipidlösungen müssen alle 12 Stunden gewechselt werden.

Manipulationen am Infusionssystem, wie Konnektionen und Diskonnektionen, sind auf ein Minimum zu beschränken (Sitges-Serra 1999). Vor jeder Konnektion/Diskonnektion des Infusionssystems ist eine hygienische Händedesinfektion durchzuführen. Die Desinfektion des Katheteransatzstückes oder des Dreiwegehahnes vor Konnektion kann die mikrobielle Kontamination reduzieren; ggf. ist nach Diskonnektion ein neuer steriler Stopfen zu nehmen. Blutverschmutzungen im Bereich des Katheteransatzstückes sind zu vermeiden, sollten sie dennoch vorkommen, so muss mit steriler 0,9%iger NaCl-Lösung gespült werden. Ist das Blut nicht zu beseitigen, ist der Luer-Ansatz (z. B. der Dreiwegehahn) zu wechseln (Geiss et al. 1992). Inlinefilter sind aus hygienischer Sicht nicht erforderlich, weil sei keinen Einfluss auf die Infektionsraten haben. Perfusorspritzen mit aufgezogenen Medikamenten können, sofern die Medikamentenstabilität dies zulässt, ebenfalls über 72 Stunden laufen, da sich die Kontaminationsrate von derjenigen anderer Infusionssysteme nicht unterscheidet. Anrichten von iv.-Medikamenten. Intravenös zu verabreichende Medikamente sollten so kurz wie möglich vor der Applikation aufgezogen werden. Das Vorrichten von Medikamenten und Infusionen kann generell nicht empfohlen werden, weil hierbei leicht Kreuzkontaminationen auftreten können. Alle Parenteralia sollten frisch aufgezogen und unmittelbar patientenbezogen appliziert werden. Parenteralia ohne Konservierungsstoffe sollten nach dem gültigen Arzneibuch (europäische Pharmakopoe) grundsätzlich nur als Einmaldosis verwendet werden, wenn es so auf dem Gebinde deklariert ist (im Zweifel Rücksprache mit der Apotheke). Andernfalls wird die Haltbarkeit nach Anbruch entweder vom Hersteller oder von der Klinikapotheke festgelegt. Vor dem Anrichten müssen stets eine hygienische Händedesinfektion, eine Wischdesinfektion der Arbeitsfläche (vorzugsweise mit 70%igem Iso- oder N-Propanol)

und eine Wischdesinfektion des Verschlussstopfens des Ein- bzw. Mehrdosisbehälters erfolgen. Für jede Entnahme muss eine frische Kanüle und Spritze verwendet werden; die Kanüle darf auf keinen Fall im Stopfen stecken bleiben (Melnyk et al. 1993). Alternativ können auch sog. Minispikes verwendet werden, wobei auch hier bei jeder Entnahme eine frische Spritze zur Anwendung kommen muss. Des Weiteren sollten zum Durchspülen von zentralvenösen Kathetern keine Kochsalzmehrdosisbehälter, sondern ausschließlich 5- oder 10-ml-Einmalampullen eingesetzt werden. > Es sei darüber hinaus nochmals darauf hingewiesen, dass intravenös zu verabreichende Medikamente nur unmittelbar vor Gebrauch aufgezogen werden sollten. Das routinemäßige Vorrichten, beispielsweise von Notfallmedikamenten, ist aus hygienischer Sicht nicht adäquat.

27.5

Beatmung

Wir empfehlen den 7-tägigen Wechsel der Beatmungsschläuche, die zur Beatmungstherapie an ein und demselben Patienten verwendet werden (7 Kap. 26). Dabei muss weder ein patientennaher noch ein gerätenaher Filter verwendet werden (Gastmeier et al. 1999). Allerdings ist derzeit noch offen, wie lange man die Beatmungsschläuche maximal am Gerät belassen kann, d. h., möglicherweise besteht auch bei noch längeren Wechselintervallen kein erhöhtes Risiko für das Auftreten einer nosokomialen Pneumonie. Beatmungsschläuche sollten vorzugsweise in thermischen Reinigungs- und Desinfektionsautomaten aufbereitet werden. Die Atemgasanfeuchtung kann entweder aktiv oder passiv über HME-Filter erfolgen. Trotz der theoretischen Vorteile der HME-Filter ist in klinischen Untersuchungen eine Senkung der Pneumonierate offen (Daumal et al. 1999). Die Atemluftbefeuchtung bei beatmeten Patienten erfolgt oft aktiv mittels Kaskaden. Es handelt sich hierbei um ein Wasserreservoir, durch welches das Inspirationsgas unter Blasenbildung geleitet wird, wobei es zur Sättigung der Atemluft mit Wasserdampf kommt. Zu einer relevanten Aerosolbildung kommt es hierbei nicht. Außerdem verhindert die Kaskadentemperatur von etwa 50°C eine Vermehrung der häufigsten Erreger nosokomialer Pneumonien. Zum Befüllen der Kaskade muss steriles Wasser verwendet werden, weil im Leitungswasser oder nicht sterilen Aqua destillata u. a. Legionellen enthalten sein können, die hitzeresistenter als andere Mikrorganismen sind. Wegen der einfachen und sicheren automatisierten Aufbereitungsmöglichkeiten gibt es keine Veranlassung, anstelle der wieder verwendbaren Kaskadentöpfe Einmalsysteme für die Atemgasbefeuchtung zu verwenden. Auch bei Verwendung der aktiven Atemgasanfeuchtung beträgt das Wechselintervall der Beatmungsschläuche 7 Tage (Stamm 1998).

27

366

III

Kapitel 27 · Neonatologie und Pädiatrie

Beatmungsschläuche sollten vorzugsweise in thermischen Reinigungs- und Desinfektionsautomaten aufbereitet werden. Beatmungszubehör muss nicht sterilisiert werden. Die Aufbereitung und Thermodesinfektion in der Reinigungs- und Desinfektionsmaschine sind ausreichend. Die Aufbewahrung der trockenen Beatmungsschläuche sollte staubgeschützt in Schubladen oder Schränken erfolgen (Tablan 1994). Die Aufbereitung der gasleitenden Systeme im Inneren des Beatmungsgeräts erfolgt nach den Angaben des Geräteherstellers.

27.6

Allgemeine Hygieneregeln

27.6.1

Reinigung und Desinfektion

Im Bereich der Pädiatrie muss sorgsam darauf geachtet werden, Oberflächen gezielt, aber auch schonend zu desinfizieren. Medikamentenanrichteflächen, patientennahe Flächen auf Intensivstationen, Arbeitsflächen, z. B. in Milchküchen, müssen regelmäßig wischdesinfiziert werden. Eine routinemäßige Desinfektion von Fußböden, Betten, Matratzen, Sanitärbereichen, Wickeltischen ist dagegen nicht notwendig. In diesen Bereichen reicht die routinemäßige Reinigung mit umweltfreundlichen Reinigern. Nur bei sichtbarer Kontamination mit potenziell infektiösem Material ist eine sofortige Wischdesinfektion notwendig.

Inkubatoren Inkubatoren sollten mit einem umweltfreundlichen Reiniger gereinigt werden. Eine Wischdesinfektion, vorzugsweise mit einem nichtaldehydischen Flächendesinfektionsmittel, ist nur nach infizierten Säuglingen notwendig. Mit Alkohol sollte man nicht desinfizieren, da das Plexiglas älterer Inkubatoren trüb werden kann. Die Einwirkzeit sollte eine Stunde betragen, danach ist auf eine ausreichend Belüftung (mindestens 1 h, 37°C, 100% Luftfeuchtigkeit) zu achten. Die Luftfilterwechsel sollten alle 3 Monate durchgeführt werden. Generell ist auf die Herstellerangaben zu achten.

Wickeltische Eine Desinfektion von Wickeltischen ist routinemäßig nicht erforderlich. Nur bei sichtbarer Verschmutzung bzw. Kontamination bzw. nach infektiösen Kindern muss eine Wischdesinfektion erfolgen. Die Verwendung von individuellen Tüchern für jedes Kind zum Unterlegen reicht aus.

Patientennahe Flächen und Gegenstände Auf Intensivstationen muss einmal pro Schicht eine Wischdesinfektion der patientennahen Flächen und Geräte erfolgen. Auf Normalstationen genügt die Reinigung der patientennahen Flächen. Des Weiteren ist darauf zu achten, dass Geräte, die Patientenkontakt haben, ebenfalls wischdesinfiziert werden. Hierzu zählen u. a. Ultraschallköpfe, Stethoskope oder Blutdruckmessgeräte.

! Cave Im Zusammenhang mit nicht desinfizierten Ultraschallköpfen kam es in der Vergangenheit auf pädiatrischen Intensivstationen schon zu tödlichen Keimübertragungen (Hutchinson et al. 2004).

27.6.2

Aktive Schutzmaßnahmen

Den aktiven Schutzmaßnahmen vor Infektionen kommt in der Pädiatrie eine besondere Rolle zu. Diesbezüglich sind vor allem die Standardhygienemaßnahmen, dabei in allererster Linie die regelrechte Händehygiene zu nennen (7 27.8). Eine Händedesinfektion sollte vor und nach Patientenkontakt sowie vor und nach allen infektionsgefährdenden Tätigkeiten durchgeführt werden. Dabei ist besonders wichtig, dass in allen Patientenzimmern, aber auch in allen Arbeitsbereichen der pädiatrischen Abteilung gut sichtbar und erreichbar Händedesinfektionsmittelspender angebracht werden. Es muss saubere Arbeitskleidung getragen werden, zusätzlich sind bei Kontaminationsgefahr Schürzen oder Schutzkittel zur Verfügung zu stellen. Gegen die in der Pädiatrie weit verbreitete Sitte des Tragens von Privatkleidung ist aus hygienischer Sicht nichts einzuwenden, jedoch muss darauf geachtet werden, dass diese – genau wie die vom Krankenhaus bereitgestellte Arbeitskleidung – nach Kontamination gewechselt und gewaschen wird. Bei Tätigkeiten an kleinen Patienten, bei denen mit einer Kontamination der Hände zu rechnen ist, müssen unsterile Einmalhandschuhe getragen werden. Dies gilt insbesondere auch für invasive Maßnahmen wie Blutentnahmen oder Verbandswechsel (sofern keine No-touch-Technik angewandt wird). Vor und nach Benützung der Handschuhe muss stets eine Händedesinfektion durchgeführt werden. Bei der Gefahr des Verspritzens von potenziell infektiösem Material, z. B. beim endotrachealen Absaugen, sollte zum Eigenschutz ein Mundschutz getragen werden, dies gilt auch bei der sog. respiratorischen Isolierung. Daneben dürfen weder künstliche Fingernägel noch Schmuck an Händen und Unterarmen getragen werden. Die Fingernägel müssen kurz und lackfrei sein. Es sollte darauf geachtet werden, dass die Mitarbeiter Immunität gegen Masern, Röteln, Mumps und Windpocken besitzen. Der Impfschutz muss sich zusätzlich auf Hepatitis A und B erstrecken.

27.6.3

Säuglingspflege

Nabelpflege Die Nabelpflege wird häufig in vielen Kliniken übertrieben bzw. inkorrekt durchgeführt. In der Regel heilt der Nabelstumpf ohne besondere Maßnahmen innerhalb weniger Tage nach Abfall des Nabels ohne äußere Hilfe ab. Eine Beobachtung des Nabels nach Abfall des Nabelstumpfs

367

27.6 · Allgemeine Hygieneregeln

genügt. Eine aktive Nabelpflege ist notwendig bei intensivpflichtigen Kindern und bei Infektionen des Nabelstumpfes. Diese sollte durchgeführt werden mit Octenidin oder Chlorhexidin (0,5%).

Nahrung/Milchküche Die Zubereitung von Säuglingsnahrung muss den höchsten hygienischen Standards entsprechen. In Kliniken sollte dies in einer speziell ausgerüsteten Milchküche geschehen, in der entsprechend ausgebildetes Personal die Kindernahrung zubereitet. Die Desinfektion von Milchpumpenzubehör, Milchflaschen, Saugern und Schnullern sollte idealerweise durch eine thermische Desinfektion im Reinigungsund Desinfektionsautomaten erfolgen. Alternativen sind: Vaporisator (cave: Restfeuchte), Auskochen für 3 min (cave: Feuer), Dampfdrucktopf (cave: Druckexplosion). Die Herstellung und Lagerung der Nahrung muss modernen Ansprüchen genügen. Es sollten diesbezüglich im Rahmen eines HACCP-Konzepts konkrete Verfahrensabläufe der Herstellung und Lagerung erarbeitet werden. Beim Abpumpen und Lagern von Muttermilch müssen genaue hygienische Vorgaben beachtet werden, da abgepumpte Muttermilch, wie andere Nahrung auch, so keimarm wie möglich sein sollte. Vor dem Abpumpen mit Hilfe eines sauberen, desinfizierten Pumpsystems sollten die Hände der Mutter gründlich mit Wasser und Seife gewaschen und mit einem sauberen Handtuch (z. B. Einmalhandtuch) abgetrocknet werden. Die Brustwarzen sollten mit einem frischen Waschlappen oder Mullkompressen und Wasser gereinigt werden. Unmittelbar vor dem Pumpen sollte eine Händedesinfektion durchgeführt werden. Zum Auffangen der Milch dürfen nur saubere Gefäße verwenden werden, und es ist darauf zu achten, dass das Auffanggefäß beim Abpumpen gerade gehalten wird, damit keine Milch durch den Schlauch zurück fließen kann. Die abgepumpte Milch sollte dann in vorgekühlte Flaschen gefüllt und sofort im Kühlschrank gelagert werden. Muss die Milch transportiert werden, so sollte dies nur in entsprechenden Kühltaschen erfolgen (7°C). Alle Teile, die mit Milch in Kontakt kamen, d. h. Auffanggefäß, Brustglocke, Saugschlauch und Milchflaschen, sollten nach jedem Gebrauch sofort gründlich in heißem Wasser mit Spülmittel gereinigt werden und anschließend in einen Topf mit frischem Wasser ausgekocht werden (3 min). Danach sollten die Teile mit einem frischem Geschirrtuch abtrocknet und staubfrei gelagert werden. Alternativ kann das Zubehör auch in einer Reinigungs- und Desinfektionsmaschine thermisch aufbereitet und anschließend staubfrei gelagert werden. Eine Sterilisation ist nicht erforderlich. Muttermilch kann laut Empfehlungen der Nationalen Stillkommission (1999) im frischen Zustand bis zu 72 h im Kühlschrank aufbewahrt werden, im tiefgefrorenen Zustand bei –18°C bis zu 6 Monaten.

Bettwäsche, Kinderkleidung, Windeln Wäsche (Strampler, Bettwäsche) kann in kleinem Umfang im pädiatrischen Bereich gewaschen werden. Generell sind die üblichen Waschverfahren mit hausüblichen Waschmitteln bei 60°C anzuwenden. Zusätzliche Desinfektionsmittel sind nicht notwendig, das Autoklavieren bringt keine zusätzliche Sicherheit. Um das Waschen nicht zu personalund kostenintensiv werden zu lassen, sollten in der Klinik Einmalwindeln verwendet werden.

Spielzeug Jede Klinik verfügt über ein Spielzimmer und daneben noch über eine größere Anzahl von Spielzeug. Bei der Anschaffung von Spielzeug ist darauf zu achten, dass es sich gut reinigen und im Bedarfsfall auch desinfizieren lässt. Holzspielzeug sollte möglichst unlackiert oder mit Bienenwachs behandelt sein. Buntes Holz, wie z. B. Bausteine, muss mit einem ungiftigen Farbanstrich behandelt sein, sodass es ebenfalls gut zu reinigen ist. Plüsch- oder Spieltiere, Puppen usw. sollten waschbar sein und können bei Bedarf in der Waschmaschine, je nach Material, bei 30, 40 oder 60°C gewaschen werden. Plastikspielzeug, wie z. B. Legosteine, kann in der Waschmaschine (z. B. in einem Kopfkissenbezug) bei 30°C gewaschen werden. Eine routinemäßige Desinfektion von Spielzeug ist nicht notwendig, wohl aber eine routinemäßige Reinigung. Wenn Desinfektionsmittel verwendet werden, muss berücksichtigt werden, dass Kleinkinder ihr Spielzeug in den Mund nehmen. Nur nach (sichtbarer) Kontamination, z. B. mit Speichel, sollte das Spielzeug desinfiziert werden. ! Cave Aldehydische oder phenolische Präparate sollten wegen ihrer möglichen Toxizität nicht verwendet werden, sondern stattdessen alkoholische Desinfektionsmittel.

Bei Spielsachen, die nicht thermisch desinfiziert werden können, reicht das Abreiben mit alkoholischer Desinfektionsmittellösung.

27.6.4

Isolierung

Isolierungsmaßnahmen sind in der Pädiatrie ein wichtiges Instrument der Infektionsprävention: Eine Patientenisolierung ist indiziert bei Erregern, die aufgrund ihrer Virulenz oder ihrer Kontagiosität eine direkte Gefahr für Patienten und Personal darstellen. Die Isolierungsmaßnahmen können nicht nur infizierte, sondern auch kolonisierte Patienten betreffen. In der Pädiatrie sind Isolierungsmaßnahmen bei folgenden Erregern empfohlen: 4 Masern, Varizellen, Mumps; 4 Meningitiden (Meningokokken, Hib); 4 darmpathogene Erreger, z. B. Salmonella spp., Shigella spp., Rotaviren, Clostridium difficile;

27

368

Kapitel 27 · Neonatologie und Pädiatrie

4 Mycobacterium tuberculosis; 4 oxacillin-/methicillinresistente S. aureus (MRSA), vancomycinresistente Enterokokken (VRE).

Erreger zugunsten viraler Erreger in den Hintergrund getreten. Zu den häufigsten viralen Erregern zählen Rota-, Adeno- und Noroviren.

Rotaviren 27.7

Spezielle Maßnahmen bei ausgesuchten Erregern

27.7.1

Atemwegsinfektionen

III

Da Atemwegsinfektionen in der Pädiatrie sehr häufig auftreten, sind die Präventionsmaßnahmen hier besonders wichtig. Die Infektionserreger stammen hauptsächlich endogen aus der Nasen-Rachen-Flora oder exogen von den Händen des Personals. Bei der Prävention von Atemwegsinfektionen steht die Personalhygiene im Vordergrund, kombiniert mit der regelgerechten Aufbereitung von Material und Gerätschaften. Zusätzlich spielt die rechtzeitige und gezielte Isolierung von Kindern mit bestimmten Atemwegsinfekten eine Rolle. Zu den aktiven Maßnahmen zählen Schulung des Personals, thermische Desinfektion des Beatmungs- und Inhalatorzubehörs, z. B. Pari-Boy, Verwendung von sterilen Lösungen zur Anfeuchtung und Verneblung sowie maximal einmal pro Woche ein Beatmungsschlauchwechsel (Kappstein 2002). RSV-Infektionen. Eine besonders für junge Säuglinge lebensbedrohliche Atemwegserkrankung ist die Infektion mit dem Respiratory-syncytial-(RS-)Virus. Häufig handelt es sich um winterliche Epidemien. Nicht selten sind es Kontaktinfektionen durch Geschwister. Im stationären Bereich kann es zur Übernahme infektiöser Sekrete durch Hände des Personals bei infizierten Patienten kommen. Übertragungen durch Tröpfcheninfektion sind im stationären Bereich eher selten. > Da RSV-Übertragungen im Klinikbereich aufgrund der Gefährlichkeit für Neugeborene unbedingt vermieden werden müssen, sind die Hygienemaßnahmen im Zusammenhang mit der Pflege und Behandlung von RSV positiven Neugeborenen und Säuglingen besonders wichtig. Im Vordergrund steht die sofortige Isolierung und Bestätigung der Verdachtsdiagnose durch geeignete Schnelltests.

Bei Patientenkontakt muss auf akkurate Händedesinfektion inklusive Kittelpflege geachtet werden. Zusätzlich sollen Handschuhe und Mundschutz getragen werden. Wichtig ist die Beschränkung auf bestimmtes Personal, zusätzlich sollte das Personal entsprechend geschult werden.

27.7.2

Gastrointestinale Infektionen

Gastrointestinale Infektionen sind insbesondere im Säuglings- und Kinderalter nicht selten ein Grund für die stationäre Aufnahme. In den letzten Jahren sind die bakteriellen

Ein besonders hervorzuhebendes Problem pädiatrischer Einrichtungen sind die Rotavirusinfektionen. Es finden sich häufig ganzjährige endemische Infektionen auf Neugeborenenstationen. Die Übertragung erfolgt fäkal-oral. Es gibt 7 Serogruppen (A–G) mit diversen Serotypen. In den gemäßigten Klimazonen treten Infektionen bevorzugt in der kalten Jahreszeit (November bis März) auf. Die Durchseuchung der Bevölkerung in Deutschland ist hoch. Die meisten Kinder erleiden bereits im ersten Lebensjahr eine Rotavirusinfektion. Im 3. Lebensjahr sind bei fast allen Kindern Antikörper nachweisbar. Reinfektionen sind häufig bedingt durch Infektionen mit unterschiedlichen Serotypen und die nur kurz andauernde Immunität nach überstandener Infektion. Sie verlaufen im Allgemeinen aber mit weniger heftigen Symptomen oder asymptomatisch. Obwohl die meisten Patienten mit symptomatischer Rotavirusinfektion der Altersgruppe zwischen 4 und 36 Monaten entstammen, kommen auch Infektionen bei älteren Kindern, Jugendlichen und (vor allem älteren) Erwachsenen vor. Die stärkste Virusausscheidung erfolgt in den ersten 4 Tagen post infectionem, der Stuhl ist aber stets mehrere Tage infektiös. Beim Umgang mit Rotaviren muss besonders Wert auf die Einhaltung von Standardhygienemaßnahmen gelegt werden. Mit der Pflege und Behandlung betrautes Personal muss auf eine kontinuierliche Händedesinfektion achten. Zusätzlich sollten beim Umgang mit Stuhl oder Erbrochenem Handschuhe getragen werden. Daneben muss bei patientennahen Tätigkeiten ein Kittel getragen werden. Patientennahe kontaminierte Oberflächen sowie Geräte, die am Kind Verwendung finden (Fieberthermometer, Blutdruckmanschette), müssen mit aldehyd- oder alkoholhaltigen Desinfektionsmitteln wischdesinfiziert werden (RKI 2002). Nach § 7 IfSG ist der Erregernachweis im Labor bei Hinweis auf eine akute Erkrankung dem Gesundheitsamt zu melden (Labormeldepflicht). Laut § 6 Abs. 1 Satz 2 IfSG ist das gehäufte Auftreten nosokomialer Rotavireninfektionen, bei denen ein epidemischer Zusammenhang wahrscheinlich ist oder vermutet wird, als Ausbruch dem Gesundheitsamt zu melden. Zusätzlich sind bei erkrankten Personen, die eine Tätigkeit im Sinne des § 42 (Nahrungsmittelherstellung) ausüben, Krankheit und Krankheitsverdacht ebenfalls meldepflichtig. Kinder, die an einer infektiösen Gastroenteritis mit Rotaviren erkrankt oder dessen verdächtig sind, dürfen laut § 34 IfSG Gemeinschaftseinrichtungen nicht besuchen.

Salmonellen Salmonellosen sind in der Pädiatrie weiterhin ein nicht zu unterschätzendes Problem, denn Kinder infizieren sich auf-

369

27.7 · Spezielle Maßnahmen bei ausgesuchten Erregern

grund ihrer geringen Immunitätslage nicht selten mit Salomonellen. Salmonelleninfektionen führen daher nicht selten zu einer stationären Aufnahme. Bei Umgang mit Salmonellen ausscheidenden Patienten ist die Händedesinfektion bei allen infektionsgefährdenden Tätigkeiten die wichtigste Maßnahme zur Verhinderung einer Weiterverbreitung. Wenn Kontakt mit infektiösem Material vorherzusehen ist, sollten stets Handschuhe getragen werden. Wenn eine Kontamination der Arbeitskleidung möglich ist, sollte zudem ein Schutzkittel getragen werden. Auch die Patienten und Angehörigen sind zur Händehygiene anzuhalten. Eine Isolierung sollte bei kleinen bzw. uneinsichtigen Kindern erfolgen. Es sollte eine eigene Toilette bereitgestellt werden. Die Wäsche der Patienten sollte nur bei Kontamination mit infektiösem Material zur sog. infektiösen Wäsche gegeben werden, ansonsten reicht die Entsorgung im normalen Wäschesack. Ähnlich muss mit dem Müll verfahren werden, bei dem sämtlicher Abfall, auch die Windeln, zum Hausmüll gegeben werden. Die patientennahen Flächen (inkl. Waschschüsseln) sollten einer laufenden Desinfektion und Schlussdesinfektion, vorzugsweise mit aldehydischen Flächendesinfektionsmitteln, als Wischdesinfektion unterzogen werden. Die Aufhebung dieser Maßnahmen inkl. der Isolierung kann erfolgen, wenn 3 Stuhlproben, entnommen im Abstand von 24 h, negativ sind. Kontrolluntersuchungen sollten frühestens 72 h nach Absetzen einer evtl. verabreichten Antibiotikatherapie durchführt werden. Gesunde Salmonellen ausscheidende Mitarbeiter können mit administrativen Tätigkeiten betraut werden, dürfen aber nicht am Patienten, nicht in Bereichen mit immunsupprimierten Patienten (Onkologie, Intensivstation) oder in der Küche eingesetzt werden. Bezüglich der Meldeverpflichtungen gelten laut IfSG dieselben Regelungen wie bei den Rotaviren.

27.7.3

Windpocken

Immer wieder kommt es in Kinderkliniken zum Auftreten von Windpocken. Dies stellt insbesondere ein Problem dar, da sich Varizellen durch eine hohe Kontagiosität auszeichnen. In der Regel erfolgt die Übertragung durch Direktkontakt, wesentlich seltener durch Tröpfcheninfektion oder durch indirekten Kontakt über Gegenstände. Für den früher häufig genannten Übertragungsweg der »fliegenden Infektion« finden sich keine Beweise, sodass das früher häufig praktizierte Lüften der Räume entfallen kann (Goldmann 1980). Folgende Hygienemaßnahmen sollten jedoch eingeleitet werden: Isolierung, Kittelpflege, Handschuhe bei Kontakt mit infektiösen Hautbläschen. Es muss darauf geachtet werden, nur immunes Personal zur Pflege einzusetzen. Insbesondere muss darauf geachtet werden, Schwangere zu schützen. Bei onkologischen Patienten unter Immunsuppression emp-

fiehlt sich nach Kontakt die Gabe von Immunglobulinen. Alle Mitarbeiter pädiatrischer Einrichtungen sollten geimpft werden, wenn sie keine nachweisliche Immunität besitzen.

27.7.4

Meningitiden

Trotz der sehr wirksamen Impfung gegen Haemophilus influenzae vom Typ b (Hib) kommt es immer wieder zu Fällen bakterieller Menigitiden im Kindesalter. Eine häufig vor allem in Kinderkliniken gestellte Frage betrifft die Isolierungsmaßnahmen bei Meningitiden. Eine Isolierung ist jedoch nur bis 24 h nach Beginn einer adäquaten Therapie notwendig. Am häufigsten ist im Kindesalter die Meningokokkenerkrankung (die Hygienemaßnahmen für Hib und Pneumokokken sind daran angelehnt). Meningitis und Meningokokkensepsis sind die Hauptmanifestationen invasiver Meningokokkeninfektionen. Bis zu 5% der Bevölkerung sind gesunde Träger von Meningokokken im Nasen-Rachen-Raum. Die Übertragung erfolgt durch Sekrettröpfchen aus dem Nasen-Rachen-Raum bei engem körperlichem Kontakt. Sie führt in den meisten Fällen lediglich zu einer vorübergehenden Besiedlung ohne Symptome. Die Erkrankungswahrscheinlichkeit nach engem, länger dauerndem Kontakt (Familienmitglieder) wird auf 4 von 1000 Expositionen geschätzt. Einem höheren Risiko unterliegen Kleinkinder, insbesondere nach Milzentfernung. > Bei direktem Patientenkontakt (Abstand <1 m, Gesicht-zuGesicht-Kontakt) ist in folgenden klinischen Situationen grundsätzlich ein Mundschutz (chirurgische Maske) anzulegen (Peter 2000): 4 bakterielle Meningitis unklarer Genese bis zum Ausschluss von Meningokokken; 4 Sepsis und Petechien bis zum Ausschluss von Meningokokken; 4 bis zu 24 h nach Beginn einer wirksamen Antibiotikatherapie.

Die Indikation zur Antibiotikaprophylaxe richtet sich nach der Art des Kontakts. Sie sollte im Klinikbereich nur bei engem Kontakt mit erkrankten Patienten durchgeführt werden, d. h. bei direktem Kontakt mit Speichel oder respiratorischem Sekret, Anhusten durch Patienten, Reanimation, Absaugen, Intubation, Diskonnektion des Tubus, Bronchoskopie, Mundpflege (jeweils ohne Maske). Sollte eine Antibiotikaprophylaxe indiziert sein (Rifampicin, Ciprofloxacin), so sollte sie innerhalb der ersten 24 h nach Exposition erfolgen (Daschner 2004). Bei Meningokokkenerkrankungen besteht eine Meldepflicht. Laut § 6 IfSG müssen Verdacht, Erkrankung und Tod durch Meningokokken unverzüglich namentlich dem zuständigen Gesundheitsamt gemeldet werden. Die bestehende Meldepflicht laut § 6 IfSG soll das Gesundheitsamt

27

370

Kapitel 27 · Neonatologie und Pädiatrie

in die Lage versetzen, im Umfeld der erkrankten Kinder zeitnah eine Antibiotikaprophylaxe durchzuführen.

27.7.5

III

Läuse

Kinder mit Läusen werden immer häufiger beobachtet. Insbesondere Gemeinschaftseinrichtungen werden öfters mit dem Problem der Läuseerkennung und Behandlung konfrontiert, wobei Läusebefall entgegen landläufiger Meinung nicht mehr auf sozial benachteiligte Kinder beschränkt ist. Läuse sind weltweit verbreitet. Es sind 3 Spezies bekannt: 4 Pediculus corporis, 4 Pediculus capitis, 4 Phthirus pubis. Die Übertragung erfolgt durch direkten Kontakt in der Familie, im Kindergarten oder in Heimen. Pediculus corporis legt die Eier in Kleider, wobei es bei Saugmahlzeiten auch zur Eiablage am Körper kommen kann. Kleiderläuse können die Übertragung von Fleckfieber, Rückfallfieber und dem Wolhynischen Fieber verursachen. Klinische Zeichen sind Stichstellen an bekleideten Körperpartien, intensiver Juckreiz und Sekundärinfektionen bis Impetigisierung und Narbenbildung. Pediculus capitis befällt die Kopfhaare vor allem in der Okzipitalregion sowie retroaurikuläre Areale. Die Eier werden an der Basis der Haarschafte vor allem bei Kindern abgelegt. Klinisch äußert sich Pediculus capitis durch einen extremen Juckreiz. Es kommt zur Infektion der Kratzstellen und dadurch zu Komplikationen wie z. B. sekundärer Impetigo, Furunkulose oder zervikalen Adenopathien. Die Übertragung der Filzlaus durch »Toilettensitze« ist sehr unwahrscheinlich und spielt bei Kindern keine Rolle. Topische Therapeutika. In Deutschland und in der Schweiz sind folgende topische Therapeutika erhältlich: 4 Permethrin 0,5% (Infectopedicul), in Deutschland erhältlich; 4 Hexachlorcyclohexan (Jacutingel, Delitex-Haarwäsche), in Deutschland und in der Schweiz erhältlich; 4 Malathion 0,5% (Prioderm), in Deutschland und in der Schweiz erhältlich; 4 Pyrethrum plus Piperonylbutoxid (APAR, Schweiz), in Deutschland in Kombination mit Chlorkresol und Diethylenglykol (Goldgeist forte) erhältlich. Cave: vorsichtiger Umgang mit dem Präparat, da Resistenzen auftreten können. Chlorkresol wirkt allergisierend und Diethylenglykol ist in der enthaltenen Menge toxikologisch problematisch. Hygienemaßnahmen. Nach jeder Therapiedosis müssen alle Handtücher, die Kleidung und die Bettwäsche gewechselt werden. Die gesamte Wäsche sollte bei 60°C gewaschen

und evtl. auch gebügelt werden. Läuse überleben, wenn sie sich nicht auf einem menschlichen Körper befinden, maximal 2–3 Tage. Larven in Eiern leben erheblich länger. Tipp In einem verschlossenen Plastiksack können Läuse über mindestens 2 Wochen »ausgehungert« werden. Bei Kälte kann Kleidung im Freien 1 Woche gelüftet werden.

Kämme müssen gründlich gereinigt werden. Bei Kopflausbefall müssen alle Kontaktpersonen kontrolliert und bei Verdacht auf Befall mitbehandelt werden. Die Behandlung sollte simultan stattfinden, um »Ping-Pong-Infektionen« zu vermeiden. Die Verwendung von Desinfektionsmitteln für Gegenstände ist unnötig und umweltbelastend. Deutlich wichtiger ist das konsequente Fahnden nach der Person, die als Quelle für die Infestation verantwortlich ist (RKI 2003).

27.7.6

Skabies

Skabies bzw. Krätze ist ebenfalls weltweit verbreitet und kommt in der Bundesrepublik immer häufiger vor. Außerhalb des Wirts beträgt die Überlebenszeit der Krätzmilben 2–4 Tage. Die Eierablage erfolgt täglich. Typische Lokalisationen sind: 4 Handgelenke, 4 Interdigitalfalten der Hände, 4 Ellenbeuge, 4 Achselbereich, 4 Inguinalregion, 4 Anogenitalregion. Die Diagnose wird duch die Symptombeschreibung, eine entsprechende Anamnese und den optischen Nachweis der Krätzmilbengänge gestellt. Ein endgültiger Nachweis erfolgt durch den mikroskopischen Befund von Milben/Milbeneiern an Hautschuppen (»Tesafilmabriß«). Die Inkubationszeit beträgt 3–6 Wochen. Erste Symptome sind meist starker Juckreiz – besonders in der nächtlichen Bettwärme – und Auftreten der klassischen Milbengänge. Auch an nicht befallenen Stellen können sich papulovesikulöse Effloreszenzen bilden. Therapie. Mittel der Wahl ist 5%iges Permethrin, das in Deutschland als 25%iges Rezepturkonzentrat erhältlich ist und in der Apotheke zum Fertigarzneimittel verarbeitet wird. Die Einmaltherapie am ganzen Körper unter Aussparung der Schleimhäute mit 12-stündiger Einwirkzeit über Nacht ist zuverlässig wirksam und sehr gut verträglich. Eine Alternative ist das Ganzkörperbad mit 1%igen Lindanpräparaten (Jacutin, Jacutingel; cave: Toxizität). Die befallenen

371

27.8 · Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Pädiatrie

Areale sollten mit den gleichen Präparaten an drei aufeinanderfolgenden Abenden eingerieben werden und über Nacht einwirken. Ivermectin (Mectizan, Stromector) kann oral appliziert werden, wobei die Dosis einmal 0,2 mg/kg Körpergewicht (ab 15 kg KG) beträgt. Allerdings ist derzeit kein Ivermectinpräparat in Deutschland zur Behandlung der Skabies zugelassen. Die Bett- und Unterwäsche muss täglich gewechselt werden; Wäsche sollte bei 60°C für mindestens 10 min gewaschen werden. Bei der Skabies wird die Therapie aller Familienmitglieder empfohlen. Weitere enge

27.8

Kontaktpersonen sollten ebenfalls untersucht und unter Umständen auch therapiert werden. Hygienemaßnahmen. Direkter Hautkontakt soll vermieden werden, außerdem sind Einmalhandschuhe und Schutzkittel zu verwenden. Bei typischer Skabies ist eine Isolierung im Einzelzimmer (nur bei sog. norwegischer Krätze) nicht notwendig. Eine anschließende Reinigung des Zimmers ist ausreichend. Eine Kontrolluntersuchung sollte nach 4 Wochen erfolgen (RKI 2005).

Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Pädiatrie

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, vor und nach Patientenkontakt

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Händedesinfektion, hygienische

Vor Verbandswechsel, Injektionen, Blutabnahmen, Blasen-/Venenkatheterlegen, nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen), nach Ausziehen der Handschuhe

(Alkoholisches) Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s). Kein Wasser zugeben!

Händedesinfektion, chirurgische

Vor operativen Eingriffen

(Alkoholisches) Händedesinfektionsmittel

Hände und Unterarme 1 min waschen und dabei Nägel und Nagelfalze bürsten, anschl. Händedesinfektionsmittel während 3 min portionsweise auf Händen und Unterarmen verreiben

Hautdesinfektion

Vor Punktionen, bei Verbandswechsel usw.

(Alkoholisches) Hautdesinfektionsmittel oder PVP-Iod-Alkohol-Lösung

Sprühen–wischen–sprühen–wischen (Dauer: 30 s)

Vor Anlage von intravasalen Kathetern

Säuglinge: (alkoholisches) Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (Dauer: 1 min)

Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektionsgefährdung (z. B. Gelenkpunktionen, Lumbalpunktionen)

(Alkoholisches) Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (Dauer: 3 min)

Schleimhautdesinfektion

z. B. vor Blasenkatheter

Octenidin-Lösung ohne Alkohol (ggf. 0,5% wässrige Chlorhexidinlösung)

Unverdünnt auftragen (Dauer: 30 s)

Nabelpflege

Täglich

Chlorhexidin 0,5%, in Alkohol oder Octenidin-Lösung

Mit sterilem Tupfer Nabel und Nabelstumpf abwischen. Eintrocknen lassen!

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- u. Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Danach verpacken, autoklavieren Einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, autoklavieren

Standgefäß mit Kornzange

Einmal täglich

Reinigen, verpacken, autoklavieren (bei Verwendung kein Desinfektionsmittel in das Gefäß geben)

Trommeln

Einmal täglich nach Öffnen (Filter regelmäßig wechseln)

Thermometer

Nach Gebrauch

6

Reinigen, autoklavieren

Alkohol (60–70%)

Abwischen

27

372

Kapitel 27 · Neonatologie und Pädiatrie

Was

Wann

Womit

Wie

Kunststoff

Nach Kontamination

Mit Flächendesinfektionsmittel bzw. Alkohol (70%) oder Reinigungs- u. Desinfektionsautomat

Abwischen, trocknen

Stoff

Nach Kontamination

In Instrumentenreiniger oder Reinigungs- u. Desinfektionsautomat

Einlegen, abspülen, trocknen, thermodesinfizieren

Stethoskop

Bei Bedarf

Alkohol 60–70%

Abwischen

Mundpflegetablett Tablett/Becher

Einmal täglich

Reinigungs- u. Desinfektionsautomat oder Alkohol (70%)

Abwischen

Blutdruckmanschette

III

Klemme

Nach jedem Gebrauch; einmal täglich

Alkohol (70%) Reinigungs- u. Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Abwischen Thermodesinfizieren

Becher mit Gebrauchslösung

Nach jedem Gebrauch

Alkohol (60–70%)

Abwischen

Täglich

Reinigungs- u. Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Thermodesinfizieren

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Umweltfreundlichen Reiniger

Thermodesinfizieren

Milchpumpenzubehör, Schläuche

Sauger, Schnuller

Nach jedem Gebrauch

Einlegen, abspülen, trocknen

Einlegen, trocknen, verpacken

Reinigen, trocknen

Sauerstoffanfeuchter (Gasverteiler, Wasserbehälter, Verbindungsschlauch)

Alle 48 h bzw. ohne Aqua dest. alle 7 Tage (Verbindungsschlauch bei Patientenwechsel oder alle 48 h)

Reinigungs- und Desinfektionsautomat Flowmeter mit Alkohol (70%)

Thermodesinfizieren

Geräte, Mobiliar

Einmal täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abwischen Abwischen

Urometer

Nach Gebrauch

Flächendesinfektionsmittel

Einlegen, abspülen, trocknen

Haarbürsten

Nach jedem Patienten Bei infizierten Patienten

Mit umweltfreundlichen Reiniger Reinigungs- u. Desinfektionsautomat oder Umweltfreundlichem Reiniger

Reinigen Thermodesinfizieren

Abwischen

Reinigen

Inkubatoren

Täglich Nach Kontamination; nach Entlassung von infizierten Patienten

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Innen und außen reinigen Innen und außen abwischen, 1 h einwirken lassen, Plexiglashaube mit Wasser nachwischen, 1 h lüften

Flaschenwärmer

Täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Innen und außen reinigen, bei Geräten mit Wasserbad: alle 12 h Wasser wechseln

Wickeltische

Täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel oder Alkohol (60–70%)

Abwischen Abwischen

Spielsachen

Nach Kontakt mit einem infizierten Patienten Nach Kontamination Bei Patientenwechsel, bei sichtbarer Verschmutzung

Reinigungs- und Desinfektionautomat, Waschmaschine, Geschirrspülmaschine oder Alkohol (70%) Umweltfreundlichen Reiniger

6

Abwischen, reinigen Reinigen

373 Literatur

Was

Wann

Womit

Wie

Redon-, Bülau-, Monaldi-Flaschen

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Flächendesinfektionsmittel

Danach autoklavieren

Absauggefäße inkl. Verschlußdeckel und Verbindungsschläuche

Einmal täglich oder bei Patientenwechsel

Waschbecken Strahlregler

Einlegen, abspülen, trocknen, autoklavieren

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Flächendesinfektionsmittel

Einlegen, abspülen, trocknen

Einmal täglich

Mit umweltfreundlichen Reiniger

Reinigen

Einmal pro Woche

Unter fließendem Wasser

Reinigen

Waschschüsseln, Badewannen, Duschen

Nach Benutzung Nach Benutzung durch infizierte Patienten

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abwischen, trocknen Nach der Einwirkzeit mit Wasser nachspülen, trocknen

Nagelbürsten

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Einlegen, abspülen, autoklavieren

Steckbecken, Urinflaschen

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Fußboden

Einmal täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abfall, bei dem Verletzungsgefahr besteht, z. B. Skalpelle, Kanülen

Direkt nach Gebrauch ( bei Kanülen kein Recapping)

Entsorgung in leergewordene, durchstichsichere und fest verschließbare Kunststoffbehälter

Hausübliches Reinigungssystem Wischen

Anmerkungen und Erläuterungen

Literatur

4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material, z. B. Blut, Sekrete etc., immer sofort gezielte Desinfektion. 4 Beim Umgang mit Desinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungspotenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten, Einwirkzeiten einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Zur Flächendesinfektion nicht sprühen, sondern wischen. 4 Nach Wischdesinfektion: Benutzung der Flächen, sobald wieder trocken. 4 Benutzte, d. h. mit Blut etc. belastete Flächendesinfektionsmittellösung mind. tägl. wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung in einem verschlossenen Behälter nach Herstellerangaben. 4 In das Durchspülwasser der Absauggefäße PVP-IodLösung (1:100) zugeben. 4 Reinigungs- und Desinfektionsautomat: 80°C, 10 min (ohne Desinfektionsmittelzusatz).

Barrington KJ (2000a) Umbilical artery catheters in the newborn: effects of heparin. Cochrane Database Syst Rev CD000507 Barrington KJ (2000b) Umbilical artery catheters in the newborn: effects of catheter design (end vs side hole). Cochrane Database Syst Rev CD000508 Carratala J (2001) Role of antibiotic prophylaxis for the prevention of intravascular catheter related infection. Clin Microbiol Infect 7 (Suppl 4): 83–90 CDC (1997) National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS) report, data summary from October 1986–April 1997, issued May 1997. A report from the NNIS System. Am J Infect Control 25: 477–487 Cook D, Randolph A, Kernerman P, Cupido C, King D, Soukup C, BrunBuisson C (1997) Central venous catheter replacement strategies: a systematic review of the literature. Crit Care Med 25: 1417–1424 Crow S, Conrad SA, Chaney-Rowell C, King JW(1989) Microbial contamination of arterial infusions used for hemodynamic monitoring: a randomized trial of contamination with sampling through conventional stopcocks versus a novel closed system. Infect Control Hosp Epidemiol 10: 557–561 Danchaivijitr S, Theeratharathorn R (1989) Comparison of effects of alcohol, chlorhexidine cream, and iodophore cream on venous catheter associated infections. J Med Assoc Thai 72 (Suppl 2): 39–43 Daschner F, Frank U (2004) Antibiotika am Krankenbett. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Daumal F, Colpert E, Manoury B, Mariani M, Daumal M (1999). Changing heat and moisture exchangers every 48 hours does not increase the incidence of nosocomial pneumonia. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 347–349 Denny DF Jr (1993) Placement and management of long-term central venous access catheters and ports. Am J Roentgenol 161: 385– 393

27

374

III

Kapitel 27 · Neonatologie und Pädiatrie

Donowitz LG (1993) Infection in the newborn. In: Wenzel RP(ed) Prevention and control of nosocomial infections, 2nd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 796–811 Drews MB, Ludwig AC, Leititis JU, Daschner FD (1995) Low birth weight and nosocomial infection of neonates in a neonatal intensive care unit. J Hosp Infect 30: 65–72 EmoriTG, GynesRP (1993) An overview of nosokomial infections, including the role of the microbiology laboratory. Clin Microbiol Rev 6: 428–442 Elishoov H, Or R, Strauss N, Engelhard D (1998) Nosocomial colonization, septicemia, and Hickman/Broviac catheter-related infections in bone marrow transplant recipients. A 5-year prospective study. Medicine (Baltimore) 77: 83–101 Ford-Jones EL, Mindorff CM, Langley JM, Allen U, Navas L, Patrick ML, Milner R, Gold R (1989) Epidemiologic study of 4684 hospital-acquired infections in pediatric patients. Pediatr Infect Dis J 8: 668–675 Furfaro S, Gauthier M, Lacroix J, Nadeau D, Lafleur L, Mathews S (1991) Arterial catheter related infections in children. A 1-year cohort analysis. Am J Dis Child 145: 1037 Garland JS, Dunne WM Jr, Havens P et al. (1992)Peripheral intravenous catheter complications in critically ill children: a prospective study. Pediatrics 89: 1145–1150 Gastmeier P, Kampf G, Wischnewski N et al. (1998) : Prevalence of nosocomial infections in representaatively selecetd Geman hospitals. J Hosp Infect 38: 37–49 Gastmeier P, Lode H, Rüden H (1999) Was ist bei der beatmungsassoziierten Pneumonie gesichert? Evaluation einiger kontroverser Präventionsmaßnahmen im Umgang mit Beatmungs- und Absaugsystemen. Dtsch Med Wochenschr 124: 1241–1244 Geiss HK, Batzer A, Sonntag HG (1992) Untersuchung zur Keimrückhaltung von In-line-Infusionsfiltern in der Intensivmedizin. Hygiene Med 17: 412–426 Giacchino M, Vai S, Savant-Levet P et al. (1996) Indwelling central venous catheters after discontinuation of therapy and risk of infection in children with cancer. Minerva Pediatr 48: 445–449 Goldmann DA (1980) Airborne Transmission of chickenpox in a hospital. N Engl J Med 302: 450–453 Haindl H, Müller H, Schmoll E (1993) Portsysteme. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Hauer T, Dziekan G, Kruger WA, Ruden H, Daschner F (2000) Reasonable and unreasonable hygiene measures in anesthesia in the intensive care unit. Anaesthesist 49: 96–101 Hayward SR, Ledgerwood AM, Lucas CE (1990) The fate of 100 prolonged venous access devices. Am Surg 56: 515–519 Hoffmann KK, Western SA, Kaiser DL, Wenzel RP, Groschel DH (1988) Bacterial colonization andphlebitis-associated risk with transparent polyurethane film for peripheral intravenous site dressings. Am J Infect Control 16: 101–106 Hutchinson J et al. (2004) Burkholderia Cepacia Infections associated with intrinsically contaminated ultrasound gel: The role of microbial Degradation of parabens. Infect Control Hosp Epidemiol 25: 291–296 Jakobsen CJ, Grabe N, Nielsen E et al. (1986) Contamination of intravenous infusion systems- the effect of changing administration sets. J Hosp Infect 8: 217–223 Kappstein I (2002) Nosokomiale Infektionen. Zuckschwerdt, München, S 56–60 Landers S, Moise AA, Fraley JK, Smith EO, Baker CJ (1991) Factors associated with umbilical catheter-related sepsis in neonates. Am J Dis Child 145: 675–680 Leroy O, BilliauV, Beuscart C, Santre C, Chidiac C, Ramage C, Mouton Y (1989) Nosocomial infections associated with long-term radial artery cannulation. Intensive Care Med 15: 241–246 Melnyk PS, Shevchuk YM, Conly JM, Richardson CJ (1993) Contamination study of multiple-dose vials. Ann Pharmacother 27: 274–278 Mermel LA, Maki DG (1989) Epidemic bloodstream infections from hemodynamic pressure monitoring: signs of the times. Infect Control Hosp Epidemiol 10: 47–53

Mermel LA, Farr BM, Sherertz RJ, Raad II, O’Grady N, Harris JS, Craven DE (2001) Guidelines for the management of intravascular catheterrelated infections. Clin Infect Dis 32: 1249–1272 NNIS (2003) National Nosocomial Infections Surveillance System Report, data summary from January 1992 through June 2003, issued August 2003. Am J Infect Control 31: 481–498. Nouwen JL, Wielenga JJ, van Overhagen H et al.(1999) Hickman catheter-related infections in neutropenic patients: insertion in the operating theater versus insertion in the radiology suite. J Clin Oncol 17: 1304 Peter G (2000) Red book, 25th edn. American Academy of Pediatrics, pp 396–402 Raad II, Hohn DC, Gilbreath BJ, Suleiman N, Hill LA, Bruso PA, Marts K, Mansfield PF, Bodey GP (1994) Prevention of central venouscatheter-related infections by using maximal sterile barrier precautions during insertion. Infect Control Hosp Epidemiol 15: 231–238 RKI (2002), RKI-Ratgeber Infektionskrankheiten – Merkblätter für Ärzte, Erkrankungen durch Rotaviren. Epidemiologisches Bulletin, 8. März 2002, Nr 10 RKI (2003), RKI-Ratgeber Infektionskrankheiten – Merkblätter für Ärzte, Kopfläusebefall. Epdemiologisches Bulletin, 21. November 2003, Nr 47 RKI (2005) Skabies (Krätze), Epidemiologie und Prävention. Epidemiologisches Bulletin, 28. Januar 2005, Nr 4 Sitges-Serra A (1999) Strategies for prevention of catheter-related bloodstream infections. Support Care Cancer 7: 391–395 Nationale Stillkommission (1999) Empfehlungen zur Sammlung, Aufbewahrung und Umgang mit abgepumpter Muttermilch für das eigene Kind im Krankenhaus und zu Hause. Sozialpädiatrie 21: 105–106 Stamm AM (1998). Ventilator-associated pneumonia and frequency of circuit changes. Am J Infect Control 26: 71–73 Stamou SC, MaltezouHC, Pourtsidis A, Psaltopoulou T, Skondras C, Aivazoglou T (1999) Hickman-Broviac catheter-related infections in children with malignancies. Mt Sinai J Med 66: 320–326 Tablan OC et al. and The Hospital Infection Control Practices Advisory Committee (1994) Guideline for prevention of nosocomial pneumonia. Infect Control Hosp Epidemiol 15: 587–627 Tavecchio L, Bedini AV, Lanocita R, Patelli GL, DonatiI, Ravasi G (1996) Long-term infusion in cancer chemotherapy with the Groshong catheter via the inferior vena cava. Tumori 82: 372–375 Thomas F, Burke JP, Parker J et al.(1983) The risk of infection related to radial vs femoral sites for arterial catheterization. Crit Care Med 11: 807–812 Trautmann M, Zauser B, Wiedeck H, Buttenschon K, Marre R (1997) Bacterial colonization and endotoxin contamination of intravenous infusion fluids. J Hosp Infect 37: 225–236 Tripepi-Bova KA, Woods KD, Loach MC (1997)A comparison of transparent polyurethane and dry gauze dressings for peripheral i.v. catheter sites: rates of phlebitis, infiltration, and dislodgment by patients. Am J Crit Care 6: 377–381 Weems JJ Jr, Chamberland ME, Ward J, Willy M, Padhye AA, Solomon SL (1987) Candida parapsilosis fungemia associated with parenteral nutrition and contaminated blood pressure transducers. J Clin Microbiol 25: 1029–1032

28 28 Gynäkologie und Geburtshilfe E. Tabori 28.1 Allgemeines – 375 28.2

Standardhygienemaßnahmen – 376

28.3 Spezielle Hygienemaßnahmen

28.4.3 Überholte infektionspräventive Maßnahmen – 382 28.4.4 Unterwassergeburt – 383

– 377

28.3.1 Vaginalsonden – 377 28.3.2 Invasives Monitoring und Amniozentese – 377

28.4 Besonderheiten in der Schwangerschaft – 377

28.5 Maßnahmen zur Vermeidung postoperativer Infektionen – 385 28.5.1 Allgemeines Personalinfektionsrisiko

Literatur

– 385

– 386

28.4.1 Infektionen in der Geburtshilfe – 377 28.4.2 Spezielle Infektionskrankheiten und Impfungen – 378

Bis Mitte des 19. Jahrhunderts verstarb jede 10. Frau nach der Geburt im Krankenhaus an den Folgen des Kindbettfiebers. Der Arzt Ignaz Semmelweis erkannte aufgrund seiner Beobachtungen als Hauptursache mangelhafte Händehygiene und beeinflusste entscheidend die Entwicklung der Krankenhaushygiene (nicht nur) in der Geburtshilfe. Dank verbesserter Hygienestandards (vor allem der Händedesinfektion), der Einführung antibiotischer Therapeutika und verbesserter Interventions- und Vorsorgemaßnahmen konnten die Mütter- und Neugeborenenletalität massiv gesenkt werden. Weltweit betrachtet ist das Risiko, infolge von Infektionen während Schwangerschaft und Geburt zu sterben, für Mutter und Kind jedoch weiterhin erschreckend hoch. Auch bei uns sind die in der Schwangerschaft gefürchteten Infektionen durch Streptokokken, Windpocken- oder Herpesviren längst

28.1

Allgemeines

Gynäkologen und insbesondere Geburtshelfer haben eine historisch besondere Beziehung zur Hygiene. Mitte des vorletzten Jahrhunderts hat der junge Assistenzarzt Ignaz Semmelweis seine Studien über nosokomiale Infektionen mit konsequent epidemiologischen Methoden durchgeführt und damit maßgeblich die Entwicklung der Krankenhaushygiene in die Wege geleitet (Semmelweis, Reprint

nicht besiegt, sondern werden im Gegenteil durch Virushepatitiserreger sowie multiresistente Keime ergänzt. In der Gynäkologie zeigen sich nosokomiale Infektionen meist als Harnwegsinfektionen, Pneumonien oder postoperative Wundinfektionen. Neben dem Leid des Patienten schadet jede vermeidbare Infektion dem Ansehen des Krankenhauses und verursacht darüber hinaus erhebliche Kosten. Moderne Krankenhaushygiene kann durch aktive Infektionserfassung (Surveillance) und präventive Hygienemaßnahmen die Rate der vermeidbaren Infektionen senken. Präventionsmaßnahmen sollen die Infektionsübertragung sowohl auf Patientinnen wie auch auf Mitarbeiter verhindern. Das Personal dieser Fachbereiche muss neben den Standardhygienemaßnahmen und den einschlägigen Arbeitsschutzbestimmungen auch die aktuellen Impfempfehlungen beachten.

1981). Seine sorgfältigen klinischen Beobachtungen mündeten in die für damalige Zeiten mutigen Handlungsempfehlungen, von denen in erster Linie das Waschen und Desinfizieren der Hände der Ärzte mit einer Lösung aus Chlorkalk (CaOCl2) vor der Untersuchung einer Patientin zu nennen sind. Dies führte umgehend zu einem dramatischen Rückgang der Müttersterblichkeit und bescherte Semmelweis den Beinamen »Retter der Mütter«. Es ist geradezu eine Ironie des Schicksals, dass der erst 47-jährige

376

III

Kapitel 28 · Gynäkologie und Geburtshilfe

Semmelweis – zur Behandlung einer endogenen Psychose in einer Krankenanstalt weilend – an den Folgen einer Wundinfektion sterben musste. Betrachtet man die Zeit davor, so ist die Rolle des Arztes innerhalb der Geburtshilfe wenig ruhmreich. Schwangere, die unter der Geburt ausschließlich von Hebammen betreut wurden, hatten zu jener Zeit weniger Infektionen post partum, und ihr Letalitätsrisiko war geringer als in den Hospitälern. Infektionsbegünstigend waren die häufigen vaginalen Explorationen, verbunden mit den zu jener Zeit aufkommenden externen Interventionsmöglichkeiten, den Geburtsvorgang zu beschleunigen, durch die das Risiko einer iatrogen verursachten (nosokomialen) Infektion erhöht wurde. Die Hauptursache war jedoch mangelnde Hygiene: Semmelweis hat beobachtet, wie Ärzte und Studenten zwischen Sektions- und Kreißsaal wechselten, ohne zwischendurch die Hände zu dekontaminieren (waschen und/oder desinfizieren). Die Folge waren Kindbettfieberepidemien in den von Ärzten geleiteten Geburtshäusern. Die Schilderungen der Verhältnisse in den Geburtshäusern von Wien und Paris sind eindrucksvoll (Bridson 1996). Das Risiko, an einem durch A-Streptokokken verursachten Kindbettfieber zu sterben (Müttersterblichkeit), lag bis zur Einführung der Semmelweis›schen Händedesinfektion zwischen 3 und 11% und ging ab Mitte des vorletzten Jahrhunderts auf durchschnittlich 4–5 Todesfälle auf 1000 Lebendgeburten pro Jahr zurück. Mit der Einführung der Antibiotika konnte eine weitere massive Reduktion der Müttersterblichkeit erreicht werden (Loudon 1987). Sie liegt in Deutschland bei ca. 6–8 jährlichen Todesfällen auf 100.000 Lebendgeburten (Welsch 1997a), das bedeutet eine weitere Reduktion um mehr als das 50fache. Zum Vergleich: Die Säuglingssterblichkeit, d. h. die Anzahl der im ersten Jahr verstorbenen Säuglinge, liegt bei jährlich 5–6 pro 1000 Lebendgeborene und damit um den Faktor 102 höher. Trotz dieser dramatischen Erfolge der letzten 150 Jahre haben die konsequente Umsetzung von infektionspräventiven Maßnahmen und die Bekämpfung von Infektionen innerhalb der Gynäkologie und Geburtshilfe global betrachtet auch heute noch eine – nicht nur historisch – beachtenswerte Bedeutung. Man darf nicht vergessen, dass weltweit täglich rund 1600 Frauen (fast 600.000 pro Jahr!) während der Schwangerschaft oder Geburt versterben. Die Todesursachen sind in erster Linie Infektionen und Blutungen (UNICEF 1998). Mit dem Auftreten von neuen Infektionskrankheiten und der besorgniserregenden weltweiten Zunahme multiresistenter Keime (Zinn u. Tabori 2004; 7 Kap. 14) ist das Interesse an Infektiologie und vor allem an Infektionskontrollmaßnahmen gerade bei Gynäkologen und Geburtshelfern hoch angesiedelt. Die erste repräsentative Prävalenzstudie in Deutschland (NIDEP-Studie) konnte zeigen, dass etwa 3,5% der Krankenhauspatienten mindestens eine nosokomiale Infektion akquirieren. Dabei haben auch in der Gynäkologie

vor allem Harnwegsinfektionen (40%), Pneumonien (20%) und postoperative Infektionen im Operationsgebiet (16%) die größte Bedeutung (Hauer et al. 1996). In der 2003 durchgeführten Schweizerischen Prävalenzstudie nosokomialer Infektionen entsprachen die häufigsten Infektionsarten den 13 Hauptgruppen des CDC-Codes. Es waren chirurgische Wundinfektionen (26% aller Infektionen), gefolgt von Pneumonien (21,5%), Harnwegsinfektionen (21,4%) und primären Bakteriämien (9,7%). In der Gynäkologie/Geburtshilfe waren Infektionen mit 2,3% vergleichsweise niedrig. Die separate Analyse der Daten ergibt für die Gynäkologie eine Prävalenz von 5,1% und für die Geburtshilfe 1,6%, die aufgrund der überwiegend gesunden Patientenklientel und der kurzen stationären Verweildauer wie erwartet tiefer lag (Sax et al. 2004). Die Maßnahmen zur Minimierung des Risikos, eine der aufgeführten Infektionen zu erwerben, sind denen in anderen operativen und nicht operativen Fachgebieten ähnlich.

28.2

Standardhygienemaßnahmen

Heutzutage hat sich die Meinung, dass die schwangere oder kreißende Frau in der Regel nicht wegen einer Krankheit, sondern lediglich zur Entbindung das Krankenhaus aufsucht (und von daher nicht im eigentlichen Sinn eine »Patientin« ist), zwar allenthalben durchsetzen können, doch führt nicht selten eine Missdeutung dieser Auffassung zu einem laxen Umgang mit dem Thema und u. U. zu der Annahme, dass durch diese Personen-/Patientengruppe keine Infektionen übertragen werden. Dabei stellt gerade die Verhütung einer Infektionsübertragung von einem (noch) nicht sichtlich erkrankten Patienten auf einen Mitpatienten und das Personal ein zentrales Anliegen der Krankenhaushygiene dar und begründete letztlich die Einführung der Standardhygienemaßnahmen. > Beim Umgang mit Patienten, unabhängig von ihrer mutmaßlichen Infektiosität, müssen insbesondere bei Untersuchungen und Behandlungen konsequent standardisierte Hygieneregeln Anwendung finden (Hauer et al. 2000). Dadurch wird das Übertragungsrisiko für alle, insbesondere aber auch für alle blutübertragbaren nosokomialen Erreger deutlich verringert (7 Kap. 24).

Obwohl das medizinische Personal um das Infektionsrisiko weiß, ist die Compliance bei der konsequenten Umsetzung der geforderten Hygienemaßnahmen gerade auch bei erfahrenen, langjährigen Mitarbeitern häufig ungenügend (Helfgott et al. 1998).

28.4 · Besonderheiten in der Schwangerschaft

28.3

Spezielle Hygienemaßnahmen

28.3.1

Vaginalsonden

Vaginalsonden sollten vor jeder Ultraschalluntersuchung mit einer Latexhülle (z. B. Untersuchungskondome oder Einmalhandschuhe) geschützt werden. Nach der Untersuchung müssen die Sonden, da diese trotz Schutzhülle nach der Untersuchung mit Blut oder Vaginalsekret kontaminiert sein können, mit 70%igem Alkohol abgewischt oder in eine hierfür geeignete Desinfektionslösung eingelegt werden. Tipp Vor der Anschaffung einer Vaginaluntersuchungssonde sollten die Herstellerempfehlung zur sachgerechten Reinigung und Desinfektion der Vaginalsonde (geeignete Präparate) eingeholt und die Alltagstauglichkeit der empfohlenen Maßnahme mit den eigenen Bedürfnissen abgestimmt werden. Dabei sollte beachtet werden, dass die Maßnahme nach jeder Untersuchung durchgeführt werden muss.

28.3.2

Invasives Monitoring und Amniozentese

Infektionen nach Amniozentese sind selten und werden mit <1% angegeben (Workman u. Philpott-Howard 1997). Ein standardisiertes Arbeiten sowie eine gute aseptische Technik sind die wichtigsten prophylaktischen Maßnahmen und sollten als feste Arbeitsanweisung (SOP) schriftlich fixiert werden. Die direkte Ableitung der Herzaktivität des Fetus durch sog. Kopfschwarten- oder Skalpelektroden birgt ein höheres Infektionsrisiko bzw. ein zumindest theoretisches Übertragungsrisiko von HI- oder Hepatitisviren. > Invasives Monitoring des Fetus (Mikroblutuntersuchung und Kopfschwartenelektrode) sollte generell, insbesondere jedoch bei Vorliegen einer blutübertragbaren Infektionskrankheit (HBV, HCV, HIV) nur bei strenger Indikationsstellung angewandt werden.

28.4

Besonderheiten in der Schwangerschaft

28.4.1

Infektionen in der Geburtshilfe

Die meisten geburtshilflichen Infektionen werden durch Erreger der körpereigenen Flora verursacht. Es handelt sich dabei um eine Vielzahl verschiedenartiger Keime, die, zumeist aus der Vagina aszendierend, das Endometrium besiedeln. So lassen sich in Abstrichen der Endozervix wie

377

auch aus infizierten postoperativen Wunden die gleichen Keime nachweisen (Casey u. Cox 1997). Nach einem Kaiserschnitt wird die Mehrzahl der Wundinfektionen (neben den typischerweise zu erwartenden Staphylokokken) durch Keime aus dem Uterus verursacht (Emmons et al. 1988). > Die Wahrscheinlichkeit, an einer postpartalen Endometritis zu erkranken, ist nach einer Schnittentbindung am größten. Die nicht geplante (sekundäre) Sectio, d. h. nach Beginn der Wehentätigkeit und/oder vorzeitigem Blasensprung, wird als Riskofaktor für das Akquirieren einer Infektion der Gebärmutterschleimhaut angesehen (Casey u. Cox 1997; Gibbs et al. 1985). Aus diesem Grunde wird bei jeder nicht elektiven Sectio die Gabe einer perioperativen Antibiotikaprophylaxe empfohlen (Daschner u. Frank 2004), wodurch die Infektionsrate um mehr als 50% reduziert werden kann (Hemsell 1991).

Zwei Metaanalysen empfehlen bei elektiven Sectiones ebenfalls die routinemäßige Gabe einer perioperativen Antibiotikaprophylaxe (Smaill u. Hofmeyr 2002; Chelmow et al. 2001). Das Antibiotikum sollte allerdings – im Gegensatz zur üblichen präoperativen Gabe – erst nach der Abnabelung des Kindes erfolgen. Besteht der Verdacht, dass es bereits zu einer Infektion gekommen ist, so ist der zervikale oder intrauterine Abstrich zur Keimdifferenzierung vor der Applikation des Antibiotikums selbstverständlich. Weitere Risikofaktoren für eine Endometritis sind die Häufigkeit der vaginalen Untersuchungen, die Dauer des operativen Eingriffs, intraoperative Probleme, invasives fetales Monitoring sowie die Operationstechnik selbst. Neben dem Kaiserschnitt werden die mechanisch unterstützenden vaginalen Entbindungsverfahren (Vakuumglocke, Forzeps) ebenfalls als operative Methoden eingestuft. Der schon vor Jahren von Dr. Michael Stark entwickelte sog. »sanfte Kaiserschnitt« (Misgav-Ladach-Methode, nach dem Misgav-Ladach-Hospital in Jerusalem/Israel benannt) ist neben der konventionellen Sectiomethode ein inzwischen auch bei uns übliches Schnittentbindungsverfahren. Im Unterschied zum konventionellen Verfahren werden bei der Misgav-Ladach-Methode die Gewebeschichten nicht mit dem Messer durchtrennt, sondern – wenn notwendig – lediglich leicht eingeschnitten und dann stumpf voneinander getrennt und gedehnt. Die Operationsdauer verkürzt sich im Schnitt auf ca. 15–20 Minuten (gegenüber 30–45 Minuten beim herkömmlichen Verfahren). Weiterhin werden durch das stumpfe Auseinanderdrängen Nervenbahnen und Blutgefäße geschont, was die Gefäßtraumatisierung und damit den Blutverlust verringert. Daneben haben die Frauen im Allgemeinen einen geringeren Bedarf an Schmerzmitteln, können bereits am Eingriffstag wieder essen und trinken, erholen sich rascher und können früher entlassen werden. Dass sich die genannten Faktoren günstig auf die Wahrscheinlichkeit einer intraoperativen Keimbesiedlung, das postoperative Wundinfektionsrisiko, den Wochenbettverlauf und in der Summe

28

378

III

Kapitel 28 · Gynäkologie und Geburtshilfe

auf das Wohlbefinden und die allgemeine Zufriedenheit der Mütter auswirken, ist zu erwarten. Allerdings wird bei der Erfassung von Wundinfektionen (Surgical Site Infections, SSI) bei der Sectio caesarea nach KISS bislang nicht weiter differenziert, ob es sich um eine primäre oder sekundäre Sectio handelt und nach welcher Operationsmethode sie ausgeführt wurde (Nationales Referenzzentrum 2004).

(Gastmeier et al. 2004), während die Vergleichsrate aus den USA zwischen 3% und 4% liegt (CDC 2001). Ursächlich sind – wie bei Bauchdeckenwundinfektionen der operativen Fächer im Allgemeinen – S. aureus und Keime der endometrialen Flora beteiligt (7 oben). Nach einer Studie von Ventolini et al. (2004) soll durch den Handschuhwechsel des gesamten OP-Teams nach der Plazentalösung die SSI-Rate weiter gesenkt werden können.

Amnioninfektionssyndrom Eine typische intrauterine Infektion der Schwangerschaft und unter der Geburt stellen das Amnioninfektionssyndrom (AIS) bzw. die Chorionamnionitis dar. Sie werden in der Regel durch aufsteigende Keime der Vaginalflora verursacht (Casey u. Cox 1997; Soper et al. 1996; Riggs et al. 1998). Meist sind an einer Infektion viele verschiedene Keime beteiligt. > Das größte Risiko für ein Amnioninfektionssyndrom stellt der vorzeitige Fruchtblasensprung dar.

Besteht der begründete Verdacht auf ein AIS, so müssen nach Abschluss der erforderlichen diagnostischen Maßnahmen (Zervixabstrich, Blutentnahme, ggf. Blutkulturen) unverzüglich eine antibiotische Therapie und in aller Regel Maßnahmen für die schnelle Geburtsbeendigung eingeleitet werden. Es wird zwischen dem präpartalen und dem postpartalen AIS unterschieden. Obwohl eine standardisierte Definition für die nosokomial erworbene Infektion beim präpartalen AIS nicht vorliegt, sollte hiervon erst 24 Stunden nach erfolgter stationärer Aufnahme und der ersten vaginalinvasiven Maßnahme (vaginale Untersuchung, Amnioskopie, Amniotomie, Instillation von Prostaglandinen zur Geburtseinleitung u. a.) gesprochen werden. Im Gegensatz dazu ist die postpartale Endometritis lediglich dann nicht als nosokomiales Geschehen aufzufassen, wenn die Patientin erst 24 h nach einem vorzeitigen Blasensprung oder bereits manifestem AIS zur Aufnahme kam (Ledger 1992).

Wundinfektionen Dammriss- und Episiotomienähte verheilen im Allgemeinen komplikationslos. Nur in seltenen Fällen treten Wundinfektionen im Dammbereich auf, die mitunter schwer – bis hin zu einer nekrotisierenden Fasziitis – verlaufen können (Larsson et al. 1991; Shy et al. 1979). Eine größere Bedeutung haben postoperative Wundinfektionen (SSI) bei Patientinnen nach Kaiserschnittentbindung (Yokoe et al. 2001). Das Nationale Referenzzentrum für Surveillance von nosokomialen Infektionen in Berlin registrierte in der Zeit von Januar (1997) bis Juni (2004) in Deutschland 37.552 Kaiserschnittentbindungen, wovon 653 postoperative Wundinfektionen aufwiesen (7 Kap. 11). Hieraus errechnet sich für die Bundesrepublik eine Wundinfektionsrate von 1,7%

Harnwegsinfektionen Entzündungen und Infektionen der ableitenden Harnwege (7 Kap. 4) sind in der Schwangerschaft sowie im Wochenbett häufig (Millar et al. 1997). Der physiologischerweise auftretende Spannungsverlust und die damit verbundene Erweiterung der Ureteren sowie die in der fortgeschrittenen Schwangerschaft häufig hinzukommende mechanische Abflussbehinderung mit konsekutivem Harnaufstau stellen in dieser Phase eine zusätzliche Gefahr für die Besiedlung und Infektion von Nierenkelch und -parenchym dar. Um Harnwegsentzündungen und weiteren Komplikationen entgegenzuwirken, muss in der Schwangerschaft nach asymptomatischer Bakteriurie gefahndet und diese dann antibiotisch behandelt werden. Weitere Risikofaktoren für eine Entzündung sind Verletzungen der Harnwege (Geburtsverletzungen, Zange, Vakuumglocke u. a.) und der postpartale Harnverhalt. ! Cave Das größte vermeidbare Risiko für einen Harnwegsinfekt geht von der Blasenkatheterisierung aus.

Lochialsekret Obgleich der Wochenfluss (Lochien) sowie das Menstrualblut immer mikrobiell besiedelt sind, sind sie entgegen einer weit verbreiteten Meinung nicht grundsätzlich infektiös. Neben den typischen Keimen der Scheide können sie jedoch auch potenziell pathogene Keime der Darmflora, Streptokokken der Gruppen A, B und G sowie S. aureus enthalten. > Der direkte und indirekte Kontakt mit dem Wochenfluss ist stets zu vermeiden; versehentlich kontaminierte Flächen müssen wischdesinfiziert werden (Händehygiene beachten).

28.4.2

Spezielle Infektionskrankheiten und Impfungen

Bakterielle Infektionen Streptokokken der Gruppe A Die Besiedlungen des Rachens oder Hautinfektionen mit A-Streptokokken (GAS) beim Krankenhauspersonal stellen eine mögliche Quelle für nosokomiale Infektionen dar.

379

28.4 · Besonderheiten in der Schwangerschaft

Tipp

Tipp

Bei postpartaler sowie postoperativer GAS-Infektion müssen die Patientin und ihr Kind bis 24 Stunden nach Beginn einer wirksamen Antibiotikatherapie in einem Einzelzimmer untergebracht werden.

Bei Abortmaterial ist der histologische Nachweis mittels Spezialfärbung (Silberimprägnierung) möglich (Petersen 1997).

Eine Antibiotikaprophylaxe für das Neugeborene ist nicht erforderlich, da die mütterliche Infektion nur selten auf das Kind übergeht; gleichwohl muss es sorgfältig überwacht werden. Bei positivem Nabelabstrich und Zeichen einer Omphalitis wird eine Antibiotikatherapie für 10 Tage eingeleitet; bei alleiniger Kolonisierung ist eine 5-tägige Penicillingabe ausreichend (Belfrage et al. 1990). Treten in einer Einrichtung innerhalb eines kurzen Zeitraumes (z. B. 2 Wochen) mehr als eine GAS-Infektion auf, so sind zusätzlich auch Personal- und Umgebungsuntersuchungen durchzuführen, um eventuelle GAS-Träger ausfindig zu machen und umgehend eine Sanierung einleiten zu können. Dabei darf nicht vergessen werden, dass eine isolierte rektoanale Besiedlung möglich ist und für einen Ausbruch als Erregerreservoir ausreichen kann. Die GAS-Typisierung ist für die Infektkettenrekonstruktion zu veranlassen (Kontaktadresse: Nationales Referenzzentrum für Streptokokken, Pauwelstr. 30, 52057 Aachen; E-Mail: [email protected]).

Streptokokken der Gruppe B Streptokokken der Gruppe B (GBS) gehören zur physiologischen Darmflora und können im Vaginalabstrich bei 20–30% der Frauen nachgewiesen werden. Sie können gelegentlich für eine Chorionamnionitis, Endometritis oder eine Harnwegsinfektion verantwortlich sein. Gefürchtet werden sie als Erreger einer Infektion beim Neugeborenen. Daher wird von den CDC empfohlen, innerhalb der Schwangerschaftsbetreuung ein Screenning auf eine vaginale (oder rektale) Besiedlung mit GBS durchzuführen. Betroffenen Frauen, die eine vaginale Geburt anstreben oder bei denen ein vorzeitiger Blasensprung vorliegt, wird die Durchführung einer antibiotischen Prophylaxe (Penicillin G oder Ampicillin) nahe gelegt (CDC 2002a).

Listerien Listeria monocytogenes wird zumeist über Lebensmittel wie nicht pasteurisierte Milch und Milchprodukte (z. B. Schimmelkäse) oder durch Tiere und Tierprodukte auf den Menschen übertragen. Während eine Infektion beim Erwachsenen asymptomatisch oder mit (leichtem) Fieber und grippeähnlichen Symptomen verlaufen kann und nur selten mit ernsten Komplikationen wie Meningitis verbunden ist, kann sie in der Schwangerschaft zur Frühgeburt und sogar zum Absterben des Kindes (Spätabort) führen (Lorber 1997). Mit einer Infektion ist auf 500–1000 Schwangerschaften zu rechnen. Listerien können in Blutkulturen, Liquor sowie Fruchtwasser nachgewiesen werden.

Die Übertragung von Listerien auf Neugeborene im Kreißsaal ist bereits vor Jahren beobachtet worden (Campbell et al. 1981; Simmons et al. 1986). Etwa 5% der Erwachsenen können Listerien im Stuhl ausscheiden, ohne selbst erkrankt zu sein.

Virale Infektionen Röteln Rötelninfektionen während der Schwangerschaft können ernste Konsequenzen haben (Gregg-Syndrom). Aus diesem Grunde gehört die Bestimmung des HAH-Titers zu den Standardmaßnahmen beim Erstkontakt (vor der Schwangerschaft) eines Mädchens oder Frau mit dem Gynäkologen. Auch alle weiblichen Mitarbeiter im medizinischen und pflegerischen Bereich sollten gegen Röteln geimpft sein. Nach den Empfehlungen der Ständigen Impfkommission am Robert Koch-Institut (STIKO) sollte die Impfung gegen Röteln auch Masern und Mumps mit dem MMRKombinationsimpfstoff, die zu den Standardimpfungen bei Säuglingen und Kleinkindern gehört, abdecken (AG Impfen in der Gynäkologie 2004). Reinfektionen nach Rötelnimpfung und nach durchgestandener Wildvirusinfektion kommen vor (wenn auch selten) und sind mit nur geringer Symptomatik verbunden (Tabori 1995; Forsgren u. Soren. 1985). Da Embryopathien nach Reinfektionen sehr selten sind, stellen sie keine Indikation zum Schwangerschaftsabbruch dar (Enders et al. 1984). Bei Erkrankungen innerhalb der letzten 2 Wochen vor der Geburt ist eine Isolierung im Einzelzimmer (mit Kind) bis 7 Tage nach Auftreten des Exanthems angezeigt. Besondere, über die normale Reinigung hinausgehende Flächendesinfektionsmaßnahmen entfallen hier.

Windpocken und Gürtelrose Windpocken werden durch eine Infektion mit dem Varizella-Zoster-Virus (VZV) verursacht. Die hohe Kontagiösität des VZV und Durchseuchung in der Bevölkerung ist wiederholt beschrieben worden (Gordon 1962; Steele et al. 1982), dennoch besitzen 7–8% der Frauen keine VZVAntikörper (Hofmann u. Sydow 1989). Daher rät die STIKO in ihren Impfempfehlungen, alle Kinder gegen Windpocken zu impfen (RKI 2004). > Besonders kritisch für das Kind ist die VZV-Infektion der Mutter 7 Tage vor bis 4 Tage nach der Geburt. Eine intrauterine Übertragung auf das Kind in dieser Zeit erfolgt zu 20–30% und kann zu einer schwer verlaufenden neonatalen Infektion mit einer Letalität bis zu 30% führen (RKI 2000).

28

380

III

Kapitel 28 · Gynäkologie und Geburtshilfe

Die betroffenen Kinder müssen unmittelbar nach der Geburt Varicella-Zoster-Immunglobulin (VZIG) erhalten und in den ersten 14 Tagen sorgfältig beobachtet werden. Bei ersten Infektionszeichen sollte die Therapie mit einem Virostatikum begonnen werden (Enders 1999; Petersen 1997). Die postexpositionelle Gabe von VZIG wird auch für ungeimpfte Schwangere ohne Varizellenanamnese innerhalb von 96 Stunden nach Exposition empfohlen. Personal mit fraglicher Windpockenanamnese und gleichzeitigem Fehlen eines Impfschutzes sollte serologisch getestet und bei fehlender Immunität innerhalb von maximal 5 Tagen nach Exposition geimpft werden (2 Dosen im Abstand von mindesten 6 Wochen). Da es sich um eine Lebendimpfung handelt, sollte sie nicht während der Schwangerschaft durchgeführt werden. Für die Versorgung von Patienten mit Windpockeninfektion wird empfohlen, nur Personal mit ausreichend hohem Antikörpertiter gegen VZV einzusetzen. Nach einer mutmaßlichen Exposition sollte auch geimpftes Personal getestet werden. Stellt sich 5–6 Tage nach der Exposition keine serologische Reaktion ein, muss die betreffende Person beurlaubt werden. Idealerweise sollte Personal, das exponiert war, vom 10. Tag nach der ersten Exposition bis zum 21. Tag nach der letzten Exposition nicht in der direkten Patientenversorgung tätig sein. Personal mit manifester Windpockenerkrankung darf erst nach Eintrocknung und Inkrustierung aller Läsionen wieder Patienten versorgen. In Risikobereichen (Neugeborenenintensivstation) sollte auch niemand mit einem lokalisiertem Herpes zoster arbeiten, es sei denn, die Läsionen sind bereits eingetrocknet und inkrustiert (Hauer et al. 2000). Die STIKO empfiehlt die aktive Immunisierung gegen VZV für seronegatives Personal im Gesundheitsdienst, insbesondere der Bereiche Gynäkologie/Geburtshilfe, Pädiatrie, Onkologie, Intensivmedizin und bei der Betreuung von Immundefizienten (RKI 2002). Unterbringung und Desinfektionsmaßnahmen. Aufgrund der hohen Ansteckungsfähigkeit ist die Unterbringung von Patientinnen mit Windpocken im Einzelzimmer (mit Kind) sowohl zur Verhinderung einer Übertragung durch direkten Kontakt als auch einer aerogenen Übertragung bei pulmonaler Beteiligung nötig (Belfrage et al. 1990; Nathwani et al. 1998). Gleiches gilt für geburtshilfliche Patientinnen mit Hauteffloreszensen innerhalb einer Woche vor der Geburt und vor allem mit disseminiertem Herpes zoster sowie bei immunsupprimierten Patientinnen mit lokalisiertem Zoster. Bei immunkompetenten Patientinnen mit einem lokalisierten Zosterhautausschlag mindestens 7 Tage vor der Geburt genügt eine Bedeckung der Läsionen. Immunes Personal benötigt keine Maske. Personen ohne ausreichende Antikörpertiter sollten das Zimmer nicht betreten. Nur Neugeborene, deren Mütter 5 oder mehr Tage nach der Entbindung einen Windpockenausschlag aufweisen und kein Immunglobulin erhalten haben, müssen von der Mutter getrennt und isoliert werden.

Tipp Es ist darauf zu achten, das virusbeladene Partikel (z. B. Hautschuppen) nicht aufgewirbelt werden, z. B. durch trockenes Fegen oder Staubsaugen (Gustafson et al. 1982). Das gelegentlich anzutreffende »Auslüften« von Personal und Besuchern nach Verlassen des Patientenzimmers ist allerdings keine wirksame infektionspräventive Maßnahme und daher nicht erforderlich. Nach der Entlassung der Patientin sollten allen patientennahe Flächen wischdesinfiziert werden.

Herpes-simplex-Infektionen Genitaler Herpes (HSV-2) Neonatale Infektionen kommen durch die retrograde Ausbreitung von HSV-2 (selten HSV-1) nach Infektion des mütterlichen Genitaltrakts oder direkt durch die Passage des Kindes durch den infizierten Geburtskanal zustande. Es wird angenommen, dass bis zu 4% intrauterin über das mütterliche Blut auf das Neugeborene übertragen werden (Jones 1996). Die Letalität der disseminierten Erkrankungen bei unbehandelten Säuglingen liegt bei über 70% (Whitley et al. 1998). Die Übertragung von genitalem Herpes auf das Neugeborene kann in jedem Stadium der mütterlichen Infektion erfolgen, das heißt, nicht nur bei sichtbaren Läsionen, sondern auch im Prodromalstadium und während Phasen asymptomatischer Virusausscheidung. > Daher empfehlen die Centers for Disease Control and Prevention, dass bei allen Schwangeren bei Geburtsbeginn eine Herpesanamnese und eine Untersuchung auf genitale Herpesläsionen durchgeführt werden (CDC 2002b).

Frauen ohne Zeichen oder Symptome einer akuten Herpeserkrankung können evidenzbasierten Empfehlungen zufolge die vaginale Entbindung anstreben. Allen Kreißenden mit genitalen Herpesbläschen und akuten Blessuren – unabhängig davon, ob es sich um eine Erstmanifestation oder eine rekurrierende Herpeserkrankung handelt – wird die Sectio caesarea empfohlen (ACOG 2000). Es wird darauf hingewiesen, dass die abdominale Schnittentbindung zwar eine signifikante Reduktion der Übertragungsrate auf das Neugeborenen bringt (Brown et al. 2000), jedoch das Risiko nicht gänzlich tilgen kann (CDC 2002). Nach Blasensprung soll die aszendierende Infektion bestenfalls innerhalb der ersten 4 Stunden nach Blasensprung verhindert werden (Petersen 1997). Dies gilt sowohl für die Primärinfektion als auch für das Rezidiv (CDC 1993). Beim Relaps gibt es Erfahrungen mit der vaginalen Entbindung unter Acyclovir, wodurch eine Senkung der Sectiorate von mehr als 30 Prozent erreicht wurde (Petersen et al. 1999; Scott 1995; Workshop 1994). Postpartal ist auf eine sorgfältige Händehygiene zu achten. Schwangere ohne Herpesanamnese bzw. mit negativem Testbefund auf HSV-1 und HSV-2 sollten zur Verhütung einer Primärinfektion während der Schwangerschaft kon-

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28.4 · Besonderheiten in der Schwangerschaft

sequent auf die Benutzung von Kondomen achten, sofern ihr Partner infiziert ist. Hat der Partner Herpesbläschen an den Lippen, so sollte (auf jeden Fall im letzten Trimenon) auf orale Sexualpraktiken verzichtet werden (Casper u. Wald 2002). Das Übertragungsrisiko (für das Neugeborene) ist bei der (glücklicherweise seltenen) Primärinfektion viel höher als bei einem Relaps (50% vs. 4%) (Scott1995). Ein Relaps vor Einsetzen der Wehen oder dem Blasensprung führt in der Regel nicht zu einer Schädigung des Kindes. Die HSVInfektion während der Schwangerschaft ist keine Indikation für einen Schwangerschaftsabbruch. Die wöchentliche Abnahme von genitalen HSV-Proben bei infizierten Frauen ist obsolet, da sie keinen Rückschluss auf die perinatale Ausscheidung ermöglicht. Orale HSV-1-Infektion der Mutter (primäre und sekundäre Verlaufsformen) Auch postpartal kann das Neugeborene infiziert werden, wenn es in Kontakt mit den orolabialen Bläschen kommt. Die Infektion mit HSV-1 kann Schleimhaut, Haut, Augen und ZNS befallen sowie disseminiert verlaufen. Das Kind darf unter Einhaltung der unten aufgeführten Schutzmaßnahmen mit der Mutter zusammen in einem Einzelzimmer untergebracht und gestillt werden. Eine tägliche klinische Untersuchung einschließlich der Abnahme von HSVProben sollte an den Tagen 2, 5 und 12 durchgeführt werden. Tipp Die Mutter ist sorgfältig über die Übertragungswege und Präventionsmöglichkeiten zu informieren. Sie darf das Kind nicht küssen oder herzen und muss vor Berührung ihres Kindes eine Händedesinfektion durchführen. Ein chirurgischer Mundschutz bis zur Inkrustierung und Eintrocknung der Bläschen dient bei Unachtsamkeit als zusätzlicher mechanischer Schutz (Barrierefunktion; ACOG 2000). Das Kind muss von den anderen Neugeborenen isoliert untergebracht werden (CDC 1994).

Zur Bedeutung und Indikation einer Prophylaxe sowie Therapie mit Virostatika (z. B. Acyclovir, Valacyclovir, Famcyclovir) wird auf die einschlägige Fachliteratur verwiesen (Scott 1999). Die sekundäre Reaktivierung einer oralen HSV-Infektion bei der Mutter ist viel häufiger als die primäre Form. Sie ist vom hygienischen Standpunkt aus deutlich weniger problematisch, da das kindliche Infektionsrisiko geringer ist. Dennoch sind die empfohlenen Hygienemaßnahmen die gleichen wie bei einer Primärinfektion, denn die AntiHSV-Antikörper bieten keinen ausreichenden Schutz für das Neugeborene. Eine lokale antivirale Behandlung zur Infektionsprophylaxe wird nicht empfohlen. Eine Immunglobulingabe ist nicht erforderlich, ebenso wenig eine Pro-

phylaxe mit Acyclovir. Im Übrigen kann das Kind gestillt werden. Für das Personal im Kreißsaal und auch für Angehörige mit Herpes labialis, die mit den Kindern in direkten Kontakt treten, gelten die gleichen Hygieneempfehlungen wie für die Mutter (Händedesinfektion, Mundschutz) (Bolyard 1998).

Hepatitis B Die Grundimmunsisierung gegen Hepatitis B im Kindesalter und die Auffrischung bei Jugendlichen vor Aufnahme sexueller Kontakte werden von der STIKO am Robert Koch-Institut ausdrücklich empfohlen. Bis zur Vollendung des 18. Lebensjahres werden die Kosten von den gesetzlichen Krankenkassen getragen. Leberzirrhose und Leberzellkarzinom infolge der Chronifizierung einer Hepatitis-B-Erkrankung treten beim infizierten Erwachsenen in 10% der Fälle auf; dagegen sind diese Komplikationen in über 90% der Fälle bei Säuglingen und Kleinkindern zu beobachten. Tipp Entsprechend den Mutterschaftsrichtlinien sollte bei allen Schwangeren nach der 32. Schwangerschaftswoche eine serologische Untersuchung auf HBsAG erfolgen. Das Untersuchungsergebnis ist im Mutterpass zu dokumentieren. Beim Neugeborenen muss bei positivem Befund unmittelbar (bis spätestens 72 Stunden) nach der Geburt die aktiv-passive Immunisierung (Simultanimpfung) begonnen werden (2. Gabe nach einem Monat, 3. Gabe nach 6 Monaten). Jede Einrichtung, die Entbindungen durchführt, sollte die Impfstoffe vorrätig haben, um keine wertvolle Zeit zu verlieren (ACOG 1998). Da die Impfprophylaxe effektiv und sicher ist, kann die Mutter das Kind stillen.

Die Entbindung einer HBsAg-positiven Frau kann unter besonderer Beachtung der Standardhygienemaßnahmen (d. h. vor allem Information des Personals über den Infektionsstatus) im Kreißsaal erfolgen. Bei operativen Maßnahmen wird darüber hinaus empfohlen, ein zweites Paar Handschuhe anzulegen. Spezielle Isolierungsmaßnahmen sind nicht erforderlich. HBsAG-positives Personal kann umgekehrt für Patientinnen ein Infektionsrisiko darstellen. Es wurden Fälle berichtet, bei denen eine Übertragung von HB-Viren vom Personal auf Patientinnen während vaginal operativen (Forzeps-) und Schnittentbindungen erfolgte (Weber et al. 1991). Aus diesen Gründen sollte nur geimpftes Personal mit der Betreuung der Patientinnen betraut werden (7 Kap. 16). Nach der Geburt sollten Mutter und Kind in einem Einzelzimmer untergebracht werden. Die Patientinnen sollten detailliert über die Notwendigkeit einer sorgfältigen Wochenbett- und Händehygiene aufgeklärt werden. Insbe-

28

382

Kapitel 28 · Gynäkologie und Geburtshilfe

sondere muss darauf geachtet werden, dass HBS-Ag-positive Wöchnerinnen ihre Toilette nicht mit anderen Patientinnen teilen.

Hepatitis C HCV und Schwangerschaft

III

Außer den hygienischen Präventionsmaßnahmen ist bislang keine Prophylaxe gegen eine HCV-Infektion möglich. Eine Infektion mit HCV bleibt für den Infizierten lange Zeit unbemerkt. Rund 60–80% der Patienten entwickeln eine chronische Verlaufsform, die bei der Hälfte der Betroffenen zu einer Leberzirrhose und bei weiteren 10% nach 15–30 Jahren zu einer hepatischen Neoplasie führt. Das größte Risiko, HCV-positiv zu werden, haben mit rund 90% i.v.-Drogenabhängige und mit ca. 10% Dialysepatienten (Enders u. Braun 2000). Die Inzidenz der Infektion von Neonaten HCV-RNA-positiver Mütter beträgt 3–7% (0–18%); sind diese allerdings gleichzeitig HIV-infiziert, so ist die Inzidenz mit ca. 14% (5–36%), deutlich höher (Hunt et al. 1997; Grankovsky et al. 1998). Das Übertragungsrisiko der verschiedenen HCV-Genotypen ist etwa gleich hoch (Zanetti et al. 1995, 1998) > Die Übertragung erfolgt selten intrauterin, sondern meist während der Geburt, gelegentlich auch postpartal (Otho et al. 1994).

Obwohl das Übertragungsrisiko entsprechend der Viruslast steigt, kann ein sicherer Grenzwert aufgrund wechselnder Virämie nicht angegeben werden (Lin et al. 1995; Otho et al. 1994; Garland et al. 1998; Zanetti et al. 1999). Transmissionen von der Mutter zum Kind werden nur dann beobachtet, wenn die Mutter HCV-Antikörper hat und HCV-RNA positiv ist (Otho et al. 1994; Hunt et al. 1997; Spencer et al. 1997). Interessanterweise kann ein Kind, das zunächst HCV-RNA positiv ist, auch wieder negativ werden (Croxson et al. 1997; Spencer 1997; Garland et al. 1998) Das Risiko einer vertikalen oder perinatalen HCVInfektion hängt vom HCV-RNA-Titer der Mutter ab. In einer Metaanalyse fanden sich bei HIV-negativen Frauen vertikale Übertragungsraten von bis zu 18%, bei Koinfektion mit HIV zwischen 6% und 36% (Hunt et al. 1997). Eine Sectio sollte bei hohem Virustiter und einer gleichzeitig bestehenden HIV-Infektion durchgeführt werden. Eine HCV-Infektion allein stellt dagegen noch keine Kontraindikation für die vaginale Entbindung dar (Ross et al. 1999). Im Wochenbett gelten die gleichen Hygieneregeln wie bei der Hepatitis B.

HCV und Stillen Das Übertragungsrisko einer HCV-Infektion durch Stillen kann nicht sicher eingeschätzt werden. Im Colostrum kann HCV-RNA in niedrigen Titern nachweisbar sein. In verschiedenen Studien, in denen Kinder von HCV-positiven Frauen beobachtet wurden, waren ca. 4% der gestillten und

ungestillten Kinder infiziert (CDC 1998). Das Risiko des Auftretens von HCV korreliert jedoch mit der Titerhöhe von Anti-HCV und von HCV-RNA im Serum. Einige Autoren sind der Ansicht, dass eine Stillempfehlung in Ländern, in denen ohne relevantes Risiko auf künstliche Säuglingsnahrung ausgewichen werden kann, nicht ausgesprochen werden sollte bzw. auf das nicht vollständig ausschließbare Übertragungsrisiko hingewiesen werden muss (Hillemanns et al. 1998). Bei Kindern HCV-infizierter Mütter können die passiv übertragenen Antikörper bis zu 15 Monate persistieren, sodass eine HCV-PCR im Nabelschnurblut sowie Serumuntersuchungen jeweils 3, 6 und 12 Monate nach der Geburt durchgeführt werden sollten. Nach der derzeit eingeschränkt vorhandenen Datenlage ist es zwar relativ unwahrscheinlich, dass beim Stillvorgang eine Virusübertragung mit der Muttermilch stattfindet, jedoch kann diese auch nicht mit letzter Sicherheit ausgeschlossen werden. Eine allgemeine Stillempfehlung bei HCV-RNA positiven Müttern kann derzeit aufgrund des (wenn auch geringen) Restrisikos der Virusübertragung nicht gegeben werden. Es wird daher empfohlen, die Eltern über das mögliche Risiko ausführlich aufzuklären, damit sie die Entscheidung selbst fällen können.

HIV und Aids Es ist außerordentlich wichtig, das Vorliegen einer Infektion mit dem Human-Immunodeficiency-(HI-)Virus, das die erworbene Immunabwehrerkrankung Aids hervorruft, in der Schwangerschaft zu diagnostizieren. Eine präpartale antivirale Therapie mit Zidovudine (ZDV) kann das Übertragungsrisiko von HIV-1 auf das Kind um nahezu 70% senken (Public Health Service Task Force 2004). Klinische Studien sowie Metanalysen konnten zeigen, dass die Beendigung der Schwangerschaft durch eine primäre Sectio caesarea die Transmissionsrate von HIV-1 gegenüber anderen Entbindungsmethoden mit 55–80% deutlich verminderte (International Perinatal HIV Group 1999; European Mode of Delivery Collaboration 1999).

28.4.3

Überholte infektionspräventive Maßnahmen

Ophthalmia neonatorum und Credé-Prophylaxe Die routinemäßige Durchführung der sog. Credé-Prophylaxe am Auge des Neugeborenen mit 0,5%iger wässriger Silbernitratlösung (Argentum nitricum) nach der Geburt eignet sich zur Verhütung einer Gonoblennorrhö. Allerdings wird das Auftreten einer Gonokokkeninfektion in der Schwangerschaft in Deutschland inzwischen auf unter 0,05% geschätzt. Danach erhielten bei der routinemäßigen Anwendung der Silbernitratlösung über 99,9% der Neugeborenen eine nicht notwendige Gonokokkenprophylaxe. Argentum nitricum ist überdies ein Ätzmittel, das bei bis zu 10% der Kinder zum sog. Silberkatarrh (Reizung der

28.4 · Besonderheiten in der Schwangerschaft

Augenbindehaut) führen kann. Des Weiteren sind heutzutage sowohl die Gonorrhö wie auch die Gonoblennorrhö leicht antibiotisch zu therapieren. Aus diesen Gründen ist eine routinemäßige Anwendung dieser klassischen Prophylaxe der Ophthalmia neonatorum heutzutage in Deutschland (und anderen entwickelten Ländern) nicht mehr gerechtfertigt. Die Credé-Prophylaxe sollte nur noch gezielten Einsätzen vorbehalten bleiben, z. B. wenn schlechte soziale Verhältnisse vorliegen, keine ordentliche Schwangerenvorsorge erfolgte oder die Nachbetreuung des Neugeborenen nicht gewährleistet ist (Petersen 1997). Die Anwendung von 0,5%iger Erythromycin- oder einer 1%igen Tetracyclinsalbe ist gegen die häufiger auftretende Chlamydienkonjunktivitis gerichtet. Eine großangelegte Studie in Taiwan konnte jedoch für keines der beiden Regime eine signifikante Senkung der Inzidenz der neonatalen Chlamydienkonjunktivitis zeigen (Chen 1992). In einer Region in Kenia mit einer hohen Inzidenz der Ophthalmia neonatorum verschiedener Ursache war 2,5%ige PVP-Iod-Lösung gegen Chlamydia trachomatis effektiver als Erythromycin oder Silbernitrat (Isenberg et al. 1995). Die Inzidenz von Infektionen mit S. aureus und Gonokokken war in den 3 Gruppen ähnlich.

BCG-Impfung für Neugeborene Die BCG-Impfung für Neugeborene, in der ehemaligen DDR noch eine Routineimpfung, wird nicht mehr empfohlen und ist dementsprechend in den Impfempfehlungen der STIKO nicht mehr aufgeführt (Bussmann et al. 1997).

28.4.4

Unterwassergeburt

Angesichts anhaltend sinkender Geburtenzahlen müssen Geburtskliniken immer wieder mit neuen »Attraktionen« um die Schwangeren werben. Neben anderen Angeboten (Doppelbett, Mayahocker, Seil und »Vierfüßler«, um nur einige zu nennen) wird mittlerweile fast überall die sog. Unterwassergeburt als eine weitere Strategie offeriert. Während die Frage eines möglicherweise erhöhten Infektionsrisikos und die sich daraus ergebenden erforderlichen Hygienemaßnahmen von Fachleuten kontrovers diskutiert wurden (und werden), sind die Entbindungsbadewannen – nicht selten von der Krankenhausverwaltung – längst angeschafft und stellen somit ein Faktum dar, mit dem sich u. a. auch die Krankenhaushygiene auseinander setzen muss. Im Folgenden sollen der aktuelle wissenschaftliche Stand und praktische Empfehlungen für ein sinnvolles Hygienemanagement von Unterwassergeburten zusammenfassend wiedergegeben werden. Die erste historisch dokumentierte Unterwassergeburt in Europa (Frankreich) datiert aus dem Jahre 1805. Von dem französischen Gynäkologen Michel Odent wurde diese Geburtsmethode seit Mitte der 70er Jahre in größerem

383

Umfang angewandt (Odent 1983). Mittlerweile wird in Europa, den USA aber auch in Russland in vielen Kliniken die Möglichkeit angeboten, im Wasser zu entbinden. Bei der Festlegung der Hygienemaßnahmen zum Betreiben einer Geburtsbadewanne muss zunächst geklärt werden, welche Personengruppe vor Infektionen geschützt werden soll. So müssen die werdende Mutter, das Ungeborene bzw. Neugeborene sowie das medizinische Personal jeweils gesondert betrachtet werden.

Potenzielles Infektionsrisiko für das Neugeborene Abgesehen von der Verunreinigung und der Kontamination des Badewassers mit Haut- und Darmkeimen durch die werdende Mutter kann bereits das frisch eingelassene Wasser durch sog. Wasserkeime wie Pseudomonas spp., Legionellen oder auch Acinetobacter baumanii ein potenzielles Infektionsrisiko darstellen (7 Kap. 10). Diese Keime sind nicht selten in den Wasserleitungssystemen und im Leitungswasser nachweisbar (Thöni et al. 2005). Für den Fall, dass ein neugeborenes Kind mit diesen Keimen kontaminiertes Wasser schluckt oder aspiriert, ist eine schwer verlaufende Infektion (z. B. Pneumonie) nicht sicher auszuschließen (Rawal et al. 1994; Franzin et al. 2001). Aus diesem Grund wurden in der Vergangenheit wiederholt hygienische Bedenken gegen die Durchführung von Unterwassergeburten geäußert. Verlässliche Daten aus z. B. prospektiven Studien zum Thema der Infektionsgefährdung im Zusammenhang mit Unterwassergeburten sind rar. Mittlerweile wurden allerdings die Ergebnisse zweier großer Studien, die mehrere Tausend Geburten untersuchten, veröffentlicht. In einer britischen Untersuchung zu über 670.000 Geburten (1994) bis März (1996) wurden die perinatale Morbidität und Letalität der Neugeborenen der »feuchten« und konventionellen Entbindungsformen miteinander verglichen. Hierbei zeigte sich kein signifikanter Unterschied hinsichtlich Morbidität und Letalität der Neugeborenen (Gilbert u. Tookey 1999). Auf Hygienemaßnahmen und die Überwachung der Wasserqualität wurde nicht eingegangen. Bei einer Vergleichsstudie aus der Schweiz an über 7500 Geburten unterschieden sich die Infektionsraten ebenfalls nicht (Geissbühler u. Eberhard 2000). Es wurde keine Wasseraspiration beobachtet. Besondere Vorkehrungen im Hinblick auf die Wasserqualität bis auf die Erfüllung der Anforderungen der Trinkwasserverordnung wurden nicht getroffen. Zu Infektionen mit Legionellen nach Unterwassergeburt findet sich in der internationalen Literatur bisher eine Fallbeschreibung (Franzin et al. 2001). Für Pseudomonas aeruginosa finden sich einzelne Kasuistiken (z. B. Rawal et al. 1994), bei denen teilweise unterschiedliche Stämme beim Kind und im untersuchten Wasser gefunden wurden, sodass ein Kausalzusammenhang nicht belegt werden kann.

28

384

Kapitel 28 · Gynäkologie und Geburtshilfe

Potenzielles Infektionsrisiko für die Mutter

III

Das Entspannungsbad während der Wehentätigkeit gehört seit langer Zeit zum geburtshilflichen Standardprogramm während der Eröffnungsphase, ist weit verbreitet und scheint kein Infektionsrisiko darzustellen. Es gibt keine Hinweise dafür, dass aufsteigende Infektionen bei badenden Kreißenden gehäuft vorkommen. Über die Trinkwasserqualität hinausgehende Anforderungen an das Badewasser wurden nicht gestellt. Prinzipiell unterscheiden sich Entspannungs- und Geburtsbad lediglich durch die Tatsache, dass bei letzterem auch die letzte Phase (Austreibung) im Wannenwasser stattfindet und neben der Mutter auch das Kind mit dem Wasser in Kontakt kommt. Weiterhin umspült das Wasser etwaige Episiotomiewunden oder andere Geburtsverletzungsstellen. Zum Befüllen der Geburtsbadewanne lassen sich aus krankenhaushygienischer Sicht prinzipiell zwei Strategien verfolgen: 4 Sicherstellung der Qualität des Leitungswassers entsprechend der Trinkwasserverordnung unter regelmäßiger Überprüfung. Für diese Strategie sprechen die bislang sehr guten Erfahrungen des Kantonsspitals Frauenfeld (Geissbühler et al. 2000). 4 Desinfektionsmaßnahmen an der Wasserzuleitung, z. B. durch Bakterienfilter, thermische Behandlung oder UV-Bestrahlung. Die Bauart der üblichen Geburtsbadewannen macht das Vorschalten eines Bakterienfilters am Wasserauslass aber häufig unmöglich. Darüber hinaus kann das Befüllen der Badewanne durch einen geeigneten Filter aufgrund der verminderten Durchflussmenge eine relativ lange Zeit in Anspruch nehmen. Weiterhin muss der Filter gemäß den Herstellerangaben sehr sorgfältig gewartet werden, da es sonst leicht zu einer Verkeimung und damit sogar zu einer Verschlechterung der Wasserqualität kommen kann. Die Desinfektion durch UV-Bestrahlung gilt als weniger zuverlässig und wird daher nicht empfohlen. Eine weitere Möglichkeit stellt die thermische Behandlung des Leitungswassers dar. Nachteile dieser Methode sind die Verbrühungsgefahr, der Bedarf nach einem ausreichend großen Boiler zur Rückkühlung und damit verbundenen Baumassnahmen sowie der relativ hohe Energieverbrauch. Aufgrund der oben aufgeführten Studienergebnisse und den bisherigen Erfahrung ist das Risiko einer Infektion des Neugeborenen durch sog. Wasserkeime als niedrig einzustufen, jedoch kann es nicht vollkommen ausgeschlossen werden. Um auch dieses Restrisiko weiter einzugrenzen, kann eine der oben genannten zuverlässigen Methoden (Filterung oder thermische Behandlung des Wassers) eingesetzt werden. Eine Studie aus Österreich kommt ebenfalls zu diesem Ergebnis. Allerdings konnte sie bei Wasseruntersuchungen auch Fäkalkeime nachweisen, was auf eine unzureichende Reinigung und Desinfektion der Wanne zurückzuführen war (Thöni et al. 2005).

Viele der speziell für die Entbindung unter Wasser entwickelten Geburtsbadewannen verfügen über einen recht komplexen verdeckten integrierten Wasserzulauf. Diese für die Optik günstige Bauart birgt hygienische Probleme in sich: Das innen liegende Leitungssystem der Wanne läuft nicht leer, und es kann zur Bildung eines bakterienhaltigen Biofilms kommen, der auch durch Desinfektionsmaßnahmen oft nicht zu entfernen ist. Tipp Das Problem mit der Verkeimung des innenliegenden Leitungssystems lässt sich am ehesten durch eine externe Befüllung der Wanne über einen separaten Wasserzulauf (z. B. Brauseschlauch) lösen. Auf diese Weise kann das Zulaufwasser auf Trinkwasserqualität gehalten werden. Wichtig ist, einen ausreichend langen Wasservorlauf (empfohlen: 5 min) einzuhalten. Darüber hinaus muss sichergestellt werden, dass der externe Zulaufschlauch nach jeder Benutzung geleert wird (nach unten hängen lassen), um die Bildung eines Biofilms zu vermeiden. Die Badewanne muss nach jeder Kontamination mit infektiösem oder potenziell infektiösem Material (Blut, Fruchtwasser, Urin, Stuhl, Erbrochenem) und damit regelmäßig nach jeder Entbindung mit einem zugelassenen Flächendesinfektionsmittel wischdesinfiziert und vor Wiederbenutzung gründlich ausgespült werden (Thöni et al. 2005).

Potenzielles Infektionsrisiko für das Personal Das Personal ist durch Infektionen gefährdet, die über Blut, Sekrete, Stuhl u. a. übertragen werden. Ein potenzielles Risiko ist insbesondere bei einer möglichen (nicht bekannten) Infektion der Mutter durch beispielsweise Hepatitis- (HBV, HCV) und HI-Viren gegeben. Das Referenzzentrum für blutübertragbare Infektionen im Gesundheitsbereich der Schweiz untersuchte das Risiko einer HIV-Exposition bzw. Infektion für das medizinische Personal bei Unterwassergeburten (Colombo et al. 2000). Die Untersucher kommen zu dem Ergebnis, dass bei der verhältnismäßig geringen Erregermenge, die lediglich mit der Haut (ohne aktive Inokulation) in Kontakt kommt, nur von einem »Low-level-Risiko« gesprochen werden kann. Das Risiko für eine Hepatitis-B-Übertragung wird allerdings höher eingeschätzt. Die Studie konnte ebenfalls zeigen, dass 78% der Hebammen nasse (teilweise bis auf die Haut durchfeuchtete) Berufskleidung trugen; 37% hatten vorbestehende Hautläsionen (potenzielle Eintrittspforten für Erreger); alle trugen kurze Handschuhe, in die bei 87% Wasser eindrang. Eine Hebamme war nicht gegen Hepatitis B geimpft.

Hygienemaßnahmen für das Personal Von besonderer Bedeutung sind in jedem Fall geeignete Schutzmaßnahmen für das medizinische Personal, die

385

28.5 · Maßnahmen zur Vermeidung postoperativer Infektionen

einen direkten Hautkontakt mit dem Geburtsbadewasser weitestgehend reduzieren. Die üblichen (unsterilen wie sterilen) Latexhandschuhe sind nicht ausreichend. Es sollten vielmehr Handschuhe (wie z. B. in der Veterinärmedizin üblich) verwendet werden, die den gesamten Unterarm bedecken. Bei Kontakt mit dem Badewasser müssen sie immer getragen werden (Kramer et al. 2000). Während der Unterwassergeburt sollten generell flüssigkeitsdichte Schürzen verwendet werden, um eine Durchfeuchtung der Kleidung zu verhindern. > Ganz wichtig ist der Impfschutz des Personals gegen HBV. Die Impfungen (inkl. Nachfolgekontrollen) sollten vom Arbeitgeber angeboten und durchgeführt werden. Weiterhin sollte bei allen relevanten Expositionen und Verletzungen auch die Postexpositionsprophylaxe bekannt sein und zur Verfügung stehen. Entsprechend standardisierte Handlungsanweisungen sollten vorliegen (7 Kap. 16).

Fazit Unterwassergeburten stellen nach heutigem Kenntnisstand – bei Einhaltung der geforderten Hygienemaßnahmen – kein relevant erhöhtes Infektionsrisiko für die Mutter und das Kind dar. Aus krankenhaushygienischer Sicht, bei konsequenter Beachtung der erforderlichen Schutzmaßnahmen und entsprechender Aufklärung der Frauen, ist diese Geburtsmethode anwendbar. Um das Infektionsrisiko für das Personal möglichst gering zu halten, sollten die Mitarbeiter geimpft sein und den HIV-, HBV- und HCV-Status der Mutter kennen. Liegt bei der Kreißenden ein positiver Befund vor, dann sollte auf eine Unterwassergeburt verzichtet werden. Tipp Um bei Zwischenfällen in der Wanne eine möglichst rasche Versorgung und im Bedarfsfall für den Anästhesisten den Zugang zur Patientin zu ermöglich, sollte die Wanne von allen Seiten – vor allem auch vom Kopfende her – frei zugänglich sein. Die Medienanschlüsse sollten wie in jedem anderen Kreißsaal vorhanden sein.

28.5

Maßnahmen zur Vermeidung postoperativer Infektionen

Gynäkologische Eingriffe sind bis auf wenige Ausnahmen (Mammachirurgie und axilläre Lymphonodektomien) als bedingt aseptisch (»clean-contaminated«) anzusehen. Da durch die zumeist offene Verbindung zum weiblichen Genitale in einem mit potenziell pathogenen Keimen besiedelten anatomischen Gebiet operiert werden muss, können postoperative Infektionen im OP-Gebiet häufiger als bei sog. sauberen (»clean«) Eingriffen auftreten. Eine Störung

der physiologischen Vaginalflora oder Infektion der Scheide erhöhen das Risiko einer postoperativen Infektion nach z. B. einer Gebärmutterentfernung, weshalb vor elektiven Eingriffen eine entsprechende Diagnostik und ggf. auch Therapie durchgeführt werden soll (Faro 1993). Eine routinemäßige perioperative Antibiotikaprophylaxe ist bei der vaginalen wie abdominalen Hysterektomie indiziert (Daschner u. Frank 2004) (7 Kap. 6).

28.5.1

Allgemeines Personalinfektionsrisiko

Die tägliche Exposition der Mitarbeiter gegenüber potenziell infektiösem Material (Blut, Amnionflüssigkeit, Urin, Stuhl, Erbrochenes, Eiter) liegt in der Natur der Sache (7 Kap. 16). Ein Verletzungsrisiko besteht durch kontaminierte Nadeln und Instrumente, die im Kreißsaal wie im OP benutzt werden. Jeder gynäkologisch-geburtshilflich tätige Arzt weiß, dass viele der üblichen medizinischen Maßnahmen (Blutabnahme, Legen eines venösen Zuganges, Injektionen) oft nicht unter statischen, d. h. standardisierten Bedingungen ablaufen, sondern oftmals an den Zustand und die Haltung bzw. den Bewegungsdrang der Patientin oder die Umgebungsbedingungen angepasst werden müssen. Dadurch besteht ein erhöhtes Risiko für Geburtshelfer und Hebammen, mit Hepatitis B, Hepatitis C und HI-Viren in Berührung zu kommen (Gerberding et al. 1987). Das Risiko einer HBV-Infektion nach Nadelstichverletzungen wird auf bis zu 30% geschätzt, wenn der Patient HB-Antigen-positiv ist, kein ausreichender Impfschutz beim Mitarbeiter besteht und auf die Postexpositionsprophylaxe verzichtet wurde. Das Infektionsrisiko mit HCV-haltigem Blut nach Stichverletzung kann nicht exakt angegeben werden, da die Prävalenz von Hepatitis-C-Viren in der Allgemeinbevölkerung nicht genau bekannt ist. Allerdings wird sie in Deutschland auf mindestens 800.000 Personen (1% der Bevölkerung) geschätzt und liegt damit sogar über der Durchseuchung mit HBV (ca. 500.000 Virusträger; Leinmüller 1999). Die Infektiosität hängt in starkem Maße auch von der hämatogenen Viruslast des infizierten Patienten ab, die wiederum starken Schwankungen ausgesetzt ist. Es wird über Serokonversionsraten zwischen 0 und 10% berichtet (Gerberding et al. 1987). Nach Nadelstichverletzungen mit sicher kontaminierter Nadel wird das Infektionsrisiko für Hepatitis C mit 2,5%, für HIV mit 0,3% (Bundesgesundheitsblatt 2000) angegeben. Bezüglich der durch Blut übertragbaren Erkrankungen muss man bedenken, dass man den (meisten) Patientinnen den Infektionsstatus nicht ansieht. Daher muss, wie bereits oben gesagt, das Krankenhauspersonal bei allen Patientinnen die gleichen protektiven Maßnahmen ergreifen.

28

386

Kapitel 28 · Gynäkologie und Geburtshilfe

Infektionsrisiko für das Personal bei Lasertherapie

III

Zunehmend werden Läsionen im genitalen Bereich auch in der Gynäkologie mit dem Laser therapiert. Hierbei kommt es nicht nur wie bei der Elektrokoagulation zu einer starken Entwicklung von stechend unangenehm riechendem Rauch, sondern bei der Lasertherapie von Infektionen mit humanen Papillomaviren (HPV) konnten auch DNAPartikel dieser Viren nachgewiesen werden (Sood et al. 1994). Eine Anzüchtung von HPV aus diesen Partikeln in Zellkulturen ist bislang nicht möglich. Da jedoch der freigesetzte Rauch zwangsläufig von den Mitarbeitern inhaliert und die Entwicklung eines Kehlkopfpapilloms durch HPViren getriggert wird, ist ein gewisses Infektionsrisiko zu befürchten, auch wenn nicht bekannt ist, ob und welche Gefahr für das Personal tatsächlich besteht. Auf jeden Fall sollte das Risiko durch eine wirksame Rauchabsaugung im OP-Feld minimiert werden. Die Anwendung von Feinstaubmasken wird empfohlen (Sood et al. 1994).

Literatur ACOG (1998) Educational Bulletin. Viral hepatitis in pregnancy. Int J Gynaecol Obstet 63: 195–202 ACOG (2000) Practice Bulletin. Management of herpes in pregnancy. Clinical management guidelines for obstetrician-gynecologists. Int J Gynaecol Obstet 68: 165–178 AG Impfen in der Gynäkologie (2004) Stellenwert von Impfungen in der Gynäkologie. Advisory Board Meeting in Köln, 5. u. 6. März 2004. Frauenarzt 45: 610–615 Belfrage E, Anzen B, Jorbeck H, Sterner G, Marland M (1990) Streptococcal infections in late pregnancy and labor. Scand J Infect Dis (Suppl): 79–85 Bolyard EA, Tablan OC et al. (1998) Guideline for infection control in healthcare personnel. Infect Control Hosp Epidemiol 19: 407–463 Bridson EY (1996) Iatrogenic epidemics of puerperal fever in the 18th and 19th centuries. Br J Biomed Sci 53: 134–139 Brown ZA, Wald A et al. (2003) Effect of serologic status and cesarean delivery on transmission rates of herpes simplex virus from mother to infant. JAMA 289: 203–209 Bundesgesundheitsblatt (2000) Bd 43/2 (Suppl 1) Bussmann H, Hofmann F, Hülssle C (1997) Impfempfehlungen der ständigen Impfkomission am Robert Koch-Institut (STIKO). Dtsches Ärztebl 26 (Suppl): 3–18 Campbell AN, Sill PR, Wardle JK (1981) Listeria meningitis acquired by cross infection in a delivery suite. Lancet 2: 752–753 Casey BM, Cox SM (1997) Chorioamnionitis and endometritis. Infect Dis Clin North Am 11: 203–222 Casper C, Wald A (2002) Condome use and the prevention of genital herpes acquisition. Herpes. 9: 10–14 CDC (1993) Centers for Disease Control and Prevention. Genital herpes simplex virus infections. MMWR 42: 22–26 CDC (1994) Centers for Disease Control and Prevention. Guideline for isolation precautions in hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 1: 53–80 CDC (1998) Centers for Disease Control and Prevention. Recommendations for prevention and control of hepatitis C Virus (HCV) infection and HCV-related chronic disease. MMWR. 47(RR-19): 1–39 CDC (2001) National Nosomial Infections Surveillance (NNIS) system report, data summary from January 1992-June 2001, issued August 2001. Am J Infect Control 29: 404–421

CDC (2002a) Centers for Disease Control an Prevention. Prevention of perinatal group B streptococcal disease: revised guidelines from the CDC. MMWR 51-RR1: 1–22 CDC (2002b) Centers for Disease Control and Prevention. Sexually transmitted diseases treatment guidelines 2002. MMWR Recomm Rep. 2002 51(RR-6): 1–78 Chelmow D, Rueehli MS, Huang E (2001) Prophylactic use of antibiotes for nonlaboring patients undergoing cesarean delivery with intact membranes: a meta-analysis. Am J Obst Gyn 184: 656–661 Chen JY (1992) Prophylaxis of ophthalmia neonatorum: comparison of silver nitrate, tetracycline, erythromycin and no prophylaxis. Pediatr Infect Dis J 12: 1026–1030 Colombo C, Pei P, Jost J (2000) Wassergeburten und das Risiko einer Human Immunodeficiency Virus (HIV) Exposition. Pflege 13: 152–159 Croxson M, Couper A, Voss L, Groves D, Gunn T (1997) Vertical transmission of hepatitis C virus in New Zealand. NZ Med J 110: 165–167 Daschner F, Frank U (2004) Antibiotika am Krankenbett. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio Emmons SL et al. (1988) Development of wound infections among women undergoing cesarean section. Obstet Gynecol 72: 559–564 Enders G (1999) Infektionen der Mutter und des Feten. In: Enders G (Hrsg) Infektionen und Impfungen in der Schwangerschaft, 3. Aufl. Urban & Schwarzenberg, München, S 70–88 European Mode of Delivery Collaboration (1999) Elective cesareansection versus vaginal delivery in prevention of vertical HIV-1 transmission: a randomised clinical trial. Lancet 353: 1035–1039 Faro S (1993) Review of vaginitis. Infect Dis Obstet Gynecol 1: 153–161 Forsgren M, Soren L (1985) Subclinical rubella reinfection in vaccinated women with rubella-specific IgM response during pregnancy and transmission of virus to the fetus. Scand J Infect Dis 4: 337–341 Franzin L, Scolfaro C, Cabodi D, Valera M, Tovo PA (2001) Legionella pneumophila pneumonia in a newborn after waterbirth: A new mode of transmission. Clin Infect Dis 33: e103–104 Garland SM, Tabrizi S, Robinson P, Hughes C, Markman L, Devenish W, Kliman L (1998) Hepatitis C – role of perinatal transmission. Aust NZ J Obstet Gynaecol 38: 424–427 Gastmeier P, Brandt C, Sohr D, Babikir R, Mlangeni D, Daschner F, Rüden H (2004) Postoperative Wundinfektionen nach stationären und ambulanten Operationen. Ergebnisse aus dem Krankenhaus-InfektionsSurveillance-System (KISS). Bundesgesundheitsbl 4: 339–344 Geissbühler V, Eberhard J (2000) Waterbirths. A comparative study. A prospective study on more than 2000 waterbirths. Fetal Diagn Ther 15: 291–300 Gerberding J, Bryant-Leblanc C, Nelson K (1987) Risk of transmission of the human immuno deficiency virus, cytomegalovirus and hepatitis B-virus to health care workers exposed to patients with Aids and Aids-related conditions. J Infect Dis 156: 1–8 Gibbs RS et al. (1985) Infection after cesarean section. Clin Obstet Gynecol 28: 697–710 Gilbert RE, Tookey PA (1999) Perinatal mortality and morbidity among babies delivered in water: surveillance study and postal survey. BMJ 319: 483–487 Gordon JE (1962) Chickenpox – an epidemiologal review. Am J Med Sci 244: 362–389 Grankovsky MO, Minkoff HL, Tess BH et al. (1998) Hepatitis C virus infection in the mothers and infants cohort study. Pediatrics 102: 355–359 Gustafson TL, Lavely GB, Brawner ER Jr, Hutcheson RH Jr, Wright PF, Schaffner W (1982) An outbreak of airborne nosocomial varicella. Pediatrics 70: 550–556 Hauer T, Huzly D, Gastmeier P, Schlingmann N, Schumacher M, Rüden H, Daschner F (1996) Krankenhausinfektionen in Gynäkologie und Geburtshilfe. Eine bundesweite Prävalenzstudie (NIDEP). Geburtsh Frauenheilk 10: 546–549 Hauer T, Tabori E et al. (2000) Sinnvolle und nicht sinnvolle Hygienemaßnahmen in der Frauenheilkunde und Geburtshilfe. Geburtsh Frauenheilk 60: 290–296

387 Literatur

Helfgott AW, Taylor-Burton J, Garcini FJ, Eriksen NL, Grimes R (1998) Compliance with universal precautions: knowledge and behavior of residents and students in a department of obstetrics and gynecology. Infect Dis Obstet Gynecol 3: 123–128 Hillemanns P, Langenegger P, Langer BCA, Knitza R, Hasbargen U, Hepp H (1998) Prävalenz und Verlauf der Hepatitis C-Virusinfektion in der Schwangerschaft. Z Geburtsh Neonatol 202: 127–130 Hofmann F, Sydow B (1989) Röteln, Masern, Mumps – Epidemiologie, arbeitsmedizinische Bedeutung, Indikation und Effizienz der Erwachsenenimpfung. Öffentliches Gesundheitswesen 51: 269–273 Hunt CM, Carson KL, Sharara AI (1997) Hepatitis C in pregnancy. Obstet Gynecol 89: 883–890 International Perinatal HIV Group (1999) The mode of delivery and the risk of vertical transmission of human immunodeficiency virus type 1 – a meta-analysis of 15 prospective cohort studies. N Engl J Med 340: 977–987 Isenberg SJ, Apt L, Wood M (1995) A controlled trial of povidone-iodine as prophylaxis against ophthalmia neonatorum (see comments). N Engl J Med 9: 562–566 Jones CL (1996) Herpes simplex virus infection in the neonate: clinical presentation and management. Neonatal Network 15: 11–15 Kramer A, Hoyme UB, Schrader G 2000: Unterwassergeburt. Hyg Med 25: 94–96 Larsson PG et al. (1991) Advantage or disadvantage of episiotomy compared with spontaneous perineal laceration. Gynecol Obstet Invest 31: 213–216 Ledger WJ (1992) Puerperal endometritis. In: Bennett JV, Brachman PS (eds) Hospital infections, 3rd edn. Little Brown, Boston, pp 659– 671 Leinmüller R 1999: Hepatitis C-Infektion: Nur jeder fünfte ist identifiziert. Dtsch Ärztebl 44: 2236–2236 Lin HH, Kao JH, Hsu HY, Ni YH, Chang MH, Huang SC, Hwang LH, Chen PJ, Chen DS (1995) Absence of infection in breast-fed infants born to hepatitis C virus-infected mothers. J Pediatr 126: 589–591 Lorber B (1997) State of the art clinical article: listeriosis. J Infect Dis 24: 1–11 Loudon I (1987) Puerperal fever, the streptococcus, and the sulphonamides, 1911–1945. BMJ 295: 485–490 Millar LK et al. (1997) Urinary tract infections complicating pregnancy. Infect Dis Clin North Am 11: 13–26 Nathwani D et al. 1998: Varicella infections in pregnancy and the newborn. J Infect 36 (Suppl 1): 59–71 Nationales Referenzzentrum (2004) Nationales Referenzzentrum für Surveillance von nosokomialen Infektionen. KISS – KrankenhausInfektions-Surveillance-System Modul OP-KISS, Berlin, http://www. medizin.fu-berlin.de/hygiene Odent M (1983) Birth under water. Lancet 24/31: 1476–1477 Otho H, Terazawa S, Sasaki N et al. (1994) Transmission of hepatitis C virus from mothers to infants. N Engl J Med 330: 744–750 Petersen EE, Doerr HW, Gross G, Petzold D, Weissenbacher ER, Wutzler P 1999: Der Herpes genitalis. Dtsch Ärztebl 38: A-2358–2364 Petersen EE (1997) Infektionen während der Schwangerschaft und der Geburt. In: Petersen EE (Hrsg) Infektionen in Gynäkologie und Geburtshilfe, 3. Aufl. Thieme, Stuttgart, 107–142 Public Health Service Task Force (2004) Recommendations for use of antiretroviral drugs in pregnant hiv-1-infected women for maternal health and interventions to reduce perinatal HIV-1 transmission in the United States. http://aidsinfo.nih.gov Rawal J, Shah A, Stirk F, Mehtar S (1994) Waterbirth and infection in babies. BMJ 309: 511 Riggs JW et al. (1998) Pathophysiology, diagnosis, and management of intraamniotic infection. Semin Perinatol 22: 251–259 RKI (2000) Ratgeber Infektionskrankheiten: Aktualisierte Fassung vom August 2002, Erstveröffentlichung im November 2000. Epidemiologischen Bulletin 46 RKI (2004) Epidemiologischen Bulletin 30/2004

Ross RS, Viazov S, Roggendorf M (1999) Hepatitis C. Personal Communication Sax H, Ruef C, Pittet D (2004) Resultate der Schweizerischen Prävalenzstudie nosokomialer Infektionen (2003) (snip03). Swiss-NOSO 11-1: 1–5 Scott LL (1995) Perinatal herpes: current status and obstetric management strategies. Pediatr Infect Dis J 14: 827–832 Scott LL (1999) Prevention of perinatal herpes: prophylactic antiviral therapy? Clin Obstet Gynecol 1: 134–148 Semmelweis I (Reprint 1981) Childbed fever. Rev Infect Dis 3: 808–811 Shy KK et al. (1979) Fatal perineal cellulitis from an episiotomy site. Obstet Gynecol 54: 292–298 Simmons MD et al. (1986) Neonatal listeriosis due to cross infection in an obstetric theatre. J Infect 13: 235–239 Smaill F, Hofmeyr GJ (2002) Antibiotic prophylaxis for cesarean section. Cochrane Database Syst Rev 3: CD000933 Sood AK, Bahrani-Mostafavi Z, Stoerker J, Stone K 1994: Human papillomavirus DNA in LEEP plume. Infect Dis Obstet Gynecol 2: 167–170 Soper DE et al. (1996) Characterization and control of the intraamniotic infection in an urban teaching hospital. Am J Obstet Gynecol 175: 304–309 Spencer JD, Latt N, Beeby PJ, Collins E, Saunders JB, McCaughan GW, Cossart YE (1997) Transmission of hepatitis C virus to infants of human immunodeficiency virus-negative intravenous drug-using mothers: rate of infection and assessment of risk factors for transmission. J Viral Hepat 4: 395–409 Steele RW, Coleman MA, Fiser M, Bradsher RW (1982) Varicella zoster in hospital personnel: skin test reactivity to monitor susceptibility. Pediatrics 70: 604–608 Tabori E (1995) Röteln und Schwangerschaft: Auswirkungen einer kleinen Rötelnepidemie in Freiburg auf die Schwangerschaft. Med. Diss., Universität Freiburg i. Br. Thöni A, Zech N, Moroder L, Mussner K, Ploner F (2005) Das Infektionsrisiko bei Wassergeburten. gynäkol praxis 29: 233–241 UNICEF (1998) UNICEF-Information zum Thema Müttersterblichkeit Todesursache: Schwangerschaft und Geburt. 4/98, http://www. unicef.de/download/i_0087.pdf Ventolini G, Neiger R et al. (2004) Decreasing infectious morbidity in cesarean delivery by changing the gloves. J Reprod Med 49: 13–16 Weber DJ et al. (1991) Management of the healthcare worker with human immunodeficiency virus: lessons from nosocomial transmission of hepatitis B virus. Infect Control Hosp Emidemiol 12: 625–630 Welsch H (1997a) Müttersterblichkeit während Schwangerschaft und post abortum. Definitionen – Amtliche Landesstatistiken. Gynäkologe 30: 682–693 Welsch H (1997b) Müttersterblichkeit während der Geburt und Wochenbett bei vaginaler Entbindung und Sectio caesarea. Gynäkologe 30: 742–756 Whitley RJ, Kimberlin DW, Roizman B (1998) Herpes simplex viruses. Clin Infect Dis 3: 541–553 Workshop (1994) Infektion in der Schwangerschaft und Herpes neonatorum. Chemotherapie J 3: 154–156 Yokoe DS et al. (2001) Epidemiology of and surveillance for postpartum infections. Emerg Infect Dis 7: 837–841 Zanetti AR, Tanzi E, Newell ML (1999) Mother-to-infant transmission of hepatitis C virus. J Hepatol 31: 96–100 Zanetti AR, Tanzi E, Paccagnini S, Principi N, Pizzocolo G, Caccamo ML, D’Amico E, Cambie G, Vecchi L (1995) Mother-to-infant transmission of hepatitis C virus. Lancet 345: 289–291 Zanetti AR, Tanzi E, Romano L, Zuin G, Minola E, Vecchi L, Principi N (1998) A prospective study on mother-to-infant transmission of hepatitis C virus. Intervirology 41: 208–212 Zinn C, Tabori E (2004) Effiziente und bezahlbare Lösung des MRSAProblems. Klinikarzt 33: 29–32

28

29 Dialyse H. Gartmann, M. Dettenkofer 29.1 Dialyseverfahren und Dialysegeräte – 389

29.3 Hygienemaßnahmen in der Dialyse – 396

29.1.1 Hämodialyse – 389 29.1.2 Peritonealdialyse – 392

29.3.1 Dialysis Unit Precautions – 396 29.3.2 Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Dialyse – 396

29.2 Häufige Infektionen und Infektionsprophylaxe bei Dialysepatienten – 392

Literatur – 398

29.2.1 Infektionen des Zugangsweges (Shunt, Katheter) – 392 29.2.2 Andere bakterielle Infektionen – 393 29.2.3 Hepatitis/HIV – 393 29.2.4 Infektionen bei Peritonealdialyse – 395

Die Dialyse ist ein weit verbreitetes Verfahren zur Behandlung der terminalen Niereninsuffizienz. Die Anzahl der dialysierten Patienten nimmt weltweit seit Jahrzehnten stark zu, da immer mehr Patienten mit chronischen Nierenleiden das Stadium einer terminalen Niereninsuffizienz erreichen. Außerdem wurde das Überleben unter Dialyse deutlich verlängert. Dialyseabteilungen sind sowohl für Patienten als auch für das Personal ein Bereich mit einem hohen Infektionsrisiko. Die Ursachen dafür sind vielfältig, stehen aber hauptsächlich in Zusammenhang mit den Grundkrankheiten und den daraus resultierenden therapeutischen Maßnahmen. Folgende Faktoren sind wichtig: 4 Die Niereninsuffizienz führt zu einer erheblichen Beeinträchtigung des Immunsystems. 4 Bei einem Großteil der Dialysepatienten finden sich zusätzlich komplizierende Faktoren, wie Diabetes mellitus, hohes Alter, Adipositas.

4 Auf engem Raum treffen Patienten in stetigem Wechsel und z. T. mit verschiedenen Infektionskrankheiten zusammen. 4 Die Zugangswege für die Dialyse (Shunt, ggf. zentralvenöser oder Peritonealkatheter) sind potenzielle Eintrittspforten für Infektionserreger. 4 Die Dialysesysteme können primär kontaminiert sein oder sekundär kontaminiert werden. 4 Der intensive Umgang mit Blut und Dialysat beinhaltet für das Personal vielfältige Infektionsmöglichkeiten (besonders Hepatitisinfektionen). Zusätzlich zu den Standardhygienemaßnahmen sind daher zusätzliche Infektionskontrollmaßnahmen notwendig.

389

29.1 · Dialyseverfahren und Dialysegeräte

29.1

Dialyseverfahren und Dialysegeräte

Neben der in Deutschland vorwiegend praktizierten Dialyse durch Hämofiltration hat in den letzten Jahren die Peritonealdialyse u. a. durch die Entwicklung neuer Techniken an Bedeutung gewonnen.

29.1.1

Hämodialyse

Das zentrale Element eines Dialysegerätes ist der Dialysator. In dessen Röhrensystem begegnen sich, lediglich getrennt durch eine sehr dünne, flüssigkeitsdurchlässige Membran, das Blut des Patienten und das Dialysat. Blutzellen, Eiweißkörper, Bakterien, Viren und Pyrogene können die Membran im Normalfall nicht passieren. Da aber minimale Membranläsionen möglich sind, ist nicht auszuschließen, dass es zur Passage von Mikroorganismen und Toxinen in beide Richtungen kommt. Ein »gesunder« Patient kann demnach durch einen kontaminierten Dialysatkreislauf infiziert werden, aber ein infizierter Patient kann auch umgekehrt ein »sauberes« Dialysegerät kontaminieren. Um Herkunft und mögliche Wege von Mikroorganismen zu demonstrieren, ist in . Abb. 29.1 der Aufbau einer Hämodialyseanlage dargestellt.

> Keimzahlen bis 200 KBE/ml im aufbereiteten Wasser können in der Praxis noch toleriert werden; anzustreben sind weniger als 100 KBE/ml (Alter et al. 2004, CDC 2003, PhEur 3) (. Tab. 29.1).

Ohne Aufbereitung ist Trinkwasser nicht für die Dialyse geeignet. Es muss zuvor von Fremdstoffen gereinigt werden, insbesondere von Chlor, organischen Beimengungen, gelösten Salzen und Metallionen. Hierfür stehen als Verfahren Ionentauschung (Wasserenthärtung), Aktivkohlefilterung, Destillation und Umkehrosmose (z. T. auch in Kombination) zur Verfügung. Besonders die erstgenannten Verfahren bieten Wasserkeimen gute Wachstums- und Vermehrungsbedingungen, sodass eine anschließende Ultrafiltration zur Entfernung von Bakterien und Bakterientoxinen unbedingt erforderlich ist (Oie et al. 2003) (. Abb. 29.2). Eine UV-Desinfektion ist in diesem Fall wenig zuverlässig (Alter et al. 2004). Die Destillation ist aus Kosten- und Umweltschutzgründen (Energieverbrauch) nicht geeignet, Wasser für die Hämodialyse in ausreichender Menge bereitzustellen. Derzeit gilt die Umkehrosmose als optimales Aufbereitungsverfahren. Dabei wird durch eine nur für Wassermoleküle passierbare Membran bakteriologisch und chemisch weitgehend reines Wasser gewonnen. Auch durch diese Membran können jedoch durch Mikroläsionen Keime in geringer Zahl passieren.

Wasseraufbereitung Trinkwasser aus der öffentlichen Wasserversorgung enthält auch im Falle einer Chlorierung und anderer antimikrobieller Maßnahmen noch sog. Wasserkeime (gramnegative Bakterien, vorwiegend Pseudomonas spp., Acinetobacter spp., Flavobakterien, Enterobacter spp. und atypische Mykobakterien) (Martin 1993). Nach Rekontamination können auch in destilliertem Wasser Keimzahlen bis 105 KBE/ml erreicht werden. Gleiches gilt für demineralisiertes Wasser, das allerdings meist nicht rekontaminiert, sondern schon bei der Herstellung kontaminiert wird. . Abb. 29.1. Schematische Darstellung einer Hämodialyseanlage

Dialysat Das zur Herstellung des Dialysats erforderliche (Bikarbonat-)Konzentrat bietet durch seinen hohen Salz- und ggf. auch Glukosegehalt Mikroorganismen schlechte Überlebensbedingungen. Allerdings ist in alkalischem Bikarbonat aus zentralen Tankanlagen, das über ein Leitungssystem zu den Dialysegeräten geführt wird, nicht selten eine Kontamination mit gramnegativen Wasserkeimen nachweisbar. Durch die Mischung des Bikarbonatkonzentrates mit dem aufbereiteten Wasser (1:34) entsteht das fertige Dialysat, das dann jedoch aufgrund seiner Zusammensetzung für Was-

29

390

Kapitel 29 · Dialyse

III

. Abb. 29.2. Komponenten einer Aufbereitungsanlage für Dialysewasser

serkeime eine gute »Nährlösung« darstellt (bei Trübung mögliche Keimzahlen bis 109 KBE/ml). > Auch das fertige Dialysat sollte nicht mehr als 200 KBE/ml enthalten (. Tab. 29.1) (Alter et al. 2004).

Die Toleranzgrenze für die Belastung des Dialysewassers und des Dialysats mit Endotoxinen liegt in den USA bei 2 IE/ml (CDC 2003; Alter et al. 2004). In Schweden gilt ein Richtwert von 25 ng/l, der allerdings bei einer Untersuchung in 39 Dialyseeinheiten in 18% der Fälle deutlich überschritten wurde (100 ng/l; Kulander et al. 1993). Eine Wasserbelastung mit Chemikalien, wie z. B. Chlor (Desinfektion), kann bei der Exposition gegenüber den ca. 150 l Wasser pro Behandlung toxikologisch auch schon bei geringen Konzentrationen relevant werden. Insbesondere bei der heute vermehrt duchgeführten »High-flux-Dialyse«, bei der eine hochpermeable Membran mit vergrößerter Oberfläche zum Einsatz kommt und bei der die Dialyse-

. Tab. 29.1. Grenzwerte für Gesamtkeimzahl und Endotoxingehalt in Dialyseflüssigkeiten Dialyseflüssigkeit

Gesamtkeimzahl

Endotoxingehalt

Robert Koch-Institut / PhEur 3 Wasser

<100 KBE/ml

<0,25 IE/ml

Dialysat

<100 KBE/ml

<0,2 IE/ml

Wasser

<200 KBE/ml

<2 IE/ml

Dialysat

<200 KBE/ml

<2 IE/ml

AAMI / CDC

PhEur 3 Europäisches Arzneibuch 3 von 1997; AAMI Association for the Advancement of Medical Instrumentation; CDC Centers for Disease Control and Prevention

dauer auf 2–3 h reduziert werden kann (ca. 30% der Patienten in den USA), ist die genaue Einhaltung der genannten Richtwerte erforderlich. Um eine Kontamination der Hämodialysegeräte und Versorgungseinrichtungen zu verhindern, sind folgende Maßnahmen notwendig: 4 keine offenen Systeme oder Rezirkulationssysteme; 4 keine Tanks im Dialysatbereich, auch im Bereich der Wasseraufbereitung möglichst keine Tankanlagen; 4 keine Toträume oder Flüssigkeitsspiegel im Leitungssystem, auf kleine Leitungsquerschnitte achten (hohe Strömungsgeschwindigkeit); 4 möglichst kleine Wasser- und Dialysatvolumina in den Dialysemonitoren (unter 1,5 l Gesamtvolumen); 4 vollständige Desinfizierbarkeit des Leitungssystems. Dialysegeräte mit Rezirkulationssystem mischen neu hinzukommendes Dialysat mit dem bereits benutzten Dialysat, wodurch wegen der besseren Wachstumsbedingungen für Wasserkeime die Kontaminationsgefahr erhöht ist. Tankanlagen geben durch Stagnation der Flüssigkeit in den Leitungen Mikroorganismen Zeit, sich zu vermehren und sich an die Oberfläche der Leitungen unter Bildung eines kaum zu entfernenden Biofilms anzulagern (Philipps et al. 1994). Gleiches gilt für Toträume. Flüssigkeitsspiegel verhindern eine wirksame Desinfektion, da Desinfektionsmittel den Raum über dem Spiegel nicht erreichen können. Eine »Desinfektion« der alkalischen Bikarbonatleitungen durch Auffüllen mit saurem Bikarbonat bei einer Einwirkungszeit von z. B. 12 h kann die Keimzahl deutlich reduzieren. Erfahrungsgemäß aber findet sich 4–5 Wochen später wieder die gleiche Kontamination der Leitungen wie vor der desinfizierenden Maßnahme. Aus diesem Grund sollte alkalisches Bikarbonat nicht aus großen Tanks eingesetzt werden, son-

391

29.1 · Dialyseverfahren und Dialysegerä

dern aus Kanistern oder als Trockensubstanz. Je kurzfristiger vor dem Gebrauch die Aufheizung des Dialysats auf Körpertemperatur erfolgt, desto geringer ist das Keimwachstum.

Aufbereitung von Dialysegeräten > Hämodialysegeräte müssen nach jedem Patienten chemothermisch oder vorzugsweise thermisch desinfiziert werden.

Seit einigen Jahren gibt es auch autoklavierbare Geräte. Eine Kontamination im Inneren von Dialysegeräten kann durch Wasserkeime im Dialysat entstehen, ist aber auch durch Erreger aus dem Patientenblut denkbar. Dialysatorenmembranen können Mikroläsionen aufweisen, durch die (theoretisch) Mikroorganismen auf die Dialysatseite und somit in das Innere des Dialysegeräts gelangen können. Deshalb müssen alle Teile, die mit dem gebrauchten Dialysat in Berührung kommen, als potenziell kontaminiert angesehen werden, und somit muss die Aufbereitung des Dialysegerätes nach jeder Dialyse erfolgen. Außerdem sollte auch nach längeren Standzeiten (z. B. über das Wochenende) eine Desinfektion des Gerätes vorgenommen werden, weil sich in dem Restwasser, das in einigen Maschinen zurückbleibt, Wasserkeime vermehren und so bereits zu Beginn der Dialyse erhöhte Keimzahlen gefunden werden können. Die Aufbereitung der Geräte kann folgendermaßen erfolgen: 4 Sterilisation mit Dampf von 121°C, soweit materialtechnisch möglich (Geräte mit Edelstahlwannen); 4 Desinfektion mit Heißwasser (90–95°C über 20 min), dabei wird automatisch Zitronensäure zugegeben, um Ablagerungen im Gerät zu verhindern; 4 chemothermische Desinfektion (aus ökologischen Gründen vorzugsweise mit Peressigsäure, möglich aber auch mit Formaldehyd bzw. Glutaraldehyd oder Natriumhypochlorit).

Wiederaufbereitung von Dialysatoren Eine Wiederaufbereitung von Dialysatoren, die von der Industrie nur zur einmaligen Verwendung angeboten werden, ist möglich, soll aber aus Sicherheitsgründen nur für den Einsatz am gleichen Patienten erfolgen. Sie unterliegt allen organisatorischen und technischen Vorbedingungen und Vorsichtsmaßnahmen, die bei der Wiederaufbereitung von Medizinprodukten zur Einmalverwendung zu berücksichtigen sind (7 Kap. 12). In den USA wurden 1991 – nicht zuletzt aus Kostengründen – bei ca. 77% aller Hämodialysepatienten Dialysatoren im Durchschnitt 14-mal wiederaufbereitet (Alter et al. 2004). Einer wirksamen chemothermischen Desinfektion (vorzugsweise mit Peressigsäure) muss eine ausreichend lange Spülphase mit Wasser folgen, das weniger als 200 KBE/ ml Keime und weniger als 2 IE/ml Endotoxine enthält.

Um infektiologische und toxikologische Risiken für die Patienten weitgehend auszuschließen, ist eine maschinelle Wiederaufbereitung nach einem validierten Verfahren mit Dichtigkeitsprüfung (Druck) einer manuellen Wiederaufbereitung vorzuziehen. In den USA sind eine Reihe von Infektionsfällen durch fehlerhaft wiederaufbereitete Dialysatoren publiziert worden (Alter et al. 2004). Die Wiederaufbereitung kann allerdings neben den ökologischen Vorteilen auch zu einer Verbesserung der Produkteigenschaften beitragen, vor allem indem produktionsbedingte Rückstände auf der Membran abgespült und damit toxisch bedingte Nebenwirkungen vermindert werden (Martin 1993). Die Erfahrungen mit High-flux-Dialysatoren sind allerdings noch begrenzt.

Mikrobiologische Untersuchungen Um Kontaminationen rechtzeitig zu erkennen, sind regelmäßige mikrobiologische Untersuchungen von Dialysewasser und Dialysat notwendig (in Tabelle 29.1 sind die entsprechenden Richtwerte für Gesamtkeimzahl und Endotoxingehalt aufgeführt). Dabei ist zu berücksichtigen, dass die angegebenen Werte nur als grober Anhalt angesehen werden können, nicht aber als Absolutwerte, die unter keinen Umständen überschritten werden dürfen. Pyrogene Reaktionen oder sogar Bakteriämien beim Patienten sind bei Einhaltung dieser Richtwerte aufgrund von mikrobiologischen Ergebnissen aus epidemiologischen Untersuchungen unwahrscheinlich. Das aufbereitete Wasser für die Herstellung des Dialysats sollte direkt aus der Ringleitung am Bettplatz entnommen werden. Das fertige Dialysat wird vorzugsweise vor Beginn der Dialyse untersucht, da der Patient mit dieser Flüssigkeit unmittelbar in Kontakt kommt. Die Abnahme sollte aus dem Dialysator erfolgen. Falls basisches Bikarbonat aus einer Ringleitung verwendet wird, so sollte dieses ebenfalls direkt am Dialyseplatz aus der Leitung entnommen werden. Die Untersuchungen sollten monatlich (CDC 2003) durchgeführt werden, wobei bei regelmäßig unauffälligen Ergebnissen auch Intervalle von bis zu 6 Monaten vertretbar sind. Bei Auftreten von Fieber beim Patienten bzw. bei Ausbrüchen muss das Dialysat sofort untersucht werden.

Mikrobiologische Untersuchungen in der Dialyse Allgemeines 4 vor jeder Abnahme Händedesinfektion, 4 sterile Gefäße zum Auffangen verwenden, 4 jeweils ca. 100 ml abnehmen, 4 Häufigkeit: monatlich, bei regelmäßig unauffälligen Ergebnissen bis zu halbjährlich. 6

29

392

Kapitel 29 · Dialyse

Häufige Infektionen und Infektionsprophylaxe bei Dialysepatienten

29.2 Entmineralisiertes Wasser 4 aus der Ringleitung am Bettplatz, 4 Abnahme mit desinfiziertem Adapter (Dampfdesinfektion). Basisches Bikarbonat 4 nur aus Ringleitungen (nicht aus Kanistern oder Kartuschen) am Bettplatz, 4 Abnahme mit desinfiziertem Adapter (70%iger Alkohol).

III

Dialysierflüssigkeit 4 Abnahme aus dem Dialysator, 4 vor Beginn der Dialyse.

29.1.2

Peritonealdialyse

Diese Dialysemethode nutzt die Membranfunktion des Peritoneums, um die Stoffwechselprodukte aus dem Blutkreislauf zu entfernen. Neben dem begrenzten Einsatz bei akutem Nierenversagen in der Klinik nutzt eine wachsende Zahl von ambulanten Dialysepatienten (ca. 12% in Deutschland und 20% in den USA) die Vorteile einer hohen Selbstständigkeit und Flexibilität bei kontinuierlicher oder intermittierender chronischer Peritonealdialyse. Die sterile Dialyseflüssigkeit muss über einen Katheter in die Bauchhöhle eingebracht und wieder entfernt werden. Das wesentliche Risiko ist dabei die Entwicklung einer Peritonitis (7 29.2.4).

Die häufigsten Infektionen bei Dialysepatienten sind in . Tab. 29.2 zusammengefasst. Etwa 15–20% aller Dialysepatienten sterben an den Folgen einer Infektion.

29.2.1

Infektionen des Zugangsweges (Shunt, Katheter)

Infektionen des für die Dialyse notwendigen Zugangs zum Gefäßsystem können zu Sepsis, septisch bedingter Lungenembolie, Endokarditis und Meningitis führen. Die (temporäre) Anlage eines externen arteriovenösen Shunts ist mit der Situation bei zentralvenösen Kathetern vergleichbar. Von besonderer Bedeutung ist der interne Shunt bei chronisch hämodialysierten Patienten. Er ist zwar durch die natürliche Barriere der Haut geschützt, so dass bei reizlosen Verhältnissen z. B. ohne Bedenken geschwommen werden kann. Bei jeder Punktion wird diese Barriere jedoch durchbrochen. Als häufigster Erreger ist vor allem Staphylococcus aureus zu nennen; aber auch koagulasenegative Staphylokokken sind nicht selten Ursache von Infektionen. Dialysepatienten gehören zu den Patientengruppen, die zu einem hohen Prozentsatz mit S. aureus besiedelt sind, in manchen Untersuchungen bis zu 60%. Als Erregerreservoir dient hauptsächlich die Nasenhöhle der Patienten. So wurde die nasale Besiedelung mit S. aureus als einer der Hauptrisikofaktoren für die Entwicklung einer Shuntinfektion ausgemacht.

. Tab. 29.2. Die häufigsten Infektionen bei Dialysepatienten Erreger

Vorkommen

Bakterielle Allgemeininfektionen

Vorwiegend Wasserkeime Pseudomonaden Flavobakterien Acinetobacter Atypische Mykobakterien

Wasseraufbereitungsanlagen Dialysesysteme

Shuntinfektionen

S. aureus S. epidermidis

Hände des Personals Haut des Patienten

Peritonitis

S. epidermidis S. aureus Andere grampositive Keime Gramnegative Keimea Pilze und atypische Mykobakterien, Corynebakterien, Kingella

Haut und Hände des Patienten, z. T. sekundär aus dem Badewasser

Hepatitis

Hepatitis-B-Viren Hepatitic-C-Viren Hepatitis-D-Viren

Blut und Blutprodukte Umgebungskontamination Kontaminierte Dialysegeräte

Tuberkulose

4 Mycobacterium tuberculosis

Bei Hämodialysepatienten etwa 10-mal häufiger als atypische Mykobakterien bei der Normbalbevölkerung, davon ca. 50% extrapulmonale Manifestation

a

z. B. typische Wasserkeime wie Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter etc.

393

29.2 · Häufige Infektionen und Infektionsprophylaxe bei Dialysepatienten

Als weiterer Risikofaktor wurde die Art des Gefäßzugangs identifiziert. Das höchste Infektionsrisiko besteht verständlicherweise bei der Dialyse über zentrale Katheter, wie sie meist in Akutsituationen verwendet werden. Bei voraussichtlich längerer Liegedauer sollten getunnelte Katheter aus Silikon verwendet werden, die mit geringeren Infektionsraten an der Eintrittsstelle einhergehen (RKI 2002). Während bei silberbeschichteten Dialysekathetern kein Effekt auf die Infektionsraten nachgewiesen werden konnte (RKI 2002; Trerotola et al. 1998), scheinen antibiotikabeschichtete Katheter (Minocyclin-Rifampicin) das Risiko katheterassoziierter Infektionen zu senken (Chatzinikolaou et al. 2003). Aufgrund der heutigen Datenlage kann der generelle Einsatz solcher Katheter jedoch nicht empfohlen werden (Cave: Resistenzentwicklung). Für die chronische Hämodialyse wird in der Regel eine arteriovenöse Fistel am Vorderarm operativ angebracht. Häufig sind diese Shunts nur mittels Kunststoffgefäßprothesen möglich, die ein deutlich erhöhtes Infektionsrisiko im Vergleich zu nativen AV-Fisteln aufweisen. Schließlich ist auch die Lokalisation des Gefäßzugangs an der unteren Extremität mit einem erhöhten Infektionsrisiko verbunden (Nassar et al. 2001). Zur Infektionsprophylaxe bei Shuntpunktionen müssen deshalb die folgenden Maßnahmen strikt eingehalten werden: 4 Kontrolle des Shunts, 4 gründliches Waschen der betroffenen Extremität mit Flüssigseife, mit Einmalhandtuch abtrocknen, 4 großflächige Desinfektion der Punktionsstelle mit einem geeigneten Hautdesinfektionsmittel (z. B. alkoholisches Präparat), zwischendurch mit Tupfer abwischen, Einwirkzeit beachten (mindestens 1 min), 4 Punktion mit frischen Einmalhandschuhen, 4 sichere Fixation und sterile Abdeckung der Punktionsstelle, z. B. mit sterilem Pflaster. Wie bereits erwähnt, sind Patienten in Langzeitdialyseprogrammen häufiger S.-aureus-Träger als die Durchschnittsbevölkerung. In mehreren Studien konnte gezeigt werden, dass solche Patienten häufiger Infektionen des vaskulären Zugangs aufweisen. Durch eine Eradikationsbehandlung mit Mupirocinnasensalbe konnte die Häufigkeit des Auftretens von S.-aureus-Infekten deutlich gesenkt werden (Piraino 2000b;Tacconelli et al. 2004). Gegen die breite Anwendung von Mupirocinnasensalbe spricht eine mögliche Resistenzentwicklung. Allerdings scheint diese durch den Verzicht auf eine Dauerbehandlung weitgehend vermeidbar zu sein (Boelaert et al. 1993). Zu diesem Zweck wurden verschiedene Behandlungsregime vorgeschlagen, beispielsweise eine zweimal tägliche Anwendung für 5 Tage zur initialen Eradikation, gefolgt von einer wöchentlichen oder monatlichen Prophylaxe. Bezüglich eines optimalen Behandlungsschemas können bisher jedoch noch keine abschließenden Aussagen gemacht werden.

Um die Anwendung möglichst selektiv zu gestalten, sollten alle Patienten mit einer chronischen Dialysetherapie regelmäßig, z. B. halbjährlich, mit Nasenabstrichen auf S. aureus (und MRSA) gescreent werden. Ist das Ergebnis positiv, sollte anschließend eine Eradikationstherapie durchgeführt werden (Furrer et al. 1996). Das Tragen von Maske und Haarschutz, wie früher vom RKI gefordert, ist zum Schutz des Patienten vor einer Shuntinfektion nicht von Bedeutung und wird auch in den meisten Dialyseabteilungen nicht praktiziert. Beim Entfernen der Kanülen müssen die Punktionsstellen mit einem Tupfer vorsichtig, aber ausreichend lange komprimiert werden, da Blut im Stichkanal und Hämatome eine leichte Eintrittspforte und einen guten Nährboden für Infektionserreger darstellen. Ein zu starker Druck kann zur Blutstase und Thrombenbildung im Shuntbereich mit entsprechenden Komplikationen führen. Die Frage, ob zwischen den einzelnen Dialysen die Punktionsstelle offen gelassen oder verbunden werden muss, ist bislang nicht eindeutig geklärt. In jedem Fall ist aber eine Verschmutzung zu vermeiden und bei den geringsten Infektionszeichen (Rötung, Schwellung, Schmerz) eine umgehende Behandlung einzuleiten. Bei Sekretion aus der Punktionsstelle soll ein Hautabstrich durchgeführt und das Sekret mikrobiologisch untersucht werden. Bei jedem unklaren Fieber muss auch an eine Shuntinfektion gedacht werden, wobei die zügige Entnahme von Blutkulturen unbedingt erforderlich ist.

29.2.2

Andere bakterielle Infektionen

Vor allem durch inkorrekt installierte und betriebene Wasseraufbereitungssysteme können (neben toxikologischen Risiken) Wasserkeime im Dialysat in so hoher Zahl vorliegen, dass es bei Mikroläsionen zu pyrogenen Reaktionen oder zu Bakteriämien kommt (Alter et al. 2004), weshalb die Richtwerte für die Wasser- und Dialysatbelastung mit Bakterien und Endotoxinen eingehalten werden sollen (7 29.1.1).

29.2.3

Hepatitis/Aids

Zur Zeit werden die fäkal-oral übertragenen Hepatitisformen A und E, die wenig zur Chronifizierung neigen, und die im wesentlichen parenteral übertragenen Hepatitiden B, C, D, F und G unterschieden. Die Hepatitis B führt in ca. 5%, die Hepatitis C sogar in 33–67% der Fälle zu einer Chronifizierung (Maier 1995). Die Hepatitis D ist mit einer Hepatitis-B-Virusinfektion mit meist rasch progredientem, chronisch-aktivem Krankheitsverlauf assoziiert. Spezifische Therapiemöglichkeiten bei Hepatitis bestehen nicht (Impfungen 7 unten). Entscheidend ist die konsequente Verhinderung einer Erregerübertragung, was in gleicher Weise

29

394

III

Kapitel 29 · Dialyse

auch für die Infektion mit HIV gilt. Die konsequente Beachtung der am Beispiel von Hepatitis-B-Virus (HBV) entwickelten Vorsichtsmaßnahmen schützt auch wirksam vor dem Risiko einer Infektion mit anderen Hepatitisviren und mit HIV (Maier 1995). Das Übertragungsrisiko für Hepatitis B und C sowie für HIV durch Blut und Sekrete ist, abhängig von der Viruskonzentration bei der Inokulation, u. U. hoch und betrifft sowohl Personal als auch Patienten. Da aber bei Hepatitis B, insbesondere bei HBeAg-positiven Patienten, die Viruskonzentration im Blut der Patienten sehr hoch ist, ist das HBV-Infektionsrisiko im Vergleich zu HCV oder HIV besonders groß. Vom RKI wurde 1996 die Forderung nach einer strikten räumlichen, apparativen und – falls möglich – personellen Trennung von z. B. HBV-, HCV- und HIVinfizierten einerseits und nichtinfizierten Hämodialysepatienten andererseits erhoben (frühere sog. »gelbe« und »weiße« Dialyse). Wissenschaftliche Belege für diese weitgehende Forderung gibt es allerdings nicht, und da eine »diagnostische Lücke« zwischen Virusträgerschaft und Nachweismöglichkeit besteht, sind auch Patienten der »weißen« Dialyse als potenziell infektiös einzustufen. Auch unter weitgehend optimalen räumlichen und apparativen Bedingungen sind im Übrigen Ausbrüche von HBV-Infektionen als wahrscheinliche Folge einer Kreuzkontamination durch das Personal beschrieben worden (Roll et al. 1995). Außerdem muss berücksichtigt werden, dass ein Patient mit einer Hepatitis B beispielsweise zusätzlich mit HCV oder HIV infiziert werden kann. Wenn man das Prinzip der Trennung infizierter und nicht infizierter Patienten tatsächlich konsequent verfolgen wollte, müssten für jede Form der Virusinfektion gesonderte Dialysegeräte, Räume und Personal bereitgehalten werden – was nicht realisierbar ist und auch nach heutigem Kenntnisstand ggf. nicht mehr ausreichend wäre, da man inzwischen mit molekularbiologischen Methoden auch verschiedene Subtypen der einzelnen viralen Erreger unterscheiden kann (Maier 1995). Schließlich würde dieses Sicherheitssystem auch dann nicht mehr greifen, wenn man einen Patienten dialysieren muss, der z. B. mit HBV und HIV infiziert ist. Aus diesem Grunde muss auf sorgfältige Händehygiene inkl. häufigen Handschuhwechsels sowie auf die Desinfektion potenziell kontaminierter Oberflächen, insbesondere der Oberfläche des Dialysegeräts, geachtet werden. Außerdem muss auf jeden Fall eine effektive Desinfektion der Dialysegeräte nach jeder Dialyse erreicht werden. Weiterhin sollte darauf geachtet werden, dass Personal nicht gleichzeitig infizierte und empfängliche Patienten versorgt, da die Hände des Personals nach wie vor den wichtigsten Übertragungsmechanismus darstellen. Immune Patienten können jedoch gleichzeitig versorgt werden. In den USA wird eine getrennte Versorgung nur für Patienten mit HBV-Infektion empfohlen, weil bei diesen Patienten aufgrund der hohen Virustiter im Blut das Risiko der Umgebungskontamination durch die Hände des Perso-

nals wesentlich höher einzuschätzen ist als bei HCV oder HIV (zusätzlich aber sollen Patienten mit einer HDV-Infektion auch von HBV-infizierten Patienten vollständig isoliert werden) (Alter et al. 2004). In den letzten Jahren hat die HCV-Infektion bei Dialysepatienten die Infektion mit HBV an Bedeutung abgelöst. Daher ist eine rechtzeitige Erkennung von HCV-infizierten Patienten (HCV-RNA-Bestimmung mit PCR, Transaminasen wegen Immunsuppression nur in ca. 15% der Fälle erhöht) ganz besonders wichtig (Maier 1995). Die z. T. hohe Zahl von 27% HCV-infizierten Hämodialysepatienten bei Zentrumsdialyse (10% bei Heim-, 5% bei Peritonealdialysepatienten) ist vor allem Folge früherer Bluttransfusionen (Maier 1995).

Die wichtigsten Übertragungswege viraler Infektionen in der Dialyse 4 Transfusion von Blut und Blutprodukten: HBV, HCV, HIV (heute durch Screening weitgehend ausgeschlossen) 4 Vom Patienten indirekt auf weitere Patienten oder auf das Personal – kontaminierte Hände des Personals und kontaminierte Oberflächen – kontaminierte Dialysegeräte oder sonstige Geräte und Instrumente 4 Vom Patienten auf Personal – Kontakt von kontaminiertem Material mit Haut- oder Schleimhautläsionen – Nadelstichverletzungen, Verletzung an scharfen oder spitzen Instrumenten 4 Vom Personal auf den Patienten

Prophylaxe Hepatitis-B-Viren können abhängig von der Konzentration z. B. in (auch mikroskopischen) Blutresten auf Oberflächen (z. B. Arbeitsflächen, Bedienungsknöpfen, Filzschreibern) mehrere Tage infektiös bleiben. Bei HCV und HIV sind die Überlebenszeiten kürzer. Um eine Übertragung zu verhindern, ist die konsequente Einhaltung der Standardhygienemaßnahmen unerlässlich. Darüber hinaus sind jedoch zusätzliche Maßnahmen erforderlich, die insbesondere einer Übertragung über kontaminierte Gegenstände und Flächen vorbeugen. Sie sind unter der englischen Bezeichnung Dialysis Unit Precautions zusammengefasst. ! Cave Eine Gefahr stellen vor allem die Hände (auch die Handschuhe) des Personals dar, wenn durch Unachtsamkeit (keine Händedesinfektion nach Patientenkontakt und nach Ablegen der Einmalhandschuhe, Berührung von Monitortasten etc. mit kontaminierten Handschuhen) Flächen und Gegenstände kontaminiert werden.

395

29.2 · Häufige Infektionen und Infektionsprophylaxe bei Dialysepatienten

Die wichtigsten Hygienemaßnahmen in der Dialyse sowie der der Reinigungs- und Desinfektionsplan für Dialyseabteilungen werden am Ende des Kapitels aufgeführt (7 29.3).

Immunisierung und Personalschutz Eine aktive Schutzimpfung ist bislang nur gegen Hepatitis B (bei Dialysepatienten rechtzeitige Durchführung und ausreichende Dosierung: 3- bis 4-mal 40 µg) und Hepatitis A möglich. Zwar hat die Hepatitis B dadurch erheblich von ihrem Gefährdungspotenzial eingebüßt, es sind aber immer noch Dialysepatienten und in nicht wenigen Fällen auch im Gesundheitsdienst Tätige nicht geimpft. Aufgrund der gestörten Immunantwort bei chronischer Niereninsuffizienz kommt es nicht selten vor, dass Dialysepatienten nicht ausreichend auf die Impfungen ansprechen. Der Glaube, dass HBV-Impfungen bei Dialysepatienten nicht effizient seien, mag einer der Gründe sein, dass trotz einheitlicher Empfehlungen in den USA beispielsweise nur 36% der Dialysepatienten jemals gegen Hepatitis B geimpft wurden. Neuere Studien zeigen jedoch, dass die HBV-Impfung bei Dialysepatienten in etwa 70% der Fälle eine Infektion zuverlässig verhindert, was den Sinn der Impfempfehlungen unterstreicht (Miller 1999). Auf jeden Fall muss daher ein möglichst durchgängiger Impfschutz sowohl für das Personal als auch für Dialysepatienten angestrebt werden (Roll et al. 1995).

HBV-Screening Um über Änderungen des serologischen Status von Patienten und Mitarbeitern informiert zu sein und Übertragungen frühzeitig zu erkennen, sollten regelmäßige Screeninguntersuchungen durchgeführt werden. Eine Basisuntersuchung sollte bei Neuaufnahme bzw. Einstellung stattfinden, das weitere Vorgehen richtet sich nach dem hierbei erhobenen Status (Alter et al. 2004): Für eine HBV-Infektion empfängliche Patienten, zu denen auch die sog. Nonresponder zählen (also solche, die weder HBsAG- noch Anti-HBs-positiv sind), sollten monatlich auf HBsAG getestet werden, um eine Neuinfektion frühzeitig zu erkennen. Beim Personal ist eine halbjährliche Testung ausreichend. Bei erfolgreich geimpften Patienten und solchen mit einer natürlichen Immunität, die also Anti-HBs-positiv sind, sollte der immunologische Status jährlich bestätigt werden, um rechtzeitig eine Boosterimpfung veranlassen zu können. Patienten und Personal mit einer chronischen Hepatitis-B-Infektion, die länger als 6 Monate HBsAg-positiv bleiben, sollten jährlich überprüft werden, da ein geringer Prozentsatz wieder negativ werden kann. In diesem Fall sollte auch Anti-HBs bestimmt werden, um die Immunität zu bestätigen.

29.2.4

Infektionen bei Peritonealdialyse

Bei der Peritonealdialyse wird das Blut durch Einbringen von Dialysat in den Peritonealraum von harnpflichtigen Substanzen befreit. Für die heute häufig angewandte kontinuierliche ambulante Peritonealdialyse (CAPD) wird durch die Bauchwand ein Silikonkatheter fix in den Peritonealraum eingelegt, über den mehrmals täglich neue Dialysatflüssigkeit eingebracht wird. > Die Verbindung des Peritonealraums nach außen, der Katheter als Fremdkörper und die täglichen Manipulationen an diesem Katheter prädestinieren zu Infektionen. Zudem stellt die Dialyseflüssigkeit wegen ihres hohen Glukosegehalts ein gutes Wachstumsmedium für Bakterien dar.

Die lokalen Infektionen werden in Exit-site-Infekte, Tunnelinfekte und Peritonitis eingeteilt. Bei der CAPD treten etwa 0,7–1,4 Peritonitisepisoden pro Patientenjahr auf. Die Infektion kann intraluminal, periluminal, hämatogen oder transmural erfolgen. Meist handelt es sich um den intraluminalen Infektionsweg, dabei aber weniger um kontaminiertes Dialysat als vielmehr um Hygienefehler beim Konnektieren des Dialysebeutels mit dem Peritonealkatheter. Die häufigsten Erreger sind koagulasenegative Staphylokokken, S. aureus, Streptokokken, E. coli und Enterokokken. Diese Erreger entstammen meist der Hautflora des Patienten und weisen auf die Verletzung der Asepsis hin. Als Hauptrisikofaktoren wurden neben der mangelnden Asepsis beim Anschluss des Spülsystems eine häufig vorhandene Komorbidität sowie wiederum die nasale Besiedelung mit S. aureus ermittelt (Band 2004). Auch bei der CAPD konnte gezeigt werden, dass durch eine Eradikationsbehandlung bei nasaler Besiedelung mit S. aureus eine Senkung der Infektionsraten erreicht wird (Piraino 2000b). Daher sollte auch hier ein regelmäßiges Screening durchgeführt werden. Die Anwendung einer routinemäßigen Antibiotikaprophylaxe führt hingegen nicht zu einer Senkung der Infektionsraten und leistet außerdem der Resistenzentwicklung Vorschub (Gokal 2000). > Bauchschmerzen und eine Trübung des ablaufenden Dialysats (mehr als 100 Neutrophile/ml in der Peritonealflüssigkeit) sind immer Hinweise auf eine beginnende Peritonitis und erfordern eine sofortige Abklärung.

Prophylaxe Bei der Anlage eines Peritonealkatheters kann man wie beim Legen eines zentralen Venenkatheters vorgehen, d. h. 4 Händedesinfektion, 4 steriler Kittel, 4 sterile Handschuhe, 4 Mundschutz 4 Haube 4 großes steriles Abdecktuch und 4 mindestens 1 min Hautdesinfektion.

29

396

III

Kapitel 29 · Dialyse

Meist erfolgt die Anlage eines Peritonealkatheters aber im OP unter den dort üblichen Bedingungen. Katheter mit einem Doppelcuff sind vorzuziehen, und wichtig ist in jedem Fall eine sichere Fixation. Zur Infektionsprophylaxe beim Wechsel des Anschlusssystems sind folgende Maßnahmen zu beachten: 4 Hände- und Hautdesinfektion (mindestens 30 s), 4 Einmalhandschuhe, 4 Desinfektion des Anschlussstücks, 4 Einpacken des Peritonealkatheters und des unteren Anschlussschlauches in sterile Einmalkompressen, Fixierung mit Pflaster und Notieren des Datums. Die Hauptgefahr ist die Inokulation von Erregern in die Bauchhöhle. Die steril verbundene Kathetereintrittsstelle muss deshalb sorgfältig überwacht werden. Ein Verbandswechsel mit Desinfektion des sog. Exit Point wird in der Regel alle 2 Tage vorgenommen. Tägliche Verbandswechsel sind dagegen nur bei Exit-Point-Infektionen zur engmaschigen Beobachtung des Verlaufs notwendig. Zu häufige Verbandswechsel, d. h. routinemäßige tägliche Wechsel, erhöhen durch die vermehrten Kontaminationsmöglichkeiten bei den Manipulationen lediglich das Infektionsrisiko. Beim Duschen ist eine wasserdichte Folie notwendig. > Wenn die Patienten bei der CAPD den Beutel selbst wechseln, muss größter Wert auf ein sorgfältiges Training gelegt werden: 4 Desinfektion der Arbeitsfläche mit 70%igem Alkohol, 4 gründliche Händedesinfektion (keine Ringe oder Armbänder, kein Nagellack), 4 Einmalhandschuhe, 4 sorgfältige Desinfektion des Anschlussstückes.

Das Tragen von Maske und Kopfschutz ist nicht erforderlich. Speziell für CAPD-Patienten wurden Geräte entwickelt, mit denen beim Beutelwechsel eine UV-Desinfektion des Anschlussstücks vorgenommen wird. Die desinfizierende Wirkung dieser Geräte kann zwar in Zweifel gezogen werden. Aber dadurch, dass Diskonnektion des alten und Rekonnektion des neuen Anschlusses in der geschlossenen Kammer erfolgen, entfällt die Kontaminationsmöglichkeit durch die Hände des Patienten – und darin ist höchstwahrscheinlich der infektionsprophylaktische Nutzen dieser Geräte zu sehen.

29.3

Hygienemaßnahmen in der Dialyse

29.3.1

Dialysis Unit Precautions

4 Händedesinfektion. 4 Verwendung von Einmalhandschuhen bei jedem Kontakt mit Patienten oder Geräten (Händedesinfektion nach Ausziehen der Handschuhe).

4 Vor Shuntpunktion nach dem Anziehen der Handschuhe jede Berührung von Flächen vermeiden (HBVKontamination auch über optisch saubere Flächen möglich). 4 Schutzkittel, wenn mit Verspritzen von Blut/Sekret gerechnet wird (bei Kontamination wechseln), ggf. auch Mundschutz und Schutzbrille. 4 Gebrauchte Kanülen sofort in durchstichsichere Abwurfbehälter, kein Recapping. 4 Sichtbar kontaminierte Gegenstände und Flächen sofort desinfizieren, nach Abschluß der Dialyse die patientennahen Flächen einschließlich Monitor wischdesinfizieren. 4 Medikamente sollten grundsätzlich zentral und abseits der Dialyseplätze vorbereitet werden und nicht mit Tabletts oder Wagen von Patient zu Patient gebracht werden. 4 Sogenannte reine und unreine Bereiche für die Handhabung von Gegenständen der Patientenversorgung sollten räumlich eindeutig voneinander getrennt sein. 4 Blutdruckmanschetten, Stethoskope und Fieberthermometer nur patientenbezogen verwenden, nach Behandlung desinfizieren. 4 Kinderspielzeug thermisch desinfizieren (z. B. Geschirrspülmaschine) oder, wenn wie bei Holzspielzeug nicht möglich, mit 70%igem Alkohol abwischen. 4 Abfälle als Hausmüll entsorgen. Lediglich massiv blutgetränkter Abfall und Dialysesysteme aus der Behandlung bekannter Virusträger sollten als infektiöser Müll (AS 180103) entsorgt werden. 4 Mit Blut kontaminierte Wäsche von Hepatitispatienten muss als infektiöse Wäsche entsorgt werden (Forderung der UVV »Wäscherei«). 4 Geschirr etc. auch von Hepatitispatienten wie üblich behandeln (getrennter Transport in die Küche oder Verwendung von Einweggeschirr nicht gerechtfertigt).

397

29.3 · Hygienemaßnahmen in der Dialyse

29.3.2

Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Dialyse

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, bei sichtbarer Verschmutzung der Hände

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor und nach jedem Patientenkontakt, z. B. vor jeder Shuntpunktion, Injektionen, Blutabnahmen, Blasen-Venen-Katheterlegen , nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen), nach Ausziehen der Handschuhe

Alkoholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (mind. 30 s). Kein Wasser zugeben

Chirurgische Händedesinfektion

Vor operativen Eingriffen, z. B. vor Shuntanlage, vor Anlage eines Peritonealkatheters

Alkoholisches Händedesinfektionsmittel

Hände und Unterarme 1 min waschen und dabei Nägel und Nagelfalze bei Bedarf bürsten, anschl. Händedesinfektionsmittel während 3 min portionsweise auf Händen u. Unterarmen verreiben

Hautdesinfektion

Vor Punktionen, bei Verbandswechsel usw

Alkoholisches Hautdesinfektionsmittel oder PVP-Iod-AlkoholLösung

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (Dauer: 1 min)

Vor Shuntpunktion, vor Anlage von intravasalen Kathetern

Alkoholisches Hautdesinfektionsmittel oder PVP-Iod-AlkoholLösung

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (Dauer: 1 min)

Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektionsgefährdung (z. B. Gelenkpunktionen), vor operativen Eingriffen (z. B. Shuntanlage)

Alkoholisches Hautdesinfektionsmittel oder PVP-Iod-AlkoholLösung

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (Dauer: 3 min)

Schleimhautdesinfektion

z. B. vor Anlage von Blasenkathetern

Octenidinhaltiges Schleimhautdesinfektionsmittel oder PVPIodlösung ohne Alkohol

Unverdünnt auftragen, Dauer: 30 s

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat: oder Instrumentenreiniger Bei Verletzungsgefahr: Zusatz von (aldehydischen) Instrumentendesinfektionsmittel. Komplette Aufbereitung in der ZSVA

Danach verpacken, autoklavieren Einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, autoklavieren

Thermometer

Nach Gebrauch

Alkohol (60–70%)

Abwischen, Schutzhülle verwenden

Blutdruckmanschette (Kunststoff, Stoff )

Nach Kontamination

Alkohol (70)% oder Flächendesinfektionsmittel Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Abwischen, trocknen

Stethoskop

Bei Bedarf und nach Kontamination

Alkohol (60–70%)

Abwischen

Sauerstoffanfeuchter (Gasverteiler, Wasserbehälter) Einmalsysteme (nach Herstellerangaben)

Alle 48 h bzw. ohne Aqua dest. alle 7 Tage (Mehrwegsysteme)

Reinigungs- und Desinfektionsautomat (Flowmeter mit Alkohol (70%) abwischen)

Danach verpacken

Verbindungsschlauch, Maske

Bei Patientenwechsel oder alle 48 h

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Absauggefäße inkl. Verschlußdeckel und Verbindungsschläuche

Alle 48 h und bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentendesinfektionsmittel

Einlegen, abspülen, trocknen

Patientenbeistelltisch

Nach Kontamination, nach Ende der Behandlung

Flächendesinfektionsmittel

Abwischen

6

Einlegen, abspülen, trocknen

29

398

Kapitel 29 · Dialyse

Was

Wann

Womit

Wie

Verbandswagen

Nach Gebrauch

Umweltfreundlicher Reiniger

Abwischen

Nach jeder Dialyse und nach Kontamination Nach jeder Dialyse

Flächendesinfektionsmittel

Abwischen

Autoklavieren oder Heißwasser (85–95°C), ca. 20 min und Zitronensäure zur Beseitigung von Ablagerungen oder Natriumhypochlorit und Zitronensäure oder Peressigsäure

Nach Vorschrift des Geräteherstellers

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abwischen Abwischen

Dialysegeräte Gehäuse

III

Wasser und dialysatführende Teile

Geräte, Mobiliar

Einmal täglich Nach Kontamination

Steckbecken, Urinflaschen

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Bettenreinigung

Nach Belegung

Umweltfreundlicher Reiniger

Matratzenschonbezug und Bettgestell abwischen

Bettendesinfektion

Nach Kontamination; nach Belegung durch Patienten mit meldepflichtigen Erkrankungen

Flächendesinfektionsmittel

Abwischen

Waschbecken

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen

Strahlregler

Einmal pro Monat

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Badewannen, Duschen, Waschschüsseln

Nach Benutzung Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abwischen, trocknen Nach Einwirken mit Wasser nachspülen, trocknen

Fußboden

Einmal täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Hausübliches Reinigungssystem Wischen

Geschirr, Besteck

Nach Gebrauch

In der Geschirrspülmaschine

Thermisch desinfizieren

Wäsche

Nach Benutzung Kontaminiert mit Erregern meldepflichtiger Erkrankungen

Entsorgung in farblich gekennzeichnetem Wäschesack

Normales Waschverfahren (60–70°C) Spezielles Waschverfahren (BGA, UVV)

Spielzeug

Nach Kontamination

Reinigungs-u. Desinfektionsautomat oder Geschirrspülmaschine oder mit Alkohol (70%) abwischen

Abfall, bei dem Verletzungsgefahr besteht, z. B. Skalpelle, Kanülen

Direkt nach Gebrauch (bei Kanülen kein Recapping)

Entsorgung in durchstichsicheren und fest verschließbaren Kunststoffbehältern

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Nach Kontamination, d. h. Kontakt mit potenziell infektiösem Material, z. B. Blut, Sekrete etc. immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Desinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungspotenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten. 4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben. 4 Zur Flächendesinfektion nicht sprühen, sondern wischen.

4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Angesetzte Flächendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln.

Literatur Alter MJ, Tokars JI, Arduino MJ, Favero MS (2004) Nosocomial infections associated with hemodialysis. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control, 3rd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 1139–1160 Band JD (2004) Infections associated with peritoneal dialysis. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control, 3rd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 1161–1172 Boelaert JR, Van Landuyt HW, Godard CA (1993) Nasal mupirocin ointment decreases the incidence of Staphylococcus aureus bac-

399 Literatur

teremia in hemodialysyis patients. Nephrol Dial Transplant 8: 235– 239 CDC (2003) Guidelines for Environmental Infection Control in Healthcare Facilities. MMWR 52: 19–20 Chatzinikolaou L, Finkel K, Hanna H, Boktour M, Foringer J, Ho T, Raad I (2003) Antibiotic-coated hemodialysis catheters for the prevention of vascular catheter-related infections: A prospective, randomized study. Am J Med 115: 352–357 Furrer H, Kiss D, Francioli P (1996) Hämodialyse und nosokomiale Infektionen. Swiss-NOSO 3/2 Gokal R (2000) Peritoneal dialysis: Prevention and control of infection. Drugs Aging 17: 269–282 Kulander L, Nisbeth U, Danielsson BG, Eriksson Ö (1993) Occurrence of endotoxin in dialysis fluid from 39 dialysis units. J Hosp Infect 24: 29–37 Maier K-P (1995) Hepatitis – Hepatitisfolgen. Praxis der Diagnostik, Therapie und Prophylaxe akuter und chronischer Lebererkrankungen, 4. Aufl. Thieme, Stuttgart Martin MM (1993) Nosocomial infections related to patient care support services: dietetic services, central services department, laundry, respiratory care, dialysis, and endoscopy. In: Wenzel RP (ed) Prevention and control of nosocomial infections, 2nd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 93–138 Miller ER (1999) Protective effect of hepatitis B vaccine in chronic hemodialysis patients. Am J Kidney Dis 33: 356–360 Nassar GM, Ayus JC (2001) Infectious complications of the hemodialysis access. Kidney Int 60: 1–13 Oie S, Kamiya A, Yoneda I, Uchiyama K, Tsuchida M, Takai K, Naito K (2003) Microbial contamination of dialysate and its prevention in haemodialysis units. J Hosp Infect 54: 115–119 Phillips G, Hudson S, Stewart WK (1994) Persistence of microflora in biofilm within fluid pathways of contemporary haemodialysis monitors. J Hosp Infect 27: 117–125 Piraino B (2000a) Peritoneal infections. Adv Ren Replace Ther 7: 280– 288 Piraino B (2000b) Staphylococcus aureus infections in dialysis patients: Focus on prevention. ASAIO J 46: 13–17 RKI: Robert Koch-Institut (1996a) Anforderungen der Hygiene an die funktionelle und bauliche Gestaltung von Dialyseeinheiten. Anlage zu Ziffer 4.3.4 der »Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention«. Loseblattsammlung, Fischer, Stuttgart RKI (1996b) Anforderungen der Krankenhaushygiene bei der Dialyse. Anlage zu Ziffer 5.1 der »Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention«. Loseblattsammlung, Fischer, Stuttgart RKI (2002) Prävention Gefäßkatheter-assoziierter Infektionen. Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim RKI. Bundesgesundheitsbl 45: 907–924 Roll M, Norder H, Magnius LO, Grillner L, Lindgren V (1995) Nosocomial spread of hepatitis B virus (HBV) in a haemodialysis unit confirmed by HBV DNA sequencing. J Hosp Infect 30: 57–63 Taconelli E, Carmeli Y, Aizer A, Ferreira G, Foreman MG, D’Agata EMC (2004) Mupirocin prophylaxis to prevent Staphylococcus aureus infections in patients undergoing dialysis: A meta-analysis. Clin Infect Dis 37: 1629–1638 Trerotola SO, Johnson MS, Shah H, Kraus MA, McKusky MA, Ambrosius WT, Harris VJ, Snidow JJ (1998) Tunneled hemodialysis catheters: use of a silver-coated catheter for prevention of infection – a randomized study. Radiology 207: 491–496

29

400

1

Kapitel 1 · Was ist Psychotherapie, was ist Gesprächspsychotherapie?

30 Immunsuppression A. Conrad, M. Dettenkofer 30.1 Allgemeine Grundlagen – 400 30.2 Infektionsquellen – 401 30.3 Identifizierung von Risikopatienten 30.4 Infektionsprävention

– 402

Aufklärung – 403 Unterbringung – 403 Leitungswasser – 404 Körperpflege – 405 Ernährung – 406

Die Versorgung immunsupprimierter Patienten im Krankenhaus erfordert besondere Hygienestandards und stellt hohe Anforderungen an medizinisches Personal und Hygienemanagement. Durch die Etablierung moderner immunsuppressiver Therapien sowie Fortschritte in der Transplantationschirurgie und Onkologie steigt die Zahl der Patienten mit schwerer und schwerster Immunsuppression stetig an. Gleichzeitig führt der Kostendruck im Gesundheitswesen dazu, dass immunsupprimierte Patienten vermehrt auch außerhalb spezialisierter Abteilungen betreut werden müssen. Das Auftreten von Infektionen als Folge der beeinträchtigten Wirtsabwehr ist die häufigste Komplikation bei Immunsupprimierten und beein-

30.1

Personal – 406 Besucher – 407 Katheter und Drainagen – 407 Reinigung und Desinfektion – 408

30.6 Hygienemaßnahmen bei organtransplantierten Patienten – 409

– 402

30.5 Hygienemaßnahmen bei schwerst immunsupprimierten Patienten – 403 30.5.1 30.5.2 30.5.3 30.5.4 30.5.5

30.5.6 30.5.7 30.5.8 30.5.9

Allgemeine Grundlagen

Eine Suppression des Immunsystems ist entweder durch eine Erkrankung oder durch ärztliche Intervention bedingt. Immunsupprimierte Patienten präsentieren sich nicht als homogene Gruppe, vielmehr wirken immunmodulierende Einflüsse im Rahmen verschiedener Erkrankungen und Therapien in ganz unterschiedlichem Maße auf die zahlreichen Effektoren und Mechanismen der Wirtsabwehr ein.

30.7 Hygienemaßnahmen bei weniger stark immunsupprimierten Patienten – 409 30.8 Reinigungs- und Desinfektionsplan für Abteilungen mit immunsupprimierten Patienten – 410 Literatur – 412

flusst maßgeblich Morbidität, Letalität und Behandlungskosten in dieser Patientengruppe. In der Praxis ist es häufig schwierig, den individuellen Immunstatus eines Individuums und das daraus resultierende Infektionsrisiko abzuschätzen. Das Ziel geeigneter Hygienemaßnahmen muss sein, bei vertretbarem Arbeits- und Kostenaufwand das Infektionsrisiko dieser Patienten bestmöglich zu minimieren. Die Maßnahmen umfassen die Erarbeitung von Hygienestandards, die Umsetzung der Standards in die Praxis sowie die Surveillance relevanter Infektionen, wodurch die Effektivität der Standards kontinuierlich überprüft und angepasst werden kann.

So verkörpert beispielsweise die Neutropenie eine schwere Insuffizienz der angeborenen, unspezifischen Immunität, während eine Beeinträchtigung der zellulären bzw. humoralen Immunität (T- und B-Lymphozyten) die erworbene, spezifische Immunität betrifft. Meistens variiert das Ausmaß der Immunsuppression in Abhängigkeit vom Krankheitsverlauf, weshalb die Dauer der Störung ein wesentliches Kriterium für die Schwere der Immunsuppression darstellt. Aus diesen Faktoren resultiert, dass immunsup-

30.2 · Infektionsquellen

401

. Abb. 30.1. Zeitliche Häufung opportunistischer Infektionen nach allogener Stammzelltransplantation. (Mod. nach CDC 2000)

primierte Personen entweder generell oder auch während bestimmter Phasen ihrer Erkrankung für einzelne Erreger besonders anfällig sein können (. Abb. 30.1). Das Abwehrpotenzial des Immunsystems wird nicht nur durch labordiagnostisch ermittelbare Zellzahlen charakterisiert, sondern auch durch die Funktion dieser Zellen, die sich diagnostisch nur mit großem Aufwand ermitteln lässt. Zudem können wichtige Effektormechanismen der Immunzellen noch beeinträchtigt sein, nachdem sich die entsprechenden Zellzahlen bereits normalisiert haben.

30.2

Infektionsquellen

Immunsupprimierte Patienten sind sowohl durch endogene als auch durch exogene Infektionen gefährdet. Die meisten Infektionen in diesem Patientenkollektiv werden durch Erreger der patienteneigenen Flora verursacht (u. a. koagulasenegative Staphylokokken, Candida spp.). Wichtigste Erregerreservoire sind in diesem Zusammenhang der NasenRachen-Raum, der Magen-Darm-Trakt, die ableitenden Harnwege und die Haut (Mlangeni u. Daschner 2004). Die endogene Bakterienflora kann jedoch auch durch exogene Faktoren beeinflusst werden. Während eines statio-

nären Aufenthalts können Patienten typische Krankenhauserreger (u. a. Pseudomonas aeruginosa, MRSA, VRE) erwerben, die Schleimhäute und Haut kolonisieren können und dadurch Bestandteil der endogenen Flora werden. Zu den endogenen Infektionen gehören auch Reaktivierungen latent persistierender Infektionen. Früher erworbene und im Körper persistierende Erreger, die bei immunkompetenten Personen durch die Wirtsabwehr kontrolliert werden, können in Folge der Immunsuppression eine endogene Reinfektion verursachen. Eine solche Form der endogenen Infektion kann z. B. durch verschiedene Viren (HSV, VZV, CMV), aber auch durch Mycobacterium tuberculosis verursacht werden. Bei den Erregern exogener Infektionen handelt es sich häufig um normalerweise wenig virulente Bakterien und Pilze, die ubiquitär in der Umwelt vorkommen (z. B. Candida spp., Aspergillus spp.). Im Krankenhaus kommen typische nosokomiale (Pseudomonas spp., Acinetobacter spp., Stenotrophomonas spp., Clostridium difficile) und multiresistente Erreger (MRSA, VRE) hinzu. Für diese Keime bietet sich besonders in hämatologisch-onkologischen Behandlungseinheiten ein nahezu ideales Habitat aufgrund eines hohen Aufkommens an immunsupprimierten Patienten auf engem Raum sowie eines hohen Selektionsdrucks infolge

30

402

III

Kapitel 30 · Immunsuppression

von intensiven Antibiotikagaben. Einige dieser Pathogene besitzen die Fähigkeit, die Haut bzw. die Schleimhäute oder auch den Gastrointestinaltrakt von Patienten zu besiedeln, wodurch für die betroffenen Individuen im Vergleich zu nicht kolonisierten Personen ein relevant erhöhtes Infektionsrisiko resultiert. Zusätzlich stellen kolonisierte Patienten ihrerseits ein bedeutendes Erregerreservoir im Krankenhaus dar. > Der wichtigste Übertragungsweg nosokomialer Krankheitserreger sind die Hände des Personals, während kontaminierte Gegenstände deutlich seltener ursächlich sind.

Weitere mögliche Infektionsquellen im Krankenhaus sind für immunsupprimierte Personen darüber hinaus das Wasserversorgungssystem (7 Kap. 10) und für schwerst immunsupprimierte Patienten auch die Luft bzw. luftzuführende Klimaanlagen (7 Kap. 9).

30.3

Identifizierung von Risikopatienten

denen das betreuende Personal nicht mit der Immunsuppression oder einer akuten Verschlechterung der Immunlage rechnet. > Es ist deshalb entscheidend, dass in jeder medizinischen Abteilung Risikopatienten definiert werden, für die besondere Hygienestandards, insbesondere im Umgang mit Leitungswasser, gelten.

Kriterien für die Einteilung von Risikopatienten sind dabei das in der Abteilung betreute Patientenkollektiv, das vorkommende Erkrankungsspektrum, die Art der durchgeführten therapeutischen Interventionen, Erfahrung im Umgang mit immunsupprimierten Patienten, evtl. verfügbare Daten einer Infektionssurveillance, nationale und internationale Leitlinien sowie Informationen aus der aktuellen wissenschaftlichen Literatur. Für diese Risikopatienten müssen dann geeignete Hygienemaßnahmen erarbeitet und als Klinik-, Abteilungs- oder Stationsstandard etabliert werden. Tipp

Die individuelle Bestimmung des Immunstatus eines Patienten ist eine entscheidende Voraussetzung für die Realisierung der Hygienemaßnahmen. In der Praxis ist eine Einschätzung der Immunsuppression oftmals aufgrund der vielen beeinflussenden Faktoren sehr schwierig und hängt maßgeblich auch von der Erfahrung des betreuenden medizinischen Personals ab. Bei schwerst immunsupprimierten Patienten z. B. nach Knochenmark- oder Stammzelltransplantation sowie nach Organtransplantationen ist das Vorliegen und die Dauer einer Neutropenie (. Tab. 30.1) wichtigstes Kriterium für die Immunsuppression. Bei hämatologischen Patienten nach Knochenmarkbzw. Stammzelltransplantation erfolgt üblicherweise eine Einteilung in Zeitphasen, die in Relation zur Transplantation definiert sind und typische Infektionsanfälligkeiten und -häufungen widerspiegeln (. Abb. 30.1). Im Gegensatz zu schwerst Immunsupprimierten ist bei weniger stark bzw. chronisch immunsupprimierten Patienten (z. B. nach Organtransplantation) eine Einschätzung der Immunsuppression mit Hilfe hämatologischer Laborparameter oft erschwert, da diese Patienten häufig nur geringe labordiagnostische Veränderungen zeigen. Besonders gefährdet sind darüber hinaus auch Patienten, bei

Anhand dieser erarbeiteten Definition können die Risikopatienten bei der Patientenaufnahme oder während der Visite identifiziert werden. Die Hygienemaßnahmen werden anschließend ärztlich angeordnet, in die Praxis umgesetzt und dokumentiert. Dieses Vorgehen gewährleistet nicht nur eine konsequente Infektionsprävention für die betroffenen Patienten, sondern auch Rechtssicherheit für die Abteilung bzw. das Krankenhaus im Falle einer gerichtlichen Auseinandersetzung.

30.4

Infektionsprävention

Adäquate Hygienemaßnahmen sind neben der Infektionsprophylaxe durch antimikrobielle Substanzen die Grundlage der Infektionsprävention. Über das Ausmaß notwendiger Hygienemaßnahmen zum Schutz vor exogenen und endogenen Infektionen können aus krankenhaushygienischer Sicht oft keine wissenschaftlich belegten Aussagen getroffen werden. Das Fehlen von wissenschaftlicher Evidenz für viele Maßnahmen spiegelt sich in grundsätzlich verschiedenen Hygienekonzepten wider, die von einer voll-

. Tab. 30.1. Neutropenie und Neutropeniedauer. (Mod. nach Kraut 2002) Neutropeniedauer

Infektionsrisiko

Beispiele

≥10 Tage

Hoch

Myeloablative Radio- und/oder Chemotherapie bei allogener Stammzelltransplantation, Chemotherapien bei akuten Leukämien

6–9 Tage

Mittel

Hochdosischemotherapien bei autologer Stammzelltransplantation

≤5 Tage

Niedrig

Diverse Chemotherapieprotokolle

Neutropenie: Neutrophile Granulozyten (segment- und stabkernige) <500/mm3 oder <1000/mm3 und mit einem Abfall <500/mm3 ist in den nächsten 48 h zu rechnen.

403

30.5 · Hygienemaßnahmen bei schwerst immunsupprimierten Patienten

ständigen Abschottung im »Life-island-Zelt« als »Maximalform« (Lunceford 1965) bis hin zur ambulanten Betreuung von Patienten nach allogener Stammzell- bzw. Knochenmarktransplantation als »Minimalform« (Svahn et al. 2004) reichen. Der Einsatz neuer Therapiekonzepte in der Hämatoonkologie, die Entwicklung moderner Immunsuppressiva sowie neue therapeutische Möglichkeiten bei der Rekonstitution des Immunsystems erfordern eine kontinuierliche Anpassung der notwendigen Hygienemaßnahmen an den Stand der aktuellen Medizin. Jede praktizierte Hygienemaßnahme führt zu einer zusätzlichen psychischen Belastung der schwerkranken Patienten, erfordert einen zusätzlichen Arbeitsaufwand des betreuenden Personals und verursacht zusätzliche Kosten. Insofern müssen die Hygienemaßnahmen unter Einbeziehung der Empfehlungen der Krankenhaushygiene an die Gegebenheiten des jeweiligen Krankenhauses und der individuellen Bedürfnisse der Patienten angepasst werden.

Tipp Patienten, die sich selbst versorgen können, müssen in der eigenverantwortlichen Durchführung von Hygienemaßnahmen (Händehygiene, Anlegen einer Feinstaubmaske, Körperpflege) geschult werden. Es empfiehlt sich, dass in Zusammenarbeit mit dem Pflegepersonal, dem betreuenden ärztlichen Personal und der Krankenhaushygiene Informationsmaterialien für die Patienten zusammengestellt werden. Diese Informationsbroschüren sollen wichtige Hygienemaßnahmen sowie ihre korrekte Durchführung zusammenfassen und können zusätzlich auch Hinweise für notwendige Vorsichtsmaßnahmen nach der Entlassung aus dem Krankenhaus beinhalten.

30.5.2

Unterbringung

Tipp

Voraussetzungen auf der Station

Da immunsupprimierte Patienten prinzipiell auf allen Stationen eines Krankenhauses anzutreffen sein können, müssen die Hygienestandards nicht nur die Risikobereiche, sondern auch das Gesamtklinikum berücksichtigen. Um die Effektivität der praktizierten Maßnahmen zu evaluieren, empfiehlt es sich, an einem Surveillanceprogramm (z. B. ONKO-KISS) teilzunehmen (7 Kap. 11).

Stationen, auf denen schwerst abwehrgeschwächte Patienten versorgt werden, sollen vorzugsweise in einem Trakt ohne Passantenverkehr eingerichtet werden. Die baulichen Voraussetzungen für eine effektive sog. Umkehrisolierung (7 Kap. 13) müssen gegeben sein.

Häufig wird von den Mitarbeitern der Krankenhaushygiene erwartet, regelmäßige mikrobiologische Umgebungsuntersuchungen in Abteilungen mit immunsupprimierten Patienten durchzuführen. Die routinemäßige Untersuchung einer Vielzahl von Umgebungsproben spiegelt jedoch stets nur eine »Momentaufnahme« wider und ist daher wenig aussagekräftig und nicht sinnvoll. Gezielte Umgebungsuntersuchungen sollten lediglich in Ausbruchsituationen und bei bestimmten Fragestellungen durchgeführt werden. Ausnahmen sind regelmäßige Untersuchungen des Leitungswassers auf Legionellen, sofern keine bakteriendichten Wasserfilter verwendet werden (7 Kap. 10).

30.5

Hygienemaßnahmen bei schwerst immunsupprimierten Patienten

30.5.1

Aufklärung

Eine ausführliche Aufklärung der Patienten über die Notwendigkeit der durchgeführten Hygienemaßnahmen hilft die Ängste der Betroffenen abzubauen und eine Mitarbeit des Patienten zu fördern.

Einzelzimmer/Mehrbettzimmer Zur Versorgung langfristig neutropenischer Patienten (neutrophile Granulozyten <500/mm3) ist die Unterbringung in einem Einzelzimmer erforderlich. Bei strenger Indikation kann in Ausnahmefällen (z. B. starke psychische Isolation) eine Verlegung in ein Mehrbettzimmer erfolgen. Infizierte Patienten sowie Patienten, bei denen eine Kolonisierung mit Problemkeimen (VRE, MRSA etc.) nachweisbar ist, sollen generell in einem Einzelzimmer isoliert werden.

Ausstattung der Zimmer Das Patientenzimmer soll mit eigenem Badezimmer und Toilette ausgestattet sein. Die Einrichtung ist auf das Nötigste zu begrenzen. Die Zimmer müssen nicht über eine integrierte Umkleideschleuse für Personal und Besucher verfügen, jedoch ist darauf zu achten, dass die Zimmertüren nicht unnötig lange offen stehen. Einschränkungen für die Mitnahme persönlicher Gegenstände werden mit dem Patienten besprochen und individuell auf ihn abgestimmt. Alle Gegenstände sollen leicht zu reinigen und ggf. zu desinfizieren sein. ! Cave Grundsätzlich dürfen keine Topfpflanzen, Schnittblumen oder Trockensträuße in den Patientenzimmern und auch nicht in den Funktionsräumen oder auf dem Flur der Station stehen.

30

404

Kapitel 30 · Immunsuppression

Zimmer mit RLT-Anlage

III

Patienten nach Knochenmark- bzw. Stammzelltransplantation mit langandauernder Immunsuppression sind durch Pneumonien mit fakultativ-pathogenen Schimmelpilzen (meist Aspergillus fumigatus) gefährdet, die mit einer hohen Letalität einhergehen (7 Kap. 9). Ein Großteil der Aspergilluspneumonien ist nosokomial erworben. In der Literatur wird jedoch auch die Relevanz einer ambulant erworbenen Kolonisierung des Respirationstrakts mit ubiquitär vorkommenden Aspergillus spp. und nachfolgender Infektion während der Immunsuppression diskutiert (Humphreys 2003). Um das Risiko einer nosokomialen Aspergillose zu reduzieren, wird allgemein die Unterbringung von allogen transplantierten hämatoonkologischen Patienten in klimatisierten Zimmern mit einer dreistufigen Filterung der zugeführten Luft und einem endständigen High-efficiency-particulate-air-(HEPA-)Filter (entsprechend Filterklassen H12–14) empfohlen. Die Rate der Luftwechsel sollte sich auf über 12 pro Stunde belaufen. Ein Überdruck im Patientenzimmer mit einem Differenzdruck von 2,5–8 Pa gewährleistet die notwendige Luftströmungsrichtung vom Patientenzimmer zu den benachbarten Stationsbereichen. Die RLT-Anlage muss regelmäßig überwacht (z. B. Differenzdruckmessung) und gewartet werden (z. B. Filterwechsel). Eine entsprechende HEPA-Filterung der Luft in den Funktionsräumen der Station (Stationsstützpunkt, Personalaufenthalt, Ausguss etc.) ist nicht notwendig. Die Effizienz eines unidirektionalen parallelen Luftstroms (laminar air flow) zur Prävention von Aspergilluspneumonien ist in der Literatur umstritten und wird nicht empfohlen (Humphreys 2003). Für Patienten nach autologer Knochenmark- bzw. Stammzelltransplantation gibt es in Bezug auf die Notwendigkeit einer HEPA-Filterung keine aussagekräftigen Studien. Die Entscheidung für diese Maßnahme richtet sich in dieser Patientengruppe nach der Länge der Neutropenie sowie nach bestehenden Risikofaktoren für eine nosokomiale Aspergillose. Klimatisierte Räume sollen grundsätzlich nicht gelüftet werden. Nicht klimatisierte Zimmer, in denen immunsupprimierte Patienten betreut werden, sollen nach Möglichkeit nur bei Abwesenheit des Patienten stoßweise gelüftet werden. Die Zimmertür bleibt dabei geschlossen, um einen Luftdurchzug zum Flur hin zu vermeiden. Auch die Flurfenster sollen überwiegend geschlossen gehalten werden.

Eine Schulung des Patienten gewährleistet die sachgerechte Handhabung der Maske. Außerhalb des Zimmers sind Gemeinschaftseinrichtungen und Menschenansammlungen zu meiden. Transportpersonal ist entsprechend zu schulen.

Bauarbeiten Besondere Vorsicht ist angebracht, wenn in der Nähe der Station Bautätigkeiten mit Anfall von Bauschutt und Erdbewegungen stattfinden. Entsprechende Staubschutzmaßnahmen wie z. B. die Errichtung von Staubschutzwänden, Auslegen von feuchten Fußmatten, Absaugen des Staubs bei staubintensiven Arbeiten, regelmäßiges feuchtes Aufwischen u. a. sind durchzuführen (7 Kap. 22). Der Patiententransport muss unter weitläufiger Umgehung der Bautätigkeiten stattfinden. Bei Außenarbeiten ist ein fugendichter Verschluss der Fenster zu veranlassen bzw. zu überprüfen. Gegebenenfalls muss ein Umzug in einen anderen Gebäudetrakt organisiert werden.

30.5.3

Leitungswasser

Im Leitungswasser ist stets mit dem Vorkommen von sog. »Wasserkeimen« (Pseudomonas spp., Legionella spp., Acinetobacter spp. etc.) zu rechnen, die bei immunsupprimierten Patienten schwere Infektionen verursachen können (7 Kap. 10). Auch das Auftreten von Aspergillussporen im Leitungswasser wird beschrieben (Anaissie et al. 2003). Aus diesem Grund dürfen schwerst immunsupprimierte Patienten nicht mit unbehandeltem Leitungswasser in Kontakt kommen. Um dieses Ziel zu erreichen, stehen prinzipiell die folgenden Interventionsmöglichkeiten zur Verfügung:

Wasserfilter Bei Verwendung von bakteriendichten Wasserfiltern an Duschen und Wasserhähnen können die Patienten wie gewohnt duschen und die Hände waschen. Die Ausstattung der Patientenzimmer mit den Filtern und die regelmäßige Wartung sind mit erheblichen Kosten verbunden. Die Filter sind sowohl als Einweg- als auch als wiederaufbereitbare Mehrwegprodukte erhältlich. Die Wasserfilter sollten in den vom Hersteller angegebenen Intervallen ausgetauscht werden.

Keimreduktion im Waschwasser durch PVP-Iod Verlassen des Zimmers Grundsätzlich sollen isolierte Patienten ihr Zimmer nicht oder nur in Ausnahmefällen (Diagnostik etc.) verlassen. > Patienten, die in einem Zimmer mit HEPA-Filterung untergebracht sind, sollen während eines Aufenthalts außerhalb des Zimmers eine sog. Feinstaubmaske anlegen. Wichtiger als die Art der Maske (FFP1 bzw. FFP2) ist ein dicht abschließendes Anlegen.

Stehen keine Wasserfilter zur Verfügung, kann eine Keimreduktion im Waschwasser durch Zusatz von PVP-IodLösung (Verdünnung 1:100) erreicht werden. Dies wird seit Jahren in bestimmten Bereichen des Universitätsklinikums Freiburg praktiziert; allerdings liegen keine klinischen Studien zur Evaluation dieser Maßnahme vor. Zu berücksichtigen sind auch mögliche Nebenwirkungen wie z. B. Hauttrockenheit und Komplikationen bei Patienten mit Iodallergie oder Schilddrüsenerkrankungen.

30.5 · Hygienemaßnahmen bei schwerst immunsupprimierten Patienten

Verwendung von sterilem Aqua destillata Bei der Verwendung von kleinen Wassermengen, z. B. bei der Mundpflege, empfiehlt sich der Gebrauch von sterilem Aqua dest. Die Flaschen müssen beim Öffnen mit Datum und Uhrzeit markiert werden. Sie sollten nach Anbruch im Kühlschrank gelagert werden sind dann höchstens 24 h haltbar. In Bereichen ohne Wasserfilter sollten die Wasserhähne über Lamellenstrahlregler (statt Siebstrahlregler) verfügen, die in den Risikobereichen (KMT-Station, Intensivstation) in wöchentlichen Abständen gereinigt und idealerweise im Reinigungs- und Desinfektionsautomaten aufbereitet werden. Diese relativ kostengünstige und effektive Maßnahme führt infolge einer reduzierten Biofilmbildung am Lamellenstrahlregler zu einer relevanten Keimreduktion, nicht jedoch zu einer vollständigen Dekontamination des Wassers. Generell sollte das in den »distalen« Wasserleitungen stehende Wasser vor Gebrauch durch einen kurzen Wasservorlauf (ca. 1 min) entfernt werden.

405

desinfizierenden Seifen oder Duschgels nicht belegt. Diese Präparate zerstören bei häufiger Anwendung die normale Flora und den Säureschutzmantel der Haut und erhöhen damit die Infektions- und Defektanfälligkeit. Pflegemittel wie Duschgel, Körperlotion, Gesichtcremes und Zahnpasta sollten frisch sein; die Haltbarkeitsdaten sind zu beachten. Finger- und Fußnägel sollen grundsätzlich kurz gehalten werden. Nach Möglichkeit sollen Finger- und Fußnägel vor bzw. nach den Phasen stärkster Immunsuppression (z. B. nach Konditionierung bei Knochenmarktransplantation) geschnitten werden. Zur Rasur soll kein Nassrasierer, sondern ein elektrischer Rasierapparat benutzt werden.

Mundpflege

Grundsätzlich soll der Patient bei sichtbarer Verschmutzung die Hände mit Wasser und gewöhnlicher Seife waschen und mit Einmalpapierhandtüchern abtrocknen. Das Waschen der Hände ist prinzipiell auch nach dem Toilettengang und vor dem Essen ausreichend. Nach Kontakt der Hände mit potenziell infektiösem Material soll vorzugsweise eine hygienische Händedesinfektion mit einem alkoholischen Händedesinfektionsmittel durchgeführt werden. In diesem Zusammenhang ist eine Händedesinfektion u. a. nach dem Aufheben von Gegenständen vom Fußboden und nach Betreten des Zimmers nach einem Aufenthalt außerhalb, z. B. nach der Rückkehr von einer Untersuchung, sinnvoll.

Die regelmäßige Durchführung einer sorgfältigen und gründlichen Mundhygiene trägt entscheidend dazu bei, orale und dentale Infektionen zu vermeiden und die Heilungsprozesse während einer Mukositis zu unterstützen. Die Zähne sollen mindestens zweimal pro Tag vorsichtig mit einer weichen Zahnbürste geputzt werden, wobei Verletzungen der Schleimhaut zu vermeiden sind. Die Zahnbürste wird in der Regel wöchentlich gewechselt, bei Verschmutzung, Geruchsbildung und defekten Borsten auch früher. Zum Spülen werden – wie bereits erwähnt – kein Leitungswasser, sondern nur steriles Aqua dest., Natriumbikarbonatlösungen oder fachgerecht aufgebrühte Tees (7 30.5.5) verwendet. Aufgebrühte Tees zur Mundpflege werden mindestens dreimal täglich frisch zubereitet. Bei der Mundpflege muss darauf geachtet werden, dass eine Kontamination der Mundspüllösungen vermieden wird. Antiseptische Mundspüllösungen können zur Selektion von potenziell pathogenen Bakterien in der Mundhöhle führen und werden nicht generell empfohlen. Verwendete Klemmen, Gläser und Becher werden nach jeder Benutzung mit 70%igem Alkohol ausgerieben. Das Mundpflegeset soll mindestens einmal täglich z. B. im Reinigungs- und Desinfektionsautomaten aufbereitet werden.

Hautpflege

Wäsche

Um Haut- und Schleimhautdefekte als potenzielle Eintrittspforte für Infektionserreger zu vermeiden, ist eine sorgfältige Hautpflege notwendig. Besonders wichtig ist die konsequente Intimpflege. Der Intimbereich soll zudem regelmäßig im Hinblick auf Hauterscheinungen (z. B. infolge einer Candidose) inspiziert werden. Nach jedem Stuhlgang soll der Perianalbereich mit Hilfe von weichem Zellstoff oder keimarmen (nicht sterilen) Kompressen gesäubert werden. Es gibt keine wissenschaftliche Grundlage für die Applikation von antiseptischen Salben oder Lösungen im Intimbereich. Ebenso ist die Wirksamkeit von regelmäßigen Waschungen des gesamten Körpers mit

Wäsche mit direktem Hautkontakt (Unterwäsche, Nachtwäsche) sollte bei 60°C waschbar sein und täglich gewechselt werden. Nach dem täglichen Duschen bzw. Waschen und bei Verschmutzung sollen die Handtücher und die Waschlappen ausgewechselt werden. Es genügt, die persönliche Patientenwäsche bei 60°C mit einem handelsüblichen Waschmittel zu waschen. Ein routinemäßiger Wechsel der Bettwäsche alle 2–3 Tage und bei Verschmutzung ist ausreichend. Das Standardbett (7 Kap. 41) ist prinzipiell für Patienten in der Neutropenie ausreichend und kann bei Bedarf mit zusätzlichen Kissen oder einem Stecklaken aufgerüstet werden.

30.5.4

Körperpflege

Händehygiene > Es ist notwendig, die Patienten über die Notwendigkeit der Händehygiene aufzuklären und entsprechend anzuleiten.

30

406

Kapitel 30 · Immunsuppression

30.5.5

Ernährung

Nahrungsmittel

III

Die Ernährung muss im Einzelnen mit Ernährungsberatern abgesprochen werden. Grundsätzlich sollen die neutropenen Patienten nur in der Klinik zubereitete, gekochte Nahrung erhalten. Die Nahrung sollte stets frisch zubereitet und keimarm sein. Es ist nicht sinnvoll, ausschließlich steriles Essen zur Verfügung zu stellen. Allerdings sind wegen der hohen natürlichen mikrobiologischen Kontamination u. a. frische Salate, Speisen mit rohem oder nicht durchgegartem Fleisch, rohen Eiern, nicht schälbares Obst, Rohmilch- oder Schimmelkäse nicht zum Verzehr geeignet. Abgepackte oder abgefüllte Lebensmittel sollen nur in kleinen Verpackungseinheiten zur Verfügung gestellt und direkt nach dem Öffnen verzehrt werden. Die Patienten dürfen keine Lebensmittelreste aufbewahren und später essen. Patientenessen muss unmittelbar nach der Zubereitung in der Krankenhausküche ohne Zwischenlagerung an die Station geliefert und verteilt werden. Ist eine Zwischenlagerung auf der Station notwendig, müssen die Speisen im Kühlschrank gelagert werden und sind innerhalb eines Tages zu verzehren. Geschirr und Besteck werden in üblicher Weise in der Krankenhausküche gereinigt. Spezielle Desinfektionsmaßnahmen sind nicht erforderlich.

Getränke Immunsupprimierte Patienten dürfen kein Leitungswasser trinken. Tees müssen mit sprudelnd kochendem Wasser zubereitet werden, um eine Kontamination mit »Wasserkeimen« (7 Kap. 10) bzw. Mikroorganismen aus dem Teebeutel zu verhindern. Ein handelsüblicher Wasserkocher ist in diesem Zusammenhang geeignet, wenn der Thermostat ein Sprudeln des Wassers für mehrere Sekunden erlaubt. Es darf kein Gerät verwendet werden, bei welchem der Thermostat bereits vor dem Kochen abschaltet. > Es muss stets gewährleistet sein, dass der Tee unmittelbar nach dem Kochen – also mit sprudelndem Wasser – aufgebrüht wird und das Wasser nicht wieder abkühlt.

Das Wasser aus Heißwasserhähnen an Patientenkaffeemaschinen ist häufig nicht heiß genug und sollte daher nicht verwendet werden. Kaffee aus zentralen Patientenkaffeemaschinen kann von Immunsupprimierten getrunken werden, wenn zur Herstellung des Kaffees steriles Kaffeekonzentrat verwendet wird und ein Thermostat eine gleichbleibend hohe Wassertemperatur (z. B. >90°C) bei der Zubereitung des Kaffees gewährleistet. Mineralwässer können mikrobiell verunreinigt sein. Beim Einkauf von Mineralwasser müssen daher folgende Forderung an den Hersteller gestellt werden: Mineralwasser sollte erst an das Krankenhaus geliefert werden, wenn im Rahmen der Qualitätskontrolle des Herstellers durch bakteriologische Untersuchungen der entsprechenden Charge

bestätigt wurde, dass die Gesamtkeimzahl den Grenzwert der Mineral- und Tafelwasserverordnung nicht überschreitet. Außerdem dürfen im Mineralwasser weder P. aeruginosa noch Schimmelpilze oder Legionellen enthalten sein. Entsprechende Spezifikationen sollten dem Krankenhaus vor Lieferung der jeweiligen Charge zugesandt werden. Darüber hinaus sind lange Lagerzeiten von Mineralwasser sowohl beim Hersteller/Zwischenhändler als auch im Klinikum zu vermeiden. Sind diese Anforderungen gewährleistet, kann Mineralwasser ohne Bedenken eingesetzt werden. Ähnlich verhält es sich mit sog. Softdrinks. Sie sind z. T. massiv mit Sprosspilzen und Schimmelpilzen belastet, die im sauren Milieu dieser Getränke gut überleben können. Auch hier sollte die Qualitätskontrolle des Herstellers vor Lieferung der entsprechenden Charge belegen können, dass die Getränke nicht mit Spross- oder Schimmelpilzen kontaminiert sind. Tipp Alle Getränke sind in kleinen Abfüllmengen anzubieten und sollen nach dem Öffnen nicht längere Zeit bei Zimmertemperatur stehen.

30.5.6

Personal

Schwer immunsupprimierte Patienten sollten pro Schicht möglichst nur von einer Pflegeperson hauptverantwortlich betreut werden. Personen mit Infektionen der Atemwege, Durchfallerkrankungen und infektiösen Hauterkrankungen (z. B. Herpes labialis) sollen keinen Kontakt mit abwehrgeschwächten Patienten haben.

Hygienemaßnahmen des Personals Händedesinfektion 4 vor und nach Patientenkontakt 4 vor und nach infektionsgefährdenden Tätigkeiten (z. B. Verbandswechsel, Injektionen) 4 nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material 4 zwischen verschiedenen Tätigkeiten am selben Patienten Schutzkittel 4 bei engem Patientenkontakt (z. B. Körperwäsche) 4 Wechsel routinemäßig 3-mal täglich und bei Verschmutzung Schürze 4 bei Kontaminationsgefahr mit potenziell infektiösem Material 6

407

30.5 · Hygienemaßnahmen bei schwerst immunsupprimierten Patienten

30.5.7 Mundschutz 4 bei Gefahr von Verspritzen von potenziell infektiösem Material 4 bei Atemwegserkrankungen des Personals 4 Wechsel bei Verschmutzung und Durchfeuchtung Nicht erforderlich 4 Haube, Bereichsschuhe/Überschuhe

Die wichtigste Maßnahme zur Vermeidung exogener nosokomialer Infektionen bei der Versorgung immunsupprimierter Patienten ist die gründliche Händehygiene. Vor und nach jedem Patientenkontakt, vor infektionsgefährdenden Tätigkeiten sowie zwischen verschiedenen Tätigkeiten am selben Patienten muss eine Händedesinfektion durchgeführt werden (7 Kap. 24). Einmalhandschuhe müssen stets tätigkeitsbezogen eingesetzt werden (7 Kap. 24). Das Verteilen von Krankheitserregern in der Umgebung durch kontaminierte Handschuhe ist unbedingt zu vermeiden. Nach dem Ausziehen der Handschuhe muss eine Händedesinfektion durchgeführt werden. Schutzkittel oder Schürzen sollen bei engem Patientenkontakt und bei Kontaminationsgefahr mit potenziell infektiösem Material getragen werden. Die Schutzkleidung bleibt im Zimmer und wird nach jeder Schicht sowie bei Verschmutzung gewechselt. Eine generelle »Kittelpflicht« bei Betreten des Zimmers für Personal ist nicht notwendig. Das ständige Tragen von Masken bei Patientenkontakt ist nicht erforderlich. Ist jedoch aus Personalmangel der Einsatz von Personal mit leichten Atemwegsinfektionen entgegen der einschlägigen Empfehlungen nicht zu umgehen, sollten bei Patientenkontakt chirurgische Masken getragen werden. Eine chirurgische Maske ist ebenso bei bestehender Gefahr einer Kontamination durch Verspritzen von potenziell infektiösem Material sowie beim Absaugen von Patienten erforderlich. Das Tragen von speziellen Bereichs- oder Überschuhen und einer Haube ist nicht erforderlich. Die Bereichskleidung soll mindestens täglich gewechselt werden.

Impfschutz Mitarbeiter, die in der Pflege immunsupprimierter Patienten tätig sind, sollen über einen ausreichenden Impfschutz verfügen. Folgende Impfungen werden von der Ständigen Impfkommission des Robert Koch-Instituts (STIKO) empfohlen (Stand 07/2005): 4 Influenza, 4 Varizellen, 4 Masern, 4 Hepatitis B.

Besucher

In den Phasen der stärksten Immunsuppression soll die Zahl der Besucher auf die nächsten Angehörigen und wichtigsten Bezugspersonen beschränkt bleiben. Jeder Besucher muss über die einzelnen Isolierungsmaßnahmen informiert und in ihrer Durchführung angeleitet werden. Auch die Besucher müssen eine sorgfältige Händehygiene durchführen. Vor Betreten des Zimmers und nach jedem Niesen, Husten, Schnäuzen und Kontakt mit potenziell infektiösem Material sollen die Hände gewaschen oder vorzugsweise desinfiziert werden. ! Cave Besucher mit infektiösen Darmerkrankungen, Infektionen der Haut (z. B. Herpes labialis) und der Atemwege dürfen keinen Kontakt mit den Patienten haben.

Erwachsene und Jugendliche mit leichten grippalen Infekten (nicht: Influenza!) dürfen den Patienten besuchen, sofern sie sich diszipliniert verhalten, eine Maske anlegen, auf eine gründliche Händehygiene achten und engen Körperkontakt meiden. Der Besuch von Kindern ist grundsätzlich möglich, sofern nicht der Verdacht auf infektiöse Kinderkrankheiten bei dem Kind selbst oder in seinem Umfeld besteht. Kinder mit leichten Erkältungskrankheiten sollen dem Patienten fern bleiben, da von Kindern die Einhaltung der Hygienemaßnahmen nicht erwartet werden kann. Das Tragen von Schutzkitteln, Überschuhen und Masken beim Betreten des Zimmers ist für die Besucher aus hygienischen Gründen nicht notwendig. Die Besucher müssen dahingehend informiert werden, keine Lebensmittel, Blumen oder Pflanzen mitzubringen.

Hygienemaßnahmen der Besucher Händehygiene 4 vor jedem Patientenkontakt 4 nach jedem Husten, Niesen, Schneuzen und Kontakt mit potenziell infektiösem Material Mundschutz 4 nur erforderlich bei Atemwegserkrankungen des Besuchers Nicht erforderlich 4 Schutzkittel, Überschuhe

30.5.8

Katheter und Drainagen

Das Legen und die Pflege von Kathetern und Drainagen erfolgt nach den Standardhygieneregeln (7 Kap. 24). Grundsätzlich sollen alle Zugänge nur so lange liegen, wie sie benötigt werden. Eine routinemäßige tägliche Kontrolle durch

30

408

Kapitel 30 · Immunsuppression

Begutachtung und Palpation ist wichtig, um Infektionszeichen frühzeitig zu erkennen.

Implantierte Katheter

III

Da sich die therapeutischen Maßnahmen bei onkologischen Patienten oft über einen langen Zeitraum erstrecken und mit häufigen Punktionen verbunden sind, gibt es heute eine Vielzahl von implantierbaren Kathetersystemen zur intravenösen, intraarteriellen, intraperitonealen oder epiduralen Applikation. Über venöse Systeme können Blutentnahmen erfolgen und Medikamente, Blutprodukte, physiologische Flüssigkeiten und Ernährungslösungen verabreicht werden, ohne dass der Patient durch zahlreiche Venenpunktionen belastet wird. Bei sorgfältiger Pflege und Handhabung können solche Zugänge die Versorgung des Patienten z. T. über Jahre gewährleisten. Die Implantation der verschiedenen Kathetersysteme erfordert einen operativen Eingriff, wobei die Katheter subkutan zur Insertionsstelle geführt werden. Der Zugang kann extrakorporal liegen, ist aber meist direkt unter der Haut implantiert und besteht aus einer durch eine Membran verschlossene Punktionskammer (Port). Nach Anlage des Katheters im Operationssaal wird die Wunde und ggf. die Katheteraustrittsstelle steril verbunden und regelmäßig auf Entzündungszeichen und Schmerzen kontrolliert. Verläuft die Wundheilung komplikationslos, erfolgt der Verbandswechsel unter aseptischen Bedingungen bis zur vollständigen Abheilung alle 3 Tage und bei Bedarf. Punktion der Injektionsstelle. Um die Funktionstüchtigkeit der Membran von vollimplantierten Kathetersystemen zu erhalten, müssen Punktionen mit speziellen Nadeln durchgeführt werden. Zur Vermeidung von Infektionen ist eine regelmäßige Inspektion und Palpation der Einstichstelle notwendig. Die Punktionen müssen unter aseptischen Bedingungen vorgenommen werden. Über das Ausmaß der Hygienemaßnahmen bei der Punktion, z. B. die Dauer der Hautdesinfektion, und die Verwendung steriler Materialien gibt es keine klaren Aussagen. Ein Nadelwechsel sollte alle 7 Tage durchgeführt werden. Es empfiehlt sich folgende Vorgehensweise:

Punktion von vollimplantierten Kathetersystemen 4 Händedesinfektion (30 s) 4 Mit steriler Pinzette oder Klemme und mit hautdesinfektionsmittelgetränkten sterilen Tupfern die Punktionsstelle mindestens 1 min lang großflächig desinfizieren; Tupfer mehrmals wechseln 4 Steriles Punktionsset öffnen 4 Sterile Handschuhe vorbereiten 6

4 4 4 4 4

Erneute Händedesinfektion (30 s) Sterile Handschuhe anziehen Punktionssystem vorbereiten und entlüften Lokalisieren von Port und Membran durch Palpation Zur Punktion die desinfizierte Haut über der Portmembran mit zwei Fingern straffen und den Port mit den Fingern fixieren 4 Bei kontinuierlichen Infusionen wird die Injektionsstelle mit einem sterilen Pflaster- oder Folienverband abgedeckt (routinemäßiger Wechsel von Transparentverbänden nach 7 Tagen, von Pflasterverbänden nach 72 h) 4 Nach dem Entfernen der Nadel steriler Pflasteroder Folienverband 4 Nadelwechsel: alle 7 Tage

30.5.9

Reinigung und Desinfektion

Die Empfehlungen hinsichtlich der Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen für Bereiche, in denen schwerst immunsupprimierte Patienten betreut werden, unterscheiden sich nicht grundsätzlich von denen für Allgemeinstationen. Dennoch müssen eigens für diese Abteilungen detaillierte Reinigungs- und Desinfektionspläne erarbeitet werden, die für alle sichtbar ausgehängt werden (7 30.8). Für Intensivstationen gelten die dort üblichen Anweisungen (7 Kap. 26). Eine Reinigung findet routinemäßig zweimal täglich und bei Bedarf statt. Der Fußboden und alle Flächen (Nachttisch, Bettgestell, Infusionsständer, Bedienungsoberflächen von medizinischen Geräten) in den Patientenzimmern werden mit einem umweltfreundlichen Reiniger und dem hausüblichen Reinigungssystem geputzt. Eine regelmäßige Fußbodendesinfektion ist nicht notwendig. Für jedes Zimmer sind frische Wischtücher und Reinigungslösung zu verwenden. Nach einer Kontamination mit potenziell infektiösem Material wird sofort eine gezielte Wischdesinfektion mit einem Flächendesinfektionsmittel durchgeführt. Duschwannen werden nach jedem Patienten mit Scheuermilch gereinigt. Im Sanitärbereich ist darauf zu achten, dass die Flächen nachgetrocknet werden. Tipp Silikon- bzw. Kunststofffugen sollen regelmäßig inspiziert und bei eventuellen Belägen abgewischt werden. Bei Schimmelbefall (»Stockflecken«) müssen die Fugen erneuert werden. Nach Möglichkeit sollen wegen der Gefahr von Schimmelbildung keine Duschvorhänge eingesetzt werden. Ist dies nicht möglich, müssen die Duschvorhänge regelmäßig inspiziert und bei Schimmelbefall umgehend ausgetauscht werden.

30.7 · Hygienemaßnahmen bei weniger stark immunsupprimierten Patienten

Nach der Entlassung eines Patienten bzw. vor der Neubelegung des Zimmers sind der Fußboden, die patientennahen Flächen und das Bett einschließlich des Matratzenschonbezugs zu reinigen. Kissen und Bettdecke werden in die Wäscherei gegeben. Werden schwerst immunsupprimierte Patienten betreut, die gleichzeitig aufgrund eines positiven Nachweises von multiresistenten Erregern (MRSA, VRE) isoliert werden, gelten die speziellen, in 7 Kap. 14 aufgeführten Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen. Da insbesondere VRE und MRSA eine hohe Umweltpersistenz aufweisen und schwerst Immunsupprimierte für Infektionen mit diesen Erregern Risikopatienten darstellen, kommt in diesen Fällen der täglichen Desinfektion der patientennahen Flächen/WC sowie einer sorgfältigen Schlussreinigung mit Desinfektion der horizontalen Flächen eine besondere Bedeutung zu. Bei gehäuftem Auftreten von multiresistenten Erregern in der Abteilung empfiehlt sich der Einsatz eines speziell ausgebildeten Reinigungsteams.

30.6

Hygienemaßnahmen bei organtransplantierten Patienten

Zur präoperativen Vorbereitung soll der Patient mit den üblichen Pflegepräparaten duschen und die Haare waschen. Die Reduktion von Infektionskomplikationen durch Duschen mit antiseptischen Substanzen vor einer Organtransplantation ist wissenschaftlich nicht belegt. Eine evtl. notwendige Haarentfernung soll keinesfalls mit einem konventionellen Rasiermesser bzw. Einmalrasierer vorgenommen werden, um auch kleinste Hautläsionen zu vermeiden 7 Kap. 25). Die Narkoseeinleitung erfolgt in der gewohnten Weise, spezielle Maßnahmen wie »steriles Intubieren«, d. h. sterile Handschuhe, Laryngoskopspatel und Beatmungsschläuche sind nicht erforderlich. Postoperativ gelten auf der Intensiv- und später auf der Allgemeinstation die Hygienemaßnahmen bei schwerst immunsupprimierten Patienten. Patienten nach einer Nierentransplantation können aufgrund einer insgesamt geringeren Infektionsgefährdung bereits in den ersten postoperativen Tagen in einem Mehrbettzimmer untergebracht werden. Allerdings sollen alle weiteren Hygienemaßnahmen konsequent umgesetzt werden, insbesondere sollen diese Patienten nicht in Kontakt mit unbehandeltem Leitungswasser kommen (7 30.5.3). Patienten nach Transplantation anderer Organe (z. B. Herz, Lunge, Leber) sollen wegen einer generell höheren Infektionsgefährdung zunächst in einem Einzelzimmer untergebracht werden, das idealerweise mit einer RLT-Anlage mit endständigem HEPA-Filter ausgestattet ist (▶ 30.5.2). Nach initial schwerer Immunsuppression infolge einer intensiven immunsuppressiven Therapie verbessert sich bei komplikationslosem Verlauf der Immunstatus der transplantierten Patienten in der Regel sukzessive, sodass aus hygienischer Sicht eine

409

Verlegung in ein nicht klimatisiertes Mehrbettzimmer möglich wird. Dabei ist der Zeitpunkt der Verlegung vom individuellen klinischen Verlauf des Patienten sowie den immunologischen Verlaufsparametern (z. B. Ende der Neutropenie) abhängig. Tipp Es empfiehlt sich für Abteilungen, in denen Transplantationen durchgeführt werden, dass die Kriterien für eine Verlegung der frisch transplantierten Patienten in ein Zimmer ohne RLT unter Berücksichtigung der Art der durchgeführten Transplantation, der immunologischen Laborparameter und der verfügbaren räumlichen Voraussetzungen festgelegt werden.

Auch wenn sich das Immunsystem organtransplantierter Patienten bei komplikationslosem Verlauf wieder stabilisiert, ist durch die meist langfristige immunsuppressive Therapie von einer relevanten Immunsuppression auszugehen. Welche Hygienemaßnahmen bei diesen weniger stark immunsupprimierten Patienten durchgeführt werden sollen, wird im Folgenden beschrieben.

30.7

Hygienemaßnahmen bei weniger stark immunsupprimierten Patienten

Weniger stark immunsuprimierte Patiente sind nicht neutropen. Dennoch muss bei ihnen infolge einer immunsuppressiven Therapie oder einer Grunderkrankung von einer Immunsuppression ausgegangen werden. Während schwerst immunsupprimierte Patienten in der Regel in spezialisierten Zentren behandelt werden, erfolgt die Versorgung weniger stark immunsupprimierter Patienten häufig auf Stationen und in Ambulanzen bzw. Arztpraxen, deren Ausstattung und Hygienestandards nicht primär auf diese Patienten zugeschnitten sind. Neben organtransplantierten Patienten können Patienten mit verschiedensten Grunderkrankungen und Therapien dieser Gruppe angehören, z. B. hämatologische Patienten, rheumatologische Patienten, HIV-Patienten oder auch Patienten nach Chemo- bzw. Strahlentherapie. Häufig führt bei diesen Patienten entweder eine Exazerbation der Grunderkrankung oder das Auftreten von Komplikationen (z. B. Abstoßungsreaktion) zur stationären Aufnahme. In diesen Fällen muss stets mit einer akuten Verschlechterung des Immunstatus durch die Erkrankung selbst oder durch eine notwendige intensivierte immunsuppressive Therapie gerechnet werden. Entscheidend ist daher eine Identifizierung der Risikopatienten sowie die Evaluation des individuellen Immunstatus (7 Kap. 30.3). Generell können weniger stark immunsupprimierte Patienten im Mehrbettzimmer untergebracht werden, eine

30

410

Kapitel 30 · Immunsuppression

RLT-Anlage ist nicht notwendig. Wichtig ist bei diesen Patienten jedoch der sorgsame Umgang mit Leitungswasser. Da insbesondere Patienten nach Organtransplantation u. a. durch eine Infektion mit Legionellen gefährdet sind, muss

III

30.8

der Kontakt mit unbehandeltem Leitungswasser minimiert werden, eventuell ist die temporäre Ausstattung des Patientenzimmers (Waschbecken, Dusche) mit bakteriendichten Wasserfiltern zu erwägen.

Reinigungs- und Desinfektionsplan für Abteilungen mit immunsupprimierten Patienten

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor invasiven Maßnahmen, vor und nach Patientenkontakt (z. B. vor Blutentnahme, Injektionen, Anlage von Blasenund Venenkathetern etc.); nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen); nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben

Hautdesinfektion

Vor Punktionen etc.

Hautdesinfektionsmittel

Sprühen-wischen-sprühen-wischen (30 s)

Vor Anlage von intravasalen Kathetern, Lumbalpunktionen etc.

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (1 min)

Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektionsgefährdung (z. B. Gelenkpunktionen, KM-Punktionen)

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (3 min)

Schleimhautdesinfektion

z. B. vor Anlage von Blasenkathetern

Schleimhautdesinfektionsmittel

Unverdünnt auftragen (1 min)

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Thermisch desinfizieren Einlegen, reinigen, abspülen, trocknen

Absauggefäß inkl. Verschlussdeckel und Verbindungsschläuche

Alle 48 h, bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Flächendesinfektionsmittel

Beatmungsbeutel

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungs-und Desinfektionsautomat

Nach Kontamination, einmal täglich

Alkohol (70%) oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Drainageflaschen (Mehrweg: Redon, Bülau, Monaldi)

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Anschließend sterilisieren

Haarschneidemaschine/ Rasierapparat

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Reinigen, einlegen (10 min), trocknen oder reinigen, sterilisieren

Kühlkompresse (immer Schutzbezug verwenden)

Nach Gebrauch

Flächendesinfektionsmittel, bzw. ggf. Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Medikamentenschale

Nach Kontamination, bei Patientenwechsel

Alkohol (70%) oder Geschirrspülmaschine

Wischdesinfizieren

Blutdruckmanschette

Blutentnahmetablett (inkl. Becher)

Scherkopf bzw. Schermesser

6

Einlegen, abspülen, trocknen Staubfrei und trocken aufbewahren Ggf. reinigen Wischdesinfizieren Thermisch desinfizieren Ggf. reinigen Wischdesinfizieren Thermisch desinfizieren

411

30.8 · Reinigungs- und Desinfektionsplan für Abteilungen mit immunsupprimierten Patienten

Was Mundpflegeset Tablett/Becher/Klemme Mundpflegeklemme, Becher mit Gebrauchslösung Standgefäß mit Kornzange

Wann

Womit

Wie

Einmal täglich, bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Thermisch desinfizieren

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Einmal täglich

Reinigen, verpacken, sterilisieren

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren Thermisch desinfizieren

Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Alle 48 h

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Stauschlauch

Stethoskop Sauerstoffanfeuchter Wasserbehälter, Gasverteiler (Mehrweg, mit Aqua dest.) Industrielle Einwegprodukte Verbindungsschlauch, Maske Flowmeter

Ggf. reinigen Wwischdesinfizieren Staubfrei und trocken aufbewahren

Nach Herstellerangaben Bei Patientenwechsel, bzw. alle 7 Tage, bzw. bei Bedarf Bei Bedarf

Reinigungs- und Desinfektionsautomat Alkohol (70%)

Steckbecken/Urinflaschen

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Thermometer (bei rektalem Gebrauch Hüllen verwenden)

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Wechsel der Schutzkappe Wischdesinfizieren

Toilettenstuhl

Bei Patientenwechsel Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Trommeln (Filterwechsel nach Herstellerangabe)

Einmal täglich nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Sterilisieren

Waschschüssel

Nach Gebrauch Nach Kontamination, nach Gebrauch bei infektiösen Patienten

Ohrthermometer

Urometer

Nach Gebrauch

Geräte, Mobiliar

Zweimal täglich Nach Kontamination

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Flächendesinfektionsmittel Instrumentendesinfektionsmittel Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Reinigen Thermisch desinfizieren Zusätzl. wischdesinfizieren, mit Wasser nachspülen, trocknen Einlegen, abspülen, trocknen Reinigen Wischdesinfizieren

Aufbewahrungsboxen, Schubladen etc.

Nach Bedarf Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Badewannen, Duschen

Nach Gebrauch Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

EKG-Gerät

Einmal täglich Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Fußboden

Zweimal täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Hausübliches Reinigungssystem Wischdesinfizieren

Kühlschrank (für Lebensmittel, Medikamente oder Blut)

Bei Verschmutzung, sonst halbjährlich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Elektroden (Mehrweg), EKG-Kabel

6

30

412

Kapitel 30 · Immunsuppression

Was

Wann

Womit

Patientenbett

Nach Belegung Nach Kontamination Nach infektiösen Patienten

Bettgestell und Matratzenschonbezug reinigen Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Einmal täglich Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Mit weichem Tuch/Mull, Alkohol (70%) reinigen, wischdesinfizieren oder in Instr.-Desinfektionsmittel einlegen, abspülen, abtrocknen (Herstellerangaben beachten!); ggf. zusätzl. Einnmalhandschuh oder PE-Folie über Ultraschallkopf stülpen

Ultraschallgerät

III

Ultraschallkopf (ohne Punktion)

Waschbecken (inkl. Armaturen) Strahlregler

Wie

Zweimal täglich Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Wischdesinfizieren

Einmal pro Woche

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Geschirrspülmaschine

Nach Kontamination: nach Verunreinigung mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (7 entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (7 30.5.9 und 7 Kap. 19). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten. 4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald sie wieder trocken sind. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5% in einem verschlossenen Vorratsbehälter, z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

Literatur Anaissie EJ, Stratton SL, Dignani MC, Lee C, Summerbell RC, Rex JH, Monson TP, Walsh TJ (2003) Pathogenic molds (including Aspergillus species) in hospital water distribution systems: a 3-year prospective study and clinical implications for patients with hematologic malignancies. Blood 101: 2542–2546 CDC (2000) Guidelines for Preventing Opportunistic Infections Among Hematopoietic Stem Cell Transplant Recipients. Recommendations of CDC, the Infectious Disease Society of America, and the American Society of Blood and Marrow Transplantation. MMWR 49/10: 1–147 Dettenkofer M, Wenzler-Röttele S, Babikir R, Bertz H, Ebner W, Meyer E, Rüden H, Daschner F(2005) Hospital Infection Surveillance System for Patients with Hematologic/Oncologic Malignancies Study Group: Surveillance of nosocomial sepsis and pneumonia in patients with a bone marrow or peripheral blood stem cell transplant: a multicenter project. Clin Infect Dis 40: 926–931 Hayes-Lattin B, Leis JF (2005) Isolation in the allogeneic transplant environment: how protective is it? Bone Marrow Transplant 36: 373– 381 Humphreys H (2003) Positive-pressure isolation and the prevention of invasive aspergillosis. What is the evidence? J Hosp Infect 56: 93– 100 Kraut (2002) Einleitung. In: Fauser AA (Hrsg) Therapeutisches Vorgehen bei Fieber unklarer Genese. Uni-Med, Bremen, S 14–16 Lunceford JL (1965) Nursing care of patients in a life island isolator. ANA Clin Conf 2: 48–54 Mlangeni D, Daschner F (2004) Hygienemaßnahmen in der Hämatologie und Onkologie (Kooperation zwischen Klinik, Mikrobiologie und Hygiene). In: Adam D, Doerr HW, Link H, Lode H (Hrsg) Die Infektiologie. Springer, Berlin Heidelberg New York Tokio, S 1278 Svahn BM, Bjurman B, Myrback KE, Aschan J, Ringden O (2004) Is it safe to treat allogeneic stem cell transplanted recipients at home during the pancytopenic phase? A pilot trial. Presse Med 33: 474–478 Wilson C, Dettenkofer M, Jonas D, Daschner F (2004) Pathogen growth in herbal teas used in clinical settings: a possible source of nosocomial infection? Am J Infect Control 32: 117–119

31 31 Augenheilkunde W. Schleipen, H.-M. Just 31.1 Epidemiologie – 413

31.5 Präventionsmaßnahmen

31.2 Labordiagnostik – 414

31.5.1 Keratoconjunctivitis epidemica – 416 31.5.2 Postoperative Augeninfektionen – 417

31.3 Nichtoperationsbezogene Augeninfektionen – 415

31.6 Reinigung, Desinfektion, Sterilisation – 418

31.4 Postoperative Infektionen – 415

Auch im Bereich der Augenheilkunde gelten sowohl für stationäre als auch für ambulante Einrichtungen die Grundregeln der Hygiene, um Patienten und Personal vor exogenen Infektionen zu schützen. Besondere Bedeutung kommt dabei der Händehygiene, speziell der Händedesinfektion in der Prävention von Übertragungen relevanter, potenziell pathogener Keime sowie von nosokomialen Infektionen zu. Desinfektionsmaßnahmen an Oberflächen, Instrumenten und Geräten müssen sich an dem erforderlichen Wirkungsspektrum, der Materialverträglichkeit und den arbeitsmedizinischen Erfordernissen orientieren. Weitere hygienische Schutzmaßnahmen im stationären Bereich, wie z. B. Isolierung von Patienten, sind in der Augenheilkunde eher selten durchzuführen – wenn erforderlich, jedoch genauso konsequent wie in anderen Fachbereichen. Regelwerke, die Beachtung finden müssen, sind u. a. das Infektionsschutzgesetz (IfSG), das Medizinprodukte-

31.1

Epidemiologie

Obwohl nosokomiale Infektionen in der Augenheilkunde selten sind, haben sie einen hohen klinischen Stellenwert, da sie mit der Gefahr des Erblindens und damit erheblicher Behinderung des Patienten einhergehen. Es gibt wenig Daten zur Häufigkeit nosokomialer Augeninfektionen in Krankenhäusern. In den USA betrug im

Literatur

– 416

– 419

gesetz (MPG), die BioStoffVerordnung, berufsgenossenschaftliche Regeln (BGR) sowie die zugehörigen Ausführungsverordnungen (z. B. MPBetreibV, TRBA). Im IfSG sind u. a. Melde- und Dokumentationspflicht bei bestimmten Infektionskrankheiten, Erregern und Resistenzen festgehalten, die MPBetreibV regelt u. a. die Aufbereitung von Medizinprodukten. Empfehlungen und Leitlinien zur Infektionsprävention verschiedener nationaler und internationaler Institutionen und Fachgesellschaften, wie z. B. Robert KochInstitut (www.rki.de), Deutsche Ophthalmologische Gesellschaft (www.dog.org), Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene (www.dgkh.de), Centers for Disease Control and Prevention (www.cdc.gov), Society for Health Care Epidemiology (www.shea-online.org), können zur Beurteilung des aktuellen Wissensstandes herangezogen werden.

Zeitraum 1988–1998 laut NNISS (National Nosocomial Infection Surveillance System) der Anteil von Augeninfektionen an allen Krankenhausinfektionen 0,3%, wobei die Zahlen je nach Abteilung stark variierten (Peacock 1997). Die häufigsten Erreger waren koagulasenegative Staphylokokken (24%), Staphylococcus aureus (21%), Pseudomonas aeruginosa (11,3%), Escherichia coli (6,8%), Streptokokken (6,4%) und Candida albicans (1,6%).

414

Kapitel 31 · Augenheilkunde

Die meisten nosokomialen Augeninfektionen können in operations- und nichtoperationsbezogene Infektionen unterteilt werden. Die häufigsten Augeninfektionen, ihre Erreger und Ursachen sind im Folgenden aufgelistet.

III

Manifestationen nosokomialer Augeninfektionen Blepharitis: Entzündung der Lidränder infolge mechanischer Reizung oder bakterieller Besiedelung. Nosokomiale Infektionen treten meist als septische Absiedelungen im Rahmen von Bakteriämien auf. Häufige Erreger sind Staphylococcus aureus, Streptokokken und Pseudomonas aeruginosa. Dakrozystitis/ Dakroadenitis: Entzündung des Tränensacks bzw. der Tränendrüse (nosokomial meistens nach Operationen) durch Staphylococcus aureus, Streptokokken, Pseudomonas aeruginosa und E. coli. Endophthalmitis: Postoperative Entzündungsreaktion des Augeninneren, einschließlich des Glaskörpers. Die akute Endophthalmitis nach Kataraktoperationen wird häufig durch koagulasenegative Staphylokokken verursacht, die chronische Form nach Linsenimplantation durch Propionibacterium acnes. Sickerkisseninfektionen nach Glaukomoperationen kommen als späte Infektion mit Pneumokokken, Viridansstreptokokken, Hämophilus und Moraxellen vor. Nichtoperationsbedingt tritt die Endophthalmitis meist als metastatische Absiedelung im Rahmen einer hämatogenen Streuung bei anderer Infektion auf. Die häufigste Ursache der posttraumatischen Endophthalmitis ist Bacillus cereus. Keratitis: Entzündung der Hornhaut oft nach Augenverletzungen oder im Rahmen von Grunderkrankungen wie Diabetes mellitus, Immunsuppression. Kontaktlinsen sind das größte Risiko für die Entstehung der nicht nosokomialen Keratitis. Nosokomiale Infektionen können nach endotrachealem Absaugen bewusstseinseingeschränkter Patienten mit nachfolgender minimaler Verletzung und Kontamination des Auges durch den Absaugkatheter auftreten. Häufige Erreger sind in diesem Zusammenhang Staphylococcus aureus und Pseudomonas aeruginosa. Postoperative Infektionen nach refraktiver Chirurgie (Laserin-situ-Keratomileusis, LASIK) werden auch durch seltenen Erreger wie Mykobakterien und Nocardien verursacht. Episkleritis: Postoperative Infektion nach Netzhautfixierung. Häufige Erreger Staphylokokken, gramnegative Stäbchen. 6

Konjunktivitis: Entzündung der Augenbindehaut durch chemisch-physikalische Reize (z. B. Fremdkörper, Verletzungen, Verätzungen) oder Infektionen durch Viren (Adeno-, Coxsackie-, Herpes simplex oder VaricellaZoster-Viren), Bakterien (Staphylokokken, Corynebakterien, Streptokokken, Hämophilus, Moraxella), Chlamydien, Protozooen. Neugeborenenkonjunktivitis: Weltweit ein großes Problem. Bei der vaginalen Entbindung von der infizierten Mutter erworbene Infektion durch Neisseria gonorrhoeae oder Chlamydia trachomatis. Andere Erreger sind Staphylokokken, Streptokokken, Haemophilus, Enterobacteriaceae oder Pseudomonas aeruginosa. Keratoconjunctivitis epidemica: Durch Adenoviren; besitzt eine erhebliche Bedeutung als nosokomiale Infektion; in Gemeinschaftseinrichtungen nicht selten gehäuftes Auftreten bis hin zu Kleinepidemien (Präventionsmaßnahmen 7 31.5). Orbitalphlegmone: Postoperative periokuläre Infektion nach z. B. Strabismuskorrekturoperationen. Uveitis: Entzündung an Netzhaut, Iris, Ziliarkörper idiopathischer Ursache oder im Rahmen von Autoimmunerkrankungen, posttraumatisch oder infektiös durch Toxoplasma gondii, Zytomegalievirus (CMV), Mycobacterium tuberculosis, Candida, Toxocara canis. Bei immunsupprimierten Patienten häufig durch CMV verursacht. Als nosokomiale Infektion eher selten.

31.2

Labordiagnostik

In ambulanten Einrichtungen wird eine routinemäßige mikrobiologische Diagnostik in den meisten Fällen einer Konjunktivitis nicht durchgeführt, da die Mehrzahl der Infektionen viral bedingt sind, mit hoher Selbstheilungstendenz einhergehen und lediglich eine supportive Therapie erfordern (Barnes et al. 2005). Bei entsprechender Anamnese und Verdacht auf eine bakterielle Augeninfektion ist die kulturelle Anzucht des Erregers aus dem Konjunktivalabstrich immer zu empfehlen, nicht zuletzt, um eine gezielte Antibiotikatherapie durchzuführen. Bei dem Verdacht auf eine Neugeborenenkonjunktivitis muss die Diagnostik Bakterien, Chlamydien und Herpesviren umfassen. Da 65–90% aller Keratitiden bakteriell bedingt sind, ist bei dieser Infektion der Erregernachweis besonders wichtig. Die Anzucht des Erregers gelingt mit gleicher Häufigkeit aus Hornhautabstrichen und Hornhautabschabungen, lediglich beim Verdacht auf eine Infektion mit Pilzen oder

415

31.3 · Postoperative Infektionen

Akanthamöben ist eine Hornhautbiopsie indiziert (Barnes et al. 2005). Bei der Endophthalmitis führt außer der klinischen Symptomatik lediglich der Erregernachweis zur Diagnosebestätigung. Die höchste Nachweisrate mit 75–90% haben Kulturen von Glaskörperspülflüssigkeiten, gefolgt von Glaskörperaspiraten, bei denen in 50–75% ein Erregernachweis gelingt (Endophthalmitis Vitrectomy Study Group 1995; Donahue et al. 1993). Der Therapieerfolg der postoperativen Endolphthalmitis wird entscheidend vom Erregernachweis und von der resistenzgerechten Antibiose beeinflusst.

31.3

Nichtoperationsbezogene Augeninfektionen

Zu den Augeninfektionen, die nicht im Zusammenhang mit Operationen stehen, gehören Infektionen der Augenanhangsgebilde wie die Blepharitis und Dakryozystitis, oberflächliche Augeninfektionen wie Konjunktivitis, Keratitis oder Infektionen des Augeninneren wie Chorioretinitis und selten die Endophthalmitis. Operationsunabhängige Augeninfektionen sind hauptsächlich Schmierinfektionen, seltener werden sie durch Aerosole verursacht. Erregerübertragungen durch direkten oder indirekten Kontakt, z. B. durch die Hände des Personals bei der Versorgung von Patienten mit Infektionen, sind für die exogene Kontamination des Auges und die daraus entstehende Infektion verantwortlich. Auch kontaminierte Augentropfen, Augensalben oder Untersuchungsgeräte können zur Erregerübertragung durch indirekten Kontakt führen. Bei der Pflege von Patienten mit eingeschränkter Bewusstseinslage sind beim endotrachealen Absaugen Kontaminationen der Hornhaut möglich, wodurch es zur anschließenden Infektion des Auges mit Keimen aus dem Trachealsekret kommen kann (Wanten et al. 1998; Johnson et al. 2000). Die ortsständige Flora des Auges kann als endogenes Erregerreservoir dienen und führt z. B. nach Verletzungen zu Infektionen. Selten sind Absiedelungen im Auge als Folge einer hämatogenen Streuung von Keimen aus anderen Infektionsherden.

31.4

Postoperative Infektionen

Infektionen infolge operativer Eingriffe am Auge sind zwar selten, führen aber aufgrund der schweren Verläufe häufig zu Sehbehinderung an Patienten. Sie können alle Augenabschnitte betreffen; die schwerwiegendste Infektion ist allerdings die Endophthalmitis.

Häufigkeit Die Häufigkeit postoperativer Augeninfektionen ist abhängig von der Operationsart. Für die mikrobielle Keratitis

nach Hornhauttransplantation wurde in einer japanischen Studie eine Häufigkeit von 3,6% gefunden, mit Staphylokokken und Hefepilzen als häufigste Ursache (Wakimasu et al. 2004). Die Inzidenz der Endophthalmitis nach penetrierender Keratoplastik liegt zwischen 0,08% und 0,2%. Hierbei stellt die Kontamination der Spenderhornhaut bzw. des Spenders einen wichtigen Risikofaktor dar. Die Häufigkeit der Endophthalmitis nach Kataraktoperationen liegt nach Einführung der Phakoemulsifikation und kleiner Schnittführung in Europa bzw. in den USA bei ≤0,1%. Da die Operationsfrequenz der Kataraktoperation mit oder ohne Linsenimplantation gestiegen ist, hat die absolute Zahl der Endophthalmitisfälle zugenommen. Nach Glaukomoperationen beträgt die frühpostoperative Endophthalmitisrate ca. 0,1%. Allerdings treten die meisten Infektionen nach Glaukomoperationen nach Monaten bis Jahren auf, die Häufigkeit beträgt 0,2–0,7% (Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene 2003). Die Inzidenz der posttraumatischen Endophthalmitis nach penetrierenden Verletzungen liegt zwischen 2% und 17%. Im Vergleich zu postoperativen Endophthalmitiden ist die Prognose posttraumatischer Infektionen wesentlich schlechter.

Ursachen Sowohl exogene als auch endogene Erregerreservoire können für Infektionen verantwortlich sein. Kontamination von intraoperativ verwendeten Spüllösungen, chirurgische Instrumente und Geräte wie Operationsmikroskop, Vitrektomiegeräte, aber auch von Hornhauttransplantaten oder Kunststofflinsen sind in der Literatur als Ursache beschrieben (Eschler 2004; Janknecht u. Kappstein 1998; Morel et al. 2003). Eine viel größere Rolle bei der Infektionsentstehung als der der Umgebungskontamination kommt der körpereigenen Flora des Patienten zu. Die physiologische Besiedelung des äußeren Auges und der Tränenflüssigkeit ist ein potenzielles Erregerreservoir für postoperative Infektionen. Zur physiologischen Keimflora des Patienten gehören Staphylococcus epidermidis, Propionibakterien, Corynebakterien, seltener Staphylococcus aureus und Streptokokken. Diese Keime machen mehr als 90% der positiven Kulturen bei der postoperativen Endophthalmitis aus. Das restliche Keimspektrum umfasst Enterokokken, gramnegative Keime, Pseudomonaden und Pilze. Der klinische Verlauf hängt vom Infektionsweg, der Virulenz und Menge der inokulierten Erreger sowie der Abwehrlage des Patienten ab. Das Kammerwasser besitzt offensichtlich natürliche Abwehrmechanismen gegen eine gewisse Menge niedrig virulenter Erreger; auch bei Keimnachweis aus Vorderkammeraspiraten besteht oftmals klinisch keine Infektion. Bei der Kataraktoperation beeinflussen einige operationstechnische Faktoren das postoperative Infektionsrisiko: Schnittführung, Linsenmaterial, Injektoren zur Linsen-

31

416

Kapitel 31 · Augenheilkunde

implantation, OP-Dauer, Gewebetraumatisierung, OP-Erfahrung (Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene 2003).

31.5

III

Präventionsmaßnahmen

Die folgenden Maßnahmen zur Kontrolle und Prävention von nosokomialen Augeninfektionen entstammen aktuellen Empfehlungen verschiedener Institutionen, Fachgesellschaften und Expertenmeinungen (Robert Koch-Institut, Deutsche Ophthalmologische Gesellschaft, Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene, American Academy of Ophthalmology, Centers for Disease Control and Prevention). Für die meisten Maßnahmen am Patienten zur Prävention postoperativer Infektionen konnte keine Kategorisierung nach Evidenzkriterien gefunden werden (Peacock 1997; Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene 2003; Robert Koch-Institut 2003; Pegues et al. 2001; Liesegang 2001; Weber et al. 1999; GNPI/DGGG 2003; Ciulla et al. 2002).

Prävention nicht operationsbezogener Infektionen 5 Die Herstellerangaben zur Anwendung und Lagerung von Augenmedikamenten/-Salben/-Tropfen müssen berücksichtigt werden. 5 Lokal anzuwendende Medikamente (Augensalben und Augentropfen) sollten immer patientenbezogen appliziert werden; eine Kontamination der Medikamente durch Berührung der Augenoberfläche ist zu vermeiden. Kommt es trotzdem zu einer Kontamination, so ist die gesamte Tube/ Flasche zu verwerfen. Werden Mehrdosisbehälter für verschiedenen Patienten benutzt, so ist für jeden Patienten eine eigene Tropfpipette bzw. ein eigener Applikator zu verwenden, die nach Gebrauch zu desinfizieren sind. Bei Kontamination ist ebenfalls das gesamte Präparat zu verwerfen. 5 Um eine Erregerübertragung von Patient zu Patient bei der Lokalbehandlung von Augeninfektionen zu vermeiden, sollten vom medizinischen Personal Schutzhandschuhe getragen und eine sorgfältige Händehygiene beachtet werden. 5 Zur Vorbeugung einer Keratitis bei Patienten mit eingeschränkter Bewusstseinslage bzw. mangelndem Lidschluss ist auf eine sorgfältige Augenpflege zu achten. Insbesondere ist eine Kontamination des äußeren Auges mit Atemwegssekreten des Patienten beim endotrachealen Absaugen zu vermeiden. 5 Eine Keratitis bei Kontaktlinsenträgern wird häufig durch Pseudomonaden und andere Nonfermenter 6

(in der Regel aus kontaminierten Aufbewahrungsund Spüllösungen) oder selten durch Akanthamöben verursacht. Im Umgang mit Kontaktlinsen sollten die Anweisungen des Herstellers zur desinfizierenden Reinigung beachtet werden. 5 Die gesetzliche Vorschrift zur Durchführung der Credé-Prophylaxe mit 1%iger Silbernitratlösung gegen eine Neugeborenenkonjunktivitis mit Neisseria gonorrhoeae ist aufgehoben und kann nur im Einverständnis mit den Eltern erfolgen. Viele Kliniken empfehlen weiterhin die möglichst frühe postnatale Durchführung einer Prophylaxe, wobei auch Augentropfen mit Erythromycin oder 2,5%igem Polyvidon-Iod effektiv sind (Präparate, die in Deutschland für diese Indikation nicht zugelassen sind).

Nur eine sachgerechte Aufbereitung (Reinigung, Desinfektion bzw. Sterilisation) von Medizinprodukten (Untersuchungseinheiten, Instrumente, Ultraschallsonden etc.) verhindert eine Keimübertragung durch indirekten Kontakt während der Untersuchung oder Behandlung des Patienten (7 31.6 und Kap. 12).

31.5.1

Keratoconjunctivitis epidemica

Die Keratoconjunctivitis epidemica wird überwiegend durch Kontakt-, gelegentlich auch als Tröpfcheninfektion übertragen. Wichtigste Übertragungsfaktoren sind die kontaminierten Hände sowie kontaminierte Gegenstände, wie z. B. Handtücher, Instrumente, Tropfpipetten und Augentropfen. Eine Ansteckung kann auch direkt von Mensch zu Mensch durch eine Übertragung von Augensekreten erfolgen. Adenoviren sind sehr umweltresistent und bei Zimmertemperatur u. U. über Wochen infektiös. Eine Ansteckung ist möglich, solange das Virus in Sekreten nachweisbar ist, in der Regel während der ersten 2 Wochen der Erkrankung. Diagnostisch erfolgt der Virusnachweis mittels Nukleinsäurenachweis, Antigennachweis aus dem Konjunktivalabstrich oder Virusisolierung in Zellkulturen. Maßnahmen für Patienten und Kontaktpersonen. Patienten mit einer akuten Infektion sollten möglichst vom niedergelassenen Augenarzt betreut und nicht stationär aufgenommen werden, um das Risiko einer Ausbruchssituation zu minimieren. Im Krankenhaus müssen die Patienten über die Übertragungswege der Infektion aufgeklärt werden und entsprechende Maßnahmen einhalten (z. B. sorgfältige Händehygiene, das Vermeiden von Hand-Augen-Kontakt, das strikt patientenbezogene Benutzen von Handtüchern und anderen Hygieneartikeln, Einzelzimmerisolierung). Erkranktes medizinisches Personal ist infektiös

417

31.5 · Präventionsmaßnahmen

und sollte während bestehender klinischer Symptome nicht in der Patientenbetreuung eingesetzt werden. Hände- und Flächendesinfektion. Medizinisches Personal muss vor jeder Untersuchung oder Behandlung am Auge die Hände ordnungsgemäß desinfizieren sowie Schutzhandschuhe tragen. Zur Flächendesinfektion sind als »viruzid« gekennzeichnete Mittel zu verwenden. Instrumentendesinfektion. Da die Erreger durch augenärztliche Instrumente übertragen werden können, sollten wenn möglich berührungslos arbeitende Geräte (z. B. Tonometer) verwendet werden. Die Instrumente sind unmittelbar nach Gebrauch zu desinfizieren und müssen so zerlegt werden, dass alle kontaminierten Oberflächen für das Desinfektionsmittel zugänglich sind. Thermische Verfahren sollten stets bevorzugt werden. Auch die Teile von fest installierten Geräten, mit denen der Patient in Berührung gekommen ist (z. B. Kinn- und Stirnstützen von Spaltlampen und die dazugehörigen Griffe) müssen mit einem als »viruzid« deklarierten Desinfektionsmittel desinfiziert werden. Möglicherweise kontaminierte Wäsche (z. B. Handtücher) soll mit einem desinfizierenden Waschverfahren behandelt werden. Medikamente. Sie sind patientenbezogen zu verwenden; bei Mehrdosisbehältern soll für jeden Patienten eine eigene Tropfpipette bzw. ein Applikator benutzt werden. Letztere sind nach Gebrauch zu desinfizieren. Maßnahmen bei Ausbrüchen. Treten gehäuft Erkrankungen auf, bei denen ein epidemiologischer Zusammenhang vermutet wird, so sind Ermittlungen zur Infektionsquelle, zu Übertragungsfaktoren und Maßnahmen zur Infektionsprävention durchzuführen. Es besteht Meldepflicht nach §6 IfSG (nicht namentlich) an das Gesundheitsamt. Meldepflicht. Nach § 7 IfSG sind Patienten mit Verdacht auf akute Infektionen und mit Adenovirusnachweis im Konjunktivalabstrich namentlich von dem feststellenden Labor an das Gesundheitsamt zu melden.

31.5.2

Postoperative Augeninfektionen

Die baulichen Voraussetzungen an den Augen-OPs unterscheiden sich nicht von denjenigen allgemeinchirurgischer OP-Einheiten. Wenn aus klimaphysiologischen oder aus arbeitsmedizinischen Gründen eine raumlufttechnische Anlage (RLT) im OP installiert wird, so sind die Vorgaben der DIN 1946 Teil 4 zu beachten (7 Kap. 17).

Präoperative Maßnahmen Der Patient sollte sowohl auf das Vorliegen einer Augeninfektion untersucht werden als auch auf andere vorbeste-

hende Erkrankungen (z. B. Diabetes mellitus, Immunsuppression, manifeste Hauterkrankungen), die das Risiko einer postoperativen Infektion erhöhen. Routinemäßige mikrobiologische Untersuchungen vom Auge bei fehlenden Infektionszeichen sind nicht sinnvoll. Besteht eine Infektion, so sollte eine mikrobiologische Diagnostik durchgeführt werden und – wenn möglich – die Operation verschoben werden, bis die Infektion therapiert ist. Ist die Operation erforderlich, so sollte ggf. eine perioperative Antibiotikaprophylaxe durchgeführt werden. Das präoperative Spülen der Tränenwege sowie das Schneiden der Wimpern haben keinen Einfluss auf die postoperative Endophthalmitisrate. Die periorbitale Hautantiseptik kann mit einer 10%igen PVP-Iod-Lösung mit einer Einwirkzeit von 10 Minuten durchgeführt werden. Besteht eine Kontraindikation (manifeste Hyperthyreose), so kann ein alkoholisches Hautantiseptikum auf Äthanolbasis verwendet werden, wobei ein Kontakt des Auges wegen postoperativer Reizwirkung strikt vermieden werden muss. Die präoperative Bindehautdesinfektion mit PVP-Iod ist die einzige prophylaktische Maßnahme mit belegter Wirksamkeit in Bezug auf die Reduktion der postoperativen Endophthalmitiden.

Präoperative Antiobiotikaprophylaxe 5 Eine topische Antibiotikaprophylaxe über 3 Tage und kurzfristig 1 h präoperativ führt zu einer Reduzierung der Erregermenge im Bindehautsack. Dabei sind Aminoglykoside, Gyrasehemmer oder Kombinationspräparate (Bacitracin/Neomycin/ Polymixin B) zu empfehlen. Reservepräparate wie Vancomycin/Linezolid sollten aus Gründen der Resistenzentwicklung nicht verwendet werden. 5 Eine systemische Antibiotikaprophylaxe ist bei der Seltenheit der postoperativen Endophthalmitis nicht zu empfehlen. Ausnahmen sind penetrierende Verletzungen oder Risikofaktoren wie schlecht eingestellter Diabetes mellitus, großflächige Hautkrankheiten oder erneute Operationen am selben Auge. Die präoperative Antibiotikagabe kann z. B. mit Cefuroxim eine halbe Stunde vor OP-Beginn erfolgen. 5 Eine intraoperative Antibiotikagabe (z. B. in Spüllösungen) ist nicht zu empfehlen, da der Nutzen in Bezug auf die Senkung der Endophthalmitisrate nicht erwiesen ist. Dabei besteht die Gefahr der Überdosierung des Antibiotikums, Allergisierung und Resistenzentwicklung.

Postoperative Maßnahmen Am ersten postoperativen Tag ist der Patient auf klinische Symptome einer Infektion hin zu untersuchen, weitere Kontrolluntersuchungen können nach etwa 2–4 Tagen und

31

418

III

Kapitel 31 · Augenheilkunde

7 Tagen erfolgen. Wichtig ist, dass der Patient über die Symptome einer möglichen Infektion aufgeklärt sowie auf die Dringlichkeit einer Wiedervorstellung hingewiesen wird. Zur postoperativen Antibiotikagabe, auch z. B. eines topisches Antibiotikums, mit dem präoperativ begonnen wurde, gibt es hinsichtlich des Vermeidungspotenzials von Infektionen keine gesicherten Untersuchungen. Eine postoperative Erfassung von Infektionen ist sinnvoll, gerade auch im Hinblick auf »Ausbruchssituationen«, z. B. durch kontaminierte Spüllösungen/Implantate. Die postoperative Erfassung von Infektionen und Infektionserregern mit bestimmten Antibiotikaresistenzen ist nach §23 IfSG sowohl für Krankenhäuser als auch für ambulant Operationszentren gesetzlich verpflichtend.

31.6

Reinigung, Desinfektion, Sterilisation

Alle kritischen Medizinprodukte, d. h. Instrumente, die das Auge penetrieren, müssen sterilisiert werden. Dazu sind validierte Verfahren einzusetzen (MPBetreibV, RKI). Vor der Sterilisation muss immer eine sorgfältige Reinigung der Instrumente erfolgen, um Reste von organischem Material zu entfernen. Alle Geräte sind soweit als möglich zu zerlegen und unter einer Lupe auf Verunreinigung zu inspizieren. Je nach Materialverträglichkeit sind bei der Sterilisation thermische Verfahren zu bevorzugen. Kritische Medizinprodukte, die nicht dampfsterilisiert werden können, müssen sorgfältig gereinigt und anschlie-

ßend nach Herstellerangaben nichtthermisch sterilisiert werden (7 Kap. 12). 4 Semikritische Geräte mit direktem Kontakt zur Augenoberfläche müssen nach sorgfältiger Reinigung zumindest desinfiziert werden. Dabei sind Materialverträglichkeit und eine ausreichende Konzentration des Desinfektionsmittels zu beachten. 4 Um chemische Reizreaktionen am Auge zu vermeiden, müssen alle Instrumente nach der chemischen Desinfektion ausreichen mit sterilem Wasser gespült werden. 4 Unkritische Instrumente ohne Kontakt zur Augenoberfläche können gereinigt oder desinfiziert werden. Auch bei der Aufbereitung von semikritischen und unkritischen Medizinprodukten sind validierte Verfahren gemäß MPBetreibV einzusetzen. Da manuelle Aufbereitungsverfahren nicht validierbar sind, müssen in diesen Fällen als qualitätssichernde Maßnahmen Arbeitsanweisungen erstellt werden. Semikritische Instrumente können je nach Übertragungsrisiko unterteilt werden in solche mit niedrigem und hohem Übertragungsrisiko (Kappstein 2002). Zu ersteren gehören z. B. die Spaltlampe, Geräte zur Prüfung des Gesichtsfeldes, Glasstäbchen zur Salbenapplikation, Augenklappen oder Gitterbrillen (7 unten). Geräte, die ein hohes Übertragungsrisiko aufweisen, sind z. B. Vitrektomiegeräte mit Schlauchsysteme, Ultraschallsonden, Endoskope für Tränengangsoperationen, Tonometer, Kontaktgläser.

Semikritische Instrumente und ihre Aufbereitung Was

Wann, womit, wie

Spaltlampe

Teile ohne Patientenkontakt: reinigen Teile mit Patientenkontakt: mit Alkohol (80%) abwischen

Gerät zur Gesichtsfeldprüfung

Papierunterlage von Kinnstütze nach jedem Patienten wechseln Stirnband mit Alkohol (80%) abwischen Teile ohne Patientenkontakt: reinigen

Glasstäbchen zur Salbenapplikation

Manuell reinigen, dann sterilisieren oder in Reinigungs- und Desinfektionsmaschine (RDM) reinigen und thermisch desinfizieren

Augenklappen, Gitterbrillen

In RDM reinigen und desinfizieren

Tonometer

Nach Gebrauch mit Alkohol (80%) abwischen; mindestens einmal täglich bzw. nach Kontamination in Aldehydlösung desinfizieren

Schiötz-Geräte

Nach Gebrauch zerlegen und Stift und Auflageplatte mit Alkohol (80%) abwischen

Ultraschallsonde

Sofort nach Gebrauch mit Alkohol (80%) abwischen

Vitrektomiegerät und Silikonschläuche

Silikonschläuche nur mit sterilem Wasser reinigen, da Reinigungs- oder Desinfektionsmittel nicht sicher aus den engen Lumina entfernt werden können, mit Druckluft innen trocknen, anschließend dampfsterilisieren. Das Verbindungsstück zum Druckaufnehmer muss beim Vitrektomiegerät nach jeder Operation mit Alkohol abgewischt werden; sicherer ist die Verwendung von bakteriendichten Filtern, die täglich gewechselt werden

Endoskope zur Tränengangsoperationen

Plasmasterilisation oder manuelle Reinigung und Desinfektion

Kontaktgläser

Nach Gebrauch mit Zellstofftupfer reinigen, anschließend in Aldehydlösung desinfizieren und mit sterilem Wasser abspülen

419 Literatur

Literatur Barnes SD, Pavan-Langston D, Azar DT (2005) Eye infections. In: Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (eds) Mandell, Douglas, and Bennett’s principles and practice of infectious diseases, 6th edn. Elsevier, Philadelphia Ciulla TA, Starr MB, Masket S (2002) Bacterial endophthalmia prophylaxis for cataract surgery: an evidence-based update. Ophthalmology 109: 13–24 Deutsche Gesellschaft für Krankenhaushygiene e.V. (2003) Leitlinien zur Prophylaxe und Therapie von Endophthalmitiden. Hyg Med 11 Donahue SP, Kowalski RP, Jewart BH et al. (1993) Vitreous cultures in suspected endophthalmitis: Biopsy or vitrectomy? Ophthalmology 100: 452–455 Endophthalmitis Vitrectomy Study Group (1995) Results of the Endophthalmitis Vitrectomy Study: A randomized trial of immediate vitrectomy and of intravenous antibiotics for the treatment of postoperative bacterial endophthalmitis. Arch Ophthalmol 113: 1479 Eschler I (2004) Stenotrophomonas maltophilia induzierte Endophthalmitis. Med. Diss., LMU München Janknecht P, Kappstein I (1998) Bacterial contamination of the pressure receiver of a vetrectomy machine. Ophthalmic Surg Lasers 29: 345–347 Johnson JL et al. (2000) An unusual case of corneal perforation secondary to Pseudomonas keratitis complicating a patient’s surgical/ trauma intensive care unit stay. Am Surg 66: 972–974 Kappstein I (2002) Nosokomiale Infektionen. Prävention, LaborDiagnostik, Antimikrobielle Therapie, 2. Aufl. Zuckerschwerdt, München, S 168–173 Kattan HM, Flynn HW, Pflugfelder SC et al. (1991) Nosocomial endophthalmitis survey: Current incidence of Infection after intraocular surgery. Ophthalmology 98: 227–238 GNPI/DGGG (2003) Leitlinie der Gesellschaft für Neonatologische und Pädiatrische Intensivmedizin und der Deutschen Gesellschaft für Gynäkologie und Geburtshilfe. Liesegang TJ (2001) Use of antimicrobials to prevent postoperative infection in patients with cataracts. Curr Opin Ophthalmol 12: 68–74 Morel P et al. (2003) Bacterial contamination of a cornea tissue bank: implications for the safety of graft engineering. Cornea 22: 221–225 Peacock JE (1997) Eye Infection. In: Wenzel RP (ed). Prevention and control of nosocomial infection. 3rd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 977–993 Pegues DA, Hoffmann KL, Durand ML (2001) Ophthalmology. In: Infection control reference service, 2nd edn. Saunders, Philadelphia, pp 533–547 Robert Koch-Institut (2003) RKI-Ratgeber Infektionskrankheiten: Keratoconjunctivitis epidemica und andere Konjunktivitiden durch Adenoviren. http://www.rki.de Wakimasu K et al. (2004) A retrospective analysis of infection after corneal transplantation. Nippon Ganka Gakkai Zasshi 108: 354–358 Wanten GJ et al. (1998) Ocular infection by Pseudomonas aeruginosa in a mechanically ventilated patient. Ned Tijdschr Geneeskd 142: 1615–1617 Weber DJ, Durand M, Rutala WA (1999) Nosocomial ocular infections. In Mayhall GC (ed) Hospital epidemiology and infection control, 2nd edn. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 287–299

31

32 Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde W. Ebner 32.1 Allgemeines – 420 32.2 Spezielle Hygienemaßnahmen – 421 32.2.1 32.2.2 32.2.3 32.2.4 32.2.5 32.2.6

HNO-Behandlungseinheit – 421 Medikamentenzerstäuber – 421 Absaugsystem – 421 Instrumentenaufbereitung – 422 Flexible und starre Endoskope – 422 Tracheostomapflege und Wechsel der Trachealkanüle – 422 32.2.7 Nasen- und Ohrentropfen – 423

32.3 Hygiene im Operationssaal und Antibiotikaprophylaxe – 423 32.3.1 Perioperative Antibiotikaprophylaxe – 423

Obwohl die Zahl nosokomialer Infektionen in HNOKliniken im Vergleich zu anderen Fächern gering ist, bedeutet dies nicht, dass es bei der Versorgung von HNO-Patienten keine Infektionsgefahren gibt, denen mit adäquaten Hygienemaßnahmen begegnet werden muss. Gerade die Konzentration auf sinnvolle Hygienemaßnahmen und das Weglassen sinnloser Hygienerituale stellen einen wichtigen Beitrag zur ökonomischen und ökologischen Qualitätssicherung in Krankenhaus und Praxis dar.

32.1

Allgemeines

Die Rate nosokomialer Infektionen in einer HNO-Klinik wird in einer Studie von Daschner (1981) mit 0,5% angegeben (bei einer durchschnittlichen Infektionsrate von 4,4% für das gesamte Klinikum). In einer weiteren prospektiven Studie von Vossing et al. (1996) liegt die Rate mit 15,4% deutlich höher. Allerdings wurden in dieser Studie nosokomiale Infektionen lediglich in einer operativen HNOAbteilung erfasst, und nahezu 2 Drittel aller Infektionen waren Wundinfektionen. Obwohl die Zahl nosokomialer Infektionen in HNO-Kliniken im Vergleich zu anderen

32.3.2 Antibiotikaprophylaxe bei Schädelbasisfrakturen – 423 32.3.3 Antibiotikaprophylaxe bei Nasentamponaden – 423

32.4 Creutzfeld-Jakob-Krankheit in der HNO-Heilkunde – 423 32.5 Beispiele für Arbeitsanweisungen

– 424

32.5.1 Manuelle Reinigung und Desinfektion von starren und flexiblen Optiken – 424 32.5.2 Aufbereitung von Trachealkanülen – 424

Literatur – 424

Fächern also gering ist, bedeutet dies nicht, dass es bei der Versorgung von HNO-Patienten keine Infektionsgefahren gibt, denen mit adäquaten Hygienemaßnahmen begegnet werden muss. Lowry et al. (1988) berichten über einen Ausbruch einer Otitis media mit Mycobacterium chelonae, verursacht durch mangelhafte Aufbereitung HNO-ärztlichen Instrumentariums. Mycobacterium chelonae war auch die Ursache eines Ausbruchs postoperativer Infektionen durch inadäquat aufbereitetes OP-Instrumentarium für Rhinoplastiken (Soto et al. 1991). Vor allem Otoskope und Rhinoskope werden durch mangelhafte Aufbereitung zu potenziellen Vektoren von Krankheitserregern (Cohen et al. 1998; Kutter et al. 2000; Lowry u. Jarvis 1991; Matalon et al. 1997; Powell et al. 2003). Hier scheint insbesondere der ambulante Bereich betroffen zu sein (Kutter et al. 2000; Powell et al. 2003). Zudem führte die Einführung neuer diagnostischer und therapeutischer Verfahren vor allem im Bereich der Endoskopie zu einem Anstieg des Übertragungsrisikos für nosokomiale Infektionen (Geiss u. Hörmann 1998). Bezüglich der Präventionsmaßnahmen für die wichtigsten nosokomialen Infektionen sei auf die entsprechenden Kapitel verwiesen (Pneumonie 7 Kap. 5, Venenkatheterinfektion 7 Kap. 7, Wundinfektion 7 Kap. 6); abteilungsübergreifende Standardhygienemaßnahmen sind in 7 Kap. 24 beschrieben.

421

32.2 · Spezielle Hygienemaßnahmen

32.2

Spezielle Hygienemaßnahmen

32.2.1

HNO-Behandlungseinheit

HNO-Behandlungseinheiten verschiedener Hersteller können sich in ihrem Aufbau wesentlich unterscheiden. Im Folgenden werden deshalb lediglich Grundzüge des hygienischen Umgangs mit diesen Einheiten benannt. Für Detailfragen müssen immer auch Herstellerangaben berücksichtigt werden. Die Verkeimung des Wassers in HNO-Behandlungseinheiten, welche in aller Regel mit dem Leitungssystem der jeweiligen Klinik bzw. Praxis verbunden sind, kann ein hygienisches Problem darstellen. In dem unter Umständen weit verzweigten Wasserleitungssystem einer Klinik entsteht ein Biofilm aus vorwiegend organischen Substanzen, ein Nährboden für Mikroorganismen, der auch das in einwandfreiem Zustand angelieferte Leitungswasser mikrobiell kontaminiert und so – im Falle von Spülungen – eine potenzielle Infektionsgefahr vor allem für immunsupprimierte und multimorbide Patienten darstellt. In Krankenhäusern und Arztpraxen wurden in Untersuchungen an medizinisch-technischen Geräten wasserliebende Keime (vor allem Pseudomonaden, Stenotrophomonas maltophilia, Sphingomonas spp., Acinetobacter spp. u. a.) in Keimzahlen von 104–108/ml gefunden, die als opportunistisch pathogen gelten (Ziegler et al. 1997). Pseudomonas aeruginosa wird in über 90% der Fälle von Entzündungen des äußeren Gehörgangs gefunden. Vor allem Diabetiker und immunsupprimierte Patienten sind gefährdet, das Krankheitsbild einer Otitis externa maligna mit fatalen Folgeschäden zu entwickeln (Rubin Grandis et al. 2004). Deshalb sollte man bei diesen Patientengruppen auf Ohrspülungen generell verzichten, da diese als Ursache für eine Otitis externa maligna schon beschrieben wurden (Zikk et al. 1991). Auch bei perforiertem Trommelfell sollten Ohrspülungen im Hinblick auf das Risiko einer Otitis media unterlassen werden. Besteht die HNO-ärztliche Indikation einer Spülung des äußeren Gehörgangs bei nicht intaktem Trommelfell (Gross et al. 2000), so sollte dafür ausschließlich ein separates Aggregat verwendet werden, das die Verwendung von beispielsweise steriler isotoner Kochsalzlösung erlaubt. Tipp Zur Reduktion der Keimbelastung der Spüleinheit empfiehlt es sich, nach längerer Standzeit (z. B. über das Wochenende) das Wasser vor der ersten Benutzung ca. 10 Minuten vorlaufen zu lassen. Nach kurzer Standzeit ist ein Vorlauf von 2–3 Minuten ausreichend, um die Keimzahl deutlich zu reduzieren.

Der Einsatz eines Keimfilters ist ebenfalls möglich. Jedoch bedarf diese Maßnahme – je nach Behandlungseinheit –

verschiedener technischer Lösungen; unter Umständen kann die Behandlungseinheit für den Einsatz eines Filters auch technisch nachgerüstet werden. In jedem Fall ist der Einsatz eines Filters mit relativem Aufwand verbunden (regelmäßiger Wechsel bzw. Wartung) (Amin-Sharifi 2000). Wird in einer Klinik oder Praxis in der Regel auf Ohrspülungen verzichtet, dann sollte auch nicht in Ausnahmefällen gespült werden, da bei weitgehender Nichtbenutzung der Spüleinheit die Verkeimung der wasserführenden Systeme besonders hoch ist. Die Oberflächen der Behandlungseinheit werden in einem sinnvollen Intervall (mindestens jedoch einmal pro Woche) gereinigt. Im gleichen Intervall sollten auch die Instrumentenschalen ausgeräumt und gereinigt werden, ebenso das Mikroskop. Bei Kontamination mit (potenziell) infektiösem Material erfolgt eine sofortige Wischdesinfektion mit einem Flächendesinfektionsmittel oder mit 70%igem Alkohol.

32.2.2

Medikamentenzerstäuber

Vor dem Befüllen werden die Medikamentenzerstäuber sterilisiert. Anschließend werden sie mit dem Medikamentennamen und dem Verfallsdatum des Medikaments versehen. Der Sprühansatz wird nach jedem Patienten gewechselt und – falls kein Einwegprodukt – nach einem standardisierten Verfahren aufbereitet (7 32.2.4).

32.2.3

Absaugsystem

Nach jeder Benutzung am Patienten wird der Sauger entfernt und der Absaugschlauch mit Wasser durchspült (Anschluss an der Behandlungseinheit). Es empfiehlt sich, einmal täglich das System durchzuspülen, um der Biofilmbildung vorzubeugen. Hierzu genügt die Verwendung eines Geschirrspülmaschinenreinigers. Der Einsatz von Desinfektionsmitteln ist unnötig und ohne Effekt, da die kurze Einwirkzeit eine adäquate Desinfektion nicht zulässt. Der Sekretauffangbehälter sollte in sinnvollen Intervallen (z. B. jeden zweiten Tag) geleert und vorzugsweise thermisch in einer Reinigungs- und Desinfektionsmaschine (RDM) aufbereitet werden. Bei Behältern, aus denen das Sekret direkt in den Abfluss abgesaugt wird, kann das Intervall für die Aufbereitung entsprechend verlängert werden (z. B. einmal pro Woche). Wird zwischen Sauger und Absaugschlauch noch ein Saugeransatz zwischengeschaltet, so sollte dieser einmal täglich bzw. direkt nach sichtbarer Kontamination der Außenfläche ausgewechselt und vorzugsweise thermisch in einer RDM aufbereitet werden. Der Sekretfilter kann unter fließendem Wasser gereinigt werden. Ideal ist aber auch hier die thermische Aufbereitung in einer RDM.

32

422

Kapitel 32 · Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde

32.2.4

Instrumentenaufbereitung

HNO-ärztliches Instrumentarium muss in der Regel desinfiziert, nicht sterilisiert werden, da es in primär besiedelten Körperöffnungen zum Einsatz kommt (7 Kap. 12; s. auch die Empfehlungen des Robert Koch-Instituts 2001).

III

! Cave Die manuelle Aufbereitung des Instrumentariums mit Einlegen der gereinigten Instrumente in Desinfektionsmittel sollte nicht mehr praktiziert werden.

Jedoch sollte beachtet werden, dass bei Instrumenten mit Lumina (enge Ohrtrichter, Nasensauger, Zerstäuberaufsätze etc.) eine manuelle Vorreinigung stattfinden muss, wenn die RDM nicht den Anschluss jedes Instrumentenlumens an eine eigene Spüldüse erlaubt (was in der Regel der Fall ist). Die manuelle Vorreinigung geschieht am besten mit Wasser aus der Druckpistole, bei hartnäckigen Verunreinigungen kann ein vorheriges Einlegen in einer Reinigungslösung notwendig sein. Instrumente, die feucht aus der RDM kommen, müssen nachgetrocknet werden (Lumina mit Hilfe von Druckluft). Tipp Für viele HNO-Arztpraxen, für die sich die Anschaffung einer RDM nicht lohnt, ist die manuelle Reinigung, Trocknung und anschließende Dampfsterilisation (Instrumente in offenen Siebschalen) die adäquate Aufbereitungsmethode.

Die RDM-Programme sollten zur thermischen Desinfektion auf eine Temperatur von 80°C und eine Haltezeit von 10 Minuten eingestellt werden. Höhere Haltezeiten bzw. Temperaturen sind nicht erforderlich, sondern erhöhen die Kosten und belasten unnötig die Umwelt (Nationales Referenzzentrum für Krankenhaushygiene 1999). Um eine unnötige Kontamination der Instrumente auf der Behandlungseinheit zu vermeiden, empfiehlt es sich, bei Tätigkeiten, die mit Verspritzen von (potenziell) infektiösem Material einhergehen (vor allem Stillen von Nasenbluten), das benötigte Instrumentarium vorzurichten und die übrigen Instrumente abzudecken.

32.2.5

Flexible und starre Endoskope

Endoskope ohne Lumina Die flexiblen und starren Endoskope ohne Lumina (reine Optiken) sollten vorzugsweise (chemo-)thermisch in einer RDM aufbereitet werden. Eine manuelle Vorreinigung empfiehlt sich bei starker Verschmutzung mit zähem Sekret bzw. wenn die Optik nicht sofort in die RDM gegeben werden kann (7 32.5.1, 7 Kap. 34).

Endoskope mit Lumina Endoskope mit Lumina sollten nach manueller Vorreinigung (Durchbürsten der Kanäle) grundsätzlich nur noch chemothermisch in einer Endoskop-RDM aufbereitet werden (manuelle Aufbereitung 7 Kap. 34). Auch Lupenlaryngoskope mit Luftinsufflationskanal werden wie Endoskope mit Kanälen behandelt, da auch der Insufflationskanal – analog den Biopsie-, Saug- und Spülkanälen anderer Endoskope – nach jeder Anwendung am Patienten desinfiziert werden muss (Geiss u. Hörmann 1998).

32.2.6

Tracheostomapflege und Wechsel der Trachealkanüle

Es gibt eine Fülle verschiedener Trachealkanülen aus unterschiedlichsten Materialien. Bei der Aufbereitung von Trachealkanülen müssen deshalb immer auch Herstellerangaben zur Verträglichkeit des Materials gegenüber Desinfektionsmitteln beachtet werden. Als Grundregel für die Aufbereitung kann gelten: Trachealkanülen, die bei frisch tracheotomierten Patienten eingesetzt werden, müssen steril sein, weil die Wunde in diesem Stadium wie eine frische Operationswunde an einer anderen Körperstelle zu betrachten ist. Deshalb müssen auch alle Manipulationen am Tracheostoma unter aseptischen Bedingungen durchgeführt werden. Ist die Tracheostomawunde verheilt, genügt es, die Trachealkanüle gründlich zu reinigen, vorausgesetzt, sie wird wieder beim selben Patienten eingesetzt. Eine Arbeitsanweisung zur Kanülenaufbereitung bei Patientenwechsel bzw. zur Aufbereitung patientenbezogener Kanülen findet sich am Ende dieses Kapitels (7 32.5.2).

Wechsel der Trachealkanüle beim frisch tracheotomierten Patienten Erforderliches Material 5 Einmalhandschuhe (PE) oder Pinzette 5 Nierenschale zum Ablegen der Trachealkanüle und des Verbandes 5 Sterile Handschuhe, sterile Pinzette 5 Sterile Kompressen oder sterile Watteträger zum Reinigen und Desinfizieren der Wundränder 5 Nach Bedarf: PVP-Iod-Lösung, Wundsalbe, Gleitmittel 5 Steriles Metallschälchen für Desinfektionsmittel 5 Killian-Spekulum 5 Sterile Kompressen, geschlitzte Kompresse 5 Sterile Trachealkanüle (Ersatzkanüle bereitlegen) 5 Führungsstab 5 Fixierband 6

423

32.4 · Creutzfeldt-Jakob-Krankheit in der HNO-Heilkunde

Vorgehen 5 Händedesinfektion 5 Verband mit Einmalhandschuhen oder Pinzette entfernen 5 wenn erforderlich, zunächst endotracheal absaugen 5 Trachealkanüle entfernen und in Nierenschale ablegen 5 Bei Bedarf Wundränder mit Metallsaugrohr absaugen 5 Einmalhandschuhe ausziehen, anschließend Händedesinfektion 5 Sterile Handschuhe anziehen 5 Tracheostomarand mit steriler Kompresse oder sterilem Stieltupfer und Hautdesinfektionsmittel (z. B. PVP-Iod-Lösung) reinigen und desinfizieren 5 Killian-Spekulum und Trachealkanüle (evtl. mit Führungsstab) unter aseptischen Bedingungen anreichen lassen 5 Sterile Kanüle vorsichtig einsetzen 5 Sterile Schlitzkompresse unterlegen 5 Kanüle mit Band fixieren

32.2.7

Nasen- und Ohrentropfen

Beim Umgang mit Nasen- und Ohrentropfen und Antibeschlaglösungen muss die Kontamination der Flasche und damit des Flascheninhalts vermieden werden. Da eine akzidentielle Kontamination nicht immer auszuschließen ist, sind kleinere Abfüllungen von Nasen- und Ohrentropfen großen Gebinden vorzuziehen. Dies ist zwar teurer, aus Gründen des Patientenschutzes aber zu empfehlen (Ebner et al. 2000b).

32.3

Hygiene im Operationssaal und Antibiotikaprophylaxe

Es gelten die Regeln der OP-Saal-Hygiene (7 Kap. 25). In einem weiteren Sinne gehört auch die Antibiotikaprophylaxe – sowohl innerhalb als auch außerhalb des OP-Bereichs – zu den infektionsverhütenden Maßnahmen.

32.3.1

Perioperative Antibiotikaprophylaxe

Die einzige gesicherte Indikation für eine perioperative Antibiotikaprophylaxe im HNO-Bereich ist die Karzinomchirurgie, wenn hierbei der obere Respirationstrakt eröffnet wird. Hier konnte gezeigt werden, dass eine Antibiotikaprophylaxe das Risiko einer postoperativen Infektion signifikant reduzieren kann (Shapiro 1991; Velanovich 1991).

In Frage kommen dafür beispielsweise ein Basiscephalosporin in Kombination mit Metronidazol, ferner Clindamycin oder ein β-Laktam-Antibiotikum in Kombination mit einem β-Laktamase-Inhibitor. Das Antibiotikum sollte dabei – wie bei jeder perioperativen Prophylaxe – unmittelbar präoperativ gegeben werden. In der Regel ist eine Eindosisprophylaxe ausreichend, bei sehr langen Eingriffen jedoch ist eine zweite intraoperativ verabreichte Dosis etwa 3–4 Stunden nach der ersten Dosis sinnvoll. Postoperativ soll die Prophylaxe nicht weitergeführt werden (Ebner et al. 2000a).

32.3.2

Antibiotikaprophylaxe bei Schädelbasisfrakturen

Obwohl oftmals praktiziert, ist die antibiotische Prophylaxe bei Schädelbasisfrakturen mit oder ohne Liquorrhö in ihrer Wirksamkeit nicht belegt (Daschner 1998; Infection in Neurosurgery Working Party of the British Society for Antimicrobial Chemotherapy 1994; Tolsdorff 1993).

32.3.3

Antibiotikaprophylaxe bei Nasentamponaden

Die bei liegenden Nasentamponaden (Epistaxis, Septumchirurgie) häufig zwar nicht mehr praktizierte, in vielen HNO-Lehrbüchern aber noch geforderte Antibiotikaprophylaxe ist in ihrer Wirksamkeit durch Studien nicht belegt. Die einzige verfügbare Studie (Derkay et al. 1989) ist aufgrund mangelnder Patientenzahlen nicht aussagekräftig.

32.4

Creutzfeldt-Jakob-Krankheit in der HNO-Heilkunde

Im Rahmen des Auftretens der mit der bovinen spongioformen Enzephalopathie (BSE) assoziierten sog. neuen Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (vCJK) stellen sich für die HNO-Heilkunde ganz besondere Probleme. Von den Prionen der vCJK ist bekannt, dass sie sich schon vor einer zerebralen Manifestation lymphatisch, also auch in den Tonsillen, exprimieren. Mit einer Verbreitung von vCJK u. a. durch die sehr häufig durchgeführten Tonsillektomien und Adenotomien muss also gerechnet werden. Dies führte in Großbritannien zu der Empfehlung, für diese chirurgischen Eingriffe nur noch Einmalinstrumentarium zu verwenden. Aufgrund der viel häufigeren postoperativen Komplikationen wurde diese Empfehlung jedoch wieder zurückgenommen (Maheshwar et al. 2003; Nix 2003). Mauz et al. (2003) berichten dagegen von nicht erhöhten Komplikationsraten bei Verwendung von Kunststoff-Einmalinstrumenten aus Hochleistungspolymer. Allerdings beobachteten sie lediglich 96 Eingriffe (Tonsillektomien und Adenotomien).

32

424

Kapitel 32 · Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde

In Deutschland besteht zurzeit keine Empfehlung zur Verwendung von Einmalinstrumenten bei HNO-chirurgischen Eingriffen im Hinblick auf vCJK. Es gelten daher die allgemeinen Empfehlungen des Robert Koch-Instituts (7 Kap. 12).

III

32.5

Beispiele für Arbeitsanweisungen

32.5.1

Manuelle Reinigung und Desinfektion von starren und flexiblen Optiken

> 5 Immer mit Einmalhandschuhen arbeiten! 5 Nach dem Ausziehen von Einmalhandschuhen: Händedesinfektion!

Reinigung

4 Nach der Untersuchung den Einführungsteil der Optik mit Zellstoff von grober Verunreinigung säubern 4 Unter fließendem, lauwarmem Wasser gut abspülen und mit einem sauberen Tuch trocknen 4 Bei grober Verschmutzung oder angetrockneten Sekretresten in Instrumentenreiniger (Herstellerangaben beachten) einlegen, anschließend unter fließendem Wasser gut abspülen und mit sauberem Tuch trocknen Desinfektion mit Instrumentendesinfektionsmittel (Konzentrationsangaben des Herstellers und Einwirkzeiten beachten!) 4 Optik einschl. fest montierten Lichtleitkabels vollständig in das Desinfektionsmittel einlegen. Lichtleitkabel, die von der Optik getrennt werden können, mit 70%igem Alkohol abwischen 4 Desinfektionsmittel gründlich mit Leitungswasser abspülen 4 Mit einem sauberen Tuch oder einer Kompresse gründlich trocknen 4 Mit 70%igem Alkohol abwischen

Kanülenaufbereitung bei Patientenwechsel Reinigung (cave: zu lange Einlegezeiten schädigen das

Material) 4 Grobe Verschmutzung mit Wasser abspülen 4 Kanüle in Einzelteile zerlegen, Prüfung auf Materialschäden 4 10 min in Reinigungslösung 4 Alle Teile der Kanüle mit Bürste reinigen 4 Gründlich mit Leitungswasser abspülen 4 Mit sauberer Kompresse oder weichem Tuch trocknen (ggf. mit Druckluft) 4 Staubfrei lagern (z. B. in Kompresse, ermöglicht Verdunsten von Restfeuchtigkeit) Sterilisation (je nach Materialverträglichkeit)

4 in Dampf: Silberkanüle in Folie einschweißen 4 Plasmasterilisation: in Spezialfolie einschweißen

Patientenbezogene Kanülen 4 Bei frischem Tracheostoma (offene Wunde) immer sterilisierte Trachealkanüle verwenden 4 Bei intaktem Tracheostoma kann die Kanüle nach der Reinigung/Trocknung (s. oben) wieder eingesetzt werden 4 Bei infiziertem Tracheostoma soll nach Möglichkeit jedes Mal eine desinfizierte/sterilisierte Kanüle verwendet werden. Die Desinfektion kann mit 70%igem Alkohol erfolgen (10 min einlegen, trocknen)

Aufbereitung der Reinigungsbürste Bürsten täglich aufbereiten

4 Vorzugsweise Thermodesinfektion (Zentralsterilisation, stationseigene Reinigungs- und Desinfektionsmaschine) 4 Oder in Instrumentendesinfektionsmittel einlegen, danach gründlich mit Leitungswasser spülen, trocknen

Literatur

Aufbewahrung

4 Starre Optiken: staubfrei und trocken in geschlossenem Behälter. Werden die starren Optiken in den dafür vorgesehenen Köchern der Behandlungseinheit aufbewahrt, so sollten die Köcher in regelmäßigen Abständen (mindestens einmal pro Woche) gereinigt werden 4 Flexible Optiken: im Transportkoffer (Einführungsteil in einer Schutzhülle oder in sauberem Tuch aufbewahren)

32.5.2

Aufbereitung von Trachealkanülen

> 5 Immer mit Einmalhandschuhen arbeiten! 5 Nach dem Ausziehen von Einmalhandschuhen: Händedesinfektion!

Amin-Sharifi DA, Ebner W, Daschner F, Frank U (2000) Reduktion der Keimbelastung in HNO Behandlungseinheiten durch Membranfilter. HNO 48: 54–58 Cohen HA, Liora H, Paret G, Lahat E, Kennet G, Barzilai A (1998) Aurioscope earpieces – a potential vector of infection? Int J Pediatr Otorhinolaryngol 45: 47–50 Daschner F (1981) Krankenhausinfektionen in einem Universitätsklinikum. Dtsch Med Wochenschr 106: 101–105 Daschner F (1998) Ist Antibiotikaprophylaxe bei Liquorrhoe sinnvoll? HNO 46: 839 Derkay CS, Hirsch BE, Johnson JT, Wagner RL (1989) Posterior nasal packing. Are intravenous antibiotics really necessary? Arch Otolaryngol Head Neck Surg 115: 439–441 Ebner W, Forster DH, Rüden H, Daschner F (2000a) Evidenzbasierte Empfehlungen zur perioperativen Antibiotikaprophylaxe. Chirurg 71: 912–917 Ebner W, Laszig R, Hauer TH, Rüden H, Daschner F (2000b) Sinnvolle und nicht sinnvolle Hygienemaßnahmen. HNO 48: 693–699

425 Literatur

Geiss HK, Hörmann K (1998) Hygiene in der HNO. HNO 46: 695–698 Gross RD, Burgess LP, Holtel MR, Hall DJ, Ramsey M, Tsai PD, BirkmirePeters D (2000) Saline irrigation in the prevention of otorrhea after tympanostomy tube placement. Laryngoscope 110: 246–249 Infection in Neurosurgery Working Party of the British Society for Antimicrobial Chemotherapy (1994) Antimicrobial prophylaxis in neurosurgery and after head injury. Lancet 344: 1547–1551 Kutter J, Blanc D, Lang FJ (2000) (Residual bacterial contamination of rhinoscopes used in ENT consultation after cleaning with a pad impregnated with a disinfectant). Schweiz Med Wochenschr 125 (Suppl): 48S–51S Lowry PW, Jarvis WR (1991) Use of tap water and disinfection practices in outpatient settings. A survey of otolaryngologists. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 117: 886–888 Lowry PW, Jarvis WR, Oberle AD, Bland LA, Silberman R, Bocchini JA Jr, Dean HD, Swenson JM, Wallace RJ Jr (1988) Mycobacterium chelonae causing otitis media in an ear-nose-and-throat practice. N Engl J Med 319: 978–982 Maheshwar A, De M, Browning ST (2003) Reusable versus disposable instruments in tonsillectomy: a comparative study of outcomes. Int J Clin Pract 57: 579–583 Matalon A, Mayan R, Beni S, Barzilai A, Cohen H, Amir J (1997) Stethoscopes and otoscopes – a potential vector of infection? Family Practice 14: 446–449 Mauz PS, Tropitzsch A, Dworschak M, Plinkert PK (2003) Kunststoff-Einmalinstrumente aus Hochleistungspolymer bei Tonsillektomien und Adenotomien. HNO 51: 405–413 Nationales Referenzzentrum für Krankenhaushygiene (1999) Anwendung von Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen in Krankenhaus und Praxis. Krh Hyg Inf Verh 21: 22–28 Nix P (2003) Prions and disposable surgical instruments. Int J Clin Pract 57: 678–680 Powell S, Perry J, Meikle D (2003) Microbial contamination of nondisposable instruments in otolaryngology out-patients. J Laryngol Otol 117: 122–125 Robert Koch-Institut (2001) Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten. Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert Koch-Institut (RKI) und des Bundesinstitutes für Arzneimittel und Medizinprodukte (BfArM). Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 44: 1115–1126 Rubin Grandis J, Branstetter BF 4th, Yu VL (2004) The changing face of malignant (necrotising) external otitis: clinical, radiological, and anatomic correlations. Lancet Infect Dis 4: 34–39 Shapiro M (1991) Prophylaxis in otolaryngologic surgery and neurosurgery: a critical review. Rev Infect Dis 13 (Suppl 10): S858–868 Soto LE, Bobadilla M, Villalobos Y, Sifuentes J, Avelar J, Arrieta M, Ponce de Leon S (1991) Post-surgical nasal cellulitis outbreak due to Mycobacterium chelonae. J Hosp Infect 19: 99–106 Tolsdorff P (1993) Reinigung und Desinfektion von Endoskopen in Praxis und Ambulanz. Laryngorhinootologie 72: 467–472 Velanovich V (1991) A meta-analysis of prophylactic antibiotics in head and neck surgery. Plast Reconstr Surg 87: 429–434 Vossing M, Eckel HE, Schlesinger-Raab A, Guntinas-Lichius O, Jansen B (1996) Nosokomiale Infektionen in der Kopf-Hals-Chirurgie. 2. Eine prospektive Studie. HNO 44: 85–88 Ziegler P, Heilmann HP, Oehler L (1997) Zur Problematik der bakteriellen Kontamination medizinisch-technischer Geräte. Krh Hyg Inf Verh 19: 21–23 Zikk D, Rapoport Y, Himelfarb MZ (1991) Invasive external otitis after removal of impacted cerumen by irrigation. N Engl J Med 325: 969–970

32

33 Zahnmedizin U. Frank 33.1 Allgemeine Hygienemaßnahmen am Patienten – 426

33.3.3 Übertragungsinstrumente – 429 33.3.4 Abformmaterialien – 430 33.3.5 Röntgen – 431

33.2 Hygienemaßnahmen für das Behandlungsteam – 426

33.4 Entsorgung von Abfällen – 431

33.2.1 Händehygiene – 427 33.2.2 Handschuhe – 427 33.2.3 Schutz vor Kontamination

33.5 Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Zahnmedizin – 431

– 427

Literatur – 432

33.3 Reinigung, Desinfektion, Sterilisation – 428 33.3.1 Handinstrumente – 429 33.3.2 Rotierende Instrumente – 429

Der Infektionsschutz in der Zahnmedizin, der Patienten, Zahnärzte und zahnärztliches Hilfspersonal sowie auch das Laborpersonal im Dentallabor vor gesundheitlichen Schäden bewahren soll, stellt hohe Anforderungen an das Problem- und Verantwortungsbewusstsein der Beteiligten. Aufgrund der Besonderheiten der zahnärztlichen Behandlung findet man in dieser Disziplin vielfältige Infektionsmöglichkeiten. Die Infektionsrisiken lassen sich durch eine sorgfältige Anamnese, evidenzbasierte Hygienemaßnahmen, Methoden der Arbeitssystematik (Grundregeln der Nichtkontamination) sowie durch anerkannte Technologien entscheidend verringern. Die aktuellen Anforderungen an die Hygiene in der Zahnmedizin wurden von der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut (1999) sowie von den Centers for Disease Control and Prevention (2003) formuliert. In dem vorliegenden Kapitel werden die wichtigsten Voraussetzungen und Maßnahmen zum Infektionsschutz in der Zahn-, Mund- und Kieferheilkunde aufgeführt.

33.1

Allgemeine Hygienemaßnahmen am Patienten

Auch in der Zahnmedizin sollte, zumindest bei Erstbehandlung eines Patienten, eine sorgfältige Anamnese erhoben werden. Spezielle Fragestellungen, z. B. bezüglich der

Einnahme von Medikamenten (Antiinfektiva, Zytostatika), bestehender oder durchgemachter Erkrankungen, insbesondere Infektionskrankheiten (Hepatitis, Herpes, Tuberkulose, HIV-Infektion), oropharyngealer Gewebeläsionen, Adenopathien, Gewichtsverlust usw. sind für die Infektionskontrolle wichtig. Man muss sich darüber im Klaren sein, dass natürlich aufgrund der Anamnese allein nicht alle Patienten mit übertragbaren Erkrankungen erfasst werden. Bei Verdacht auf eine bestehende Infektions- oder Systemerkrankung kann daher eine allgemeinmedizinische Untersuchung vor der zahnärztlichen Behandlung indiziert sein.

33.2

Hygienemaßnahmen für das Behandlungsteam

Das Behandlungsteam hat die Pflicht, sowohl den Patienten als auch sich selbst durch entsprechende Maßnahmen vor Infektionen wirksam zu schützen. Hierzu gehört, dass Personen, die direkt am Patienten tätig sind, jegliche Schmuckstücke wie Ringe (einschließlich des Eherings), Uhren und andere Schmuckgegenstände an Händen und Armen entfernen, da diese keine korrekte Durchführung der Händehygiene erlauben. Fingernägel sollten die Fingerkuppe nicht überragen und müssen rund geschnitten und unlackiert sein. Lange Haare, die beim Arbeiten ins Gesicht fallen, müssen am Kopf anliegend festgesteckt werden.

427

33.2 · Hygienemaßnahmen für das Behandlungsteam

33.2.1

Händehygiene

Die Händehygiene gehört zu den wichtigsten Maßnahmen zur Verhütung von Infektionsübertragungen. Sie dient sowohl dem Schutz des Patienten als auch dem Schutz des Behandlungsteams. Händewaschen oder Händedesinfektion sind routinemäßig notwendig vor jeder Behandlung eines Patienten, bei Behandlungsunterbrechungen, bei Behandlungsende, aber auch nach Berühren kontaminierter Gegenstände, Oberflächen usw. Zum Händewaschen genügt eine einfache hautschonende Seife, die einem Seifenspender entnommen wird. Desinfizierende Seifenzusätze sind unnötig. Die Verwendung von Stückseifen ist wegen der hohen Kontaminationsgefahr abzulehnen. Für die Händedesinfektion sollten vorzugsweise alkoholische Einreibepräparate verwendet werden, wobei die Verwendung von 70%igem Isopropylalkohol plus 2% Glycerin am kostengünstigsten ist. Neuartige, kostenaufwendige Desinfektionsmittelspender, z. B. mit eingebauter Lichtschranke, sind hygienisch überflüssig. Die üblichen Desinfektionsmittelspender, die die Entnahme des Händedesinfektionsmittels durch Herunterdrücken eines Hebels mit dem Ellenbogen erlauben, sind Standard. Für die hygienische Händedesinfektion sind bevorzugt Präparate zu verwenden, die in der Liste der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie (DGHM) oder der gültigen amtlichen Liste der vom Robert Koch-Institut (RKI) geprüften und anerkannten Desinfektionsmittel und -verfahren verzeichnet sind. Eine chirurgische Händedesinfektion in Verbindung mit sterilen Handschuhen ist bei umfangreichen zahnärztlich-chirurgischen, oralchirurgischen oder kieferorthopädischen Eingriffen erforderlich (7 Kap. 25).

33.2.2

Handschuhe

Handschuhe müssen getragen werden, wenn ein direkter Kontakt mit Blut, Speichel oder Schleimhäuten zu erwarten ist. Dies gilt auch, wenn Gegenstände oder Oberflächen berührt werden, die mit Blut, Körperflüssigkeiten oder Sekreten kontaminiert sind. Zur Verfügung stehen sowohl Latex- als auch Vinylhandschuhe, deren Qualität sehr unterschiedlich ausfallen kann. Weil Vinylhandschuhe bereits vor Gebrauch in erheblichem Umfang Perforationen aufweisen, wird generell der Einsatz von Latexhandschuhen empfohlen. Außerdem ist Latex umweltfreundlicher als Vinyl (PVC-Gehalt!). Für normale zahnärztliche Tätigkeiten können unsterile Latexuntersuchungshandschuhe aus einer offenen Box verwendet werden. Die Entnahme sollte ausschließlich mit desinfizierten Händen stattfinden.

! Cave Auch teure OP-Latexhandschuhe zeigen teilweise erhebliche Mängel, wie eigene Untersuchungen auf Bakteriendichtigkeit gezeigt haben, bei der bis zu 10% der Latexhandschuhe bereits nach 30 Minuten perforiert und durchlässig für Bakterien waren.

Bei Auftreten von Undichtigkeit während der Behandlung sind die Einmalhandschuhe zu wechseln, wobei auch die Hände desinfiziert werden müssen. Die Handschuhe müssen stets nach jedem Patienten gewechselt werden. Die Verwendung von ungepuderten und proteinarmen Latexhandschuhen reduziert das Risiko, eine Latexallergie zu entwickeln. Bei Entsorgungs- und Reinigungsarbeiten sollten widerstandsfähige Haushaltshandschuhe getragen werden.

33.2.3

Schutz vor Kontamination

Der Schutz vor Kontamination umfasst direkte Maßnahmen, welche die persönliche Schutzausrüstung und Abdeckmaterialien umfassen, sowie indirekte Maßnahmen, deren Ziel die Kontaminationsvermeidung z. B. durch rationelles Instrumentieren, eingeübte Absaugtechnik, Kofferdammanwendung, unfallsichere Entsorgung usw. darstellt. Gesichtsmasken und Schutzbrillen sind dann zu tragen, wenn mit Aerosolbildung oder Verspritzen von Schleifpartikeln, Blut und Speichel zu rechnen ist. Die Gesichtsmasken, die Mund und Nase abdecken müssen, sind bei Durchfeuchtung, spätestens jedoch alle 3–4 Stunden, zu wechseln. Eine Schutzbrille schützt die Augen insbesondere vor Splitterverletzungen und ist wichtig, wenn alte Füllungen und Kronen entfernt werden. Bei Verunreinigung können die Schutzbrillen mit Hilfe eines desinfektionsmittelgetränkten Tuches mit 70%igem Alkohol gereinigt werden. > Generell ist bei allen zahnärztlichen Maßnahmen darauf zu achten, dass die Bildung von Spritzern, Tröpfchen und Aerosolen auf ein Mindestmaß beschränkt wird. Entsprechende Schutz- und Absaugvorrichtungen und die richtige Lagerung des Patienten können hierzu entscheidend beitragen.

Schutzkleidung, wie z. B. Kittel, Schürze, Haarschutz, müssen getragen werden, wenn die Berufskleidung bei der Behandlung infektiöser Prozesse mit Krankheitserregern kontaminiert werden kann. Sie soll die Kontamination der Arme und Berufskleidung mit Blut, Speichel oder anderen potenziell infektiösen Sekreten oder Exkreten verhindern. Sterile Abdeckmaterialien sind insbesondere bei umfangreichen zahnärztlich-chirurgischen, oralchirurgischen und kieferorthopädischen Eingriffen erforderlich. Abgedeckt werden sollten alle Flächen, die bei einem Eingriff mit Blut,

33

428

Kapitel 33 · Zahnmedizin

Speichel oder anderen potenziell infektiösen Sekreten oder Exkreten kontaminiert werden können und schwierig zu desinfizieren und zu reinigen sind. Die Schutzabdeckungen müssen nach der Behandlung des Patienten wieder entfernt werden.

III

Injektionskanülen, Skalpelle und andere spitze Gegenstände stellen ein akzidentelles Verletzungsrisiko dar. Bei lokalen Injektionen, z. B. eines Lokalanästhetikums, ist für jeden Patienten eine neue Spritze, eine neue Einmalkanüle und eine neue Injektionslösung zu verwenden. Die verwendeten Einmalkanülen dürfen nicht gebogen werden. Wenn es erforderlich ist, dass ein Patient mehrere Injektionen hintereinander aus einer Spritze erhält, kann die Spritze mit der ungeschützten Kanüle auf einer Spritzenbank abgelegt werden, die nicht vom Aerosol erreicht wird. Das Wiederaufstecken der Schutzkappe mit der ungeschützten Hand ist gefährlich und daher zu unterlassen. Ein vorsichtiges Zurückschieben der Kanüle in die Schutzkappe ist unter Umständen möglich, wenn die Schutzkappe in einer speziellen Halterung steckt oder mit einer Klemme gehalten wird. Einmalspritzen, Injektionskanülen, Skalpellklingen und andere spitze Gegenstände sind grundsätzlich in stichfesten, verschließbaren Behältern zu sammeln, damit das Entsorgungspersonal bei der Abfallbeseitigung vor Stichverletzungen geschützt ist. Hierzu eignen sich am besten deutlich gekennzeichnete Kunststoffbehälter.

33.3

Reinigung, Desinfektion, Sterilisation

Bei der Entfernung von Mikroorganismen von Oberflächen (Dekontamination) richtet sich der Grad der erforderlichen Keimreduktion jeweils nach dem Infektionsrisiko. Die wichtigsten Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen in der zahnärztlichen Klinik und Praxis sind in dem Reinigungs- und Desinfektionsplan für die zahnärztliche Praxis zusammengefasst (7 33.5). Im Allgemeinen gilt, dass »unkritische« Instrumente, Geräte, Zubehörteile usw., die nicht in direkten Kontakt mit dem Patienten kommen, nur gereinigt werden müssen. So genannte semikritische Instrumente, die die Körperintegrität nicht durchdringen und nicht mit Wunden in Berührung kommen, müssen bei der Anwendung nicht steril, aber hygienisch einwandfrei sein. In der Regel müssen sie mit einem geeigneten Desinfektionsverfahren aufbereitet werden. Neben physikalischen Desinfektionsverfahren (z. B. heißes Wasser oder Dampf) kommen chemische Desinfektionsmittel zum Einsatz. Zur chemischen Desinfektion sollten Präparate verwendet werden, die nach den Richtlinien der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie (DGHM) geprüft wurden oder in der gültigen amtlichen Liste der vom Robert Koch-Institut (RKI) ge-

prüften und anerkannten Desinfektionsmittel und -verfahren aufgeführt sind. Dabei ist darauf zu achten, dass die vorgeschriebenen Anwendungskonzentrationen und Einwirkzeiten eingehalten werden. Von allen zahnärztlichen sog. »kritischen« Instrumenten, die die intakte Haut bzw. Schleimhaut penetrieren oder zur Arbeit in offenen Wunden eingesetzt werden, ist Sterilität zu fordern. Sterilisationsverfahren der Wahl für die Zahnarztpraxis ist die Dampfsterilisation im Autoklaven (7 Kap. 12). Für die Reinigung der Zahnarztpraxis ist der routinemäßige Zusatz von Desinfektionsmitteln nicht notwendig. Eine routinemäßige Fußbodendesinfektion ist genauso unsinnig wie die Desinfektion von Schuhen, Lichtschaltern, Klingelknöpfen, Türgriffen, Telefonen, Speibecken, Waschbecken und Toilettenschüsseln. Eine routinemäßige Desinfektion von Absauganlagen ist ebenfalls unnötig. Schläuche von Absauganlagen können bei dem nur sekundenlangen Kontakt mit Desinfektionsmitteln nicht wirkungsvoll desinfiziert werden. Die Reinigung von Absauganlagen mit Mitteln, die auch für Amalgamabscheider geeignet sind, ist hygienisch ausreichend. ! Cave Chlorhaltige Desinfektionsmittel bzw. solche mit Oxidationspotenzial sollten auf jeden Fall vermieden werden, da sie die Quecksilberfreisetzung aus Amalgamabscheidern erhöhen.

Unnötige routinemäßige Desinfektionsmaßnahmen sind weiterhin die nach jeder Behandlung durchgeführte Desinfektion von Kopf- und Armlehne des Patientenstuhls, Arzt- und Helferelement, Schwebetisch oder OP-Lampe. Nur nach Behandlungen, bei denen eine Kontamination durch sedimentierende Aerosolpartikel oder Spritzer von Blut stattgefunden hat, sind Oberflächen gezielt mit einer Desinfektionsmittellösung abzuwischen (Wischdesinfektion). Bei diesen Arbeiten sind Handschuhe zu tragen, und es muss darauf geachtet werden, dass ein Desinfektionsmittel auf Aldehyd- oder Alkoholbasis in vorschriftsmäßiger Konzentration und Einwirkzeit zum Einsatz kommt. Für die Desinfektion kleiner Flächen ist 70%iger Isopropylalkohol vor allem wegen seiner HBV- und HIV-Wirksamkeit (10 min Einwirkzeit) sehr gut geeignet. Für die Zahnarztpraxis ungeeignete Flächendesinfektionsmittel mit z. T. erheblichen Wirkungslücken sind z. B. Phenolderivate, quaternäre Ammoniumbasen oder Peroxidverbindungen. Auf Sprühdesinfektion sollte möglichst verzichtet werden. Ein nicht unerheblicher Teil des Desinfektionsmittelsprühnebels gelangt nicht nur auf die zu desinfizierende Fläche, sondern auch in die Atemwege. Eine Sprühdesinfektion sollte deshalb auf die wenigen Stellen in der Zahnarztpraxis beschränkt werden, die durch eine Wischdesinfektion nicht erreicht werden können. Falls eine Sprühdesinfektion eingesetzt wird, sollten vorzugsweise aldehydhaltige Präparate mit nachgewiesener Viruzidie verwendet werden.

429

33.3 · Reinigung, Desinfektion, Sterilisation

33.3.1

Handinstrumente

Handinstrumente sind aufgrund ihres direkten Kontaktes mit Gewebe, Blut, Speichel und Aerosol fast ausnahmslos kontaminiert. Darüber hinaus kann eine Kontamination durch indirekten Kontakt mit anderen benutzten Instrumenten und Materialien erfolgt sein. Nach kontaminationssicherem Transport (z. B. in einem geschlossenen Tray) werden die Instrumente entweder maschinell im Thermodesinfektor oder manuell im Tauchbad desinfiziert. Im Thermodesinfektor können grundsätzlich alle spülmaschinenfesten und thermostabilen Instrumente desinfizierend gereinigt werden. Ein vorheriges Einlegen in Desinfektionsmittellösung ist nicht erforderlich. Lagerzeiten von mehr als 6 Stunden sollten allerdings vermieden werden, da auf den Instrumenten Blut und organische Materialien antrocknen und dadurch den Desinfektionserfolg gefährden. Beim Einsortieren des Instrumentariums ist darauf zu achten, dass keine Stich- oder Schnittverletzungen auftreten. Bei der manuellen Aufbereitung im Tauchbad werden die kontaminierten Instrumente in direktem Anschluss an die Behandlung in eine Desinfektionswanne mit Lösung eines kombinierten Reinigungs- und Desinfektionsmittels eingelegt. Es sind bevorzugt aldehydhaltige Mittel der DGHM-Liste zu verwenden, die ggf. eine ausreichende Wirksamkeit gegen Mykobakterien und Viren besitzen. Die Desinfektionswanne sollte einen Siebeinsatz haben, damit die Instrumente nicht von Hand aus der Lösung entnommen werden müssen (Allergisierungsgefahr!). Außerdem muss die Wanne mit einem Deckel verschließbar sein, um ein Verdunsten des Desinfektionsmittels zu verhindern. Nach Ablauf der Einwirkungszeit müssen die Instrumente, Werkstoffe oder Materialien gereinigt und unter fließend kaltem Wasser abgespült werden, um Desinfektionsmittelreste zu entfernen. Danach erfolgt – je nach Erfordernis – die staubsichere Lagerung oder Verpackung und Sterilisation. Die Desinfektionsmittellösungen müssen mindestens täglich erneuert werden, es sei denn, der Hersteller kann durch Gutachten nachweisen, dass die Wirksamkeit auch bei einer sichtbaren Belastung mit Blut über einen längeren Zeitraum gegeben ist. Hitzebeständige zahn- und kieferchirurgische Instrumente, z. B. Skalpelle, Zangen, Meißel, Zahnsteinschaber, sind nach der Reinigung im Autoklaven zu sterilisieren.

33.3.2

Rotierende Instrumente

Rotierende Instrumente werden ähnlich aufbereitet wie die Handinstrumente. Die Desinfektion und Reinigung erfolgt im Thermodesinfektor oder im Tauchbad. Die Thermodesinfektion ist auch bei rotierenden Instrumenten die sicherste Methode.

Es gibt jedoch verschiedene Instrumente, die nicht thermodesinfektortauglich sind und deshalb mit Hilfe des Tauchverfahrens desinfiziert werden müssen. Es handelt sich hierbei z. B. um Stahlbohrer, Hartmetallbohrer, Diamantschleifkörper, Silikonpolierer, Arkansassteine und Endodontieinstrumente mit Kunststoffgriffen. Das kontaminierte rotierende Instrumentarium wird bei dem Tauchverfahren nach der Behandlung in einen Fräsator eingelegt, der mit einem speziellen Desinfektionsmittelbad (Bohrerbad, 7 33.5) gefüllt ist. Sind die Instrumente ultraschalltauglich, kann die desinfizierende Wirkung des Bohrerbades mittels Ultraschall verstärkt werden. Das Bohrerbad ist in der Regel hochalkalisch und alkoholhaltig. Für rotierende Instrumente, die empfindlich auf diese Substanzen reagieren, sollte die Reinigung und Desinfektion mit einem üblichen Instrumentendesinfektionsmittel erfolgen. Wie für die Handinstrumente gilt auch für die rotierenden Instrumente, dass ihre Sterilisation immer dann zwingend erforderlich ist, wenn sie steril zum Einsatz kommen müssen, also bei chirurgischen, parodontologischen und endodontischen Behandlungen. Nicht geeignet für die Sterilisation sind materialbedingt u. a. Siliziumkarbidschleifkörper und Gummipolierer. Die Lagerung der Instrumente muss staubgeschützt und trocken erfolgen.

33.3.3

Übertragungsinstrumente

Übertragungsinstrumente, also Turbinen sowie Hand- und Winkelstücke, bedürfen aufgrund ihres komplexen Aufbaus und ihres hohen Kontaminationsgrades der äußeren Oberfläche einer besonderen Sorgfalt. Außerdem kann es zu einer Innenkontamination durch den Rücksog des Spray- und Kühlwassers kommen. Zusätzlich zu dieser Kontamination ist mit einer mikrobiellen Kontamination des Spraywassers zu rechnen. Wassersysteme von Dentaleinheiten sind relativ häufig mit teilweise hohen Keimzahlen von Pseudomonaden und Legionellen kontaminiert, die für immungeschwächte Patienten (z. B. mit HIV-Infektion, nach Zytostatikatherapie oder bei Mukoviszidose) eine Infektionsgefahr darstellen. Maßnahmen zur Keimreduktion im Kühlwasser zahnärztlicher Einheiten sind daher insbesondere bei der Behandlung von Risikopatienten mit erhöhter Infektionsgefahr erforderlich. Die Sanierung kontaminierter Dentaleinheiten durch thermische Verfahren (z. B. Dampf) oder hoch dosierte Desinfektionsmittel gelingt meistens nicht oder nur vorübergehend. Ebenso wenig erfolgreich ist die kontinuierliche Zugabe von Desinfektionsmittel zum Kühlwasser, die außerdem bei ungenauer Dosierung zu einer wirkungslosen Unterdosierung oder für den Patienten toxikologisch bedenklichen Überdosierung führen kann. Eine »Stoßdesinfektion« vor Behandlung mit nachfolgender Klarspülung ist wirksamer, jedoch umweltschädlich.

33

430

Kapitel 33 · Zahnmedizin

Tipp Wir empfehlen einen dreiminütigen Wasservorlauf, der nach eigenen Erfahrungen zu einer beachtlichen Keimreduktion (um ca. 99%) führt.

oder steril zum Einsatz kommen, z. B. durch Entnahme aus Containern.

33.3.4

III

Eine andere Möglichkeit der Keimreduktion besteht durch das Aufsetzen bakteriendichter Filter auf die Turbinenhandstücke, wodurch auch die Gefahr einer retrograden Kontamination des Wassers durch den Rückstoßeffekt verringert wird. Zur Verhütung der retrograden Kontamination kann man aber auch nach Behandlungsende für 20–30 Sekunden das Kühlwasser ausströmen lassen, um kontaminiertes Material, das in das Handstück gelangt sein könnte, zu beseitigen.

Aufbereitung von Übertragungsinstrumenten Die Aufbereitung von Übertragungsinstrumenten umfasst 4 Schritte, die nach jedem Einsatz durchzuführen sind. 1. Durchspülen der Übertragungsinstrumente mit Kühlwasser direkt nach Benutzung für mindestens 30 Sekunden, um Blut und Speichel möglichst vollständig aus den Kanälen auszuspülen. 2. Reinigung außen und innen. 3. Desinfektion bzw. Sterilisation (hygienische Wartung). 4. Pflegen und Ölen (technische Wartung).

Die Reinigung, Desinfektion und Pflege kann entweder mit oder ohne Automaten erfolgen. Zur Minimierung von Anwendungsfehlern ist die standardisierte Wiederaufbereitung im Automaten vorzuziehen. Zur maschinellen Aufbereitung sind nur Reinigungs- und Desinfektionsapparate geeignet, die eine Desinfektion der Außen- und Innenflächen gewährleisten. Als Verfahren werden hierzu thermische Desinfektionsverfahren empfohlen, die vom RKI als wirksam befunden wurden. Bei Neuanschaffungen sollten nur Übertragungsinstrumente in Betracht kommen, die maschinell aufbereitet werden können und/oder dampfsterilisierbar sind. Sind Übertragungsinstrumente nicht thermisch desinfizierbar, kann anstelle des thermischen Desinfektionsverfahrens auch ein chemisches Desinfektions- und Reinigungsverfahren in Betracht kommen, sofern eine Wirksamkeit wissenschaftlich nachgewiesen und vom Hersteller der Übertragungsinstrumente aus materialtechnischen Gründen zugelassen ist. Übertragungsinstrumente sollten nach der Reinigung und Desinfektion vorzugsweise im Autoklaven sterilisiert werden. Sind die Instrumente für invasive chirurgische, parodontologische oder endodontische Behandlungen vorgesehen, so müssen sie verpackt sterilisiert werden und/

Abformmaterialien

Abformmaterialien und zahntechnische Werkstücke (z. B. Prothesen), die aus der Mundhöhle des Patienten entnommen werden, sind immer mit Körperflüssigkeiten wie Speichel oder Blut kontaminiert. Zur Minimierung des Infektionsrisikos im Dentallabor sollten alle kontaminierten Abformungen, Werkstücke und Hilfsmittel aus dem zahnärztlichen Bereich erst nach Desinfektion mit einem geeigneten Desinfektionsmittel abgegeben werden. Gleiches gilt für die Abgabe aus dem Dentallabor. Aufgrund von Materialproblemen sind hierzu die Angaben der Hersteller von Abformmaterialien und Zahnersatz zu beachten. Es sollten Desinfektionsmittel eingesetzt werden, die den Anforderungen der DGHM an die Instrumentendesinfektion entsprechen. Prinzipiell sollten zur Desinfektion und Reinigung der Abformungen nur Desinfektionsmittel verwendet werden, die speziell für diese Anwendung entwickelt wurden (»Abdruckdesinfektionsmittel«). Diese Desinfektionsmittel sind chemisch so zusammengesetzt, dass sie das empfindliche Abformmaterial nicht angreifen. Dabei ist von großer Wichtigkeit, dass die Formstabilität und Gipsverträglichkeit der Abformungen nicht beeinträchtigt wird. Nicht alle für die Desinfektion von Abformungen erhältlichen Präparate sind jedoch auch gleichzeitig für alle Abformmaterialien geeignet. Die Wahl des chemischen Desinfektionsmittels hängt von der Verträglichkeit des Abformmaterials ab. Die Herstellerangaben sind zu beachten. 4 Polysulfid- und Silikonabdrücke lassen sich durch Eintauchen in Desinfektionsmittel ohne wesentliche Beeinträchtigung der Dimensionsstabilität desinfizieren. 4 Polyätherabdruckmaterialien werden dagegen durch die Einwirkung chemischer Desinfektionsmittel verändert. 4 Alginatabformungen können ebenfalls desinfiziert werden, wobei die Einflüsse auf die Dimensionsstabilität verhältnismäßig gering sind. Gute werkstofferhaltende Resultate werden offensichtlich durch Eintauchen in Peressigsäureverbindungen erzielt. Eine Angabe von Konzentrationen und Einwirkzeiten kann jedoch nur für bereits untersuchte Materialkombinationen gemacht werden, sodass auch hier eine Rücksprache mit den entsprechenden Herstellern empfohlen wird. Aufwendiger und gleichzeitig unsicherer ist das Oberflächenbenetzen der Alginatabdrücke mit Desinfektionsmittelspray und die anschließende Aufbewahrung in einem Plastikbeutel, der bis zum Ablauf der Einwirkzeit verschlos-

431

33.5 · Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Zahnmedizin

sen bleibt. Daneben ist auch die Verwendung einer »Hygieneschleuse« üblich. In der Hygieneschleuse werden die Abformungen mit Desinfektionsmittel besprüht. Danach wird eine bestimmte Einwirkungszeit abgwartet. Bei diesem Verfahren werden jedoch die häufig in organisches Material eingebetteten Bakterien und Viren von dem aufgesprühten Desinfektionsmittel-Aerosol nicht erreicht. Die Möglichkeiten der Desinfektion von sog. Agarabdrücken aus Kolloid sind begrenzt. Empfehlungen für die Desinfektion liegen derzeit nicht vor. Unzureichend sind auch die Erfahrungen über die Desinfektionsmittelwirkung auf Gipsabdrücken.

33.3.5

Röntgen

Kontaminierte Teile der Röntgeneinrichtungen sind nach jedem Patienten zu desinfizieren. Intraorale Röntgenfilme müssen derart verpackt sein, dass sie nach der Entnahme aus der Mundhöhle desinfiziert werden können. Kontaminierte Röntgenfilmtaschen sind in der Dunkelkammer mit Einmalhandschuhen zu öffnen. Beim Herausnehmen sollten die Filme nicht berührt werden. Die kontaminierten Filmtaschen werden zunächst gesammelt und daraufhin (mitsamt Handschuhen) verworfen. Anschließend können die Filme ohne Kontaminationsgefahr für das Dunkelkammerzubehör entwickelt werden.

33.4

Entsorgung von Abfällen

Abfälle aus Behandlungs- und Untersuchungsräumen (z. B. benutzte Einmalmaterialien wie Handschuhe, Masken, Papiertücher, auch diejenigen, die mit Blut, Körperflüssigkeiten oder Sekreten kontaminiert sind) müssen in ausreichend widerstandsfähigen, dichten und gegebenenfalls feuchtigkeitsbeständigen Einwegbehältern gesammelt wer-

33.5

den, die vor dem Transport zu verschließen sind. Bei sachgerechter Behandlung gehen von ihnen keine größeren Infektionsgefahren aus als von ordnungsgemäß entsorgtem Hausmüll. ! Cave Bei der Entsorgung dürfen aber auf keinen Fall scharfkantige oder spitze Gegenstände ohne zusätzliche Verpackung in den Müllsack gegeben werden. Einmalkanülen, Skalpelle, Lanzetten oder ähnliches Instrumentarium müssen grundsätzlich in stichfesten, verschließbaren Behältern gesammelt werden oder durch Einbetten in eine feste Masse neutralisiert werden, damit das Entsorgungspersonal bei der Abfallbeseitigung vor Stichverletzungen geschützt ist.

Eine spezielle Entsorgung von sog. medizinischem oder Praxismüll durch Privatunternehmen ist unnötig und teuer. Abfälle, die mit hochinfektiösen, gefährlichen Erregern kontaminiert sind (z. B. offene Lungen-Tbc, Erreger des hämorrhagischen Fiebers oder des Milzbrandes) fallen normalerweise in der Zahnarztpraxis nicht an. Gebrauchte Röntgenchemikalien sind Sondermüll (7 Kap. 20). Entwickler- und Fixierflüssigkeit müssen getrennt in geeigneten verschließbaren Behältern gesammelt und durch ein Entsorgungsunternehmen entsorgt werden. Die Nachweisdokumente der Entsorgung sind aufzubewahren. Quecksilberhaltige Abfälle wie Amalgamreste dürfen nicht ins Abwasser gelangen. Jeglicher Amalgamabfall muss in verschließbaren Behältern gesammelt und einer Recyclingfirma oder einem Entsorgungsunternehmen zugeführt werden. Dies gilt insbesondere für Abscheidegut aus Amalgamabscheidern, Amalgamreste aus Sekretbehältern sowie für feste Abfälle wie z. B. Filtersiebe, Einwegfilter, leere Quecksilberflaschen, leere Amalgamkapseln, extrahierte Zähne mit Amalgamfüllung usw. Wie bei der Entsorgung der Röntgenchemikalien müssen auch hier die Nachweisdokumente aufbewahrt werden.

Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Zahnmedizin

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, vor und nach Patientenkontakt

Flüssigseife aus Spender

Waschen mit Einmalhandtuch, Abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor und nach der Behandlung, nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vor Händewaschen), nach Ausziehen der Handschuhe

(Alkoholisches) Desinfektionsmittel: ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, Verreiben, bis Hände trocken sind (30 s); kein Wasser zugeben!

Chirurgische Händedesinfektion

Vor operativen Eingriffen

1. Hände und Unterarme 1 min mit Flüssigseife waschen. Bei sichtbarer Verschmutzung Nägel und Nägelfalze bürsten, abtrocknen, anschließend (alkoholisches) Händedesinfektionsmittel während 3 min portionsweise auf Händen und Unterarmen verreiben 2. Hände und Unterarme 1 Minute mit PVP-Iod-Seife waschen. Bei sichtbarer Verschmutzung Hände und Nägel und Nägelfalze bürsten, anschließend 4 min waschen, unter fließendem Wasser abspülen, mit sterilem Handtuch abtrocknen

6

33

432

III

Kapitel 33 · Zahnmedizin

Was

Wann

Womit

Wie

Schleimhautdesinfektion

Vor operativen Eingriffen

PVP-Iod-Lösung ohne Alkohol

Unverdünnt auftragen, Dauer: 1 min

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat, evtl. verpacken, autoklavieren oder in Instrumentenreiniger einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, autoklavieren; bei Verletzungsgefahr: Zusatz von (aldehydischem) Instrumentendesinfektionsmittel

Rotierende Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat, evtl. Verpacken, Autoklavieren oder in Bohrerbad (30 min) einlegen, reinigen, evtl. verpacken, autoklavieren

Übertragungsinstrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat, oder in Instrumentenreiniger einlegen, reinigen, autoklavieren (evtl. vorher verpacken)

Trommeln, Container

Einmal täglich nach Öffnen (Filter regelmäßig wechseln)

Reinigen, autoklavieren

Standgefäß mit Kornzange

Einmal täglich

Reinigen, verpacken, autoklavieren (bei Verwendung kein Desinfektionsmittel in das Gefäß geben).

Stoff

Nach Kontamination

Mit (aldehydischem) Flächendesinfektionsmittel bzw. Alkohol (70%) abwischen, trocknen, oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Kunststoff

Nach Kontamination

In Instrumentenreiniger einlegen, abspülen, trocknen, autoklavieren, oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Nach Kontamination

(Aldehydisches) Flächendesinfektionsmittel

Schwebetisch

Nach jedem Patienten

(Aldehydisches) Flächendesinfektionsmittel oder Alkohol (70%)

Mit frischem Tuch abwischen

Absauganlage

Einmal täglich

Reinigungslösung

Gründlich durchspülen

Waschbecken

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen

Blutdruckmanschetten

Behandlungsstuhl

Abwischen

Wasserstrahlregler

Einmal monatlich

Unter fließendem Wasser reinigen

Fußböden

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Nach Kontamination

(Aldehydisches) Flächendesinfektionsmittel, in Desinfektionsmittel getränktes Einmaltuch

Wäsche, Schutzbekleidung

Nach Gebrauch

Handelsübliches Waschpulver

Abfall, bei dem Verletzungsgefahr besteht (Skalpelle, Kanülen)

Direkt nach Gebrauch (bei Kanülen: kein Recapping)

Entsorgung in durchstichsicheren und fest verschließbaren Kunststoffbehältern

Nach Kontamination: nach Kontakt mit (potenziell) infektiösem Material.

Literatur Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut (1999). Anforderungen an die Hygiene in der Zahnmedizin. Hyg Med 24: 24–33 Centers for Disease Control and Prevention (2003) Guidelines for Infection Control in Dental Health-Care Settings. MMWR 52 (RR17): 1–61

Übliches Reinigungssystem

Waschmaschine, 60°C

34 34 Endoskopie R. Scholz, W. Ebner 34.1 Entstehung von Infektionen bei endoskopischen Untersuchungen – 433

34.2.8 Creutzfeldt-Jakob-Krankheit in der Endoskopie – 437

34.1.1 Endogene Erregerreservoire – 433 34.1.2 Exogene Erregerreservoire – 433

34.3 Aufbereitungs- und Überprüfungsverfahren – 438

34.2 Präventionsmaßnahmen – 434 34.2.1 34.2.2 34.2.3 34.2.4

Aufbereitungsverfahren – 434 Wichtige Voraussetzungen – 434 Aufbereitungsschritte – 435 Desinfektion oder Sterilisation (7 34.3.2) – 436 34.2.5 Bakteriologische Überprüfung von flexiblen Endoskopen (7 34.3.3) – 437 34.2.6 Endoskopisches Zubehör – 437 34.2.7 Personalschutz – 437

Ob manuelle, maschinelle oder »gemischte« Aufbereitung: Die Anforderungen an die Aufbereitung flexibler Endoskope sind hoch. Sie zu erfüllen, kostet Zeit und Geld. Gerade in der diagnostischen Endoskopie wurden immer wieder Infektionsübertragungen durch unzureichend aufbereitete Endoskope beschrieben (Spach 1993). Die HYGEA-Studie (»Hygiene in der Gastroenterologie, Endoskop-Aufbereitung«), eine Studie zur Qualität der Aufbereitung von flexiblen Endoskopen in Klinik und Praxis, brachte erschreckende Ergebnisse: Danach waren 49% von 152 Endoskopen aus 25 Kliniken bzw. 30 Praxen nach der Aufbereitung zu beanstanden (Bader et al. 2002). Oftmals sind es die Faktoren Zeit und Geld, die dazu führen, dass den Anforderungen an die Aufbereitung – trotz des theoretischen Wissens – nicht genügend Rechnung getragen wird. Die Anzahl von Untersuchungen darf aber kein limitierender Faktor für die Qualität der Aufbereitung sein. Die Vorgaben an die Aufbereitung von Medizinprodukten bzw. speziell von Endoskopen wurden in den vergangenen Jahren vom Robert Koch-Institut klar formuliert (RKI 2001, 2002a). Soll ein Desinfektionsmittel oder -verfahren vom RKI anerkannt werden, so muss es den Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten gerecht werden (RKI 2003).

34.3.1 Manuelle Reinigung und Desinfektion von flexiblen Fiberendoskopen – 438 34.3.2 Aufbereitung von starren Endoskopen – 438 34.3.3 Bakteriologische Überprüfung von flexiblen/ starren Endoskopen – 439 34.3.4 Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen in der Endoskopie – 440

Literatur

– 442

34.1

Entstehung von Infektionen bei endoskopischen Untersuchungen

34.1.1

Endogene Erregerreservoire

Bei endoskopischen Untersuchungen des oberen und unteren Gastrointestinaltrakts, des Urogenitaltrakts wie auch des Tracheobronchialsystems können durch die Passage des Endoskops Erreger aus einem physiologischerweise besiedelten Bereich in einen sterilen Bereich verschleppt werden (z. B. Bronchoskopie, ERCP). Bei Verletzungen der besiedelten Schleimhaut kommt es häufig zu Bakteriämien, die normalerweise asymptomatisch ablaufen. Bei Patienten aber, die in ihrer Immunabwehr geschwächt sind, oder bei Vorhandensein prädisponierender Faktoren, z. B. veränderte Herzklappen, können aus Bakteriämien schwere systemische Infektionen entstehen, z. B. Enterokokkenendokarditis nach Sigmoidoskopie.

34.1.2

Exogene Erregerreservoire

Erregerübertragung von Patient zu Patient Die häufigsten Erreger, die nach der gastrointestinalen Endoskopie Infektionen verursacht haben, waren Salmonellen und Pseudomonas aeruginosa, während nach Bronchosko-

434

III

Kapitel 34 · Endoskopie

pie vorwiegend M. tuberculosis, atypische Mykobakterien und P. aeruginosa isoliert wurden (Spach 1993). Die Kontamination von Endoskopen mit Salmonellen und mit M. tuberculosis erfolgte durch infizierte Patienten. Die Übertragung auf nachfolgend untersuchte Patienten ist ein Indiz dafür, dass die Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen nicht ausreichend wirksam durchgeführt worden sind. Die Übertragung von Salmonellen kann dadurch erklärt werden, dass diese Erreger nach Ablauf der Erkrankung auch ohne Infektionszeichen noch längere Zeit vorhanden sein können (sog. asymptomatische Ausscheider). Bei Mykobakterien ist außerdem eine relative Resistenz gegen Desinfektionsmittel (besonders quaternäre Ammoniumverbindungen) bekannt.

Erregerübertragung aus der unbelebten Umgebung Die Herkunft von Pseudomonas spp., Serratia marcescens und atypischen Mykobakterien ist auf Wasserreservoire zurückzuführen. Hauptursache für die Rekontamination der bereits desinfizierten Geräte mit diesen Erregern sind das nach den Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen zum Nachspülen verwendete Wasser und die ungenügende Trocknung. Selbstverständlich muss zur Herstellung von Spüllösungen immer steriles Aqua dest. verwendet werden. Die Spülflasche muss sterilisiert oder zumindest thermisch im Endoskopreinigungs- und -desinfektionsautomaten (ERDA) desinfiziert werden (dabei auf eine ausreichende Trocknungszeit achten). Schließlich müssen auch die bei der Endoskopie benutzten Antibeschlagmittel steril sein. Bei der Anwendung dieser Lösungen darf es zu keiner Kontamination kommen, weil sich darin trotz Konservierungsmitteln Mikroorganismen vermehren können.

34.2

Präventionsmaßnahmen

34.2.1

Aufbereitungsverfahren

Folgende Verfahren stehen für die Endoskopaufbereitung zur Verfügung: 4 manuelle Aufbereitung (7 34.3.1); 4 sog. halbautomatische Aufbereitung im Desinfektionsautomaten, in dem nur der Teilschritt Desinfektion im geschlossenen System stattfindet; 4 vollautomatische Reinigung und Desinfektion im Endoskopreinigungs- und -desinfektionsautomaten.

Die Vorteile der vollautomatischen Reinigung und Desinfektion von Endoskopen und Zubehör können folgendermaßen zusammengefasst werden: 4 Arbeitserleichterung und Zeitersparnis für das Personal; 4 kein Desinfektionsmittelkontakt des Personals, deshalb kein Allergisierungsrisko; 4 verringerte Geruchsbelästigung (Abluftanschluss notwendig); 4 standardisierte Aufbereitung. Die Einschränkungen der maschinellen Aufbereitung sind: 4 manuelle Vorreinigung bei allen Endoskopen und allen Maschinentypen weiterhin erforderlich; 4 automatische Dichtigkeitsprüfung nicht immer vorhanden; 4 kein ausreichendes Desinfektionsergebnis, wenn Hersteller nicht wirksame Desinfektionsmittel empfehlen (Gutachten z. B. nach DGHM-Kriterien erforderlich); 4 Rekontamination der Endoskope durch das Spülwasser möglich, wenn das Wasser vorher nicht ausreichend desinfiziert wurde, 4 bei Einsatz von Sterilfiltern zur Verhinderung einer Rekontamination durch das Spülwasser regelmäßige Wartung der Filter notwendig; 4 vollständige Trocknung nicht bei allen Maschinen gewährleistet; 4 geringe Kapazität der Maschinen (maximal 2 Endoskope gleichzeitig); 4 Anschaffung mehrerer Geräte wegen der langen Betriebszeit der Maschine notwendig; 4 hohe Anschaffungskosten. Von den ERDA ist zu fordern, dass sie in der Lage sind, die einzelnen Arbeitsschritte und deren Effizienz zu dokumentieren. Geräte, die diese Dokumentation nicht leisten, sind nach Möglichkeit entsprechend nachzurüsten. Desinfektion des Spülwassers: Im Rahmen der vollautomatischen Aufbereitung stehen hierfür folgende Verfahren zur Verfügung: 4 Sterilfilter (regelmäßige Wartung erforderlich!); 4 Aufheizen des Spülwassers auf 90°C und anschließendes Abkühlen auf 60°C (relativ zeitaufwendig); 4 UV-Licht, regelmäßige Wartung erforderlich! (Es muss überprüft werden, ob die Strahlung noch ausreichend wirksam ist, da sich die Leistung der Lampe mit der Lebensdauer verringert und auch eine Biofilmbildung berücksichtigt werden muss.)

34.2.2 > Die manuelle und die halbautomatische Aufbereitung gelten als unsicher und nicht standardisierbar. Allein schon aus Personalschutzgründen ist die maschinelle Aufbereitung wenn irgend möglich zu bevorzugen.

Wichtige Voraussetzungen

Um eine zuverlässige Reinigung und Desinfektion der Endoskope zu erreichen, muss Folgendes gewährleistet sein: 4 Die Endoskope müssen wasserdicht, d. h. vollständig in die Lösung zu tauchen sein.

435 34.2 · Präventionsmaßnahmen

4 Die Ventile müssen entfernt und ggfs. auseinander genommen werden können. 4 Das Antrocknen von organischem Material muss verhindert werden. 4 Auf die Vorreinigung der Kanäle mit einer flexiblen Bürste kann nicht verzichtet werden, auch dann nicht, wenn das Endoskop maschinell aufbereitet wird. 4 Die Mittel und Verfahren müssen wirksam sein. 4 Es muss immer genau nach Plan mit der gleichen Sorgfalt gearbeitet werden. Ältere, nicht wasserdichte Endoskope können nicht vollständig, sondern nur bis 5 cm unterhalb des Bedienungskopfs in eine Desinfektionslösung gehängt werden. Deshalb muss das Bedienungsteil anschließend noch mit 70%igem Alkohol abgewischt werden.

tersuchung erfolgen, während das Gerät noch an Lichtquelle und Absaugpumpe angeschlossen ist. Das Einführungsteil des Endoskops wird mit einem flusenfreien Einwegtuch abgewischt. Das Distalende wird in ein Gefäß mit Reinigungslösung eingetaucht, um alle zugänglichen Kanäle mehrfach zu durchspülen und durchzusaugen. Die Reinigung erfolgt in einem Becken mit Reinigungslösung. Alle Reinigungsschritte, insbesondere das Bürsten der Endoskopkanäle, sind unter der Flüssigkeitsoberfläche durchzuführen. Deshalb muss zu diesem Zeitpunkt unbedingt schon ein manueller Dichtigkeitstest erfolgen, auch wenn – im Falle einer vollautomatischen Aufbereitung – ein Dichtigkeitstest im ERDA durchgeführt wird. > Vorreinigung und Reinigung finden immer statt, unabhängig von der Art des Aufbereitungsverfahrens.

Desinfektion 34.2.3

Aufbereitungsschritte

Da unzureichende Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen die häufigsten Ursachen für die Übertragung von Mikroorganismen bei der Endoskopie sind, müssen sichere manuelle oder maschinelle Aufbereitungsverfahren zur Verfügung stehen, um Erregerübertragungen zu verhüten. Wichtig ist, dass Reinigung und Desinfektion nach jeder Endoskopie durchgeführt werden. Alle Schritte müssen sehr sorgfältig von gut ausgebildetem und motiviertem Personal durchgeführt werden. Ermöglicht wird dies durch Erarbeitung eines Reinigungsund Desinfektionsstandards, durch eine genügende Anzahl von Endoskopen sowie entsprechend ausgebildetes Personal, das die Möglichkeit zu regelmäßiger Fortbildung hat. Tipp Für Krankenschwestern und -pfleger besteht außerdem die Möglichkeit, an einem zweijährigen berufsbegleitenden, staatlich anerkannten Weiterbildungslehrgang für Endoskopiepersonal teilzunehmen.

Außerdem müssen die räumlichen Bedingungen zumindest eine Aufteilung des Aufbereitungsraums in eine reine und eine unreine Seite zulassen, wenn nicht sowieso zwei getrennte Räume vorhanden sind (RKI 2002b).

Vorreinigung/Reinigung Ganz besonders wichtig ist eine gründliche Vorreinigung und Reinigung der Endoskope sofort nach ihrem Einsatz. Wenn die mechanische Vorreinigung und Reinigung, also insbesondere das manuelle Bürsten der Kanäle, nicht durchgeführt wird, ist der Desinfektionserfolg auch in einem ERD-Automaten nicht gewährleistet. Laut Empfehlungen des RKI (2002a) soll die Vorreinigung unmittelbar im Anschluss an die endoskopische Un-

Wegen ihres breiten Wirkungsspektrums ist sowohl bei manueller als auch bei maschineller Aufbereitung der Einsatz aldehydhaltiger Präparate zu empfehlen. In der angloamerikanischen Literatur wird meist eine 2%ige alkalische Glutaraldehydlösung mit 20-minütiger Einwirkzeit empfohlen. Geeignete Desinfektionmittel mit den entsprechenden Einwirkzeiten sind der DGHM-Liste zu entnehmen, in der die nach den Richtlinien der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie geprüften Desinfektionsmittel aufgeführt sind. Auch Peressigsäure ist zur Desinfektion geeignet. Peressigsäure ist nicht toxisch, pH-neutral, biologisch abbaubar; allerdings ist die Korrosivität auf Metallteile zu beachten. Mittlerweile gibt es auch ERDA, die auf Peressigsäurebasis arbeiten. Aus Japan kommt ein System zur maschinellen Aufbereitung flexibler Endoskope, das mit einem Verfahren arbeitet, das sich »Electrolyzed Acid Water« (EAW) nennt: Basis dieses Verfahrens ist die Hydrolyse von Wasser unter Verwendung von 0,1% NaCl. Desinfizierende Eigenschaften sind ein pH-Wert <2,7, ein Oxidationsreduktionspotenzial (ORP) >1000 mV und die Bildung freien Chlors ~10 ppm. Hierdurch wird ein Milieu geschaffen, das bakterizid, viruzid und fungizid wirkt. Nach maximal 20 Desinfektionszyklen wird das EAW neutralisiert und abgeführt. Die Desinfektion mit diesem System verzichtet vollständig auf den Einsatz von chemischen Desinfektionsmitteln. Nachteil dieses Verfahrens ist, dass die Endoskope derzeit noch manuell nachgetrocknet werden müssen. > Es dürfen keine korrosiv wirkenden Mittel eingesetzt werden; die Pflegeanweisungen sind zu beachten.

Zusätzlich sind bei manueller Aufbereitung folgende Punkte wichtig: 4 bei Kombination von Reinigungs- und Desinfektionsmittel muss die Verträglichkeit beider Mittel gesichert sein (täglicher Wechsel der Lösung erforderlich);

34

436

III

Kapitel 34 · Endoskopie

4 auf korrekte Anwendung des Reinigungs- und Desinfektionsmittels achten (Konzentration, Temperatur); 4 erforderliche Einwirkzeit einhalten; 4 Desinfektionsbehälter mit Deckel zudecken (Arbeitsschutz); 4 Standzeit bzw. Haltbarkeit der angesetzten Lösung beim Hersteller erfragen (richtet sich aber auch nach dem jeweiligen Verschmutzungsgrad).

Nachspülen Eine weitere Kontaminationsgefahr besteht beim Nachspülen des Instruments mit kontaminiertem Wasser. Dies gilt in gleicher Weise für die manuelle wie für die maschinelle Aufbereitung. Da im Trinkwasser potenziell pathogene Erreger (gramnegative Wasserkeime) vorhanden sein können, muss immer keimfreies Wasser zum Spülen der Endoskope verwendet werden. Auch bei einigen ERD-Automaten ist die Rekontamination mit stagnierendem Wasser oder mit ungenügend aufbereitetem Spülwasser nicht auszuschließen. Erfolgt dann die anschließende Trocknung nicht oder nicht ausreichend lange, sodass das Endoskop innen feucht bleibt, kann es bis zum nächsten Tag zur erheblichen Vermehrung von Mikroorganismen kommen. Problematisch sind auch die zur manuellen Aufbereitung verwendeten Spülwannen, die mit einer Pumpe ausgerüstet sind. Nach dem Entleeren der Wanne bleibt in den Schläuchen noch Wasser zurück, in dem sich Mikroorganismen vermehren können und so am nächsten Tag das frisch eingefüllte Wasser wieder kontaminieren. Siebstrahlregler sollen in Bereichen der Endoskopaufbereitung wöchentlich, je nach Wasserbeschaffenheit auch täglich, gereinigt und desinfiziert werden (z. B. im ERDA), da die Gefahr besteht, dass sich in den feinen Siebeinsätzen Wasserkeime ansiedeln und vermehren. Nicht zu empfehlen sind die sonst in kritischen Bereichen des Krankenhauses eingesetzten sog. Lammellenstrahlregler, da kleinste Bestandteile aus den Wasserleitungen die feinen Kanäle (z. B. Albarran) verstopfen können. Gründliches Nachspülen ist unbedingt erforderlich, um toxische Reaktionen bei den Patienten durch Desinfektionsmittelreste im Endoskop auszuschließen. So wurde über eine Glutaraldehydkolitis bei 4 Patienten berichtet, für deren Auftreten Reste der Desinfektionslösung als Ursache verantwortlich gemacht werden konnten (West 1995). In 3 Fällen waren die in den Kanälen des Koloskops verbliebenen und im 4. Fall die Desinfektionsmittelreste im nicht gründlich genug gespülten Schlauch zwischen Wasserflasche und Endoskop die Ursache für die Kolitis.

70%igem Alkohol (lt. RKI Kategorie-III-Empfehlung) durchgespült und anschließend nochmals mit Druckluft getrocknet werden. Da die Laufzeit der ERDA relativ lang ist und im Verhältnis zu den vielen Untersuchungen meist zu wenig Endoskope zur Verfügung stehen, ist es in der täglichen Praxis üblich, die Endoskope nach Ablauf der automatischen Reinigung und Desinfektion ohne maschinelle Trocknungszeit, aber nach gründlicher Trocknung mit Druckluft beim nächsten Patienten einzusetzen. Aus hygienischer Sicht ist gegen dieses Verfahren nichts einzuwenden. Nach Programmende muss aber unbedingt die volle Trocknungszeit in der Maschine, üblicherweise 30 min, eingehalten werden, bevor die Endoskope bis zum nächsten Gebrauch in den Schrank gehängt werden.

Aufbewahrung Endoskope sollen trocken, staubfrei und möglichst hängend aufbewahrt werden. Die angebotenen Spezialschränke oder entsprechende Anfertigungen bieten die ideale Lagerung. Die Aufbewahrung in Schubladen, eingepackt in ein sauberes Tuch, ist ebenfalls möglich. In der Praxis hat sich bewährt, dass für Notfallendoskopien in der Nähe des Untersuchungstisches eine Wandhalterung für das Endoskop angebracht werden kann; diese soll mit einer Plexiglasumhüllung staubgeschützt sein. Benutzte Endoskope sollen vor ihrer Aufbereitung auf keinen Fall in den Transportkoffer zurückgelegt werden, um diesen nicht zu kontaminieren.

34.2.4

Desinfektion oder Sterilisation

Trocknung

Bei allen endoskopischen Eingriffen, die nicht in sterilen Körperhöhlen durchgeführt werden, z. B. in der HNO, ist eine an die Reinigung anschließende Desinfektion ausreichend. Bei allen endoskopischen Eingriffen, bei denen die Durchtrennung der Haut und subkutaner Gewebsschichten erfolgt und/oder die Endoskope in physiologischerweise sterilen Körperhöhlen eingesetzt werden, wird der Einsatz von sterilen Endoskopen und Zubehör gefordert: 4 Laparoskopie, 4 Pelviskopie, 4 perkutane transhepatische Cholangioskopie, 4 Mediastinoskopie, 4 Thorakoskopie, 4 Amnioskopie, 4 Arthroskopie, 4 Zystoskopie, 4 Ureterorenoskopie.

Die unvollständige Trocknung der Endoskope kann zur Gefährdung der am nächsten Tag untersuchten Patienten führen. Bei manueller Aufbereitung ist nur mit Druckluft eine gute Trocknung zu erreichen, die dadurch verbessert werden kann, dass die Kanäle nach dem Trocknen mit z. B.

Die anschließende Sterilisation im Autoklaven soll nach Möglichkeit in einem Container erfolgen. Dabei müssen die Herstellerempfehlungen beachtet werden: Üblicherweise wird eine Temperatur von 134°C angewendet, da bei

437 34.2 · Präventionsmaßnahmen

121°C durch die wesentlich längere Temperatureinwirkung das Instrument geschädigt werden könnte. Das gesamte Zubehör, wie Lichtleitkabel, Insufflationsschlauch, Biopsiezangen etc., muss nach jeder Untersuchung autoklaviert werden. Alternativ zur Dampfsterilisation kann auch die Plasmasterilisation angewandt werden. Dies hat Bedeutung vor allem für alte Endoskope, die aus Materialgründen nicht dampfsterilisierbar sind (7 34.3.2).

34.2.5

Bakteriologische Überprüfung von flexiblen Endoskopen

Bei der manuellen und der maschinellen Aufbereitung von Endoskopen muss periodisch der Desinfektionserfolg, z. B. viermal jährlich, überprüft werden; bei einwandfreien Ergebnissen kann auf halbjährliche Untersuchungen umgestellt werden. Bei positiven Befunden ist sofort eine Fehlersuche erforderlich (7 34.3.3).

Hygienisch-mikrobiologische Anforderungen an Endoskopüberprüfungen (RKI 2002a) 5 Kein Nachweis von E. coli, anderen Enterobacteriaceae oder Enterokokken als Indikatoren für eine mangelhafte Reinigung oder Desinfektion 5 Kein Nachweis von P. aeruginosa, anderen Pseudomonaden oder Nonfermentern als Indikatoren für eine Kontamination bei der Schlussspülung oder eine mangelhafte Trocknung 5 Kein Nachweis von hygienerelevanten Erregern wie S. aureus als Indikatoren für z. B. eine Endoskopkontamination nach Aufbereitung (mangelhafte Lagerung oder unzureichende Händehygiene) 5 Bei Endoskopen mit Einsatz im oberen Gastrointestinal- oder Respirationstrakt kein Nachweis von vergrünenden Streptokokken als Indikator für eine Verunreinigung mit Rachenflora 5 Als Richtwert der zulässigen Gesamtkeimzahl gilt ≤1 KBE pro ml Flüssigkeitsprobe (20 ml)

34.2.6

Endoskopisches Zubehör

Grundsätzlich sollte man bei der Beschaffung von Endoskopiezubehör auf die Wiederverwendbarkeit achten. Daraus ergibt sich, dass gute Reinigungs-, Desinfektions- und Sterilisationsmöglichkeiten gegeben sein müssen, d. h., das Zubehör muss mit thermischen Verfahren desinfizierbar bzw. sterilisierbar sein. Das meiste Endoskopiezubehör ist wiederaufbereitbar. Eine gründliche Vorreinigung vor der Desinfektion bzw. Sterilisation ist auch hier unerlässlich. Einige Teile sind nur schwer zu reinigen, deshalb ist der

Einsatz eines Ultraschallbades empfehlenswert. Nach Möglichkeit sollte alles Zubehör mit Dampf sterilisiert werden, z. B. Biopsiezangen. Die Sterilisation der Wasserspülflasche und deren Anschlussschlauch zur Spülung der Optik ist täglich durchzuführen. Einweginstrumente sind in der Regel aus hygienischen Gründen nicht erforderlich. Für die Zukunft ist von den Herstellern zu fordern, dass sie auf Wiederverwendbarkeit, d. h. auch auf Zerlegbarkeit der Instrumente, die für die korrekte Aufbereitung entscheidend ist, achten.

34.2.7

Personalschutz

Die in7 Kap. 24 aufgeführten Standardhygienemaßnahmen sind auch bei den endoskopischen Untersuchungen anzuwenden. Handschuhe und Schutzkittel sollen bei allen Untersuchungen getragen werden. Wenn die Gefahr besteht, dass Blut und andere Körperflüssigkeiten verspritzt werden, sind Mund-Nasen-Schutz und Schutzbrille zu tragen. Für einige Untersuchungen sind feuchtigkeitsabweisende Kittel empfehlenswert. Für die Aufbereitung der Endoskope sollen Einmalhandschuhe und ein Schutzkittel oder eine waschbare Schürze getragen werden, da besonders beim Bürsten die Gefahr der Kontamination der Kleidung besteht (ausführliche Hinweise zum Personalschutz finden sich in 7 Kap. 16).

34.2.8

Creutzfeldt-Jakob-Krankheit in der Endoskopie

Im Rahmen des Auftretens der mit der bovinen spongioformen Enzephalopathie (BSE) assoziierten sog. neuen Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (vCJK) stellen sich für die Endoskopie ganz besondere Probleme. Von den Prionen der vCJK ist bekannt, dass sie sich schon vor einer zerebralen Manifestation lymphatisch, also auch in den lymphatischen Strukturen des Gastrointestinaltrakts, exprimieren. Fälle von vCJK sind bislang noch nicht aufgetreten, das Risiko einer Übertragung durch unerkannte vCJKTräger ist unbekannt. Auch Übertragungen der klassischen Variante der Creutzfeldt-Jakob-Erkrankung (CJK) sind nicht bekannt. Ein Risiko ist auch hier, nicht zuletzt wegen der geringen Prävalenz dieser Erkrankung, nicht quantifizierbar. Müssen sich Patienten mit Verdacht auf CJK/vCJK endoskopischen Eingriffen unterziehen, so gibt es in Deutschland die Möglichkeit, auf Leih-Endoskope zurückzugreifen, die nach Gebrauch speziellen Aufbereitungsverfahren unterzogen werden (Ansprechpartner: Dr. W. Schulz-Schaeffer, Universität Göttingen, Abt. Neuropathologie, RobertKoch-Straße 40, 37075 Göttingen).

34

438

Kapitel 34 · Endoskopie

34.3

34.3.1

III

Aufbereitungsund Überprüfungsverfahren Manuelle Reinigung und Desinfektion von flexiblen Fiberendoskopen

> Immer mit Handschuhen arbeiten!

Reinigung Am Eingriffstisch, am Bett 4 Sofort nach der Untersuchung den Außenmantel des Endoskops mit Zellstoff säubern 4 Alle Kanäle mit Wasser durchsaugen oder -spülen

Im Aufbereitungsraum 4 Dichtigkeitstest durchführen 4 Danach Außenmantel mit Reinigungslösung (laut Herstellerangaben) abwaschen 4 Instrumentier- und Saugkanal mit flexibler Bürste reinigen und mit der Reinigungslösung durchsaugen oder -spülen 4 Bei Duodenoskopen den Albarran-Hebel in Mittelstellung bringen und mit einer geeigneten weichen Bürste von allen Seiten reinigen 4 Mit weicher Bürste Distalende reinigen 4 Luft-/Spülkanal über Trompetenventil mit Wasser freispülen, ebenso Instrumentier-/Saugkanal 4 Alle Kanäle mit Druckluft freiblasen oder freisaugen 4 Alle Ventile, Gummikappen auseinander nehmen und mit Instrumentenlösung (nach Herstellerangaben) reinigen und mit Wasser gründlich nachspülen 4 Ventilgewinde mit Stieltupfer auswischen 4 Ansätze von Druckluft und Wasserpistole mit 70%igem Alkohol wischdesinfizieren

Bereitstellung 4 Außenmantel und alle Kanäle gründlich mit Leitungswasser von Desinfektionsmittellösung freispülen 4 Alle Kanäle mit Druckluft trocknen 4 Anschließend alle Kanäle mit z. B. 70%igem Alkohol durchspülen und wieder mit Druckluft trocknen 4 Außenmantel und Bedienungskopf nach Trocknung mit z. B. 70%igem Alkohol abreiben 4 Ventile, Gummikappe und evtl. Schutzkappe trocken einsetzen

Aufbewahrung 4 Staubfrei und trocken 4 Hängend in Spezialschränken Bronchoskope (z. B. auf Intensivstationen) werden in sauberes Tuch eingeschlagen und in Transportcontainer gelegt (mit Datum und Namen der aufbereitenden Person versehen).

Hilfsinstrumente Sämtliches Endoskopiezubehör, wie flexible Bürsten, Biopsiezangen, Diathermieschlingen usw., müssen sorgfältig gereinigt (z. B. im Ultraschallbad) und nachfolgend autoklaviert oder plasmasterilisiert werden. Die Ansätze von Druckluft und Wasserpistole müssen ebenfalls in die Desinfektionslösung eingelegt werden. Spritzen und Klemmen, die zur Desinfektion verwendet wurden, nach Programmende 4 thermisch desinfizieren, 4 oder Spritzen (zerlegt) und Klemmen in Instrumentendesinfektionslösung legen.

34.3.2

Desinfektion Nicht wasserdichte Endoskope 4 Einführungsteil bis 5 cm unterhalb des Bedienungskopfes in Instrumentendesinfektionslösung (nach Herstellerangaben) hängen 4 Alle Kanäle mit Desinfektionslösung füllen (mit Spezialadapter und Spritzen) 4 Spritzen während der Desinfektion angeschlossen lassen oder Schlauch abklemmen (sonst Absinken des Flüssigkeitsspiegels)

Wasserdichte Endoskope 4 Vollständig in Instrumentendesinfektionslösung (nach Herstellerangaben) einlegen, Kanäle mit Spezialadapter und Spritzen füllen 4 Alle Ventile und Gummikappen in die Desinfektionslösung einlegen 4 Schutzkappe am Distalende (falls vorhanden) entfernen und ebenso in Desinfektionslösung einlegen

Aufbereitung von starren Endoskopen

> Immer mit Handschuhen arbeiten!

Reinigung 4 Nach der Untersuchung (noch am Eingriffstisch) das Endoskop mit Zellstoff säubern 4 Endoskop (inkl. Optik) nach Herstellerangaben in seine Einzelteile zerlegen 4 In Reinigungslösung einlegen (vom Hersteller empfohlenes Reinigungsmittel benutzen) 4 Enge Kanäle mittels einer Spritze mit der Lösung vollständig füllen 4 Kanäle mit Bürste reinigen, mit Wasser durchspülen, innen mit Druckluft und außen mit einem sauberen Tuch trocknen

Sterilisation 4 Geräteteile mit Pflegeöl behandeln und nach Herstellerangaben im Container autoklavieren oder plasmasterilisieren

439 34.3 · Aufbereitungs- und Überprüfungsverfahren

4 Lichtleitkabel, Insufflationsschlauch, Biopsiezangen etc. nach jeder Untersuchung autoklavieren oder plasmasterilisieren

34.3.3

Bakteriologische Überprüfung von flexiblen/starren Endoskopen

Erforderliches Material Desinfektion Falls die Sterilisation des Endoskops nicht möglich ist, muss folgendes Desinfektionsverfahren durchgeführt werden: 4 Endoskop (inkl. Optik) in Instrumentendesinfektionsmittel einlegen (Konzentration und Einwirkzeit nach Herstellerangaben) 4 Kanäle mit einer Spritze (evtl. Adapter) mit der Desinfektionslösung vollständig füllen 4 Während des Desinfektionsvorganges Spritze angeschlossen lassen

Bereitstellung Eingriffe in sterile Körperhöhlen 4 Alle Materialien müssen steril sein 4 Desinfiziertes Material mit sterilen Handschuhen aus der Desinfektionslösung nehmen und direkt in eine sterilisierte Wanne, gefüllt mit sterilem Aqua dest., legen 4 Gründliches Spülen mit Aqua dest., Außenseite mit steriler Kompresse mehrmals abwischen, Kanäle mit steriler Spritze mehrmals durchspülen 4 Mit sterilem Tuch oder steriler Kompresse vollständig abtrocknen 4 Kanäle mit Luft trocken blasen (dazu sterile Spritze benutzen) 4 Aufbewahrung im sterilisierten Behälter mit Deckel

Eingriffe in nicht sterile Körperhöhlen (z. B. HNO) 4 Mit Aqua dest. oder Leitungswasser (aus Hähnen ohne Strahlregler) freispülen 4 Mit sauberem Tuch oder Kompresse gründlich trocknen 4 Mit z. B. 70%igem Alkohol abwischen 4 In einem Behälter mit Deckel aufbewahren (Behälter mit Alkohol auswischen)

Aufbereitung des Endoskopzubehörs 4 Lichtleitkabel mit z. B. 70%igem Alkohol abwischen 4 Biopsiezange etc. nach Gebrauch reinigen, anschließend autoklavieren oder plasmasterilisieren 4 Reinigungsbürsten täglich thermisch desinfizieren oder autoklavieren

4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4

Sterile Spritzen (10 ml, 20 ml) Sterile Auffanggefäße (50 ml), vorher kennzeichnen Steriler Endotrachealsaugsatz Sterile Nährbouillon (mit Enthemmer) oder steriles NaCl (0,9%) Sterile Wattetupfer Sterile Handschuhe Sauberer Kittel Sterile Unterlage Händedesinfektionsmittel Evtl. Mund-Nasen-Schutz Evtl. sterile Adapter (Luer-Rekordanschluss)

Durchführung 4 4 4 4 4 4

Händedesinfektion (mindestens 30 s) Vorrichten aller Materialien erneute Händedesinfektion sterile Handschuhe anziehen Bereitlegen des Endoskops Abstriche (mit sterilen Wattetupfern, befeuchtet mit Nährbouillon mit Enthemmer oder 0,9%igem NaCl oder Aqua dest.) 5 Außenmantel 5 Distalende 5 Gewinde der Distalschutzkappe 5 alle Kanaleingänge (Absaug-, Luft-/Wasser-, Instrumentierkanal, Albarran-Höhle)) und dazugehörige Verschlusskappen bzw. Ventile (innen) 4 Durchspülen der Kanäle mit Nährbouillon (mit Enthemmer) oder NaCl (0,9%) 5 zuerst Aqua-dest.-Probe (20 ml) aus der Spülflasche entnehmen 5 alle Kanäle (einschl. Albarran-Kanal) mit 20-mlSpritze durchspülen und in sterilem Gefäß auffangen 5 sterile Lösung durch den Saugkanal ansaugen und im sterilen Röhrchen eines Endotrachealsaugsatzes auffangen oder den Kanal mit einer 20-ml-Spritze durchspülen 5 bei Bronchoskopen genügen 10 ml Flüssigkeit zum Durchspülen 5 steriles Aqua dest. aus der Spülflasche durch den Luft-/Wasserkanal ansaugen und in sterilem Gefäß auffangen.

34

440

Kapitel 34 · Endoskopie

34.3.4

III

Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen in der Endoskopie

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, vor und nach Patientenkontakt

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor jeder Endoskopie; vor invasiven Maßnahmen (z. B. vor Blutentnahme, Injektionen, Anlage von Blasen- und Venenkathetern etc.); nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen), nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben!

Chirurgische Händedesinfektion

Vor operativen Eingriffen, z. B. Laparoskopie, Pelviskopie

Hände und Unterarme 1 min. mit Flüssigseife waschen, bei sichtbarer Verschmutzung Nägel und Nagelfalze bürsten, abtrocknen; anschl. alkolholisches Händedesinfektionsmittel während 3 min portionsweise auf Händen und Unterarmen verreiben

Hautdesinfektion

Vor Punktionen etc.

Hautdesinfektionsmittel

Sprühen–wischen–sprühen– wischen (30 s)

Vor Anlage von intravasalen Kathetern

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (1 min)

Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektions-gefährdung (z. B. Laparoskopie, Pelviskopie)

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (3 min)

Schleimhautdesinfektion

z. B. vor Anlage von Blasenkathetern

Schleimhautdesinfektionsmittel

Unverdünnt auftragen (1 min)

Biopsiezangen, Klemmen, Schlingen, Polypengreifer, PEG-Zange, Bürsten, Mundstücke usw.

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder in Instrumentenreiniger einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, sterilisieren. Bei Verletzungsgefahr: Einlegen in Instrumentenreinigungs- und -desinfektionsmittel

Nagelbürsten

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Standgefäße mit Kornzange (bei Verwendung kein Desinfektionsmittel in das Standgefäß geben)

Einmal täglich

Reinigen, verpacken, sterilisieren

Trommeln (Filter regelmäßig wechseln)

Einmal täglich; nach Öffnen

Reinigen, sterilisieren

Beatmungsbeutel

Nach Gebrauch oder alle 3 Monate (bei Nichtgebrauch)

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Adapter staubfrei mit z. B. Einweghandschuh schützen

Blutdruckmanschette

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungs-und Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Staubfrei und trocken aufbewahren

Stethoskop

Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Stauschlauch

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungs-und Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen; wischdesinfizieren

Thermometer (bei rektalem Gebrauch Hüllen verwenden)

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Ohrthermometer

Nach Gebrauch

Wechsel der Schutzkappe

Gehäusehandgriff

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Alle 48 h

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Staubfrei und trocken aufbewahren z. B. in Staubschutzbeutel

Sauerstoffanfeuchter Wasserbehälter (Mehrweg, mit Aqua dest.)

6

441 34.3 · Aufbereitungs- und Überprüfungsverfahren

Was

Wann

Womit

Verbindungsschlauch, Maske

Bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Flowmeter

Bei Patientenwechsel bzw. bei Bedarf

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Instrumentenreinigungsund -desinfektionsmittel oder ERDA

Einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, sterilisieren

Nicht sterilisierbar

Nach Gebrauch

In Instrumentenreinigungs- und -desinfektionsmittel einlegen, reinigen, abspülen mit Aqua dest., mit sterilem Tuch und sterilen Handschuhen trocknen oder ERDA Aufbewahrung: sterilisierter Behälter, ausgelegt mit sterilem Tuch

Flexible Endoskope (7 34.3.1)

Nach Gebrauch

ERDA oder nach der Reinigung in Instrumentendesinfektionsmittel einlegen. Trocken, staubfrei und hängend aufbewahren, z. B. Schrank

Absauggefäß inkl. Verschlussdeckel und Verbindungsschläuche

Einmal täglich

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Steckbecken/Urinflaschen

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Geräte, Mobiliar, Videogeräteturm

Einmal täglich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Arbeitsflächen

Einmal täglich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Untersuchungsliegen, Tische

Einmal täglich, nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

OP-Leuchten

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen

Starre Endoskope (734.3.2), sterilisierbar

Wäsche-/Abfallwagen

Wie

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen Wischdesinfizieren

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wasserstrahlregler

Einmal/Tag bis einmal/Woche

ERDA

Waschbecken (inkl. Armaturen)

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Fußboden

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Hausübliches Reinigungssystem

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

ERDA: Endoskopreinigungs- und Desinfektionsautomat. Nach Kontamination: Nach Kontakt mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (7 entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (s. oben bzw. 7 Kap. 12). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe).

4 Anwendungskonzentrationen beachten! 4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen (Vorrats-)Behälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

34

442

Kapitel 34 · Endoskopie

Literatur

III

Bader L et al. (2002) HYGEA (Hygiene in der Gastroenterologie – Endoskop-Aufbereitung): Studie zur Qualität der Aufbereitung von flexiblen Endoskopen in Klinik und Praxis. Z Gastroenterol 40: 157–170 RKI (2001) Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 44: 1115–1126 RKI (2002a) Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung flexibler Endoskope und endoskopischen Zusatzinstrumentariums. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 45: 395–411 RKI (2002b) Anforderungen der Hygiene an die baulich-funktionelle Gestaltung und apparative Ausstattung von Endoskopieeinheiten. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 45: 412–414 RKI (2003) Liste der vom Robert Koch-Institut geprüften und anerkannten Desinfektionsmittel und -verfahren. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 46: 74–95 Spach DH, Silverstein FE, Stamm WE (1993) Transmission of infection by gastrointestinal endoscopy and bronchoscopy. Ann Int Med 118: 117–128 West AB, Kuan SF, Bennick M, Lagarde S (1995) Glutaraldehyde colitis following endoscopy: clinical and pathological features and investigation of an outbreak. Gastroenterology 108: 1250–1255

35 35 Radiologie T. Hauer 35.1 Erreger/Infektionen – 443 35.1.1 MRSA – 443 35.1.2 Tuberkulose – 444 35.1.3 HIV und Hepatitis B, C

– 444

35.2.6 Radiologische Untersuchungen im Bereich des Gastrointestinaltrakts – 445 35.2.7 Verwendung von Perfusorspritzen (Injektoren) und Kontrastmittelgebinden für mehrere Patienten in Folge – 445

35.2 Verfahren – 444 35.2.1 35.2.2 35.2.3 35.2.4

Endoskopische Verfahren – 444 Einfache Angiographien – 444 Interventionelle Angiographie – 444 Interventionelle radiologische Verfahren außerhalb des Gefäßsystems – 445 35.2.5 Myelographie – 445

In der modernen Radiologie wurden neben diversen alten und neuen bildgebenden Verfahren auch eine Reihe invasiver Techniken entwickelt. Neben dem unbestreitbaren Nutzen für die Patienten geht damit aber auch die Möglichkeit zusätzlicher infektiöser Komplikationen einher. Auch das Personal kann z. B. durch Stichverletzungen gefährdet sein. Radiologieabteilungen erfahren zudem einen hohen Durchlauf an Patienten aus den verschiedensten Abteilungen. Dies und die Tatsache, dass andernorts und z. T. später manifest werdende Infektionsprobleme nicht ohne Weiteres mit dem Aufenthalt in der Radiologie in Zusammenhang gebracht werden, macht bei »Vergessen« der grundsätzlich im Krankenhaus zu beachtenden Standardhygienemaßnahmen (7 Kap. 24) die Übertragung von z. B. MRSA oder C. difficile oder auch Tuberkulose möglich. In diesem Kapitel werden die wichtigsten Infektionskontrollmaßnahmen im Zusammenhang mit krankenhaushygienisch bedeutsamen Erregern sowie invasiven und nichtinvasiven Verfahren in der Radiologie zusammengefasst.

35.3 Impfschutz – 446 35.4 Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Radiologie – 446 Literatur

– 448

35.1

Erreger/Infektionen

35.1.1

MRSA

Bei mit MRSA besiedelten Patienten müssen die viel zitierten »Standardhygienemaßnahmen« (7 Kap. 24, 7 auch Kap. 14) mit besonderer Sorgfalt eingehalten werden. > Entscheidend ist die Händedesinfektion (mindestens 30 s) vor und nach Patientenkontakt. Die Umgebungskontamination durch MRSA kann reduziert werden, wenn sich auch der Patient vor der Untersuchung die Hände mit alkoholischem Händedesinfektionsmittel desinfiziert (Anleitung erforderlich). Durch das Tragen eines chirurgischen Mundschutzes soll verhindert werden, dass der Patient seine Hände durch Berühren der eigenen Nase (natürliches Reservoir von S. aureus) immer wieder rekontaminiert.

Darüber hinaus sollten alle Personen, die direkten Kontakt zum Patienten haben, wie z. B. beim (Um-)Lagern, Anlegen von Zugängen etc. Handschuhe und einen langärmeligen Schutzkittel tragen. Ein Mundschutz ist dann erforderlich, wenn die Möglichkeit besteht, dass man direkt angehustet wird (Gesicht-zu-Gesicht-Kontakt). Eine Händedesinfektion ist zudem auch nach Berührung von Bett oder Oberflächen notwendig, die mit dem Patienten unmittelbar in Berührung kamen. In der Regel werden zwei technische Assistenten benötigt (Shagam 1999). Ein Mitarbeiter bedient die Geräte,

444

III

Kapitel 35 · Radiologie

öffnet oder schließt Türen und führt alle Tätigkeiten ohne Patientenkontakt aus. Der andere trägt die oben angegebene Schutzkleidung, lagert und betreut den Patienten und ist für die Wischdesinfektion der vom Patienten berührten Flächen zuständig. Er entsorgt nach Untersuchungsende auch evtl. verwendetes Abdeckpapier in einem geschlossenen Abfalleimer (normaler Klinikmüll). Nicht unbedingt zwingend, aber aus praktisch-organisatorischen Gründen empfehlenswert, ist die Einbestellung des Patienten am Ende des jeweiligen Tagesprogramms.

35.1.2

Tuberkulose

Patienten mit offener, also ansteckungsfähiger Lungentuberkulose sollten einen chirurgischen Mundschutz tragen (FFP2-Maske ist beim Patienten nicht erforderlich; 7 Kap. 15). Eine spezielle Klimatisierung (d. h. Unterdruck im Verhältnis zu umliegendem Bereich, ausreichender Luftaustausch, 12 Luftwechsel/Stunde) wäre ideal, ist aber in Deutschland in der Regel nicht verfügbar. Daher sollten Tbc-Patienten am Schluss des Tagesprogramms ohne Wartezeit im allgemeinen Wartebereich einbestellt werden. Alle Personen, die sich im gleichen Raum mit dem Patienten befinden, müssen eine Maske mindestens der Schutzstufe FFP2 tragen. Beim Anlegen ist auf sorgfältigen Dichtsitz zu achten (vorher trainieren!). Bei mechanischer Belüftung des Untersuchungsraumes muss die Klimaanlage entweder auf Unterdruck umoder ganz abgeschaltet werden, um eine Erregerausbreitung in umliegende Räume zu vermeiden. Dementsprechend müssen die Türen zum umliegenden Bereich geschlossen gehalten werden, auch in benachbarten Räumen sollten sich keine Patienten mehr aufhalten. Nach Beendigung der Untersuchung kann nach einer ca. 30minütigen Lüftung bei geöffnetem Fenster zum Freien hin von einer ausreichenden Verdünnung evtl. im Raum schwebender Tröpfchenkerne ausgegangen werden. Danach kann der Raum wieder normal benutzt werden. Eine Wischdesinfektion der Oberflächen ist nicht routinemäßig, aber nach sichtbarer Kontamination mit z. B. Sekret erforderlich.

35.1.3

HIV und Hepatitis B, C

Bei diesen und anderen im Krankenhausbereich durch Blutkontakt übertragbaren Erkrankungen gelten die überall wichtigen sog. »universellen Vorsichtsmaßnahmen« (7 Kap. 16) zum Schutz vor Stichverletzungen und sonstigem Blutkontakt einschließlich des Impfschutzes gegenüber Hepatitis B.

35.2

Verfahren

35.2.1

Endoskopische Verfahren

Bei Endoskopien sowohl des Intestinaltrakts, der Gallenwege als auch im Bereich der Bronchien kann es zu Infektionsübertragungen kommen, wenn die nötigen Mindestanforderungen an das jeweilige Aufbereitungsverfahren (7 Kap. 34) nicht eingehalten wurden (s. a. RKI 2002). Kontaminationen durch Pseudomonas aeruginosa oder atypische Mykobakterien stammen häufig aus dem Leitungswasser, während bei darmpathogenen Erregern oder M. tuberculosis zuvor endoskopierte Patienten die Quelle darstellen. Bei der ERCP kann es zur Bakteriämie mit endogenen Erregern kommen, insbesondere wenn hinterher keine adäquate Drainage der Gallenwege gegeben ist. Bei mittlerem bis hohem Endokarditisrisiko wird daher eine Antibiotikaprophylaxe empfohlen, wenn bereits eine biliäre Stauung vorbesteht (AHA 1997).

35.2.2

Einfache Angiographien

Einfache Angiographien ohne Intervention oder Einbringen von Fremdmaterial sind mit einem sehr geringen Infektionsrisiko behaftet. In Analogie zur Anlage venöser und arterieller Zugänge gelten die Hygienemaßnahmen zur Verhütung venenkatheter-assoziierter-Infektionen (7 Kap. 7). Vor dem Anlegen steriler Handschuhe ist eine hygienische Händedesinfektion (30 s) erforderlich. Zur infektionsprophylaktischen Wirksamkeit von chirurgischer Maske und Mundschutz existieren keine Daten. Sie schützen das Personal jedoch, wie im übrigen auch das Tragen einer Schutzbrille mit Seitenschutz, vor Blutspritzern und sind damit dringend empfehlenswert. Um eine unabsichtliche Kontamination des Katheters an der Kleidung zu vermeiden, kann je nach Verfahren ein steriler Kittel sinnvoll sein.

35.2.3

Interventionelle Angiographie

Nach Angioplastien, Stentimplantationen und Arteriektomien können gelegentlich Infektionen auftreten. Zur Minimierung des Infektionsrisikos sei auch hier auf die Hygienemaßnahmen beim Legen zentraler Zugänge verwiesen (7 Kap. 7). Bei perkutanen Katheterembolisationsverfahren kommen Infektionskomplikationen vor allem im Bereich von Leber und Milz vor. Die Infektionsraten können abhängig vom Patientenklientel und vor allem von der Erfahrung des Operateurs sehr unterschiedlich sein. Eine Antibiotikaprophylaxe bei Embolisation der Milz und anderer Organe mit potenzieller bakterieller Besiedlung wie z. B. Kolon und Leber erscheint sinnvoll (Ribner 2004).

445

35.2 · Verfahren

35.2.4

Interventionelle radiologische Verfahren außerhalb des Gefäßsystems

Hierunter fällt eine Vielzahl von Eingriffen, die ansonsten nur durch einen offenen chirurgischen Eingriff zu bewältigen wären, wie zum Beispiel die perkutane Abszeßdrainage oder die perkutane transhepatische Drainage der Gallenwege. Erwartungsgemäß sind diese mit einem höheren Infektionsrisiko als z. B. eine CT-gesteuerte perkutane Biopsie verbunden. Die Infektionsraten müssen jedoch mit dem alternativ durchzuführenden offen chirurgischen Verfahren verglichen werden, die häufig höher sind (Ribner 1999). Auch hier sind die Technik und Erfahrung des Arztes in Bezug auf die Infektionsraten entscheidend. Eine perkutane transhepatische Drainage der Gallenwege wird beispielsweise palliativ bei Tumorpatienten oder praeoperativ entlastend bei Obstruktion auf Grund von Cholelithiasis, Strikturen oder Malignomen durchgeführt. Dementsprechend muss mit Cholangitiden und bakterieller Besiedlung der Gallenwege einschließlich Bakteriämien gerechnet werden. Entsprechend hoch ist das Infektionsrisiko nach dem Eingriff, wobei auch eine alternative chirurgische Entlastung in der Hälfte der Fälle eine postoperative Sepsis nach sich ziehen kann (Ribner 2004). Perkutane urologische Eingriffe zielen häufig auf die Entlastung einer Obstruktion durch Steine, Strikturen oder Neoplasien. Die Infektionskomplikationen umfassen Septikämien und Pyelonephritiden und sind seltener als im Bereich der Gallenwege (Ribner 2004).

Hygienemaßnahmen in der interventionellen Radiologie Mit Ausnahme einfacher perkutaner Biopsien sollten die obengenannten invasiven Eingriffe in einem Arbeitsumfeld stattfinden, das OP-Bedingungen entspricht. Bei den Arbeitsabläufen und Hygienemaßnahmen orientiert man sich an offenen chirurgischen Eingriffen (7 Kap. 25).

Hygienemaßnahmen bei invasiven Eingriffen in der Radiologie 5 5 5 5

Chirurgische Händedesinfektion (3 min) Sterile Handschuhe Steriler Kittel Sorgfältige Hautdesinfektion im Bereich des geplanten Eingriffs (3 min) 5 Ausreichend bemessene sterile Abdeckung des Patienten 5 Ausreichend große steril abgedeckte Flächen zur Bereitstellung der benötigten Instrumente

Klimatisierung Zur mechanischen Belüftung bei interventionellen Verfahren ist im Untersuchungsraum eine zweistufige raumlufttechnische Anlage mit Filtern der Klasse F9 in der zweiten Stufe ausreichend. Der Raum sollte groß genug sein, um kollisionsfreies aseptisches Arbeiten zu ermöglichen.

35.2.5

Myelographie

Myelographien sind mit sehr geringen nosokomialen Infektionsraten verbunden. Andererseits verlaufen sie im Bereich der Meningen besonders dramatisch und potenziell tödlich. Analog zu dem Vorgehen bei Lumbal- oder Epiduralpunktionen sollte das Risiko des Einbringens von Keimen der Mund-Rachen-Flora des Untersuchers durch das Tragen eines Mundschutzes und die gleichzeitige Maßgabe, möglichst wenig zu sprechen, minimiert werden.

35.2.6

Radiologische Untersuchungen im Bereich des Gastrointestinaltrakts

Aus früheren Jahren existieren eine Reihe von Berichten über die Übertragung verschiedener Erreger (Darmkeime, Salmonella typhi, Polioviren, Amöben) durch unzureichend aufbereitetes Material bei Bariumkontrasteinläufen (Ribner 2004) auf nachfolgende Patienten. Daher müssen alle Materialien, die für Kontrasteinläufe eingesetzt werden, entweder sicher (vorzugsweise thermisch) desinfiziert werden, oder man muss auf Einmalartikel zurückgreifen. Bei einem Teil der Patienten kommt es zu transienten Bakteriämien, insbesondere während starker Distention des Kolons. Dadurch bedingte Infektionskomplikationen sind jedoch so selten, dass der theoretisch mögliche Nutzen einer Antibiotikaprophylaxe das damit verbundene Nebenwirkungsrisiko nicht aufwiegen würde. Lediglich für Patienten mit einem hohen Endokarditisrisiko wird eine Antibiotikaprophylaxe empfohlen.

35.2.7

Verwendung von Perfusorspritzen (Injektoren) und Kontrastmittelgebinden für mehrere Patienten in Folge

Nicht selten werden in Deutschland und anderen Ländern Röntgenkontrasmittel in Perfusoren für mehrere Patienten hintereinander benutzt (Preliminary Report 1996), wobei zwischen den einzelnen Patienten das Überleitungsstück einschließlich eines Rückschlagventils ausgetauscht wird. Mittlerweile werden von der Industrie zu diesem Zweck auch vorgefertigte Systeme mit ein oder zwei Rückschlagventilen in Serie angeboten. Ob hierdurch das Risiko einer

35

446

III

Kapitel 35 · Radiologie

Infektionsübertragung besteht bzw. wie groß es ist, lässt sich bei der derzeitigen wissenschaftlichen Datenlage leider nicht genau angeben. Vor einigen Jahren wurde beispielsweise über einen nosokomialen Malariaausbruch in einer CT-Abteilung berichtet, bei dem 6 Patienten durch kontaminiertes Kontrastmittel in Folge infiziert wurden (Chen 1999). Zwischen den Patienten wurde lediglich ein Teil des Überleitungssystems ausgetauscht. Man vermutete, dass es während eines Stromausfalls beim Indexpatienten zu einem Rückfluss von Kontrastmittel kam, das mit Blut durchmischt war. In einem anderen Fall akquirierten mehrere Patienten durch einen kontaminierten Dreiwegehahn, der zwischen den Patienten nicht gewechselt wurde, eine Hepatitis B (Froggatt 1991). Die Spritze für die beiden verabreichten Medikationen wurde ebenfalls für mehrere Patienten benutzt. Ob sich solche Zwischenfälle durch die Zwischenschaltung eines Rückschlagventils und den Austausch von z. B. mindestens einem Meter Überleitungssystem ausreichend sicher verhüten lässt, ist unbekannt. Um darüber eine genaue Aussage machen zu können, müssten zunächst von den Herstellerfirmen von Rückschlagventilen Untersuchungen vorgelegt werden, die zeigen, dass ein Rückfluss, auch z. B. beim Anspringen eines Notstromaggregats, ausgeschlossen ist. Darüber hinaus müßte der Frage nachgegangen werden, ob es bei offenem Ventil nicht zu einer retrograden Diffusion kleiner Partikel, wie zum Beispiel von Viren, kommen kann. Solche Untersuchungen sind bisher nicht in ausreichender Qualität für die derzeit auf dem Markt befindlichen Rückschlagventile verfügbar. Bei einigen dieser Rückschlagventile konnte in kanadischen Untersuchungen mit radioaktiv markierten Stoffen sogar gezeigt werden, dass sie keine ausreichende Sicherheit bezüglich ihrer Funktionsweise aufweisen (Preliminary Report 1996).

> Daher kann das oben genannte Vorgehen bzw. die Verwendung derartiger Infusionssysteme für mehrere Patienten in Folge aus krankenhaushygienischer Sicht ohne diesbezügliche Validierung durch den Hersteller nicht generell zugelassen werden. Für das jeweilige System (Perfusor und Überleitungssystem mit Rückschlagventilen) muss daher individuell durch Gutachten belegt werden, dass auch die Rückdiffusion kleiner Partikel mit ausreichender Sicherheit ausgeschlossen werden kann.

35.3

Impfschutz

Radiologisches Personal sollte über einen ausreichenden Impfschutz gegenüber Hepatitis B und Influenza verfügen (7 Kap. 16).

35.4

Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Radiologie

Grundsätzlich müssen Oberflächen von Mobiliar und Geräten, sowie Fußboden und Wände nicht routinemäßig wischdesinfiziert werden. Lediglich bei sichtbarer Kontamination mit potenziell infektiösem Material (Blut, Sekret, Stuhl, Urin) muss dies, dann aber umgehend, geschehen. Eine Ausnahme stellen direkt mit der Haut des Patienten in Kontakt kommende Oberflächen dar. Dazu zählen Röntgentisch (sofern nicht mit Papierrolle abgedeckt), Röntgenplatte und diverse Lagerungshilfsmittel wie Kinn- oder Bruststützen. Diese sollten zwischen den Patienten mit einem nach DGHM gelisteten Flächendesinfektionsmittel oder 70%igem Isopropanol abgewischt werden. Computertastaturen sollten mit flexibler abwischbarer Folie abgedeckt sein.

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, vor und nach Patientenkontakt

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

z. B. vor Verbandswechsel, Injektionen, Blutabnahmen, Anlage von Blasen- und Venenkathetern; nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen), nach Ausziehen der Handschuhe

Alkoholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben bis Hände trocken sind; kein Wasser zugeben

Chirurgische Händedesinfektion

Vor OP-ähnlichen Eingriffen

1. Alkoholisches Händedesinfektionsmittel: Hände und Unterarme 1 min waschen und (bei sichtbarer Verschmutzung) Nägel und Nagelfalze bürsten, anschl. Händedesinfektionsmittel während 3 min portionsweise auf Händen und Unterarmen verreiben 2. PVP-Iod-Seife: Hände und Unterarme 1 min waschen und dabei Nägel und Nagelfalze bürsten (nur bei sichtbarer Verschmutzung), anschl. 4 min waschen, unter fließendem Wasser abspülen, mit sterilem Handtuch abtrocknen

6

447

35.4 · Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Radiologie

Was

Wann

Womit

Wie

Hautdesinfektion

Vor Punktionen, bei Verbandwechsel usw.

z. B. (alkoholisches) Hautdesinfektionsmittel oder

Sprühen–wischen–sprühen– wischen (Dauer: 30 s)

Vor radiologischen Eingriffen, bei denen der Katheter nur durch eine Punktion eingeführt wird

PVP-Iod-Alkohol-Lösung

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben; Dauer: 1 min Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben; Dauer: 3 min

Vor radiologischen Eingriffen, bei denen der Zugang zum Gefäß über eine chirurgische Inzision erfolgt Schleimhautdesinfektion

z. B. vor Anlage von Blasenkathetern

z. B. PVP-Iod-Lösung ohne Alkohol

Unverdünnt auftragen (Dauer: 30 s)

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat, verpacken, autoklavieren oder in Instrumentenreiniger einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, autoklavieren. Bei Verletzungsgefahr: Zusatz von (aldehydischem) Instrumentendesinfektionsmittel

Kunststoff

Nach Kontamination

Mit Flächendesinfektionsmittel bzw. Isopropylalkohol (70%) abwischen, trocknen, oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Stoff

Nach Kontamination

In Instrumentenreiniger einlegen, abspülen, trocknen, autoklavieren, oder Reinigungs- und Desinfektionautomat

Stethoskop

Bei Bedarf und nach Patientenkontakt

Isopropylalkohol (70%)

Abwischen

Sauerstoffanfeuchter (Gasverteiler, Wasserbehälter, Verbindungsschlauch, Maske

Bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Trocken und staubfrei aufbewahren oder reinigen, trocknen, autoklavieren

Geräte, Mobiliar

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Abwischen

Beatmungsbeutel

Nach Gebrauch

Reinigungs-und Desinfektionsautomat

Röntgentische, Röntgenscheiben, Röntgenkassetten

Nach Patientenkontakt; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Waschbecken

Einmal täglich

Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Strahlregler

Einmal pro Woche

Reinigen, entkalken (z. B. Essigwasser, Spülmaschine)

Steckbecken, Urinflasche

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Fußboden

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Hausübliches Reinigungssystem

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Direkt nach Gebrauch (bei Kanülen kein Recapping)

Entsorgung in leergewordene, durchstichsichere und fest verschließbare Kunststoffbehälter

Blutdruckmanschette

Abfall, bei dem Verletzungsgefahr besteht (z. B. Skalpelle, Kanülen)

Abwischen

Nach Kontamination: nach Kontakt mit (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Desinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungspotenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten.

4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Zur Flächendesinfektion nicht sprühen, sondern wischen. 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Benutzte, d. h. mit Blut etc. belastete Flächendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln.

35

448

Kapitel 35 · Radiologie

4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen (Vorrats-)Behälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben (meist 14-28 Tage). 4 Reinigungs- und Desinfektionsautomat: 80°C, 10 min (ohne Desinfektionsmittelzusatz).

III Literatur AHA (1997) AHA Recommendations Endokarditisprophylaxe. JAMA 277: 1794–1801 Chen KT, Chen CJ, Chang PY, Morse DL (1999) A nosocomial outbreak of malaria associated with contaminated catheters and contrast medium of a computed tomographic scanner. Infect Control Hosp Epidemiol 20: 22–25 Froggatt JW, Dwyer DM, Stephens MA (1991) Hospital outbreak of hepatitis B in patients undergoing electroconvulsive therapy. Program and abstracts of the 31st ICAAC Preliminary Report (1996) Preliminary report: biosafety analysis of oneway backflow valves for multiple patient use of low osmolar intravenous contrast solution. Can Commun Dis Rep 22: 28–31 RKI (2002) Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung flexibler Endoskope und endoskopischen Zusatzinstrumentariums. Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert Koch-Institut. Bundesgesundheitsbl 45: 395–411 Ribner BS (2004) Nosocomial infections associated with procedures performed in radiology. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control, 3rd edn. Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 1261–1269. Shagam JY (1999) The radiology department and nosocomial infections. Radiol Technol 70: 418–433

36 36 Krankenhausapotheke R. Trittler, M. Sutter, E. Strehl, 36.1 Vorschriften und Richtlinien – 449 36.1.1 Regulatorien – 449 36.1.2 Anforderungen an die Räumlichkeiten im Produktionsbereich – 449 36.1.3 Allgemeine Personalhygiene – 450

36.4 Reinigungs- und Desinfektionspläne in der Apotheke – 454 36.4.1 Salbenraum – 454 36.4.2 Sterilraum und zentrale Zytostatikazubereitung – 455 36.4.3 Anmerkungen und Erläuterungen

– 455

36.2 Pharmazeutische Rohstoffe – 450 Literatur

– 455

36.3 Spezielle Vorgaben für die unterschiedlichen Produktionsbereiche – 451 36.3.1 Unsterile Produkte, wie z. B. Liquida, Cremes, Salben, Zäpfchen, Kapseln – 451 36.3.2 Sterile Produkte – 452

In der Krankenhausapotheke als zentrale Versorgungseinheit ist es von höchster Priorität, die Patienten keiner Gefahr wegen Bedenklichkeit oder ungenügender Qualität bzw. Wirksamkeit von Arzneimitteln auszusetzen (Auterhoff 2000). Dabei spielt die Prävention von Kontaminationen im Arzneimittelbereich eine wichtige Rolle. Bei industriell gefertigten Arzneimitteln ist die Qualität durch das Zulassungsverfahren gesichert. Für Präparate, die von der Klinikumsapotheke aus pharmazeutischen Grund- und Wirkstoffen selbst hergestellt oder aus den bereits industriell gefertigten Arzneimitteln zubereitet bzw. gemischt werden, gelten die im Folgenden hier aufgeführten Gesetzeswerke und Richtlinien, da an diese Zubereitungen die gleichen Qualitätsansprüche gestellt werden wie an industriell gefertigte Arzneimittel.

36.1

Vorschriften und Richtlinien

36.1.1

Regulatorien

Die Qualität von Arzneimitteln ist abgesichert durch die gesetzlichen Vorschriften der Arzneibücher, der Apothekenbetriebsordnung (Pfeil et al. 1999) sowie durch die Pharma-Betriebsverordnung/GMP (Oeser u. Sander 2003). Weiter sind folgende Richtlinien bei der Arzneimittelproduktion in der Apotheke zu beachten: Zytostatikarichtlinie

der AOLG (1998), EG-Leitfaden einer guten Herstellungspraxis für Arzneimittel (Auterhoff 2000). Außerdem sollte ein Qualitätssicherungssystem implementiert sein, das hinsichtlich der Arzneimittelherstellung auf dem GMPLeitfaden basiert (NVZA 1998). Können einzelne Vorgaben dieser Richtlinien nicht strikt eingehalten werden, müssen gleichwertige Maßnahmen zur Qualitätssicherung ergriffen werden.

36.1.2

Anforderungen an die Räumlichkeiten im Produktionsbereich

Laut Apothekenbetriebsordnung § 4 müssen die Räumlichkeiten für die einwandfreie Entwicklung, Herstellung, Prüfung, Lagerung und Verpackung geeignet sein. Weiterhin wird gefordert, diese Räumlichkeiten in einwandfreiem hygienischen Zustand zu halten. Die EG-Richtlinien präzisieren und fordern den Schutz gegen das Eindringen von Insekten oder anderen Tieren sowie Vorkehrungen, um Unbefugten den Zutritt zu verwehren (Auterhoff 2000). Karton, Holz oder Polstermaterialien dürfen nicht im Herstellungsbereich verwendet werden. Die Innenflächen (Wände, Fußböden, Decken) müssen glatt und frei von Rissen und Fugen sein. Sie sollten keine Partikel abgeben und sich leicht und gründlich reinigen sowie desinfizieren lassen. Rohrleitungen, Beleuchtungskörper, Belüftungseinrichtungen und andere Versorgungsanlagen müssen so ausgelegt und angebracht sein, dass keine schwer zu reini-

450

Kapitel 36 · Krankenhausapotheke

. Tab. 36.1. Reinraumklasseneinteilung nach Partikelzahlen Reinraumklasse

Maximale Partikelzahl/m3 Nichtoperationell

Operationell

0,5 µm

III

5 µm

0,5 µm

5 µm

A

3500

0

3500

0

B

3500

0

350.000

2000

3.500.000

20.000

Nicht festgelegt

Nicht festgelegt

C

350.000

2000

D

350.000

20.000

. Tab. 36.2. Reinraumklasseneinteilung nach mikrobiologischer Kontaminierung Reinraumklasse

A

Durchschnittlich maximale mikrobiologische Kontaminierung Luftprobe

Petrischalen (90 mm)

Kontaktplatten (55 mm)

[KBE/m3]

[KBE/4 h]

[KBE/Platte]

[KBE/Handschuh]

<1

<1

<1

<1

Handschuhabdruck (5 Finger)

B

10

5

5

5

C

100

50

25

–

D

200

100

50

–

genden Stellen entstehen. Für Wartungszwecke sollten sie möglichst von außen zugänglich sein. Abflüsse müssen ausreichend groß und mit Rückstauklappe versehen sein. Die Luftreinheitsklassen nach GMP (. Tab. 36.1, 36.2) sollten den Maßstab für die Produktionsräume darstellen. Auch wenn aus wirtschaftlichen Gründen die geforderten Umgebungsbedingungen nicht erreicht werden können, sollten doch genügend Laminar-Air-Flow-Bänke mit Reinraumklasse A für die kritischen Produktionsschritte vorhanden sein. Bei der Zytostatikazubereitung müssen immer Sicherheitswerkbänke (nach DIN 12980 bzw. DIN EN 12469) oder Isolatoren eingesetzt werden. Die Produktionsräume sollten durch eine Schleuse oder einen Zwischenraum zum Umkleiden und zur Händereinigung/ -desinfektion und nicht mit Straßenschuhen betreten werden. Fenster und Türen sind während der Herstellung geschlossen zu halten.

36.1.3

Allgemeine Personalhygiene

Armbanduhren, Make-up und Schmuck sind in reinen Bereichen nicht gestattet. Personen, die an einer ansteckenden Krankheit leiden oder offene Verletzungen an unbedeckten Körperstellen aufweisen, dürfen nicht im Produktionsbereich arbeiten. Jede Person, die die Herstellungsbereiche betritt, sollte eine den jeweils auszuführenden Arbeiten angepasste Schutzkleidung tragen (7 unten). Essen, Trinken, Kauen oder Rauchen sowie die Aufbewahrung von Speisen, Getränken, Tabakerzeugnissen oder Medikamenten für den persönlichen Gebrauch sowie jedes unhygienische Ver-

halten ist in den Produktions- und Lagerbereichen verboten. Durch entsprechende Kleidung, Händewaschen und -desinfektion und Vermeiden von Berührung produktberührter Ausrüstungsgegenstände bzw. des Produkts ist sicherzustellen, dass die Bestimmungen des Arzneibuches bezüglich der Keimbelastung eingehalten werden können.

36.2

Pharmazeutische Rohstoffe

Generell müssen alle verwendeten Rohstoffe den Vorgaben der Arzneibücher entsprechen, dies betrifft auch die mikrobiologische Beschaffenheit. Bevor pharmazeutische Rohstoffe in der Apotheke zur Arzneimittelherstellung verwendet werden, müssen diese im apothekeneigenen Analytiklabor geprüft werden. Die Reinheit kann auch durch ein entsprechendes Zertifikat nachgewiesen werden.

Anforderungen an Wasser für pharmazeutische Zwecke Der am meisten verwendete Stoff für die Herstellung von Arzneimitteln ist Wasser. Das Europäische Arzneibuch unterscheidet 5 Arten von Wasser (. Tab. 36.3). Bei Trinkwasser wird die Vermehrung von pathogenen Keimen in der Regel durch Chlorierung verhindert oder reduziert. In destilliertem und entmineralisiertem Wasser können sich Mikroorganismen vermehren (sog. Wasserkeime; 7 Kap. 10), sodass eine mikrobiologische Kontrolle des aufbereiteten Wassers in vierwöchigem Abstand erforderlich ist. Dabei wird auch auf Endotoxine mittels Limulustest geprüft. Bei erhöhten Keimzahlen bzw. Endotoxin-

451

36.3 · Spezielle Vorgaben für die unterschiedlichen Produktionsbereiche

. Tab. 36.3. Wasserqualitäten für die Herstellung und Zubereitung von Arzneimitteln. (Nach EuAB 2003) Name

Anforderungen

Herstellungsverfahren

Verwendung

Wasser zum Verdünnen konzentrierter Hämodialyselösungen

<100 KBE/ml BET <0,25 IE/ml

Aus Trinkwasser durch Destillation, Umkehrosmose mit Ionenaustausch oder gleichwertige Verfahren

Verdünnen konzentrierter Hämodialyselösungen

Gereinigtes Wasser (Aqua purificata)

<100 KBE/ml TOC <0,5 mg/l LF <4,3 µS/cm BET <0,25 IE/ml

Aus Trinkwasser durch Destillation, Ionenaustausch- oder gleichwertige Verfahren

Für Arzneimittel, die weder steril noch pyrogenfrei sein müssen

Hochgereinigtes Wasser (Aqua valde purificata)

<10 KBE/100 ml TOC <0,5 mg/l LF <1,1 µS/cm BET <0,25 IE/ml

Aus Trinkwasser durch Destillation oder Doppel-Umkehrosmose mit Ultrafiltration und Entionisierung

Für Arzneimittel, die Wasser von hoher biologischer Qualität benötigen

Wasser für Injektionszwecke (Aqua ad injectabilia)

<10 KBE/100 ml TOC <0,5 mg/l LF <1,1 µS/cm BET <0,25 IE/ml

Aus Trinkwasser oder gereinigtem Wasser durch Destillation

Für Arzneimittel zur parenteralen Anwendung mit Sterilisationsprozess

Sterilisiertes Wasser für Injektionszwecke (Aqua ad injectabilia)

0 KBE/20 ml TOC <0,5 mg/l LF <5µS/cm BET <0,25 IE/ml

Aus Wasser für Injektionszwecke durch Sterilisation

Für Arzneimittel zur parenterale Anwendung, Ophthalmika

BET Bakterienendotoxine, KBE Koloniebildende-Einheiten, LF Leitfähigkeit, TOC total organic carbon.

werten ist vorzugsweise eine Dampfdesinfektion der gesamten Wasseraufbereitungsanlage durchzuführen (Durchströmen mit Dampf von ca. 100°C für 20 min). Die gesamte Anlage muss entsprechend konstruiert sein (z. B. Kugelhähne aus Edelstahl, Stopfbuchsenhähne mit Keramikdichtungen etc.). Moderne Wasseraufbereitungsanlagen überwachen den TOC-Wert (»total organic carbon«) und die Leitfähigkeit kontinuierlich. Ein längerer Stillstand der Wasseraufbereitungsanlage muss vermieden werden, weil dadurch die Gefahr der Kontamination steigt. Entweder man produziert und lagert nur die Wassermenge für einen Tagesbedarf, oder man produziert den Bedarf für mehrere Tage und hält dieses Wasser über Ringleitungen in Bewegung. Dieses Ringleitungssystem sollte mit einer UVSterilisationszone ausgestattet sein. An den Wasserentnahmestellen werden vor Entnahme 4–10 l Wasser abgelassen (10 l im Fall einer längeren Wasserleitung) und verworfen.

36.3

36.3.1

Spezielle Vorgaben für die unterschiedlichen Produktionsbereiche Unsterile Produkte, wie z. B. Liquida, Cremes, Salben, Zäpfchen, Kapseln

Diese Produkte können besonders anfällig für mikrobielle und andere Verunreinigungen sein. Es gelten folgende Empfehlungen (EuAB 2003): 4 Gesamtkeimzahl <100 KBE/g bzw. ml (aerobe, vermehrungsfähige Keime, Bakterien oder Pilze),

4 Enterobakterien <10 KBE/g bzw. ml, Abwesenheit von Pseudomonas aeruginosa und Staphylococcus aureus. Für Zubereitungen zur oralen und rektalen Anwendung gilt: 4 Gesamtkeimzahl für Bakterien <1000 KBE/g bzw. ml, 4 Gesamtkeimzahl für Pilze <100 KBE/g bzw. ml, 4 Abwesenheit von Escherichia coli.

Räumlichkeiten, Kleidung Der Herstellungsraum sollte im operationellen Zustand der Reinraumklasse C entsprechen. Haar und ggf. Bart bzw. Schnurrbart sollten bedeckt sein. Langärmlige Kittel mit Ärmelbündchen, die keine Fasern oder Partikel abgeben, sollten nur im Herstellungsbereich getragen und mindestens täglich gewechselt werden. Bei Verdacht auf eine Erkältung muss eine Gesichtsmaske getragen werden. Bei mikrobiologisch kritischen Herstellungen sollten puderfreie OP-Handschuhe (Wandstärke 0,35 mm) getragen werden.

Weitere Maßnahmen Vor der Herstellung ist eine hygienische Händedesinfektion erforderlich. Defekturen sollten möglichst vor der Freigabe mikrobiologisch überprüft werden. Bei Mehrfachentnahmebehältnissen sollten die Produkte möglichst konserviert sein. Geschlossene Systeme sind zu bevorzugen (Ohem et al. 2004); Tuben sind besser als Kruken! Alle Gebrauchsgegenstände müssen sauber sein und nach Benutzung sorgfältig, vorzugsweise in einer automatischen Reinigungs- und Desinfektionsmaschine, aufbereitet werden.

36

452

Kapitel 36 · Krankenhausapotheke

Dabei ist häufig eine mechanische Vorreinigung nötig, weil größere Rückstände an fettigen Salbengrundlagen die Reinigungsmaschine überfordern. Alle Geräte müssen staubgeschützt aufbewahrt werden (Reinigungs- und Desinfektionsplan für den Salbenraum 7 34.4.1).

III

> Bei wässrigen Lösungen, wasserhaltigen Gels und O/W(Öl-in-Wasser-)Emulsionen muss immer mit Keimwachstum gerechnet werden. Deshalb sollte hier konserviert werden. W/O-Emulsionen sind weniger anfällig, weil das Wasser in der inneren Phase für Mikroorganismen schwer zu erreichen ist.

36.3.2

Sterile Produkte

Räumlichkeiten Generell sollte die Einhaltung der Bedingungen der revidierten ergänzenden Leitlinie für die Herstellung steriler Arzneimittel (EG-GMP-Leitfaden 1997) angestrebt werden. Arzneimittel, die im Endbehältnis sterilisiert werden, können auch in einem Raum der Luftreinheitsklasse D abgefüllt werden, wenn durch Validierung und Inprozesskontrollen nachgewiesen wird, dass die Belastung mit Partikeln und die Ausgangskontamination kontrolliert niedrig sind (Ohem et al. 2004). Es liegen zahlreiche Untersuchungen vor, die bestätigen, dass bei Abfüllung der Lösungen in Räumen, die nur der Luftreinheitsklasse D entsprechen, kein negativer Einfluss auf die Produktqualität nachweisbar ist (Whyte 1981; Boom 1981; Whyte 1993; Langebner 1999). Die Sterilisation im Endbehältnis sollte immer unmittelbar nach der Abfüllung erfolgen, um Mikroorganismen keine Zeit zur Vermehrung zu geben. Diese werden zwar während der Sterilisation abgetötet, aber die Endotoxinbelastung steigt mit dem Gehalt an mikrobiellen Bestandteilen. Eine separate Materialschleuse kann entfallen, wenn sich dadurch das Kontaminationsrisiko für die Produkte nicht inakzeptabel erhöht. Unter der gleichen Voraussetzung ist auch der Einbau von Materialschleusen und Schleusen für die Rückholung von Autoklavenwagen ohne Luftdurchströmung zulässig (Ohem et al. 2004). Für aseptische Zubereitungen und Sterilfiltrationen (bei Produkten, die nicht im Endbehältnis sterilisiert werden können) fordert GMP (Oeser u. Sander 2003) einen LAF mit Reinraumklasse A in einer Umgebung Reinraumklasse B. Während LAF-Werkbänke mittlerweile allgemeiner Standard sind, lässt sich der industrielle Standard für die Umgebung aus finanziellen Gründen sicher für viele Apotheken nicht realisieren. Deshalb wurde eine spezifische Leitlinie B3 für Apotheken erarbeitet, die unter bestimmten Bedingungen auch Reinraumklasse C für akzeptabel erachtet. Bei Verwendung eines Isolators ist Reinraumklasse D ausreichend (Langer und Krämer 2000). Auch andere Länder halten Reinraumklas-

se C (USP 1999) bzw. Reinraumklasse D für ausreichend (NVZA 1998). Für kleinere Apotheken, in denen alle Herstellungsprozesse im gleichen Raum stattfinden, sollte die LAFWerkbank in einer Umgebung der Reinraumklasse C im operationellen Zustand betrieben werden.

Laminar-Air-Flow-(LAF-)Werkbänke LAF-Werkbänke sind sachgerecht aufzustellen, zu betreiben, zu prüfen und zu warten. Vor Erstinbetriebnahme sowie nach jedem Filterwechsel oder sonstigen Veränderungen, jedoch mindestens einmal jährlich, muss die Funktionstüchtigkeit (Partikel, Strömungsgeschwindigkeit, Strömungsverhalten) überprüft werden. Die LAF-Werkbänke sollten vorzugsweise kontinuierlich in Betrieb sein. Ist dies nicht der Fall, muss die vorgeschriebene Vorlaufzeit unbedingt eingehalten werden, um die erforderlichen Reinheitsbedingungen zu erreichen. Alle 4 Wochen sollten die Werkbänke mikrobiologisch überwacht werden. Dabei werden 5 Blutagarplatten 1 h in den Luftstrom gestellt (7 Anordnung). Während dieser Zeit darf nicht an der Werkbank gearbeitet werden. Vor dem Einlegen und vor dem Herausnehmen der Platten aus der Werkbank sind die Hände zu desinfizieren. Alle Wartungs- und Prüfungsergebnisse müssen den Vorgaben für Reinraumklasse A (7 oben) entsprechen und sollten dokumentiert werden (Reinigung und Desinfektion 7 36.4.2).

Anordnung der Agarplatten unter LAF Hinten links

Hinten rechts Mitte

Vorne links

Vorne rechts

Kleidung Haar und ggf. Bart bzw. Schnurrbart sollten bedeckt sein. Die langärmlige Kleidung sollte keine Fasern oder Partikel abgeben, nur im Herstellungsbereich getragen werden und täglich gewechselt werden. Es sollte stets eine Gesichtsmaske getragen werden. Bei Arbeiten am LAF mit Frontscheibe und geschlossenen Systemen kann auf die Gesichtsmaske verzichtet werden, es sei denn, es besteht der Verdacht auf eine Erkältung. Generell sollten an der LAF-Bank und bei sonstigen Abfüllprozessen puderfreie OP-Handschuhe (Wandstärke 0,35 mm) getragen werden.

Hygienische Händedesinfektion Vor jeder Herstellung ist eine hygienische Händedesinfektion erforderlich. Es sollte immer eine zweite Person zur Assistenz mitarbeiten, damit die zubereitende Person an

36.3 · Spezielle Vorgaben für die unterschiedlichen Produktionsbereiche

der Werkbank den Reinraum-A-Bereich nicht häufig verlassen muss und damit kritische Produktionsschritte durch Vieraugenkontrolle abgesichert werden.

Weitere Maßnahmen Alle Gebrauchsgegenstände müssen sauber, ggf. auch desinfiziert oder sterilisiert sein und nach Benutzung sorgfältig, vorzugsweise in einer automatischen Reinigungs- und Desinfektionsmaschine, aufbereitet werden. Geschlossene Systeme sind zu bevorzugen (Ohem et al. 2004). Für sterile Produkte, die die Krankenhausapotheke selbst herstellt (vor allem Lösungen), ist eine effektive und dokumentierte Endkontrolle sowie die Überprüfung der Chargen unerlässlich. Es gibt unterschiedliche Möglichkeiten, Sterilität zu erreichen:

453

! Cave Besonders anfällig für mikrobielles Wachstum sind parenterale Ernährungsmischungen, weil Mikroorganismen hier optimale Wachstumsbedingungen vorfinden, die eine explosionsartige Vermehrung ermöglichen. Deshalb sind diese aseptischen Zubereitungen besonders gründlich zu überwachen und möglichst bis zur Applikation kühl zu lagern. Außerdem empfiehlt es sich, diese Lösungen durch einen 0,2-µm-Filter mit Endotoxinretention zu applizieren (Bach 1998). Für fetthaltige Infusionen gibt es spezielle Fettfilter mit einer Porengröße von 1,2 µm, die immerhin einen Teil der Mikroorganismen zurückhalten können (Harreld et al. 2000).

Zytostatika Autoklavierung: Alle wässrigen Produkte, die von der Stabilität her autoklavierbar sind, sollten auch autoklaviert werden, da dies bei entsprechender Gerätetechnik ein sehr sicheres Sterilisationsverfahren darstellt (Standardautoklavierung: 120°C, 15 min). Eine parametrische sowie eine mikrobiologische Überwachung mit Bioindikatoren sollten den Autoklaviervorgang absichern. Die Ergebnisse sind im Herstellungsprotokoll zu dokumentieren. Sterilisation durch trockene Hitze: Für Trockensubstanzen und ölige Lösungen geeignet (Standardverfahren: 160°C, 2 h). Auch hier eignen sich parametrische und mikrobiologische Methoden zur Prozessüberwachung. Sterilfiltration: Thermolabile Produkte können mittels Filtration durch einen sterilen 0,2-µm-Filter in ein steriles Gefäß sterilisiert werden. Bei wässrigen Lösungen ist nach der Filtration mittels Bubble-Point-Test sicherzustellen, dass der Filter funktionstüchtig war. Außerdem sollten sterilfiltrierte Produkte stichprobenartig nach Arzneibuch auf Sterilität getestet werden. Generell müssen alle sterilisierten Herstellungschargen mit einem Applikationsvolumen >15 ml nach Arzneibuch stichprobenartig auf Pyrogene gestestet werden. Bei individuellen Einzelrezepturen ist die mikrobiologische Sicherheit durch Prozessvalidierung und Prozesskontrolle abzusichern. Bei aseptischen Zubereitungen werden bereits sterilisierte Produkte so weiterverarbeitet, dass die Sterilität erhalten bleibt. Auch hier ist die mikrobiologische Sicherheit durch Prozessvalidierung, Prozesskontrolle und bei größeren Ansätzen durch stichprobenartige Sterilitäts- und Pyrogentests abzusichern.

Zytostatikazubereitungen gehören zu den aseptischen Zubereitungen (7 oben). Hinsichtlich des Arbeitsschutzes gelten dabei auch in der Apotheke besondere Bedingungen (TRGS 525, Arb.St.VO). Die zentrale Zytostatikazubereitung ist gegenüber dezentralen Vorgehensweisen aus finanziellen, ökologischen und Sicherheitsgründen klar zu bevorzugen. ! Cave Es wäre ein Irrtum, Zytostatikazubereitungen wegen der Zytotoxizität der Wirkstoffe als »autosteril« oder »konserviert« einzustufen (Krämer u. Wenchel 1988; Krämer 1998).

Entsprechend ist auch hier die mikrobiologische Sicherheit durch Prozessvalidierung und Prozesskontrolle abzusichern; z. B. indem man täglich an jeder Werkbank aus mehrfach verwendeten NaCl-0,9%- oder Aqua-ad-injectabilia-Fläschchen (ohne zytostatischen Wirkstoff) eine Testzubereitung anfertigt und in der Krankenhaushygiene auf Sterilität prüfen lässt. Die Ergebnisse werden dokumentiert (zubereitende Person, Werkbank, Lösung, Datum) und ausgewertet.

Beanstandungen und Produktrückruf Beanstandungen und andere Informationen über möglicherweise kontaminierte oder fehlerhafte Produkte müssen sorgfältig überprüft werden. Um für alle Eventualitäten vorbereitet zu sein, müssen systematische Vorkehrungen getroffen werden, damit notfalls Produkte mit erwiesenen oder vermuteten Mängeln schnell und effektiv von den Stationen zurückgerufen werden können. Zurückgerufene Produkte müssen in der Apotheke bis zur endgültigen Abklärung des Sachverhaltes unter Quarantäne gestellt werden.

36

454

III

Kapitel 36 · Krankenhausapotheke

36.4

Reinigungs- und Desinfektionspläne in der Apotheke

36.4.1

Salbenraum

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor der Zubereitung von Rezepturen (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen)

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben

Haarschutz, Mund-Nasen-Schutz

Vor der Zubereitung von Rezepturen

Danach hygienische Händedesinfektion (30 s) mit alkoholischen Händedesinfektionsmittel (7 oben)

Schutzkittel

Vor der Zubereitung von Rezepturen

Wechsel: täglich und bei Verschmutzung

Arbeitstische

Einmal täglich und nach Bedarf

Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Flaschenbürsten, Schwammtücher

Einmal täglich

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Salbenschalen (Kunststoff und Metall), Pistille, Kartenblätter, Spatel, Porzellanmörser

Nach Gebrauch

Vorreinigen mit Zellstoff oder Sägemehl und mit umweltfreundlichem Reiniger

Glasgefäße

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Salbenstandgefäße

Vor Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Mit Zellstoff oder Sägemehl und mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Anschließend im Wärmeschrank bei 100°C 1 h trocknen

Zäpfchenform, Mixquirl, Ultra-Turrax

Nach Gebrauch

Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Anschließend im Wärmeschrank bei 100°C 1 h trocknen

Aqua-dest.-Kannen, Aqua-dest.-Eimer

Nach Gebrauch

Im Wärmeschrank bei 100°C 1 h trocknen

Salbenmühlen

Vor Gebrauch

Alkohol (70%)

Anschließend Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Wischen

Walzen, Trichter, Abstreifer

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Stephan-Maschine (Metallteile, Kunststoffteile)

Nach Gebrauch

Vorreinigen mit Zellstoff oder Sägemehl und mit umweltfreundlichem Reiniger; anschließend Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Abfüllmaschine, Hund

Vor Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Anschließend: im Wärmeschrank bei 100°C 1 h trocknen

Abfüllmaschine, Harmonia (abnehmbare Teile)

Vor Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Vorreinigen mit Zellstoff oder Sägemehl und mit umweltfreundlichem Reiniger

Anschließend Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Wasserbäder

Einmal monatlich

Wasser entleeren, reinigen mit umweltfreundlichem Reiniger

Waschbecken

Einmal täglich

Reinigen mit umweltfreundlichem Reiniger

Wasserstrahlregler

Einmal monatlich

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Fußboden

Einmal täglich und bei Bedarf

Umweltfreundlicher Reiniger

Hausübliches Reinigungssystem

455

36.4 · Reinigungs- und Desinfektionspläne in der Apotheke

36.4.2

Sterilraum und zentrale Zytostatikazubereitung

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor der Zubereitung von Rezepturen und vor jeder Tätigkeit in der sterilen Werkbank (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen)

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben

Haarschutz

Vor der Zubereitung von Rezepturen und vor jeder Tätigkeit in der sterilen Werkbank

Danach hygienische Händedesinfektion (30 s) mit alkoholischen Händedesinfektionsmittel (7 oben)

Schutzkittel (fusselfrei)

Vor der Zubereitung von Rezepturen und vor jeder Tätigkeit in der sterilen Werkbank

Wechsel: täglich und bei Verschmutzung

Arbeitstische

Einmal täglich und nach Bedarf

Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Werkbänke für sterile Zubereitungen

Innen: vor und nach jedem Gebrauch;

Alkohol (70%) (cave: Arbeitsschutz, s. GUV-R-206)1 oder Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Außen: einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Abwischen

Mobiliar, Geräte

Einmal täglich und bei Bedarf

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen

Waschbecken

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Reinigen

Wasserstrahlregler

Einmal monatlich

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Fußboden

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Unmittelbar nach Kontamination mit Zytostatika

Mit Einmaltuch aufsaugen, anschließend mit Alkohol (70%) desinfizieren, dann reinigen (Einmalhandschuhe)

Hausübliches Reinigungssystem

1 GUV-R-206: Regeln für Sicherheit und Gesundheitsschutz bei Desinfektionsarbeiten im Gesundheitsdienst, Hrsg.: Bundesverband der Unfallkassen (http://www.unfallkassen.de).

36.4.3

Anmerkungen und Erläuterungen

4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (Näheres 7 oben und 7 Kap. 19). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten. 4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlosse-

nen Vorratsbehälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

Literatur AOLG-Richtlinie (1998) Herstellung applikationsfertiger Zytostatikalösungen in Apotheken. Bundesgesundheitsblatt 9: 404–409. Nachdruck in Dtsch Apoth Ztg 138: 4176–4182 Auterhoff G (Hrsg) (2000) EG-Leitfaden einer Guten Herstellungspraxis für Arzneimittel. Editio Cantor, Aulendorf Bach A (1998) Mikrofilter im Rahmen der Infusionstherapie. Krh Hyg Infverh 20: 81–86 Boom FA et al. (1981) Manufacturing of parenterals in hospital pharmacies. III. Audit from the product. Pharm Weekbl 116: 724– 730 EuAB (2003) Eurpäisches Arzneibuch, 4. Ausgabe, 3. Nachtrag. Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart, S 3760 Harreld LA (2000) Retention of Candida albicans by Pall Gelman Sciences Supor 1.2 µm air-eliminating filter devices at multi-level challenges. Pall Medical Scientific & Technical Report Krämer I (1998) Viability of microorganisms in novel antineoplastic and antiviral drug solutions. J Oncol Pharm Practice 4: 32–37 Krämer I, Wenchel HM (1988) Wachstumsverhalten ausgewählter Mikroorganismen in Zytostatikazubereitungen. Krankenhauspharmazie (9. Jahrgang): 439–442 Langebner TK (1999) Nichtsichtbare Partikel in Infusionslösungen. Krankenhauspharmazie (20. Jahrgang): 343–346 Langer U, Krämer I (2000) GMP in der Krankenhausapotheke. Krankenhauspharmazie (21. Jahrgang): 89–99

36

456

III

Kapitel 36 · Krankenhausapotheke

Langer U et al. (1999) Physikalische und mikrobiologische Umgebungskontrollen bei der aseptischen Herstellung von peripheren Blutstammzelltransplantaten. Pharm Ind 61: 748–758 NVZA (1996) Nederlandse Vereniging van Ziekenhuisapothekers. GMP Ziekenhuisfarmacie. GL’s-Gravenhage Oeser WH, Sander A (2003) Pharmabetriebsverordnung (GMP) Ergänzende Leitlinie Sterile Produkte C 6.1, S 1–18 Ohem N et al. (2004) Entwurf für eine »Ergänzende GMP-Richtlinie für die Apotheke. Ausschuss für Arzneimittelherstellung und Analytik ADKA e.V., S 1–33 Pfeil D et al. (1997) Apothekenbetriebsordnung, Kommentar. Govi, Eschborn USP (1999) United States Pharmacopeia, 24th rev/national formulary, 19th edn. Rockville Whyte W (1981) Settling and impaction of particles into containers in manufacturing pharmacies. J Parenter Sci Technol 35: 255–261 Whyte W (1993) A multicentered investigation of clean air requirements for terminally sterilized pharmaceuticals. J Parenter Sci Technol 37: 138–144

37 37 Transfusionsmedizin R. Scholz, C. Wilson 37.1 Infektionsquellen – 457 37.1.1 Spender – 457 37.1.2 Exogene Kontamination

37.4 Anwärmen von Blut und Blutprodukten in Anwärmgeräten – 459

– 457

37.5 Abfallentsorgung – 459 37.2 Präventionsmaßnahmen – 458 37.2.1 37.2.2 37.2.3 37.2.4

Personal – 458 Blutspendebereich – 458 Warte- und Ruheraum – 458 Labor – 459

37.6 Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Transfusionsmedizin – 460 Literatur

– 461

37.3 Transport von Blut und Blutprodukten – 459

Bei der Gabe von Blut und Blutprodukten muss mit infektiösen und nichtinfektiösen Komplikationen gerechnet werden. Im Vergleich zu den nichtinfektiösen Ursachen (z. B. akute hämolytische Reaktionen, Graftversus-host-Reaktionen) treten die infektiösen Ursachen eher selten auf. Die schwersten infektiösen Komplikationen (z. B. Hepatitis B, HIV) lassen sich durch eine Testung der Spender verhüten. Infektionen durch eine exogene Kontamination von Blut und Blutprodukten sind selten und lassen sich nur durch die Anwendung klassischer Hygienemaßnahmen vermeiden.

37.1

Infektionsquellen

37.1.1

Spender

Durch die konsequente Verbesserung der Spenderauswahl ist die Sicherheit der Blutspenden in den vergangenen 10 Jahren erheblich gestiegen (Dodd 1992). Zu den häufigsten und schwersten infektiösen Komplikationen im Rahmen einer Transfusion von Blut und Blutprodukten gehören jedoch immer noch die Übertragung von Hepatitisviren und HIV-1 und 2. Weitere Erreger, die über Blut und Blutprodukte übertragen werden können, sind Protozoen, Filarien, Spirochäten, Viren und Bakterien. Damit Blut und Blutprodukte effektiv und sicher eingesetzt werden können, existieren Richtlinien des Robert Koch-Institutes (Blut/

Transfusionsmedizin) zur Prüfung der Spendetauglichkeit (wodurch eine geeignete Spenderauswahl ermöglicht wird), die auch Empfehlungen für die adäquate Herstellung, Lagerung und den Transport von Blutprodukten geben.

37.1.2

Exogene Kontamination

Für Infektionen nach Transfusionen aufgrund einer exogenen bakteriellen Kontamination kommen meist Hygienefehler bei der Blutabnahme und/oder anschließenden Weiterverarbeitung in Frage. In der Regel findet man eine exogen verursachte Kontamination mit gramnegativen Bakterien niedriger Pathogenität, einschließlich Pseudomonas species, die auf eine Verunreinigung während der Verarbeitung des Spenderblutes hinweisen. Bei den eher selten nachweisbaren grampositiven Erregern handelt es sich überwiegend um Hautkeime, ein Hinweis darauf, dass das Blut während der Blutabnahme kontaminiert wurde (Schleupner 1996). Auch bei nicht sachgemäßer Lagerung und Transport von Blut und Blutbestandteilkonserven kann es zu einer exogenen Kontamination der Beutel mit pathogenen Erregern kommen. Unter bestimmten Voraussetzungen (z. B. Kontamination über die Hände des Anwenders) führt dies dann beim Spender zu einer Infektion. Im Allgemeinen kommen Infektionen durch exogen bakteriell kontaminiertes Blut und Blutprodukte so selten vor, dass relevante Studien in der entsprechenden Fachlite-

458

Kapitel 37 · Transfusionsmedizin

ratur nicht zu finden sind. Lediglich eine 1993 publizierte Studie von Heltberg et al. zeigt einen möglichen Zusammenhang zwischen einer Epidemie mit Serratia marcescens und Blutbeuteln, die vermutlich beim Herstellungsprozess kontaminiert wurden.

III

37.2

Präventionsmaßnahmen

37.2.1

Personal

Um eine exogene Kontamination des Blutes und der Blutprodukte durch das Personal zu vermeiden, sind das Händewaschen und die hygienische Händedesinfektion auch in der Transfusionsmedizin die wichtigsten präventiven Hygienemaßnahmen. Für das gesamte Personal (einschließlich Reinigungspersonal) gelten darüber hinaus die allgemeinen Schutzmaßnahmen, wie insbesondere die Hepatitis-B-Impfung sowie das Tragen von Schutzkleidung und Handschuhen bei Tätigkeiten, die mit einer möglichen Kontamination von Blut bzw. Blutbestandteilen verbunden sind (7 Kap. 16, 7 Kap. 24). Um einen konsequenten Hygienestandard zu gewährleisten, ist die regelmäßige Schulung des Personals unabdingbar. > Händewaschen und Händedesinfektion sind die wichtigste Maßnahmen zur Vermeidung exogener Kontamination von Blut und Blutprodukten.

37.2.2

Blutspendebereich

Blutabnahme Für den Spender ist das Tragen von spezieller Schutzkleidung wie Kopfschutz und Einwegüberziehschuhe bei der Blutabnahme nicht erforderlich. Ein Infektionsrisiko besteht für die Spender wegen der ausschließlichen Verwendung von Einwegmaterial nicht. Beim Punktieren der Venen müssen folgende Maßnahmen genau eingehalten werden: 4 Vor der Punktion werden alle notwendigen Materialien bereitgestellt, eine hygienische Händedesinfektion durchgeführt und Einmalhandschuhe angezogen. Die Haut wird z. B. mit einem alkoholischen Hautdesinfektionsmittel desinfiziert. Es genügt nicht, das Desinfektionsmittel auf die Haut zu sprühen, sondern die Punktionsstelle soll bei einer Einwirkzeit von ca. 30 Sekunden mehrmals abgewischt werden (»Sprühen– Wischen–Sprühen–Wischen«). Erst danach erfolgt ohne nochmalige Palpation der Punktionsstelle die Punktion der Vene (▶ Kap. 24). 4 Nach der Punktion (während der sog. automatischen Abnahme) sollen die Handschuhe ausgezogen werden, um eine eventuelle Kontamination der Umgebung zu

vermeiden. Danach erfolgt eine erneute hygienische Händedesinfektion. 4 Nach der Blutspende wird das Abnahmesystem in flüssigkeitsdichte und reißfeste Behältnisse entsorgt. Ein Recapping der Nadeln darf nicht erfolgen. Die Nadeln werden in durchstichsicheren Behältern entsorgt. > 5 Die Hautdesinfektion vor der Punktion erfolgt nach dem Prinzip: Sprühen–Wischen–Sprühen–Wischen (mindestens 30 s). 5 Zwischen den einzelnen Punktionen erfolgt ein Handschuhwechsel und eine hygienische Händedesinfektion (mindestens 30 s). 5 Kein Recapping!

Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen Es ist ausreichend, einmal pro Tag die Spender- bzw. Untersuchungsliegen, Infusionsständer und alle horizontalen Flächen einschließlich des Fußbodens mit einem umweltfreundlichen Reiniger zu reinigen. Wenn überhaupt erforderlich, sollen anstelle von Papierauflagen für die Spenderliegen waschbare Tücher verwendet werden. Bei einer Kontamination mit z. B. Blut wird sofort eine gezielte Desinfektion der Fläche durchgeführt (7 37.6). Die Arbeitsflächen, die Geräteoberflächen (z. B. Apharesemaschine, Mischwaage, Hb-Messgerät) werden täglich und zusätzlich nach Kontamination gezielt wischdesinfiziert. Alle benutzten Instrumente und Trommeln werden täglich gereinigt und anschließend autoklaviert. Sollte die Abteilung über einen eigenen Sterilisator verfügen, muss darauf geachtet werden, dass er regelmäßig mikrobiologisch überprüft wird (7 Kap. 12). Instrumente und Geräteteile (z. B. Stripperklemmmen, Hb-Messkammer) die nicht autoklavierbar sind, außerdem Transportständer (z. B. für Blutröhrchen, Blutbeutelsysteme) werden nach Gebrauch in den Reinigungs- und Desinfektionsautomaten gegeben (80°C, 10 min) oder in eine Instrumentendesinfektionslösung (z. B. formaldehydfrei) nach Herstellerangaben eingelegt (7 Kap. 12). Stethoskope und Blutdruckgeräte werden täglich und sofort nach Kontamination mit z. B. 70%igem Alkohol wischdesinfiziert. Ist die Blutdruckmanschette aus Stoff, kann sie nach Kontamination in Instrumentenreinigungslösung eingelegt und anschließend autoklaviert werden. Blutdruckmanschetten aus Kunststoff und der Stauschlauch können aber auch in einem Reinigungs- und Desinfektionsautomaten aufbereitet werden.

37.2.3

Warte- und Ruheraum

Auch hier erfolgt eine tägliche Reinigung mit einem umweltfreundlichen Reiniger (gezielte Desinfektion nur nach Kontamination mit Blut etc.). Gegen Grünpflanzen ist hier aus hygienischer Sicht nichts einzuwenden, tragen sie doch erheblich zu einer freundlichen Atmosphäre bei.

459

37.5 · Abfallentsorgung

37.2.4

Labor

Die Arbeitsflächen und spezielle Geräte, wie Zentrifugen, Plasmaextraktoren, Schlauchschweißgeräte, Blutbestandteilpressen, die leicht kontaminiert werden können, sollen täglich wischdesinfiziert werden. Wird in den Laboratorien unter einer sterilen Werkbank gearbeitet, muss diese täglich vor und nach jedem Arbeitsgang wischdesinfiziert werden. In regelmäßigen Abständen (z. B. vierteljährlich) soll die Werkbank mikrobiologisch untersucht werden. Dazu werden sog. Sedimentationsplatten bei eingeschalteter Werkbank für eine Stunde an bestimmten Stellen aufgestellt (7 Kap. 18). Dies kann z. B. während der Mittagspause erfolgen. Ausführliche Hinweise über Hygienemaßnahmen im Laborbereich finden sich in 7 Kap. 38. Im Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Transfusionsmedizin sind alle erforderlichen Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen zusammengefasst (7 37.6).

37.3

Transport von Blut und Blutprodukten

Die Behälter für den Transport der Blutkonserven von der Transfusionsmedizin zu den verschiedenen Stationen und Abteilungen sollen so ausgestattet sein, dass die Konserven nicht in direkten Kontakt mit den Kühlelementen oder dem Kondenswasser kommen können. Das gleiche gilt auch für den Rücktransport der Blutkonserven zur Transfusionsmedizin. Um den einwandfreien Transport zu gewährleisten, müssen folgende Maßnahmen eingehalten werden: Personal

4 Händewaschen vor Arbeitsbeginn 4 Immer sofort Händewaschen und Händedesinfektion nach Kontakt mit (potenziell) infektiösem Material wie Blut und Blutbestandteilpräparaten Transportbehälter

4 Transportkisten, -körbe, Kühlboxen und Kühlelemente einmal täglich mit umweltfreundlichem Reiniger und frisch gewaschenem Lappen reinigen 4 Blutwagen (für den Rücktransport der Konserven) und Kühlelemente nach Ende des Rundganges mit Reinigungsmittel abwischen Bei einer Kontamination von Gegenständen und Flächen mit Blut- und Blutbestandteilpräparaten wird eine sofortige Wischdesinfektion mit (z. B. aldehydischem) Flächendesinfektionsmittel durchgeführt, evtl. muss vorher die grobe Verunreinigung mit Zellstoff entfernt werden

(Handschuhe tragen!). Die Blutkonserven und die Blutpräparate dürfen nicht mit den Kühlelementen oder mit kondenswassergetränktem Papier in Verbindung kommen; deshalb soll Luftpolsterfolie auf die Kühlelemente gelegt werden. Dann können die Blutbeutel in die Box gehängt oder gelegt werden.

37.4

Anwärmen von Blut und Blutprodukten in Anwärmgeräten

Um das Risiko einer Infektionsübertragung bei der Gabe von Blut und Blutprodukten zu reduzieren, ist es empfehlenswert, die entsprechenden Beutel vor der Anwendung in einem Anwärmgerät zu temperieren. Dabei ist folgendes zu beachten: 4 Hygienische Händedesinfektion (mindestens 30 s) vor dem Öffnen des Deckels. 4 Wöchentliche Wischdesinfektion der Temperierkissen, Innenräume und Gehäuseaußenseite mit einem geeigneten Desinfektionsmittel und frischen Lappen. 4 Bei Kontamination mit Blut, Plasma oder anderem potenziell infektiösem Material erfolgt eine sofortige gezielte Wischdesinfektion mit einem geeigneten Desinfektionsmittel und frischen Lappen. 4 Austausch des Einwegpapierfilters einmal monatlich oder direkt nach Kontamination. Ist die Verwendung eines Anwärmgerätes nicht möglich, erfolgt das Anwärmen im Wasserbad unter folgenden Voraussetzungen: 4 Direkten Kontakt der Konserve mit Leitungswasser vermeiden (mikrobielle Kontamination des Leitungswassers)! 4 Einschweißen der Konserve in einen Plastikbeutel oder Verwendung eines fest verschließbaren großen Plastikbeutels. > Vor dem Anhängen der Konserve müssen die Hände desinfiziert und der Anschlussstopfen mit 70%igem Alkohol abgewischt werden.

37.5

Abfallentsorgung

Die Blut und Blutbestandteilpräparate führenden Beutel, die gemäß dem Abfallbeseitigungsgesetz der Gruppe »E« angehören, müssen in speziellen Behältern transportiert und beseitigt werden. Alle sonstigen Abfälle werden wie in den anderen Krankenhausbereichen üblich entsorgt (7 Kap. 20).

37

460

Kapitel 37 · Transfusionsmedizin

37.6

III

Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Transfusionsmedizin

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, vor und nach Spenderkontakt

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor Punktionen (z. B. Blutentnahme, Plasmapherese, Injektionen etc.); nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen); nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben!

Hautdesinfektion

Vor Punktionen (z. B. Blutentnahme, Plasmapherese, Injektionen etc.)

Hautdesinfektionsmittel

Sprühen–wischen–sprühen– wischen (30 s) Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (1 min)

Instrumente (Klemmen, Scheren, Glaskolben, Petrischalen, Pipetten usw., Stripperklemmen)

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentenreiniger

Einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, sterilisieren Bei Verletzungsgefahr: Vorher Einlegen in Instrumentendesinfektionsmittel

Beatmungsbeutel

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Staubfrei und trocken aufbewahren

Blutdruckmanschette

Nach Kontamination

Alkohol (70%) bzw. Flächendesinfektionsmittel oder Reinigungs-und Desinfektionsautomat

Abwischen, trocknen

Nach Kontamination einmal täglich

Alkohol (70%) oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Nach Kontamination und bei Patientenwechsel

Alkohol (70%) oder Geschirrspülmaschine

Blutentnahmetablett (inkl. Becher)

Medikamentenschale

Standgefäße mit Kornzange

Einmal täglich

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren Reinigen, verpacken, sterilisieren

Stauschlauch Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Alle 48 h

Stethoskop Sauerstoffanfeuchter Wasserbehälter, Gasverteiler (Mehrweg, mit Aqua dest.)

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren

Ggf. reinigen Wischdesinfizieren

Verbindungsschlauch, Maske

Bei Patientenwechsel

Flowmeter

Bei Bedarf

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Manuell Reinigungs- und Desinfektionsautomat Alkohol (70%)

Steckbecken

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Thermometer (bei rektalem Gebrauch Hüllen verwenden) Ohrthermometer

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch Nach Kontamination

Alkohol (70%)

Wechsel der Schutzkappe Zusätzlich wischdesinfizieren

Trommeln

Einmal täglich

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Sterilisieren

Filterwechsel

6

Nach Herstellerangabe

Reinigen, trocknen, sterilisieren

Wischdesinfizieren

461 Literatur

Was

Wann

Womit

Wie

Geräte, Mobiliar (Zentrifuge, Plasmaextraktor, Schlauchschweißgerät, Blutbestandteilpresse, Gerät für Spenderserologie, Apharesemaschine, Mischwaage, Hb-Messgerät)

Einmal täglich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Arbeitsplatz

Einmal täglich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Aufbewahrungsboxen, Schubladen etc.

Nach Bedarf Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abwischen Wischdesinfizieren

Einmal täglich und nach Kontamination Nach Gebrauch

Flächendesinfektionsmittel

Ggf. Reinigen Wischdesinfizieren

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Fußboden

Einmal täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Hausübliches Reinigungssystem Gezielte Wischdesinfektion

Spenderliege, Untersuchungsliege, Infusionsständer

Einmal täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abwischen Wischdesinfizieren

Werkbank für sterile Zubereitung

Einmal täglich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Kühlgeräte, Kühlräume

Einmal täglich Nach Kontamination

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel

Abwischen Wischdesinfizieren

EKG-Gerät

Elektroden (Mehrweg), EKG-Kabel

Wasserbäder

Einmal wöchentlich und bei Bedarf

Umweltfreundlicher Reiniger

Wasser entleeren, reinigen, trocknen

Waschbecken (inkl. Armaturen) Strahlregler

Einmal täglich Nach Kontamination Einmal/Monat

Umweltfreundlicher Reiniger Flächendesinfektionsmittel Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Geschirrspülmaschine

Reinigen Wischdesinfizieren

Abfall, bei dem Verletzungsgefahr besteht (Kanülen, Skalpelle)

Direkt nach Gebrauch (bei Kanülen kein Recapping)

Durchstichsichere Kunststoffbehälter

Behälter fest verschließen

Nach Kontamination: Nach Kontakt mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (7 entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (7 oben bzw. 7 Kap. 19). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten! 4 Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Verfallsdatum auf Behälter schreiben.

4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen Vorratsbehälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben (meist 14–28 Tage). 4 Reinigungs- und Desinfektionsautomat: 80°C, 10 min (ohne Desinfektionsmittelzusatz).

Literatur Bundesgesundheitsblatt (2000) Richtlinien zur Gewinnung von Blut und Blutbestandteilen und zur Anwendung von Blutprodukten (Hämotherapie). Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitschutz 43: 555–589 Dodd RY (1992) The risk of transfusion-transmitted infection. N Engl J Med 327: 419–421 Heltberg O, Skov F, Gerner-Smidt P et al. (1993) Nosocomial epidemic of Serratia marcescens septicemia ascribed to contaminated blood transfusion bags. Transfusion 33: 221–227 Schleupner CJ (1996). Nosocomial infection associated with transfusion of blood and blood products. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 759–782

37

38 Laboratorien T. Fenner 38.1 Definition – 462

38.5 Versand von Laborproben

38.2 Bauliche Voraussetzungen und Ausstattungen – 462

38.6 Abfallentsorgung – 467

38.3 Personal

– 463

– 466

38.7 Reinigungs- und Desinfektionsplan für Laboratorien – 467

38.4 Reinigungs- und Desinfektionsanforderungen an Laborausstattungen und Geräte – 465

Mitarbeiter aus Laboratorien haben in der Regel nur geringen Kontakt mit Patienten. Somit ist das Infektionsrisiko im Wesentlichen für die Mitarbeiter der Laboratorien nur durch den unmittelbaren Umgang und die Weiterverarbeitung des Untersuchungsmaterials im Rahmen der angeforderten Diagnostik gegeben. Hygienische Maßnahmen dienen daher in erster Linie dem Personalschutz und der Vermeidung von Kontaminationen der Untersuchungsgeräte. Zusätzlich soll die Verbreitung von Infektionserregern aus Laboratorien, die sich mit der Keimvermehrung oder Anreicherung auseinander setzen, durch die Hygienemaßnahmen verhindert werden. Schulungenen der Mitarbeiter nehmen dabei einen genauso hohen Stellenwert ein wie die Einhaltung und Umsetzung der Richtlinien gemäß DIN EN ISO 17.025 oder 15.189 in akkreditierten Laboratorien.

38.1

Definition

Es muss zwischen folgenden Laboratoriumsarten unterschieden werden: 4 Routinelaboratorien für klinisch-chemische, immunologische oder hämatologische Diagnostik, 4 Routinelaboratorien für immunologische Spezialdiagnostik, 4 bakteriologisch-hygienische Laboratorien,

4 stationsintegrierte Laboratorien (POCT, »Point-ofCare-Technologie«), 4 Einsendelaboratorien, 4 Forschungslaboratorien, 4 Blutbanken, 4 Sicherheitslaboratorien. Allen Einrichtungen ist gemeinsam, dass der Weg der Probe als Untersuchungsmaterial so geregelt werden muss, dass sowohl ergonomische Aspekte berücksichtig werden als auch eine Gefährdung der Mitarbeiter durch die Handhabung der Untersuchungsproben so gering wie möglich ist. In akkreditierten Laboratorien ist dieser Arbeitsablauf schriftlich zu fixieren.

38.2

Bauliche Voraussetzungen und Ausstattungen

Laboreinrichtungen sind jeweils räumlich und funktionell von den stationären Einrichtungen eines Krankenhauses sowie den Funktionseinheiten getrennt. Dennoch sollten die diagnostischen Einrichtungen der Routine und Akutversorgung so angebunden sein, dass sie rasch erreicht werden können. Forschungslaboratorien, Blutdepots, mikrobiologische Laboratorien und Sicherheitslaboratorien sowie Laboreinrichtungen der weiterführenden Spezialdiagnostik sind davon ausgenommen. Geräte, die für die Notfalldiagnostik auf der Station untergebracht sind, sollten in eigenen

463

38.3 · Personal

Räumlichkeiten mit ausreichendem Platz und guter Zugängigkeit aufgestellt werden, sodass der einwandfreie Betrieb der Geräte gewährleistet ist. Die Fußböden sollten mit wisch- und desinfektionsbeständigen Böden versehen sein; der Boden sollte an den Rändern fugenlos bis 15 cm an der Wand hochgezogen sein. Als Materialien bieten sich Kunststoffe oder Linoleum an, die Stoßränder können fugenlos verschweißt werden. Die Wand kann aus Fliesen oder abwaschbarer Latexfarbe bestehen, sodass Verspritzungen oder Kontaminationen leicht mit einer Wischdesinfektion beseitigt werden können, ohne den Wandbelag anzugreifen. Eine Versiegelung von Kachelfugen ist nicht sinnvoll, da von diesen Stellen keine Kontaminationen oder Infektionsrisiken zu erwarten sind. Unnötige Kanten und Ecken sind zu vermeiden. Das Mobiliar ist so auszuwählen, dass die Oberflächen stoßunempfindlich sind und ebenfalls leicht mit Reinigungs- und Desinfektionslösungen bearbeitet werden können. Labortische sind hinsichtlich der Höhe an ihre Funktion zu adaptieren, sodass Geräte von den Mitarbeitern leicht erreicht und auch alle Funktionsteile zugänglich sind. Schränke sollten möglichst geschlossen sein, um Staubentwicklung zu reduzieren. Jede Laboreinheit sollte über ausreichend Kühl- und Lagerkapazität verfügen, wobei insbesondere für die Chemikalienlagerung und Abfallwirtschaft ausreichende Flächen zur Verfügung stehen müssen. In manchen Laboreinrichtungen ist für die Einhaltung einer genauen Messanalytik die Vollklimatisierung erforderlich, um gleichbleibende Temperaturen sicher zu stellen. Eine gesonderte Filterung der zugeführten Luft ist aus infektiologischer Sicht lediglich in Reinräumen und ggf. in Räumen der Bakteriologie mit spezieller Materialverarbeitung erforderlich. Abhängig von den lokalen behördlichen Auflagen sind heutzutage alle Geräte der Routinediagnostik so konzipiert, dass eine Abwasserproblematik nicht entsteht. Auf Geräte mit Frischwasserkühlungen oder Wasserstrahlpumpen sollte aus ökologischen Gesichtspunkten gänzlich verzichtet werden. Jede Laboreinheit sollte über einen fließenden Wasseranschluss verfügen, damit sich die Mitarbeiter die Hände waschen können, sowie über ausreichende Desinfektionsmittelspender für die Händedesinfektion. Frotteehandtücher sind durch Einmalpapierhandtücher auszutauschen. Wischschwämme sind lediglich in der Spülküche zu verwenden, Wischlappen – soweit überhaupt erforderlich – täglich auszutauschen; Festseife ist durch Flüssigseife in entsprechen Spendern zu ersetzen. Jeder Laborraum muss über eine Flasche Desinfektionslösung für die Dekontamination von Oberflächen verfügen. Bakteriologische Laboratorien mit Gasgebrauch sollten über eine feste Gasringleitung verfügen. Alternativ können Gaskartuschen am Tisch verwendet werden. Leuchtkörper sollten ausreichend Licht am Arbeitsplatz liefern und gleichzeitig leicht zu reinigen sein. Die Reinigung der Leuchtkörper sollte regelmäßig vorgenommen

werden. Eine Infektionsgefahr geht für die Mitarbeiter jedoch hiervon nicht aus. > Alle Laboreinheiten müssen über einen Hygieneplan verfügen, in dem definiert ist, welche Oberflächen, Geräte oder Materialien wie oft mit welchem Präparat wie lange gereinigt oder desinfiziert werden müssen (7 38.7).

Gleichzeitig sollte für alle Mitarbeiter gut sichtbar ein Plan mit Verhaltensregeln für den Umgang bei Verletzungen und/oder Kontamination der Mitarbeiter mit Untersuchungsmaterial angebracht werden. Besonders auf die zeitnahe Postexpositionsprophylaxe bei Verletzungen mit HIV- oder Hepatitis-C-haltigem Material sei an dieser Stelle hingewiesen (7 Kap. 16). Aufenthaltsräume und Umkleideräume sind so zu integrieren, dass zu keinem Zeitpunkt Lebensmittel mit ins Labor oder durch das Labor transportiert werden. Rauchen ist am Laborarbeitsplatz verboten, ebenso die Aufnahme von Zwischenmahlzeiten, Getränken oder Süßigkeiten. Insbesondere »Schokoladen- und Bonbonnester« in den Schubladen am Arbeitsplatz sind zu beseitigen. Eine gleichzeitige Verwendung der Material- und Reagenzienkühlschränke mit Lebensmitteln ist zu unterbinden. Reinräume, Forschungslaboratorien und Laborräume mit erhöhten Sicherheitsanforderungen (LIII und LIV) sind mit den regionalen behördlichen Stellen hinsichtlich Ausstattung und Einrichtung abzustimmen. Die Grundausstattung weicht von dem oben genannten nicht ab. Hinsichtlich der Abfall- und Abwasserproblematik können hier gesonderte Anforderungen notwendig werden.

Mindestausstattung einer Laboreinheit aus hygienischer Sicht 5 Wisch- und desinfektionsbeständige Böden mit hochgezogenen Kanten 5 Wisch- und desinfektionsbeständige Wände 5 Wisch- und desinfektionsbeständige Labortische und Schränke 5 Waschbecken mit Seifen- und Desinfektionsmittelspender 5 Einmalhandtücher 5 Desinfektionslösung für Oberflächen 5 Hygieneplan 5 Plan zum Vorgehen bei Verletzungen

38.3

Personal

Das Fachpersonal und die Laborhilfskräfte sind regelmäßig in Hygienemaßnahmen, -vorschriften und möglichen Infektionsrisiken zu unterweisen. In akkreditierten Laboratorien erfolgt dies im Rahmen der regelmäßig vorgesehenen internen Fortbildungen. In Absprache mit dem Betriebsarzt

38

464

III

Kapitel 38 · Laboratorien

sind alle Mitarbeiter gegen Hepatitis B zu impfen, da der größte Teil der Mitarbeiter potenziell mit blutassoziierten Infektionserregern in Berührung kommt. An besonderen Arbeitsplätzen (z. B. Stuhluntersuchungen) kann die Impfung gegen Hepatitis A oder Poliomyelitis sinnvoll sein. Der Impfschutz ist in regelmäßigen Abständen zu prüfen. Dies gilt insbesondere für Mitarbeiter, die mit Reinigungs-, Spüloder Aufgaben der Abfallbeseitigung betraut sind. Das Infektionsrisiko von Labormitarbeitern ist trotz Impfungen je nach Tätigkeit erhöht. Durch den Impfschutz ist die Zahl der neu erworbenen Hepatitis-B-Fälle bei Mitarbeitern im Labor rückläufig. Da die Inzidenz bei Labormitarbeitern immer noch höher ist als bei den übrigen Mitarbeitern des Krankenhauses, bleibt die regelmäßige Schulung ein wichtiger Bestandteil der Prophylaxe. Insbesondere bei Tätigkeiten mit infektiösen Zellkulturen, Umgang mit lebensfähigen Erregern und Aerosolbildung fällt das Infektionsrisiko des Laborpersonals unterschiedlich hoch aus und liegt (z. B. bei Mykobakterien) über dem Infektionsrisiko der Gesamtbevölkerung. Wichtigste Infektionserreger sind neben den blutassoziierten Infektionserregern HIV, Hepatitis B und C vor allem 4 Meningokokken, 4 Mycobacterium tuberculosis, bovis, africanum, 4 atypische Mykobakterien, 4 Brucellen, 4 Shigellen, 4 Polioviren (bei Umgang mit Neutralisationstesten), 4 Haemophilus influenzae. Umsichtiges Arbeiten, gute Mitarbeiterschulung und Einhaltung der Hygienemaßnahmen sind daher die wichtigsten Maßnahmen neben einem ausreichenden Impfstatus, um die Risiken der Labormitarbeiter vor Infektionen zu reduzieren. Der Umgang mit medizinischen Untersuchungsproben muss stets so ausgelegt sein, dass in jeder Probe ein potenziell infektiöser Erreger enthalten sein kann. Einmalhandschuhe (Latex oder Nitril) müssen in ausreichender Anzahl und Form für unterschiedliche Tätigkeiten an jedem Arbeitsplatz bereit stehen. Dabei müssen ungepuderte Handschuhe verwendet werden, um vor allem bei Latexhandschuhen Allergisierungen zu vermeiden. Schmuck ist vor Tätigkeitsbeginn abzulegen. Tätigkeiten mit Aerosolbildung, mit Erregern der Klasse 3 nach Biostoffverordnung oder mit Gefahr plötzlicher Materialfreisetzung sind unter Werkbänken zu verrichten. Bei Arbeiten unter der Werkbank empfiehlt es sich, wegen der erhöhten Verletzungsgefahr auf Glasmaterialien zu verzichten und stattdessen Einmalstabpipetten oder Ösen zu verwenden. An allen Arbeitsplätzen dürfen Stabpipetten grundsätzlich nur mit Pipettierhilfen verwendet werden. Pipettieren mit dem Mund ist als grob fahrlässig einzustufen. Für Zuwiderhandlungen gibt es keinerlei Entschuldigung. Bei Kontamination der Hände mit potenziell infektiösem Material sind die Kontaminationsspuren mit einem

alkoholgetränkten oder desinfektionsmittelgetränkten Einmaltuch aufzunehmen. Die Hände sind anschließend gründlich mit Wasser und Seife zu reinigen und zu desinfizieren. Nach Kontamination der Arbeitsflächen mit potenziell infektiösem Material sind die Kontaminationsspuren mit einem alkoholgetränkten oder desinfektionsmittelgetränkten Einmaltuch aufzunehmen und die Flächen anschließend im Scheuer-Wisch-Verfahren zu desinfizieren. Bei dieser Tätigkeit sind Handschuhe zu tragen. Wird das Laborpersonal auch für Tätigkeiten am Krankenbett eingesetzt – Blutentnahmen, Blutzuckerbelastungstests – so sind die allgemeinen Hygienemaßnahmen auf Station einzuhalten (7 Kap. 24). Insbesondere beim Betreten von Isolierstationen, Infektionsstationen, Transplantationszentren oder Patientenzimmern mit MRSAPatienten sind die entsprechenden Verhaltensregeln und Schutzmaßnahmen im selben Umfang von den Labormitarbeitern einzuhalten, wie dies vom Stationspersonal gefordert wird.

Hygienemaßnahmen für das Laborpersonal 5 Ausreichender Impfschutz ggf. an die Aufgabe im Labor oder am Arbeitsplatz anpassen 5 Tragen von stets geschlossen Kitteln, die die Privatkleidung vollständig bedecken 5 Wechseln des Kittels bei Kontaminationen 5 Ablegen des Kittels bei Verlassen des Laborbereichs 5 Ablegen des Kittels bei Betreten von Sozialräumen 5 Schmuck an Finger und im Armbereich sind abzulegen 5 Hände nach Verlassen des Arbeitsplatzes waschen/ desinfizieren 5 Nicht mit gebrauchten Handschuhen Tätigkeiten außerhalb des Arbeitsplatzes verrichten (z. B. Botengänge mit Handschuhen, telefonieren, Materialbeschaffung) 5 Auspacken und Handhabung von Stuhl oder Blutproben grundsätzlich nur mit Handschuhen 5 Umgang mit ätzenden oder toxischen Chemikalien nur mit Handschuhen 5 Tätigkeiten mit Aerosolbildung nur mit Mundschutz oder ggf. unter Abzugflow (ggf. auch Einsatz von Nasen-Augen-Schutz, »Goggles«) 5 Gründliche Händedesinfektion bei Kontamination mit potenziell infektiösem Material oder von Arbeitsflächen 5 Verspritzungsgefährdete Materialien oder Aerosole sind unter der Werkbank zu verarbeiten; steht diese nicht zur Verfügung, können behelfsweise Mundschutz, Schutzbrille und Gummischürze verwendet werden 6

38.4 · Reinigungs- und Desinfektionsanforderungen an Laborausstattungen und Geräte

5 Glasbruch, Kanülen und scharfe Abfälle sind in bruchsicheren und stichfesten Behältern zu sammeln und zu entsorgen 5 Kein Recapping von Kanülen; hierzu gibt es, wenn erforderlich, entsprechende Recappinghilfen 5 Bei Tätigkeiten auf der Station sind die dortigen Hygienevorschriften einzuhalten

38.4

Reinigungs- und Desinfektionsanforderungen an Laborausstattungen und Geräte

Die Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen sollten zur besseren Übersicht in einem Plan zusammengefasst werden. Die Pläne sind regelmäßig zu überprüfen und zu überarbeiten. Bei akkreditierten Einrichtungen erfolgt dies mindestens einmal im Jahr. Es sollten Desinfektionsmittel für Flächen und Instrumente zum Einsatz gebracht werden, die nach den Richtlinien der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie (DGHM) getestet und gelistet worden sind. (7 Kap. 19). Im Laborbereich bieten sich z. B. aldehydhaltige Desinfektionsmittel wegen des breiten Wirkungsspektrums an. Alkohol sollte nur für kleine Flächen eingesetzt werden. Vorsicht ist bei gleichzeitiger Verwendung von offenem Feuer geboten. Speziallaboratorien und Forschungslaboratorien können die Wahl ihrer Desinfektionslösungen nach den im Labor verwendeten Erregern oder Aufgaben auswählen, um eine gezielte Desinfektion vornehmen zu können.

Einsatz von Desinfektionslösungen 5 Anwendungskonzentration richtig auswählen 5 Einwirkzeiten einhalten 5 Standzeiten von Instrumentendesinfektionslösungen nach Herstellerangaben berücksichtigen und ggf. täglich wechseln 5 Desinfektionsmittel mit Reiniger täglich wechseln 5 Dosierung bei Eigenansatz von Desinfektionslösungen kontrollieren und nur mit geeichten Maßeinrichtungen vornehmen 5 Desinfektionslösungen nur mit kaltem fließenden Wasser ansetzen 5 Handschuhe beim Ansatz und Verarbeitung verwenden (Allergie- und Reizgefahr) 5 Haltbarkeit von Desinfektionslösungen beachten

Arbeitsflächen und Oberflächen werden mit in Desinfektionslösung getränkten Einmallappen abgewischt. Die Desinfektionslösung kann dazu in nachfüllbaren Plastik-

465

spritzflaschen am Arbeitsplatz vorrätig gehalten werden. Arbeitsflächen sind bei ordnungsgemäßem Einsatz einer Desinfektionslösung wiederzuverwenden, wenn die Lösung abgetrocknet ist. Fußböden müssen nur bei Kontaminationen mit potenziell infektiösem Material wischdesinfiziert werden. Eine normale regelmäßige Reinigung aller Laborbodenflächen mit einem handelsüblichen Reiniger ist vollkommen ausreichend. Ausnahme bilden Laborräume, in denen besondere Tätigkeiten mit hochkontagiösen oder infektiösen Erregern im Rahmen von Forschungs- oder Routinetätigkeiten vorgenommen werden. Diese Einrichtungen bilden aber in Spezialinstituten oder Universitäten eine absolute Ausnahme. Die regelmäßige Versiegelung von Fußböden kann mit einfachen Maschinen von den Reinigungskräften vorgenommen werden und erhöht optisch die Ansprechbarkeit von Kunststoff- oder Linoleumböden. Auf Sprühdesinfektionen sollte gänzlich verzichtet werden. Ausnahme bilden hier schwer zugängliche Ecken oder Laborbereiche, die dennoch wegen einer Kontamination desinfiziert werden müssen. Glasmaterialien wie Stabpipetten Zylinder, Kolben, Gläser, Röhrchen oder Trichter können in Spülküchen gereinigt werden. Reinigungskräfte müssen bei dieser Tätigkeit feste, bis zum Unterarm reichende Arbeitshandschuhe tragen. Augen können bei Spritzgefahr mit Schutzbrillen zusätzlich geschützt werden. Die Verwendung von Gummischürzen und ggf. wasserfesten Überschuhen ist anzuraten, um Durchfeuchtungen der Arbeitskleidung zu vermeiden. Stark verschmutzte Glasmaterialien können ähnlich der Instrumentenreinigung bis zur endgültigen Reinigung in ein Lösungsbad aus Desinfektions- und Reinigungslösung eingelegt werden. Der Wechsel dieser Desinfektions- und Reinigungslösung sollte je nach Verschmutzungsgrad mindestens täglich erfolgen. Aufgrund der hohen Verletzungsgefahr der Mitarbeiter an Glasbruch sind möglichst wenig Glasmaterialien einem manuellen Reinigungsprozess zu unterziehen. Spülautomaten unterschiedlicher Hersteller mit verschiedenen Materialeinsätzen ermöglichen die Automatisation von sich wiederholenden Reinigungsprozessen. Sie garantieren auch die gleichbleibend hohe Reinigungsqualität der Glasmaterialien, die sich wiederum auf die Messgenauigkeit erheblich auswirken kann. Einzelne Glasartikel müssen im Anschluss getrocknet oder sterilisiert werden. Glasmaterialien sind trocken in verschlossenen Schränken zu lagern. Zerbrochene Glasartikel sollten nicht dem Altglas zugeführt werden, da es sich hierbei häufig um hochwertige Glasartikel handelt, die einen anderen Schmelzpunkt aufweisen als z. B. Glasflaschen. Werkbänke bedürfen der besonderen Aufmerksamkeit. Sie werden mindestens 15 min vor Tätigkeitsbeginn eingeschaltet, um die ordnungsgemäße Luftzirkulation sicherzustellen. Um die Keimzahl unter der Werkbank zu verringern, sollten sterile Pipettenspitzen und Einmalstabpipetten verwendet werden. Bunsenbrenner dürfen wegen der Ver-

38

466

III

Kapitel 38 · Laboratorien

änderung der Luftzirkulation in der Werkbank nicht verwendet werden. Dekontaminationen können mit alkoholischen Lösungen vorgenommen werden. Bestimmte Tätigkeiten in der Werkbank verlangen die Flächendesinfektion vor Arbeitsbeginn. Dies sollte im Hygieneplan ebenso vermerkt werden wie die Flächendesinfektion nach jeder abgeschlossenen Tätigkeit unter der Werkbank. Die Filter der Werkbank müssen regelmäßig durch Fachfirmen gewechselt werden; anschließend müssen eine Luftkeimmessung und eine Partikelzählung im Rahmen der Wartung erfolgen. Reinigungs- und Desinfektionspflicht besteht auch für Kühlschränke, Brutschränke, Pipetten, Pipettierhilfen, Tischzentrifugen und Kleingeräte. Die Reinigungsabstände sind gemäß der Art der Nutzung und des Nutzungsumfanges im Hygieneplan festzulegen. Grobe Verschmutzungen sind umgehend zu beseitigen. Geräte, die zur Reparatur aus dem Labor entfernt werden, müssen vor dem Abtransport gereinigt und bei Einsatz mit infektiösen Materialien desinfiziert werden. Dabei ist darauf zu achten, dass die Reinigung/Desinfektion sachgerecht erfolgt und das Gerät nicht durch den Reinigungsprozess Schaden nimmt (z. B. eindiffundierende Desinfektions-/Reinigungslösung in der Steuerungselektronik). Wasserbäder und Wasserwannen in Brutschränken für Zellkulturen oder bakteriologische Kulturen sind regelmäßig zu wechseln. Um Verpilzung und Versporungen zu vermeiden, sind Brutschränke regelmäßig auch innen zu reinigen. Im Anschluss an eine Reinigung mit Desinfektionsmittellösungen sind die Brutschränke mehrere Stunden ohne Bestückung zu betreiben, um durch die Verdunstung von bakterientoxischen Dämpfen das Kulturergebnis nicht zu gefährden.

38.5

Versand von Laborproben

Der Versand von Proben innerhalb eines Hauses ist in der Regel unproblematisch. Auch hier sollte auf hygienisch saubere und auslaufsichere Behältnisse geachtet werden. Die seit 2002 geltenden verschärften Transportbestimmungen beim Versand von humanem Untersuchungsmaterial an externe Laboratorien sind zu berücksichtigen. Der Versand von Mikroorganismen der Risikogruppen 2, 3 und 4 sowie von gentechnisch veränderten Mikroorganismen unterliegt weltweit bei sämtlichen Verkehrsträgern den Gefahrgutvorschriften, harmonisiert durch das UN Committee of Experts on the Transport of Dangerous Goods (»Orange Book«). In den CEN-Mitgliedsstaaten gilt für den Versand von humanem Untersuchungsmaterial die Verpackungsnorm DIN EN 829. Die Weltpostunion schließt biologisches Material in Postfrachtstücken wie Paketen und Päckchen aus. Organismen der Gruppe 2 und höher sind als Gefahrgut der Klasse 6.2 eingestuft. Sie werden gemäß IATA »Dangerous Goods Regulations 43, 2.4« auch vom regulären Luftpostversand ausgeschlossen. Einzige Trans-

portmöglichkeit besteht als Fracht in UN-zertifizierten Kombinationsverpackungen, die mit speziellen Kurierdiensten befördert werden. Auch bei allen Inlandstransporten finden diese Vorschriften volle Anwendung. Die Deutsche Post AG schließt seit August 2002 jegliches infektiöses Material vom Transport aus, nicht aber den Transport von humanem Untersuchungsmaterial (Briefdienst Inland). Wer dagegen verstößt, hat juristisch einen schweren Stand. > Es gilt das Verursacherprinzip: Derjenige, der versendet, ist haftbar, wenn die Probe ausläuft oder nicht sachgemäß versandt wird. Der Haftungsanspruch bei ausgelaufenen Proben für die Reinigung eines Transporters oder sogar eines Flugzeugs können teuer zu stehen kommen.

Spezialisierte Transportunternehmen stellen Probentransportmaterialien zur Verfügung, falls diese im Hause nicht zur Verfügung stehen. Alle Proben müssen hygienisch sauber verpackt werden. Von den Proben darf keine Verletzungsgefahr ausgehen, d. h. Kanülen müssen vor dem Versand abgenommen werden. Als infektiös bekannte Proben müssen entsprechend gekennzeichnet sein, um die Kontaminationsgefahr bei Schaden während des Transportes frühzeitig zu erkennen oder am Auspackplatz des Empfängers zu verringern. Auf Mindest- und Maximalfüllstände in den Transportgefäßen ist zu achten. Alle Probenrörchen müssen von einer Schutzhülle umgeben sein, die ein Vlies enthält. Das Vlies muss die auslaufende Probenmenge aufsaugen können. Der Postversand erfolgt in entsprechenden Transportschachteln (. Abb. 38.1). Größere Probenstückzahlen können auch in Probentransportkisten transportiert werden, die ein Auslaufen auch bei Unfällen, Stoß oder Umkippen verhindern. Das versendete Material muss als biologisches Material gekennzeichnet sein. Keinesfalls dürfen Glas- oder Plastikröhrchen mit Blut oder Serum ungeschützt versendet werden. Das Versenden bewachsener Agarplatten sollte möglichst vermieden werden; zumindest müssen diese in einer flüssigkeitsdichten Schraubdose versandt werden.

. Abb. 38.1. Beispiel für den Versand diagnostischer Proben

467

38.7 · Reinigungs- und Desinfektionsplan für Laboratorien

38.6

Abfallentsorgung

Laborabfall ist genauso trennbar wie Haus- und Krankenhausmüll. Zahlreiche Reagenzienhersteller haben es bis heute noch nicht geschafft, die Menge der Einmalverpackungen und Anteile von hochwertigen Kunststoffen an ihren Reagenzien deutlich zu reduzieren. Es gibt aber auch hier in den letzten Jahren deutliche Verbesserungen, insbesondere was die Rücknahme von Transportumverpackungen betrifft. Kunststoffe, Pappen und Papier, die nicht mit Untersuchungsmaterialien oder vermehrungsfähigen Keimen in Berührung gekommen sind, können der Wertstoffsammlung zugeführt werden. Befunde mit Patientendaten sind aus Datenschutzgründen zu vernichten, damit die Daten nicht von Dritten weiterverwendet werden können (Datenmülltonne). Papierabfälle können der Wiederverwertung zugeführt werden. Plastiktüten zum Sammeln oder als Umverpackung dieser Abfälle sind unnötig und können eingespart werden. Abfall aus den Geräten ist

38.7

gemäß den Herstellervorgaben zu entsorgen, kann aber in den meisten Fällen dem kommunalen Abwassernetz zugeführt werden, wenn örtliche Auflagen dem nicht entgegenstehen. Ebenso kann mit kleinen Mengen Blut verfahren werden. Auch hier sind die örtlichen Auflagen der Abwassereinleitung der Kommunen zu berücksichtigen. Glasbruch muss gesondert in bruch- und stichfesten Gefäßen entsorgt werden. Gleiches gilt für scharfe oder spitze Gegenstände (7 Kap. 20). Alle Kulturmedien, bakteriologische Proben und Subkulturen mit vermehrungsfähigen Erregern können autoklaviert und dann dem Hausmüll zugeführt oder in fest verschlossenen Abfallbehältnissen in die Müllverbrennung gegeben werden. Ebenso kann mit gesichert infektiösen Blutproben (Hepatitis, HIV) verfahren werden. Materialien der Erregergruppe 3 oder aus Sicherheitslaboratorien werden nur autoklaviert aus dem Sicherheitslabor ausgeschleust und können dann über den Hausmüll entsorgt werden.

Reinigungs- und Desinfektionsplan für Laboratorien

Was

Wann

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches, vor und nach Patientenkontakt

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mitEinmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor Blutentnahme, vor Injektionen; nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen), nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel: ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s); kein Wasser dazugeben

Hautdesinfektion

Vor Punktionen, Blutabnahme etc.

Hautdesinfektionsmittel

Laborglas (Kolben, Spritzen, Pipetten, Petrischalen)

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat, evtl. verpacken, autoklavieren, oder in Instrumentenreiniger einlegen, reinigen, abspülen, evtl. verpacken, autoklavieren. Bei Verletzungsgefahr: Zusatz von Instrumentendesinfektionsmittel

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder in Instrumentenreiniger einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken, sterilisieren. Bei Verletzungsgefahr: vorheriges Einlegen in Instrumentendesinfektionsmittel

Trommeln, Container

Einmal täglich nach Öffnen (Filter regelmäßig wechseln)

Reinigen, autoklavieren

Urometer

Nach Gebrauch

Instrumentendesinfektionsmittel

Einlegen, abspülen, trocknen

Tablett (für Blutabnahme)

Einmal täglich; nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungsund Desinfektionsautomat

Abwischen

Arbeitsflächen

Einmal täglich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Abwischen

Sicherheitswerkbank

Einmal täglich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Abwischen

Brutschrank, Kühlschrank

Einmal monatlich; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Auswischen

Geräte, Mobiliar

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Waschbecken

6

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Sprühen–wischen–sprühen– wischen (30 s)

Wischdesinfizieren

38

468

Kapitel 38 · Laboratorien

Was Fußboden

III

Abfall, bei dem Verletzungsgefahr besteht: Kanülen, Skalpelle, Bruchglas (7 Abfallplan des Hauses)

Wann

Womit

Wie

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Hausübliches Reinigungssystem

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren

Direkt nach Gebrauch (bei Kanülen kein Recapping)

Entsorgung in durchstichsichere und festverschließbare Kunststoffbehälter

Nach Kontamination: nach Kontamination mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (7 entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (Näheres 7 oben und 7 Kap. 19). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten; Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut, eiweißhaltigem Material etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen Vorratsbehälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben (meist 14–28 Tage).

39 39 Physiotherapie M. Bußmann, B. Hartmann 39.1 Allgemeine Hygienemaßnahmen – 469 39.1.1 39.1.2 39.1.3 39.1.4

Händehygiene – 469 Handschuhe – 470 Schutzkittel – 470 Mundschutz – 470

39.3 Maßnahmen der Hydrotherapie – 471 39.3.1 Therapie- und Bewegungsbäder – 471 39.3.2 Wannenbäder und Packungen – 473

39.4 Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Physiotherapie – 474

39.2 Hygienemaßnahmen in der Physiotherapie mit infektiösen Patienten – 470

Literatur

39.1 Die Infektionsgefahr bei Physiotherapie ist sowohl für Patienten als auch Therapeuten gering. Die Verfahren der Physiotherapie dienen einerseits der Wiederherstellung der Gesundheit, andererseits der Prophylaxe und Prävention sowie Vermeidung von Komplikationen während des Krankenhausaufenthaltes. Obwohl Physiotherapeuten mit vielen verschiedenen Patienten direkten Körperkontakt haben und somit vielfältige Möglichkeiten für Kreuzübertragungen bestehen, sind sie nur selten die Quelle von Infektionsübertragungen (Kralovic u. Linnemanns 2004). Invasive Maßnahmen finden nicht statt. Mobiliar- bzw. Geräteflächen können problemlos gereinigt bzw. bei Bedarf desinfiziert werden. Benötigte Geräte bzw. Materialien sind, falls nicht als Einwegprodukte verwendet, problemlos aufbereitbar. In der Regel sind daher in der Physiotherapie die Standardhygienemaßnahmen völlig ausreichend. Problematischer ist allerdings die Hydrotherapie bei Verbrennungspatienten, die jedoch hier nicht behandelt werden soll (Tredget et al. 1992). Außerordentlich gering ist die Infektionsgefährdung durch Verschlucken von Badewasser in Bewegungs- und Therapiebädern, weil der Verdünnungseffekt, selbst wenn z. B. durch einen inkontinenten Patienten darmpathogene Erreger in das Wasser gelangten, sehr groß ist. Im Folgenden sollen die wichtigsten Maßnahmen zur Verhütung von Infektionen im Rahmen der Physiotherapie dargestellt werden.

– 475

Allgemeine Hygienemaßnahmen

Um die Standardhygienemaßnahmen in der Physiotherapie durchführen zu können, ist als organisatorische bzw. bauliche Voraussetzung die Anbringung von Händedesinfektionsmittelspendern zwischen den einzelnen Behandlungsplätzen bzw. Behandlungskabinen unabdingbar. In jedem Raum muss ein Handwaschbecken mit Flüssigseifespender vorhanden sein. Bei der Ausbildung und Fortbildung des Personals müssen Hygieneregeln angemessen behandelt werden, damit das Bewußtsein für das Risiko, Infektionen auf Patienten übertragen zu können, vorhanden ist. Die wichtigsten Maßnahmen, die sowohl zur Prävention von Kreuzinfektionen, aber auch dem Personalschutz dienen, werden im Fogenden nur kurz zusammengefasst, sie sind in 7 Kap. 24 ausführlich beschrieben. Die erweiterten Hygieneanforderungen bei der Behandlung von infektiösen Patienten werden danach erläutert.

39.1.1

Händehygiene

Händedesinfektion bzw. Händewaschen ist bei der krankengymnastischen und Massagebehandlung die wichtigste Maßnahme zur Verhinderung einer Erregerübertragung. Eine Dekontamination der Hände soll deshalb immer zwischen der Behandlung der Patienten durchgeführt werden. Deswegen müssen in der Physiotherapieabteilung genü-

470

Kapitel 39 · Physiotherapie

gend Handwaschbecken und Desinfektionsmittelspender, die vom Personal leicht erreicht werden können, zur Verfügung stehen. Eine Auswahl geeigneter Flüssigseifen, Desinfektionsmittel und Hautpflegemittel muss vorhanden sein, weil Hautunverträglichkeiten nicht selten sind.

anderen Personen benutzt werden. Je nach Ausmaß des Körperkontakts kann aber auch eine Schürze ausreichend sein.

39.1.4

III

Mundschutz

Tipp In einem solchen Fall eignen sich auch kleine Flaschen mit einem Händedesinfektionsmittel, die in der Kitteltasche mitgenommen werden können.

Oft stellt sich die Frage, ob die Hände desinfiziert oder gewaschen werden sollen. In der Physiotherapie, bei der in der Regel physischer Kontakt mit der intakten Haut des Patienten stattfindet, ist grundsätzlich beides möglich. Jedoch wird durch die Händedesinfektion (bei besserer Hautverträglichkeit) eine höhere Keimreduktion erreicht. Von dieser Regel abweichend ist z. B. nach atemstimulierender Einreibung das Händewaschen sinnvoll und ausreichend. Händewaschen und anschließende Händedesinfektion ist nur in wenigen Ausnahmefällen angebracht (7 Kap. 24).

39.1.2

Handschuhe

Das Tragen von Handschuhen ist generell nur bei Gefahr der Kontamination mit potenziell infektiösem Patientenmaterial (z. B. Blut, Sekrete und Exkrete) notwendig. Nach dem Ausziehen ist eine Händedesinfektion erforderlich, da die Handschuhe nicht selten Mikroperforationen aufweisen oder die Hände beim Ausziehen der Handschuhe kontaminiert werden können.

39.1.3

Schutzkittel

Physiotherapeuten sollen bei der Arbeit mit Patienten auf Intensivstationen grundsätzlich einen langärmligen Kittel tragen. Aber auch auf »der Normalstation« ist das Tragen von Schutzkitteln sinnvoll, wenn während der Therapie großflächiger Kontakt mit dem Patienten oder auch seiner Bettwäsche notwendig ist. In diesem Zusammenhang sei die Patientenmobilisierung nach kinästhetischen Gesichtspunkten oder auf neurophysiologischer Grundlage wie nach dem Bobath-Konzept genannt. Hier unterstützen bzw. übernehmen Therapeuten unter engem körperlichen Kontakt geschwächte bzw. ausgefallene Bewegungsfunktionen des Patienten. Der Kittel wird erst vor Patientenkontakt angezogen und bleibt nach Gebrauch in der Nähe des Patientenbettes. Sofern keine Einwegkittel benutzt werden, kann der (nicht kontaminierte) Kittel zwischenzeitlich auch von

Insbesondere bei expektorationsfördernden Maßnahmen ist aus Personalschutzgründen das Tragen einer chirurgischen Maske zu empfehlen. Zum Schutz immunsupprimierter Patienten ist der Einsatz von chirurgischen Masken zwar nicht durch Studien belegt, wird aber aus grundsätzlichen Erwägungen dennoch empfohlen. Bei der Therapie von Tuberkulosepatienten ist das Tragen einer FFP2-Maske empfohlen (7 Kap. 15) und auch in Unfallverhütungsvorschriften zwingend vorgeschrieben (GUV-R 250/TRBA 250, 2003).

39.2

Hygienemaßnahmen in der Physiotherapie mit infektiösen Patienten

Bei der Therapie mit isolierten Infektionspatienten ist die rechtzeitige Information von größter Wichtigkeit. Die Physiotherapeuten müssen vom Krankenhauspersonal (ggf. vom Hygienefachpersonal) über spezielle Hygienemaßnahmen instruiert werden. Auch in diesen Fällen ist ein Merkblattsystem empfehlenswert, in dem grundlegende Informationen über die jeweiligen Krankheitserreger mit Hygieneempfehlungen verbunden sind. Nach Möglichkeit soll angestrebt werden, bei isolierten Infektionspatienten Infektionen – z. B. Clostridium-difficileEnteritis, postoperative Infektion im OP-Gebiet mit einem multiresistenten Erreger oder Infektion/Besiedlung mit methicillinresistentem Staphhylococcus aureus (MRSA) – die Behandlung im Patientenzimmer vorzunehmen. Dies gilt besonders, wenn eine Einzelzimmerisolierung empfohlen wurde. Zur Therapie benötigte Materialien müssen im Patientenzimmer bleiben bzw. vor der Benutzung bei anderen Patienten wischdesinfiziert werden. Gibt es wichtige medizinische Gründe für eine Behandlung in der Physiotherapieabteilung (z. B. die Nutzung bestimmter Geräte oder Platzmangel im Patientenzimmer), kann die Physiotherapie auch außerhalb des Zimmers (in der Phyisothearapieabteilung oder im Freien) durchgeführt werden. Dabei müssen Vorkehrungen getroffen werden, um eine Verbreitung des Infektionserregers zu verhindern: 4 Grundsätzlich sollten nur kooperative, informierte Patienten bzw. gut führbare Patienten außerhalb des Patientenzimmers behandelt werden. Diese Patienten können am Ende des Programms behandelt werden, um notwendige Flächendesinfektionsmaßnahmen in der Phyisotherapieabteilung zu organisieren.

471

39.3 · Maßnahmen der Hydrotherapie

4 Der Patient soll ebenso wie der Physiotherapeut oder die Begleitperson eine gründliche Händedesinfektion (mindestens 30 s) durchführen. 4 Bei Wundinfektionen muss darauf geachtet werden, dass der Patient einen gut sitzenden, trockenen und sauberen Verband hat. 4 Bei Ganzkörperbesiedlung, die bei Staphylokokken(MRSA-)Infektionen, aber auch anderen multiresistenten Erregern möglich ist, sollte der Patient frische Kleidung oder einen Schutzkittel über seine Kleidung anziehen. Auch das Physiotherapiepersonal soll (wie auch bei der Behandlung im Patientenzimmer) einen frischen Schutzkittel tragen. 4 Bei nasaler Besiedlung/Ganzkörperbesiedlung mit MRSA, aber auch bei noch unklarem Trägerstatus soll der Patient mit Infektions- bzw. Kolonisationsverdacht außerhalb des Zimmers einen chirurgischen Mundschutz tragen. Das Physiotherapiepersonal trägt während der Behandlung (wie auch im Patientenzimmer) ebenfalls einen chirurgischen Mundschutz. 4 Insbesondere nach der Behandlung von MRSA-Trägern müssen alle Kontaktflächen (z. B. Rollstuhl, Gehhilfen, Vibrax oder ggf. »ergotherapeuthische« Hilfsmittel) mit kliniküblichem Flächendesinfektionsmittel wischdesinfiziert werden. Wichtig ist eine gute Zusammenarbeit mit dem Klinikreinigungspersonal! Flächendesinfektion. Eine Wischdesinfektion von Gehwägen, Geräten, Mobiliar oder Gymnastikmatten ist nur nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material erforderlich, ansonsten sind Reinigungsmaßnahmen ausreichend (7 39.4). Nach Behandlung von Patienten in der Physiotherapieabteilung, die z. B. eine Staphylokokken(MRSA-)Infektion haben, ist jedoch eine Wischdesinfektion der benutzten Gegenstände und Flächen auch ohne sichtbare Kontamination notwendig, um das Risiko der Erregerübertragung auf andere Patienten so gering wie möglich zu halten. Ob Desinfektionsmaßnahmen sinnvoll sind, muss im Einzelfall mit dem Hygienefachpersonal geklärt werden (7 Kap. 19).

39.3

Maßnahmen der Hydrotherapie

39.3.1

Therapie- und Bewegungsbäder

Infektionsrisko Jede Person, also auch jeder Patient, der sich vorher nicht reinigt (abseift, shampooniert), gibt im Bad innerhalb von 3 Minuten ca. 108–109 Keime vor allem seiner physiologischen Hautflora ab. Die häufigsten potenziell pathogenen Keime, die aus Badebereichen in Krankenhäusern isoliert werden konnten, sind P. aeruginosa, Enterokokken, S. aureus und E. coli. Die häufigsten Erkrankungen, die in Schwimmbädern übertragen werden können, sind Otitis

externa (P. aeruginosa), Konjunktivitis durch C. trachomatis (sog. Schwimmbadkonjunktivitis), Hautinfektionen und Warzen. Die Behauptung, dass Fußmykosen, aber auch Genitalmykosen häufig durch Schwimmbäder übertragen werden, ist falsch. Fußmykosen werden sehr viel häufiger durch die längere Einwirkung des Wassers und somit Aufweichung der Haut reaktiviert. Genitalmykosen haben vor allem endogene Ursachen. Wenn exogene Faktoren eine Rolle spielen, dann nicht Badewasser, sondern unzureichende Körperhygiene oder Sexualkontakte. Auch Legionelleninfektionen werden in Kliniken nicht durch Schwimmbäder übertragen, allerdings ist die Bedeutung von Duschen in diesem Zusammenhang bekannt. Die Übertragung von Trichomonaden durch Badewasser ist ebenfalls sehr unwahrscheinlich, wobei als mögliche Infektionsquelle neben dem Wasser auch Badeutensilien und feuchte Sitze verdächtigt werden. Trotz der insgesamt geringen Infektionsgefahr müssen jedoch folgende Regeln eingehalten werden: 4 Vor dem Baden Blase und Darm entleeren. 4 Vor und nach dem Baden duschen. 4 Im Badebereich saubere Badeschuhe tragen. 4 Patienten mit Wundinfektionen, Infektionen der Haut oder ausgedehnten Fußmykosen dürfen Gemeinschaftsbäder nicht benutzen. Dies gilt auch für Patienten mit anderen Infektionen. 4 Nach dem Baden besonders Füße bzw. Zehenzwischenräume gründlich abtrocknen. 4 Badebekleidung nach jedem Baden waschen. Patienten mit Anus praeter können mit wasserfesten Versorgungssystemen baden. Vor dem Baden soll der Beutel erneuert werden. Da der Kohlefilter durch das Wasser zerstört wird, soll er entweder zugeklebt oder der Beutel nach dem Baden gewechselt werden. Patienten mit Anus praeter, die geregelten Stuhlgang haben, beispielsweise durch die morgendliche Darmspülung, können einen sog. Minibeutel oder eine Stomakappe auflegen.

Reinigung und Desinfektion Eine routinemäßige Reinigung des Wasserbeckens ist unerlässlich. Eine laufende Desinfektion des Beckens und anderer Flächen in der Umgebung, z. B. von Fußböden, Wänden, Umkleidekabinen, Toiletten, Duschen, ist dagegen unnötig, weil es allenfalls zu einer kurzfristigen Keimzahlreduktion auf den Flächen kommt: Spätestens 1–2 Stunden danach ist die Ausgangskeimzahl wieder erreicht. Eine Desinfektion der Flächen mit geeigneten Desinfektionsmitteln und Verfahren muss nur nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Blut, Stuhl) erfolgen (7 Kap. 19). Das Becken muss mindestens einmal jährlich entleert werden, anschließend ist eine gründliche Reinigung des Beckenbodens und der Beckenwände notwendig. Rückstände von Reinigungsmitteln müssen durch gründliche

39

472

III

Kapitel 39 · Physiotherapie

Spülung entfernt werden. Die Reinigung des Beckenbodens soll täglich, die Reinigung der Beckenwände wöchentlich durchgeführt werden. Dabei werden Sauggeräte und Bürsten eingesetzt. Die Überlaufrinnen sollen mindestens einmal wöchentlich gereinigt werden. Rinnenroste werden abgenommen, um auch die Unterseite des Rostes, die Rostauflageflächen und die Rinne reinigen zu können. Nach Abschluß der Reinigungsarbeiten werden Rinnen, Roste und Ableitungskanäle gründlich abgespült. Wasserspeicher sollen bei Bedarf, mindestens jedoch halbjährlich entleert und gereinigt werden. Einschicht- und Mehrschichtfilter sollen mindestens zweimal wöchentlich gespült werden. Die Filterflächen der Anschwemmfilter werden durch Spülen oder Abspritzen mindestens zweimal wöchentlich gereinigt. Die Reinigungsarbeiten werden im Betriebsbuch dokumentiert. Reinigungs- oder ggfs. Desinfektionsmittel dürfen die Wasserbeschaffenheit nicht beeinflussen. Bei Reinigungsarbeiten in der Beckenumgebung sollen diese nicht mit dem Wasser in Berührung kommen. Der Beckenrand selbst soll nur mit Wasser gereinigt werden. Möglich ist auch die Reinigung mit dem vorhandenen Beckenwasser. Da Holzroste schwer zu reinigen und zu trocknen sind, sollen vorzugsweise Kunststoffroste verwendet werden. Bei der Auswahl von Hebegurten muss darauf geachtet werden, dass sie abwaschbar sind, da sie ggf. auch von inkontinenten Patienten benutzt werden müssen. Wärmesitzbänke sollen immer trocken gehalten werden, um eine Vermehrung von Mikroorganismen nicht zu begünstigen. Wäscheschleudern sollen wegen der möglichen Kontamination der Badekleidung nicht benutzt und deshalb nicht aufgestellt werden.

Überwachung der Wasseraufbereitungsanlage Das Wasser von Therapie- und Bewegungsbecken im Krankenhaus muss denselben Anforderungen genügen wie das Schwimmbadwasser in öffentlichen Schwimmbädern. Die Überwachung der Schwimmbadaufbereitungsanlage erfolgt täglich anhand eines Betriebsbuches, das als Nachweis gegenüber der Gesundheitsbehörde gilt. Die entsprechenden Parameter können der DIN 19643 (oder in Zukunft der Badewasserverordnung) entnommen werden. Die mikrobiologischen Anforderungen an das Rein- und Beckenwasser von Schwimmbädern sind in 7 Tab. 39.1 zusammengestellt. Die mikrobiologische Kontrolle der Wasserbeschaffenheit erfolgt in der Regel einmal im Monat. Die bakteriologischen Proben des Beckenwassers sind während der Hauptbelastungszeit des Beckens ca. 50 cm vom Beckenrand entfernt aus dem oberflächennahen Bereich zu entnehmen, z. B. jeweils eine Probe von Ein- und Auslauf. Reinwasserproben werden aus dem Zapfhahn der Reinwasserleitung unmittelbar vor Eintritt des Wassers in das Becken genommen.

. Tab. 39.1. Mikrobiologische Anforderungen an das Rein- und Beckenwasser Reinwasser

Beckenwasser

KBE bei 20°C

bis 20/ml

bis 100/ml

KBE bei 36°C

bis 20/ml

bis 100/ml

Koliforme Keime bei 36°C

0/100 ml

0/100 ml

E. coli bei 36°C

0/100 ml

0/100 ml

P. aeruginosa bei 36°C

0/100 ml

0/100 ml

Legionella pneumophila a

0/100

ml a

0/1 ml b

Im Filtrat, b

im Beckenwasser von Warmsprudelbecken sowie Becken mit zusätzlichen Wasserkreisläufen und Beckentemperaturen über 30°C.

Definition Unter Reinwasser versteht man das aufbereitete Wasser nach Einmischung des Desinfektionsmittels; Füllwasser ist das zur Erst- und Nachfüllung benutzte Wasser.

Das Füllwasser muss mikrobiologisch nur dann untersucht werden, wenn es nicht aus der öffentlichen Wasserversorgung stammt. Das Füllwasser von Bewegungsbädern besitzt in der Regel Trinkwasserqualität. Ein Eintrag von fakultativ pathogenen Erregern ist über diesen Weg unwahrscheinlich. Zur Wassererneuerung sind kontinuierlich oder einmal am Tag je Besucher mindestens 30 l Beckenwasser gegen Füllwasser auszutauschen. Unter bestimmten Voraussetzungen, wie mangelnde Rückspülung oder unzureichende Wasserdesinfektion, können sich Mikroorganismen, insbesondere auf der Filteroberfläche, vermehren und ins Badewasser gelangen. Da dies besonders häufig bei P. aeruginosa vorkommt, muss bei erhöhten Koloniezahlen von P. aeruginosa im einlaufenden Wasser an einen Eintrag aus dem Filter gedacht werden. Im medizinischen Bereich werden Therapie- und Bewegungsbecken unterschieden. Die Wasseraufbereitung von Therapiebecken erfolgt wesentlich strenger, da sie von erhöht infektionsgefährdeten oder auch inkontinenten Patienten benützt werden. Deshalb sollen sie an Wasseraufbereitungsanlagen mit Ozonisierung angeschlossen werden (7 dazu DIN 19643 Teil 3). Bewegungsbecken sind Schwimmund Badebecken für medizinisch indizierte Bewegungstherapie im Bereich der Rehablitation und Prävention.

Fußsprühanlagen Bereits 1990 hat das ehemalige BGA festgestellt, dass beim »derzeitigen Stand der Erkenntnis … die Bereitstellung und die Anwendung von Fußsprühanlagen wegen des umstrittenen Nutzens für die Fußpilzprophylaxe nicht mehr verpflichtend vorgeschrieben werden« kann. Die meisten Präparate enthalten Formaldehyd oder andere Aldehyde, die direkt auf die trockene Haut aufgesprüht werden sollen. Die

473

39.4 · Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Physiotherapie

Einwirkzeit soll mindestens 5 min bis zum Trocknen der Haut betragen. Aldehyd- und insbesondere formaldehydhaltige Präparate führen jedoch häufig zu Allergien, und im übrigen gibt es keine Untersuchungen, die den präventiven Wert von Fußsprühanlagen belegen können. Außerdem wird von den meisten Verwendern von Fußsprühanlagen das Desinfektionsmittel auf die nasse Haut aufgesprüht und die Einwirkzeit nicht eingehalten. Beim Einsatz zentraler Desinfektionsmittelanlagen muss darüber hinaus berücksichtigt werden, dass bis zu 50% dieser Anlagen mit gramnegativen Keimen kontaminiert sein können. Die verwendeten Präparate schließlich müssen als Arzneimittel zugelassen sein. > Die einzige wirksame Fußpilzprophylaxe ist das Tragen von Badeschuhen und das gründliche Trocknen der Füße mit Zehenzwischenräumen nach dem Baden.

39.3.2

Wannenbäder und Packungen

Reinigung und Desinfektion von medizinischen Wannen Verschiedene medizinische Bäder mit Zusätzen von z. B. pflanzlichen Auszügen, Kohlensäure oder Sauerstoff (Luftperlbäder) bzw. hydroelektrische Vollbäder (Stanger-Bad) werden in der Hydrotherapie eingesetzt. Bei nicht infizierten Patienten genügt eine gründliche Reinigung der Wannen mit einem frischen Tuch und flüssigem Allzweckreiniger. Um die Flächen nicht aufzurauhen, sollen weder Bürsten noch Scheuersand verwendet werden. Anschließend wird die Wanne gründlich abgetrocknet. Bei Benutzung durch kolonisierte oder infizierte Patienten (z. B. mit Hautausschlägen oder Wundinfektionen) müssen die Wannen wischdesinfiziert werden. Nach der Desinfektion müssen die Wannen gründlich mit fließendem Wasser nachgespült werden, um Desinfektionsmittelreste zu beseitigen. Aus organisatorischen Gründen ist es sinnvoll, infizierte Patienten zuletzt zu behandeln.

Handlungsanleitung zur Reinigung/Desinfektion Reinigung: 5 Ansetzen einer Reinigungslösung mit umweltfreundlichem Reiniger, 5 gründliche Reinigung mit frischem Tuch, 5 mit Wasser nachspülen und mit frischem, weichem Tuch trocknen. Desinfektion bei infizierten Patienten: 5 Ansetzen einer Flächendesinfektionsmittellösung (nach Herstellerangaben), 5 mit Tuch auswischen, 5 gründlich mit Wasser nachspülen und mit frischem, weichem Tuch trocknen.

Da Acrylbadewannen, die bezüglich Reinigung und Desinfektion problematisch sind, immer mehr Verwendung finden, sind im Folgenden die wichtigsten Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen zusammengestellt. Acrylglas (Plexiglas) ist ein nicht kratzfester Kunststoff, der gegenüber verschiedenen chemischen Substanzen nicht oder nur bedingt beständig ist.

Materialschonung bei der Pflege von Acrylbadewannen 5 Nur Reinigungstücher verwenden – keine Bürsten oder Schwämme. 5 Staub mit feuchtem Tuch, nicht trocken entfernen. 5 Nur flüssiges Reinigungs- oder Desinfektionsmittel verwenden, keinesfalls Scheuerpulver oder -milch. 5 Reinigungs- oder Desinfektionsmittel nicht konzentriert anwenden; Dosierung genau einhalten. 5 Keinen Alkohol oder alkoholhaltige Reinigungsoder Desinfektionsmittel verwenden. Vorsicht mit alkoholischem Händedesinfektionsmittel. 5 Bei Anwendung von färbenden Badezusätzen (z. B. Kamillosan) ist die Badewanne sofort nach Entleerung zu reinigen.

Moorbäder Moorbäder dürfen nur als Einzelbäder verabreicht werden, weil bei Gemeinschaftsmoorbädern das Risiko der Übertragung von Krankheitserregern vorhanden ist.

Fangopackungen Als Fangopackung werden heute meist Peloid-ParaffinGemische verwendet. Nach Säuberung der benutzten Schmelzmasse und anschließender Desinfektion bei 130°C und einer Haltezeit von 15 min in speziellen Fangoaufbereitungsanlagen erfolgt die Wiederverwendung. Eine Überprüfung dieser Anlagen mit Bioindikatoren ist nicht notwendig, da die Packungen, sofern keine schützende Folie verwendet wird, nur auf intakte Haut aufgelegt werden dürfen. Vor der ersten Anwendung soll laut Herstellerangaben die Fangopackung sterilisiert werden. Aus hygienischer Sicht genügt jedoch eine Desinfektion.

39

474

Kapitel 39 · Physiotherapie

39.4

III

Reinigungs- und Desinfektionsplan in der Physiotherapie

Was

Wann

Womit

Wie

Händewaschen

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen. Alternativ Händedesinfektion

Hygienische Händedesinfektion

Vor und nach Patientenkontakt; vor invasiven Maßnahmen; nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen); nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben

Atemtrainer

Wöchentlich; nach Kontamination; bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder in Instrumentendesinfektionsmittel einlegen, abspülen, trocknen

Blutdruckmanschette

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Kompressionsstrümpfe

Spätestens alle 48 h wechseln

Waschmaschine

Als Krankenhauswäsche desinfizierend waschen

Kühlkompresse (immer Schutzbezug verwenden)

Nach Gebrauch

Flächendesinfektionsmittel; ggf. Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Liftertücher

Nach Kontamination, bei Patientenwechsel

Waschmaschine

Als Krankenhauswäsche desinfizierend waschen

Einmal täglich, bei Patientenwechsel

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Mundpflegeset Tablett/Becher

Becher mit Gebrauchslösung

oder Alkohol (70% Wischdesinfizieren

oder Alkohol (70%) Stethoskop

Wischdesinfizieren

Nach Kontamination

Alkohol (70%) Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Wasserbehälter (Mehrweg, mit Aqua dest.)

Alle 48 h

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder reinigen, trocknen, sterilisieren

Verbindungsschlauch, Maske

Bei Patientenwechsel, alle 7 Tage, bei Bedarf

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Flowmeter Vibrax

Bei Bedarf

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Einmal täglich; bei Patientenwechsel; nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel oder Alkohol (70%)

Reinigen, wischdesinfizieren

Sauerstoffanfeuchter

Waschschüssel

Nach Gebrauch Nach Kontamination

Geräte, Mobiliar

Reinigen Flächendesinfektionsmittel (oder Reinigungs- und Desinfektionsmaschine)

Einmal täglich Nach Kontamination

Reinigen Flächendesinfektionsmittel

Aufbewahrungsboxen, Schubladen etc.

Nach Bedarf Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Badewannen, Duschen

Nach Gebrauch

Reinigen

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

6

Zusätzl. wischdesinfizieren, mit Wasser nachspülen, trocknen

Wischdesinfizieren Reinigen Desinfizieren

Wischdesinfizieren, nachspülen, trocknen

475 Literatur

Was Turnmatten/Fußmatten

Fußboden

Wann

Womit

Einmal täglich

Hausübliches Reinigungssystem

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Einmal täglich

Hausübliches Reinigungssystem

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wie

Wischdesinfizieren

Wischdesinfizieren

Waschbecken (inkl. Armaturen)

Einmal täglich

Reinigen

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Strahlregler

Einmal/Monat

Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Geschirrspülmaschine

Wischdesinfizieren

Nach Kontamination: nach Kontamination mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (7 entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (Näheres 7 oben und 7 Kap. 19). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten, Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen Vorratsbehälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

Literatur GUV-R 250/TRBA 250 (2003) Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege, http://www.baua.de/prax/ abas/trba250.pdf Kralovic SM, Linnemanns CC Jr (2004) Nosocomial infections associated with physical therapy, including hydrotherapy. In: MayhallGC (ed) Hospital epidemiology and infection control, 3rd edn. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 1173–1179 Tredget EE, Shankovsky HA, Joffe AM et al. (1992) Epidemiology of infections with Pseudomonas aeruginosa in burn patients: the role of hydrotherapy. Clin Infect Dis 15: 941–949

39

476

1

Kapitel 1 · Was ist Psychotherapie, was ist Gesprächspsychotherapie?

40 Krankenhausküchen D. Mlangeni, C. Zinn 40.1 Infektionsrisiken in der Krankenhausküche – 477 40.1.1 Erreger von Lebensmittelinfektionen bzw. -intoxikationen – 477

40.6.2 Rückstellproben – 482 40.6.3 Überprüfung von Bandtransportgeschirrspülmaschinen – 483

40.7 Entsorgung der Speiseabfälle – 483 40.2 Gesetzliche Grundlagen

– 478

40.2.1 Lebensmittelhygieneverordnung – 479 40.2.2 Infektionsschutzgesetz – 479

40.3 Umgang mit Lebensmitteln

– 480

40.4 Personalhygiene – 480

40.8 Umweltschutzmaßnahmen – 483 40.8.1 40.8.2 40.8.3 40.8.4

Reduktion von Verpackungen Einmalgeschirr – 484 Kanister – 484 Chemische Desinfektion in Spülmaschinen – 484 40.8.5 Verschiedenes – 484

– 483

40.5 Reinigung und Desinfektion – 481 40.5.1 40.5.2 40.5.3 40.5.4

Thermische Desinfektion – 481 Chemische Desinfektion – 482 Umgang mit Auftauflüssigkeit – 482 Durchführung der Flächendesinfektion – 482

40.9 Reinigungs- und Desinfektionsplan für Krankenhausküchen – 484 Literatur – 485

40.6 Umgebungsuntersuchungen – 482 40.6.1 Abstrich- und Abklatschuntersuchungen – 482

Neben der erhöhten Morbidität und Letalität führen nahrungsmittelassoziierte Infektionen zu erheblichen Kosten im Gesundheitswesen. Es wird geschätzt, dass in den USA jährlich etwa 76 Millionen Fälle von lebensmittelassoziierten Erkrankungen zu 325.000 stationären Aufnahmen und ca. 5000 Todesfällen führen (Mead et al. 1999). In Untersuchungen aus dem Jahr 1995 in den USA wurde geschätzt, dass durch 3,3–12 Millionen Lebensmittelinfektionen jährlich Kosten von 6,5–34,9 Milliarden US-Dollar verursacht wurden (Buzby u. Roberts 1997). In einer britischen Untersuchung konnte die jährliche Prävalenz von nahrungsmittelassozierten Infektionen auf 2,3 Millionen mit 21.138 stationären Aufnahmen und 718 Todesfällen beziffert werden (Adak et al. 2002). In der Bundesrepublik

Deutschland wurden im Jahr 2000 anhand der Meldungen an die Gesundheitsbehörden knapp 200.000 nahrungsmittelassozierte Infektionen registriert (WHO 2003). Ein besonderes Risiko für nahrungsmittelinduzierte Infektionen geht von Krankenhausküchen aus. In einer Untersuchung der WHO (2003) wurden 1999 in der BRD insgesamt 130 Ausbrüche nahrungsmittelassoziierter Erkrankungen registriert. Der Anteil medizinischer Einrichtungen lag bei 10%. Im Jahr 2000 betrug dieser Anteil bei insgesamt 93 Ausbrüchen 6,5%. Dass Krankenhausküchen Ausgangspunkt für Ausbrüche sein können, ist in der internationalen Literatur hinreichend dokumentiert (Bruins et al. 2003; L’Ecuyer et al. 1996).

477

40.1 · Infektionsrisiken in der Krankenhausküche

40.1

Infektionsrisiken in der Krankenhausküche

Weshalb sind Krankenhäuser ein besonders sensibler Bereich für die Verbreitung nahrungsmittelinduzierter Erkrankungen? Zum Teil erklärt sich dieses aus dem Umstand, dass große Mengen Lebensmittel für eine große Anzahl von Personen rund um die Uhr verarbeitet werden. Der Hauptgrund ist aber, dass sich gerade die Hauptrisikogruppen für nahrungsmittelinduzierte Erkrankungen gehäuft im Krankenhaus aufhalten, nämlich: 4 Kinder, 4 alte Menschen, 4 Schwangere, 4 Immunsupprimierte. Dieser Umstand unterstreicht, wie wichtig die strikte Einhaltung bei der Küchenhygiene ist, um eben diese Risikogruppen zu schützen. Folgende Faktoren können das Infektionsrisiko erhöhen: 4 Lebensmittel, die bereits mit Krankheitserregern kontaminiert angeliefert werden; 4 Verarbeitung von besonders risikoreichen Lebensmitteln (z. B. Geflügel, Hackfleisch, Eier); 4 küchentechnische Fehler, wie z. B. die Nichtbeachtung der Temperatur-Zeit-Faktoren; 4 Kreuzkontaminationen, z. B. über die Hände des Personals oder über kontaminierte Küchengeräte (z. B. wenn nicht thermisch desinfizierbar). Häufig kommt es erst zu Krankheitszeichen, wenn die Anzahl der aufgenommenen Erreger entsprechend hoch ist.

dungen gemeldet. Dies bedeutet gegenüber dem Vorjahr einen Rückgang der Meldungen um 13% (RKI 2003). Ursachen für das Auftreten einer Salmonellenenteritis können sein: 4 rohes Hühnerei und die damit angerichteten Speisen, wenn sie nicht ausreichend durchgegart werden, 4 nicht ausreichend durchgegartes Geflügel oder Fleisch (Kimura et al. 2004; Hansell et al. 1998), besonders Hackfleisch, 4 Krusten-, Schalen- und Weichtiere. Eine Übertragung von Mensch zu Mensch ist möglich, aber deutlich altersabhängig: Kinder von 2–5 Jahren sind durch Kreuzkontamination (Schmierinfektion) gefährdet, während sich Kinder im Alter von 5–9 Jahren eher über Lebensmittel infizieren. Die Erkrankung wird meistens 6–48 Stunden nach Genuss von kontaminierten Lebensmitteln manifest. Allerdings ist auch eine längere Inkubationszeit (bis zu 10 Tagen) möglich. Durchfälle, häufig verbunden mit Fieber und abdominellen Krämpfen, sind die typischen Symptome. S. typhi. Das Reservoir der Infektionserreger ist der Mensch selbst. Der häufigste Übertragungsweg ist fäkal-oral. Dabei sind laut Literatur Geflügel, Reis, Rindfleisch und Kartoffelsalat typische Infektionsquellen (Valenciano et al. 2000; Khakhria et al. 1997; Cote et al. 1995). Die Erkrankung wird in der Regel 7–14 Tage nach dem Verzehr der kontaminierten Lebensmittel manifest. Die typischen Symptome sind Fieber, Appetitlosigkeit, Unwohlsein, Kopfschmerzen und Myalgien. Durchfälle oder Obstipationen können ebenfalls beobachtet werden.

Staphylococcus aureus 40.1.1

Erreger von Lebensmittelinfektionen bzw. -intoxikationen

Die wichtigsten Erreger in Großküchen, die zu Infektionen oder Intoxikationen führen können, sind Salmonellen, Staphylokokken und Sporenbildner. Es sind aber auch Ausbrüche beschrieben, die durch Streptokokken der Gruppe A, durch Hepatitis-A-Viren oder andere darmpathogene Erreger (z. B. Shigellen, Campylobacter spp.) verursacht wurden.

Die durch Staphylokokken (z. B. aus eiternden Wunden, Panaritium etc.) hervorgerufene Gastroenteritis tritt nach 2–6 Stunden auf. Die Vermehrung und die Enterotoxinbildung von S. aureus beginnt ab 15°C. Problematisch ist, dass das Toxin hitzestabil ist und 30-minütiges Kochen übersteht. Die häufigsten Symptome einer S.-aureus-Lebensmittelvergiftung sind Brechreiz bzw. Erbrechen und Durchfälle. Praktisch alle Nahrungsmittel können mit S. aureus kontaminiert sein, insbesondere dann, wenn bei der Herstellung bzw. Zubereitung die Händehygiene mangelhaft war (Kishimoto et al. 2004; Chen et al. 2004; Holeckova et al. 2002; McLauchlin et al. 2000).

Enteritissalmonellen Von 1980 bis 1992 wurde ein drastischer Anstieg von Salmonellenerkrankungen verzeichnet, hervorgerufen durch das Serovar S. enteritidis, das vorwiegend in Geflügeln und Eiern vorkommt. Seit 1993 konnte ein Rückgang der Salmonellosen festgestellt werden, der auf eine breite Aufklärung der Bevölkerung und das Inkrafttreten der Hühnereierverordnung zurückzuführen ist. Im Jahre 2003 wurden dem Robert Koch-Institut über 60.000 Salmonellenmel-

Clostridium botulinum Dieser Sporenbildner ist durch »bombierte Dosen« bekannt geworden. Wenn Fleisch-, Obst- und Gemüsekonserven nicht genügend sterilisiert werden, kann es unter anaeroben Bedingungen zur Toxinbildung durch den Erreger kommen. Insbesondere die Selbstherstellung von Konservendosen birgt eine erhöhte Gefahr (Abgueguen et al. 2003; Kalluri et al. 2003). Die Inkubationszeit beträgt in der Regel

40

478

Kapitel 40 · Krankenhausküchen

12–48 Stunden nach dem Genuss von kontaminierten Speisen. Die klinischen Symptome betreffen meistens initial den Visus mit z. B. verschwommenem Sehen und Doppelbildern. Es treten anschließend neurologische Symptome mit Lähmungen auf.

III

Clostridium perfringens Intoxikationen durch C. perfringens (infiziertes Schlachtfleisch) können vermieden werden, indem man Fleisch nur frisch zubereitet. Ein Vorbraten am Tag zuvor ist gefährlich und soll deshalb nur durchgeführt werden, wenn anschließend ein schnelles Abkühlen erreicht werden kann. Bekannt geworden sind Intoxikationen durch C. perfringens als Thermophorenvergiftung (Warmhaltebehälter). Wenige Stunden (6–24 h) nach der Mahlzeit kommt es zur nekrotisierenden Enteritis, die durch die Bildung von Enterotoxin im Darm ausgelöst wird (Pertrillo et al. 2000; Tallis et al. 1999). Klinisch äußert sich die Enteritis mit Durchfällen und abdominellen Krämpfen.

Bacillus cereus Dieser Sporenbildner kommt in der Erde, häufig auch in Gewürzen vor. Er wurde aber auch in Instantkartoffelbrei oder in Reis gefunden. Zu Intoxikationen kann es z. B. durch vorgekochten Reis kommen, den man über Nacht im Gefäß abkühlen lässt. Wird der kontamninierte Reis am nächsten Tag nur kurz erhitzt, kommt es 2–6 h nach der Mahlzeit zu Erbrechen (emetische Form). Die enterische Form hat eine längere Inkubationszeit von durchschittlich 10–12 Stunden. Die Patienten klagen über abdominelle Schmerzen, Krämpfe und profuse, wässrige Durchfälle (Tuazon 2000; Gaulin 2002).

Campylobacter jejuni/coli Der Erkrankungsbeginn ist in der Regel 2–5 Tage nach dem Verzehr kontaminierter Nahrungsmittel. Die typischen Symptome sind Fieber, Durchfälle (meistens blutig) und abdominelle Schmerzen. Nahrungsmittel, die häufig mit Campylobacter jejuni/coli kontaminiert sind, sind Geflügel, unpasteurisierte Milch, Rind- und Schweinefleisch (MMWR 2002; Gent 1999).

2. die nichtinvasive Form, die durch Durchfälle gekennzeichnet ist. Die Inkubationszeit der invasiven Form beträgt 2–6 Wochen. Besonders anfällig gegenüber der Listeriose sind Personen mit immununsppressiven Erkrankungen bzw. immunsuppressiver Therapie sowie Schwangere. Nahrungsmittel, die häufig mit Listerien kontaminiert sind, sind vor allem Rohkäse, unpasteurisierte Milch, Fleisch und Meeresfrüchte (Rudol u. Scherer 2001; Meier u. Lopez 2001; Thmothe et al. 2002).

Noroviren Das Reservoir der Noroviren ist allein der Mensch. Infizierte Personen können diverse Lebensmittel bei der Verarbeitung und Zubereitung kontaminieren. Die am häufgisten kontaminierten Speisen sind Meeresfrüchte, Gemüse und Salate (Munoz 1999; Richards 2001; O’Ryan et al. 1998). Die Erkrankung wird in der Regel 24–48 Stunden nach Genuss von kontaminierten Speisen manifest. Die klinischen Zeichen sind vor allem schwallartiges Erbrechen und Duchfall. Hinzukommen Bauchkrämpfe und Kopfschmerzen (7 Kap. 8).

Hepatitis A Die Übertragung der Hepatitis-A-Infektion über kontaminierte Nahrung und Wasser spielt in Mitteleuropa wegen des gehobenen hygienischen Standards eine eher untergeordnete Rolle. Sie kann jedoch über importierte Lebensmittel oder infizierte Reiserückkehrer aus endemischen Gebieten eingeschleppt werden. Bei mangelhafter Händehygiene im Umgang mit Nahrungsmitteln können nicht immune Personen über die kontaminierte Nahrung und Speisen infiziert werden (Koopmans u. Duizer 2004; Becker et al. 1996). Praktisch alle Nahrungsmittel können mit dem Hepatitis-A-Virus kontaminiert sein; in der Literatur werden häufig Meeresfrüchte und Salate (Munoz 1999; Koopmans u. Duizer 2004; Stolle u. Sperner 1997) als risikoträchtig genannt. Zusätzlich wurden in einigen Arbeiten tiefgefrorene Nahrungsmittel, die ohne erneutes Erhitzen bzw. Kochen verzehrt werden, als risikobehaftet identifiziert (Koopmans u. Duizer 2004; Hutin et al. 1999).

Escherichia coli O157:H7 (EHEC) EHEC (enterohämorragischer E. coli) ist der Erreger einer hämorrhagischen Kolitis. Die Infektion erfolgt in der Regel nach Genuss von kontaminiertem Rindfleisch (MMWR 1997; Bell 1994), Gemüse, Salat oder Fallobst (Ackers et al. 1998; Hilborn 1999; Hahn et al. 1996). Manifest wird die Erkrankung in der Regel 3–4 Tage nach dem Verzehr von kontaminierten Speisen.

Listeria monocytogenes Man unterscheidet zwischen zwei Manifestationsformen der Listerieninfektion: 1. die invasive Form mit Meningitis und/oder Sepsis,

40.2

Gesetzliche Grundlagen

Im Bereich der Küchenhygiene gelten eine Reihe von gesetzlichen Vorschriften und Verordnungen, die genaue Vorschriften und Anweisungen für die Mitarbeiter sowie bauliche Maßgaben beinhalten. Die konkreten Verordnungen, die den Umgang mit den Lebensmitteln regeln, beziehen sich hauptsächlich auf Risikolebensmittel, wie z. B. die Hackfleischverordnung oder die Hühnereiverordnung. Ganz konkrete Regelungen wurden im Rahmen der 1998 in Kraft getretenen Lebensmittelhygieneverordnung getrof-

479

40.2 · Gesetzliche Grundlagen

fen, welche Hygienevorgaben für bauliche, funktionelle und personelle hygienische Belange macht.

40.2.1

Lebensmittelhygieneverordnung

Der Umgang mit Lebensmitteln wird durch § 3 der Lebensmittelhygieneverordnung (LMHV) geregelt. Sie ist das maßgebliche Hygienegebot und die Grundlage für eine gute Herstellungspraxis. In der Verordnung werden in verschiedenen Kapiteln (1–5) die Tragsäulen des einwandfreien Umgangs mit Lebensmitteln definiert. Diese setzen sich im wesentlichen zusammen aus: 4 Schaffung einer optimalen räumlichen Gestaltung und Ausrüstung, 4 Gewährleistung eines sachgerechten hygienischen Umgangs mit Lebensmitteln, 4 Gewährleistung der Einhaltung der Regeln der Personalhygiene, 4 Implementierung eines Qualitätsmanagementsystems (HACCP-Konzept).

Räumliche Gestaltung und Ausrüstung Die Lebensmittelhygieneverordnung gibt die Vorrausetzungen für eine hygienisch einwandfreie Gestaltung der baulichen Räumlichkeiten vor. Hier soll nur das Wesentliche aus dieser Verordnung in Kürze abgehandelt werden. Demnach müssen Fußböden und Wandflächen so gestaltet werden, dass sie leicht zu reinigen und zu desinfizieren sind. Sofern erforderlich, sind dabei wasserundurchlässige, wasserabstoßende und abwaschbare Materialien zu verwenden (z. B. Kacheln). Des Weiteren wird gefordert, dass Decken und Deckenvorrichtungen so beschaffen sein

müssen, dass Ansammlungen von Schmutz und Kondenswasser sowie Schimmelbefall und Ablösung von Materialen vermieden werden. Türen und Fenster müssen mit glatten und wasserabstoßenden Oberflächen versehen sein. Zusätzlich müssen diese leicht zu reinigen und erforderlichenfalls zu desinfizieren sein. Fenster, die geöffnet werden können, müssen mit zu Reinigungszwecken leicht entfernbaren Insektengittern ausgestattet sein. Die Verordnung sieht auch vor, dass Oberflächen (einschließlich solche, die mit Lebensmitteln in Berührung kommen) mit glatten und abwaschbaren Materialien versehen sind. Die Oberflächen sollten leicht zu desinfizieren sein.

HACCP-Konzept Die Lebensmittelhygieneverordnung sieht außerdem die Implementierung eines Qualitätsmanagementsystems vor. Im Falle der Lebensmittelhygieneverordnung ist dies das seit Ende der 50er Jahre eingeführte HACCP-Konzept (»hazard analysis critical control point concept«), das eine interne Qualitätsüberprüfung mit Gefahrenanalyse, Gefahrenidentifizierung und Gefahrenabwehr beinhaltet. Das HACCP-Konzept ist für alle lebensmittelverabeitetenden und -produzierenden Betriebe bindend vorgeschrieben. Basis des HACCP-Konzeptes ist die Dokumentation, die den Kontrollbehörden vorgelegt werden muss (. Abb. 40.1).

40.2.2

Infektionsschutzgesetz

Die wesentliche gesetzliche Regelung auf dem Gebiet der Lebensmittelhygiene bildet neben der Lebensmittelhygieneverordnung zusätzlich das im Jahr 2001 in Kraft getrete-

. Abb. 40.1. Das HACCP-Konzept. (Bayerisches Staatsministerium für Umwelt, Gesundheit und Verbraucherschutz 2004)

40

480

III

Kapitel 40 · Krankenhausküchen

ne Infektionsschutzgesetz (IfSG), das konkret Bezug auf die infektiologischen Meldewege und die Personalhygiene der Lebensmittelhygiene nimmt. Laut § 6 IfSG besteht bei Erkrankung an darmpathogenen Erregern eine namentliche Meldepflicht von Mitarbeitern lebensmittelverarbeitender Betriebe. Der § 42 IfSG sieht u. a. ein Tätigkeits- und Beschäftigungsverbot für Personen vor, die 4 an Typhus abdominalis, Paratyphus, Cholera, Shigellenruhr, Salmonellose, einer anderen infektiösen Gastroenteritis oder Virushepatitis A oder E erkrankt oder dessen verdächtig sind; 4 an infizierten Wunden oder an Hautkrankheiten erkrankt sind, bei denen die Möglichkeit besteht, dass deren Krankheitserreger über Lebensmittel übertragen werden können; 4 die Krankheitserreger Shigellen, Salmonellen, enterohämorrhagische Escherichia coli (EHEC) oder Choleravibrionen ausscheiden. Zusätzlich wird in § 43 IfSG eine Hygienebelehrung vor Erstantritt der Arbeit in einem lebensmittelverarbeitenden Betrieb durch die Kontrollbehörden bzw. akkreditierte Stellen vorgeschrieben. Neben der Hygienebelehrung vor Erstantritt der Arbeit sieht § 43 jährliche Hygieneschulungen des gesamten Personals von lebensmittelverarbeitenden Betrieben vor, die dokumentiert werden müssen (7 40.4).

40.3

Umgang mit Lebensmitteln

Der Einkauf und die Verarbeitung ausschließlich einwandfreier Lebensmittel muss gewährleistet sein. Das Verfallsdatum muss dabei ebenfalls beachtet werden. Folgende Faktoren sind besonders wichtig: 4 Temperatur von Tiefkühlware soll bei Anlieferung nicht über –18°C liegen. 4 Eine gleichbleibende Kühlung bei 4°C ist erforderlich für 5 leicht verderbliche Lebensmittel, 5 bereits zubereitete Speisen, 5 rohes Fleisch, Geflügel (besser 2°C), 5 Eier. 4 Eine längere Unterbrechung der Kühlkette muss vermieden werden. 4 Ein schnelles Herunterkühlen von gegarten Speisen ist erforderlich, wenn sie mehrere Stunden gelagert werden sollen, und zwar bis mindestens <10°C (nur in kleinen Töpfen oder z. B. in flachen Behältnissen erreichbar, da durch die geringe Schichtdicke eine schnelle Abkühlung erfolgen kann). 4 Keine langen Standzeiten von gegarten Speisen im kritischen Temperaturbereich von 15–60°C; beim Heißhalten der Speisen eine Temperatur von 65°C nicht unterschreiten (einige Mikroorganismen können sich bei 10–60°C vermehren).

4 Abgekühlte Speisen bis auf eine Temperatur von 80°C wiederaufwärmen. 4 Geflügelfleisch vor dem Braten vollständig auftauen oder ein Thermometer einstechen, damit gesichert ist, dass die Kerntemperatur ausreichend lange gehalten wird. 4 Verwendung von Eiern weiterhin eingeschränken, d. h. 5 kein Rohei für Nachspeisen, Mayonnaise oder Füllungen von Backwaren, 5 kein Eieinlauf bei Suppen, 5 keine Spiegel- oder Rühreier, 5 keine Frühstückseier (bei hohen Keimzahlen von Salmonella enteritidis werden die Erreger im Ei selbst bei 8-minütiger Kochzeit nicht sicher abgetötet). Unbedenklich sind die industriell hergestellten Fertiggerichte, wie z. B. Sauce Hollandaise oder Sauce Bérnaise. ! Cave Vorsicht bei der Zubereitung von Kartoffelsalat: Gekochte Kartoffeln stellen für Mikroorganismen einen idealen Nährboden dar. Noch im warmen Zustand geschnitten, können sie durch die Hände des Personals kontaminiert werden und bieten für S. aureus ideale Bedingungen zur Toxinbildung. Durch Zugabe von Gewürzen (meist stark mikrobiell kontaminiert) oder selbsthergestellter Mayonnaise können zusätzlich Keime eingebracht werden. Lässt man den fertigen Salat dann bei Raumtemperatur ziehen, kann sehr leicht eine Keimzahl erreicht werden, die zum Auslösen einer Erkrankung ausreichend ist.

Deshalb ist bei Herstellung von Kartoffelsalat die Kühlung entscheidend. Die Kartoffeln müssen nach dem Garen erst durchgekühlt werden, bevor sie weiterverarbeitet werden, und der zubereitete Kartoffelsalat muss bis zur Portionierung kühl gelagert werden.

40.4

Personalhygiene

Die Personalhygiene bildet die Grundlage des hygienisch einwandfreien Arbeitens in der Küche. Folgende Maßnahmen müssen beachtet werden: 4 Hygienebelehrung nach § 43 IfSG vor Einstellung von Küchenpersonal; 4 jährliche Hygieneschulung nach § 43 IfSG; 4 nach Urlaubsaufenthalt in Ländern, in denen Durchfallerkrankungen häufig sind, sollte möglichst noch vor Dienstantritt eine Stuhluntersuchung durchführt werden; 4 bei gastrointestinalen Symptomen (z. B. Übelkeit, Erbrechen, Bauchschmerzen, Durchfall) ist eine ärztliche Untersuchung notwendig;

481

40.5 · Reinigung und Desinfektion

4 alle Hautverletzungen, eiternde Hautläsionen und Hautausschläge sind dem Küchenleiter zu melden. Sollte das Abdecken der Wunde mit einem wasserdichten Verband, Handschuh oder Fingerling möglich sein, so kann der Mitarbeiter an einem Arbeitsplatz weiterarbeiten, bei dem direkter Lebensmittelkontakt ausgeschlossen ist (z. B. bei der Geschirrabräumung). Neu eingestelltes Personal soll vom Küchenleiter über die Standardhygienemaßnahmen informiert werden und diese auch schriftlich zusammengefasst in einem Merkblatt erhalten. Für ausländische Mitarbeiter ist eine Übersetzung in die Muttersprache erforderlich. Neu eingestelltes Personal muss nach § 43 IfSG eine Bescheinigung über eine Belehrung durch das Gesundheitsamt vorlegen. Bei Arbeitsaufnahme muss der Arbeitgeber das neu eingestellte Personal über Tätigkeitsverbote belehren und diese Belehrung jährlich wiederholen und dokumentieren. Beschäftigte sind verpflichtet, Hinderungsgründe für eine Tätigkeit entsprechend § 42 Abs. 1 IfSG unverzüglich dem Arbeitgeber zu melden.

Händewaschen/Händedesinfektion Die Händehygiene ist auch in der Küche eine wichtige Maßnahme, um die Übertragung von Infektionserregern (z. B. Kreuzkontamination) zu verhüten. Eine ausreichende Anzahl an Waschplätzen ist Grundvoraussetzung, wobei die Benutzung eines Händedekontaminationspräparates (desinfizierende Flüssigseife) zu empfehlen ist. Da eine ausreichende Keimzahlreduktion allein schon durch das Waschen mit Wasser und Seife erreicht werden kann, genügt es bei der normalen Küchenarbeit, die Hände mit dem Händedekontaminationspräparat (HD-Präparat) gründlich zu waschen. Nach Umgang mit Rohwaren, wie z. B. Fleisch, Wild, Fisch, Geflügel und Eier, sowie nach Toilettenbenutzung soll allerdings das HD-Präparat mit einer Einwirkzeit von 30 s verwendet werden, d. h., das konzentrierte Präparat wird ohne Zugabe von Wasser 30 s lang auf den Händen verrieben, dann erst wird mit Wasser wie üblich gewaschen. Wichtig ist, das Personal über die richtige Anwendung zu informieren. Bei der Auswahl sollte man sich an der HDListe mit den DGHM-geprüften HD-Präparaten orientieren. Es ist natürlich ebenso die Benutzung von normaler Flüssigseife und in den oben genannten Fällen (z. B. nach Umgang mit »Risikolebensmitteln«) die zusätzliche Benutzung von alkoholischem Desinfektionsmittel möglich. Handbürsten sollen nur in Ausnahmefällen benutzt werden und müssen anschließend thermisch desinfiziert werden (z. B. in der Geschirrspülstraße). Pflegecremes sollen regelmäßig verwendet werden und vorzugsweise in Wandspendern zur Verfügung stehen. Vor Arbeitsbeginn müssen Handschmuck und Armbanduhren abgelegt werden, um die Händehygiene nicht zu beeinträchtigen. Es sollten verschiedene Schutzhandschuhe (Latex-, PE- und Baumwollhandschuhe) zur Verfügung stehen.

Der Einsatz der Schutzhandschuhe richtet sich nach dem Verwendungszweck. Zum Beispiel werden Latexhandschuhe am Abräumband getragen. Beim Aufschneiden und Portionieren von Lebensmitteln, mit denen direkter Kontakt vermieden werden soll (z. B. Wurst, Käse), können Latex- oder PE-Handschuhe benutzt werden. Baumwollhandschuhe sollen bei der Speisenverteilung und bei der Entnahme von frisch gespültem Geschirr und Besteck aus der Spülmaschine benutzt werden.

Arbeitskleidung Die Arbeitskleidung wird täglich gewechselt. Lässt es sich nicht vermeiden, dass Personal vom unreinen in den reinen Bereich wechselt, muss ein Kittelwechsel durchgeführt werden. Wird im unreinen Bereich (z. B. Salat- und Gemüseküche) eine wasserdichte waschbare Schürze getragen, so kann nach Ablegen der Schürze und gründlicher Händehygiene im sauberen Bereich weitergearbeitet werden. Vorteilhafter ist es aber, wenn durch feste Einteilung des Personals diese Bereiche generell getrennt werden können. Eine Kopfbedeckung soll die Haare vollständig bedecken. Spezielle Schuhe sind aus Gründen der Arbeitssicherheit erforderlich (Rutschgefahr).

40.5

Reinigung und Desinfektion

Eine Arbeitsanleitung für Reinigungs- und Desinfektionsarbeiten sollte in jedem Küchenbereich ausgehängt sein (7 40.9). Dabei muss mit dem Küchenleiter besprochen und festgelegt werden, wann Desinfektionsmaßnahmen erforderlich sind und wie man sie organisiert. Schulungen, die das Personal über die Risiken informiert, sind für eine gewissenhafte Mitarbeit unumgänglich. Fast immer sind in der Küche Reinigungsmaßnahmen ausreichend. Das gilt z. B. für Wände, Türen, Möbel, Fußböden, die Portionier- und Geschirrabräumbänder, aber auch für Kühlräume und die meisten Arbeitsflächen. Auch Kochkessel, Grills, Kaffeemaschinen etc. brauchen nur gereinigt zu werden. Strahlregler an den Wasserhähnen sollen regelmäßig einmal wöchentlich abgeschraubt und gereinigt werden, da sich dort sehr schnell gramnegative Wasserkeime ansammeln und vermehren können.

40.5.1

Thermische Desinfektion

Die automatische Reinigung und gleichzeitige thermische Desinfektion in Geschirrspülstraßen erfolgt bei einer Temperatur von 60°C und einer Nachspültemperatur von 80°C. Der Zusatz eines chemischen Desinfektionsmittels ist nicht notwendig. Problematisch kann evtl. die Reinigung von Tee- und Kaffeegeschirr sein, sodass bei der entsprechenden Maschine in geringer Menge Chlor zudosiert werden kann. Geschirr von Bestrahlungspatienten wird bereits vor-

40

482

III

Kapitel 40 · Krankenhausküchen

her auf der Station maschinell gewaschen. Das Abwasser dieser Maschine fließt in ein Abklingbecken. Die korrekte Beladung (Spülschatten) und regelmäßige Reinigung (Siebe) der Geschirrtransportspülmaschinen durch das Personal ist ausschlaggebend dafür, dass eine optimale Reinigung und Desinfektion gewährleistet ist. Schlechte Spülergebnisse müssen sofort an den Küchenleiter bzw. den Techniker gemeldet werden. Häufige Ursachen dafür sind z. B. 4 funktionsuntüchtige Düsen, 4 zu niedrige Spül- und Trockentemperatur, 4 zu geringe oder gar keine Dosierung des Geschirrspülmittels, 4 zu niedriger Wasserdruck. Eine routinemäßige Wartung der Maschinen ist erforderlich.

40.5.2

Chemische Desinfektion

Eine chemische Desinfektion von Flächen ist empfehlenswert, wenn risikoreiche Lebensmittel verarbeitet wurden, wie z. B. rohes Fleisch, Wild, Geflügel, Fisch, Eier. Betroffen sind Arbeitsflächen, Wannen, Küchenmaschinen und alle Geräte, die nicht in der Spülmaschine desinfiziert werden können, z. B. Aufschneidemaschinen. Nach Verarbeitung dieser Lebensmittel muss sofort eine Wischdesinfektion der Arbeitsgeräte und der Arbeitsflächen erfolgen (anschließend Händehygiene). Die Tücher werden sofort nach Benutzung in die Wäsche gegeben.

40.5.3

Umgang mit Auftauflüssigkeit

Besondere Vorsicht ist beim Umgang mit Auftauflüssigkeit von tiefgefrorenem Fleisch, Wild und besonders Geflügel geboten: 4 Entsorgung der Auftauflüssigkeit ohne Verspritzen; 4 Auffangschalen für die Auftauflüssigkeit und alle verwendeten Arbeitsgeräte thermisch desinfizieren; 4 Wischdesinfektion der Arbeitsflächen und Geräte, die nicht thermisch desinfiziert werden können; 4 benutzte Tücher sofort in die Wäsche geben; 4 zur Händedekontamination das HD-Präparat 30 s lang in den Händen verreiben und erst danach Hände wie gewohnt waschen.

40.5.4

Durchführung der Flächendesinfektion

Da die Küchenreinigung sehr arbeitsaufwendig ist, sollte man ein Küchendesinfektionsmittel einsetzen, das Reinigung und Desinfektion in einem Arbeitsgang ermöglicht.

Stark mit Fett oder Eiweiß belastete Flächen müssen aber vorgereinigt werden. Die Fläche muss nach der Reinigung trocken sein, bevor anschließend das Desinfektionsmittel aufgetragen wird. Dem Desinfektionsmittel darf kein Reinigungsmittel zugesetzt werden (Inaktivierung). Damit die Wirksamkeit gewährleistet ist, muss das Desinfektionsmittel abtrocknen, ohne dass mit Tüchern nachgetrocknet wird. Nach der empfohlenen Einwirkzeit ist das Nachwischen mit klarem Wasser erforderlich. Eine Dosierhilfe ist unbedingt erforderlich. Zu empfehlen sind dezentrale Dosiergeräte. Auf keinen Fall sollte eine Sprühdesinfektion erfolgen. Die für den Lebensmittelbereich zugelassenen Desinfektionsmittel sind der Desinfektionsmittelliste der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft (DVG) oder der DGHM-Liste (Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie) zu entnehmen.

40.6

Umgebungsuntersuchungen

40.6.1

Abstrich- und Abklatschuntersuchungen

Mikrobiologische Umgebungsuntersuchungen in der Krankenhausküche haben keine große Aussagekraft. Was das Infektionsrisiko betrifft, so sind sie evtl. dann sinnvoll, wenn Arbeitsflächen und Küchengeräten untersucht werden, die mit den sog. Risikolebensmitteln (d. h. Fleisch, Wild, Geflügel, Fisch, Eier) in Kontakt gekommen sind und anschließend nicht thermisch desinfiziert werden können (große Auftauwannen, Rühr- und Mengmaschinen). Es besteht allerdings die Gefahr, dass die Bedeutung dieser Befunde überbewertet wird bzw. dass sie falsch interpretiert werden. Ergebnisse von Umgebungsuntersuchungen können allerdings auch auf Fehler bei der Durchführung von Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen hinweisen, und bei einem Gespräch mit dem Personal sind dann z. B. Abklatschplatten zur Demonstration hilfreich. Regelmäßige Besuche in der Küche zu unterschiedlichen Zeiten sind jedoch besser geeignet, um Schwachstellen in den verschiedenen Arbeitsabläufen entdecken und beheben zu können. Wenn bei Epidemien der Verdacht besteht, dass Speisen aus der Küche die Ursache dafür sein könnten, müssen evtl. Untersuchungen der im jeweiligen Zeitraum (7 Speiseplan) ausgegebenen Speisen und ggf. Stuhluntersuchungen des Küchenpersonals durchgeführt werden.

40.6.2

Rückstellproben

> Es muss dringend empfohlen werden, täglich von sämtlicher zubereiteter Nahrung je eine Probe von ca. 100 g tiefgekühlt bei –18°C aufzubewahren, damit bei Infektionen ggf. festgestellt werden kann, ob die Nahrung die Quelle war.

483

40.8 · Umweltschutzmaßnahmen

Diese Rückstellproben müssen mit Entnahmetag, Entnahmezeit, Inhalt und Entnahmeperson beschriftet sein. Es hat sich gezeigt, dass eine Aufbewahrungszeit von einer Woche zu kurz ist. Die neue Empfehlung lautet deshalb 2 Wochen. Die Rückstellproben sollten nur bei Verdachtsfällen untersucht werden.

zum Transport und zur Entsorgung der Abfälle verfügen. Aus hygienischer Sicht ist auf eine häufige Entsorgungsfrequenz der Abfälle und ggf. eine geeignete Kühlung der Speiseabfälle zu achten.

40.8 40.6.3

Überprüfung von Bandtransportgeschirrspülmaschinen

In Anlehnung an die Prüfvorschrift des ehemaligen BGA zur Prüfung der thermischen Desinfektionswirkung in Reinigungsautomaten wurden Prüfmodelle für sog. Spülstraßen entwickelt, bei denen ebenfalls eine Reduktion der Testorganismen um 5 log10-Stufen gefordert wird. Dazu wurden Edelstahlplättchen (10 cm2) mit einer Suspension aus Rinderalbumin, Mucin und Stärke (RAMS) sowie E. faecium ATCC 6057 bestrichen. Der Zusatz von Stärke ist wichtig, weil sie sich nach Antrocknen schwer entfernen lässt. Die Bioindikatoren werden (zusammen mit jeweils 3–4 Besteckteilen) in Besteckeinsätzen über die gesamte Bandbreite verteilt, sodass ungleiche Spülergebnisse schnell den Hinweis geben können, in welchem Bereich der Maschine der Fehler zu suchen ist. RAMS-Bioindikatoren können bei Temperaturen von 4–7°C aufbewahrt werden, aber möglichst nicht länger als 3 Wochen. Der Versand per Post bedeutet keine Beeinträchtigung, es sei denn, es wird eine Transportzeit von 14 Tagen überschritten. Danach muss mit einer Reduktion der Ausgangskeimzahl um eine log10-Stufe gerechnet werden. Zur Überprüfung des Desinfektionserfolges können RAMS-Bioindikatoren sowohl für Bandtransportgeschirrspülmaschinen als auch für Wasserwechselgeschirrspülmaschinen benutzt werden. Ob überhaupt die Möglichkeit besteht, dass nach einem fehlerhaften Spülvorgang z. B. Erreger meldepflichtiger Erkrankungen übertragen werden können, ist ungeklärt. In der Literatur wurde eine Übertragung von Infektionserregern über maschinell gespültes Geschirr bisher jedenfalls nicht beschrieben. Essentransportwagen. Die automatische Wagenwaschanlage für die Essentransportwagen braucht nicht überprüft zu werden. Die optische Sauberkeit der Transportwagen (Tablettsystem) ist ausreichend.

40.7

Entsorgung der Speiseabfälle

Die Entsorgung von Speise- und Schlachtabfällen erfolgt durch spezielle kommerzielle Entsorgungsunternehmen. Wichtig hierbei ist, dass die Unternehmen über die jeweiligen bundeslandspezifischen behördlichen Genehmigungen

Umweltschutzmaßnahmen

Bei der Abfallvermeidung in Großküchen sind beachtliche Einsparungen an Verpackungsmaterial möglich. Beim Einkauf sollte in erster Linie auf die Wiederbefüllbarkeit (Mehrwegverpackung) geachtet werden.

40.8.1

Reduktion von Verpackungen

Einwegverpackungen. Für Milch, Joghurt, Quark werden in der Zentralküche des Freiburger Universitätsklinikums 10-l-Eimer mit Deckel eingesetzt, die von der Molkerei zurückgenommen, dort gereinigt und wieder befüllt werden. 10-l-Eimer für Marmelade zum Portionieren sind ebenfalls wiederverwendbar. Portionsverpackungen. Die Portionierung aus Großgebinden mit Hilfe einer Portioniermaschine ist z. B. bei Marmelade, Quarkspeisen, Pudding, Creme, Joghurt, Kondensmilch, Butter, Wurst und Käse möglich. Die zusätzliche Beschaffung von Schälchen, der höhere Spülaufwand und die Mehrarbeit, die mit dem Portionieren verbunden sind, lassen im Freiburger Universitätsklinikum bisher nur die Portionierung von Marmelade und Quark mit der Portioniermaschine und das Portionieren von Wurst, Schinken und Käse mit Aufschnittmaschinen zu. Dosen. Anstelle von Lebensmitteln aus Dosen (Aluminium oder Weißblech) soll, soweit wie möglich, auf Frisch- oder Tiefkühlware umgestellt werden. Getränkedosen sollen durch Pfandflaschen ersetzt werden. Gewürzdosen können immer wieder aus Tüten aufgefüllt werden. Der Verzicht auf Dosen bedeutet weniger Schnittverletzungen und Arbeitsausfälle, bessere Qualität der Speisen, aber auch höhere Kosten. Verpackungen für Obst, Gemüse und Kräuter. Solche häufig aufwendigen Verpackungen können entfallen, wenn man Obst etc. beim Bauern direkt bezieht. Folienverpackungen. Für Wurst, Käse, Brot und Kuchen sind Folienverpackungen nicht erforderlich. Diese Lebensmittel können in Mehrwegbehältern frisch angeliefert werden. Frühstücksbüfett. Die Einführung eines Frühstücksbüfetts nicht nur im Personalkasino, sondern auch für mobile

40

484

Kapitel 40 · Krankenhausküchen

Patienten in der Nähe der Stationen (ein Frühstücksraum für jeweils zwei Stationen) kann große Einsparungen an Verpackungen ermöglichen. Für das Frühstücksbüfett der Patienten ist allerdings die Anschaffung einer Kühltheke erforderlich. Ein Frühstücksbüffet ist bei Patienten im Allgemeinen sehr beliebt.

40.8.4

Chemische Desinfektion in Spülmaschinen

Nur bei der Spülmaschine, in der Kaffee- und Teegeschirr (schwer entfernbare Verfärbungen) gewaschen wird, soll evtl. eine geringe Menge Chlor zudosiert werden.

III 40.8.2

Einmalgeschirr

40.8.5

Auch im Krankenhaus (selbst für Patienten mit meldepflichtigen übertragbaren Krankheiten) ist die Verwendung von Einmalgeschirr nicht erforderlich. In einer Spülmaschine, die mit 60°C reinigt und mit 80°C im letzten Spülgang arbeitet, wird eine sichere Desinfektion erreicht (auch ohne Zusatz eines chemischen Desinfektionsmittels).

40.8.3

Speiseöl. Im 250-l-Leihfass geliefert wird Speiseöl nach Gebrauch zur Entsorgung in leeren Reinigungsmittelkanistern gesammelt und an den Lieferanten zurückgegeben. Kompostierung von Speiseabfällen. Küchenabfälle wie Obst- und Gemüsereste, Kartoffelschalen, Kaffee oder Tee können kompostiert werden. Porzellanbruch. Zerbrochenes Geschirr soll gesammelt und auf die Bauschuttdeponie gebracht werden.

Kanister

Kunststoffbehälter sollen wiederbefüllbar sein bzw. dem Hersteller zurückgegeben werden können, z. B. Essigkanister, Reinigungsmittelkanister. Geschirrspülreiniger sollte in Großgebinden geliefert und zum Wiederbefüllen an den Lieferanten zurückgegeben werden.

40.9

Verschiedenes

Küchenschädlinge. Für die Bekämpfung von Küchenungeziefer und zur regelmäßigen Kontrolle auf Neubefall muss Fachpersonal beauftragt werden.

Reinigungs- und Desinfektionsplan für Krankenhausküchen

Was

Wann

Womit/wie

Händewaschen

Vor der Speisenzubereitung; nach Niesen, Husten Schneuzen; bei Wechsel in einen anderen Küchenbereich; nach Umgang mit allen Rohwaren wie Fleisch, Fisch, Geflügel, Eiern, Gemüse und Salat; nach dem Toilettenbesuch

Händedekontaminations-Präparat: Ausreichende Menge während 30 s in den Händen verreiben, dann erst mit Wasser wie üblich waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Pflegecreme

Regelmäßig verwenden, z. B. vor der Pause, nach Arbeitsende

Creme aus Spender auf den Händen verreiben

Arbeitsflächen

Nach Beendigung eines Arbeitsschrittes

Umweltfreundlicher Reiniger

Sofort nach Verarbeitung von Fisch, Fleisch, Wurst, Wild, Geflügel, Eiern

Küchendesinfektionsreiniger

Bei starker Verschmutzung

Vorreinigen, trocknen, anschließend mit Küchendesinfektionsreiniger desinfizieren

Universalküchenmaschine (Fleischwolf, Mixer, Aufschnittmaschine usw.)

Nach Benutzung

Alle abbaubaren Teile in der Spülmaschine thermisch desinfizieren, die anderen Teile mit Küchendesinfektionsreiniger desinfizieren

Töpfe, Schüsseln, Handgeräte, Schneidbretter, Messer, Geschirr, Besteck

Nach Benutzung

In der Spülmaschine thermisch desinfizieren

Kochkessel, Backofen, Grill, Bratautomaten, Mikrowelle

Nach Benutzung

Innen und außen reinigen und trocknen (evtl. Spezialreiniger benutzen)

Bandtransport-Geschirrspülmaschine

Täglich und bei Bedarf

Mit Hochdruckschlauch reinigen, Siebe reinigen

6

485 Literatur

Was

Wann

Womit/wie

Wasserwechsel-Geschirrspülmaschine

Täglich

Außenreinigung, Sieb reinigen

Portionierband, Abräumband

Täglich und bei Bedarf

Umweltfreundlicher Reiniger

Wände

Einmal wöchentlich

Umweltfreundlicher Reiniger

Fußboden

Täglich

Kühlräume

Kühltruhe, Kühlschrank

Reinigungstücher

Fußböden, Möbel, Türen, Wände

Bei Bedarf (nach Abtauen)

Umweltfreundlicher Reiniger

Täglich

Außen abwischen

So häufig wie nötig wechseln

In den Wäschesack geben

Nach Reinigung und Desinfektion von Arbeitsflächen und Geräten, die mit Fleisch, Wurst, Wild, Geflügel, Eiern Kontakt hatten

Sofort in den Wäschesack geben

Täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Literatur Abgueguen P, Delbos V, Chennebault JM, Fanello S, Brenet O, Alquier P, Granry JC, Pichard E (2003) Nine cases of foodborne botulism type b in france and literature review. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 22: 749–752 Ackers M-L, Mahon BE, Laehy E, et al. (1998) An outbreak of Escherichia coli O157:H7 infections associated with leaf lettuce consumption. J Infect Dis 177: 1588–1593 Adak GK, Long SM, O’Brien SJ (2002) Intestinal infection: Trends in indigenous foodborne disease and deaths, England and Wales: 1992 to 2000. Gut 51: 832–841 Becker B, Promse B, Kramer J, Exner M (1996) Übertragung humanpathogener Viren durch Lebensmittel: Hepatitis A-Epidemie ausgelost durch Backwaren im Kreis Euskirchen (NRW). Gesundheitswesen 58: 339–340 Bell BP, Goldoft M, Griffin PM et al. (1994) A multistate outbreak of Escherichia coli O157: H7-associated bolldy diarrhea and hemolytic uremic syndrome from hamburgers: the Washington experience. JAMA 272: 1349–1353 Bruins MJ, Fernandes TM, Ruijs GJ, Wolfhagen MJ, van Rijn-van Berkel JM, Schenk BE, van Duynhoven YT (2003) Detection fo a nosocomial outbreak of salmonellosis may be delayed by application of a protocol for rejection of stool cultures. J Hosp Infect 54: 93–98 Buzby JC, Roberts T (1997) Economic costs and trade impacts of microbial foodborne illness. World Health Statistics Quarterly – Rapport Trimestriel de Statistiques Sanitaires Mondiales Chen TR, Chiou CS, Tsen HY (2004) Use of novel PCR primers specific to the genes of staphylococcal enterotoxin G, H, I for the survey of Staphylococcus aureus isolated from food-poisoning cases and food samples in Taiwan. Int J Food Microbiol 92: 189–197 Cote TR, Convery H, Robinson D, Ries A, Barrett T, Frank L, Furlong W, Horan J, Dwyer D (1995) Typhoid fever in the park: epidemiology of an outbreak at a cultural interface. J Community Health 20: 447– 450 Gaulin C, Viger YB, Fillion L (2002) An outbreak of Bacillus cereus implicating a part-time banquet caterer. Can J Public Health 93: 353–355 Gent RN, Telford DR, Syed Q (1999) An outbreak of campylobacter food poisoning at a university campus. Commun Dis Publich Health 2: 39–42 Hahn CG, Snell M, Jue B et al. (1996) Escherichia coli O157:H7 diarrhea outbreak due to contaminated salad, Idaho, 1995. In: Program and abstracts of the 45th Annual Epidemic Intelligence Service Conference 1996, Atlanta/GA

Hansell AL, Sen S, Sufi F, McCallum A (1998) An outbreak of salmonella enteritidis phage type 5a infection in a residential home for elderly people. Commun Dis Public Health 1: 172–175 Hilborn ED, Mermin JH, Mshar PA et al. (1999) A multistate outbreak of Escherichia coli O157: H7 infections associated with consumption of mesculin lettuce. Arch Intern Med 46: 741–744 Holeckova B, Holoda E, Fotta M et al. (2002) Occurrence of entrotoxigenic Staphylococcal aureus in food. Ann Agric Environ Med 9: 172–182 Hutin Y van JF, Pool V, Cramer EH et al. (1999) A multistate, foodborne outbreak of hepatitis A. N Engl J Med 340: 595–602 Kalluri P, Crowe C, Reller M et al. (2003) An Outbreak of Foodborne Botulism Associated with Food Sold at a Salvage Store in Texas. Clin Infect Dis 37: 1490–1495 Khakhria R, Woodward D, Johnson WM, Poppe C (1997) Salmonella isolated from humans, animals and other sources in Canada, 1983–92. Epidemiol Infect 119: 15–23 Kimura AC, Reddy V, Marcus R et al. (2004) Emerging Infections Program FoodNet Working Group. Chicken consumption is a newly identified risk factor for sporadic Salmonella enterica serotype Enteritidis infections in the United States: a case control study in FoodNet sites. Clin Infect Dis 38 (Suppl 3): 244–252 Kishimoto M, Hioki Y, Okano T, Konuma H, Takamizawa K, Kashio H, Kasuga F (2004) Ribotyping and a study of transmission of Staphylococcus aureus collected from food preparation facilities. J Food Protect 67: 1116–1122 Koopmans M, Duizer E (2004) Foodborne viruses: an emerging problem. Int J Food Microbiol 90: 23–41 L’Ecuyer PB, Diego J, Murphy D, Trovillion E, Jones M, Sahm DF, Fraser VJ (1996) Nosocomial outbreak of gastroenteritis due Salmonella senftenberg. Clin Infect Dis 23: 734–742 McLauchlin J, Narayanan GL, Mithani V, O’Neill G (2000) The detection of enterotoxins and toxic schock syndrome toxin genes in Staphylococcus aureus by polymerase chain reaction. J Food Protect 63: 479–488 Mead PS, Slutsker L, Dietz V, McCaig LF, Bresee JS, Shapiro C, Griffin PM, Tauxe RV (1999) Food-related illness and death in the United States. Ermerg Infect Dis 5: 607–625 Meier J, Lopez L (2001) Listeriosis: an emerging food-borne disease. Clin Lab Sci 14: 187–192 MMWR (1997) Escherichia coli O157:H7 infections associated with eating a nationally distributed commercial brand of frozen ground beef patties and burgers, Colorado, 1997. MMRW 46: 777–778 MMWR (2002) Outbreak of Campylobacter jejuni infections associated with drinking unpasteurized milk procured through a cow-leasing program, Wisconsin, 2001. MMWR 51: 548–549

40

486

III

Kapitel 40 · Krankenhausküchen

Munoz J (1999) Foodborne Diseases: Seafood. Pediatr Infect Dis J 18: 910–911 O’Ryan ML, Vial PA, Mamani N, Jiang X, Estes MK, Ferricio C, Lakkis H, Matson DO (1998) Seroprevalence of Norwalk virus and Mexico Virus in Chilean individuals: assessment of independent risk factors for antibody acquisition. Clin Infect Dis 27: 789–795 Pertrillo TM, Beck-Sague CM, Songer JG, Abramowsky C, Fortenberry JD, Meacham L, Dean AG, Lee H, Bueschel DM, Nesheim SR (2000) Enteritis necroticans (pigbel) in a diabetic child. N Engl J Med 342: 1250–1253 Richards GP (2001) Enteric virus contamination of foods through industrial practices: a primer on intervention strategies. J Ind Microbiol Biotechnol 27: 117–125 Rudol M, Scherer S (2001) High incidence of Listeria moncytogenes in European red smear cheese. Int J Food Microbiol 63: 91–98 Stolle A, Sperner B (1997) Viral infection transmitted by food of animal origin: the present situation in the European Union. Arch Virol 13: 219–218 Tallis G, Ng S, Ferreira C, Tan A, Griffith J (1999) A nursing home outbreak of Clostridium perfringens associated with pureed food. Aust NZ J Publ Health 23: 421–423 Thimothe J, Walker J, Suvanich V, Gall KL, Moody WM, Wiedemann M (2002) Detection of Listeria in crawfish processing plants and in raw, whole crawfish and processed crawfish (Procambarus spp.). J Food Protect 65: 1735–1739 Tuazon CU (2000) Other Bacillus Species. In: Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (eds) Principles and Practice of Infectious Diseases, 5th edn. Churchill Livingstone, Edinburgh Valenciano M, Baron S, Fisch A, Grimont F Desenclos JC (2000) Investigation of concurrent outbreaks of gastroenteritis and typhoid fever following a party on a floating restaurant, France, March 1998. Am J Epidemiol 152: 934–939 WHO (2003) Surveillance Programme for Control of Foodborne Infections and Intoxications in Europe, 8th report 1999–2000

41 41 Krankenhauswäsche R. Babikir, F. Daschner 41.1 Anforderungen an Krankenhauswäsche – 487 41.2 Unfallverhütungsvorschriften – 488 41.3 Organisatorische Voraussetzungen in der Wäscherei – 489

41.6 Umgang mit sauberer Wäsche

41.7 Sachgerechter Umgang mit Textilien auf den Stationen und in den Funktionsbereichen – 491 41.7.1 Möglichkeiten der Wäschereduktion – 491

41.8 Einführung neuer Materialien 41.4 Umgang mit Krankenhauswäsche – 489 41.4.1 Schmutzarten – 489 41.4.2 Wäschesortierung – 489 41.4.3 Wäschetransport – 490

– 491

– 493

41.9 Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Wäscherei – 494 Literatur

– 495

41.5 Waschverfahren – 490 41.5.1 Continue-Anlagen – 490 41.5.2 Problemwäsche – 490

Krankenhauswäsche spielt bei der Übertragung nosokomialer Infektionen, wenn überhaupt, nur eine untergeordnete Rolle. Es müssen Waschverfahren angewendet werden, die die Wäsche adäquat reinigen und desinfizieren, damit jeder Patient mit sauberer Wäsche versorgt werden kann. Darüber hinausgehende hygienische Anforderungen bestehen nicht. Da Wäschewaschen aus ökologischer Sicht sehr problematisch ist, müssen die Aspekte des Umweltschutzes ausreichend beachtet werden.

41.1

Anforderungen an Krankenhauswäsche

Weil gebrauchte Krankenhauswäsche teilweise mit Körperflüssigkeiten und Exkreten von Patienten (mit und ohne Infektionen) kontaminiert sein kann, werden an die Aufbereitung dieser Wäsche – im Gegensatz beispielsweise zu Hotelwäsche – erhöhte Anforderungen gestellt. Ein allgemeiner Grundsatz bei der Prävention nosokomialer Infektionen ist die Desinfektion von Gegenständen und Flächen nach Kontamination mit (potenziell) infektiösem Material,

wie z. B. Blut oder Stuhl, sowie die Desinfektion von Gegenständen, die mit dem Patienten in engen Körperkontakt kommen, wie es bei Wäsche mit intakter, aber auch mit nicht intakter Haut (z. B. bei Ekzemen) der Fall ist. Dementsprechend sind für Krankenhauswäsche Waschverfahren erforderlich, die eine Desinfektion erreichen. Um die daraus resultierenden ökologischen und ökonomischen Belastungen so gering wie möglich zu halten, wurden in den letzten Jahren eine Reihe von Untersuchungen mit dem Ziel durchgeführt, Waschverfahren zu testen, die bei möglichst geringer Temperatur und möglichst geringer Umweltbelastung mit Hilfe der Wasch- und Desinfektionsmittel trotzdem desinfizierend wirken. Waschverfahren, die diese Anforderungen erfüllen, sind auch in der sog. RKIListe aufgeführt. Die dort gelisteten Mittel und Verfahren sind immer dann geeignet, wenn das zuständige Gesundheitsamt nach § 18 IfSG tätig wird, wenn also z. B. im Falle eines Ausbruchs meldepflichtiger übertragbarer Krankheiten spezielle Desinfektionsmaßnahmen behördlich angeordnet werden (7 Kap. 12). Mit den für Krankenhauswäsche üblichen, desinfizierenden Waschverfahren wird die Wäsche sauber und keimarm. Benutzte Wäsche ist je nach Grad der Verunreinigung mikrobiell mehr oder weniger kontaminiert, wobei hauptsächlich gramnegative Stäbchen und aerobe Sporenbildner

488

Kapitel 41 · Krankenhauswäsche

zu finden sind. Nach Waschen und Trocknen sind meist nur noch ubiquitäre aerobe Sporenbildner nachweisbar (Pugliese u. Hunstinger 1992)

III

> Das potenzielle Infektionsrisiko durch Krankenhauswäsche wird übereinstimmend als vernachlässigbar gering eingeschätzt (Barrie 1994; Martin 1993; Pugliese u. Hunstinger 1992).

41.2

Unfallverhütungsvorschriften

Neben den üblichen hygienischen Anforderungen müssen beim Umgang mit Krankenhauswäsche auch die Unfallverhütungsvorschriften (UVV, Regelwerk der Berufsgenossenschaften) »Gesundheitsdienst« und »Wäscherei« beachtet werden. Die UVV dienen in erster Hinsicht dem Schutz des Personals (7 Kap. 1 , 7 Kap. 16). Die UVV Wäscherei gilt auch für Krankenhauswäschereien, d. h. die dort aufgeführten Vorschriften sind auch für den Krankenhausträger bindend, wenn das Krankenhaus eine eigene Wäscherei unterhält. Dies ist auch sinnvoll, soweit die Vorschriften tatsächlich dem Schutz des Wäschereipersonals dienen. Die UVV Wäscherei enthalten jedoch teilweise auch Vorschriften, die darüber hinausgehen. Krankenhauswäsche wird entsprechend § 29 der UVV Wäscherei (ebenso wie in der Richtlinie des ehemaligen Bundesgesundheitsamtes von 1996) in verschiedene Kategorien eingeteilt. Es wird zwischen »hochinfektiöser«, »infektiöser« und »infektionsverdächtiger« Wäsche unterschieden: 1. Hochinfektiöse Wäsche: Hierbei handelt es sich um Wäsche aus speziellen Infektionsstationen, auf denen Patienten mit hochkontagiösen Krankheiten, wie z. B. hämorrhagischem Fieber oder (früher) Pocken, gepflegt werden. Diese Wäsche muss bereits am Sammelort, also vor dem Transport in eine Wäscherei, desinfiziert werden (RKI-Liste). Diese Wäschekategorie fällt in normalen Krankenhäusern nicht an. 2. Infektiöse Wäsche: Dabei handelt es sich z. B. um Wäsche aus Infektionsstationen, die während des Waschverfahrens »desinfiziert« wird. Hierunter wird im klinischen Alltag nur die mit infektiösem Material kontaminierte Wäsche von Patienten mit nach § 6 Infektionsschutzgesetz (IfSG) meldepflichtigen übertragbaren Krankheiten verstanden, d. h. nicht die gesamte Wäsche dieser Patienten, aber unabhängig davon, ob die Patienten auf sog. Infektionsstationen oder auf Allgemein- bzw. Intensivstationen untergebracht sind. 3. Infektionsverdächtige Wäsche: Hierzu gehört die sonstige Krankenhauswäsche. Diese Wäsche soll »desinfizierend« gewaschen werden. Es handelt sich bei dieser Gruppe um den Hauptteil der Krankenhauswäsche, d. h. entweder um gebrauchte, aber nicht not-

wendigerweise sichtbar verschmutzte Wäsche oder um mit Patientenmaterial, wie z. B. mit Blut oder Stuhl kontaminierte Wäsche von nicht infizierten Patienten oder von Patienten mit nicht meldepflichtigen Infektionen. Was der Unterschied zwischen »desinfizieren« und »desinfizierend waschen« bei Wäsche der Kategorie 2 bzw. 3 sein soll, wird nicht explizit erläutert, aber es wird ausgeführt, wann diese Forderungen als erfüllt angesehen werden: »Desinfizieren« bei Wäsche der Kategorie 2. Diese Forderung ist dann erfüllt, wenn beim Waschen, z. B. in diskontinuierlich betriebenen Trommelwaschmaschinen, die Mittel und Verfahren der RKI-Liste gemäß § 18 IfSG zur Anwendung kommen und wenn der Desinfektionsvorgang vor dem erstmaligen Ablassen der Flotte abgeschlossen ist. Laut § 18 IfSG müssen aber, wie bereits erwähnt, die Mittel und Verfahren der RKI-Liste nur auf behördliche Anordnung angewendet werden. Der Text der UVV Wäscherei wird überwiegend so verstanden, dass die Mittel und Verfahren der RKI-Liste bei sog. infektiöser Wäsche immer zur Anwendung kommen müssen, d. h. auch ohne behördliche Anordnung. Die UVV gehen damit also über die Vorschriften des Infektionsschutzgesetzes hinaus. Mit der Forderung, dass die Desinfektion vor dem erstmaligen Ablassen der Flotte abgeschlossen sein müsse, verlassen die UVV sogar ihren Zuständigkeitsbereich, nämlich den Schutz des in der Wäscherei arbeitenden Personals: Ob nämlich das Abwasser durch mikrobiell kontaminierte Flotte belastet wird, hat für den Schutz des Wäschereipersonals keine Bedeutung und ist auch in Hinsicht auf die sonstige mikrobielle Belastung von Abwasser innerhalb und außerhalb von Krankenhäusern hygienisch irrelevant. »Desinfizierend waschen« bei Wäsche der Kategorie 3. Diese Forderung ist dann erfüllt, wenn z. B. Durchlaufwaschmaschinen verwendet werden und der Desinfektionsvorgang bereits vor Beginn der Spülphase beendet ist. Das Waschverfahren kann dabei mit dem Krankenhaushygieniker festgelegt werden. Dies impliziert, dass es sich nicht um ein Waschverfahren der RKI-Liste gemäß § 18 IfSG handeln muss. Der Unterschied zur »Desinfektion« der Wäsche der Kategorie 2 besteht also zum einen in der freien Wahl des Waschverfahrens und darin, dass bei Wäsche der Kategorie 3 der Desinfektionsvorgang nicht bereits vor dem ersten Ablassen der Flotte abgeschlossen sein muss. Die Vorschriften der UVV Wäscherei werden von Wäschereien, in denen Krankenhauswäsche gewaschen wird, meist genau eingehalten, auch wenn der infektionsprophylaktische Sinn einzelner Vorschriften nicht immer klar ist. Im Folgenden soll dargestellt werden, wie in (internen oder externen) Krankenhauswäschereien unter hygienischen, ökologischen und ökonomischen Gesichtspunkten (sowie

489

41.4 · Umgang mit Krankenhauswäsche

unter Berücksichtigung der UVV Gesundheitsdienst und der UVV Wäscherei) möglichst optimal gearbeitet werden kann und was beim Umgang mit der benutzten Wäsche beim Sammeln und Sortieren, z. B. auf den Stationen, beim Transport in die Wäscherei sowie beim Rücktransport der sauberen Wäsche beachtet werden muss.

41.3

Organisatorische Voraussetzungen in der Wäscherei

Um die Arbeitsabläufe im Umgang mit Schmutzwäsche und sauberer Wäsche effektiv trennen zu können, ist eine räumliche Trennung in einen sog. unreinen Bereich, wo die Schmutzwäsche angeliefert wird, und einen reinen Bereich, wo die saubere Wäsche weiterbehandelt wird, notwendig. Im unreinen Bereich befinden sich sowohl Beladeseite der Waschautomaten als auch der Zugang zur Containerwaschanlage für die Aufbereitung der Wäschewagen, mit denen die Schmutzwäsche angeliefert worden ist. Nach der Reinigung der Wagen in der Waschanlage werden diese auf der reinen Seite der Wäscherei zum erneuten Beladen mit sauberer Wäsche bereitgestellt. Das Personal trägt sowohl im unreinen wie im reinen Bereich Schutzbekleidung, im unreinen Bereich zum Schutz des Personals vor der kontaminierten Wäsche, im reinen Bereich zum Schutz der sauberen Wäsche vor Kontaminationen durch das Personal. Zur Schutzbekleidung gehören Handschuhe für den Umgang mit durchnässter oder infektiöser Wäsche. Bei Umgang mit ätzenden Chemikalien müssen Sicherheitshandschuhe sowie Mund- und Augenschutz getragen werden. Ein Haarschutz ist aus hygienischen Gründen nicht erforderlich. An Pressplätzen soll langes Haar aus Sicherheitsgründen zusammengebunden werden. Auf beiden Seiten der Wäscherei muss eine ausreichende Anzahl an Handwaschplätzen mit Spendersystemen für Flüssigseife und Händedesinfektionsmittel vorhanden sein. Auf der unreinen Seite darf wegen des potenziellen Infektionsrisikos weder gegessen noch getrunken werden. Rauchen am Arbeitsplatz ist nicht gestattet. Im reinen Bereich ist Trinken an den Mangel- und Pressplätzen wegen der hohen Umgebungstemperaturen erlaubt. Die Installation einer raumlufttechnischen (RLT-)Anlage mit dreistufiger Filterung, d. h. endständigem Schwebstofffilter, ist aus hygienischen Gründen nicht notwendig, weil die Luft als Erregerreservoir für das auf der unreinen Seite arbeitende Personal keine Rolle spielt und auch nicht als Kontaminationsquelle für die saubere Wäsche auf der reinen Seite in Frage kommt. Aus arbeitsphysiologischen Gründen (angenehme Umgebungstemperatur und Luftfeuchtigkeit) ist jedoch eine regelrechte Klimatisierung des gesamten Arbeitsbereiches meist notwendig (7 Kap. 17). Die erforderlichen Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen sind in Reinigungs- und Desinfektionsplan zusammengestellt (7 41.1).

41.4

Umgang mit Krankenhauswäsche

41.4.1

Schmutzarten

Waschbarer Schmutz. Hierbei handelt es sich um Substanzen, die mit Hilfe von Wasser und Waschmittel gelöst werden können, wie z. B. Eiweiß, Blut, Harnstoff, Fette, Kohlenhydrate. Lösemittellöslicher Schmutz. Diese Fremdstoffe lassen sich nur unter Zuhilfenahme von Chemikalien entfernen. Es handelt sich hier vorwiegend um schwer lösliche Fette, Farbstoffe, Lacke und Öle. Bleichbarer Schmutz. Dies sind Substanzen, vor allem Farbstoffe, die weder durch Waschen noch durch chemische Reinigung vollständig zu entfernen sind. Die während des Waschvorgangs zudosierten Bleichmittel entfärben die Farbflecken durch Zerstörung der Struktur der Farbstoffe.

41.4.2

Wäschesortierung

Die verschiedenen Arten von Schmutzwäsche erfordern unterschiedliche Waschverfahren und dementsprechend verschiedenartig gekennzeichnete Sammelbehältnisse: Textilsäcke: Textile Wäschesäcke müssen aus einem widerstandsfähigen und ausreichend dichten Material bestehen. Aus wirtschaftlichen und ökologischen Gründen ist es sinnvoll, beispielsweise widerstandsfähiges Polyestergewebe zu verwenden, weil dieses Material rund 1000 Waschvorgänge ohne Schädigungen übersteht. Eine adäquate Reinigung der Textilsäcke ist durch das Mitwaschen gewährleistet. Zu einem direkten Kontakt des Personals mit der Schmutzwäsche kommt es nicht, weil sich die Textilsäcke erst in der Waschmaschine öffnen. Foliensäcke: Wäschesäcke aus Polyethylen sollen nur bei Problemwäsche eingesetzt werden, z. B. bei durchnässender Wäsche. Auf lange Sicht sind Einmalwäschesäcke teuer. Ferner sind sie ungünstig in der Handhabung, da sie vor Beladen der Waschmaschine aufgeschlitzt werden müssen, wodurch ein direkter Kontakt des Personals mit der Schmutzwäsche möglich ist. Die Wäsche muss bereits dort, wo sie anfällt, in stabilen, handlichen und mit Deckel ausgestatteten Wäschesammlern sortiert gesammelt werden, um spätere Manipulationen am Wäschegut zu vermeiden. Durch vorsichtiges Ablegen der Wäschestücke in die Sammelbehälter soll eine unnötige Staubaufwirbelung und damit eine mögliche Kontamination der Umgebung vermieden werden. Ferner muss man darauf achten, dass zwischen die Wäschestücke keine

41

490

III

Kapitel 41 · Krankenhauswäsche

Fremdkörper, wie z. B. Kugelschreiber, Verbandstoffe oder Instrumente, gelangen. Diese Sorgfalt ist zur Vermeidung von Verletzungen des Personals bei der Wäscheeinsammlung und beim Wäschetransport erforderlich. Außerdem verhütet sie Beschädigungen der Wäsche und von Wasch-, Trocken-, und Bügelautomaten. Bis zum baldmöglichsten Abtransport in die Wäscherei wird die Schmutzwäsche in einem trockenen, kühlen Raum gelagert. Durch entsprechende organisatorische Maßnahmen müssen lange Lagerzeiten vermieden werden.

Die »infektiöse« Wäsche wird in einer eigenen Maschine gewaschen, bei der die Flotte erst dann abgelassen wird, wenn der Desinfektionsvorgang abgeschlossen ist. Mit diesen Waschverfahren wird sowohl der Zweck der UVV erfüllt (Schutz des in der Wäscherei arbeitenden Personals) wie auch die aus hygienischen Gründen notwendige Desinfektion der Wäsche (Schutz von Patienten und Krankenhauspersonal) gewährleistet.

41.5.1 41.4.3

Wäschetransport

Die Schmutzwäschesäcke sollen auf dem gesamten Transportweg weder gestaucht noch geworfen werden. Durchfeuchtete Wäschesäcke ohne zusätzlichen Schutz durch einen Transparentsack müssen mit Schutzhandschuhen umgeladen werden. Auf eine optimale Ausnutzung der Transportwagen soll geachtet werden, wobei auf dem Hinweg die saubere und auf dem Rückweg die schmutzige Wäsche befördert wird. Eine zwischenzeitliche Reinigung der Transportwagen muss gewährleistet sein. Abwurfschächte für Schmutzwäsche sollen nach Möglichkeit nicht mehr benutzt werden, da eine regelmäßige, effektive Reinigung des oft verwinkelten und umfangreichen Schachtsystems nicht möglich ist. Für den Transport der Schmutzwäsche sollen Behältnisse, die leicht gereinigt und ggf. desinfiziert werden können, verwendet werden. Am besten eignen sich Rollcontainer oder sog. AWTAnlagen (AWT: automatischer Warentransport) mit einer großen Transportkapazität. Für einen Transport von Wäsche außerhalb des Krankenhauses bei der Versorgung durch Fremdwäschereien oder bei räumlich weit auseinander liegenden Abteilungen eines Krankenhauses erfolgt der Transport in Lastwagen, deren Innenverkleidung ebenfalls leicht zu reinigen und ggf. zu desinfizieren sein muss.

41.5

Waschverfahren

Aus den Vorschriften der UVV Wäscherei (7 oben) wurde beispielsweise am Freiburger Universitätsklinikum folgende Konsequenz gezogen: 4 In der Wäscherei beträgt in der Wasch-SchleuderMaschine die Temperatur 5 im Hauptwaschgang 60°C (Haltezeit 15 min), 5 im Klarwaschgang 70°C (Haltezeit 6 min). 4 In der »Continue-Anlage« (7 41.5.1) betragen die Temperaturen (Haltezeiten jeweils 6 min) 5 in den Kammern 3–4: 60°C, 5 in den Kammern 5–6: 75°C, 5 in den Kammern 7–8: 70°C;

Continue-Anlagen

Continue-Anlagen sind von der Beladungs- bis zur Entladungsstelle vollautomatische Wasch- und Desinfektionsanlagen (sog. Waschstraßen). Durch ein Mehrkammersystem wird das Waschgut vollautomatisch in kurzen Zeitabschnitten von ca. 2–5 min in die nächste Kammer mit unterschiedlichen Funktionen und Arbeitsabläufen, wie z. B. Beladung, Vorwaschen, Klarspülen, mechanische Entwicklung, Pressen, Trocknen und Entladung, transportiert. Neben den erheblichen Arbeitserleichterungen durch diese Anlagen liegt ihre wichtigste Funktion in der Optimierung des Wasser- und Energieverbrauchs sowie in der vollautomatischen Zudosierung von Wasch- und Waschhilfsmitteln abhängig vom pH-Wert, der für einen optimalen Wascherfolg in der Spülflotte von großer Bedeutung ist. Eine selbstkontrollierende pH-Steuerungsautomatik sorgt über eine regelbare Säuredosierpumpe für einen optimalen pHWert.

41.5.2

Problemwäsche

Bauchtücher Mehrwegbauchtücher unterliegen dem Reinheitsgebot des Arzneimittelgesetzes und gehören somit zu den Verbandstoffen. In der Praxis werden jedoch Bauchtücher häufig am Sammelort, d. h. im OP-Saal, und in der Wäscherei als normale Textilien betrachtet und entsprechend behandelt. So gelangen Bauchtücher zusammen mit anderer OPWäsche oder Schutzkleidung in den Wäscheabwurf und werden dann genauso gewaschen wie normale Wäsche. Tatsächlich aber müssen sie in einem speziellen separaten Waschverfahren gewaschen werden, um anschließend ausreichend gespült werden zu können (mindestens 5 Mal, vor allem zur Entfernung von Tensidresten). Die Problematik beginnt bereits am Sammelort im OP-Saal, wo z. B. die benutzten blutigen oder feuchten und oft auch noch eingerollten Bauchtücher auf ausgebreitete OP-Tücher abgeworfen werden. Anschließend werden sie dann, eingewickelt in die übrige OP-Wäsche, in Wäschesäcke entsorgt. Die Bauchtücher können sich so nur schwer und verspätet von den anderen größeren Wäschestücken in der Flotte lösen, wodurch der Quellvorgang, der für die Reinigung oder Schmutzlösung bei

41.7 · Sachgerechter Umgang mit Textilien auf den Stationen und in den Funktionsbereichen

reiner Baumwolle wesentlich ist, nicht ausreichend stattfinden kann. Eine optimale Quellung, d. h. die maximale Aufnahme von Wasser, wird erst durch das Zusammenwirken folgender Faktoren möglich: 4 ausreichende Temperatur, 4 hoher pHWert (9,5–11,5), 4 lange Einwirkzeit und 4 mechanische Wirkung der Wäschestücke. Bei nicht sortierten Bauchtüchern kann eine ausreichende Quellung nicht stattfinden. Die Folge sind Rückstände von Eiweißen und Tensiden. Um sicherzustellen, dass nach dem Waschen keine Rückstände in den Bauchtüchern vorhanden sind, werden mindestens 5 Spülvorgänge empfohlen. Deshalb muss bereits im OP darauf geachtet werden, dass Bauchtücher getrennt gesammelt werden, damit sie nicht in den normalen Waschgang geraten.

Fleckenwäsche Eine Fleckenbehandlung ist immer ein umweltbelastender Vorgang und außerdem faserschädigend. Zur Lösung der Probleme mit der Fleckenwäsche ist eine gesonderte Sammlung erforderlich. So soll stark verunreinigte Patientenwäsche bereits an Ort und Stelle in einen mit Fleckenwäsche gekennzeichneten Abwurfbehälter entsorgt werden. Damit ist die primäre Fleckenbehandlung durch richtige Auswahl des Waschverfahrens garantiert, und das mehrmalige Durchlaufen der Fleckenwäsche lediglich zur Entfernung der noch verbliebenen Flecken wird vermieden. Die vielfältigen farbstoffhaltigen Flecken bildenden Substanzen, wie z. B. Soßen, Rotwein, Kaffee, Tee, Obst und Gemüse, können ohne Zusatz eines Bleichmittels nur sehr unbefriedigend oder gar nicht entfernt werden. Voraussetzung für den Einsatz von Bleichverfahren ist der sachgemäße Umgang bei strikter Einhaltung der empfohlenen Konzentration. Bleichmittel dürfen nie direkt auf ein Wäschestück gegeben werden. Eine oxidierende Behandlung sollte auf stark verunreinigte Patientenwäsche und Schutzkleidung beschränkt bleiben. Eine Fleckenbehandlung von Putztüchern oder Geschirrtüchern ist überflüssig (Brinker 1994a).

41.6

Umgang mit sauberer Wäsche

Lagerung. Saubere Wäsche kann in der Wäscherei selbst in sauberen, trockenen und staubfreien Regalen, Schränken oder auf Tabletts bis zur baldmöglichsten Ausgabe an die Bedarfsstellen gelagert werden. Rücktransport. In gereinigten, verschlossenen Transportwagen mit dem Hinweis auf den Bestimmungsort wird die saubere Wäsche zu den Bedarfsstellen transportiert. Ein Einschweißen der Wäsche in Folie soll nicht erfolgen, da es

491

durch eingeschlossene feuchtwarme Luft sehr schnell zur Bildung von Kondenswasser kommt, wodurch das Wachstum von Mikroorganismen begünstigt wird. Außerdem fällt dabei unnötig Verpackungsmaterial an. Zwischenlagerung. Für die Zwischenlagerung in den jeweiligen Bedarfsstellen sollen vor dem Umpacken die Hände desinfiziert werden.

41.7

Sachgerechter Umgang mit Textilien auf den Stationen und in den Funktionsbereichen

Damit die mit der Krankenhauswäscherei verbundenen Kosten sowie die Umweltbelastung reduziert werden können, müssen Maßnahmen ergriffen werden, um die täglich anfallende Wäschemenge so gering wie möglich zu halten. Im Folgenden soll aufgezeigt werden, in welchen Bereichen Wäscheeinsparungen möglich sind und welche speziellen Maßnahmen man ergreifen sollte, um die ökonomische und ökologische Belastung zu verringern, ohne den Hygienestandard zu senken.

41.7.1

Möglichkeiten der Wäschereduktion

Personenbezogene Arbeitskleidung In jedem Krankenhaus gibt es Personengruppen, die keinen Patientenkontakt haben, z. B. Sekretärinnen, Pförtner, und deshalb auch keine Schutzkleidung benötigen. Diese Personen sollten ihre Arbeit in ihrer Privatkleidung verrichten und nicht mit weißen Kitteln versorgt werden. Für das Personal des technischen Betriebes ist es sinnvoll, eine angemessene Schutzkleidung auszuwählen, wobei hier dunkle und besonders strapazierfähige Stoffe in Frage kommen.

Schutzkittel Über der normalen Arbeitskleidung zusätzlich getragene Schutzkittel sollen nur dann verwendet werden, wenn bei der Tätigkeit die Gefahr der Kontamination der Arbeitskleidung mit Patientenmaterial besteht. Das bedeutet, dass z. B. bei Betreten einer Intensivstation das Überziehen eines Schutzkittels nicht sinnvoll ist, sondern erst dann erfolgen soll, wenn durch einen engen Kontakt mit einem Patienten die Möglichkeit der Kontamination der Arbeitskleidung gegeben ist. Ist ein Schutzkittel vorsorglich angezogen worden, ohne dass es bei der Tätigkeit aber zu einer Kontamination gekommen ist, kann der Kittel im Patientenzimmer oder auf Intensivstationen in der Nähe des Patientenbettes aufgehängt werden und von derselben oder einer anderen Person später wieder benutzt werden. Auch wenn Personal die Intensivstation verlässt, um z. B. Material zu transportieren, ist ein Schutzkittel nicht notwendig.

41

492

III

Kapitel 41 · Krankenhauswäsche

Besucher können Intensivstationen in ihrer Straßenkleidung betreten, weil mit der Straßenkleidung für den Patienten kein Infektionsrisiko verbunden ist. Das gilt auch für Eltern früh- und neugeborener Kinder, die im Inkubator versorgt werden müssen. In diesem Fall müssen sich die Eltern die Ärmel bis über den Ellenbogen hochkrempeln, Hände und Unterarme gründlich waschen und anschließend desinfizieren. Erst dann können sie durch die Öffnungen der Inkubatorhaube ihr Kind berühren. Darf ein solches Kind kurzzeitig aus dem Inkubator herausgenommen werden, sollen die Eltern über ihre Straßenkleidung einen Schutzkittel anziehen, bevor sie das Kind auf den Arm nehmen.

Wäschesäcke Das Gewicht eines Wäschesacks, in dem die Schmutzwäsche gesammelt wird, beträgt durchschnittlich 450 g. Weil die Säcke bei jedem Waschgang mitgewaschen werden und somit dazu beitragen, das gesamte Wäscheaufkommen zu erhöhen, muss darauf geachtet werden, dass die Kapazität der Wäschesäcke auch vollständig ausgenutzt wird. Es wird immer wieder beobachtet, dass halbgefüllte Säcke in die Wäscherei geschickt oder in einen neuen Wäschesack gegeben werden.

Lagerungshilfsmittel Als Hilfsmittel für die Lagerung von Patienten werden häufig Decken und verschieden große Kissen verwendet. Es ist sinnvoller, für diesen Zweck Gegenstände einzusetzen, die eine abwaschbare Oberfläche haben, wodurch nicht nur der Schmutzwäscheanteil verringert wird, sondern auch durch das einfache Abwischen der benutzten Gegenstände eine Arbeitserleichterung für das Personal erreicht werden kann. In den Krankenhausbereichen, in denen eine starke Verschmutzung der Lagerungshilfsmittel durch Blut- und/oder Körperflüssigkeiten zu erwarten ist, sollten für Kissen Schonbezüge verwendet werden. Empfehlenswert sind dafür Materialien wie Polyurethan, die bei bis zu 95°C waschbar und außerdem flüssigkeitsundurchlässig, atmungsaktiv und kostengünstig sind.

Abdecken frisch bezogener Betten Frisch aufgerüstete Betten mit einem Bettlaken oder gar mit Plastikfolien abzudecken, ist aus hygienischer Sicht nicht erforderlich, zumal es bei den üblichen Standzeiten auch nicht zum Verstauben der Betten kommt. Ist wegen ungünstiger Transportwege vom Ort der Bettenaufbereitung zurück zur Station eine Abdeckung des Bettes sinnvoll, sollen dafür abwaschbare Materialien bevorzugt werden.

Matratzenschonbezüge, Inkontinenzunterlagen Zum Schutz vor einer Verunreinigung der Matratze sind waschbare Schonbezüge, z. B. aus Polyurethan, zu empfehlen. Schonbezüge aus PVC sollten nicht mehr verwendet

werden. Ist ein zusätzlicher Nässeschutz erforderlich, können dafür Inkontinenzunterlagen, die aus Stoff und Polyurethan bestehen, eingesetzt werden. Auf dem Markt gibt es eine Vielzahl von Inkontinenzunterlagen als Mehrwegprodukte. Bei der Auswahl eines Produkts sollte auf folgende Eigenschaften geachtet werden: 4 waschbar bis 95°C, 4 trocknergeeignet, 4 gut hautverträglich, 4 absolut wasserundurchlässig, 4 atmungsaktiv, 4 mindestens 250- bis 300-mal waschbar, 4 PVC-freies Inlay, 4 Einzelgewicht nicht über 250 g.

Zusätzliche Textilien Gern benutzt werden Decken aus Frottee oder Molton, weil sie von den Patienten als angenehm empfunden werden. Wegen ihres hohen Eigengewichtes sollen sie aber nach Möglichkeit nur begrenzt eingesetzt werden.

Verlegung eines Patienten Muss ein Patient innerhalb des Krankenhauses auf eine andere Station verlegt werden, soll dies in seinem Bett geschehen, sofern nicht, wie z. B. auf Intensivstationen, dort andere Betten verwendet werden. Häufig werden die Patienten auf der neuen Station in ein frisches Bett umgelagert, das »alte« Bett wird wieder auf die ursprüngliche Station zurückgebracht und dort frisch aufgerüstet. Hierfür werden meist organisatorische Gründe angeführt; bei entsprechender Planung können aber die Betten auch die Station wechseln, sodass nicht eine Station in die Situation gerät, nicht mehr genügend Betten zu haben.

Transport in die OP-Abteilung Bei der Vorbereitung der Patienten auf eine Operation ist es häufig üblich, dass die gesamte Bettwäsche erneuert wird, obwohl sie nicht sichtbar verschmutzt ist. Begründet wird dies mit der Annahme, dass ein zuvor schon vom Patienten benutztes Bett für diesen nach der Operation ein Infektionsrisiko darstellen würde. Dies ist jedoch nicht der Fall, sodass ein Bett, in das der frisch operierte Patient wieder hineingelegt wird, nur dann neu bezogen werden muss, wenn es sichtbar verschmutzt ist.

Routinemäßiger Wechsel der Bettwäsche > In manchen Krankenhäusern gibt es immer noch feste Bettenbezugstage. Dabei handelt es sich um ein Hygieneritual, das zu einem erhöhten Wäscheverbrauch und zu einer unnötigen Mehrbelastung des Personals führt, weil häufig ein Wechsel der Bettwäsche überhaupt nicht erforderlich ist.

493

41.8 · Einführung neuer Materialien

Standardbett

abgeschafft werden. Auch Unisexkleidung für das Personal ist ökonomisch. Durch Verringerung des Zeitaufwandes beim Sortieren der Wäsche kann effizienter und kostengünstiger gearbeitet werden.

Im Universitätsklinikum Freiburg wurde 1993 anstelle des traditionellen Bettes das sog. Standardbett eingeführt, d. h., dass alle Betten zunächst nur mit Laken, großem Kopfkissen und Bettdecke ausgerüstet werden. Bei Bedarf wird dann z. B. noch ein Stecklaken eingezogen oder ein kleines Kopfkissen zur Verfügung gestellt. Das traditionelle Krankenhausbett bestand vormals aus Betttuch, Stecklaken, Inkontinenzunterlage (aus Stoff und Laminat), Einziehdecke, großem und kleinem Kopfkissen, Frotteedecke, Betttuch für die Frotteedecke und einem Moltontuch. Vergleicht man das Gewicht der benötigten Wäsche, braucht das Standardbett mit ca. 2500 g im Vergleich zu einem traditionellen Krankenhausbett (ca. 5300 g) nur noch halb so viel Wäsche.

41.8

Einführung neuer Materialien

Vor allem im operativen Bereich fand in den letzten Jahren eine breite Umstellung von Textilien aus Baumwoll(misch)gewebe auf solche aus synthetischen Fasern statt. Da die Produktion von Baumwolle durch den hohen Einsatz von Pestiziden und immensen Wasserverbrauch ökologisch bedenklich ist, sollten Materialien aus Mischgewebe (mit 35%igem Baumwollanteil) eingesetzt werden. OP-Abdeckungen gelten laut Gesetz als Medizinprodukte (Europäische CEN Norm 2002). Dadurch bestehen besondere Anforderungen hinsichtlich der Flusenfreiheit und Dichtigkeit, die von reinen Baumwolltextilien nicht erfüllt werden können. Viele Einwegmaterialien erfüllen diese Bedingungen, schneiden aber z. T. in ökologischer Hinsicht vor allem wegen des hohen Abfallaufkommens nicht gut ab. Schutz-

Wäschevielfalt Es ist nicht einzusehen, dass jede operative Disziplin eigene OP-Wäsche oder jede Klinik eigene Bettwäsche hat. Vielmehr können sich alle Abteilungen auf eine einheitliche Farbe bei der OP- bzw. Bettwäsche einigen; die Größen von OP-Tüchern und Kopfkissen können vereinheitlicht werden; Überflüssiges wie z. B. spezielle OP-Socken können . Tab. 41.1. Eigenschaften der verschiedenen Textilien im OP-Bereich Zellstoff-Polyethylen

PolypropylenVlies

BaumwollMischgewebe

Polyester-Mikrofaser

Wiederverwendung

Einweg

Material

Zweischichtig: PEFolie plus Zellstoffschicht aus Holz, hoher Holzverbrauch

Flusenbildung Durchlässigkeit (Flüssigkeit und Partikel)

Polyester-Laminat

Einweg

ca. 150 Zyklen

>200 Zyklen

>50 Zyklen

Dreilagiges Polypropylen

Baumwolle und Polyester, Einsatz von Pestiziden und hoher Wasserverbrauch bei der Produktion von Baumwolle

Polyester

Dreischichtig: Textil-MembranTextil

++

+

+++

+

+

+

+

+++

++

0

Abfall

+++

+++

+

+

+ (teilweise problematische Entsorgung)a

Verwertung

Nein

Nein

Ja

Ja

Ja

Besonderheiten bei der Aufbereitung (Waschen, Packen, Sterilisieren)

Resterilisation für Kliniken unmöglich

Resterilisation für Kliniken unmöglich

Keine

Aufwendige Imprägnierung bei jedem Waschen

Hoher materieller Aufwand (Kontrolle, Tapen, evtl. Reparatur)

Tragekomfort

Schlecht Keine Luftzirkulation, begrenzt saugfähig

Gut Standardprodukt nicht saugfähignicht saugfähig

Sehr gut

Sehr gut

Sehr gut

Drapierbarkeit

Schlecht

Gut

Sehr gut

Sehr gut

Sehr gut

+++ hoch, ++ gering, + sehr gering, 0 keine. a Beim Verbrennen von Membranen aus Polytetrafluorethylen (PTFE) entsteht problematische Flusssäure, beim Verbrennen von Polyurethan (PU) nicht.

41

494

III

Kapitel 41 · Krankenhauswäsche

kleidung aus beschichtetem Zellstoff ist sehr dicht, die Luft kann nicht zirkulieren, sodass man leicht schwitzt. Kunststofffaservliese sind zwar luftdurchlässig und angenehmer zu tragen, dafür aber mehrschichtig und führen zu einem Anstieg des Müllvolumens. In mehreren Ökobilanzen schnitten Laminate nach ökologischen und ökonomischen Aspekten am besten ab (Eriksson u. Berg 2003; Schmidt 2001). Laminate haben sehr gute Trage- und Drapiereigenschaften, sind flüssigkeitsdicht und so gut wie flusenfrei. Einen Überblick über die Vor- und Nachteile der verschiedenen textilen Materialien bietet . Tab. 41.1. Schwierig für die Wäscherei ist die sogenannte Mischabdeckung, also der gleichzeitige Einsatz von Einmalmaterialien und waschbaren Tüchern. Durch Sortierfehler gelangen Einmaltücher in die Wäsche, die dann beim Waschen stark flusen oder die Mangel beschädigen. Umgekehrt kann auch Mehrwegwäsche versehentlich mit den Einwegtextilien in den Abfall gelangen. Laminate können bei einem Nebeneinander mit Baumwolltextilien durch perforierende

41.9

Tuchklemmen geschädigt werden. Aus diesen Gründen ist eine komplette Umstellung auf Laminate empfehlenswert. Wäschekommission. In größeren Krankenhäusern empfiehlt sich die Bildung einer Wäschekommission. Mitglieder sind Mitarbeiter aus Verwaltung, Wäscherei, Einkauf, Textillager, Pflegedienst, operativen Abteilungen, Hygiene/ Ökologie und Hauswirtschaft. Aufgabe dieser Expertenrunde ist die Auswahl von optimalen Textilien für die verschiedenen Bereiche. Mit in Frage stehenden Textilien werden zunächst Waschtests durchgeführt, dann werden sie in der Praxis beurteilt. Die endgültige Entscheidung für ein Produkt erfolgt auf Grund der Waschtestergebnisse, Erfahrungen der Anwender, sowie unter ökologischen und ökonomischen Aspekten. Der Erfolg einer Wäschekommission lässt sich daran messen, dass eine Reduktion verschiedener Wäschestücke auftritt, die Mitarbeiter aber dennoch mit den angebotenen Materialien zufrieden sind und der Wäscheverbrauch deutlich reduziert und gering gehalten werden kann.

Reinigungs- und Desinfektionsplan für die Wäscherei

Was

Wann/wie oft

Womit

Wie

Händereinigung

Bei Betreten und Verlassen des Arbeitsbereiches und nach Toilettenbesuch

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Händedesinfektion

Vor dem Wechsel vom unreinen in den reinen Arbeitsbereich; nach Kontakt mit gebrauchter Wäsche

(Alkoholisches) Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, mindestens 30 s verreiben

Hautpflege

Nach der Händereinigung bzw. Händedesinfektion

Je nach Hauttyp klinikübliche Produkte (Tuben oder Spender, keine Dosen)

Duschen

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger oder Scheuermilch

Mit frischem Tuch abwischen

Fließbänder

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Mit frischem Tuch abwischen

Flusenfänger der Waschmaschine

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Nach Entfernung der Flusen reinigen

Flusensieb des Trockners

Einmal täglich

Fußboden

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Klinikübliches Reinigungssystem

Fußmatten

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Auf beiden Seiten gut abbürsten, abspülen und gut trocknen

Lagertische

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Mit frischem Tuch abwischen

Mangelmaschine

Zweimal wöchentlich

Umweltfreundlicher Reiniger

Mit frischem Tuch abwischen

Mobiliar

Einmal wöchentlich

Umweltfreundlicher Reiniger

Mit frischem Tuch abwischen

Regale

Einmal wöchentlich

Umweltfreundlicher Reiniger

Mit frischem Tuch abwischen

Roste

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Klinikübliches Reinigungssystem

Trocknergehäuse

Zweimal wöchentlich

Umweltfreundlicher Reiniger

Mit frischem Tuch abwischen

Waschbecken

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger oder Scheuermilch

Mit frischem Tuch abwischen

Waschmaschinengehäuse

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger

Mit frischem Tuch abwischen

Absaugen

Wäschecontainer

Nach Gebrauch

Umweltfreundlicher Reiniger

Waschstraße

Wäschetabletts

Einmal monatlich

Umweltfreundlicher Reiniger

Waschstraße

Wäschewagen

Viermal jährlich

Umweltfreundlicher Reiniger

Hochdruckgerät

495 Literatur

Literatur Barrie D (1994) How hospital linen and laundry services are provided. J Hosp Infect 27: 219–235 Brinker L (1994a) Umweltschutz beim Waschen. In: Daschner F (Hrsg) Umweltschutz in Klinik und Praxis. Springer, Berlin Heidelberg New York, S 109–113 Brinker L (1994b) Ökologische Bewertung der Inhaltsstoffe von Waschund Reinigungsmitteln. In: Daschner F (Hrsg) Umweltschutz in Klinik und Praxis. Springer, Berlin Heidelberg New York, S 115–123 Bundesgesundheitsamt (1996) Anforderungen der Hygiene an die Krankenhauswäsche, die Krankenhauswäscherei und den Waschvorgang und Bedingungen für die Vergabe von Krankenhauswäsche an gewerbliche Wäschereien. Anlage zu Ziffer 4.4.3 und 6.4 »Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention«. Loseblattsammlung, G. Fischer, Stuttgart, Stand 1996 Eriksson E, Berg H (2003) Surgical gowns – wash or throw away? CIT Ekologik AB, Göteborg Europäische CEN Norm (2002) Operationsabdecktücher, -mäntel und Rein-Luft-Kleidung zur Verwendung als Medizinprodukt für Patienten, Klinikpersonal und Geräte. prEN 13795-1, Brüssel Martin MM (1993) Nosocomial infections related to patient care support services: dietetic services, central services department, laundry, respiratory care, dialysis, and endoscopy. In: Wenzel RP (ed) Prevention and control of nosocomial infections, 2nd edn. Williams & Wilkins, Baltimore, pp 93–138 Pugliese G, Hunstinger CA (1992) Central services, linens, and laundry. In: Bennett JV, Brachmann PS (eds) Hospital infections, 3rd edn. Little Brown, Boston, pp 335–344 Schmidt A (2001) Reusable surgical gowns – Options for reduced impact on the environment. European Textile Services Association, Brüssel UVV Unfallverhütungsvorschriften der gesetzlich bestimmten Unfallversicherungsträger, Regelwerk der Berufsgenossenschaften (z. B. Berufsgenossenschaftliche Zentrale für Sicherheit und Gesundheit, http://www.hvbg.de/d/bgz/entwicklung/pdf_bild/bgrvr05-pdf/)

41

42 42 Krankentransport M. Bußmann 42.1 Unterschiede zur stationären Patientenbetreuung – 499

42.6 Umgang mit infektiös erkrankten Patienten – 501

42.2 Organisationsbedingte Aspekte – 500

42.7 Multiresistente Erreger – 502

42.3 Häufig beobachtete falsche Maßnahmen – 500

42.8 Erweiterte Hygienemaßnahmen bzw. Personalschutzmaßnahmen – 503

42.4 Strukturelle Voraussetzungen – 500

42.9 Management bei hochkontagiösen Erkrankungen – 503

42.5 Allgemeines Hygienemanagement – 500 42.5.1 Persönliche Maßnahmen – 500 42.5.2 Maßnahmen beim Patienten – 501 42.5.3 Umgebungsmaßnahmen – 501

42.10 Reinigungs- und Desinfektionsplan für den Rettungsdienst – 503 Literatur

42.1 Gerne berufen sich Rettungsdienstorganisationen darauf, dass bei der Bergung von Patienten in Notfallsituationen die Sicherung der Vitalfunktionen gegenüber der Infektionsprävention Priorität eingeräumt wird (RKI 2000). Dennoch ist verantwortliches hygienisches Handeln sowohl zum Selbstschutz als auch zur Verbesserung des Behandlungsergebnisses von größter Wichtigkeit. Ohnehin sind ungefähr 60% der allein durch das DRK jährlich übernommenen ca. 5 Millionen Krankentransportfahrten in Deutschland geplante Routinetransporte, in denen der Notfallaspekt keine Rolle spielt (Deutsches Rotes Kreuz, Homepage). Schließlich wird der Nachweis, der Sorgfaltspflicht nachgekommen zu sein, auch an der Umsetzung von Empfehlungen zur Hygiene gemessen. Aufgrund der Vielzahl von sich teilweise widersprechenden Empfehlungen zum Hygienemanagement im Rettungsdienst ist das Ziel, hygienisch verantwortlich zu handeln, dabei aber auch Ressourcen ökonomisch und ökologisch sinnvoll einzusetzen, oft schwer zu erreichen. Dieser Beitrag soll mit der Darstellung evidenzbasierter Hygienemaßnahmen die Aufstellung eines systematisches Hygieneplans erleichtern.

– 505

Unterschiede zur stationären Patientenbetreuung

Im Grundsatz gelten für Mitarbeiter im Rettungsdienst die gleichen Hygienempfehlungen zur Infektionsprävention wie für andere Berufsgruppen im Gesundheitswesen, da in ähnlicher Weise Kontakt zu Patienten besteht. Dieser Kontakt ist in der Regel jedoch kürzer als im Krankenhaus, spielt sich aber insbesondere in Notfallsituationen in einer aus hygienischer Sicht unkontrollierten, oft beengten Umgebung ab. Häufig gibt es keine oder kaum Informationen über den Patienten. > Insgesamt ist für Mitarbeiter beim Krankentransport (entgegen oft geäußerter Befürchtungen) im Vergleich zur stationären Patientenbetreuung kein höheres Infektionsrisiko bekannt oder zu erwarten (Melius 2004).

Dieses besteht jedoch in Notfallsituationen (nicht bei Routinetransporten) für den Patienten, der in einer möglicherweise kontaminierten Umgebung unter Zeitdruck invasiven Maßnahmen ausgesetzt ist (Kunze 1995). Die meisten Hygieneempfehlungen für den Krankentransport dienen sowohl dem Schutz des Patienten als auch dem Selbstschutz der Mitarbeiter.

500

Kapitel 42 · Krankentransport

42.2

IV

Organisationsbedingte Aspekte

Allein das DRK als größter Leistungserbringer in Deutschland beschäftigte im Jahr 2004 in 1400 Rettungswachen ca. 32.000 Mitarbeiter im Krankentransport, davon die Hälfte hauptamtlich (Deutsches Rotes Kreuz, Homepage). Außerdem gibt es noch zahlreiche andere Organisationen und Unternehmen. Der Hygieneplan für den Krankentransport wird nach § 9 der Unfallverhütungsvorschrift (UVV) GUV-V C8 (in Zukunft nach TRBA 250) in der Regel dezentral von dazu beauftragten Desinfektoren jedes Unternehmens bzw. jeder Leitstelle aufgestellt (Unfallverhütungsvorschrift für den Gesundheitsdienst 1997). Gesetzliche Grundlage hierfür sind außerdem das Infektionsschutzgesetz (http://www. bundesgesetzesblatt.de, Ausgabe vom 25.07.2000) und die länderspezifischen Rettungsdienstgesetze bzw. -betriebsverordnungen. Diese geben jedoch nur Rahmenbedingungen vor. Außerdem stehen unzählige inhaltliche Hilfen für die Hygieneplanerstellung zur Verfügung, u. a. die RKI-Richtlinie (insbesondere die Anlage zur Ziffer 4.5.3) und Empfehlungen von Fachgesellschaften oder Experten. Die Gesundheitsämter als kontrollierende Behörde sind mit der Überarbeitung all dieser Pläne überfordert. Das mag erklären, warum eine Vielfalt unterschiedlichster Hygienepläne mit vielen Widersprüchen entsteht und damit oft bei Mitarbeitern Verunsicherung ausgelöst wird.

42.3

Häufig beobachtete falsche Maßnahmen

Diese Verunsicherung bewirkt nicht selten falsche und überflüssige Maßnahmen. Diese werden z. B. aus Empfehlungen abgeleitet, die durch Umgebungsuntersuchungen mit dem Nachweis hoher Keimzahlen angeblich wissenschaftlich begründet sind. Ein besonders augenfälliges Beispiel für Übertreibung ist der Transport von Tuberkulosepatienten oder mit MRSA besiedelten Patienten durch Rettungssanitäter mit Ganzkörperschutzanzug, Haube und Einmalschuhen. Solche Maßnahmen sind unsinnig, kostenintensiv und unökologisch (z. B. durch die Anhäufung von Einwegabfall). Aber auch eine zu häufig oder mit zu hoher Anwendungskonzentration durchgeführte Flächendesinfektion ist kontraproduktiv. Im Folgenden werden aktuelle Empfehlungen zum Hygienemanagement beim Rettungsdienst zusammengefasst.

42.4

Strukturelle Voraussetzungen

Der optimale Ablauf eines Transports wird durch einen guten Informationsfluss gesichert. Insbesondere bei geplanten Transporten kann die Leitstelle durch Informationen über

den Patienten die Ausstattung des Fahrzeuges festlegen, den Mitarbeitern zusätzliche Hinweise geben oder auch bei Bedarf die Zieleinrichtung informieren. Auf eine in hygienischer Hinsicht erforderliche Mindestausstattung des Krankenkraftwagens wird in der RKI-Richtlinie hingewiesen (RKI 1989). Eine wichtige Empfehlung zur Rettungswagenausstattung ergibt sich aus der Tatsache, dass in Wasservorratsbehältern und damit verbundenen Handwaschbecken gewöhnlich eine Verkeimung auftritt. Dies sollte zur Folge haben, dass Handwaschbecken in Rettungswagen stillgelegt werden. Für das Händewaschen sollten kleine Einwegwasserbehälter verwendet werden, wandständige Seifen- und Desinfektionsmittelspender müssen vorhanden sein. Das Sterilgut, Infusionen etc. sollte staub- bzw. spritzgeschützt gelagert werden. Generell müssen alle Flächen gut zu reinigen oder ggf. zu desinfizieren sein. Zur Prävention von Infektionen ist ein Reinigungs- und Desinfektionsplan notwendig, dessen Einhaltung kontrolliert werden sollte.

42.5

Allgemeines Hygienemanagement

Wichtig ist bei der Einteilung der Maßnahmen, ob sie zum Selbst- bzw. zum Patientenschutz eingesetzt werden oder ob sie der Routinereinigung dienen. Zum Selbstschutz und zum Schutz des Patienten sollten grundsätzlich beim Umgang mit potenziell infektiösem Material (Stuhl, Eiter, Blut, Urin, Exkrete und Sekrete) universelle Vorsichtsmaßnahmen (Standardhygienemaßnahmen) ergriffen werden, unabhängig davon, ob eine Infektion bei einem Patienten festgestellt wurde oder nicht. Die wichtigsten Standardhygienemaßnahmen werden im Folgenden kurz erläutert (ausführliche Diskussion 7 Kap. 24). Detaillierte Angaben zu Desinfektionsmitteln und Intervallen der Reinigung bzw. Desinfektion sind im Reinigungs- und Desinfektionsplan aufgeführt (7 42.10).

42.5.1

Persönliche Maßnahmen

Händehygiene Das Tragen von Armbanduhren, Schmuck ist durch die UVV untersagt. Dafür spricht auch die Beeinträchtigung der Händehygiene und das Risiko der Beschädigung der Schutzhandschuhe, z. B. durch das Tragen von Ringen.

Hygienische Händedesinfektion Die Händedesinfektion muss generell vor und auch nach Patientenkontakt durchgeführt werden, insbesondere vor und nach infektionsgefährdenden Tätigkeiten oder nach dem Kontakt mit potenziell infektiösen Materialien.

501

42.6 · Umgang mit infektiös erkrankten Patienten

Schutzhandschuhe Bei zu erwartendem Kontakt mit potenziell infektiösem Material und nicht intakter Haut bzw. der Schleimhaut des Patienten sollen Schutzhandschuhe angelegt werden. Die Händedesinfektion nach dem Ausziehen der Schutzhandschuhe ist aufgrund möglicher (Mikro-)Perforationen unerlässlich (Hansen et al. 1998).

Mund- bzw. Nasenschutz Ein Mund- bzw. Nasenschutz (in der Regel eine chirurgische Maske) wird empfohlen, wenn Kontakt mit respiratorischem Sekret zu erwarten ist. Dies ist z. B. der Fall bei Patienten mit starkem, produktivem Husten, bei der Intubation oder beim Absaugen bzw. bei nahem Kontakt (<2 m) zu Patienten mit Infektionen, die durch respiratorisches Sekret übertragen werden. Gegebenenfalls dient er auch als Spritzschutz bei Kontakt mit Blut oder Sekreten; in diesem Fall ist zusätzlich eine Schutzbrille notwendig.

Schutzkleidung Schutzkleidung zusätzlich zur Arbeitskleidung wird nur empfohlen, wenn eine Kontamination der Arbeitskleidung zu erwarten ist oder wenn eine Kolonisation bzw. Infektion mit multiresistenten Erregern bekannt ist. Durch die UVV festgelegte Erfordernisse an die Arbeitskleidung müssen ohnehin beachtet werden.

42.5.2

Maßnahmen beim Patienten

Haut- und Schleimhautdesinfektion: Vor invasiven Eingriffen (z. B. Blutentnahme, Injektionen, Legen von Zugängen oder Kathetern, Tracheotomie) muss die Haut des Patienten mit wirksamen Haut- bzw. Schleimhautdesinfektionsmitteln desinfiziert werden (7 42.10).

42.5.3

Umgebungsmaßnahmen

Flächendesinfektion Die Flächendesinfektion soll als gezielte Wischdesinfektion nur nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material vorgenommen werden. Eine alleinige Sprühdesinfektion ist zu unterlassen, da sie schlecht wirksam ist und aufgrund der Einatmung der Aerosole die Gesundheit belastet. Besonders nach einer großflächigen Desinfektionsmaßnahme muss der Wagen aus Personalschutzgründen gut gelüftet werden. Von einer Verneblung (z. B. aldehydhaltiger Desinfektionsmittel), die die Gesundheit der Mitarbeiter gefährdet, sollte (außer nach behördlicher Anordnung) grundsätzlich abgesehen werden (CDC 1994; RKI 1998).

Instrumentendesinfektion (ggf. Sterilisation) Aufgrund der Empfehlungen des RKI zur Aufbereitung von Medizinprodukten (Mielke et al. 2001) bestehen neue An-

forderungen an das Qualitätsmanagement der Rettungsdienste (7 Kap. 12). Daher ist die Aufbereitung in einem Krankenhaus mit zertifizierter Zentralsterilisation vorteilhaft. Im Falle der selbst durchgeführten Aufbereitung ist für jedes aufzubereitende Medizinprodukt ein Aufbereitungsstandard erforderlich. Die Beschaffung eines Reinigungsund Desinfektionsautomaten (RDA) wird dringend empfohlen (NRZ 1999). Alternativ müssen die Instrumente zuerst manuell gereinigt und dann in Desinfektionsmittel eingelegt werden. Nur bei manueller Aufbereitung, bei der Verletzungsgefahr besteht, müssen Instrumente entsprechend der UVV zuerst desinfiziert und danach gereinigt werden. In jedem Fall wird die endgültige Aufbereitung durch Autoklavieren bzw. Sterilisation angeschlossen.

Routinereinigung Die Routinereinigung sollte von der gezielten Wischdesinfektion klar unterschieden werden. Es soll besonders betont werden, dass für Flächen eine in der Regel tägliche Reinigung ohne Zusatz von Desinfektionsmitteln genügt (Daschner et al. 1980; Dharan et al. 1999; Maki et al. 1982). Hierdurch wird eine ausreichende Dekontamination von z. B. durch Straßenschmutz in das Fahrzeug gelangten Umweltkeimen gewährleistet. Dies gilt auch nach dem Transport von Tuberkulosepatienten oder Patienten mit anderen meldepflichtigen Erkrankungen (z. B. Meningitis), vorausgesetzt, dass die kontaminierten Flächen sofort gezielt gereinigt und desinfiziert wurden.

42.6

Umgang mit infektiös erkrankten Patienten

Der Umgang mit Infektionserkrankungen bedeutet oft für das medizinische Personal eine große psychische Belastung. Als Reaktion darauf ist die Durchführung übertriebener und überflüssiger Hygienemaßnahmen menschlich verständlich. Abgesehen vom unnötigen Arbeits- und Kostenaufwand stellen solche Maßnahmen allerdings eine nicht gerechtfertigte Stigmatisierung des Patienten dar und können durch Vortäuschen von falscher Sicherheit sogar kontraproduktiv und gefährlich sein . Die große Zahl von bedeutsamen Infektionskrankheiten kann hier nicht vollständig behandelt werden. In . Tab. 41.1 sind aber die wichtigsten Infektionskrankheiten und deren Übertragungswege einschließlich des mit Erregern kontaminierten Materials zusammengefasst, die oft in der öffentlichen Diskussion und/oder bei Krankentransportfahrten eine Rolle spielen. Bei Unsicherheit, z. B. bei einer hier nicht aufgeführten Infektion, besteht immer die Möglichkeit der Beratung durch das Gesundheitsamt oder einen Krankenhaushygieniker. Mit Ausnahme der offenen Lungentuberkulose und ggf. der Masern und Windpocken, die weitere Maßnahmen er-

42

502

Kapitel 42 · Krankentransport

. Tab. 42.1. Einige Infektionskrankheiten mit Übertragungswegen

IV

Krankheit

Infektiöses Material

Übertragungsweg

Diphtherie (pharyngeal)

Respiratorische Sekrete

Schleimhautkontakt (obere Atemwege)

Gastroenteritis (bakteriell, viral)

Stuhl

Fäkal-oral

HIV/Aids

Blut, bluthaltige Sekrete

Parenteral

Influenza

Respiratorische Sekrete

Schleimhautkontakt (obere Atemwege)

Keuchhusten

Respiratorische Sekrete

Schleimhautkontakt (obere Atemwege)

Meningitiden

Respiratorische Sekrete, Liquor

Schleimhautkontakt (obere Atemwege)

Offene Lungentuberkulose

Respiratorische Sekrete

Aerosole

Virushepatitis A, E

Stuhl

Fäkal-oral

Virushepatitis B, C, D

Blut, bluthaltige Sekrete

Parenteral

Windpocken, Masern

Respiratorische Sekrete

Schleimhautkontakt (obere Atemwege), evtl. Aerosole

fordern, sind beim Transport von Infektionspatienten mit diesen Infektionen die genannten Standardhygienemaßnahmen notwendig und ausreichend. Wenn die Infektion bekannt ist, sollte besonders der Kontakt mit dem infektiösen Material vermieden werden, d. h., je nach Material und zu erwartendem Kontakt sollen zusätzlich zur obligatorischen Händedesinfektion Schutzhandschuhe, Schutzkittel, Mund-/Nasenschutz oder Schutzbrille getragen werden. Für den Fall der Kontamination von Flächen mit infektiösem Material wird die sofortige gezielte Desinfektion empfohlen. Hierbei sollten DGHM-gelistete Mittel oder vergleichbar wirksame Präparate in der von der Deutschen Gesellschaft für Hygiene und Mikrobiologie (DGHM) angegebenen Konzentration verwendet werden. Die höheren, vom Robert Koch-Institut empfohlenen Konzentrationen müssen nur auf Anordnung des Gesundheitsamtes angewendet werden. Bei durch Blut übertragbaren Erregern, insbesondere bei HIV, Hepatitis B und C, besteht fast ausschließlich beim Kontakt mit Blut oder mit Blut vermischter Körperflüssigkeit ein Infektionsrisiko. Bei normalen pflegerischen oder zwischenmenschlichen Kontakten ist die Übertragungswahrscheinlichkeit verschwindend klein. Die Lungentuberkulose (im Prinzip auch die Masern und Windpocken) bildet aufgrund der zusätzlich zur Kontaktinfektion möglichen aerogenen Übertragung einen Sonderfall (Garner 1996). Die jeweiligen Erreger können sich auf sog. Tröpfchenkernen bzw. Aerosolen mit einem Durchmesser von weniger als 5 µm längere Zeit in der Luft halten. Da diese Tröpfchenkerne beim Husten des Patienten freigesetzt werden, wird empfohlen, dem Patienten während des Transportes eine chirurgische Maske anzulegen. Ist eine offene Lungentuberkulose bekannt oder anzunehmen, sollte das Personal Feinstaubschutzmasken (sog. FFP2-Masken) tragen. Die Fahrzeugumluft ist auszuschalten, Fenster können nach Möglichkeit geöffnet werden. Nach dem Transport ist das Fahrzeug gründlich zu lüften (7 auch Kap. 15).

42.7

Multiresistente Erreger

Bei bekannter Infektion bzw. auch Kolonisation mit multiresistenten Erregern, insbesondere methicillin-resistenten Staphylokokken (MRSA), vancomycin-resistenten Enterokokken (VRE) und multiresistenten gramnegativen Stäbchen, müssen zusätzliche Maßnahmen ergriffen werden. In jedem Fall ist eine Händedesinfektion des Patienten vor dem Transport empfohlen. Ausschließlich für MRSA gilt zusätzlich, im Falle einer nachgewiesenen oder vermuteteten nasopharygnealen Besiedlung dem Patienten eine chirurgische Maske anzulegen. Vor allem, um andere Patienten vor der Übertragung dieser Keime zu schützen, soll das Transportpersonal vor erwartetem direkten, d. h. physischem Patientenkontakt Schutzkittel, Handschuhe und chirurgische Maske tragen (RKI 1999). > Auf keinen Fall sollte der Patient durch spektakuläre Aktionen, z. B. in Ganzkörperanzügen auf der Straße oder im Krankenhausflur, wo in der Regel ja gar kein direkter Patientenkontakt besteht, unnötig stigmatisiert werden. Die Durchführung angemessener Schutzmaßnahmen vor dem Umlagern in der Zieleinrichtung ist völlig ausreichend.

Aus logistischen Gründen sollten dort dem Transportpersonal Schutzkittel zur Verfügung gestellt werden. Einwegmaterialien müssen sofort nach der Patientenübergabe im Hausmüll der Einrichtung entsorgt werden, danach muss eine hygienische Händedesinfektion erfolgen. Alle patientennahen, erreichbaren Flächen sollen unmittelbar nach dem Transport mit Flächendesinfektionsmittel wischdesinfiziert werden.

503

42.10 · Reinigungs- und Desinfektionsplan für den Rettungsdienst

42.8

Erweiterte Hygienemaßnahmen bzw. Personalschutzmaßnahmen

Hier sollen im Überblick nur die wichtigsten Maßnahmen genannt werden, die im Aufgabenbereich der Arbeitsmedizin bzw. des Betriebsarztes liegen: 4 Zum Schutz des Personals sind bestimmte Impfungen unerlässlich. Hier wird auf die Impfempfehlungen der Ständigen Impfkommission (STIKO) am Robert KochInstitut verwiesen (RKI 2000a). 4 Wenn dem Rettungsdienst nach einer Transportfahrt die Infektion eines Patienten mit offener Lungentuberkulose, Meningokokkenmeningitis oder auch bei später geäußertem Verdacht von hochinfektiösen Erkrankungen (7 unten) gemeldet wird, kann eine Postexpositionsprophylaxe für die Kontaktpersonen erforderlich werden. Diese erfolgt aber nur auf Anordnung des Amtsarztes oder des behandelnden Arztes. 4 Kanülenstichverletzungen müssen unverzüglich gemeldet werden, damit ggf. notwendige Vorsichtsmaßnahmen ergriffen werden können bzw. eine Postexpositionsprophylaxe durchgeführt wird.

42.9

Management bei hochkontagiösen Erkrankungen

Der Transport von Patienten mit hochkontagiösen Erkrankungen, in erster Linie durch Reisen importierte virus-

42.10

bedingte hämorrhagische Fiebererkrankungen (VHF), ist in Deutschland eine Rarität und kann nur von besonders geschultem und arbeitsrechtlich untersuchtem Personal mit speziell ausgerüsteten Fahrzeugen durchgeführt werden (Fock et al. 2000). So wurden im Jahr 2000 lediglich 10 (zumeist nicht bestätigte) Verdachtsfälle auf VHF gemeldet, darunter 2 Patienten mit Lassa-Fieber (Fock et al. 2001). Aufgrund der zunehmenden Bedrohung durch Bioterrorismus (u. a. Pocken, Lungenpest) muss das Thema kurz erörtert werden, da die Patientenüberstellung zu einem der 5 Kompetenzzentren in Deutschland eine wichtige Rolle spielt (▶ Kap. 46). In Zusammenarbeit mit diesen Zentren wird jeder Transport (einschließlich Sicherheitsmaßnahmen wie Begleitfahrzeuge) genau geplant. Aufgrund des häufig kritischen Gesundheitszustandes der Patienten kann er zumeist nicht mit Hilfe eines Transportinkubators durchgeführt werden (Fock et al. 2000). Da neben der Kontaktübertragung auch von aerogener Übertragung ausgegangen werden muss, sind in diesen Fällen spezielle Schutzausrüstungen erforderlich (insbesondere Einmaloveralls und Respiratorhauben mit HEPAfiltrierter Zuluft (high efficency particulate air; Luftfilter mit maximaler Effizienz). Die Aufbereitung von Materialien und Geräten, die Desinfektion der entkernten Transportfahrzeuge wird nach Anordnung durch das Kompetenzzentrum mit den durch das RKI festgelegten Verfahren und Desinfektionsmitteln vorgenommen (weitere Informationen über den Umgang mit diesen hochkontagiösen Erkrankungen 7 Kap. 46).

Reinigungs- und Desinfektionsplan für den Rettungsdienst

Was

Wann

Womit

Wie

Händewaschen

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches

Flüssigseife aus Spender

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Hygienische Händedesinfektion

Vor und nach Patientenkontakt; vor invasiven Maßnahmen (z. B. vor Blutentnahme, Injektionen, Anlage von Blasen- und Venenkathetern etc.); nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Hände waschen); nach Ausziehen der Handschuhe

Alkolholisches Händedesinfektionsmittel

Ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben, bis Hände trocken sind (30 s), kein Wasser dazugeben

Hautdesinfektion

Vor Punktionen etc.

Hautdesinfektionsmittel

Sprühen–wischen–sprühen– wischen (30 s)

Vor Anlage von intravasalen Kathetern, Lumbalpunktionen etc.

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (1 min)

Vor invasiven Eingriffen mit besonderer Infektionsgefährdung (z. B. Gelenkpunktionen, KM-Punktionen)

Hautdesinfektionsmittel

Mit sterilen Tupfern mehrmals auftragen und verreiben (3 min)

z. B. vor Anlage von Blasenkathetern

Schleimhautdesinfektionsmittel

Unverdünnt auftragen (1 min)

Schleimhautdesinfektion

6

42

504

Kapitel 42 · Krankentransport

Was

Wann

Instrumente

IV

Womit

Wie

In Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentendesinfektionsmittel einlegen, reinigen, abspülen, trocknen, verpacken (zuvor ggf. vorreinigen). Bei Verletzungsgefahr: vorheriges Einlegen in Instrumentendesinfektionsmittel Nach Gebrauch

Zusätzlich sterilisieren

Absauggefäß inkl. Verschlussdeckel und Verbindungsschläuche

Alle 48 h; bei Patientenwechsel

In Reinigungs- und Desinfektionsautomat oder Instrumentendesinfektionsmittel einlegen, abspülen, trocknen

Beatmungsbeutel

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Blutdruckmanschette

Nach Kontamination

Alkohol (70%) oder Reinigungsund Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Blutentnahmetablett (inkl. Becher)

Nach Kontamination; einmal täglich

Alkohol (70%) oder Reinigungsund Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Laryngoskop

Nach Gebrauch

Instrumentenreinigerlösung, Alkohol (70%)

Spatel einlegen, abspülen, trocknen, wischdesinfizieren (Griff nur wischdesinfizieren, ggf. vorher reinigen)

Haarschneidemaschine/ Rasierapparat

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Reinigen, einlegen (10 min), trocknen, oder reinigen, sterilisieren

Kühlkompresse (immer Schutzbezug verwenden)

Nach Gebrauch

Flächendesinfektionsmittel, bzw. ggf. Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Stauschlauch

Nach Kontamination

Haushaltsreiniger, Alkohol (70%) oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Stethoskop

Nach Kontamination

Haushaltsreiniger, Alkohol (70%)

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Verbindungsschlauch, Maske

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Reinigen, trocknen, sterilisieren, oder Einwegsysteme

Flowmeter

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Abwischen

Steckbecken, Urinflasche

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat; Flächendesinfektionsmittel

Thermodesinfektion oder nach Reinigung wischdesinfizieren

Thermometer (bei rektalem Gebrauch Hüllen verwenden)

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Ggf. reinigen, wischdesinfizieren

Nach Gebrauch, nach Kontamination

Alkohol (70%)

Wechsel der Schutzkappe; zusätzl. wischdesinfizieren

Einmal täglich

Reinigungs- und Desinfektionsautomat

Sterilisieren

Fahrzeugwände/-boden, patientennahe Flächen, Führerkabine/-haus, Krankentrage, Tragesessel

Einmal täglich

Haushaltsreiniger

Reinigen

Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Wischdesinfizieren, gründlich lüften

Aufbewahrungsboxen, Schubladen etc.

Nach Bedarf Nach Kontamination

Flächendesinfektionsmittel

Reinigen Desinfizieren

EKG-Gerät

Einmal täglich; nach Kontamination

Haushaltsreiniger; Flächendesinfektionsmittel

Ggf. reinigen; wischdesinfizieren

Instrumente zum Kontakt zu sterilem Gewebe (für Operationen, Eingriffe, Wundbehandlung etc.)

Scherkopf bzw. Schermesser

Sauerstofftherapie

Ohrthermometer Trommeln Filterwechsel (nach Herstellerangabe)

6

505 Literatur

Was

Wann

Womit

Wie

Elektroden (Mehrweg), EKG-Kabel

Nach Gebrauch

Alkohol (70%)

Wischdesinfizieren

Abfall (Verletzungsgefahr)

Direkt nach Gebrauch

In durchstichsicheren Behältern entsorgen

Abfall mit massiver Kontamination durch infektiöse Materialien, sofern meldepflichtige Infektion besteht

Direkt nach Gebrauch

Gesonderte, gekennzeichnete Entsorgung als infektiöser Müll

Nach Kontamination: nach Kontamination mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Patienten mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (7 entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (näheres 7 oben und 7 Kap. 19) 4 Steht kein Reinigungs- und Desinfektionsautomat zur Verfügung, gilt grundsätzlich: Gegebenenfalls Vorreinigung, Einlegen in Instrumentendesinfektionsmittel, Spülen, Trocknen (ggf. Verpacken, Sterilisieren) 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten; Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen Vorratsbehälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

Literatur CDC (1994) Centers for Disease Control and Prevention: Guidelines for preventing the transmission of Mycobacterium tuberculosis in health-care facilities. MMWR 43: 1–132 Daschner F et al. (1980) Flächendekontamination zur Verhütung und Bekämpfung von Krankenhausinfektionen. Dtsch Med Wschr 10: 325–329

Deutsches Rotes Kreuz, Homepage; http://www.drk.de Dharan S et al. (1999) Routine disinfection of patients environmental surfaces. Myth or reality? J Hosp Infect 42: 113–117 Fock R et al. (2000) Schutz vor lebensbedrohenden importierten Infektionskrankheiten. Bundesgesundheitsbl 43: 891–899 Fock R et al. (2001) Erste medizinische und antiepidemische Maßnahmen bei Verdacht auf virales hämorrhagisches Fieber. Med Welt 52: 126–132 Garner JS (1996) Guideline for isolation precautions in hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 17: 53–80 Hansen KN et al. (1998) Loss of glove integrity during emergency department procedures. Ann Emerg Med 31: 65–72 Kunze KG (1995) Rettungswesen und Reanimation. In: Beck EG, Eikmann T (Hrsg.) Hygiene im Krankenhaus und Praxis. Ecomed, München, II-2: 1–7 Maki DG et al. (1982) Relation of the inanimate hospital environment to endemic nosocomial infection. Engl J Med 307: 1562–1566 Melius MM (2004) Prevention of occupationnally acquired infections in prehospital healthcare workers. In: Mayhall CG (ed) Hospital epidemiology and infection control, 3rd edn. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 1443–1447 Mielke M et al. (2001) Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten. Bundesgesundheitsbl 44: 1115– 1126 NRZ (1999) Nationales Referenzzentrum für Krankenhaushygiene: Anwendung von Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen in Krankenhaus und Praxis. Krh Hyg Infverh 1: 22–28 RKI (1989) Robert Koch-Institut: Anforderungen der Hygiene an den Krankentransport einschließlich Rettungstransport in Krankenkraftwagen. Bundegesundheitsbl 32: 169–170 RKI (1998) Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention am Robert Koch-Institut. Erläuterungen zur Anlage zu Ziffer 4.5.3 der Richtlinie für Erkennung, Verhütung, und Bekämpfung von Krankenhausinfektionen. Bundesgesundhbl 11: 517 RKI (1999) Robert Koch-Institut: Empfehlung zur Prävention und Kontrolle von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus-Stämmen (MRSA) in Krankenhäusern und anderen medizinischen Einrichtungen. Bundesgesundheitsbl 42: 954–958 RKI (2000a) Impfempfehlungen der Ständigen Impfkommission (STIKO) am Robert Koch-Institut. Epidemiologisches Bulletin 2: 1–20 RKI (2000b) Robert Koch-Institut: Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention. Urban & Fischer, München TRBA 250 (2003). Biologische Arbeitsstoffe im Gesundheitswesen und in der Wohlfahrtspflege; http://www.baua.de/prax/abas/trba250. pdf Unfallverhütungsvorschrift (UVV) für den Gesundheitsdienst GUV-V C8 (1997), § 9, Bundesverband der Unfallkassen (Hrsg), München; http://regelwerk.unfallkassen.de/daten/m_uvv/V_C8.pdf

42

43 Ambulantes Operieren D. Mlangeni 43.1 Gesetzliche Grundlagen – 506 43.2 Bauliche Anforderungen – 507 43.2.1 Raumbedarf – 507 43.2.2 RLT-Anlagen – 508

43.3 Hygienische Vorrausetzungen – 509 Literatur

– 509

Unter dem allgemeinen Kostendruck im Gesundheitswesen beobachtet man in den letzten Jahren eine starke Tendenz zu ambulanten Operationen. Unter »ambulantem Operieren« sind dabei alle operativen Behandlungsmethoden zu verstehen, bei denen der Patient die Nacht vor und die Nacht nach dem Eingriff nicht im Krankenhaus oder in der Praxis verbringt (Arbeitskreis »Krankenhaushygiene« der AWMF 2004). In einer Untersuchung aus Frankfurt am Main, in deren Verlauf 94 Praxen, in denen ambulant operiert wird, durch das Gesundheitsamt begangen wurden, zeigten sich z. T. gravierende Missstände im Hinblick auf die erfassten Hygieneparameter (Heudorf et al. 2003). In über der Hälfte der Einrichtungen fehlte beispielsweise ein Hygieneplan. Die gravierendsten Fehler wurden bei der Instrumentenaufbereitung gefunden: In der Regel wurde manuell aufbereitet, wobei in fast einem Viertel der Einrichtungen keine DGHM-gelisteten Mittel, teilweise

43.1

Gesetzliche Grundlagen

Der neue Vertrag nach § 115b Abs. 1 SGB V – Ambulantes Operieren und stationsersetzende Eingriffe im Krankenhaus – ist seit dem 01.01.2004 in Kraft. Anlage 1 dieses Vertrages enthält den Katalog der ambulanten Operationen und stationsersetzenden Eingriffe. Als Voraussetzung für

sogar Reinigungs- statt Desinfektionsmittel eingesetzt wurden. Die Überprüfung der Sterilisationsverfahren mittels Bioindikatoren fand nur in zwei Dritteln der Einrichtungen statt. Eine automatische Dokumentation der Sterilisation fand sich lediglich in einer Praxis, nur in der Hälfte der Einrichtungen wurde die Sterilisation überhaupt dokumentiert. Auch im Bereich der Händehygiene zeigten sich grobe Fehler: In 10 der 94 teilnehmenden Praxen gab es kein DGHM-gelistetes Händedesinfektionsmittel, in einem Viertel der Einrichtungen war kein Spender für Händedesinfektionsmittel vorhanden. In 44 Praxen wurde das Händedesinfektionsmittel aus großen Gebinden in kleinere umgefüllt – eine Handhabung, die sich für den operativen Bereich verbietet, da hier sporenfreier Alkohol für die chirurgische Händedesinfektion verwendet werden muss. Generell gilt: Ambulante Operationen dürfen nicht mit einem höheren Infektionsrisiko verbunden sein als operative Eingriffe im Rahmen einer stationären Behandlung.

die Abrechenbarkeit ambulanter Operationen und stationsersetzender Eingriffe wurden Qualitätssicherungsmaßnahmen insbesondere an die baulichen und hygienischen Voraussetzungen beschlossen. Das Infektionsschutzgesetz (IfSG) verpflichtet in § 23 Abs.1 u. a. Leiter von Einrichtungen für ambulantes Operieren, nosokomiale Infektionen und das Auftreten von

43.2 · Bauliche Anforderungen

Krankheitserregern mit speziellen Resistenzen und Multiresistenzen zu erfassen und aufzuzeichnen. Diese Aufzeichnungen müssen 10 Jahre lang aufbewahrt und auf Verlangen dem Gesundheitsamt vorgelegt werden. Das gehäufte Auftreten nosokomialer Infektionen – wobei »gehäuft« schon 2 Infektionen bedeuten kann – ist binnen 24 Stunden dem zuständigen Gesundheitsamt zu melden. Mit Inkrafttreten des IfSG unterliegen also auch Einrichtungen für ambulantes Operieren der infektionshygienischen Überwachung durch das Gesundheitsamt. > Nach § 36 IfSG sind diese Einrichtungen auch verpflichtet, alle hygienerelevanten Abläufe und damit innerbetriebliche Verfahrensweisen in Hygieneplänen schriftlich zu fixieren. Weiterhin soll der Hygieneplan die Verantwortlichen und die notwendige Qualifikation benennen und für alle Mitarbeiter jederzeit zugänglich sein.

In regelmäßigen Abständen sollen staatliche Kontrollen durch das zuständige Gesundheitsamt in den Einrichtungen für ambulantes Operieren – kostenpflichtig für den Betreiber – durchgeführt werden. Die gesetzliche Bestimmung, die bei der Aufbereitung von Instrumentarium bzw. Medizinprodukten zu beachten ist, ist insbesondere die Medizinprodukte-Betreiberverordnung (MPBetreibV), speziell § 4. Hier wird explizit auf die Empfehlungen des Robert Koch-Instituts zu den Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinproduukten (RKI 2001) Bezug genommen: Eine ordnungsgemäße Aufbereitung wird vermutet, wenn die gemeinsame Empfehlung der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention des Robert KochInstituts und des Bundesinstitutes für Arzneimittel und Medizinprodukte zu den »Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten« beachtet wird. Danach sind Reinigung, Desinfektion und Sterilisation von Medizinprodukten unter Beachtung der Angaben des Herstellers mit geeigneten, validierten Verfahren so durchzuführen, dass der Erfolg dieser Verfahren nachvollziehbar gewährleistet wird. Neben den notwendigen baulichen und technischen Voraussetzungen für ambulantes Operieren spielen organisatorische Maßnahmen und vor allem die persönliche Disziplin der Operateure und ihrer Mitarbeiter die entscheidende Rolle bei der Prävention nosokomialer Infektionen (Hygieneplan nach § 36 Abs. 1 IfSG).

43.2

Bauliche Anforderungen

43.2.1

Raumbedarf

Je nach Art der Eingriffe werden benötigt: 4 ein oder mehrere Operations- oder Eingriffsräume, 4 ein oder mehrere Vorbereitungsräume, 4 Sterilisierraum mit Aufbereitungsbereich,

507

4 Schleuse mit Umkleideraum für Personal und Patienten, 4 Personalumkleidebereich mit Waschbecken und Vorrichtung zur Durchführung der Händedesinfektion, 4 Umkleidebereich für Patienten, 4 Ruheraum/Aufwachraum für Patienten 4 Entsorgungs- und Putzraum, 4 Geräte- und Vorratsraum. Die Funktionsräume sind vom übrigen Klinik-/Praxisbereich zu trennen. Ist nur ein Operationsraum vorhanden, so erweist sich ein weiterer Raum für kleine Eingriffe (ggf. mit Röntgengerät und Gipseinrichtung) als vorteilhaft. 4 Die Größe des Operationsraumes richtet sich nach der erforderlichen technischen Ausstattung, die Grundfläche soll 20 m2 jedoch nicht unterschreiten. Waschund Reinigungsbecken sind in Operationsräumen nicht zulässig; in Räumen für kleinere Eingriffe können Handwaschbecken installiert werden. Der Operationsraum darf nicht als Lagerraum dienen. 4 Vorbereitungsräume dienen der Ein- und Ausleitung der Narkose sowie der Lagerhaltung häufig benötigter Medikamente und Hilfsmittel. Hier können auch Plätze für die präoperative Händehygiene untergebracht werden. 4 Der Entsorgungsraum dient dem Sortieren und der Zwischenlagerung von Wertstoffen und Abfällen, der Zwischenlagerung von Schmutzwäsche und ggf. der Unterbringung von Reinigungsutensilien. 4 Die Instrumentenaufbereitung einschließlich der Sterilisation darf keinesfalls in Operations- oder Eingriffsräumen stattfinden, sondern ist nach den Richtlinien des Robert Koch-Instituts und den Vorschriften der Berufsgenossenschaften in einem ausschließlich dafür vorgesehenen Raum durchzuführen. Sofern getrennte Räume als unreiner bzw. reiner Arbeitsbereich nicht zur Verfügung stehen, ist die Einrichtung des Raumes so zu gestalten, dass eine funktionelle Trennung unreiner und reiner Arbeitsabläufe gewährleistet ist. 4 Schleusen dienen der Trennung der Funktionsräume vom übrigen Klinik-/Praxisbereich, um die Einschleppung von Krankheitserregern, insbesondere durch Personal, Patienten oder Material, in den Operationsbereich soweit wie möglich zu unterbinden. Sie können mit Umkleideräumen für Patienten kombiniert werden. 4 Toiletten dürfen nicht innerhalb der Funktionsräume untergebracht werden. Zwar muss der Aufwachraum aus hygienischen Gründen der Operationsabteilung nicht zugeordnet sein, zur qualifizierten postoperativen Überwachung ist eine derartige Zuordnung aber sinnvoll.

43

508

Kapitel 43 · Ambulantes Operieren

43.2.2

IV

RLT-Anlagen

Zwar können raumlufttechnische Anlagen durch entsprechende Filtersysteme die Keimkonzentration in der Luft senken, allerdings ist es ungeklärt, welche Rolle sie bei der Prävention postoperativer Wundinfektionen spielen. Immer wieder wird dabei eine bei Gelenksersatzoperationen durchgeführte Studie zitiert. Diese Studie kann allerdings nicht verallgemeinert werden (Lidwell et al. 1982). Außer bei strikt aseptischen Eingriffen mit Implantationen großer Fremdkörper gibt es keine Hinweise darauf, dass die Luft als Quelle für postoperative Wundinfektionen eine Rolle spielt (7 Kap. 17). Da der infektionspräventive Nutzen einer Zuluftdecke für die meisten chirurgischen Eingriffe nicht nachgewiesen ist, sind Zweifel an der Notwendigkeit für den Einbau solcher Anlagen für ambulant operierende Zentren (AOZ) berechtigt. Durch ein halb geöffnetes Fenster kann ein ca. 5- bis 10-facher Luftwechsel pro Stunde erreicht werden (Meierhans et al. 2001). Zur Frischluftversorgung und zum Abtransportieren von Luftfeuchte, Wärme, Gerüchen und Schadstoffen (z. B. Narkosegasen) reicht bei AOZ dieser Wert üblicherweise aus. Damit kann hier mit Einschränkungen eine Fensterlüftung durchgeführt werden, wobei auf jeden Fall fugendichte, feinmaschige Fliegengitter anzubringen sind. Die Fensterlüftung wird eingeschränkt, wenn sich vor den Fenstern Quellen für eine schlechte Luftqualität befinden (z. B. eine viel befahrene Verkehrsstraße, eine Baustelle, dichte Vegetation oder ein Parkplatz). Bei Keller- oder Souterrainlagen der OP-Räume sollte eine Fensterlüftung ebenfalls unterbleiben. Wird eine RLT-Anlage eingesetzt, muss nur der eigentliche OP-Saal mit endständigen Schwebstofffiltern ausgerüstet werden. Weitere Räume wie Einleitung, Waschraum, Flure, Aufenthaltsräume oder Toiletten können, sofern sie überhaupt eine mechanische Lüftung haben, ohne Filterung betrieben werden (7 Kap. 17). Die Empfehlung »Anforderungen der Hygiene bei Operationen und anderen invasiven Eingriffen« der RKI-Kommission unterscheidet zwischen Operationen, die in einem OP-Saal durchzuführen sind, kleinen invasiven Eingriffen und invasiven Untersuchungen, die in einem Eingriffraums ausgeführt werden können (RKI-Kommission 2000). Eine Einteilung in diese Kategorien wurde in einer weiteren gemeinsamen Empfehlung der RKI-Kommission und des Berufsverbandes der deutschen Chirurgen vorgenommen (RKI-Kommission 1997). Nur bei den in die Kategorie »Operationen« eingeteilten Eingriffen ist aus infektionspräventiver Sicht der Einsatz von Schwebstofffiltern überhaupt zu erwägen. Bei Eingriffen, die im »Eingriffsraum« erfolgen können, kann in der Regel auf eine RLT-Anlage verzichtet werden. Auch die Mehrzahl der im OP-Saal durchzuführenden Eingriffe können aus hygienischer Sicht ohne mechanisch zugeführte und über Filter aufbereitete Luft ausgeführt werden, wenn man einige Voraussetzungen

berücksichtigt. So kann beispielsweise bei praktisch allen operativen Eingriffen aus dem Bereich der Ophthalmochirurgie vollständig auf den Einsatz von raumlufttechnischen Anlagen als infektionsprophylaktische Maßnahme verzichtet werden. Eine Erfassung im Rahmen des Surveillance-Programms zur Erfassung postoperativer Wundinfektionen bei ambulanten Operationen (AMBU-KISS) zeigt die Tendenz, dass raumlufttechnische Anlagen beim ambulanten Operieren keine Auswirkungen auf die Wundinfektionsrate haben. Bei 3 Operationsarten wurden die Wundinfektionsraten hinsichtlich des Vorhandenseins einer raumlufttechnischen Anlage miteinander verglichen. . Tab. 43.1. Wundinfektionsraten und RLT-Anlagen beim ambulanten Operieren RLT-Anlage

Wundinfektionsrate Arthroskopie

Herniotomie

Venenstripping

Ja

0,08 (n=21)

0,40 (n=19)

0,31 (n=19)

Nein

0,12 (n=39)

0,36 (n=39)

0,25 (n=38)

Neben einer konventionellen Klimaanlage, die normalerweise einen eigenen Raum erfordert, gibt es gerade für ambulante OP-Einrichtungen noch die Möglichkeiten eines Klimaschrankgerätes. Solche Anlagen, die die Temperierung und Filterung in einem Gerät von der Größe eines Wandschranks vornehmen, können im OP selbst oder in einem direkt angrenzenden Nebenraum untergebracht werden. Da sie nicht für größere Luftmengen entwickelt wurden, ist die Kapazität ihres Ventilators nur für kleinere Räume geeignet. Kleinklimageräte, wie man sie aus dem Privathaushalt kennt, sind keine (vollständige) RLT-Anlage. Bei ihnen wird lediglich die Raumluft angesaugt und ggf. gekühlt oder erwärmt. Vereinzelt werden zwar Schwebstoffilter eingebaut, diese können jedoch durch das Kondenswasser feucht werden und verkeimen und stellen dann ein echtes Hygieneproblem dar. Die Luftmengen sind nicht dazu geeignet, einen Raum von der Größe eines OP nachhaltig zu klimatisieren (Weidenfeller 2004). Der Einsatz solcher Geräte ist sehr kritisch zu sehen und kann aus hygienischer Sicht nur unter Beachtung folgender Voraussetzungen erfolgen: 4 Das durch den Kühlungsprozess entstehende Kondenswasser darf nicht in den Raum freigesetzt werden, sondern muss kontinuierlich und sicher über eine geschlossene Rohrleitung nach außen befördert werden. 4 Es soll keine Raumluftbefeuchtung erfolgen. 4 Durch Verschmutzungen kann es zu einer erhöhten Staub- und Partikelfreisetzung durch das Gerät kommen; die Qualität der abgegebenen Luft ist in diesem Falle schlechter als die der angesaugten Luft. Deswegen müssen die Geräte regelmäßig technisch gewartet und gereinigt werden.

509 Literatur

43.3

Hygienische Vorrausetzungen

Hygienische Voraussetzungen sind die Anwendung fachgerechter Reinigungs-, Desinfektions- und Sterilisationsverfahren, Dokumentationen über Infektionen nach § 23 Abs. 1 IfSG, Verwendung eines Hygieneplans nach § 36 Abs. 1 IfSG, Verwendung eines Sterilisators, z. B. Überdruckautoklaven, und die Beachtung der entsprechenden gesetzlichen Bestimmungen. Die hygienischen Anforderungen zwischen ambulanter und stationärer Versorgung, ebenso wie die baulichen Anforderungen, die räumliche Trennung des OP-Bereichs vom allgemeinen Krankenhausbetrieb bzw. die räumliche Trennung von Praxis und OP-Bereich, sind grundsätzlich gleich und sowohl durch die neue Vereinbarung als auch die gesetzlichen Vorgaben zwingend. Die staatlichen Kontrollen orientieren sich an den Richtlinien und Empfehlungen des Robert Koch-Instituts und den darin genannten Europäischen Normen und DIN-Normen (z. B. Empfehlung an die Anforderungen der Hygiene beim ambulanten Operieren in Krankenhaus und Praxis oder Empfehlung Händehygiene).

Literatur Arbeitskreis »Krankenhaushygiene« der AWMF (2004) Hygieneanforderungen im Rahmen der Qualitätssicherung beim ambulanten Operieren. Hygiene in Klinik und Praxis, 3. Aufl. mhp, Wiesbaden Heudorf U, Hofmann H, Kutzke G, Otto U (2003) Hygiene beim ambulanten Operieren. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 46: 756–764 Lidwell OM, Lowbury EJL, Whyte W, Blowers R, Stanley SJ, Lowe D (1982) Effect of ultraclean air in operating rooms on deep sepsis in the joint after total hip or knee replacement: a randomised study. BrMedJ 285: 10–14 Meierhans R et al. (2001): Heizung, Lüftung, Kühlung. In Kramer et al. (Hrsg.): Krankenhaus- und Praxishygiene. Urban & Fischer RKI-Kommission (2000) Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert-Koch-Institut Anforderungen der Hygiene bei Operationen und anderen invasiven Eingriffen. Bundesgesundheitsbl – Gesundheitsforsch – Gesundheitsschutz 43: 644–648 RKI-Kommission (1997) Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention beim Robert-Koch-Institut, Berufsverband der Deutschen Chirurgen: Anhang zur Anlage zu Ziffern 5.1 und 4.3.3 Anforderungen der Hygiene beim ambulanten Operieren in Krankenhaus und Praxis der Richtlinie für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention. Bundesgesundheitsbl – Gesundheitsforsch – Gesundheitsschutz 40: 361–365 RKI (2001) Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 44: 1115–1126 RKI (2003) Surveillance von postoperativen Wundinfektionen in Einrichtungen für das ambulante Operieren gemäß § 23 Abs. 1 IfSG. Bundesgesundheitsbl Gesundheitsforsch Gesundheitsschutz 46: 791–795 Weidenfeller P, Waschko D (2004) Hygiene in der Arztpraxis und beim Ambulanten Operieren. Leitfaden des Landesgesundheitsamtes Baden-Württemberg. Stuttgart

43

44 Alten- und Pflegeheime W. Gärtner, R. Scholz, M. Dettenkofer 44.1 Hintergrund

– 510

44.4.4 Präventions- und Schutzmaßnahmen 44.4.5 Reinigung und Desinfektion – 512

– 512

44.2 Infektionswege – 511 44.5 Fazit – 513 44.3 Hygienekonzepte – 511 44.6 Spezielle Hygienemaßnahmen – 513 44.4 MRSA

– 511

44.4.1 Häufigkeit von MRSA in Altenund Pflegeheimen – 511 44.4.2 Risikofaktoren für eine Kolonisation mit MRSA – 512 44.4.3 Entlassung bzw. Verlegung von MRSA-positiven Patienten – 512

Betrachtet man die Alterspyramide der Bundesrepublik Deutschland, so fällt auf, dass es sich hierbei nicht mehr um eine Pyramide im eigentlichen Sinn, d. h. eine Pyramide mit breiter Basis und schmaler Spitze handelt, sondern dass der Anteil der 1- bis 20-Jährigen fast genau so groß ist wie der Anteil der 60- bis 80-Jährigen. Nach Prognosen des Statistischen Bundesamtes nimmt der Anteil der jungen Bevölkerung immer weiter ab, der Anteil der Älteren und der Hochbetagten jedoch immer mehr zu. Damit gewinnt natürlich auch die Bedeutung der Altenpflege weiter an Gewicht; eine adäquate Infektionsprophylaxe ist hier ein zentrales Thema.

44.1

Hintergrund

In Deutschland betrug die Anzahl der über 80-Jährigen 1980 2,1 Millionen, sie wird für das Jahr 2010 auf 2,4 Millionen und für das 2020 auf 5,3 Millionen geschätzt (RKI 2002). Durch die modernen Errungenschaften der Medizin werden die Patienten immer älter. Die Rehabilitation dient in vielen Fällen der sozialen Wiedereingliederung zu Hause bzw. der anschließenden Eingliederung in ein Alten- bzw. Seniorenheim. Alten- und Pflegeheime stellen in den Fällen, in denen alte Mitmenschen ihren Lebensabend nicht im Kreise der Familie verbringen können, ihre letzte Wohn-

44.6.1 Harnwegskatheter, Tracheostoma, Ernährungssonden – 513 44.6.2 Reinigungs- und Desinfektionsplan in Alten- und Pflegeheimen – 514

Literatur – 515

stätte und letzten Lebensbereich dar. Insofern richtet sich ein hoher Anspruch auf Lebensqualität für betagte und hochbetagte Menschen an diese Wohnstätten. Mit steigendem Alter häufen sich chronische Erkrankungen, und der Immunstatus sinkt. Die Krankenhauseinweisungen nehmen zu – und trotz kürzerer Liegezeiten – auch die invasiven Maßnahmen. Hinzu kommt, dass ein betagter Patient häufig eine große Anzahl von Medikamenten verordnet bekommt und teilweise leider unkritisch über längere Zeiträume hinweg mit Antibiotika behandelt wird. Dies führt zu einem steigenden Infektionsrisiko insbesondere mit multiresistenten Erregern. Infektionsprävention findet nicht in ausreichendem Maße statt; z. B. sind während der alljährlichen Grippesaison nur knapp die Hälfte aller Personen über 60 Jahre trotz Impfempfehlungen der STIKO gegen Influenza geimpft. In Alten- und Pflegeheimen müssen zunehmend Tätigkeiten der Grund- und Behandlungspflege, wie Injektionen, Sondenernährungen oder Katheterismus, durchgeführt werden. Insofern werden erhöhte Anforderungen an die Hygiene in Bezug auf Katheterpflege, Sonden- bzw. PEGPflege, Tracheostomapflege und Wundversorgung gestellt (7 44.6). Dazu gesellen sich Probleme der Ausbreitung multiresistenter Infektionserreger. Es gilt heute durch adäquates Verhalten Sicherheit im Umgang mit den Betroffenen zu gewinnen. Patienten, die z. B. mit MRSA besiedelt bzw. infiziert sind, werden in Krankenhäusern isoliert, was die

511

44.4 · MRSA

große Verunsicherung in den anschließend aufnehmenden Institutionen weitgehend erklärt. Es wurden Fälle beschrieben, in denen Heimbewohner nach einer Krankenhausbehandlung in ein Heim zurückverlegt wurden und der Transport dieser Patienten von Sanitätern durchgeführt wurde, die mit Schutzanzügen, Handschuhen und Vollgesichtsschutz vermummt waren.

44.2

Infektionswege

Bezüglich einer sinnvollen Prävention ist zu bedenken, auf welche Weise es zu einer Infektionsübertragung zwischen verschiedenen Personen kommen kann. Dies geschieht in erster Linie durch unmittelbaren Hautkontakt (Kontaktinfektion), z. B. bei pflegerischen Tätigkeiten zwischen Mitarbeitern und Bewohnern oder auch im Rahmen der häufig verordneten Physiotherapie. Indirekter Kontakt, z. B. über unbelebte Flächen und Tröpfcheninfektionen, kann ebenfalls relevant sein. Aerogene Übertragungen (z. B. Tuberkulose, 7 Kap. 15) sind jedoch eher selten.

44.3

Hygienekonzepte

Auch in Alten- und Pflegeheimen stellen die Standardhygienemaßnahmen die Basis aller infektionspräventiven Maßnahmen dar und sind einfach durchzuführen, vor allem die hygienische Händedesinfektion (7 Kap. 24). Physiotherapie: Patient und Therapeut müssen vor Beginn der Behandlung die Hände waschen bzw. ggf. eine Händedesinfektion durchführen. Therapeuten müssen sich bei möglicher Kontaminationsgefahr mit einem Kittel bzw. Handschuhen schützen. Therapieliegen bzw. Griffe sollten nach der Anwendung mit einem Flächendesinfektionsmittel oder mit Alkohol (70%) wischdesinfiziert werden (7 Kap. 39). Gemeinschaftsverpflegung: Bei Zubereitung und in Inverkehrbringen von Speisen und Getränken müssen das Infektionsschutzgesetz (§§ 42, 43) (7 Kap. 40) berücksichtigt und ein Hygieneplan erstellt werden. Um bei einem möglichen Ausbruch Erreger zurückverfolgen zu können, sollten Rückstellproben der Mahlzeiten über einen Zeitraum von 14 Tagen bei –18°C aufbewahrt werden.

44.4

MRSA

Neben der Beachtung der Standardempfehlungen kommt dem adäquaten Umgang mit Bewohnern mit multiresistenten Keimen, wie z. B. methicillinresistentem Staphylococcus aureus (MRSA), eine große Bedeutung zu. Das Auftreten derartiger Problemkeime führt vor allem bei Mitar-

beitern und Betreibern von Alten- und Pflegeheimen zu enormen Unsicherheiten im Umgang mit dem besiedelten Personenkreis. Kenntnisse von Übertragungswegen mehrfach resistenter Erreger sowie den entsprechenden Hygienemaßnahmen sind von Seiten des Personals erforderlich. Regelmäßige Schulungen beheben Defizite und sollten deshalb unbedingt durchgeführt werden. Hygienemaßnahmen müssen einfach und effektiv sein. Die spezielle Situation der Heimbewohner ist dabei zu berücksichtigen. Für MRSAbesiedelte Personen besteht nach heutigem Kenntnisstand keine Kontraindikation zur Aufnahme in eine Einrichtung der Altenpflege (RKI-Richtlinie). In der Regel können Heimbewohner mit MRSA-Besiedlung am Gemeinschaftsleben sowie an den für sie vorgesehenen Therapiemaßnahmen teilnehmen. Sinnvoll ist eine gute Zusammenarbeit zwischen betreuendem Hausarzt und dem Heimpersonal, die letztendlich jedem Heimbewohner zu Gute kommt. Bei mit MRSA kolonisierten Pflegeheimbewohnern ist vor allem die Dekolonisation des Nasen-Rachen-Raums als Hauptreservoir angezeigt (Mupirocinnasensalbe dreimal täglich über eine Dauer von 5 Tagen in Absprache mit dem betreuenden Arzt bzw. der einweisenden Klinik). Eine systemische antibiotische Behandlung ist bei MRSA-besiedelten Personen ausschließlich der Therapie von nachgewiesenen Infektionen vorbehalten.

44.4.1

Häufigkeit von MRSA in Altenund Pflegeheimen

Die Prävalenz von MRSA in deutschen Krankenhäusern hat seit 1990 permanent auf über 20% aller S.-aureus-Isolate zugenommen (7 Kap. 14). Einige Untersuchungen geben Auskunft über das Auftreten von MRSA bei Altenheimbewohnern. In einer Studie aus Nordrhein-Westfalen konnte gezeigt werden, dass sowohl knapp die Hälfte der Bewohner von Alten- und Pflegeheimen (47,9%) als auch knapp die Hälfte der untersuchten Pflegekräfte (48,2%) S.-aureuspositiv waren. Bezogen auf die freiwillig untersuchten Bewohner der Altenheime betrug die MRSA-Häufigkeit ca. 3%. Bei den Pflegekräften betrug die MRSA-Häufigkeit ca. 0,5%. Der Anteil von MRSA an allen S.-aureus-Isolaten lag bei 6,3% bei den Altenheimbewohnern und 1,1% bei den Pflegekräften (Neuhaus et al. 2002). Eine Untersuchung in der Rhein-Neckar-Region zeigte, dass 1,1% von über 3000 freiwilligen Probanden MRSA-positiv waren (von Baum et al. 2002). Insgesamt ist davon auszugehen, dass in Deutschland derzeit zwischen ca. 1 und 3% aller Altenheimbewohner MRSA-positiv sind, allerdings möglicherweise mit steigender Tendenz. Im internationalen Vergleich werden deutlich höhere Raten vor allem für den gesamten englischsprachigen Raum angegeben (Heuck et al. 2000).

44

512

Kapitel 44 · Alten- und Pflegeheime

44.4.2

IV

Risikofaktoren für eine Kolonisation mit MRSA

Patienteneigene (endogene) Faktoren, bei deren Vorliegen es häufiger zu MRSA-Besiedlungen kommt, stehen im Vordergrund. Hier sind in erster Linie das hohe Alter und die Multimorbidität der Patienten bei eingeschränkter Mobilität zu nennen. Häufig sind Patienten mit Hauterkrankungen, offenen Wunden oder Dekubitalulzera kolonisiert. MRSA findet sich ferner häufig bei Diabetikern und bei Patienten mit chronischen Erkrankungen. Zu den patienteneigenen Faktoren addieren sich exogene Faktoren, die eine Kolonisation mit MRSA begünstigen. Hierbei sind in erster Linie wiederholte, lang andauernde Antibiotikabehandlungen zu nennen. Zu den Risikofaktoren zählen aber auch wiederholte, lange Krankenhausaufenthalte innerhalb kurzer Zeit mit dabei durchgeführten invasiven Maßnahmen. Patienten, die einer hohen Pflegestufe zugeordnet werden müssen, benötigen häufig einen engen PatientenPersonal-Kontakt. Auch hierin ist ein Risikofaktor für mögliche Übertragungen mit MRSA zu sehen, wenn die Vorgaben der Standardhygienemaßnahmen nicht eingehalten werden.

44.4.3

Entlassung bzw. Verlegung von MRSA-positiven Patienten

Patienten sollten dann aus dem Krankenhaus entlassen werden, wenn ihr klinischer Zustand dies zulässt, ggf. auch bei MRSA-Kolonisierung (RKI 1998). Außerdem merkt das RKI in seinen Empfehlungen zur Infektionsprävention in Heimen (RKI 2005) an, dass Übertragungen in diesen Einrichtungen selten vorkommen und gewöhnlich nur zu einer Kolonisation führen. Insofern ist hier eine Ablehnung der Übernahme kolonisierter oder infizierter Personen mit der Forderung, dass zunächst 3 Negativ-Abstrichserien vorliegen müssen, weder mit organisatorischen noch mit medizinischen Argumenten und schon gar nicht juristisch zu rechtfertigen. Im Gegensatz zu Kliniken werden in nachsorgenden Pflegeeinrichtungen in der Regel keine invasiven Maßnahmen durchgeführt. Dennoch müssen präventive Maßnahmen wie zum Beispiel eine hygienische Händedesinfektion vor und nach allen pflegerischen Tätigkeiten ergriffen werden, um eine Weiterverbreitung zu vermeiden. Eine Isolierung der Bewohner ist außerhalb des Krankenhauses in der Regel nicht angezeigt, da die Situation in einem Altenheim nicht mit der in einem Krankenhaus vergleichbar ist. Das Alten- und Pflegeheim stellt für seine Bewohner einen Lebensraum und eine Wohnstätte dar und nicht ein Krankenhaus mit allen seinen krankenhausspezifischen Risikofaktoren in Bezug auf nosokomiale Infektionen. Der Umgang mit MRSA außerhalb des

Krankenhauses erfordert somit keine speziellen isolierenden Maßnahmen. Wenn möglich empfiehlt sich die Unterbringung in einem Einzelzimmer. Hier sind bewohnerbezogene Maßnahmen leichter durchzuführen als in einem Mehrbettzimmer. Kontakte zwischen Angehörigen und Altenheimbewohnern dürfen nicht durch Isolierungsmaßnahmen beschränkt bzw. erschwert werden.

44.4.4

Präventions- und Schutzmaßnahmen

Bei den folgenden Ausführungen handelt es sich um Maßnahmen, die nicht nur bei bekannter MRSA-Kolonisierung befolgt werden sollten, sondern die in Alten- und Pflegeheimen im Sinne einer Standardhygiene ganz generell angebracht sind. Eine Händedesinfektion ist vor sämtlichen infektionsgefährdenden Tätigkeiten und nach etwaiger Kontamination durchzuführen. Eine Händedesinfektion muss nach jeder Manipulation an kolonisierten bzw. infizierten Körperstellen sowie vor weiteren Tätigkeiten an demselben Bewohner durchgeführt werden. Außerdem ist eine Händedesinfektion nach dem Ausziehen von Einmalhandschuhen indiziert, da sich gezeigt hat, dass ein gewisser Prozentsatz der Handschuhe Undichtigkeiten aufweist. Bei bekannter MRSA-Besiedlung ist eine Händedesinfektion auch vor Verlassen des Zimmers durchzuführen, selbst wenn kein direkter Kontakt zur kolonisierten Person bestanden hat. Die Hände sind der wesentliche Übertragungsvektor von MRSA. Einmalhandschuhe sind zu tragen bei Kontakt mit kolonisierten oder infizierten Körperstellen bzw. deren Sekreten oder wenn mit einer Kontamination gerechnet werden muss. Handschuhe nach Beendigung einer Tätigkeit umgehend ausziehen (anschließend Händedesinfektion, 7 oben). Ein Handschuhwechsel ist angezeigt, wenn ein Wechsel von einer besiedelten an eine nicht besiedelte Körperstelle erfolgt. – Alle anderen Tätigkeiten im Wohnbereich des Altenheimbewohners machen es nicht erforderlich, dass Handschuhe getragen werden. Mund-Nasen-Schutz sollte nur bei starker Belastung der Luft mit aufgewirbelten Erregern oder bei Aerosolbildung getragen werden. Dies ist z. B. gegeben beim Verbandswechsel mit ausgedehnter Wundinfektion und beim endotrachealen Absaugen, sofern dies in der Einrichtung praktiziert wird. Schutzkittel sind lediglich bei engem körperlichen Kontakt anzuziehen, wenn mit einer Kontamination der Kleidung gerechnet werden muss, wie dies z. B. bei der Versorgung offener Wunden oder in der Physiotherapie möglich ist. Diese Kittel können mehrfach am Tag verwendet werden, wenn sie äußerlich nicht sichtbar kontaminiert wurden (dann mit der Außenseite nach innen im Zimmer aufhängen). Es empfiehlt sich ein täglicher Wechsel sowie ein Wechsel nach erfolgter Kontamination.

513

44.6 · Spezielle Hygienemaßnahmen

44.4.5

Reinigung und Desinfektion

Es hat sich gezeigt, dass die patientennahe Umgebung bei MRSA-Trägern häufig kontaminiert ist. Eine laufende (desinfizierende) Reinigung der patientennahen bzw. von Handkontaktflächen sollte deshalb täglich erfolgen, jedoch nicht von Wänden und Decken. Bettdecken und Kopfkissen können mit den üblichen Waschverfahren gewaschen werden. Der gesammelte Abfall kann mit dem Hausmüll entsorgt werden.

44.5

Fazit

Die Händedesinfektion ist auch in Alten- und Pflegeheimen die wirksamste Maßnahme zur Infektionsprophylaxe. Sollten Bewohner dieser Einrichtungen mit multiresistenten Keimen in ein Krankenhaus oder von einem Krankenhaus in eine solche Einrichtung zurückverlegt werden, so ist dies unbedingt der aufnehmenden Institution mitzuteilen. Es sollte stets ein offener und ehrlicher Umgang mit etwaigen Problemen sowie eine offene Informationspolitik praktiziert werden, denn eine Verschleierungstaktik bringt keinerlei Vorteile. Bewohner von Alten- und Pflegeeinrichtungen müssen nicht isoliert werden. Ziel muss es sein, alten Mitmenschen ein lebenswertes Leben zu ermöglichen, Ängste und Unsicherheiten abzubauen, einen sicheren Umgang mit den Betroffenen zu erlernen und präventive Maßnahmen als Routine zu begreifen.

44.6

Spezielle Hygienemaßnahmen

44.6.1

Harnwegskatheter, Tracheostoma, Ernährungssonden

Für die Pflege von transurethralen Blasenkathetern gilt, dass täglich Verkrustungen am Übergang in den Meatus urethrae mit Wasser und Seife entfernt werden sollten (z. B. bei der morgendlichen Körperwaschung). Routinemäßige Katheterwechsel sind nicht vorzunehmen (7 Kap. 4). Suprapubische Katheter werden täglich durch den intakten Verband palpiert. Wenn der Verband intakt ist, werden Verbandswechsel frühestens nach 72 Stunden durchgeführt. Dabei ist die Einstichstelle mit einem octenidinhaltigen Mittel oder z. B. mit PVP-Iod-Lösung zu desinfizieren. Spezielle Hinweise zur Tracheostomapflege und zur Ernährungssondenpflege finden sich in den folgenden Übersichten und in 7 Kap. 26.

Aufbereitung von Trachealkanülen 1. Kanülenaufbereitung bei Patientenwechsel 4 Reinigung (cave: zu lange Einlegezeiten schädigen das Material) 5 Einmalhandschuhe anziehen, vor Aufbereitung einer weiteren Kanüle grundsätzlich Handschuhwechsel 5 Grobe Verschmutzung mit Wasser abspülen 5 Kanüle in Einzelteile zerlegen, Prüfung auf Materialschäden 5 10 min in Instrumentenreinigungslösung einlegen (täglich oder bei Bedarf erneuern) 4 Alle Teile der Kanüle mit Bürste reinigen 5 Gründlich mit Leitungswasser abspülen 5 Mit sauberer Kompresse oder weichem Tuch trocknen 5 Staubfrei lagern (z. B. in Kompresse, ermöglicht Verdunsten von Restfeuchtigkeit) 5 Nach Handschuhe ausziehen Händedesinfektion (30 s) 4 Externe Sterilisation (je nach Materialverträglichkeit) 2. Patientenbezogene Kanülen 4 Intaktes Tracheostoma: Nach der Reinigung/Trocknung (7 Punkt 1) kann die Kanüle wieder eingesetzt werden 4 Infiziertes Tracheostoma: Verwendung einer neuen desinfizierten/sterilisierten Kanüle (d. h. vorzugsweise wie bei der Aufbereitung bei Patientenwechsel vorgehen) 4 Ansonsten alternativ: Desinfektion der Kanüle nach Reinigung (7 Punkt 1) durch Abwischen und Lumendurchspülung mit 70%igem Alkohol; danach ist Kanüle wieder einsetzbar 3. Aufbereitung der Reinigungsbürste 4 Bürsten täglich aufbereiten 4 Vorzugsweise Thermodesinfektion (wenn vorhanden: Reinigungs- und Desinfektionsmaschine) 4 Oder: Einlegen in Instrumentendesinfektionsmittel, Herstellerangaben beachten) danach gründlich mit Leitungswasser spülen, trocken aufbewahren

Pflege der Ernährungssonde Nach jeder Mahlzeit die Sonde mit z. B. Kräutertee (Zubereitung mit kochendem Wasser) durchspülen, um Verstopfungen der Sonde zu vermeiden. Keinen Früchtetee verwenden (wegen Ausflockung)! Transnasale Sonde

4 Pflege täglich durchführen 4 Händedesinfektion (30 s) 4 Materialien vorbereiten (Seife, sauberer Waschlappen, evtl. Waschbenzin, Wattestäbchen oder Zellstofftuch, Nasensalbe, Pflaster, Schere)

44

514

IV

Kapitel 44 · Alten- und Pflegeheime

4 Altes Pflaster entfernen 4 Haut und Magensonde mit warmem Wasser und Seife (evtl. mit Waschbenzin reinigen und abtrocknen) 4 Naseneingang mit Wattestäbchen oder Zellstofftuch und warmem Wasser reinigen 4 Anschließend neues Pflaster fixieren (hautfreundliches Pflaster verwenden, nicht immer an derselben Stelle anbringen) 4 Nasenflügel innen und außen mit fetthaltiger Nasensalbe pflegen 4 Abschließend Händedesinfektion

44.6.2

Perkutane Sonde (z. B. PEG)

4 Verbandswechsel alle 48–72 h, wenn der Verband nicht lose oder verschmutzt ist 4 Händedesinfektion (30 s) 4 Materialien vorbereiten (Hautdesinfektionsmittel ohne Alkohol, Mulltupfer, evtl. Waschbenzin, Schlitzkompresse, Schere, Pflaster) 4 Alten Verband entfernen 4 Haut um die Eintrittstelle mit in Hautdesinfektionsmittel getränktem Tupfer reinigen 4 Schlitzkompresse um die Sonde legen und fixieren 4 Abschließend Händedesinfektion

Reinigungs- und Desinfektionsplan in Alten- und Pflegeheimen

Was

Wann

Wie, womit

Händereinigung

Bei Betreten bzw. Verlassen des Arbeitsbereiches; vor dem Essenverteilen

Hände waschen, mit Einmalhandtuch abtrocknen

Händedesinfektion

Vor Verbandswechsel, Injektionen, Blutabnahme, Anlage von Blasenkatheter und Venenkatheter usw.; nach Kontamination (bei grober Verschmutzung vorher Händewaschen); nach Ausziehen der Handschuhe

Alkoholische Händedesinfektionsmittel: ausreichende Menge entnehmen, damit die Hände vollständig benetzt sind, verreiben bis die Hände trocken sind (30 s). Kein Wasser zugeben!

Hautdesinfektion

Vor Punktionen, bei Verbandswechsel usw.

Sprühen–wischen–sprühen–wischen, Dauer: 30 s

Schleimhautdesinfektion

Vor Anlage von Blasenkathetern; Einmal Blasenkatheterismus

Octenidinhaltiges Präparat (ohne Alkohol), PVP-Iod-Lösung (unverdünnt auftragen, Dauer: 1 min)

Instrumente

Nach Gebrauch

Reinigungs- und Desinfektionsautomat, verpacken, sterilisieren; oder manuelle Reinigung und Desinfektion, trocknen, verpacken , sterilisieren. Trocken und staubfrei lagern (auf Verfallsdatum achten)

Thermometer

Nach Gebrauch

Alkohol (70%), mit Einmaltuch abwischen

Blutdruckmanschetten (Kunststoff )

Nach Kontamination

Mit Alkohol (70%) abwischen, trocknen lassen

Stauschlauch

Nach Kontamination

Mit Alkohol (70%), abwischen, trocknen lassen; oder Reinigungs- und Desinfektionsautomat; oder manuelle Reinigung, Desinfektion

Stethoskope

Nach Kontamination

Mit Alkohol (70%), abwischen, trocknen lassen

Tablett/Becher

Einmal täglich

Spülmaschine oder mit Alkohol (70%) abwischen

Klemme

Nach jedem Gebrauch

Mit Alkohol (70%) abwischen

Mundpflegesets

Nach jedem Gebrauch

Mit Alkohol (70%) abwischen

Inhalationszubehör

Becher mit Gebrauchslösung

Alle 48 Stunden

Ggf. Reinigungs- und Desinfektionsautomat/Spülmaschine, trocknen

Steckbecken, Urinflaschen

Nach Gebrauch

Steckbeckenspülautomat

Waschbecken

Einmal täglich

Mit umweltfreundlichem Reiniger reinigen

Fußboden

Einmal täglich

Umweltfreundlicher Reiniger, hausübliches Reinigungssystem

Sofort nach Kontamination

Wischdesinfektion: Flächendesinfektionsmittel, frischer Lappen

Nach Entlassung

Mit umweltfreundlicher Reiniger reinigen

Nach Kontamination

Mit Flächendesinfektionsmittel gründlich wischdesinfizieren

Bettenaufbereitung (Matratzen mit wasserdichten Schonbezügen) Bettenreinigung

Nach Kontamination: Nach Kontamination mit Körpersekreten und anderem (potenziell) infektiösem Material.

515 Literatur

Anmerkungen und Erläuterungen 4 Für Bewohner mit bestimmten infektiösen Erkrankungen und Kolonisation mit multiresistenten Erregern müssen teilweise häufiger Desinfektionsmaßnahmen anstelle der Reinigung durchgeführt werden (7 entsprechende Hygienestandards). 4 Alle verwendeten Desinfektionsmittel müssen auf ihre Wirksamkeit hin geprüft sein (näheres s. oben und 7 Kap. 19). 4 Nach Kontamination mit potenziell infektiösem Material (z. B. Sekreten oder Exkreten) immer sofort gezielte Desinfektion der Fläche. 4 Beim Umgang mit Instrumenten oder Flächendesinfektionsmitteln immer mit Haushaltshandschuhen arbeiten (Allergisierungs- und ggf. toxisches Potenzial). 4 Ansetzen der Desinfektionsmittellösung nur in kaltem Wasser (Vermeidung schleimhautreizender Dämpfe). 4 Anwendungskonzentrationen beachten; Einwirkzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln einhalten. 4 Standzeiten von Instrumentendesinfektionsmitteln nach Herstellerangaben (wenn Desinfektionsmittel mit Reiniger angesetzt wird, täglich wechseln). 4 Benutzung der Flächen nach Wischdesinfektion, sobald wieder trocken. 4 Mit Blut etc. belastete Flächen- und Instrumentendesinfektionsmittellösung mindestens täglich wechseln. 4 Haltbarkeit einer unbenutzten dosierten Flächendesinfektionsmittellösung (z. B. 0,5%) in einem verschlossenen Vorratsbehälter (z. B. Spritzflasche) nach Herstellerangaben.

Literatur Baum H von , Schmidt C, Svoboda D, Bock-Hensley O, Wendt C (2002) Risk factors for methicillin-resistant Staphylococcus aureus carriage in residents of German nursing homes. Infect Control Hosp Epidemiol 23: 511–515 Heuck D, Claus H, Fell G, Roth H, Kiene M, Brenner K-P, Witte W (2000) Erste Ergebnisse einer überregionalen Studie zur MRSA-Besiedlung bei Bewohnern von Alten- und Altenpflegeheimen. Hyg Med 25: 191–192 Neuhaus B, Bocter N, Braulke Ch, Heuck D, Witte W (2002) Studie zum Vorkommen von Methicillin-resistenten Staphylococus-aureus in Alten- und Altenpflegeheimen, MRSA bei Bewohnern und Beschäftigten in Alten- und Pflegeheimen in NRW im Zeitraum März 2000 bis März 2001. Landesinstitut für den Öffentlichen Gesundheitsdienst Nordrhein-Westfalen (lögd), Bielefeld, 2002 RKI (1998) Robert Koch-Institut/Epid Bull Nr. 50: 358–359 RKI (2002) Robert Koch-Institut/Gesundheitsberichterstattung des Bundes; Themenheft 10: »Gesundheit im Alter«, 01.10.2002 (http:// www.rki.de) RKI (2005) Robert Koch-Institut/Infektionsprävention in Heimen. Bundesgesundheitsblatt 48: 1061–1081

44

45

Komplementärmedizinische Therapieverfahren J. Naumann, J. Mutter

45.1

Allgemeine Hygienemaßnahmen – 516

45.2

Hygienemaßnahmen bei speziellen Therapieverfahren – 516

45.2.1 45.2.2 45.2.3 45.2.4 45.2.5 45.2.6 45.2.7

Akupunktur – 516 Neuraltherapie – 517 Eigenbluttherapie – 517 Misteltherapie – 517 Homöopathie – 517 Heilpflanzen – 518 Mikrobiologische Präparate – 518

Generell gelten komplementärmedizinische Verfahren, was Infektionen betrifft, als risikoarm. Kontrollierte Studien oder systematische Übersichtsarbeiten über die Häufigkeit von Infektionen bei komplementärmedizinischen Therapieverfahren liegen nicht vor. Die Einschätzung einer potenziellen Infektionsgefahr stützt sich lediglich auf Fallberichte und auf theoretische Überlegungen. Grundsätzlich gelten die in 7 Kap. 24 vorgestellten allgemeinen Hygienemaßnahmen. Lediglich bei einigen speziellen komplementärmedizinischen Verfahren sind besondere präventive Maßnahmen zu beachten. Komplementärmedizinische Therapieverfahren sind aus hygienischer Sicht risikoarme Verfahren, wenn die allgemeinen Hygienemaßnahmen beachtet werden.

45.1

Allgemeine Hygienemaßnahmen

Die allgemeinen Hygienemaßnahmen richten sich nach den Gegebenheiten einer allgemeinmedizinischen Praxis. 4 Händehygiene: Eine Händedesinfektion sollte zwischen Patientenkontakten erfolgen, um medizinisches Personal als Übertragungsquelle auszuschließen. 4 Handschuhe: Handschuhe sind in aller Regel bei komplementärmedizinischen Therapieverfahren nicht notwendig. Ausnahmen sind Kontakte mit Körperflüssigkeiten und Blut, wie sie bei Blutabnahmen, Injek-

45.2.8 45.2.9 45.2.10 45.2.11 45.2.12 45.2.13 45.2.14 45.2.15 45.2.16

Physikalische Therapie – 518 Schröpfen – 518 Blutegel – 518 Kantharidenpflaster – 518 Baunscheidt-Verfahren – 518 Heilerde – 518 Einläufe (z. B. Kolonhydrotherapie) – 519 Eigenurin – 519 Injektion von Präparaten tierischen Ursprungs, Frischzellentherapie – 519

Literatur – 519

tionen und anderen Prozeduren gegeben sein können (7 Kap. 16). In diesen Fällen wird auch das Infektionsrisiko für den Arzt durch Nadelstichverletzungen vermindert, da die bei Nadelverletzung injizierte Blutmenge durch den Handschuh reduziert wird. (Akupunktur ist ein Grenzfall, da es hier nur selten und dann auch meist nur zu minimalen Blutaustritten kommt. Akupunkteure betonen oft, dass sie beim Ertasten der Akupunkturpunkte durch Handschuhe behindert werden, sodass hier therapeutische gegen hygienische Aspekte abgewogen werden müssen.) 4 Kittel: Das Tragen von Schutzkitteln ist in aller Regel nicht notwendig, es sei denn bei Kontaktmöglichkeit mit infektiösem Material, wie z. B. bei der Kolonhydrotherapie. 4 Akupunktur- und Injektionsnadeln: Die Einmalnadeln sind in einem geeigneten Behälter zu sammeln, der entsorgt werden sollte, wenn er zu 2 Dritteln gefüllt ist.

45.2

Hygienemaßnahmen bei speziellen Therapieverfahren

45.2.1

Akupunktur

Akupunktur kann insgesamt als sehr sicheres Verfahren gelten. Zuletzt wurden bei 97.733 Patienten mit ca. 760.000 Behandlungen keine Infektionen gefunden (Melchart et al. 2004).

517

45.2 · Hygienemaßnahmen bei speziellen Therapieverfahren

Es liegen einzelne Fallberichte vor, bei denen es nach Akupunktur zu Infektionen, insbesondere zur Übertragung von Hepatitis (B, C), aber auch Mycobacterium abscessus kam, wenn hygienische Standardmaßnahmen nicht beachtet und z. B. keine sterilen Einmalnadeln verwendet wurden (Chung et al. 2003; Yamashita et al. 2001; Walsh et al. 1999). Die Verwendung steriler Einmalnadeln muss deshalb strikt gefordert werden (Board of Science and Education of the British Medical Association 2000). Bei Verwendung steriler Einmalnadeln ist aus juristischer Sicht das Verfallsdatum zu beachten. Generell sollte der Arzt vor der Therapie eine hygienische Händedesinfektion durchführen. Hautläsionen an den Händen des Arztes sollten wasserdicht verbunden werden. Eine Hepatitis-B-Impfung wird für alle Akupunkteure empfohlen (Walsh 2001). Akupunkturnadeln sind keine Hohlnadeln. Somit ist die Gefahr einer Verschleppung von Mikroorganismen in tiefere Gewebsschichten gering. Eine Desinfektion der Haut des Patienten ist nicht zwingend notwendig bzw. nur, wenn die Nadel in Bereiche besonderer Gefährdung eingestochen wird (wie z. B. Gelenke oder bei der Ohrakupunktur). Die Haut sollte sauber und an der Injektionsstelle nicht infiziert sein. Obwohl bei der Akupunktur nur mit dem Austreten einer geringen Blutmenge gerechnet werden muss, wird das Tragen von Handschuhen aus präventiver Sicht, besonders beim Entfernen der Nadeln, empfohlen. > Bei Akupunktur müssen sterile Einmalnadeln verwendet werden, und es sollten zum Eigenschutz Handschuhe getragen werden.

45.2.2

Neuraltherapie

Hier gelten die allgemeinen Richtlinien für Injektionen je nach Lokalisation. Generell sollte der Arzt vor der Therapie eine Händedesinfektion durchführen und Handschuhe tragen. Zu beachten ist auch, dass das Lokalanästhetikum unter sterilen Bedingungen in die Spritze aufgezogen werden muss. Beim Patienten ist generell eine sorgfältige Desinfektion der Haut zu fordern (30 s), je nach Lokalisation (Gelenke, Periduralraum, Ganglien) auch länger (3 min). Insgesamt sind bei diesem Verfahren nur sehr wenige Infektionen bekannt geworden, bei denen dann hygienische Standardmaßnahmen nicht beachtet worden waren. Die niedrige Infektionsrate führen die Anwender der Neuraltherapie auf eine antibakterielle Wirkung des meist verwendeten Procains zurück (Dosch 1986). > Strengste Asepsis ist erforderlich bei Injektionen in Körperhöhlen oder Gelenke.

45.2.3

Eigenbluttherapie

Hier sind die allgemeingültigen Regeln für intramuskuläre Injektionen zu beachten, d. h. Händedesinfektion und Tragen von Handschuhen für den Arzt und Hautdesinfektion beim Patienten. Besondere Anforderungen sind an alle Geräte zu stellen, mit denen das Blut vor der Reinjektion behandelt wird, wie z. B. Ozongeräte. Sämtliche Geräte bzw. deren Teile, die Blutkontakt haben, müssen sterilisiert werden oder sterile Einmalgeräte sein. Mindesten 3 Fälle von Hepatitis C, darunter auch eine Koinfektion mit HIV, sind nach Therapien mit durch Ozon angereichertem Blut bekannt, wobei hier die Spritze, mit der das Ozon in das Blutgefäß gespritzt wurde, nicht immer zwischen 2 Patienten gewechselt wurde (Daschner 1997; Gabriel et al. 1996). > Bei komplexen Verfahren ist die Hygienekette nur so gut wie jedes einzelne Glied. Bei allen Schritten die hygienischen Anforderungen beachten!

Homöopathisch aufbereitetes Eigenblut sollte nur noch Spuren bzw. gar kein Blut mehr enthalten, ausgeschlossen werden kann dies aber besonders bei der häufig verwandten Einglasmethode nicht. Es ist von daher sicherzustellen, dass das Eigenblut auch nur von dem Patienten selbst eingenommen wird. Eine Lagerung ist eher unproblematisch, wenn der Alkoholgehalt der Lösung über 40% liegt.

45.2.4

Misteltherapie

Die subkutane Injektion der Mistelpräparate kann, wie bei Diabetikern gebräuchlich, ohne besondere Desinfektion der Haut erfolgen. Da zumindest theoretisch ein Infektionsrisiko durch Desinfektion der Haut weiter vermindert werden kann, wird eine Hautdesinfektion (30 s) jedoch allgemein und insbesondere bei Immunsuprimierten und Krebskranken, die häufig immunsupprimiert sind, empfohlen.

45.2.5

Homöopathie

Hier gibt es aus der homöopathischen Literatur selbst Warnhinweise, dass z. B. verkapselte Infektionen wie z. B. Tuberkulose wieder aufbrechen können. Auch ist das Phänomen einer »Erstverschlimmerung« der Beschwerden bekannt, die auch Infektionen betreffen kann. Aus der regulären Literatur sind keine Infektionen bekannt, die auf den oralen Gebrauch homöopathischer Medikamente zurückzuführen sind. Sobald homöopathische Medikamente gespritzt werden, gelten die allgemeinen Verhaltensregeln für Injektionen (7 Kap. 24).

45

518

Kapitel 45 · Komplementärmedizinische Therapieverfahren

45.2.6

Heilpflanzen

Heilpflanzen können bei unsachgemäßer Lagerung mit Bakterien, aber vor allem auch Pilzen bewachsen sein. Insbesondere dem Auftreten von Aflatoxinen muss dabei Beachtung geschenkt werden. Eine sachgerechte, d. h. insbesondere trockene Lagerung der Heilpflanzen und ein Bezug aus hygienisch einwandfreien Quellen ist daher zu fordern.

IV 45.2.7

Mikrobiologische Präparate

Infektionen nach Anwendung oraler mikrobiologischer Präparate sind selten (Borriello et al. 2003). In Einzelfällen wurde über Diarrhö durch Bacillus cereus berichtet (Kniehl et al. 2003). Infektionen nach Gabe von Milchsäurebakterien (Lactobazillen) oder Saccharomyces boulardii sind bei kritisch Kranken, z. B. im Aids-Endstadium beschrieben worden (Lherm et al. 2002). Diese Präparate werden bei HIV-Infektionen eingesetzt, um Candidainfektionen oder Diarrhö zu behandeln. Bei nicht kritisch Kranken kann die Therapie als sicher gelten (Wolf et al. 1998).

45.2.8

Physikalische Therapie

Bei der physikalischen Therapie ist die Gefahr von Infektionen sowohl innerhalb als auch außerhalb des Krankenhauses für Patienten wie Therapeuten gering (Näheres 7 Kap. 39).

gefunden wird, wird in den USA z. T. sogar eine präventive Antibiotikatherapie durchgeführt (White u. Fries 2003). Aufgrund der geringen Anzahl an berichteten Infektionsfällen halten wir dies aber nur bei Immunsuprimierten für indiziert, und bei diesen sollte die Indikation für eine Blutegeltherapie generell sehr zurückhaltend gestellt werden. > Um eine Übertragung von Krankheiten zwischen Patienten über Blutegel zu minimieren, sollten keine Blutegel aus Wildfängen, sondern ausschließlich aus Zucht – aus gesicherten Quellen – verwendet werden. Außerdem dürfen Blutegel nur einmal verwendet werden.

Die vollgesaugten Blutegel sollen nicht ausgesetzt, sondern an den Lieferanten zurückgegeben oder getötet werden (z. B. mit Alkohol oder Salzsäure). Das Blut muss auf dem auch für andere blutige Abfälle üblichen Weg entsorgt werden (7 Kap. 20).

45.2.11

Kantharidenpflaster

Eine Hautdesinfektion ist obligat. Nach Entfernen des Pflasters muss unter streng aseptischen Bedingungen steril die Flüssigkeit entfernt, die Blasenhaut abgetragen und die Wunde verbunden werden. Vor einer vorzeitigen Abnahme des Pflasters ist zu warnen, da dadurch die lokale Wundheilung verzögert wird, und so leichter Superinfektionen auftreten können. Eine erneute Behandlung ist erst nach vollständiger Abheilung der Wunde (nach ca. 4 Wochen) möglich. > Kantharidenpflaster nicht zu früh abnehmen!

45.2.9

Schröpfen

Bei blutigem Schröpfen muss die Haut zuvor desinfiziert werden. Der Therapeut muss Handschuhe tragen. Es dürfen nur Einmalgeräte oder sterilisierte Geräte zum Anritzen der Haut verwendet werden und die Schröpfgläser müssen nach der Behandlung desinfiziert oder sterilisiert werden. Beim unblutigen Schröpfen sind keine besonderen Desinfektionsmaßnahmen nötig; es genügt eine Reinigung der Haut und der Gläser. > Beim blutigen Schröpfen ist eine Sterilisation oder gründliche Desinfektion der Schröpfgläser nötig.

45.2.12

Das zum Anritzen der Haut verwendete Gerät muss ein Einmalgerät sein oder gereinigt und sterilisiert werden. Das Baunscheidt-Öl sollte krotonölfrei sein, da eine Kanzerogenität des Krotonöls vermutet wird. Vor dem Anritzen muss die Haut gründlich desinfiziert werden. Beim Auftragen des Öls auf die angeritzte Haut darf keine Keimverschleppung in das Ölgefäß erfolgen.

45.2.13 45.2.10

Blutegel

Bezüglich der Infektion eines Patienten durch Blutegel muss insbesondere bei Risikopatienten besondere Vorsicht gelten, wie der Fall einer Aeromonas-Meningitis nach einer neurochirurgischen Operation zeigt (Ouderkirk et al. 2004). Da Aeromonas ein Keim ist, der häufig in Blutegeln

Baunscheidt-Verfahren

Heilerde

Bei Heilerde sind bakterielle Sporen (z. B. Clostridien) nachgewiesen worden. Bei innerlicher Verwendung von Heilerde oder möglichem Kontakt mit offenen Wunden ist darum eine sterilisierte Heilerde zu fordern, um theoretisch denkbare Infektionen zu vermeiden. Bisher sind aber keine solchen Fälle bekannt.

519 Literatur

45.2.14

Einläufe (z. B. Kolonhydrotherapie)

Hier sollte eine Kontamination der Umgebung und des Personals mit Stuhl sicher vermieden werden, speziell durch Tragen entsprechender Schutzkleidung wie Handschuhe und Kittel und Abdecken der Umgebung. Danach ist eine Reinigung und Desinfektion kontaminierter Flächen durchzuführen.

45.2.15

Eigenurin

Urin ist normalerweise steril bzw. sehr gering mikrobiell besiedelt, aber ein hervorragendes Nährmedium. Er sollte immer direkt nach Miktion verwandt werden und nicht trüb sein oder unangenehm riechen. Im Zweifelsfall muss vor Anwendung, z. B. an den Augen, durch einen Urinstix eine bakterielle Besiedlung weitgehend ausgeschlossen werden. Infektionen sind bisher nicht beschrieben.

45.2.16

Injektion von Präparaten tierischen Ursprungs, Frischzellentherapie

Falls es sich um Arzneimittel handelt, ist hier weniger vom Anwender als vom Hersteller zu fordern, dass auch sichergestellt ist, dass keine Keime, insbesondere auch keine Prionen in Präparaten tierischen Ursprungs enthalten sind. In Deutschland sind diese Präparate zum Großteil verboten (Verordnung über das Verbot der Verwendung bestimmter Stoffe zur Herstellung von Arzneimitteln). Anders ist es bei der Frischzellentherapie, die allerdings nur noch an wenigen Orten in Deutschland angewendet wird. Hier werden embryonale Tierzellen, meist Schafzellen, kurz nach der Schlachtung der Muttertiere injiziert. Keimfreiheit auch für Prionen muss dabei gewährleistet sein. Es wird versucht, dies durch verschiedene Maßnahmen gemäß Empfehlungen des Bundesgesundheitsministeriums von 1991 zu erreichen.

Literatur Board of Science and Education of the British Medical Association (2000) Acupuncture: efficacy, safety and practice. Harwood, Amsterdam Borriello SP, Hammes WP, Holzapfel W, Marteau P, Schrezenmeir J, Vaara M, Valtonen V (2003) Safety of probiotics that contain lactobacilli or bifidobacteria. Clin Infect Dis 36: 775 Chung A, Bui L, Mills E (2003) Adverse effects of acupuncture. Which are clinically significant. Can Family Physician 49: 985–989 Daschner FD (1997) Hepatitis C and human immunodeficiency virus infection following ozone autohaemotherapy. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 16: 620 Dosch P (1986) Lehrbuch der Neuraltherapie nach Huneke, 12. Aufl. Haug, Heidelberg

Gabriel C, Blauhut B, Greul R, Schneeweis B, Roggendorf M (1996) Transmission of hepatitis C by ozone enrichment of autologous blood. Lancet 347: 541 Kniehl E, Becker A, Forster DH (2003) Pseudo-outbreak of toxigenic Bacillus cereus isolated from stools of three patients with diarrhoea after oral administration of a probiotic medication. J Hosp Infect 55: 33–38 Lherm T, Monet C, Nougiere B, Soulier M, Larbi D, Malbrunot C (2002) Seven cases of fungemia with Saccharomyces boulardii in critically ill patients. Intens Care Med 28: 797–801 Melchart D, Streng A, Weidenhammer W, Reitmayr S, Hoppe A, Ernst E, Linde K (2004) Prospective investigation of adverse effects of acupuncture in 97 733 patients. Arch Intern Med 164: 104–105 Ouderkirk JP, Bekhor D, Turett GS, Murali R (2004) Aeromonas meningitis complicating medicinal leech therapy. Clin Infect Dis 38: 36–37 Walsh B (2001) Control of infection in acupuncture. Acupuncture Med 19: 109–111 Walsh B, Maguire H, Carrington (1999) Outbreak of hepatitis B in an acupuncture clinic. Commun Dis Publ Health 2: 137–140 White RL, Fries CM (2003) Leech therapy: new applications for an old treatment. Online Journal of Nursing Spectrum, http://nsweb. nursingspectrum.com/ce/ce193/htm (accessed 23 Dec 2003) Wolf BW, Wheeler KB, Ataya DG, Garleb KA (1998) Safety and tolerance of Lactobacillus reuteri supplementation to a population infected with the human immunodeficiency virus. Food Chem Toxicol 36: 1085–1094 Yamashita H, Tsukayama H, White AR, Tanno Y, Sugishita C, Ernst E (2001) Systematic review of adverse events following acupuncture: the Japanese literature. Compl Ther Med 9: 98–104

45

46 Bioterrorismus Organisatorische und präventive krankenhaushygienische Maßnahmen C. Zinn, G. Dziekan

46.1 Historisches – 520 46.2 Risikoklassifikation – 521

46.3.5 Tularämie – 525 46.3.6 Virales hämorrhagisches Fiebers 46.3.7 Ricin – 526

46.3 Relevante Krankheiten und Erreger – 522

46.4 Allgemeine Vorbereitungen auf bioterroristische Anschläge – 526

46.3.1 46.3.2 46.3.3 46.3.4

Milzbrand – 522 Pest – 522 Pocken – 523 Botulismus – 525

46.5 Ausblick – 527 Literatur – 527

46.1 Heutzutage muss damit gerechnet werden, dass trotz entsprechender Verträge eine Vielzahl von Ländern Biowaffenprogramme betreiben und auf diesem Sektor forschen. Bedrohlich wird dieser Umstand nicht nur durch die Tatsache an sich, sondern auch aus dem Grund, dass nach dem Zusammenbruch des Ostblocks und anhaltend instabilen Machtverhältnissen im Nahen Osten biologische Anschläge durchaus möglich und machbar erscheinen, zumal die Kosten für eine biologische Bombe etwa um den Faktor 104 einer normalen bzw. um den Faktor 103 unter dem einer herkömmlichen Atomwaffe liegen. Außerdem sind viele der biologischen »Zutaten« bei relativ geringem Aufwand leicht zu erhalten. Die tödliche Potenz biologischer Waffen kann folgendermaßen verdeutlicht werden: Bei einer Wasserstoffbombe mit einer Sprengkraft von einer Kilotonne TNT muss mit 600.000 bis 1 Millionen Toten gerechnet werden. Dieselbe Anzahl Toter ist bei entsprechender Windkonstellation über einem Ballungsgebiet mit etwa 100 kg Anthraxsporen ebenfalls zu erreichen. Jedoch kann nicht jeder Erreger beliebig als Waffe eingesetzt werden. Dazu muss er drei wichtige Kriterien erfüllen: einfache Herstellbarkeit, Stabilität und Letalität.

– 526

Historisches

Nicht erst seit den Milzbrandattacken vom Herbst 2001 in den Vereinigten Staaten weiß man, dass bioterroristische Anschläge Wirklichkeit werden können. Die Geschichte des Einsatzes von Biowaffen ist fast so alt wie die Geschichte der Kriegsführung. Die ersten urkundlich erwähnten Fälle eines Einsatzes von Biowaffen gehen zurück auf die Belagerung der Stadt Kaffa am schwarzen Meer 1346 durch die Tataren (Ingelsby et al. 2000), bei der die Belagerer die Stadt nicht erobern konnten, bis in ihren Reihen die Pest ausbrach. Sie schleuderten kurzerhand die Pesttoten mit Katapulten über die Stadtmauern, sodass innerhalb der Festung auch unter den Belagerten die Pest ausbrach. Angeblich sollen aus der belagerten Stadt entkommene venezianische Kaufleute die Pest dann nach Europa gebracht haben und die großen Pestepidemien in Europa hervorgerufen haben. Die nächsten wissentlichen Fälle eines Einsatzes von biologischen Waffen haben während der Indianer- bzw. der Befreiungskriege in Nordamerika 1754 bis 1767 stattgefunden. Die Engländer schenkten den mit den Franzosen verbündeten Indianern Decken aus Pockenhospitälern; erwartungsgemäß führte dies bei den feindlichen Indianerstämmen zu Pockenepidemien, bei denen angeblich mehr als die Hälfte der Indianer starben. Mit zunehmenden Fortschritten der modernen Kriegsführung kam es auch immer mehr zu gezielten Forschungen im Bereich von biologischen Waffen. Die japanischen kaiserlichen Truppen setzten 1940 in der Mandschurei Bomben

521

46.2 · Risikoklassifikation

ein, die mit pestinfizierten Flöhen beladen waren (McGovern u. Friedländer 1997). Dieser Einsatz wurde jedoch abgebrochen, da er in den Augen der japanischen Invasionskräfte nicht den erwünschten Erfolg brachte. Aber auch die Alliierten erprobten biologische Waffen. So verseuchten die Engländer in Nordschottland die Insel Gruinard auf Jahre, nachdem dort an Schafherden Milzbrandbomben ausprobiert wurden. Noch 36 Jahre nach den letzten Versuchen konnten dort infektiöse Sporen gefunden werden. Auch im nichtkriegerischen Umfeld kam es zum Einsatz von Biowaffen. Im Jahr 1984 setzte die Bhagwhan-Sekte in Oregon bei Fastfoodrestaurants Salmonellen ein, mit denen die Salatbuffets kontaminiert wurden. Der Zweck war, eine anstehende Lokalwahl zugunsten der Sekte zu beeinflussen. Weiterhin kam es 1993 zum Versuch der Anthraxfreisetzung durch die Aum-Shinrikyo-Sekte in Japan, der jedoch keinerlei Todesopfer forderte und aufgrund der Ineffektivität der Freisetzung abgebrochen wurde (Keim et al. 2001).

46.2

Risikoklassifikation

Seit einiger Zeit beschäftigen sich einzelne Nationalstaaten, aber auch überstaatliche Organisationen mit der Abwehr von Angriffen mit biologischen Waffen, ob nun aus militärischer oder auch aus terroristischer Sicht. Insbesondere in den Vereinigten Staaten sind nicht erst seit den Milzbrandanschlägen im Jahre 2001 von Seiten der amerikanischen Gesundheitsbehörde CDC Anstrengungen unternommen worden, biologische Erreger in Risikoklassen bezüglich ihrer Nutzbarkeit als biologische Waffen einzuteilen. Um die Klassifikation übersichtlich zu machen, haben die CDC insgesamt 3 Gefahrenkategorien eingeführt:

Kategorie A: Das biologische Agens stellt ein extrem hohes Risiko für die nationale Sicherheit dar, da es leicht freigesetzt werden kann oder hoch infektiös ist und sich daher leicht ausbreitet, hohe Letalitätsraten aufweisen kann und die Gefahr von schwerwiegenden Folgen für die öffentliche Gesundheit in sich birgt, zusätzlich Panik und soziale Unruhen ausgelöst werden können und besondere Vorbereitungen seitens der Gesundheitsbehörden erforderlich werden. Zur Kategorie A gehören Anthrax (Bacillus anthracis), Botulismus (Clostridium botulinum Toxin), Pest (Yersinia pestis), Pocken (Variola major), Tularämie (Francisella tularensis) und das sog. virale hämorrhagische Fieber (Erreger z. B. Ebola-, Marburg-, Lassa-Virus etc.). Kategorie B: Das Agens ist gut freizusetzen, hat mittlere Erkrankungs- und niedrige Letalitätsraten. Es erfordert erhöhte Aufmerksamkeit seitens der Gesundheitsbehörden. Zu dieser Kategorie B zählen die CDC die Brucellose, das Epsilontoxin von Clostridium perfringens, Lebensmittelvergiftung (z. B. durch Salmonellen, E. coli), das Q-Fieber (Coxiella burnettii), Typhus, Fleckfieber (Rickettsia prowazekii), virale Enzephalitis, Ricin (Toxin aus Ricinus communis) und verseuchtes Wasser (z. B. durch Cholera) Kategorie C: Darunter fallen all jene Erreger, die zwar als solche nicht besonders pathogen sind, die aber durch genetische Manipulation zu gefährlichen Biowaffen gemacht werden können. In . Tab. 46.1 sind relevante Bioerreger aufgelistet, die teilweise bereits als militärische oder terorristische Waffen eingesetzt wurden.

. Tab. 46.1. Bioterroristisch relevante Erreger und Toxine gemäß CDC Kategorie A

Kategorie B

Kategorie C

Höchstes Gefährdungspotenzial

Geringeres Gefährdungspotenzial

Bislang noch geringes Gefährdungspotenzial

Leichte Ausbringung, hohe Morbidität und Letalität

Relativ leichte Verbreitung, hohe Morbidität, geringe Letalität

Leichte Verfügbarkeit, leichte Produktion und Verbreitung, potenziell hohe Morbidität und Letalität

5 5 5 5 5 5 5

5 5 5 5 5 5 5

5 u. a. Erreger, die in der Zukunft durch evtl. gentechnische Veränderungen potenzielle Biowaffen sein können, z. B. Hanta-Virus, Nipah-Virus

Bacillus anthracis (Milzbrand) Yersinia pestis (Pest) Francisella tularensis (Tularaemie) Variola major (Pocken) Filoviridae (z. B. Ebola, Marburg) Arenaviridae (z. B. Lassa) Clostridium-botulinum-Toxin

5 5 5 5 5

Burkholderia mallei (Rotz) Burkholderia pseudomallei (Malioidose) Brucella spp. (Brucellose) Coxiella burnetii (Q-Fieber) Rickettsia prowazekii (Fleckfieber) Chlamydia psittaci (Psittakose) Nahrungsmittelkontaminanten: z. B. Shigellen, Salmonellen, E. coli O157:H7 Trinkwasserkontaminanten: z. B. Vibrio cholerae, Cryptosporidium parvum Encephalitis verursachende Alphaviren, z. B. Venezuelan equine encephalitis Ricintoxin (Ricinus communis) Epsilontoxin (Clostridium perfringens) Enterotoxin B (S. aureus)

46

522

IV

Kapitel 46 · Bioterrorismus

46.3

Relevante Krankheiten und Erreger

46.3.1

Milzbrand

Wie bereits erwähnt, gab es in der Vergangenheit in Japan Versuche, Milzbrandsporen zu terroristischen Zwecken freizusetzen, die jedoch erfolglos verliefen. Im Jahr 2001 kam es in den Vereinigten Staaten zu einer Reihe von Milzbrandanschlägen mit terroristischem Hintergrund, bei denen Sporen in Briefkuverts verpackt an prominente Persönlichkeiten aus Politik und Showbusiness versandt wurden. Zusätzlich kam es zu unbeabsichtigten Freisetzungen von Milzbrandsporen im Bereich von Postsortierstationen, sodass in diesem Bereich mehrere Menschen ums Leben kamen. Im Umfeld der Anschläge gab es Todesfälle durch Milzbrand bei älteren oder immunsupprimierten Patienten. Neben den insgesamt 5 Todesfällen zählte man 22 infizierte Personen, darunter 11 mit Hautmilzbrand. In der Vergangenheit gab es im Rahmen der großen Biowaffenprogramme während des kalten Krieges auch Unfälle mit Anthraxsporen. So kam es 1977 zur Freisetzung von Milzbrandsporen aufgrund eines Defekts in einer Biowaffenfabrik in Swetlowsk, wobei 64 Anwohner an Milzbrand verstarben (Inglesby et al. 2002). Der Erreger des Milzbrands, Bacillus anthracis, ist ein Bakterium, das in seiner Sporenform am resistentesten ist und Jahre bis Jahrzehnte in dieser Form infektiös bleiben kann. Auch kann es in dieser Form am leichtesten übertragen werden. Die infektiöse Dosis beträgt zwischen 8–50.000 Keime bzw. bis zu 10.000 Keime in der Sporenform. Die Übertragung erfolgt u. a. durch Kontakt mit kranken Tieren oder infektiösem Material und war deshalb bereits früher eine Erkrankung von z. B. Gerbern und Schäfern. Der biowaffenrelevante Übertragungsweg ist die Inhalation von sporenhaltigem Staub, die zu Lungenmilzbrand führt. Daneben kommt es gelegentlich zu Infektionen von Wunden mit sporenhaltigem Staub, wobei es zu Hautmilzbrand kommt. Der Verzehr von infektiösem Fleisch ist extrem selten, führt aber in der Form des sog. Darmmilzbrands in der Regel zum Tode. Es gibt also drei verschiedene Formen (Cieslak et al. 1999): 4 Hautmilzbrand, der 95% der Fälle ausmacht. Bei ihm kommt es zum Eintritt von Bacillus-antracis-Sporen durch die geschädigte Haut; 4 Lungenmilzbrand durch die Inhalation von Milzbrandsporen; 4 Darmmilzbrand, bei dem Bacillus-anthracis-haltige Sporen oder auch infizierte Nahrungsmittel aufgenommen werden. Die Inkubationszeit reicht von wenigen Stunden über 2– 7 Tage bis hin zu 60 Tagen. Bei Hautmilzbrand findet man die sog. Pustula maligna, meistens an den Händen, Unterarmen, am Gesicht und am Hals, wobei der gutartige Verlauf eher lokal und so gut wie ohne Fieber verläuft, während

der bösartige, septische Verlauf mit Fieber, Schüttelfrost, Diarrhöe und Hautblutung mit Schwellung, Kreislaufstörungen und gelegentlicher Meningitis einhergeht, sofern nicht rechtzeitig behandelt wird. > Der Lungenmilzbrand ist gekennzeichnet durch einen plötzlichen Beginn mit Schüttelfrost und hohem Fieber. Das klinische Bild imponiert durch eine atypische schwere Bronchopneumonie mit klassischen Zeichen der Dyspnoe und Zyanose sowie blutigem Auswurf. Dies ist die gefährlichste Form des Milzbrandes und die im Zusammenhang mit Einsatz von Biowaffen relevanteste Form.

Der Darmmilzbrand führt über eine Gastroenteritis mit klassischer Symptomatik zu einem Kreislaufversagen und septischen Schock. Die Diagnose einer Milzbrandinfektion erfolgt durch Kultur und direkte Mikroskopie. Exponierte Personen sollen ausgiebig duschen; ihre Kleidung wird als infektiöse Wäsche behandelt. Eine Postexpositionsprophylaxe ist mit Ciprofloxacin oder Doxycyclin per os möglich, gleichzeitig sollte, sofern vorhanden, eine aktive Immunisierung (0, 2 Wochen, 4 Wochen) durchgeführt werden. Die Chemoprophylaxe sollte bis Ende der aktiven Immunisierung, also mindestens 4 Wochen, gegeben werden. Kann nicht aktiv geimpft werden, sollte die Chemoprophylaxe insgesamt 8 Wochen durchgeführt werden. Bei erkrankten Personen ist die Einhaltung der Standardhygienemaßnahmen erforderlich. Erkrankte sollten isoliert werden; auf eine gute Händedesinfektion muss geachtet werden. Bei der Pflege erkrankter Personen sollten Handschuhe und Schutzkittel getragen werden. Mundschutz und Schutzbrille sind nur beim Absaugen von an Lungenmilzbrand erkrankten (blutiger Auswurf enthält reichlich Milzbrandbazillen!) Patienten notwendig (Friedländer et al. 1993). Wäsche und Abfall der Patienten muss als infektiös entsorgt werden (CDC 1999). In der Folge der Mizbrandanschläge in den USA kam es auch in Deutschland zu einer Reihe von imitierten Anschlägen ohne Milzbrandsporen (Popp et al. 2003). Das Robert Koch-Institut reagierte daraufhin sehr schnell und hat auf seiner Homepage eine Reihe von Empfehlungen zum Vorgehen bei fraglichem oder tatsächlichem Milzbrandkontakt veröffentlicht.

46.3.2

Pest

Die Pest ist zwar nicht mehr die Geisel der Menschheit, doch kommt es immer noch pro Jahr weltweit zu etwa 1500 Pesterkrankungen. Wie bereits erwähnt, eignet sich der Pesterreger durchaus als biologische Waffe. Am gefährlichsten ist seine Verbreitung in aerosolisierter Form. Laut einer Studie der WHO (1999) käme es zu 150.000 Fällen von Lungenpest mit 36.000 Toten, wenn an einem geeigneten Tag 50 kg Pestbakterien über einer 5-Millionen-

523

46.3 · Relevante Krankheiten und Errege

Einwohner-Stadt versprüht würden. Erreger der Pest ist Yersinia pestis, ein gramnegatives, bekapseltes, nicht sporenbildendes Bakterium. Es handelt sich um einen recht anspruchslosen Mikroorganismus. Originär sind wildlebende Nagetiere und deren Flöhe das natürliche Erregerreservoir, jedoch kann auch eine Mensch-zu-Mensch-Übertragung z. B. bei Lungenpest erfolgen. Folgende relevante Infektionswege sind beschrieben: 4 Stiche infizierter Flöhe (Pestausbrüche des Mittelalters), 4 Kontakt mit infizierten Tieren (sehr selten), 4 aerogene Übertragung von Pestbakterien bei Erkrankten mit Lungenpest. Die Aerosolisierung von Pestbakterien im Rahmen bioterroristischer Angriffe erscheint zumindest denkbar. Die Inkubationszeit richtet sich je nach der klinischen Symptomatik und dauert 1–7 Tage. Der Kontagiositätsindex ist außerordentlich hoch. Folgende Symptomatiken können vorkommen: Beulenpest, Lungenpest, Pestsepsis oder auch eine Pharyngitis mit zervikaler Lymphadenitis. Die Beulenpest entsteht durch Stiche infizierter Flöhe. In der Folge kommt es zu infizierten Lymphknotengruppen, die im Rahmen einer Generalisierung einerseits zu einer Pestsepsis andererseits zu einer sekundären Lungenpest führen können. Die Pestsepsis ist die Folge einer fortschreitenden bakteriellen Infektion. Die im Rahmen eines bioterroristischen Anschlags gefährliche Form ist die primäre Lungenpest, die eine Inkubationszeit von 1–4 Tagen hat. Sie beginnt mit plötzlichem Schüttelfrost, Fieber, Kopfschmerzen, myogener Abgeschlagenheit und Schwindel. Pulmonale Zeichen sind Husten und dünnflüssiger, blutiger Auswurf. Thoraxschmerzen und Tachypnoe treten in der Regel am zweiten Tag der Erkrankung auf. Die Klinik kommt zustande durch direkte Inhalation von Yersinia pestis enthaltenden Aerosolen, z. B. bei der Mensch-zu-Mensch-Übertragung oder in aerosolisierter Form. Die Diagnostik beinhaltet die Erregerisolierung aus Kulturen wie Blut, Sputum, Lymphknotenaspirat, Antigennachweis durch Fluoreszensmikroskopie, Nukleinsäurenachweis oder serologische Testung. Da ein hohes Risiko für Laborinfektionen besteht, dürfen die Untersuchungen nur in Laboratorien der Schutzstufe 3 durchgeführt werden (Rakin 2003). Therapien haben gerade bei der Lungenpest nur innerhalb der ersten 24 Stunden einen wesentlichen Einfluss auf die Sterblichkeit. Mittel der Wahl sind Streptomycin und Gentamicin, gegebenenfalls auch Ciprofloxacin. Zur Prävention steht eine präexpositionelle Chemoprophylaxe mit Ciprofloxacin oder Doxycyclin zur Verfügung. Dies sind adäquate Mittel bei Ausbrüchen jedweder Art für Mitarbeiter des medizinischen Dienstes. Zusätzlich können Impfungen angezeigt sein. In den Vereinigten Staaten und in Kanada ist ein Totimpfstoff

zugelassen mit nachgewiesener Wirkung gegen Beulenpest. Die Wiederimpfung ist jedoch nach 6 Monaten erforderlich. In Russland ist zusätzlich ein Lebendimpfstoff zugelassen, jedoch sind beide Impfstofftypen nicht in der Bundesrepublik Deutschland verfügbar. Postexpositionell bestehen keine Möglichkeiten, den Patienten zu impfen. > Wichtigste Maßnahme ist eine frühestmögliche Diagnosestellung und Isolierung, analog einer primären Lungentuberkulose.

Die Isolierung muss mindestens bis 48 Stunden nach Beginn einer laut Resistenztestung durchgeführten effektiven Therapie durchgeführt werden. Bei Transport der Kranken ist es wichtig, die Lüftung der Transportfahrzeuge aufgrund der hohen Gefahr der Aerosolisierung abzuschalten. Eine postexpositionelle Chemoprophylaxe ist insbesondere neben dem Pflegepersonal zusätzlich bei Kontaktpersonen angebracht; sie sollte über 7 Tage durchgeführt werden. Dort stehen auch wieder Ciprofloxacin und Doxycyclin zur Verfügung. Eine Isolation von Kontaktpersonen ist nicht notwendig. Kontaktpersonen, die Husten und Fieber entwickeln, sollten mindestens 10 Tage behandelt werden. Sollte die Chemoprophylaxe verweigert werden, sind die Patienten für 6 Tage zu isolieren (7 auch Infektionsschutzgesetz). Internationale Gesundheitsvorschriften sehen in diesem Fall auch eine Absonderung vor. Wichtig in diesem Zusammenhang ist die Meldepflicht nach § 6 des Infektionsschutzgesetzes. Bei Krankheitsverdacht, Erkrankung und Tod durch Pest sowie bei Verdacht eines epidemiologischen Zusammenhanges bei mehr als zwei Erkrankten ist eine Meldung an das zuständige Gesundheitsamt zu richten. Zusätzlich gibt es laut §7 IfSG eine Nachweispflicht seitens der Laboratorien. Des Weiteren ist die Pest nach § 12 an das Gesundheitsamt zu melden. Bei speziellen Fragen sollte das RKI oder das jeweilige Konsiliarlabor für Yersinia pestis informiert werden.

46.3.3

Pocken

In der Vergangenheit wurden Pocken bereits als biologische Waffe benutzt. Seit 1980 ist das Pockenvirus laut WHO eradiziert. Der letzte Erkrankungsfall trat 1977 in Somalia auf. In der Bundesrepublik Deutschland wird seit Anfang der 70er Jahre nicht mehr routinemäßig gegen Pocken geimpft; der letzte Pockenfall trat in Deutschland 1970 auf. Offiziell existieren nur noch zwei Laboratorien, in Russland und den USA, in denen das Pockenvirus gelagert bzw. mit dem Pockenvirus geforscht wird. Erreger der Pocken ist ein Variolavirus aus der Gruppe der Orthopoxviren. Bei dem Pockenvirus handelt es sich um ein sehr umweltresistentes Virus, das in getrockneter Form über Jahre überlebensfähig ist. In aerosolisierter Form besteht eine Überlebenszeit des Virus von über 24 Stunden. Eine Übertragung erfolgt normalerweise von Mensch zu

46

524

IV

Kapitel 46 · Bioterrorismus

Mensch über eine Tröpfcheninfektion, jedoch kann es auch zu Kontaktübertragungen (Haut-zu-Haut-Übertragung) kommen. Zusätzlich sind Kontaktinfektionen über kontaminierte Wäsche oder den Abfall von Erkrankten möglich. Die wahrscheinlichste Form, das Agens zu bioterroristischen Zwecken zu verbreiten, ist als Aerosol. Eine Übertragung durch infizierte Kontaktpersonen, die mutwillig das Virus z. B. während einer Massenveranstaltung verbreiten, ist eher unwahrscheinlich, da die Ansteckung mit Pocken erst mit Beginn des akuten Krankheitsgeschehens möglich wird. Die Inkubationszeit beträgt im Durchschnitt 12–14 Tage, mit einer Streuung von 7–19 Tagen. Die Ansteckungsfähigkeit beginnt mit Auftreten des Fiebers und besteht solange der Ausschlag vorhanden ist. Die höchste Ansteckungsgefahr besteht innerhalb der ersten Krankheitswoche. Die Krankheit beginnt mit unspezifischen Krankheitserscheinungen wie Kopf-, Muskel- und Gliederschmerzen. Nach 2–4 Tagen erscheinen besonders im Gesicht und an den Extremitäten synchron Papeln mit rötlichem Rand, die zu Eiter gefüllten Blasen und verkrusteten Pusteln fortschreiten. Das synchrone Auftreten bildet den Unterschied zur wichtigsten Differenzialdiagnose, den Varizellen, die ursprünglich anfänglich auf den Kopf begrenzt sind und verschiedene Entwicklungsstadien (»Sternenhimmel«) aufzeigen. Zusätzlich treten die Pocken im Gegensatz zu den Varizellen auch an den Handinnenflächen und Fußsohlen auf. Bei größeren Epidemien ist mit einer Letalität von bis zu 30% zu rechnen. Die Überlebenden haben meistens starke Narbenbildung im Bereich der Papeln. Neben dem klassischen klinischen Bild konnten fulminante hämorrhagische Verläufe mit kurzer Inkubationszeit und erhöhter Letalität in jedem Lebensalter beobachtet werden. Bei teilimmunen Patienten finden sich mildere, jedoch kontagiöse Verlaufsformen mit hohem Fieber und nur einzelnen Hauteffloreszensen und wesentlich geringerer Letalität (Henderson et al. 1999). Die Diagnostik der Pocken erfolgt aufgrund des klassischen klinischen Bildes unter Ausschluß der Differenzialdiagnosen. Zusätzlich kann der Direktnachweis durch elektronenmikroskopische Schnelldiagnostik erfolgen. Weitere Möglichkeiten bestehen durch PCR-Sequenzierungsanalyse oder Stammbaumanalyse auf molekularbiologischem Weg. Bei genauer Fragestellung kann auch eine Virusanzucht in Hühnerembryonen durchgeführt werden. Die Antikörperbestimmungen sind aufgrund von Kreuzreaktionen mit anderen Orthopoxviren schwierig. Die Therapie ist in erster Linie symptomatisch. Virustatika, die im Laufe der letzten Jahrzehnte entwickelt wurden, sind bisher nicht erprobt. Therapieversuche wurden rein experimentell für den Fall eines Wiederauftretens der Pocken durchgeführt. Bei der Therapie bzw. Impfung steht eine präexpositionelle und eine postexpositionelle Impfung im Vordergrund.

Die präexpositionelle Impfung, die bis Mitte der 70er Jahre in Deutschland angewandt wurde, wurde erneut zugelassen (Thommsen 2003). Aufgrund der im Jahre 2001 in den Vereinigten Staaten erfolgten bioterroristischen Anschläge wurden in der Bundesrepublik eine ausreichende Zahl an Impfdosen bereitgestellt und die Gesundheitsbehörden so geschult, dass die deutsche Bevölkerung innerhalb kürzester Zeit durchgeimpft werden könnte (Kurth u. Glasmacher 2003). In den Vereinigten Staaten wurde sogar medizinisches Personal vorsorglich geimpft. Die postexpositionelle Impfung hat ihre Berechtigung innerhalb von 4 Tagen nach Exposition für alle Kontaktpersonen. Mit der postexpositionellen Impfung kann der Krankheitsverlauf abgeschwächt, verhindert und sogar eine Virusausscheidung vermindert werden. Bei Impfung mit dem Lebendimpfstoff, der bei Postexposition und präexpositioneller Impfung derselbe ist, gelten die bisher bekannten Kontraindikationen, wie Immunsuppression, Schwangerschaft und atopisches Ekzem. Als weitere Kontraindikation ist in den letzten 20 Jahren HIV dazugekommen; bei akuter Fragestellung ist eine Risikoabwägung durchzuführen. Bei Impfkomplikationen kann zusätzlich ein Antivaccinia-Immunglobulin eingesetzt werden, das aber nicht immer verfügbar ist (Bozette et al. 2003). Folgende Maßnahmen werden von den Gesundheitsbehörden bei Auftreten von Pockeninfektionen aus hygienischer Sicht empfohlen: 4 Absonderung der betroffenen Personen in besonderen Einrichtungen; zusätzlich unterliegen laut Infektionsschutzgesetz nach Anordnung des Gesundheitsamt direkte Kontaktpersonen einer Quarantäne. 4 Die Isolierung sollte in einem Raum mit Unterdruckklimatisierung erfolgen (wenn vorhanden), zusätzlich sollte darauf geachtet werden, die Betroffenen nur nach genauer Risikoabwägung zu transportieren. 4 Bei Auftreten von Pockenfällen müssen Einsatz- und medizinisches Personal sich adäquat schützen mit FFP3-Masken, Handschuhen, Schutzoverall, Kopfbedeckung und Überschuhen und Brille (ähnliche Schutzmaßnahmen wie bei hämorrhagischem Fieber). 4 Bei der Desinfektion ist darauf zu achten, dass alle Oberflächen und Gegenstände als potenziell kontaminiert angesehen werden müssen und geeignete Desinfektionsmittel verwendet werden (RKI-Liste). 4 Bei lokal begrenztem Wiederauftreten von Pockenerkrankungen, z. B. als Folge einer terroristischen Freisetzung, ist es wichtig, Bevölkerungsbewegungen in den betroffenen Gebieten einzuschränken. Zusätzlich sollte für die betroffenen Gebiete ein absolutes Aufenthaltsverbot für nicht im Einsatz befindliches medizinisches Personal und Einsatzgruppen verfügt werden. Wichtig ist in diesem Fall insbesondere die sog. »Riegelungsimpfung« innerhalb der ersten 4 Tage, um eine Verbreitung von Pockeninfektionen zu einzudämmen.

46.3 · Relevante Krankheiten und Errege

4 In der Vergangenheit geimpfte Personen sollten erneut geimpft werden müssen, da nicht von einer lebenslangen Immunität ausgegangen werden kann (CDC 2003).

46.3.4

Botulismus

Botulinumtoxin wurde bisher nicht als Waffe eingesetzt, obwohl nach dem zweiten Golfkrieg 1991 mehrere hundert Liter davon in militärischen Laboratorien im Irak gefunden wurden. Clostridium botulinum ist ein ubiquitär vorkommendes (Erdreich, Meeresboden) grampositives Bakterium mit der Fähigkeit zur Sporenbildung. Nahrungsmittelinduzierter Botulismus ist am häufigsten, eine Botulinuminhalation ist jedoch ebenfalls möglich. Als bioterroristisches Agens kommt die Übertragung durch toxinhaltige Nahrungsmittel oder durch die Applikation toxinhaltiger Aerosole in Frage. Mit Symptomen ist 12–36 Stunden nach oraler und 24–72 Stunden nach Aerosolexposition zu rechnen. Eine Übertragung von Mensch zu Mensch ist nicht möglich. Spezielle krankenhaushygienische Massnahmen sind daher nicht notwendig. Nach Toxinaufnahme ist als erstes mit gastrointestinalen Symtomen, gefolgt von Sehstörungen sowie symmetrischer kranialer Neuropathie bis hin zu einer symmetrischen absteigenden schlaffen Parese und dann letalen Atemstörungen zu rechnen, sofern keine intensivmedizinische Therapie eingeleitet wird. Therapeutische Optionen bestehen in einer begleitenden symptomatischen Therapie. Zusätzlich steht eine Prophylaxe bzw. postexpositionelle Impfung mit trivalentem Botulinumantitoxin zur Verfügung. Routinemäßige Impfungen werden nicht empfohlen und sind dem Militärpersonal vorbehalten (Klee et al. 2003).

46.3.5

Tularämie

Bei der Tularämie, der sog. Hasenpest, ist der Erreger ein gramnegatives Bakterium, Francisella tularensis. Tularämie kommt in der gesamten nördlichen Hemisphäre vor. Betroffen ist häufig die ländliche Bevölkerung. Es sind jedoch auch Infektionen über infizierte Nahrungsmittel, Trinkwasser und bei der Verarbeitung von Wildfleisch und landwirtschaftlichen Produkten möglich. Francisella tularensis wird in verschiedenen kleinen Säugern (Hasen, Kaninchen, Mäuse, Ratten, Eichhörnchen), aber auch in der Umwelt (Wasser, Erde) gefunden. Die Tiere infizieren sich entweder durch Kontakt mit kontaminierter Umgebung oder durch blutsaugende Parasiten. Francisella tularensis ist ein hochkontagiöser Erreger. Infektionsmöglichkeiten bestehen über 4 Haut- oder Schleimhautkontakt mit infektiösem Material,

525

4 Verzehr von nicht ausreichend erhitztem, kontaminiertem Fleisch (Hasen), 4 Aufnahme von kontaminiertem Wasser oder anderen kontaminierten Lebensmitteln, 4 Inhalation von infektiösem Staub (aus Erde, Stroh oder Heu), 4 Kontakt mit kontaminierten blutsaugenden Parasiten (Zecken, Mücken, Fliegen). Laborinfektionen können beim Umgang mit den Erregern oder bei der Inhalation von erregerhaltigem Aerosol auftreten. Eine Mensch-zu-Mensch Übertragung ist nicht bekannt. Die Inkubationszeit beträgt, abhängig von der Infektionsdosis, dem Infektionsweg und von der Virulenz des Erregerstammes, in der Regel 3–5 Tage (Spannbreite 1– 21 Tage). Neben Allgemeinsymptomen wie Fieber, Unwohlsein, Muskelschmerz kann das klinische Bild bei Tularämie sehr vielfältig sein. In Abhängigkeit von der Eintrittspforte, der Virulenz der Erreger und der Infektionsdosis können mehrere Formen auftreten. Relevant als biologische Waffe sind die intestinale Form mit Bauchschmerzen, Durchfall und Erbrechen, die pulmonale Form, mit primärer Erkrankung von Lunge und Pleura sowie die typhoidale Form, die als primär fieberhafte Erkrankung mit nachfolgender Sepsis auftritt. Die Inhalation des Erregers führt zu einer pulmonalen Manifestation (z. B. Lungenentzündung) oder zu einem septischen, typhusähnlichen Krankheitsbild (Letalität unbehandelt 30–60%). Bei rechtzeitiger Therapie gibt es kaum Todesfälle. Da es sich um einen hochinfektiösen Erreger handelt, sollte die Diagnostik (PCR, ELISA) in Speziallaboratorien (BSL 3) durchgeführt werden. Auch ein serologischer Nachweis ist möglich. Da Stämme von Francisella tularensis mit Antibiotikaresistenzen beschrieben sind, sollte eine Resistenztestung der angezüchteten Erreger durchgeführt werden. Die Therapie kann mit Streptomycin, Gentamicin, Doxycyclin, Ciprofloxacin erfolgen. Ein attenuierter Lebendimpfstoff existiert (USA, GUS), ist in Deutschland aber derzeit nicht verfügbar. Eine medikamentöse Prophylaxe nach wahrscheinlicher Exposition sollte rasch (möglichst innerhalb von 24 Stunden nach Exposition) mit Doxycyclin oder Ciprofloxacin für 14 Tage begonnen werden. Falls eine mögliche Exposition erst nach Auftreten von Krankheitsfällen in Betracht gezogen wird, sollten alle mutmaßlich Exponierten ein Fiebermonitoring für 21 Tage (nach der vermuteten Exposition) durchführen. Diejenigen, die in diesem Zeitraum eine grippeähnliche Erkrankung oder Fieber entwickeln, sollten wie oben beschrieben therapiert werden. Bei der Behandlung von Tularämiepatienten ist eine Isolierung der Patienten nicht notwendig. Bei der Pflege sind die Standardhygienemaßnahmen ausreichend (Dennis 2001).

46

526

Kapitel 46 · Bioterrorismus

46.3.6

IV

Virales hämorrhagisches Fiebers

In der Vergangenheit haben sowohl die USA als auch die ehemalige UDSSR Programme zur Herstellung von waffenfähigen Erregern des viralen hämorrhagischen Fiebers durchgeführt. Die japanische Aum-Shinrikyo-Sekte hat ebenfalls, jedoch erfolglos, versucht, Ebolaviren, einen Erreger des viralen hämorrhagischen Fiebers, freizusetzen. Als virales hämorrhagisches Fieber wird eine durch virale Erreger hervorgerufene klinische Symptomatik mit Fieber und hämorrhagischer Diathese beschrieben. Bei den Erregern handelt es sich um eine Spezies der Filoviren, der Arenaviren, der Bunyaviren und der Flaviviren. Die Erreger zeichnen sich durch eine hohe Kontagiosität und Letalität für den Menschen (je nach Erreger) aus. Die Übertragung auf den Menschen erfolgt in der Regel durch tierische Vektoren. Die Übertragung von Mensch zu Mensch ist bei engem Kontakt möglich, eine respiratorische Übertragung kann nicht ausgeschlossen werden. Die genauen Übertragungswege, klinischen Verläufe und die Letalität variieren je nach Erreger, einheitlich ist jedoch bei allen das Auftreten eines sog. hämorrhagischen Fiebers. Im Zusammenhang mit der hohen Kontagiösität müssen die jeweiligen Falldefinitionen zu Rate gezogen werden. Eine Labordiagnose ist in Speziallaboratorien möglich, z. B. im Bernhard-Nocht-Institut in Hamburg (Pauli u. Ellerbrock 2003). Behilflich bei fraglichen Fällen sind auch die in der Bundesrepublik eingerichteten Kompetenzzentren. Falls es zum Auftreten eines viralen hämorrhagischen Fiebers kommt, sollten Patienten in Einzelzimmern in einem Stationsbereich ohne Durchgangsverkehr (wenn vorhanden Zimmer mit Schleuse; wenn mit Klimaanlage: zweifacher Unterdruck im Zimmer, einfacher Unterdruck in Schleuse) isoliert werden. Bei der Pflege der Patienten müssen langärmeliger Schutzkittel, wasserdichte Schürze oder flüssigkeitsdichte Einmalschutzanzüge und Hauben getragen werden. Zusätzlich müssen desinfizierbare Schuhe, Mund-Nasen-Schutz (FFP3-Filter), Schutzbrille oder wieder verwendbare Respiratorhauben mit HEPA-Filterung (Luftfilter mit maximaler Effizienz) verwendet werden. Die Schutzkleidung und das Instrumentarium muss in der Schleuse oder vor/neben dem Zimmer gelagert werden. Die Personenkontakte müssen minimiert werden. Diesem Bereich sollte spezielles Personal zugeordnet werden. Ebenfalls sollte zusätzlich ein externes Behandlungsteam für die Versorgung des internen Behandlungsteams gebildet werden. Invasive Eingriffe und die Labordiagnostik müssen sich auf das wirklich Notwendige beschränken. Weitergehende Diagnostik sollte in enger Abstimmung mit den Gesundheitsbehörden unter strengen Sicherheitsvorkehrungen durchgeführt werden. Eine hygienische Händedesinfektion muss nach jedem Wechseln bzw. Ausziehen von Handschuhen erfolgen. Täg-

lich ist eine Flächenwischdesinfektion aller horizontalen Flächen im Isolationsbereich durchzuführen. Alle Materialien und Instrumente (auch Geschirr etc.) sind innerhalb des Isolationsbereiches ebenfalls zu desinfizieren. Falls nur wenige Patienten betroffen sind, sollten sie zur besseren medizinischen Versorgung in eines der eingerichteten Kompentenzzentren verlegt werden (Borio et al. 2002).

46.3.7

Ricin

Ein bereits vom bulgarischen Geheimdienst bei der Ermordung eines in London lebenden Dissidenten eingesetztes Gift ist Ricin, das Gift der Rizinuspflanze. Es wirkt als Proteinsynthesehemmer. Eine Aufnahme ist per inhalationem, perkutan oder durch Ingestion möglich. Die Klinik der akuten Ricinvergiftung äußert sich in Müdigkeit, Fieber, Husten, Lungenödem ca. 18 Stunden nach Inhalation. Ohne akute intensivmedizinische Therapie endet sie mit zunehmender respiratorischer Insuffizienz und Tod innerhalb von 36–72 Stunden. Die Diagnosestellung bei Ricinvergiftungen ist äußerst schwierig, sie kann nach Auftreten mehrerer Fälle durch gezielte ELISA-Tests gestellt werden. Die Therapie der Ricinvergiftung beschränkt sich auf intensivmedizinische Beatmungstherapie, Therapie des Lungenödems und ggf. gastrointestinale Dekontamination. Präventiv muss mit FFP2-Masken gearbeitet werden. Eine Inaktivierung des Toxins erreicht man mit 0,1%iger Hypochloritlösung, alternativ Wasser und Seife für Haut und Oberflächen.

46.4

Allgemeine Vorbereitungen auf bioterroristische Anschläge

> Da bioterroristische Anschläge in der heutigen Zeit nicht mehr auszuschließen sind, müssen medizinische Einrichtungen im Rahmen eines Notfallplanes darauf vorbereitet sein.

Notfallpläne der einzelnen medizinischen Einrichtungen sollten mit den lokalen und staatlichen Gesundheitsbehörden abgestimmt werden (English et al. 1999). Folgende Punkte müssen geklärt und in den Notfallplänen festgehalten werden: 4 Wo werden die Patienten isoliert? 4 Wie werden Patienten untergebracht und gepflegt? 4 Wie ist der Patiententransport organisiert? Zusätzlich muss geklärt werden, wie und mit welchen Mitteln die betroffenen Bereiche und Medizinprodukte gereinigt, desinfiziert und sterilisiert werden, des Weiteren, welche Patientengruppen wie entlassen werden (z. B. nach Postexpositionsprophylaxe). Ebenfalls muss ein Verfahrensablauf zum Vorgehen mit Verstorbenen festgelegt sein.

527 Literatur

Unter den getroffenen Maßnahmen kommt dem postexpositionellen Management die größte Bedeutung zu. Es muss dezidiert festgelegt werden, wie Patienten und Umgebung dekontaminiert werden. Auch sollten genaue Informationen über eine mögliche Prophylaxe und deren Beschaffung zur Verfügung gestellt werden. Der Anfall einer großen Zahl von Betroffenen erfordert zudem eine Triage. Um diese einzuleiten, müssen zuvor bei Personal, Patienten und Öffentlichkeit zusätzlich die psychologischen Aspekte des Bioterrorismus abgeschätzt werden.

Epidemiologische Hinweise auf einen bioterroristischen Anschlag (US Army Handbook 2004) 5 Viele unerklärte Krankheits- und Todesfälle 5 Schwerer verlaufende Krankheitsbilder, als man dies für einen bestimmten Erreger erwarten würde, bzw. ausbleibender Behandlungserfolg 5 Ungewöhnliche Erkrankungsfälle in Bezug auf Jahreszeit oder Region 5 Auftreten von Erkranklungen, die durch nicht heimische Vektoren übertragen werden 5 Multiple Ausbrüche verschiedener Erkrankungen 5 Einzelne Erkrankungen durch ungewöhnliche Erreger 5 Erkrankungen, die für bestimmte Altergruppen ungewöhnlich sind 5 Erreger mit ungewöhnlichen Resistenzmustern und Stämmen 5 Ähnliche Stämme, die aus unterschiedlichen Quellen zu unterschiedlichen Zeiten stammen 5 Höhere Erkrankungsraten bei Personen, die speziellen Expositionen ausgesetzt waren (z. B. Klimaanlagen) 5 Ausbrüche gleicher Erreger in unterschiedlichen Regionen 5 Auftreten von Zoonosen

Sämtliche Präventivmaßnahmen können nur zum Teil, je nach Erreger, festgelegt werden. Jedes Krankenhaus sollte im Rahmen eines Ausbruchs-/Katastrophenplans den Kreis der Beteiligten und der Abläufe schematisch festlegen, sodass im Falle eines bioterroristischen Anschlags die Information, wesentliche Ansprechpartner und Abläufe wie Isolation, Therapie und Diagnostik automatisch in Gang gesetzt werden. Neben der logistischen Vorbereitung auf bioterroristische Anschläge ist die Erkennung eines Anschlags von entscheidender Bedeutung. Dazu bedarf es der Schulung der betreffenden Mitarbeiter, die Hinweise auf bioterroristische Aktivitäten deuten könnten. Es sollte immer auf ungewöhnliche Erkrankungsfälle geachtet werden, zusätzlich ist eine große Anzahl gleichartiger Erkrankungsfälle sowie eine große Anzahl unerklärlicher Erkrankungs-

oder Todesfälle, ebenso eine höhere Morbidität und Letalität bekannter Erkrankungen höchst verdächtig. Auch sind Erkrankungen bei Menschen ohne Kontakt zu Klimaanlagen ebenso wie andere epidemiologische Auffälligkeiten ein Hinweis auf bioterroristische Aktivitäten.

46.5

Ausblick

Momentan kann das tatsächliche Risiko bioterroristischer Anschläge schwer abgeschätzt werden. Es hängt stark von der Möglichkeit ab, Erreger in größeren Mengen einem großen Personenkreis zu applizieren. Ob und in welchem Maße dies gelingt, ist schwer zu sagen. Die amerikanischen Milzbrandanschläge haben allerdings gezeigt, dass sich Ergebnisse wie die Verunsicherung der Bevölkerung und großer wirtschaftlicher Schaden leicht erreichen lassen, selbst wenn keine großen gesundheitlichen Gefahren für die Bevölkerung aus den Anschlägen entstehen. Die entscheidende Gegenwaffe zur Abwehr bioterroristischer Attacken und zur Beruhigung der Bevölkerung besteht in einer offenen Informationspolitik von Seiten der Gesundheitsbehörden sowie in der Bereitstellung ausreichender Notfallpläne von Seiten der medizinischen Einrichtungen, um im Ernstfall schnell und zielgerichtet reagieren zu können.

Literatur Borio L, Ingelsbury TV, Peters CJ et al. (2002) Hemorrhagic fever viruses as biological weapons. Bioterrorism. JAMA: 191–214 Bozzette S, Boer R, Bhatnagar V et al. (2003) A model for a smallpoxvacccination policy. N Engl J Med 348: 416–425 CDC (1999) Centers for Disease Control and Prevention: Bioterrorism alleging use of anthrax and interim guidelines for management – United States. MMWR 48: 69–74 CDC (2003) Centers for Disease Control and Prevention, http://www. btcdc.gov/Agent/Smallpox/smallpox.asp Cieslak TJ et al. (1999) Clinical and epidemiologic principles of anthrax. Emerg Infect Dis 5: 552–555 Dennis D et al. (2001) Tularemia as a biological weapon. JAMA 285: 2763–2773 English J et al. (1999) Bioterrorism readiness plan: a template for healthcare facilities. www.cdc.gov Friedlander AM et al. (1993) Postexposure prophylaxis against experimental inhalation anthrax. J Infect Dis 167: 1239–1242 Henderson DA, Ingelsby TV, Bartlett JG et al. (1999) Smallpox as a biological weapon. Medical and public health management. JAMA: 281: No22: 2127–2137 Ingelsby et al. (2000) Plague as a biological weapon. Medical and public health management. JAMA 283: 2281–2290 Ingelsby TV, O’Toole T, Henderson DA et al. (2002) Anthrax as a biological weapon. JAMA 283: 2263–2252 Keim P, Smith K, Keys C et al. (2001) Molecular investigation of the Aum Shinirikyo anthrax release in Kameido, Japan. J Clin Microbiol 39: 4566–4567 Klee SR, Jacob D, Nattermann H, Appel B (2003) Bioterroristisch relevante Erreger. Bundesgesundheitsblatt 46: 935–948

46

528

IV

Kapitel 46 · Bioterrorismus

Kurth R, Glasmacher S (2003) Optimismus ist kein Ersatz für die notwendige Vorbereitung. Über die Vorsorge vor bioterroristischen Anschlägen. Impfdialog 1: 7–12 Mc Govern T, Friedlander A (1997) Plague. In: Textbook of Military Medicine, Medical Aspects of Chemical an Biological Warfare. Office of the Surgeon General 23: 479–502 Pauli G, Ellerbrock H (2003) Diagnostik von Proben bei vermuteten bioterroristischen Anschlägen. Bundesgesundheitsblatt 46: 976–983 Popp W, Lembeck T, Werfel U et al. (2003) Erfahrungen aus den Milzbrandeinsätzen in den Jahren 2001 und 2003 in der Stadt Essen. Gesundheitswesen 64: 321–326 Rakin A (2003) Yersinia pestis. Bundesgesundheitsblatt 46: 949–955 Thommsen R (2003) Pocken als bioterroristische Bedrohung. Bundesgesundheitsblatt 46: 965–975 US Army Handbook (2004) US Army Medical Research Institute of Infectious Disease: US AMRIID’S Medical Management of Biological Casualties Handbook (Blue Book). http://www.usamriid.army.mil/ education/bluebook.htm WHO (1999) Human plague in 1997. Weekly Epidemiological Record 41: 340–344

Sachverzeichnis

530

Sachverzeichnis

α-Fehler 24 β-Fehler 24

A Abfall 261, 266 – Arbeitsschutz 262 – Arzneimittel 268 – Betriebsbeauftragte 272 – Blut 263 – infektiöser 264 – krankenhausspezifischer 266 – mikrobiologische Kulturen 264 – Zytostatika 268 Abfallschlüssel 266ff Abfallschlüsselnummer 262, 266ff Abformmaterial 430 – Desinfektionsmittel 430 Abklatschuntersuchung 14, 234 Absauganlage 428 Absaugen 52, 55ff, 59 Absaugsystem 421 Abwasser 263, 273 – Antibiotika 275 – Behandlung 289 – Desinfektionsmittel 274 – Medikamente 274 – Zytostatika 275 Acinetobacter 51, 108ff – Hautlokalisation 109 – Letalität 110 – nosokomiale Pneumonien 110 – Risikofaktoren 111 – Umweltpersistenz 111 Adenoviren 90, 94, 168, 416 Aerogene 100 Aerogene Infektionen 165 – Zusatzmaßnahmen 165 Aerosol 27, 94, 100 Aids 67, 203, 382 Airborne transmission 99 Aktive Befeuchtung 355 Akupunktur 516 – sterile Einmalnadeln 517 Aldehyde 152 Alkalische Reinigung 159 Alkohol 153 Allgemeinstation, Reinigungs- und Desinfektionsplan 318 Alten- und Pflegeheim 511 – Bewohner 511 – Isolierungsmaßnahmen 512

– methicillinresistenter Staphylococcus aureus (MRSA) 511 – Standardhygiene 512 Alter 510 Amalgamabscheider 428 Amalgamreste 269, 431 AMBU-KISS 67f, 126, 341 Ambulantes Operieren 340, 506 – Instrumentenaufbereitung 507 – Operationsraum 507 Amnioninfektionssyndrom (AIS) 378 Amöben 109 Anästhesiepersonal 336 Andersen-Sampler 227 Angiographien 444 Anodische Oxidation 229 Antazida 53 Anthrax (7 Bacillus anthracis) 521 Anthrax, Anschlag 522 Antibakterielle Zusätze 253 Antibiotika 54, 172, 175 Antibiotikaprophylaxe 45, 54, 74 – Resistenzentwicklung 74 Antibiotikaresistenzen 45 Antibiotika-Selektionsdruck 184 Antibiotikatageskosten 299 Antiseptische Körperwaschung 180 Anwärmgerät 459 AOLC-Test 81 AOX-Wert 275 Apothekenbetriebsordnung 449 Aqua ad injectabilia 451 Aqua purificata 451 Aquatische Umwelt 287 – Hormone 289 Arbeitskleidung 314 Arbeitsmedizinische Vorsorge 199 Arbeitsschutz 6, 152f, 198 – Abfall 262 – Infektionsgefährdung 210 – Jugendliche 210 – Safetysysteme 214 – Tuberkulose 205 Arbeitsschutzhinweise 211 Arithmetischer Mittelwert 30 Arterielle Katheter 82 Arteriovenöser Shunt 392 Arvoparcin 180 Arzneimittel 285, 449 – Autoklavierung 453 – Metabolisierung 286 – Persistenz 287 – Produktionsbereich 449 – Qualitätssicherung 449 – Rohstoff 450

– sterile Produkte 452 – Sterilfiltration 453 – Sterilisation 453 – Umweltverträglichkeit 286 – unsterile Produkte 451 – Wasser 450 – Wasserqualität 451 – Wirkstoffe 286f Arzneimittelkategorie 239 ASA-Score 65 Aspergillose 100, 103ff, 122, 127 – Bauarbeiten 103 – nosokomiale 103, 105 – Prävention 105 – Renovierungsmaßnahmen 103 Aspergillusarten 102 Aspergilluspneumonie 404 Aspiration 51, 53, 59, 113 A-Streptokokken (GAS) 169, 376, 378 A-Streptokokken, GAS-Träger 379 Atemschutzmaske 192, 205, 313 – Dichtsitz 206 – FFP: Filtering Facepiece Particle 313 – Nutzungsdauer 206 Attributable mortality 32 Atypische Mykobakterien 239 Aufbereitung 141, 153 – OP-Abteilung 153 Aufklärungspflicht 11 Auftauflüssigkeit 482 Aufwachraum 337, 355 Augeninfektion 135 – nosokomiale (7 nosokomiale Augeninfektion) – postoperative (7 postoperative Augeninfektion) Augenmedikamente 416 Ausbruch 6, 21, 31 – Outbreak-Database 31 Ausgleichzeit 144 Ausscheider 95

B Bacillus anthracis 521 Bacillus cereus 478 Bacillus stearothermophilus 146f, 150, 246 Badewasser 242 – Indikatorkeime 243 Bakteriämie 110 Bakterien 26 Bakteriendichte Filter 113

531 Sachverzeichnis

Bakteriendichte Wasserfilter 404 Bakterienruhr 92 Bakteriurie 37, 44, 132 Bauchtücher 490 Baulich-funktionelle Maßnahmen 291 – Kohortenstudien 292 Baumaßnahmen 104, 106 Baustelle (7 Umbaumaßnahmen) 296 BCG-Impfung 383 Beatmung, nichtinvasive 54 Beatmungsgerät 55, 355 Beatmungsschläuche 55, 58 – Wechselintervalle 55 Beatmungszubehör 113 Befeuchter 110 Behandlungsfehler 8 Beladen 156 Beleuchtung 279 Benzalkoniumchlorid 109 Bereichskleidung 314 Berufsgenossenschaft 198 Berufsgenossenschaftliche Vorschriften (BGV) 200 Berufskrankheit 215 – Hauterkrankungen 216 – Meldepflicht 216 Beschaffung 273 – Ökologie 273 Besteck 317 Besucher 315 Betriebsanweisung 211 Betriebsarzt 199, 215 Bettenaufbereitung 316 – Hygienestandard 321 Bettenzentrale 295 Bettgestell 316 Bettwäsche 317 Beulenpest 523 Bewegungsbäder 243, 471 – Desinfektion 471 – Reinigung 471 Bezugwechselverfahren 257 Bias 25 Bikarbonat 390 Bindehautdesinfektion 417 Bioakkumulation 287 Biofilm 80, 113 Bioindikator 146f, 149f Biokonzentration 287 Biologische Abbaubarkeit 252, 287 Biologische Waffen 521 – epidemiologische Hinweise 527 – Notfallplan 526 – Präventivmaßnahmen 527 – Gefahrenkategorien 521

Biopsiezangen 437 Biostoffverordnung 10, 172, 198 – Risikogruppen 198 BiostoffVO (7 Biostoffverordnung) Blasenkatheter 45 Blasenspülungen 44 Blasentraining 44 Blasenverweilkatheter 46 Blauer Engel 251 Blepharitis 414 Blitzsterilisation 144 Bloodstream infection (BSI) 80 Blumenerde 103 Blutegel 518 Blutkultur 81, 85 Blutprodukt 457 – Transport 459 Blutspende 457 – Hygienestandard 458 – Punktion 458 – Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen 458 Bluttransfusion 457 Bodenbelag 260, 293 Bohrerbad 429 Bordella pertussis 207 Botulismus (7 Clostridium botulinum) 521 Bowie-Dick-Test 145 Brauseköpfe (7 Duschköpfe) 113 Breitspektrum-Betalaktamasen 183 Bronchitis 132 Bronchoalveoläre Lavage 49 Bronchoskopie 433f Brucellose 167 BSE (bovine spongioforme Enzephalopathie) 158 Bunyavirusinfektion 165

C Campylobacter 92 Campylobacter jejuni/coli 478 Candidose 405 Candidurie 39 CAPD 395 Carbapeneme 112 Carrier 109, 199, 214 Catheter-associated BSI 80 Catheter-related BSI 80 CDC (7 Centers for Disease Control and Prevention) CDC-Definitionen 130

CDC-Definitionen für nosokomiale Infektionen 122 Centers for Disease Control and Prevention (CDC) 6, 49, 57, 72 Cephalosporine 74, 90, 184 Chargendokumentation 146f Chargenkontrolle 145 Charière (Charr) 40 Chemikalienabfall 266 Chemikaliengesetz 248 Chemische Desinfektion 151 – Nachteile 152 Chemotherapie 402 Chirurgie 63 Chirurgische Händedesinfektion 73 Chirurgische Technik 336 Chlamydien 169 Chlamydienkonjunktivitis 383 Chlor 113, 254 Chlordioxid 113 Chlorhexidin 85, 109, 334 Cholera 167 Chorioamnionitis 378 CJK (7 Creutzfeldt-Jakob-Krankheit) Clindamycin 90 Clipper 333 Clostridium botulinum 477, 521, 525 Clostridium difficile 89ff, 168 – Antibiotikatherapie 90 – Sporen 91 – Therapie 91 – Umgebungskontamination 91 CMR-Arzneimittel 268, 289 CO2-Emission 277 Comité Européen de Normalisation (CEN) 8 Compliance 86 – Händedesinfektion 350 – Personal 349 Computertastatur 446 Confounder 26 Contact precaution 185 Contracting 280 Coxackie-Virus 168 CPAP-Masken 54 Credé-Prophylaxe 382 Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (CJK) 158f, 167 – Aufbereitung 159 – Endoskope 159 – Exposition 159 – Gastroskope 159 – iatrogene Übertragung 158 – Koloskope 159 – Risikoeingriffe 158

A–C

532

Sachverzeichnis

Creutzfeldt-Jakob-Krankheit, neue Variante (vCJK) 158ff, 423 – Aufbereitung 159f – Endoskope 159 – Exposition 159 – Gastroskope 159 – Koloskope 159 – Risikoeingriffe 158 Critical appraisals 291 Cross-over-Studie 23 Cryptosporidium 95

D Dakrozystitis 414 Dampfbefeuchter 220 Dampfdurchdringungstest 145 Dampfsterilisation 144, 159 – Fehler 144 – Haltezeit 145 – Indikatoren 145 – mikrobiologische Überprüfung 146 – Überprüfung 145 – Validierung 146 Darmmilzbrand 522 Dauerkatheter 40 Dekolonisierung 180 Dekontamination 155f Dekubitalulkus 138 Denguefieber 165 Dentaleinheit 429 Desinfektion 10, 150, 156, 435 – chemische (7 chemische Desinfektion) – Haltezeit 150 – Instrumenten- 150 – Mikrowellenbestrahlung 153 – Temperatur 150 – thermische 150 – UV-Bestrahlung 153 Desinfektionsmittel, Dosierhilfe 256 – viruswirksames 97 Desinfektionswirkstoff 254 Desinfektor 15 Deutsches Institut für Normung (DIN) 8 Device-Anwendungsraten 82, 125 Deviceassoziierte Infektionen 30 Device-KISS 125 Devices 28, 124 Diabetes mellitus 59, 63, 114 Diagnostik 122 Dialysat 239, 389

Dialysatkreislauf 389 Dialysator 389 – Wiederaufbereitung 391 Dialyse 389 – »gelbe« 394 – Eradikationstherapie 393 – Erreger 392 – HBV-Infektion 394 – HCV-infizierte Patienten 394 – Hepatitis 393 – HIV 394 – Hygienemaßnahmen 396 – Immunisierung 395 – Katheter 393 – mikrobiologische Untersuchungen 391 – Nasenabstrich 393 – Personalschutz 395 – Übertragungswege viraler Infektionen 394 Dialysegerät 391 – Aufbereitung 391 Dialysierflüssigkeit 239 Dialysis Unit Precautions 394, 396 Diarrhöe 88 Differenzdruck 227 Diphtherie 167 Dokumentationspflicht 174 Dosiergerät 256 Drainage 336 Drainagesystem 43, 46 Dreiwegehahn 85, 354 Droplet infection 99 Droplet nuclei 100 Duftstoff 254 Durchfall 91ff Duschen 294, 317 – präoperatives 333 Duschköpfe (7 Brauseköpfe) 115 Duschvorhang 408

E E. casseliflavus 181 E. faecalis 181 E. faecium 151, 181 E. faecium ATCC 6057 245 E. gallinarum 181 Ebola-Fieber 101, 165 Echo-Virus 168 EDTA 254 Effekt 122 EHEC (7 Escherichia coli) 92f

EIEC 92 Eigenblut 517 Eingriff 506 Eingriffsraum 508 Einleitungsraum 354 Einmalgeschirr 484 Einwegmedizinprodukte 143 – Aufbereitung 143 – Klasse C 143 – Wiederaufbereitung 270 Einwegüberschuhe 270 Einzelzimmer 96, 165, 167, 172 Eiweißfehler 152 Electrolyzed Acid Water (EAW) 435 Elektrokoagulation 328 EMAS-Verordnung 283 Embolisation 444 Embryopathien 209 Emulsion 452 EN DIN ISO 15883-1 151 Endogene Flora 62, 69 Endogene Risikofaktoren 71 Endokarditis 86, 133 Endometritis 137 – postpartale 377 Endophthalmitis 414 – Keratoplastik 415 Endoskop 433 – Aufbereitung 434, 438 – – maschinelle 434 – – Endoskopzubehör 439 – bakteriologische Überprüfung 439 – Dichtigkeitstest 435 – Nachspülen 436 – Reinigungs- und Desinfektionsautomaten (7 ERDA) – Reinigungs- und Desinfektionsstandards 435 – Rekontamination 434 – Spülflasche 434 – Sterilisation 436 – Trocknung 436 – Überprüfung 437 – Ventile 435 – Vorreinigung 435 Endoskopie, Creutzfeld-Jakob-Krankheit (vCJK) 437 Endoskopie, Zubehör 437 Endotoxin 390, 450 Energiebedarf 277 Energieeffizienz 277 Energieeinsparung 279 Energieoptimierung 280 Entbindungsverfahren 377 Enterale Ernährung 53, 60

533 Sachverzeichnis

Enteritissalmonellen 168, 477 Enterokokken 39, 69, 181 Enterokokkeninfektion 180 Enthemmer 234f – Universalenthemmerbouillon 238 Entsorgung, Altmedikamente 269 – infektiöser Abfall 265 – Körperflüssigkeit 263 – Laborchemikalien 266 Entsorgungswege, LAGA-Richtlinie 267 Enzephalitis 167 EO-Gassterilisation 149 – Fehler 149 – Überprüfung 149 EPEC 92 EPIC-Studie 49 Epidemie 21 Epidemiologie 20 Epiglottitis 167 Episkleritis 414 ERCP 444 ERDA (Endoskopreinigungs- und Desinfektionsautomaten) 434 – Desinfektion des Spülwassers 434 – Rekontamination 436 – Spülwasser 436 Ernährungsberater 406 Ernährungssonde 53, 513 Erreger 28ff, 167 Erregerquellen 26 Erregerwechsel 123 ESBL 183ff – Carbapenemresistenz 184 – Diagnostik 184 – Isolierung 185 – Präventionsmaßnahmen 185 – Selektion 184 Escherichia coli 39, 51, 69, 92, 168 Escherichia coli 0157:H7 (EHEC) 478 Esp-Gen 181 ETEC 92 Ethanol 94, 153 Ethylenoxid (EO) 149 Euroblume 251 Evidenz 24 Evidenzbasierte Empfehlungen 46 Exit-Point-Infektion 396 Exogene Infektionsquellen 62 Exogene Risikofaktoren 71 Extended-Spectrum-Betalaktamasen (7 ESBL) Externe Beratungseinrichtung 14 Extubation 54, 354

F Fadenpilze 102 Fahrradbenutzung 281 Fallkontrollstudien 23 Fangopackung 473 Farbstoff 254 Feinstaubmaske 104, 404 Feuchtarbeit 249 FFP2-Masken 105, 166, 192f, 205 FFP3-Masken 192 FIFO-Prinzip 157 FIGR-Formblatt 251 Fingerprint 176 Fläche 94, 234 Flächendesinfektion 154, 257, 316 – Intensivstation 249 – OP 249 – Robert-Koch-Institut 248 Flächendesinfektionsmittel 248 – Umweltverträglichkeit 252 Fleckenwäsche 491 Fleckfieber 167 Flexible Optik 424 Flöhe 168 Flüssigseife 308 Formaldehyd 149, 152 – Sterilisation 149f Formaldehydsterilisatoren, Überprüfung 150 Francisella tularensis 525 Fremdkörper 63, 131, 336 Frühstücksbüffet 483 Füllwasser 472 Funktionstüchtigkeit 156 Fußbodenbelag (7 Bodenbelag) 293 Fußbodendesinfektion 248f Fußmykose 471 Fußsprühanlage 473

G Ganzkörperwäsche 179 Gasbrand 168 Gassterilisation 149 – Desorptionszeiten 149 Gastroenteritis 89, 92, 95, 136, 168 – Erreger 89 – Meldepflicht 95 – Risikofaktoren 89 Gastrointestinale Endoskopie 433 Gastrointestinaltrakt 136

Geburtsbadewanne 384 Geburtshilfe 376 – Harnwegsinfektion 378 – Wundinfektion 378 Gefährdungsbeurteilung 210f GefStoffV 256 Gelbe Dialyse 394 Gelbfieber 165 Gelenkinfektion 133 Gelenkinstrumente 155 Gelenkprothese 63 Gemeinschaftseinrichtungen 92 Genitaler Herpes 380 – Übertragungsrisiko 381 Geschirr 317 Geschirrspülstraße 481, 483 Geschlechtsorgane 137 Geschlossene Absaugsysteme 56, 59 Gesundheitsamt 6, 507 Getrenntsammlung 272 Giardiasis 94 Gipsverband 337 GISA 175 Glasmaterialien 465 Glaukomoperation 415 Glucoprotamin 152 Glutaraldehyd 152 Glykopeptidresistente Enterokokken 180 Glykopeptidresistenz 181 Gonokokken 169 – Infektion 382 Großküche 477 – Erreger 477 Guedel-Tuben 52 Guidelines der CDC 11 Gürtelrose (7 Herpes zoster) 208 Gynäkologische Eingriffe 385 – Personalinfektionsrisiko 385 – postoperative Infektion 385

H Haare 314 Haarentfernung 333 HACCP-Konzept 142, 479 Haemophilus influenzae 169 Hämatoonkologie 403 Hämatopoetische Stammzelltransplantation (HSZT) 103, 105 Hämodialyseanlage 389 – Kontamination 390 – Wasseraufbereitung 389

C–H

534

Sachverzeichnis

Hämolytisch-urämisches Syndrom (HUS) 92 Hämorrhagisches Fieber (VHF) 165 Hand- und Winkelstück 429 – Aufbereitung 430 Hände 307 – residente Flora 308 Händedekontamination 310 Händedekontaminationspräparat 481 Händedesinfektion 10, 46, 54, 58, 308 – chirurgische 310, 330 – Compliance 350 – hygienische 308 – infektiöses Material 311 – Kitteltaschen-Flaschen 311 – Kontaminationsgefahr 311 – multiresistente Erreger 311 – Ringe 330 – Schmuck 308 Händedesinfektionsmittel 94, 310, 330 – alkoholische 310 – Spender 294, 311 – Wiederbefüllung 312 Händehygiene 177, 307 – Bürsten 331 – Compliance 177, 312 – evidenzbasierte Empfehlungen 311 – Farb- und Parfümstoffe 310 – Hygienestandard 321 Händewaschen 307 Handinstrumente 429 Handschuhe 10, 55, 58, 167, 215, 312 – Desinfektion 313 – Latex- 313 – Latexallergie 313 – Nitril- 313 – Perforation 312 – PVC- 313 – sterile 312 Hantaviren 101 Hantavirusinfektion 165 Harnblasenkatheter 37 Harnblasenkatheterisierung 40 Harnwegsinfektion 28, 37f, 132 – Erregerspektrum 39 – Kosten 300 Haut 308 – Flora 80, 308 Hautdesinfektion 317, 334 – Einwirkzeit 317 Hautdesinfektionsmittel 85 Hautinfektion 137 Hautmilzbrand 522 Hautschutzpläne 249 HBV-Screening 395

HCV-Infektion 382 Heat moist exchanger (HME) 355 Hebamme 385 Heißluftsterilisation 147 – Fehler 147 – Überprüfung 147 HEPA-Filter 221, 404 HEPA-Filtration (High-EfficiencyParticular-Air-Filtration) 104f Hepatitis 136 Hepatitis A, 168, 201 – präventive Maßnahmen 202 Hepatitis B 168, 199, 202 – Entbindung 381 – Postexpositionsprohylaxe (PEP) 202 – präventive Maßnahmen 202 Hepatitis C 168, 203 – präventive Maßnahmen 203 Hepatitis D 168 Hepatitis E 168 Hepatitis F 168 Herpes simplex 169, 380 Herpes zoster (7 Gürtelrose) 208 Herstellerangaben 141 Herzchirurgie 74 HICPAC/CDC-Empfehlungen, Kategorien 163 HIV-Erkrankung 95 HIV-Infektion 59, 199, 203, 382 – Postexpositionsprophylaxe 203 – Stich- und Schnittverletzungen 204 HME-Filter 55f HNO – ärztliches Instrumentarium 422 – Endoskop 422 – Behandlungseinheit 421 – – Keimbelastung 421 – – Keimfilter 421 – Patient 420 – – Antibiotikaprophylaxe 423 Hochdosischemotherapie 402 Hochkontagiöse Erkrankungen 503 Hochkonzentrat 249, 253 Hochpathogene Erreger 172 – RKI 172 Homöopathie 517 Hornhautabstrich 414 Hüftgelenkendoprothetik 223 Husten 99 Hyaluronidase 181 Hydrotherapie 473 – Desinfektion 473 – Reinigung 473 Hygienefachkraft/ -beauftragter 5f, 14ff Hygienekommission 13

Hygienemerkblatt 318 Hygieneplan 6, 45, 164, 257, 318 Hygienestandard 6, 11, 318 Hyperchlorieren 113 Hypochlorit 254 Hypothermie 74 Hysterektomie 137

I Immunstatus 402 Immunsuppression 59, 102 Immunsupprimierte Patienten 400 – Bautätigkeit 404 – Besucher 407 – Erreger exogener Infektionen 401 – Getränke 406 – Händehygiene 405 – Hautpflege 405 – Hygienemaßnahmen des Personals 402, 406 – Hygienestandards 403 – Infektionen 401 – Maske 404 – multiresistente Erreger (MRSA, VRE) 409 – Mundhygiene 405 – Nahrungsmittel 406 – Patientenzimmer 403 – RLT-Anlage 404 – Wäsche 405 Impetigo 169 Impfschutz 407 Impfungen 199, 212 Implantat 131 Implantierte Katheter 408 Importierte Erkrankungen 172 Indikatoroperation 126 Infektionen 20, 164f Infektionserfassung 5 Infektionserreger 26 Infektionskontrollprogramme 299 – Kosten 299 Infektionskrankheiten 215 Infektionsrate 122, 125 Infektionsschutzgesetz (IfSG) 3f, 92, 95, 164, 199, 480 Infektionsvermeidung 163 – Hygienefachkraft 163 – personelle Voraussetzung 163 Infektionsweg – extraluminaler 38 – intraluminaler 38

535 Sachverzeichnis

Infektiöse Patienten, Hinweisschild 315 Infektiöser Abfall 264 – desinfiziert 266 – Entsorgung 265 Infiziertes Personal 214 – Risikobeurteilung 214 Influenza 100, 169 Informationsfluss 500 Infusion 353 Infusionsbesteck 84 Infusionssystem 365 – Wechselintervall 365 Inkontinenzunterlage 492 Inkubationszeit 122 Inkubator 366 Inlinefilter 365 Inokulum 63 Instrumente 151, 156 – kontaminierte 155 Instrumentendesinfektion 150 Instrumentendesinfektionsmittel 152 Instrumententisch 330 Integron 184 Intensivmedizin 124 Intensivstation 29f, 49, 124, 350 – Arbeitsflächen 350 – baulich-funktionelle Erfordernisse 351 – Besucher 350 – Flächendesinfektion 350 Intensivstation, multiresistente Erreger 351 – Reinigungs- und Desinfektionsplan 357 – RLT-Anlage 351 – Schutzkittel 350 – Wasser 352 International Organization for Standardization (ISO) 8 Interventionelle Radiologie 445 – Hygienemaßnahmen 445 Interventionsstudien (RCT) 24 Intraabdominale Infektion 137 Intrakutantest 207 Intubation 50f, 57, 59, 354 – nasale 52 Invasive Aspergillose (IA) 101f Inzidenz 21, 121 Isoliereinheiten 105 Isolierung 162f – Lungentuberkulose 172 – MRSA 166 – räumliche 166 – Schulungen 164

– Tuberkulose 172 – Unterdruck 172 Isolierungsanforderungen 167 Isolierungsmaßnahmen 164 – HICPAC/CDC-Empfehlungen 164 Isolierungsprotokoll 165, 179 Isolierzimmer 164f Iso-Propanol 153

K Kaffee 406 Kaiserschnitt 377 – postoperative Wundinfektion 378 Kanüle 262 Kaskade 365 Kaskadenimpaktor 227 Kaskadenverdampfer 55 Kataraktoperation 415 Katheter 40, 78 – Antibiotika 80 – antimikrobiell beschichtet 85 – Chlorhexidin-Sulfadiazin 85 – Katheterlumen 80 – Kolonisation 79 – Rifampicin-Minocyclin 85 – routinemäßiger Wechsel 84 – Verband 84 Katheterinfektion 78, 80f – Time-to-positivity-Technik 81 Kathetersepsis 79f, 85 – Antibiotikatherapien 86 – Erreger 80 – Prävention 84 – Referenzwerte 81 – Risikofaktoren 82f – Therapie 86 Katheterset 43 Katheterspitze 79 Kehlkopftuberkulose 189 Keratitis 414 Keratoconjunctivitis epidemica 416 Keuchhusten (7 Pertussis) 170, 207 Kinder, Beatmungstherapie 365 – Gefäßkatheter 363 – implantierter Katheter 364 – Infektionserreger 362 – Infusionstherapie 364 – Katheterinfektion 365 – nosokomiale Infektionsraten 362 – ZVK 363 Kinderkrankheiten 208 Kinetische Betten 53

H–K

Kinetische Therapie 60 KISS (7 Krankenhaus-InfektionsSurveillance-System) Kittel 167, 314 Klammern 337 Kläranlage 288 Kleinklimagerät 508 Klimaanlage 101 Klimatisierung 279 Knochenmarktransplantation 402 Koagulasenegative Staphylokokken 63, 69 Kohortenisolierung 166 Kohortenstudien 22 Kolonisation 21, 110, 123 Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) 7 Komplementärmedizinische Verfahren 516 Kompresse 318 Kondenswasser 55, 145 Konformitätsbewertungsverfahren 4 Konjunktivalabstrich 414 Konjunktivitis 135, 169, 414 Kontakt 164 Kontaktgläser 418 Kontaktinfektion 165 – Maßnahmen 165 Kontaktlinsen 416 Kontamination 21, 316 Kontaminationsgrad 64 Kontrastmittel 446 Kontrollscreening 178 Kopflausbefall 370 Körperflüssigkeit 275 Kosten 299ff – Harnwegsinfektion 300 – Infektionskontrollprogramme 299 – nosokomiale Pneumonie 302 – postoperative Wundinfektion 300 – Sepsis 301 Kraft-Wärme-Kopplungsanlage 278 Krankenhausabfall 262, 269 Krankenhaus – Abwasser 274, 289 – Hygieniker 5, 13 – KISS (Krankenhaus-InfektionsSurveillance-System) 28, 124, 164 – Verweildauer 70, 298f Krankentransport 499 – Flächendesinfektion 501 – hochkontagiöse Erkrankungen 503 – Hygieneplan 500 – Infektionserkrankung 501 – Infektionspatient 502

536

Sachverzeichnis

Krankentransport – Lungentuberkulose 502 – multiresistente Erreger 502 – Postexpositionsprophylaxe 503 – Standardhygienemaßnahmen 500 Krätze 169, 370 Kreisteil 58, 355 Kryptosporidien 95, 152 Küchenhygiene 477 – § 43 IfSG 480 – Arbeitskleidung 481 – Händehygiene 481 – Küchenuntersuchung 244 – Personalhygiene 480 – Regelungen 478 – Reinigung und Desinfektion 481 – Schädlinge 484 – Umgebungsuntersuchung 482 Kühlkette 480 Kühltürme 111, 113, 231 Kühlung 278 Künstliche Fingernägel 308, 330

L Labor – Arbeitsplatz 463 – – Arbeitsfläche 464 – – Infektionsrisiko 464 – Ausstattung 465 – Befunde 123 – Probe 466 – – Versand 466 Laboratorium 462 – Impfschutz 464 LAGA-Richtlinie 262 – Entsorgungswege 267 Lagerzeiten 157 Lamblien 94 Lamellenstrahlregler 113, 115, 230, 294, 405 Laminar-Air-Flow 73, 404 Laminar-Air-Flow-(LAF-)Bänke 450, 452 Laminat 494 Langzeitbeatmung 54 Langzeitkatheter 85 Laparoskopische Eingriffe 67 Lasertherapie 386 – Infektionsrisiko 386 Lassa-Fieber 101, 165 Late-onset-Pneumonie 110f Latex 329

Latex – Allergie 330 – Handschuhe 313 – Katheter 41 Läusebefall 169, 370 – topische Therapeutika 370 Lebensmittel 92, 480 Lebensmittelhygieneverordnung (LMHV) 479 Lebensmittelinfektion 477 – Clostridium perfringens 478 – Listeriose 478 – S. typhi 477 – Staphylococcus aureus 477 Legionella pneumophila 108 Legionellen 108f, 228 – Antigennachweis 108 – Aspiration 111 – Dekontamination 113 – immunkompromittierte Patienten 115 – Infektion 108 – Inhalation 111 – Leitungswasser 228 – Leitungswasserproben 112 – Nachweis 242 – nosokomiale Infektion 114 – PCR-Nachweis 242 – Pneumonie 110 – Prävention 114f – Präventionsmaßnahmen 112 – Probenahme 242 – Prophylaxe 229f – – immunsupprimierte Patienten 230 – – Wasserfilter 230 – Risikobereiche 111 – Risikofaktoren 111 – RLT-Anlagen 231 – Sanierung 228 – Trinkwasserverordnung 112, 228 – Typisierung 114 – Wasseruntersuchungen 231 Legionellose 108, 114, 122, 127 – Inkubationszeit 110 – nosokomiale 110 – reiseassoziierte 110 Leistenabstrich 178 Leitungswasser 113, 240, 352, 404 Letalität 32, 51 – attributive/ zuschreibbare 32, 51 Life-island-Zelt 403 Linezolid 180 – Resistenzentwicklung 180 Liquor (7 Lumbalpunktionen) 158

Listeria monocytogenes 379, 478 Listeriose 169 Literaturrecherche 24 Lochialsekret 378 Lock 86 Longitudinalstudien 22 Longitudinaluntersuchung (7 Inzidenz) 121 Luftbefeuchter 220 Luftfilter 220 Luftkeimmessungen 104 Luftkeimzahl 223, 226f – Bestimmung 243 – Impaktionsverfahren 226 – Impingementverfahren 226 Luftreinheitsklasse 450, 452 Luftverschmutzung 277 Lumbalpunktion 158, 322 Lungenfunktionsgeräte 56 Lungenmilzbrand 522 Lungenpest 523 Lungentuberkulose 189 Lymphadenitis 137 Lymphangitis 137

M M. xenopi 70 Maki-Methode 80 Makrorestriktionsanalyse 176 Marburg-Fieber 165 Masern 101, 169, 207, 367 – Impfung 207 Maske 105, 193, 313, 328 – Ausatemventil 313 – chirurgische 313, 329 – Dichtsitz 193 Mastitis 138 Mastoiditis 135 Matratze 316 – Schonbezug 492 MDRTB 189, 193 MecA-Gen 175 Median 30 Mediastinitis 134 Medikamente zur Injektion 353 Medizinisches Bad – Desinfektion 473 – Reinigung 473 Medizinprodukt 4, 8, 142, 159 – Betreiberverordnung 4, 141f – Hersteller 142 – Kritisch B 141

537 Sachverzeichnis

– Kritisch C 141, 159 – kritisches 142, 315 – Risikokategorien 315 – semikritisches 142, 315 – thermolabiles 149 – unkritisches 142, 315 Medizinproduktegesetz 4 Medizinprodukterichtlinie 141 Mehrdosisbehältnis 353, 416 Mehrlumenkatheter 85 Mehrwegprodukt 270 Meldepflicht 6, 95 Membranfiltration 236 Meningitis 134, 169, 367, 369 – Antibiotikaprophylaxe 369 Meningokokken 167, 170 – Infektion 369 – Meningitis 100, 369 Metaanalyse 25 Methicillinresistenz 175 – koagulasenegative Staphylokokken 176 Mikroaspiration 53, 352 Milben 370 Milchkuh 367 Mineralwasser 406 Minimalinvasive Techniken 66 Mischabdeckung 494 Mistelpräparat 517 Mononukleose 170 MRSA 39, 126, 175 – Ausbruchssituation 178 – Barrieremaßnahmen 176 – Dekontamination 177 – Einmalhandschuhe 177 – Einzelzimmer 176 – Eradikation 179 – Flächen 177 – Flächendesinfektion 177 – Frühwarnsystem 179 – Händedesinfektion 177 – Handschuhe 177 – Isolierung 176 – klonale Ausbreitung 176 – Kohortierung 176 – Kontrolle 179 – – Kontrollabstriche 179 – Linezolidresistenz 175 – Masken 177 – Präventionsmaßnahmen 179 – Sanierung 179 – Sanierungsstrategien 178 – Schnellnachweisverfahren 178 – Schulungsmaßnahmen 179 – Schutzkleidung 177

– Screening 127 – Screnningprogramm 178 – Sepsis 175 – Träger 178 – Vancomycinresistenz 180 – Wischdesinfektion 177 – Wundinfektion 74 Mukositis 405 Mukoviszidose 361 Multi drug resistent M. tuberculosis (MDRTB) 189, 193 Multilokus-Enzymelektrophorese (MLST) 176 Multiresistente gramnegative Erreger 185 – Einzelzimmer 185 Multiresistente M. tuberculosis-Stämme 189 Multiresistenz 122 Multivariate Regressionsanalyse 22 Mumps (7 Parotitis epidemica/ infectiosa) 170, 207, 367 – Impfung 207 Mund-Nasen-Schutz 165 Mundpflege 53, 60 Mundrauminfektion 135 Mundschutz 167 Mundspüllösung 352, 405 Mupirocin 74f, 332 – Nasensalbe 74, 393 – Resistenz 74 – Salbe 179 Muttermilch 244, 367 Müttersterblichkeit 376 Mycobacterium-tuberculosis-Komplex 189 – M. africanum 189 – M. bovis 189 – M. canetti 189 – M. microti 189 – M. tuberculosis 189 Myelographie 445 Myokarditis 134 Myositis 137

N Nabelkatheter 364 Nabelpflege 366 Nadelstichverletzung 213 – Blutentnahmesystem 213 Nährmedium 237 Nahtmaterial 63

K–O

Nahverkehr 281 – Universitätsklinikum Freiburg 281 Nahverkehrsnetz 281 Narkosegerät 55 Narkosezubehör 356 Nasen- und Ohrentropfen 423 Nasenabstrich 178 Nasszelle 294 National Nosocomial Infections Surveillance System (NNIS) 124 Natriumhydroxid 160 Naturschutz 280 Nekrotisierende Enterokolitis (NEC) 125 Nekrotisierende Fasziitis 137 NEO-KISS 125 Neugeborenenintensivstation 362 Neuraltherapie 517 Neutropenie 102, 400, 404 Neutropeniedauer 402 Neutropenietage 126 Niedertemperatursterilisationsverfahren 148 Niedrigtemperaturplasmasterilisation (NTP) 148f Nierentransplantation 409 Niesen 99 Nitrilhandschuhe 313 NNIS-Risikoindex 65 Nonfermenter 109 Norm 9, 11 – DIN-Normen 9 – ISO-Normen 9 – Rechtsnormen 9 Noroviren 90, 94, 96, 168 Nosokomiale Augeninfektion 413ff – Aufbereitungsverfahren 418 – Augentropfen 415 – endotracheales Absaugen 415 – Medizinprodukte 418 – Prävention 416 Nosokomiale Epidemien 88 Nosokomiale Infektionen 5, 20 – CDC-Definitionen 122 – Definitionen 122 Nosokomiale Pneumonien, Kosten 302 NRZ 67 Nukleotom 70

O Obere Atemwege 136 Oberfläche 234 – Kontaminationsgrad 292

538

Sachverzeichnis

Oberkörperhochlagerung 52 Octenidin 85, 367 Octenidinhydrochlorid 338 Odds-Ratio (OR) 24 Ökobilanz 271 Ökotoxikologische Bewertung 285 – Antibiotika 286 – Arzneimittel 286 – Desinfektionsmittel 286 – Kontrastmittel 286 Omphalitis 379 ONKO-KISS 125, 403 OP-Abdeckung 329, 493 Operations-/ OP– Bereichskleidung 328 – Einheiten 295 – Handschuhe 329 – Haube 328 – Hygiene 328 – – Empfehlungen 331 – – Entsorgung 336 – – Extubation 337 – – Fußbodendesinfektion 338 – – Händewaschen 331 – – Instrumentarium 336 – – Intubation 337 – – mikrobiologische Untersuchungen 339 – – MRSA 339 – – Oberflächen 338 – – parenteral übertragbare Infektionen 340 – – präoperative Hautantiseptik 334 – – Reinigung 338 – – Reinigungs- und Desinfektionsplan 342 – – Transport 334 – – Umwelt 342 – – Verbandsmaterial 337 – – VRE 339 – – Wischdesinfektion 338 – – KISS 66ff, 126 – Mantel 329 – Personal 335 – Raum/ Saal 72, 228 – Schuhe 328 – Situs 328 – Technik 71 Optik 422, 424 – flexible 424 – starre 424 Orbitalphlegmone 414 Organisationsverschulden 11 Organtransplantation 112, 402, 409 Organtuberkulosen 195

Oropharyngeale Flora 55 ORSA 175 Orthophthalaldehyd (OPA) 152 Osteomyelitis 133 Otitis 135 Otitis externa 421, 471 Otitis media 420 Outbreak 31 – Outbreak-Database 31 Oxidationsmittel 152 Ozongerät 517 Ozonisierung 472

P P. aeruginosa 108f, 472 – Pneumonien 111 – Umgebungsquellen 112 Pädiatrische Abteilung, Atemwegsinfektion 368 – Händehygiene 366 – Isolierungsmaßnahmen 367 Pandemie 21 Parenteralia 365 Parotitis epidemica (7 Mumps) 207 Parotitis infectiosa (7 Mumps) 170 Partikelfiltrierende Halbmaske 206 Partikelfiltrierende Maske 101, 166 Partikelzahl 223, 226 Partikelzählgeräte 225 Patientenabdeckung 334 Patientenbett 109 Patientenschleuse 334 Patientenzimmer 293f, 351 Pediculus capitis 370 Pediculus corporis 370 PEG-Sonde 352, 514 Penicillinbindendes Protein 175 Peressigsäure 152, 435 Perfusor 445 – Rückschlagventil 446 – Spritze 354 – Viren 446 Perikarditis 134 Perioperative Antibiotikaprophylaxe (PAP) 73, 335 Periorbitale Hautantiseptik 417 Peripherer Zugang 79 Peritonealdialyse 392, 395 – Infektionsprophylaxe 396 Peritonitis 395 – Erreger 395 Perkutane Drainage 445

Peroxid 255 Personal, Compliance 349 – infiziertes oder kolonisiertes 332 – nichtmedizinisches 315 – Screening 178 – Sterilisationsabteilung (7 Sterilisationsabteilung) 153 – Training 84 Pertussis (7 Keuchhusten) 170, 207 – Impfung 207 – Prävention am Arbeitsplatz 207 Pest 521 – biologische Waffen (7 biologische Waffen) 522 Pflegeheime 59 Phakoemulsifikation 415 Pharmaka 287 Pharyngitis 100 Phosphat 254 Photovoltaik 278 Physiotherapeut 470 – Schutzkittel 470 Physiotherapieabteilung 469 – Flächendesinfektion 471 – Händedesinfektion 470 – Maske 470 – MRSA 471 – multiresistente Erreger 470 Pilze 26, 39 Pilzinfektion 101 Pilzsporen 103 Plasmasterilisation 148 – Fehler 148 – Sterrad® 148 – Überprüfung 148 Plasmide 26 Pleuraempyem 132 Pneumokokken 57, 167 – Impfung 57, 59 Pneumonie 28, 49, 54, 131 – attributive Letalität 302 – beatmungsassoziierte 49f – Early-onset 51 – Erreger 51 – Krankenhausverweildauer 302 – Late-onset 51 – nosokomiale 49 – Pathogenese 51 – postoperative 60 – Prävention 57 – Rate 56 – Risiko 57, 60 Pocken 170, 521, 524 – Diagnostik 524 – Impfung 524

539 Sachverzeichnis

– Infektion 524 – Orthopoxviren 523 Polihexanid 338 Poliomyelitis 170 Pontiac-Fieber 110 Port 408 Port-a-cath-System 79, 86 Portsystem 364 Post-discharge surveillance 67 Postexpositionsprophylaxe (PEP) 202 Postoperative Augeninfektion 415 – körpereigene Flora 415 – perioperative Antibiotikaprophylaxe 417 – Spüllösung 415 Postoperative Wundinfektion 29, 126 – Kosten 300 – Krankenhausverweildauer 301 Postpartale Endometritis 37 Präoperative Rasur 72, 333 Prävalenz 21f, 121, 128, 376 – Geburtshilfe 376 – Gynäkologie 376 Prionen 423, 437 Produktbewertung 273 Produkthaftung 142 Prospektiv 121 Prüfbeladung 151 Pseudomonas aeruginosa 51, 421 Pulmonale Aspergillose 101 Pulmonaliskatheter 82 Pulsfeld-Gelelektrophorese (PFGE) 176 Pulvernahrung 245 Punktion 318 PVC-Handschuhe 313 PVP-Iod-Lösung 404 Pyelonnephritis 37

Q Qualitätsmanagement 4, 120, 283 Qualitätsmanagementsystem 141 Qualitätssicherung 4, 8 Querschnittsstudien 22 Querschnittsuntersuchung (7 Prävalenz) 121, 128

R Radiologieabteilung 443 – Hepatitis B, C 444

– HIV 444 – Lungentuberkulose 444 – MRSA 443 RAMS-Bioindikator 483 Rasur 72 Rauchprüfröhrchen 227 Raumklima 219 Raumlufttechnische Anlagen 508 – ambulant operierende Zentren 508 – postoperative Wundinfektion 508 Raumtemperatur 219, 280 Reaktivierung 401 Recapping 212 Referenzdatenbank 124, 129 Regenerative Energien 278 Regenwasser 276 Regionalanästhesien 356 Reinigungs- und Desinfektionsmaschinen 150, 156, 259 – Charge 151 – Überprüfung 151, 245 – Validierung 151 Reinigungs- und Desinfektionsplan 318 – Allgemeinstation 318 – Alten- und Pflegeheime 514 – Apotheke 454 – Augenheilkunde 418 – Dialyse 397 – Endoskopie 440 – Immunsupprimierte Patienten 410 – Intensivstation und Anästhesie 356 – Krankenhausküche 484 – Laboratorien 467 – Operative Abteilungen 342 – Pädiatrie 371 – Physiotherapie 474 – Radiologie 446 – Rettungsdienst 503 – Transfusionsmedizin 460 – Wäscherei 494 – Zahnmedizin 431 Reinigungsmittel 248 – biologische Abbaubarkeit 252 – Dosierhilfe 256 – Inhaltsstoffe 253 – Produktpalette 249 – Umweltverträglichkeit 251f Reinigungspersonal 315 Reinigungstextilien 258 Reinraumklasse 450 Reinwasser 472 Rekontamination 151 Relatives Risiko (RR) 22 Reserveantibiotika 175

Resistenz 5, 108, 184 – Kontrollstrategien 185 Respiratorhaube 503 Respiratorische Isolierung 192 Retrospektiv 121 Rettungsdienst 499 Rhinoplastiken 420 Richtlinien des RKI 11 Ricin 526 Ringelröteln 209 Risikoanalyse 164 Risikobewertung 141 Risikofaktoren 23, 120 Risikoindex 65 Risikoklasse 142 Risikoklassifikation 142 Risikopatient 402 RKI (7 Robert Koch-Institut) RLT-Anlage 104, 218, 404 – Abnahmeprüfung 224 – Filter 220 – Filterklassen 221 – Filterwechsel 227 – Gelenkendoprothetik 223 – Kontrolle 225 – Kühlregister 220 – Luftkeimsammlung 225 – Luftströmung 227 – Lüftungsanlagen 218 – Luftuntersuchungen 227 – Luftwechselzahlen 228 – OP-Betrieb 228 – OP-Räume/ OP-Säle 221f – Partikel 226 – Partikelzählung 225 – Schwebstofffiltersystem 226 – Teilklimaanlagen 218 – Turbulenzen 228 – Überprüfung 223 – Überströmen der Zuluft 227 – Vollklimaanlagen 218 – Zuluftvolumenstrom 228 Robert Koch-Institut (RKI) 5, 72, 141 – Empfehlungen 163 – – Kategorien 163 Rodac-Platte 234f Röntgenkontrastmittel 275 Röntgentisch 446 Rotavirus 90, 93, 96, 168 – Infektion 368 – Spielzeug 97 Röteln 170, 207, 379 – Impfung 207 Rotierende Instrumente 429 Routinelaboratorium 462

O–R

540

Sachverzeichnis

RSV-Infektion 368 RS-Viren 362 Rückflussventil 43 Rückkühlwerke 113, 231 Rückschlagventil 445 Rückstellprobe 483

S S. aureus (7 Staphylococcus aureus) Salat 406 Salbenraum 454 Salmonella typhi/paratyphi 168 Salmonellenenteritis (7 Enteritissalmonellen) Salmonellose 91, 368 – Dauerausscheider 91 Sammelbehältnis 263 Sanitärräume 294 SARI-Projekt 172 SARS 101, 170, 172 – Isolierungsmaßnahmen 172 Sauger 421 Säuglingsnahrung 367 Säuglingssterblichkeit 376 Säurefeste Stäbchen 190 Scharlach 170 Schimmelpilz 101, 404 – Sporen 102 – Typisierung 104 Schleimhautdesinfektion 317 Schleuse 351, 355 Schlitzsammler 227 Schmuck 310 Schnittblumen 403 Schröpfen 518 Schürze 314 Schutzanzug 314 Schutzausrüstung 212 Schutzbrille 314 Schutzhandschuhe, medizinische 313 Schutzhaube 314 Schutzkittel 314 Schutzkleidung 363 Schwangere 209 – Beschäftigungsverbot 209 – Gefährdungsbeurteilung 209 – Immunität 209 – Impfungen 209 Schwangerschaft 377 – Aids 382 – Hepatitis B 381 – Hepatitis C 382

– Herpeserkrankung 380 – HIV 382 – Rötelninfektion 379 Schwebstofffilter 104, 221, 223, 226f Schwimmbad 472 – Konjunktivitis 471 – mikrobiologische Anforderungen 472 Screening zur Kontrolle von MRSA 178 Screeninguntersuchungen 45 Sectio 377 Sedimentationsplatten 226 Seifenfehler 152 Sekret 52 – Drainage 52 Selektive Darmkontamination (SDD) 54 Semmelweis, I.. 375 SENIC-Studie 163f Sepsis 28, 78, 80, 86, 131, 363 – Kosten 301 – Krankenhausverweildauer 301 Septische Eingriffe 72, 338 Serratia marcescens 458 Shigella spp. (Shigella spezies) 90, 168 Shigellose 92 Shuntpunktion 393, 396 – Infektionsprophylaxe 393 Sicherheitsdatenblatt (SDB) 250 Sicherheitswerkbank 450 Siebstrahlregler 109, 113, 230, 436 Siedlungsabfall 269 Silberhydrogel 42 Silikonkatheter 41 Sinusitis 52, 110, 136 Siphon 109f Skabies (7 Krätze) Small colony variants 108 Society for Healthcare Epidemiology of America (SHEA) 176 Softdrink 406 Solarenergie 278 Sondenkost 352 Spaltlampe 418 Spa-Typisierung 176 Speiseabfall 483 Spenektomie 59 Spieltier 367 Spielzeug 367 Spielzimmer 367 Spinalabszess 134 Spongiforme Enzephalopathien 158 Sporen 26, 100, 102 Sporenpäckchen 246 Spraywasser 429

Spritzschutz 294 Spülstraße (7 Geschirrspülstraße) Sputum 49 Stammzelltransplantation 112, 126, 402 Standardarbeitsanweisung 151 Standardbett 493 Standardhygienemaßnahmen 164 Ständige Impfkommission am RKI (STIKO) 7, 202, 212 Staphylococcal cassette chromosome (SCCmec) 176 Staphylococcus aureus 39, 51, 69, 100, 170, 332, 392 – Besiedlung 73 – Enterotoxinbildung 477 – Infektionen 170 – Resistenzentwicklung 175 – Träger 74, 332 Staphylococcus pyogenes 100 Staphylokokken 166 – Infektion 170 Starre Optik 424 Staubsauger 259 Staubschutzwand (7 Umbaumaßnahmen) 296 Steckbecken 317 Stenothrophomonas maltophilia (S. maltophilia) 109f – Bakteriämien 111 – Beatmungstherapie 110 – Late-onset-Pneumonie 111 – Risikofaktoren 112 Steriles Aqua dest 405 Steriles Wasser 113, 115 Sterilgut 157 – Lager 156 – Lagerzeiten 157 Sterilisation 4, 143 – Container 145, 157 – Folie 157 – Heißluftsterilisator 147 – Indikator 145 – Papier 157 – Parameter 147 – Sterilität 4 – Sterilverpackung 4 – Wirtschaftlichkeit 150 Sterilisationsabteilung 143, 153f – räumliche Aufteilung 155 – Reinigungs- und Desinfektionsplan 154 Sterilisator 246 Sterilitätsprüfung 236 – Inkubationszeit 238

541 Sachverzeichnis

Stich- oder Schnittverletzung 202, 213, 262 STIKO (7 Ständige Impfkommission am RKI) Stillen 382 Strahlregler 230 Stratifizierung 23 Streptokokken 63 – Gruppe A (GAS) 169, 376, 378 – – Infektion 170, 339, 378 – Gruppe B (GBS) 379 Stressblutungsprophylaxe 53, 60 Strom 278 Stuhluntersuchung 95 Subglottischer Raum 52 Sucralfat 53 Sulbactam 108 Suprapubischer Katheter 41, 46 Surveillance 58, 66, 120ff – aktiv 121 – Ausbruch 120 – Daten 128f – Definition 120 – diskontinuierlich 121 – Indikator 123 – Interpretation 129 – kontinuierlich 121 – Kosten-Nutzen-Effektivität 128f – Kulturen 56 – Methoden 121 – MRSA 127 – passiv 121 – Präsentation 129 – rotierend 129 – Standardisierung 124 – Stratifizierung 124 Syphilis 171 Systematisches Review 25 Systemische Infektion 138

T Taktbandanlage 156 Tätigkeitsverbot 199 Technische Regel für Biologische Arbeitsstoffe (TRBA 250) 10, 200, 210 Tee 406 Teicoplanin 181 TEM-Typ 184 Teppichboden 260 Tetrazykline 180 Textilien 493 – OP-Bereich 493

Therapiebäder 471 – Desinfektion 471 – Reinigung 471 Thermische Desinfektion 150 Thorax- und Pleuradrainage 354 TIVA 355 Tonometer 418 Tonsillektomie 423 Topfpflanze 105, 403 Topfspüle 317 Trachea 51 Trachealkanüle 353, 422 – Aufbereitung 424 – Wechselkanüle 354 Tracheostoma 422 Tracheotomie 354 Training des Personals 84 Transfusion 457 – Kontamination 457 Transmission 21 Transplantation 102 Transport 53 Transurethraler Katheter 38, 46 TRBA 250 310 Trinkwasser 239, 241 – Flasche 241 – Grenzwerte 241 – Pseudomonas aeruginosa 241 – Verbrauch 276 Trinkwassernetz 228 – chemische Desinfektion mit Chlor 229 – chemische Desinfektion mit Chlordioxid 229 – thermische Desinfektion 228 – Warmwasserbereiter 228 Trinkwasserverordnung 108, 239 – Enterokokken 241 – Escherichia coli und koliforme Bakterien 241 – mikrobiologischer Parameter 240 Trommelfell 421 Tröpfcheninfektion 27, 99, 165 – Zusatzmaßnahmen 165 Tröpfchenkerne 99f, 165, 189 Tuberkulinkonversion 216 Tuberkulintest 207 – Mendel-Mantoux 207 Tuberkulose 100, 171, 188 – Abfall 194 – Aerosol 192 – aktive 190 – Ausscheidungen 194 – Bronchoskope 191 – Bronchoskopie 192, 195

– – – – – – – – – – – – – – –

R–U

Einzelzimmerisolierung 172 FFP2-Maske 206 FFP3-Maske 206 Flächendesinfektion 194 Infektiosität 190 Instrumentendesinfektion 194 Intensivstation 195 Inzidenz 188 Isolierung 192f latente 190 Lungentuberkulose 190 Magensaftuntersuchung 193 nosokomiale Übertragung 191 offene 190, 192 – Maßnahmen bei Beschäftigten 206 – Operation 195 – Organ- 190 – Präventionsempfehlungen 196 – Präventivmaßnahmen 172, 192 – Risiko 205 – – Gruppen 188, 191 – – Konversionsrate 205 – – Pathologie 205 – – Rechtsmedizin 205 – RLT-Anlage 194 – Schutzmaske 192, 206 – Transport 500 – tuberkulöse Meningitis 190 – Übertragung 188f – Umfelduntersuchung 206f – Urogenitaltuberkulose 190 – Wäsche 194 Tubus 51, 55, 57 – Tubuscuff 52 Tularämie 521, 525 Tupfer 318 Tupfertrommeln 158 Turbine 429 – Aufbereitung 430 Turbulenzarme Verdrängungsströmung 222 Tylosin 180 Typhus 96 Typhus/ Paratyphus 170

U Überschuhe 328 Übertragung 27 Übertragungsweg 100, 164, 172 ULPA-Filter 221 Ultraschallbad 155

542

Sachverzeichnis

Ultraschallkopf 366 Umbaumaßnahmen 295 – Staubbelastung 295 – Staubschutzwände 296 Umgebungshygiene 72 Umgebungskontamination 89 Umgebungsquelle 114 Umgebungsuntersuchung 112, 114, 234, 403 Umintubation 52 Umkehrisolierung 403 Umkehrosmose 389 Umweltmanagement 252, 282 Umweltpolitik 283 Umweltschutz 282 – Einsparpotenzial 282 Umweltzeichen 251 Unbehüllte Viren 93 Unfallverhütungsvorschriften 10, 488 Unterhaltsreinigung 249 Unterwassergeburt 383 – Badewanne 384 – Hygienemaßnahmen 385 – Infektionsrisiko für das Neugeborene 383 – Infektionsrisiko für das Personal 384 – Legionellen 383 Urethra 40 Urindrainagesystem 42, 45 Urinkulturen 37 Urogenitaltuberkulose 190, 193 UV-Desinfektion 230 UV-Strahlen 153

V Vacuumtestprogramm 145 Vagina 377 Vaginalsonde 377 Validierung 146 Vancomycin 74, 180f Vancomycinresistente Enterokokken (7 VRE) Van-Gen-Komplex 181 Variolavirus 523 Varizella-Zoster-Virus (VZV) 101, 379 Varizellen 171, 208, 367, 369 – Impfung 208 vCJK (7 Cretzfeldt-Jakob-Krankheit, neue Variante) Vektoren 27 Ventilator 220 Ventrikulitis 134

Verband 337 Verbrennungswunden 138 Verkehrsaufkommen 281 Verkehrsmittel 281 Verkehrswege 293 Vernebler 110 Verpackung 156f Verpackungsmaterialien 250 Verpackungsverordnung 272 Verweildauer 31 VHF (7 virales hämorrhagisches Fieber) Vierfeldertafel 22 Virales hämorrhagisches Fieber (VHF) 101, 165, 172, 521, 525 – Isolierung 172 – Labordiagnose 526 – Sicherheitsvorkehrungen 526 Viren 26, 39 Virulenz 63 Virusausscheidung 94 Virusgrippe (7 Influenza) VISA 175 Vitrektomiegerät 418 Vollimplantierte Kathetersysteme 408 – Nadelwechsel 408 Vorsorgeuntersuchung 208 Vorzeitiger Blasensprung 378 VRE (Vancomycinresistente Enterokokken) 180 – Ambulanzbesuche 183 – Besiedlung 181 – Flächendesinfektion 183 – Handschuhe 182 – Hygienemaßnahmen 181ff – Infektion 180f – Isolierung 182 – Pflegeutensilien 182 – Rektalabstrich 181f – Risikofaktoren 180 – Schutzkittel 182 – Screening 181 – Sepsis 180 – Stuhlkultur 181 – Transport 183 – Transposon 181 – Umweltpersistenz 180 – Verlegung 183 VRSA 175, 180

W Wandbelag 294 Wärmedämmung 277

Wärmeversorgung 278 Waschbecken 294 Wäsche 317, 487 – Continue-Anlage 490 – Infektionsrisiko 488 – infektionsverdächtige 488 – infektiöse 488 – Kommission 494 – Lagerung 491 – Sammelbehältnis 489 – Schutzkittel 491 – Transport 490 – Umweltbelastung 491 Waschverfahren 487, 490 Wasser, entmineralisiertes 156 Wasserbad 459 Wasserdampf 144 Wasserfallen 55, 58 Wasserfilter, bakteriendichte 404 Wasserkeime 108, 112, 406 – Intensivstation 113 – Präventionsmaßnahmen 113 – Übertragungswege 111 Wasserleitungssystem 113 Wassersparen 276 Wechselintervall 364f Weichmacher 254 Werkbank 465 Wertstofferfassungssystem 272 Wickeltisch 366 Wiederaufbereitung 143 – Kosteneinsparung 143 – Sondenkostspritzen 143 Windpocken 101, 171, 208, 369, 379 – Impfschutz 380 – Personal 380 Wischdesinfektion 366, 408 Wochenfluss 378 Wundantiseptika 337 Wundheilung 337 – sekundäre 337 Wundinfektion 62ff, 70ff, 130, 222 – CDC-Definitionen 64 – endogene Risikofaktoren 332 – Erreger 69 – exogene Risikofaktoren 333 – Kaiserschnitt 378 – Letalität 70 – MRSA-Infektionen 69f – Pädiatrie 67 – Pathogenese 63 – Prävention 72 – Risikofaktoren 71 – S. aureus 332 – Surveillance 339

543 Sachverzeichnis

– Übertragungswege 69 Wundinfektionsraten 68, 71, 126 Wundinfektionsrisiko 71 – Bluttransfusion 333 – Hypothermie 333 – präoperative Haarentfernung 333 – Raucher 332 Wundkontaminationsklassen 64

Y Yersinia enterocolitica (Y. enterocolitica) 93, 168

Z Zahnärztliche Behandlung 426 – Absaugvorrichtungen 427 – Aufbereitung 429 – Desinfektionsmaßnahmen 428 – Händehygiene 427 – Handschuhe 427 – Injektionen 428 – Instrumente 429 – Kontaminationsvermeidung 427 – Röntgeneinrichtungen 431 – Sterilisation 429 Zahnersatz 430 Zentrales Nervensystem 134 Zentralsterilisation 155 Zentralvenöser Katheter (ZVK) 78f, 85 – Asepsis 85 Zentrifugalsammler 227 Zirkulation 113 Zoster 171, 380 Zuluftdecken 222, 228 ZVK (7 Zentralvenöser Katheter) ZVK-assoziierte Sepsis 130 ZVK-Sepsis 82 ZVK-Tage 82 Zytomegalie 171, 209 Zytostatika 453 – Abfall 268 – Prozesskontrolle 453 – Zubereitung 450

U–Z